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AÑO 5 • Edición No. 1Agosto de 2013 • www.inta.gob.niFinanciado por: PASOS 2738/BL-NI

Manual práctico para el manejo de germoplasma de

Proyecto "Apoyo a la Producción de Semillas de Granos Básicos para la Seguridad Alimentaria de Nicaragua"PAPSSAN DCI-FOOD/2009/021-586

REPÚBLICA DE NICARAGUA

Manual práctico para el manejo de germoplasma de granos básicos

Una Publicación del Gobierno de Reconciliación y Unidad Nacional a través del Instituto Nicaragüense de Tecnología Agropecuaria (INTA)

Fuente de financiamiento : PASOS 2738/BL-NI

Información técnica : MSc. Donald Juárez Gámez (INTA) MSc. Oswalt Jiménez Caldera (INTA)

Revisión técnica : Ing. Julio Luna Cuadra (CNDF-DGPSA/MAGFOR) Ing. José Jáen Vázquez (CNDF-DGPSA/MAGFOR) Ing. Julio Munguía Sandoval (ATI-PAPSSAN)

Fotografías : CNIA, INTA - Centro NorteDibujos : Mauricio Aguilera - Oficina de Comunicación INTADiseño y diagramación : Hauny Mendieta - Oficina de Comunicación INTA

© Reservados todos los derechos, no pudiéndose reproducir estapublicación o transmitirse por ningún sistema mecánico, electrónico, de fotocopia o similar sin previo permiso del INTA.

Tiraje: 2,000 ejemplares Managua - Nicaragua, Agosto de 2013


ContenidoPresentación 1

I. Introducción 2

II. Manejo de germoplasma conservado ex situ 4

2.1 Clasificación de los bancos de germoplasma 5 2.2 Colecta de germoplasma 6 2.3 Toma de muestras 10 2.4 Acondicionamiento de la muestra 12 2.5 Control de calidad 15

2.5.1 Peso de semilla 16 2.5.2 Prueba del contenido de humedad 16 2.5.3 Prueba estándar de germinación 20 2.5.4 Pruebas de viabilidad 28 2.5.5 Prueba del vigor 31

2.6 Conservación de germoplasma a corto y largo plazo 32 2.7 Regeneración de germoplasma 36

2.7.1 Procedimiento para la regeneración de accesiones de maíz usando el método de polinización de padres fraternos (polinización en cadena) 38 2.7.2 Procedimiento para la regeneración de accesiones de frijol 43 2.7.3 Procedimiento para la regeneración de accesiones de sorgo y arroz 45

III. Manejo de germoplasma conservado in situ 47

3.1 Recomendaciones técnicas para el manejo de germoplasma en condiciones in situ 49 3.2 Manejo del insumo “semilla” durante la conservación in situ 51 3.3 Principales causas de erosión genética en colecciones conservadas in situ 52 3.4 Repatriación de muestras a colecciones in situ 54

IV. Consideraciones finales 56

V. Referencias 57

VI. Glosario 58


Presentación

El presente manual es el resultado de un esfuerzo emprendido por el Instituto Nicaragüense de Tecnología Agropecuaria (INTA) a través del Proyecto "Apoyo a la Producción de Semillas de Granos Básicos para la Seguridad Alimentaria de Nicaragua" (PAPSSAN), para brindar a técnicos, productores y productoras un documento básico que sirva de referencia para el manejo adecuado de germoplasma de materiales criollos, acriollados y silvestres de cultivos de gran relevancia económica.

Existe una vasta literatura concerniente al tema, sin embargo, mucha de ella no aborda problemas puntuales que los agricultores Nicaragüenses enfrentan cada día y su adecuación a nuestras condiciones resulta una tarea engorrosa y al final se perdería la esencia de aspectos muy sencillos pero que hacen la diferencia en el manejo adecuado de germoplasma, que aparte de representar fuentes de semillas estos deben conservar sus características genéticas que los hacen especiales.

Estamos seguros que este documento aparte de brindar información relevante y complementaria a las acciones emprendidas en el seno de este proyecto, contribuirá mucho a otras iniciativas futuras y al conocimiento en general sobre el manejo del germoplasma conservado in situ y ex situ.

Lic. María Isabel Martínez Chavarría

Directora General INTA

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I. Introducción

Desde tiempos neolíticos cuando el ser humano pasó de ser un cazador y recolector de frutas a trabajar la tierra y producir su propio alimento surgió el arte de la agricultura. Miles de años han transcurrido y son muchos los cambios que el hombre y el medio ambiente a través de la selección han hecho a las primeras especies domesticadas hasta el día de hoy. La domesticación de estas especies fue basada en la selección de alelos raros, los cuales fueron ventajosos para la agricultura pero innecesarios para la sobrevivencia de las plantas en condiciones naturales. Al establecer estas especies como cultivos se ejercía presión de selección que resultó en cambios en las frecuencias alélicas, fijación de genes mayores y al mejoramiento de características cuantitativas.

La revolución verde (iniciada en México, 1940 - 1960) se encargó de maximizar la producción a través de la explotación de la heterosis en programas de mejoramiento genético para la obtención de nuevas variedades que respondían con alta productividad a la aplicación de insumos. Esta etapa en la agricultura mundial provocó disminución en la diversidad genética de los cultivos en dos maneras. Primero, porque se reemplazó la agricultura de asocios entre cultivos y el uso de la rotación de cultivos por el monocultivo. Segundo, porque las variedades generadas en la época provenían de una estrecha base genética limitando su cultivo a pocas zonas agroecológicas de un país.

Hoy en día se habla que estamos a las puertas de una nueva revolución, la genómica, en donde seremos capaces de “construir” los genotipos deseados en un tiempo muy reducido comparado con los métodos tradicionales. Estas innovaciones seguramente marcarán el futuro de nuestra civilización en un mundo donde el cambio climático y el crecimiento poblacional pronostican un futuro incierto en la producción de alimentos, más acentuado en países en vías de desarrollo como el nuestro.

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Sin embargo, lo cierto es que gran parte del éxito de los programas actuales de mejora se debe a la identificación de fuentes de diversidad genética contenida principalmente en materiales genéticos criollos, acriollados y parientes silvestres conservados in situ y ex situ. A todo este conjunto de materiales les denominaremos a lo largo del presente manual recursos fitogenéticos.

Los recursos fitogenéticos a como fue expresado anteriormente, es cualquier material genético de origen vegetal de valor real o potencial para la alimentación y la agricultura. Estos aparte de ser fuentes de genes para programas de fitomejoramiento son la base de la producción de alimentos en países en vía de desarrollo que se encuentran localizados en centros de origen de las especies.

En la actualidad, los sistemas de conservación de estos recursos son frágiles, debilitados por la falta de financiamiento y políticas eficaces, falta de infraestructura, poca sostenibilidad de los proyectos, factores relacionados al cambio climático, entre otros. A lo largo del presente documento brindaremos fundamentos básicos de cómo manejar germoplasma de granos básicos conservado in situ y ex situ.

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II. Manejo de germoplasma conservado ex situ

La conservación de germoplasma ex situ es la conservación de los recursos genéticos fuera de sus hábitats naturales. Se realiza con el objetivo de evitar la pérdida de diversidad genética causada por desastres naturales o por el crecimiento poblacional el cual a su vez es expresado en el aumento de actividades industriales, urbanizaciones y el avance de la frontera agrícola. Con este tipo de conservación también se prioriza la disponibilidad actual y futura de materiales con alto valor económico, nutricional e industrial como base principal en actividades de mejoramiento genético enfocadas a la creación de variedades más adaptadas a las diversas condiciones agroecológicas de un país.

Sin embargo, es importante tener presente que un banco de germoplasma debe ser parte de toda una estrategia integral de país lo cual permitirá su sostenibilidad en el tiempo y garantizará todos los recursos económicos, humanos y técnicos necesarios para mantener las colecciones y realizar las actividades de conservación.

Las instalaciones en donde se va a conservar el material deben poseer condiciones controladas de humedad y temperatura (temperaturas preferiblemente de 1-5°C y humedades relativas menores que 35%) para garantizar la viabilidad de las accesiones por un período prolongado de tiempo de al menos 5 años dependiendo de la especie y de la calidad fisiológica inicial de la accesión.

Se debe recordar que la conservación de germoplasma ex situ no mejora la calidad fisiológica de las semillas, por lo que se debe evitar el ingreso de accesiones con baja calidad. Las instalaciones pueden variar en diseño y dimensiones dependiendo del número y el tamaño de las muestras que se van a conservar pero deben de contar siempre con un suministro constante de energía eléctrica y equipos que permitan acondicionar, conservar y regenerar los materiales.

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2.1 Clasificación de los bancos de germoplasma

Los bancos de germoplasma de acuerdo a Jaramillo & Baena (2000) se pueden clasificar basados en tres criterios de conservación:

1. Según el tipo de muestra

- Bancos de semilla.

- Bancos de campo (jardines botánicos y arboreta): En estos se conservan especies que poseen semillas de naturaleza recalcitrante (semillas que pierden rápidamente su viabilidad al ser desecadas debido a que su contenido de humedad no puede ser menor de un 12-30%), por lo que su conservación es problemática o poco factible (cacao).

- In vitro: En este tipo de banco se conservan especies que no se pueden conservar como semilla sino como tejidos tales como: ápices, meristemos y callos así como también fragmentos de ADN. Con este método la conservación a largo plazo se logra al reducir la tasa de crecimiento por influencia del uso de diferentes fitohormonas (piña y yuca).

2. Según el número de especies que conservan

- Bancos mono y oligo-específicos: Son bancos en los que se conservan una o pocas especies que pueden ser conservadas a corto o mediano plazo.

- Bancos poliespecíficos: La conservación de recursos fitogenéticos en estos bancos es a largo plazo y se conserva una amplia gama de especies de interés actual o potencial. Generalmente son bancos que obedecen a un plan de conservación de recursos genéticos de un país con motivos de realizar investigación y emprender programas de mejoramiento. Un ejemplo es el banco de germoplasma del INTA-CNIA en Managua, el cual está en las primeras fases de su fundación y que está iniciando con la conservación de granos básicos (arroz, frijol, maíz y sorgo).

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3. Según el mandato de la institución a la cual están adscritos

Por mandato institucional se clasifican en bancos institucionales, regionales e internacionales. La conservación de germoplasma en estos bancos estará dada por los objetivos que rigen la institución.

- Bancos institucionales: únicamente conservan germoplasma utilizado para investigación por el instituto del cual forman parte.

- Bancos regionales: Estos bancos se establecen como una institución colaborativa entre varios países para conservar el germoplasma y apoyar la investigación y el desarrollo de variedades adaptadas a una determinada región.

- Bancos internacionales: Son aquellos que están ubicados en centros internacionales de investigación y que fueron creados para apoyar la investigación y el mejoramiento genético en programas regionales de producción. Se resguarda germoplasma específico usado en sus programas de mejora así como también de otros cultivos.

Antes que las muestras sean formalmente ingresadas al banco de germoplasma se llevan a cabo diversas actividades de vital importancia para garantizar la calidad de la semilla a conservar.

Estas abarcan desde la colecta de los materiales hasta el ingreso de la muestra a las instalaciones. Posteriormente se llevan a cabo labores de regeneración de germoplasma cuando las accesiones han bajado considerablemente su calidad fisiológica. En muchos bancos de germoplasma se realizan activamente caracterizaciones morfológicas, moleculares y nutricionales del germoplasma conservado con el propósito de identificar materiales genéticos promisorios para proyectos de fitomejoramiento. Sin embargo este manual no abarca aspectos específicos de caracterizaciones por tratarse de actividades propias de fitomejoramiento. A continuación se detallan las principales actividades que como mínimo deben de ser cumplidas en un banco de conservación de germoplasma ex situ:

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2.2 Colecta de germoplasma

El germoplasma puede ser obtenido principalmente a través de colectas, pero también es posible ingresar nuevas accesiones a través de donaciones o intercambios con organizaciones y/o instituciones que trabajan con el germoplasma requerido.

Cuando se trata de un banco nuevo y no se cuenta con ningún material la colecta debe ser dirigida a todos los materiales genéticos de las especies de interés. Eso significa que se colecta todo lo encontrado durante las expediciones. Es necesario conocer muy bien las especies a colectar, su sistema reproductivo (alógamas, autógamas), tipos de polinización, sus épocas de siembra o producción así como también su distribución geográfica en el país. Estos elementos nos dictaran el número de viajes de colecta necesarios para reunir la diversidad genética deseada.

Dos aspectos importantes para ser exitosos en las colectas deben de ser la planificación detallada de las expediciones y la participación de la comunidad u organizaciones que tengan experiencias en la búsqueda de germoplasma. Mediante la planificación de la colecta se pretende determinar las especies objetivos de la colecta, la estrategia de muestreo, lugares, fechas, número de poblaciones e individuoes que se tomarán como muestra, documentos, equipos y técnicas a utilizar para la recolección del material.

Para esto es fundamental incluir en el equipo, personal calificado en diferentes áreas que nos permita diseñar un buen plan, así como incorporar miembros de la comunidad que se visitará en las actividades de colecta, porque ellos poseen mayor comocimiento de las áreas específicas donde es posible colectar el material deseado, permitiendo la optimización del tiempo y los recursos.

La planificación de las misiones de colecta, debe contemplar el itinerario, listado de las zonas a visitar, ruta lógica, cronograma y duración de la misisón, lo cual permita ajustar el presupuesto destinado para la actividad en recursos como vehículos, combustible, equipos y materiales, así como unificar la metodología de la colecta con todos los involucrados.

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Entre los instrumentos necesarios para las colectas están:

- GPS (Global Position System)- Bolsas plásticas y de papel (kraft)- Marcadores permanentes de diferentes tamaños- Fichas de colecta- Tabla de soporte para tomar apuntes- Lapiceros- Termo para almacenar las muestras en el caso de que necesiten

mantenerse a baja temperatura- Caladores o chuzos- Una cámara fotográfica para documentar la expedición y cualquier

característica cualitativa de relevancia

Previo a iniciar la colecta, se realiza una entrevista al productor, con el propósito de explicarle el motivo de la colecta y la importancia de conservación del germoplasma. Para tal fin es conveniente que el personal esté debidamente identificado lo cual permita generar un ambiente de confianza con el productor. Asimismo, debemos instruir al productor sobre las posibilidades de repatriación de germoplasma en caso de ser necesario.

La entrevista debe ser fluida y con lapsos de tiempo para la obtención de información general que puede ser registrada como observaciones. Durante la entrevista se debe evitar salir del tema principal para no prolongar la entrevista más allá del tiempo estipulado.

El instrumento para la entrevista es la ficha de colecta, la cual debe contener la información necesaria para lograr identificar la accesión y obtener la información más relevante de la misma. Evitar el uso de fichas extensas que describan o pretendan registrar datos que son muy propios de las caracterizaciones morfológicas, ya que a medida que más solicitamos información al productor, éste siente menos confianza del proceso.

A continuación se detalla un ejemplo de una ficha de colecta usada para reunir información relevante sobre las accesiones, usada en el banco de conservación de germoplasma del INTA-CNIA.

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Proyecto "Apoyo a la Producción de Semillas de Granos Básicos para la Seguridad Alimentaria de Nicaragua" (PAPSSAN) DCI-FOOD/2009/021-586


Figura 1. Ejemplo de ficha de colecta de germoplasma.

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2.3 Toma de muestras

Las reglas internacionales de la ISTA (International Seed Testing Association) nos brindan directrices de cómo realizar un muestreo de semillas. Estas reglas no deben de verse como una condición obligatoria durante la toma de muestras de germoplasma, pero nos dan una base técnica de cómo proceder. Si las semillas se encuentran almacenadas en recipientes o contenedores de una capacidad de 15 a 100kg el muestreo se debe llevar a cabo a como se establece en la Tabla 1.

El procedimiento para la toma de muestras debe permitirnos capturar la mayor representatividad del lote o grupos de semillas disponibles. Previo a la toma de la muestra, es importante verificar que la semilla no contenga graves afectaciones por plagas o enfermedades.

Son diversos los escenarios que nos podemos encontrar al momento de la colecta por lo cual sin importar la metodología que se emplee, el colector debe tener la destreza para tratar de capturar la mayor diversidad genética de la población. La fuente para la toma de la muestra puede ser:

a. Semilla a granel.

La muestra se toma de la semilla a granel que posea el productor. Para lograr la representatividad de la muestra, lo más indicado es homogenizar las semillas de donde se tomara la muestra, esto se logra mezclándolas cuidadosamente desde todos los ángulos del recipiente (únicamente para cantidades de semilla inferiores a un quintal) y posteriormente tomando pequeñas porciones de semilla de las diferentes partes del recipiente (inferior, media y superior) hasta completar una muestra final cuyo peso dependerá de la cantidad de semilla que el productor posea. Cuando los lotes de semilla sean mayores a un quintal se deben de tomar por cada recipiente sus respectivas muestras primarias para conformar la muestra compuesta, de donde se obtendrá la muestra que será conservada en el banco.

Si la cantidad de semilla de donde se tomará la muestra a colectar es pequeña, su homogenización y mejor visualización de los puntos de donde se tomarán las pequeñas porciones de semilla puede ser facilitada si se colocase en un recipiente más abierto. Una vez obtenida la muestra se debe empacar adecuadamente e identificar usando el código de la ficha.

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b. Partes reproductivas.

En el caso de que el productor no tenga la semilla a granel debido a que ha recientemente cosechado, debe de tomarse un número de unidades reproductivas (vainas, panojas y mazorcas) de todo el lote de semilla al azar que constituyan un aproximado al tamaño de muestra deseado.

Es muy posible que en algunos casos las cantidades de semilla disponibles sea muy reducida, si la población de interés es muy importante se debe proceder a tomar la muestra por número de semillas (ver ejemplo de ficha) y dicho material debe ser sometido a regeneración de manera inmediata para aumentar la cantidad de semillas sin correr el riesgo de perder diversidad genética.

c. Plantas enteras.

En la colecta de germoplasma de parientes silvestres es importante aparte de colectar frutos y semillas tomar muestras de plantas completas para su correcta identificación taxonómica y su conservación en herbario. Asimismo, las muestras vegetales pueden ser conservadas para la extracción de ADN.

Tabla 1. Intensidad de muestreo en lotes de 15 a 100kg de peso.

Numero de recipientes Numero de muestras primarias

1-4 recipientes 3 muestras primarias de cada recipiente

5-8 recipientes 2 muestras primarias de cada recipiente

9-15 recipientes 1 muestra primaria de cada recipiente

16-30 recipientes 15 muestras primarias de cada lote

31-59 recipientes 20 muestras primarias de cada lote

De 60 a más 30 muestras primarias de cada lote

De 60 a más 30 muestras primarias de cada lote

ISTA, 2004.

Nota: La sumatoria de las muestras primarias nos debe dar el total de la muestra colectada.

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2.4 Acondicionamiento de la muestra

Inmediatamente después de la colecta, las muestras deben ser codificadas y sometidas a una limpieza removiendo la materia inerte como restos vegetales de cosecha, piedras, arena, trozos de semillas, semillas con daños mecánicos o enfermas y semillas de otras especies. Prácticamente debe dejarse lo que en términos de semillas se denomina “semilla pura”. Seguidamente las muestras deben ser empacadas y dejadas en un período de cuarentena de una a dos semanas. El propósito es observar la posible eclosión de insectos de almacén para tomar medidas de control.

Durante este período debe de valorarse además el porcentaje de humedad de la muestra. Si la muestra presenta un porcentaje de humedad alto (mayor que 14%), ésta debe de ser secada hasta alcanzar humedades menores a 12%. Inicialmente el secado debe realizarse colocando la muestra de semilla al sol en horas de la mañana cuando la temperatura no sea alta por períodos no mayores de tres horas. Durante este periodo la muestra debe de removerse para lograr uniformidad en el secado (Figura 2).

Figura 2. Secado de accesiones al sol.

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Después de este tiempo la semilla no debe de empacarse al instante ya que conserva aún mucho calor. Se deja enfriar en un recipiente abierto o sobre una superficie limpia y seca para luego ser empacada.

Seguidamente, la semilla puede dejarse a temperatura ambiente por tres días hasta comprobar nuevamente su contenido de humedad empleando la metodología descrita en la página 16. La humedad de la semilla es un factor muy clave para su conservación. Nunca debe empacarse semillas con humedades altas y menos si las temperaturas ambientales son también altas. El empacado inicial de las semillas que conforman la accesion (0.5-1kg) se realiza depositando la semilla en una bolsa plastica y luego en una bolsa de papel kraft, esta a su vez es identificada externamente con el código de la accesión. Una vez empacada la semilla esta lista para ser sometida a las pruebas de control de calidad y posteriormente a su conservación en el banco (Figura 3).

Semilla de maíz

A

B

Figura 3. Acondicionamiento de accesiones. A) Enfriado de accesiones luego del secado. B) Empacado de accesiones.

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Si durante el periodo de cuarentena en las muestras se encontrasen insectos plagas (comúnmente gorgojos, picudos o palomillas) se recomienda realizar de inmediato la siguiente acción (Figura 4):

- Hacer orificios en la parte superior y media de la bolsa kraft de cada muestra.

- Depositar las muestras en una bolsa plástica quintalera, una sobre la otra de manera alterna.

- Depositar una pastilla de fosfuro de aluminio (pastilla de curar grano) en la parte inferior de la bolsa plástica entre las muestras. La pastilla debe de depositarse en un empaque construido de papel para evitar su contacto directo con las muestras. (Nota: La utilización de pastillas de fosfuro de aluminio queda sujeto a lo estipulado en la Resolución Ministerial N°. 23-2004, Publicada en La Gaceta N°. 191 del 01 de Octubre del 2004, de ser posible se recomienda utilizar otras tecnologías disponibles, menos dañinas para la salud humana y con un enfoque ecológico).

- Cerrar herméticamente la bolsa usando un pedazo de sondaleza.

- Transferir la bolsa con las muestras a un lugar aislado y dejarla en esas condiciones por un periodo de 4-5 días.

- Usar las debidas normas de seguridad (guantes y mascarillas para protegerse las vías respiratorias) al manipular la pastilla de fosfuro de aluminio.

- Si la muestra se encuentra muy afectada por insectos de almacén se debe valorar su descarte para evitar la diseminación de las plagas hacia otras muestras sanas.

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Muestras con plagas Bolsas agujereadas

Fosfuro de aluminio

Almacenamiento de muestras más el tratamiento químico

Asegurado de bolsa para evitar fuga de fosfuro de aluminio

Figura 4. Representación gráfica del tratamiento para controlar insectos de almacén.

2.5 Control de calidad

El control de calidad es la estimación de una serie de parámetros o variables que se miden antes de que las muestras de semillas sean llevadas a condiciones de conservación o bien durante evaluaciones de rutina al germoplasma que se acerca a su periodo de regeneración. A diferencia del control de calidad practicado a semillas como material certificado de siembra cuyo propósito es verificar estándares establecidos, este control de calidad pretende conocer la calidad de las semillas como germoplasma, no como material de siembra, por lo tanto los umbrales de calidad establecidos en las normas técnicas obligatorias no aplican ni deben ser utilizados en esta etapa.

Las variables más importantes para mantener las semillas con una buena calidad durante su conservación son: el peso de semilla, prueba del contenido de humedad, prueba estándar de germinación, prueba de vigor y la prueba de viabilidad.

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2.5.1 Peso de semilla

Es una variable muy importante cuando se pretende conservar germoplasma usando semillas debido a que este dato está directamente relacionado con su contenido de humedad, germinación y vigor por tanto, indirectamente mide su potencial de desarrollo y conservación.

La determinación del peso de semilla puede ser posible a través del número total de semillas en una muestra de 1kg o mediante el peso en gramos de 1,000 semillas.

El método recomendado por la ISTA (1993) para la obtención del peso de mil semillas en una accesión contiene los siguientes pasos:

- Seleccionar al azar ocho repeticiones de 100 semillas de la accesión.

- Pesar individualmente cada una de las muestras

- Calcular el peso de mil semillas empleando la siguiente formula:

Peso de mil semillas = Σ pesos de ocho repeticiones individuales x 1.25

2.5.2 Prueba del contenido de humedad

En términos físicos, el contenido de humedad en la semilla es la cantidad de agua que esta posee, y puede estar de forma libre en la célula o formar parte de los enlaces químicos de compuestos orgánicos como carbohidratos o proteínas.

La humedad de la semilla es un aspecto muy importante en su calidad ya que a ciertos niveles activa procesos metabólicos que facilitan su germinación o aceleran el deterioro de la misma, afectando de esta manera su período de conservación. Es expresado como el porcentaje del peso total de la semilla.

La forma más precisa para determinar el contenido de humedad de una accesión es mediante el uso del método directo (horno) que por lo general requiere de mucho tiempo para su realización. El método del horno es comúnmente conocido como un método destructivo puesto que es requerido moler la semilla que se emplea en la prueba.

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Los pasos para la determinación del contenido de humedad de las accesiones mediante el método del horno (Schmidt, 2000) son:

- Tomar el peso del recipiente (preferiblemente de vidrio pyrex con tapa) antes de depositar la muestra de semilla (P1).

- Depositar la semilla en el recipiente y pesar la muestra. A este valor se le conoce como peso fresco (P2), e incluye el peso del recipiente.

- Deshidratar la semilla molida en horno a una temperatura alta constante de 130-133°C durante 4h para maíz, 2h para otros cereales (arroz y sorgo) y una hora para otras especies (frijol) (ISTA, 1996).

- Depositar la muestra (recipiente cerrado más semilla) en una campana de silica gel por un periodo promedio de 30-45 minutos con el objetivo de prevenir que la muestra absorba humedad durante el tiempo en que ésta es enfriada.

- Posteriormente, pesar la muestra nuevamente incluyendo el peso del recipiente (P3). Así la humedad de esa muestra de semilla podrá ser calculada como la pérdida en peso (agua) en relación al peso original de la muestra. En este proceso debe de tenerse en cuenta que la pérdida de peso ocasionada durante el secado en el horno depende de la temperatura de secado y del tiempo de secado (Figura 5).

Semilla molida Secado de la semillaToma de peso fresco Toma de peso seco

1 2 3 4

Figura 5. Representación gráfica de los pasos a seguir para determinar el contenido de humedad mediante el método del horno.

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La siguiente fórmula es usada para el cálculo del valor correspondiente al contenido de humedad de la accesión:

12 PP

100 P3 - P2 CH humedad de Contenido

Otro método menos preciso es el uso de determinadores de humedad eléctricos (método indirecto), que miden la conductividad de una corriente eléctrica a través de las semillas y de esta forma determina el porcentaje de humedad que contienen. Las instrucciones para la prueba varían de acuerdo al modelo del equipo, es necesario leer cuidadosamente el manual y realizar calibraciones con el método del horno antes de su uso continuo. Una ventaja es que no es destructivo y de esta manera no perdemos semillas al momento de la prueba.Los métodos antes mencionados requieren de instalaciones y equipos que no estan al alcance de los productores. Por tanto, a continuación se detallan tres métodos prácticos que pueden ser usados para determinar el contenido de humedad de la semilla empleando materiales que están a disponibilidad inmediata de los productores.

- Método de la uña: Este método consiste básicamente en seleccionar 5 semillas al azar de la muestra que está siendo secada y presionar la testa con la uña. Si en la testa quedasen marcas de la uña, indica de que el contenido de humedad de las semillas es superior al 12% por lo que todavía la muestra de semilla deben seguir bajo el tratamiento de secado. Esta prueba debe de realizarse varias veces durante el proceso de secado y previo a la conservación de la semilla ya que esta absorbe rápidamente humedad del medio y el resultado puede variar rápidamente (Figura 6).

Figura 6. Determinación del contenido de humedad con el método de la uña.

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- Método del diente: Posee cierta similitud con el método de la uña ya que los cotiledones de las semillas seleccionadas son presionados pero con los dientes. Si existen marcas sobre la testa después de la prueba indica de que hay un alto contenido de humedad en las semillas y el proceso de secado debe continuar (Figura 7).

Figura 7. Determinación del contenido de humedad con el método del diente.

Una variante de este método es de que los cotiledones pueden ser presionados hasta lograr partir la semilla en dos, después de esto si los cotiledones de ambas porciones de la semilla yacen unidos indica un alto contenido de humedad por otro lado, si los cotiledones de ambas partes de la semilla se separaran indicaría que el contenido de humedad de la semilla ya es menor o igual al 12%.

- Método de la sal: Para realizar este método además de la semilla se necesitan botellas de vidrio o plástico y sal de mesa completamente seca (exponiéndola al sol por 2 días o colocándola en un comal o lata al fuego durante 30 minutos o más, removiéndola constantemente).

El método consiste en introducir una porción pequeña de semillas (el equivalente a dos puñados) en una botella y agregar un puñado de sal (3 a 5 cucharadas) no mayor a la cantidad de semillas. Seguidamente se debe sellar la botella con su tapa y mezclar cuidadosamente ambos componentes durante 15 segundos y luego debe dejarse en reposo por aproximadamente 15 minutos y se vuelve a agitar. Si la sal se adhiere a las paredes de la botella indicará que la semilla todavía esta húmeda y por lo tanto debe continuar el secado (Figura 8).

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Un puñado de sal(3 a 5 cucharadas)

Dos puñados de maízaproximadamente

media libra

Figura 8. Prueba del contenido de humedad mediante el método de la sal en maíz.

No obstante, si ocurriera lo contrario expresaría que el contenido de humedad de la semilla es el adecuado para su posterior empaque y conservación en el banco.

2.5.3 Prueba estándar de germinación

La germinación estándar de la semilla es definida como la emergencia y desarrollo de estructuras esenciales del embrión que dan origen a una planta normal en condiciones óptimas de humedad, temperatura y luz. Sin embargo, este parámetro de calidad y sus características estándar están estrictamente orientados para efectos de realizar comparaciones entre resultados de diferentes laboratorios algo diferente al objetivo del presente manual, por lo tanto se hará menos énfasis a las condiciones físicas de las pruebas. El porcentaje de germinación se determina basado en el cociente entre el número de plántulas normales y el número de semillas establecidas en el ensayo multiplicado por cien.

La fórmula para el cálculo del porcentaje de germinación de una accesión es la siguiente:

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N° de plántulas normales x 100 Total de semillas establecidas en el ensayo

Porcentaje de germinación (Pg) =

Este parámetro debe de ser tomado antes de que las muestras sean llevadas a condiciones de conservación a largo plazo y luego en períodos de tiempo (años) que nos permitan llevar un control de su calidad. La frecuencia de esta actividad dependerá de la calidad inicial de la semilla y su cantidad.

2.5.3.1 Prueba de germinación en panas o bandejas

La prueba de germinación puede hacerse en panas o bandejas usando sustrato (arena o suelo) previamente esterilizado a fuego constante.

Procedimiento para la prueba de germinación en panas o bandejas:

- Seleccionar completamente al azar de 100 a 200 semillas de la muestra total (dependiendo de la disponibilidad de semillas).

- Llenar el recipiente donde se sembrará la semilla hasta la mitad de su capacidad con el sustrato.

- Identificar el recipiente con la fecha y el nombre del material que se evaluará.

- Humedecer el sustrato (a capacidad de campo) sin llegar a producir encharcamiento en el recipiente para evitar pudrición de la semilla por el exceso de agua ya que los recipientes podrían no estar provistos de agujeros de desagüe.

- Realizar surcos suficientes en el sustrato para así distribuir uniformemente las semillas, hay que evitar dejar la semilla muy junta (Figura 9).

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Figura 9. Distribución de las semillas en el sustrato. En la foto se observa al Sr. Ramón Boza, técnico del INTA en análisis de semillas.

- Cubrir los surcos con el sustrato que fue removido.

- Aplicar riego solo si es necesario, ya que la mayor cantidad de agua que la semilla necesita es durante la imbibición.

- Realizar el primer conteo de germinación a los cuatro días en maíz y sorgo, a los cinco en frijol y en arroz. Existen muchos criterios para determinar cuándo una plántula esta emergida, pero para efectos de este documento consideraremos como emergida toda plántula de frijol que al menos el 50% de sus cotiledones estén sobre la superficie (estado de “grapa”). En maíz, sorgo y arroz, toda plántula cuyos coleóptilos dejan ver las primeras laminas foliares o plúmulas (Figura 10). Se pueden realizar más conteos si el analista así lo considera.

MaízFrijol

Figura 10. Plántulas de frijol y maíz emergidas al cuarto día después de la siembra.

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- El último conteo se realiza a los siete días en maíz, a los nueve días en frijol, a los 10 días en sorgo y a los 14 días en arroz. Debe tomarse el número de plántulas normales (raíz y tallo bien desarrollados) que representarán el porcentaje real de la germinación de la accesión y el número de plántulas anormales (menos del 25% del tamaño esperado, plántulas enrolladas, sin raíces, cotiledones retenidos por la testa, plántulas con infección primaria, sobre engrosamiento de tallos, albinismo, amarillamiento en hojas, etc.) (Figura 11). Las anormalidades podrían ser sinónimo de envejecimiento de semillas y por ende reducido potencial de conservación por lo cual su interpretación requiere de mucha experiencia y cuidado.

Albinismo Crecimiento reducido

Tallos engrosadosCotiledones retenidos por la testa

Maíz

Frijol

Figura 11. Anormalidades en plántulas de maíz y frijol.

2.5.3.2 Prueba de germinación directamente en el suelo

Se realiza levantando una cama de siembra. Se debe tener la precaución de asperjar el suelo con compuestos insecticidas y fungicidas para erradicar insectos del suelo y posibles hongos que afectan las plántulas y por ende distorsionarían los resultados. No se recomienda el uso de agroquímicos protectantes sin una justificación basada en el historial de plagas y enfermedades de la parcela. Asímismo, se debe dar preferencia a cualquier alternativa de control amigable con el ambiente si está disponible.

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Esta metodología se recomienda cuando no se cuenta con una infraestructura de laboratorio o bien el número de accesiones es alto.

El procedimiento para realizar la prueba de germinación directamente en el suelo es el siguiente:

- Seleccionar cuidadosamente el área para realizar las pruebas de germinación. Se recomiendan suelos con un abundante contenido de arena y preferiblemente que no hayan estado bajo cultivo por al menos cinco años. Deben evitarse lugares muy cercanos a animales domésticos o silvestres así como insectos plagas tales como troneras de zompopos.

- Picar o mullir el suelo de un área de 1m x 1m aproximadamente. Limpiar el suelo de piedras y del material vegetal que pudo haber sido cortado. Aplicar un tratamiento de control de insectos de suelo y hongos (de ser necesario).

- Juntar el suelo cuidadosamente para formar y nivelar una cama de aproximadamente 10cm de alto.

- Regar la cama de siembra hasta capacidad de campo, sin provocar escorrentía. Esperar hasta el día siguiente para sembrar debido a que la textura del suelo en este momento dificultaría el surcado.

- Realizar los surcos a lo largo de la cama de siembra y depositar la semilla. La ventaja de esta alternativa para la prueba de germinación es que en un surco es posible distribuir el número de semillas que se necesitan para la prueba. Por lo tanto, en un mismo semillero podrían ser probados numerosos materiales. Para esto es muy importante la identificación de cada surco con una estaca y una etiqueta con el nombre de la accesión.

- Tapar los surcos con el sustrato que fue removido.

- Realizar las evaluaciones a como se describe en el acápite anterior (Figura 12).

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Figura 12. Prueba de germinación directamente en el suelo.

Los valores de la prueba de germinación pueden agruparse en tres niveles: Excelente, cuando el porcentaje de germinación oscila entre 90 y 100%; Muy bueno, cuando la germinación esta entre el 80% y 89%; Bueno, cuando el porcentaje de germinación oscila entre 70% y 79%.

Los materiales cuyo valor de germinación está por debajo de los señalados en el párrafo anterior y presentan poca cantidad de semilla, deben de ser sometidos a un programa de regeneración y multiplicación para incrementar el número de semilla y obtener material fresco o bien podrían colectarse nuevamente, siempre y cuando se tenga constancia de que todavía está siendo producido.

Valores altos de germinación en las muestras conservadas son un indicativo de un alto potencial de conservación sin que su calidad fisiológica disminuya hasta niveles críticos.

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Otros métodos bastante comunes en condiciones de laboratorio para conocer el porcentaje de germinación son: los métodos de germinación sobre y entre papel. Sin embargo, estos métodos tienen la desventaja que demandan equipos con control de temperatura, humedad y materiales especiales.

2.5.3.3 Método de germinación sobre papel

Es un método muy sencillo y utilizado para una diversidad de cultivos incluyendo el arroz. Su metodología se detalla a continuación:

- Depositar papel filtro estéril humedecido con agua estéril sobre placas petri desechables o de vidrio con diámetro de 11.5cm y 3cm de alto.

- Luego identificar cada placa con el código de la accesión y fecha del día de la prueba.

- Seguidamente se deben depositar las semillas sobre el papel y sellarlos los platos petri con parafina.

- Por último, incubar los platos en una cámara de germinación con una temperatura entre 24 y 26°C. En caso de no poseer cámara de germinación los platos pueden ser dejados sobre una mesa a temperaturas que no excedan los 30°C (Figura 13).

- Con granos básicos que presentan latencia como es el caso del arroz variedad INTA Dorado. Su latencia luego de la cosecha puede llegar a extenderse hasta dos meses. Una forma de romper la latencia es la aplicación de agua en combinación con una solución de nitrato de potasio (KNO3) al 0.2% (2g de KNO3 por cada 1000ml de agua destilada). Esta solución es también usada para interrumpir la latencia en varias especies de gramíneas tropicales no incluidas en el presente manual.

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Papel húmedo con agua estéril

Establecimiento de las semillas

Semillas germinadas

1 2 3

Figura 13. Prueba de germinación sobre papel. Semillas de arroz germinadas.

2.5.3.4 Método de germinación entre papel:

En este método, la germinación de la semilla ocurre entre dos capas de papel filtro estéril humedecido con agua estéril. No es una metodología usada para pruebas de germinación en granos básicos sino casi exclusivamente para semillas de hortalizas. Sin embargo, bajo ciertas circunstancias es un método útil si deseamos obtener y/o evaluar plántulas limpias sin contaminación de ningún sustrato.

Los pasos para la realización de la prueba de germinación a través de este método son:

- Cortar el papel en tamaños de acuerdo al número de semillas para la prueba (para las pruebas de germinación estándar en semillas se usan 400 semillas pero para germoplasma se usan generalmente 100 semillas).

- Identificar uno de los extremos de la parte externa del papel con el código de la accesión y la fecha en que se realiza la prueba.

- Humedecer una pieza de papel y depositar las semillas en surcos que queden a unos 4-5cm de la orilla superior e inferior del papel. La cantidad de agua utilizada para el humedecimiento del sustrato papel se obtiene multiplicando el peso del papel por la constante 2.5.

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- Cubrir las semillas con otra pieza de papel pero esta debe de estar seca.

- Enrollar el papel permitiendo que el final marcado del papel quede a la vista. Asegurar el rollo con un click para evitar que este se abra.

- Agregar suficiente agua para mantener la humedad suficiente para la inhibición de las semillas.

- Colocar los rollos en una incubadora con la temperatura entre 24 y 26°C.

Para ambos métodos la evaluación de la germinación debe de hacerse de la misma manera a como se ha descrito anteriormente a excepción de la valoración de plántulas emergidas ya que para este caso ya no aplica. Al igual que en los otros métodos debe de tomarse el número de plántulas normales y el número de plántulas anormales. El total de plántulas normales será el equivalente al porcentaje de germinación de la accesión cuando se usan 100 semillas.

2.5.4 Pruebas de viabilidad

Estas pruebas se realizan para conocer si la semilla está viva o no. La desventaja es que no diferencia entre plántulas normales y anormales por lo que se debe ser muy cuidadoso al momento de interpretar los resultados. También son usadas como complemento a las pruebas de germinación para poder conocer la calidad de las semillas que no germinaron después de las pruebas estándar de germinación o bien cuando deseamos conocer la calidad fisiológica de la muestra de manera inmediata.

2.5.4.1 La prueba del tetrazolio

La prueba del tetrazolio (cloruro o bromuro de 2,3,5-trifeniltetrazolio) se realiza casi exclusivamente para aquellas semillas que presentan una velocidad de germinación lenta y que en muchos casos presentan un tipo de dormancia. Este método bioquímico para probar la viabilidad de las semillas es muy fácil de realizar y permite obtener una estimación rápida de la capacidad germinativa de una accesión.

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Los pasos para la realización de esta prueba son los siguientes:

- Tomar una muestra de 50 a 100 semillas de la accesión a evaluar usando la metodología descrita para las pruebas de germinación.

- Hidratar la semilla de manera lenta empleando la metodología entre papeles o sobre papel húmedo por un periodo comprendido entre 12-18h a una temperatura de 20ºC o de forma rápida sumergiendo las semillas en agua durante 3-4h a temperatura ambiente. Estos parámetros pueden variar con respecto a la especie con la que se trabaja. Esto se realiza con el objetivo de activar la actividad metabólica en la semilla debido a que este método mide la actividad de enzimas metabólicas como la deshidrogenasa presente en todas las células vivas.

- Preparar una solución de tetrazolio al 1% p/v. Esto se logra disolviendo1g de la sal de tetrazolio en un litro de agua destilada. Envasar la solución en una botella ámbar o envolver la botella con papel aluminio para protegerla de la luz ya que es fotosensible y almacenarla en un refrigerador de reactivos a +4°C para mantener su calidad. La solución de sales de tetrazolio son incoloras, que al reducirse en presencia de hidrogenasas se transforman en trifenilformazán, una sustancia estable, no difusible y de un color rojo intenso. Nota: El tetrazolio es altamente tóxico por lo que su manipulación debe realizarse utilizando guantes de látex y con sumo cuidado.

- Una vez imbibidas las semillas de frijol deben ser peladas cuidadosamente y a las semillas de maíz, sorgo y arroz se les debe de efectuar un corte longitudinal para garantizar la penetración del compuesto en las estructuras internas de la semilla.

- Distribuir las semillas en un plato petri amplio o bien en un frasco y cubrirlas con la solución de tetrazolio.

- Dejar reposar las semillas en la solución de tetrazolio por dos horas en la oscuridad, de ser posible en una incubadora a 45°C (condiciones óptimas para arroz, sorgo, maíz, soya y frijol). El período de incubación puede variar para otras especies.

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- Lavar dos veces las semillas con agua destilada y colocarlas sobre papel filtro húmedo.

- Evaluación del patrón de tinción del embrión y cotiledones utilizando una lupa y una lámpara.

- Cuando una semilla viable entra en contacto con la solución de tetrazolio, los electrones liberados por los tejidos metabólicos del embrión, reducirán a las sales de tetrazolio, y así ellos adquirirán un color rojo intenso (indicador de una semilla totalmente viable); son también consideradas como viables aquellas semillas que presenten porciones pequeñas de sus cotiledones sin teñirse. Por otro lado, si la semilla no es viable, el embrión no cambiará de color y se presentará como un tejido blanco o amarillento.

- En algunos casos, los embriones se colorean parcialmente o con moteados rosados, lo que indica la existencia de áreas de tejidos muertos, debido al deterioro de la semilla (Figura 14).

A

C

B

D

Figura 14: Resultados de la prueba de viabilidad con tetrazolio en semillas no viables de granos básicos. A) Arroz, B) Frijol, C) Maíz, D) Sorgo. ISTA (2003).

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2.5.5 Prueba del vigor

De acuerdo a la Asociación Oficial de Análisis de Semilla (AOSA, 1983), el vigor de la semilla es definido como el conjunto de propiedades que determinan un potencial de emergencia rápido y uniforme así como el desarrollo normal de las plántulas en una amplia variedad de condiciones medioambientales. De esta forma, el vigor nos permite encontrar diferencias de calidad entre accesiones que presentaron porcentajes de germinación similares.

Algunos de los métodos más usados para determinar el vigor de las accesiones en un banco de conservación de germoplasma se describen a continuación:

2.5.5.1. Velocidad de emergencia

La velocidad de germinación o energía de germinación es obtenida a partir de los registros diarios durante un ensayo de germinación. Se realiza mediante el conteo diario del número de semillas germinadas (en porcentajes) y se puede expresar en un período más corto que el período total de germinación, en el número máximo de semillas germinadas en un periodo de 24 horas, como el número de días requeridos para alcanzar el 50% de germinación o como el promedio de velocidad de germinación resultante de los conteos diarios de germinación entre el número total de días requeridos para la germinación de la especie con que se trabaja.

La fórmula para calcular esta variable se detalla a continuación:

especie la de ngerminació la para días N

ngerminació de diario porcentaje Ve emergencia de Velocidad

2.5.5.2 Medición de la conductividad eléctrica

Esta prueba mide el vigor de una accesión basada en la concentración de compuestos solubles (electrolitos) lixiviados de la semilla. Es asumido que durante el proceso de deterioro de la semilla la membrana celular sufre cierto grado de degradación el cual puede o no ser reparado en su totalidad durante las etapas tempranas de la imbibición. Si no fue posible reparar los daños de la membrana celular habrá una lixiviación de electrolitos celulares. Por tanto con un medidor de electrolitos es posible medir la concentración de estos en el agua que es usada para imbibir la semilla.

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Un método bastante común para realizar esta prueba consiste en:

- Sumergir las semillas en agua estéril (preferiblemente desionizada) durante 24 horas a una temperatura de 20-25°C.

- Luego separar las semillas del agua y proceder a medir la conductividad eléctrica del líquido.

- Los resultados de esta prueba podrán ser interpretados de la siguiente manera: Si la lectura indica una baja conductividad se asume que la salida de electrolitos de la semilla fue escasa y por tanto estas semillas exhiben un alto vigor capaz de reparar más eficientemente sus daños a la membrana; por otro lado una alta conductividad indicará un bajo vigor de la accesión. Para esta prueba conviene contar con muestras de control o referencias para que las comparaciones sean más fiables.

2.5.5.3 Inducción del envejecimiento acelerado

Esta es una prueba en la que la semilla es sometida a condiciones de estrés para conocer el tiempo promedio de almacenamiento de la semilla en condiciones de almacenamiento a largo plazo y valorar su vigor. Se realiza sometiendo una muestra de semilla a temperatura y humedad ambiental elevadas (40-45°C) durante periodos que variarán de acuerdo a la especie con que se trabaja (comúnmente 48-72 horas). Estas condiciones producirán que el deterioro natural de la semilla sea acelerado y se logre presentar en un período corto de tiempo que corresponderá al tiempo de incubación bajo las condiciones mencionadas anteriormente. Después de esta prueba las semillas serán puestas a germinar y se tomarán como semillas con alto vigor las que muestren una leve afectación en su germinación mientras las que muestren una reacción opuesta al tratamiento de envejecimiento acelerado serán semillas que poseen un bajo vigor.

2.6 Conservación de germoplasma a corto y largo plazo

El propósito principal de la conservación de germoplasma mediante la conservación de semilla en bancos de germoplasma es la de mantener la integridad fisiológica del material con el más alto estándar de calidad a través de largos períodos de tiempo.

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Un buen manejo durante la producción y postcosecha de la semilla combinado con adecuadas condiciones de conservación son los puntos claves para evitar procesos costosos y continuos de regeneración.

El germoplasma puede ser conservado usando semilla, manteniéndolo en el campo como colecciones vivas, conservado in vitro o bien criopreservado. Esto estará en dependencia de la forma de reproducción de la especie a conservar y de su reacción a las condiciones de almacenamiento.

En el caso de las especies que se reproducen por semillas es esencial conocer su reacción a la pérdida de humedad antes de su resguardo en el banco de germoplasma para así poder clasificarla como semilla ortodoxa (especies que toleran el secado), recalcitrante (especies que no toleran el secado) e intermedia (especies que se comportan como ambas). Esta metodología determinará la mejor forma, tiempo y condiciones bajo las cuales las accesiones deben de ser conservadas. Los granos básicos abordados en el presente manual son especies ortodoxas.

Los métodos de conservación ex situ más ampliamente usados para la conservación de semillas son la conservación a corto, mediano y largo plazo. Su empleo estará en dependencia de las necesidades de conservación de cada banco y de las especies que se conserven.

Accesiones conservadas a corto plazo requieren temperaturasentre 4-5°C y 20-40% de humedad relativa. Generalmente estas condiciones son logradas con equipos de aires acondicionados convencionales. En dependencia de la especie el contenido de humedad de las accesiones debe de oscilar entre 7 y 10%. Dichas condiciones aseguran que la viabilidad de las accesiones se mantenga en un promedio arriba del 65% por un período comprendido entre 10-20 años, lo que es considerado un corto plazo de conservación para que se inicie un período de regeneración.

Generalmente estas accesiones constan de suficiente material siendo posible tenerlo disponible para su utilización en casos de tener solicitudes del material por usuarios del banco.

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SALIDA

34Manual práctico para el manejo de germoplasma de granos básicos


SALIDA

Banco de germoplasma

35Manual práctico para el manejo de germoplasma de granos básicos


Por otro lado para una conservación a mediano plazo (10-20 años, máximo 30 años sin regeneración) las semillas deben de ser conservadas a temperaturas que van de 1-5°C con una humedad relativa de 35%, contenido de humedad de la semilla entre 3-7% y valores de viabilidad superiores a 65%.

A diferencia de los anteriores períodos de conservación las accesiones que serán resguardadas bajo condiciones de conservación a largo plazo deben de ser distintas y permanecer lo más integras posible genéticamente. Las accesiones son interrumpidas en su estadio de conservación únicamente para la realización de las pruebas de viabilidad y para el proceso de regeneración de ser necesario. Las accesiones son mantenidas a temperaturas de -18 a -20°C presentando un contenido de humedad del 1-5% y con un porcentaje de viabilidad inicial mayor a 85%. Bajo estas condiciones se garantiza la viabilidad de las accesiones por un período mayor a 50 años.

Para el éxito en los métodos de conservación es importante que la calidad y vigor inicial de la semilla sean altos. Estos sin embrago estarán en dependencia de aspectos como: el manejo que tuvo el cultivo durante la producción y madurez, condiciones de manejo durante la cosecha, limpieza y condiciones de secado de la semilla.

2.7 Regeneración de germoplasma

Esta actividad se lleva a cabo cuando las accesiones conservadas pierden su calidad fisiológica aun estando en condiciones óptimas de conservación. La frecuencia de regeneración dependerá de la velocidad de deterioro de la calidad fisiológica de la semilla, la cual está influenciada por los siguientes factores: la calidad inicial de conservación, velocidad en la pérdida de viabilidad y el porcentaje de viabilidad al que se ha estipulado realizar la regeneración de las accesiones, este último es un criterio dictado por el responsable del banco. Un mal manejo de la semilla puede acelerar el tiempo de regeneración.

Los objetivos de realizar regeneración de una accesión son: incrementar la cantidad de semilla en caso de que la accesión este compuesta de muy poco material (menos de 1500 semillas en cultivos de polinización cruzada y menos de 1200 en cultivos endogámicos) y rejuvenecer la accesión en términos de viabilidad.

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La regeneración de accesiones es una actividad crucial en el manejo de un banco de conservación de germoplasma. Sin embargo es también costosa en términos de recursos y tiempo además, existe el riesgo de que la integridad genética de las accesiones se vea amenazada principalmente por contaminación con genes foráneos.

Durante la planificación de esta actividad los responsables técnicos del banco deben de poner especial atención en la selección del método de regeneración que se usará ya que estos varían de acuerdo a la especie y a su forma de reproducción. En maíz por ejemplo se utilizan diferentes métodos de polinización controlada (planta a planta, en cadena, mezcla de polen y lote aislado) los cuales difieren entre sí en cuanto a tamaños efectivos, y costos de regeneración de acuerdo a las exigencias de cada uno en personal, cuidados e insumos.

Adicionalmente, el campo donde se realizará la regeneración debe de encontrarse preferiblemente en localidades que presenten similitud a las condiciones agroecológicas de donde las accesiones son originarias manteniendo su aislamiento de campos que estén siendo cultivados en ese momento.

Otros aspectos a tomar en cuenta deben de ser: el buen manejo agronómico que las parcelas de regeneración deben de tener para cosechar semillas con buena calidad, que la época de siembra sea cuando la incidencia de plagas y enfermedades son bajas, asegurarse de conocer el historial fitosanitario del terreno donde se establecerán las parcelas, auxiliarse de guías técnicas del INTA así como de los inspectores fitosanitarios del MAGFOR para el control y buen manejo de plagas o enfermedades que pudieran afectar la producción durante la regeneración, emplear densidades de plantas adecuadas, y el uso de un adecuado sistema de polinización para mantener la integridad genética de la accesión.

Los métodos de regeneración descritos en este documento están basados en trabajos de regeneración de germoplasma de frijol y maíz realizados por la fundación para la seguridad alimentaria Global Crop Diversity Trust.

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2.7.1 Procedimiento para la regeneración de accesiones de maíz usando el método de polinización de padres fraternos (polinización en cadena)

El método de padres fraternos para la regeneración de germoplasma consiste en cruzar la primera planta (donador de polen) de la parcela con la segunda (receptora), ésta con la tercera y así sucesivamente para asegurar que todos los individuos aportan a la heredabilidad de los caracteres de la accesión.

Los pasos para realizar la polinización usando el método de padres fraternos son los siguientes:

- Mediante la visita constante al campo debe de lograrse una buena sincronización entre la formación de las fibras sedosas (flores femeninas) y la formación de la inflorescencia masculina.

- Cubrir el pedúnculo del chilote de cada planta con una bolsa (plástica o de papel resistente al agua) antes de que las flores femeninas (pelos) emerjan para evitar contaminación por polen de otras variedades.

- Colocar una bolsa de polinización (a prueba de agua y resistente al doblamiento) sobre las flores masculinas (espiga) para cosechar el polen. Esta actividad debe de realizarse el día antes de realizar la polinización.

- Durante horas tempranas de la mañana siguiente, flexione y sacuda la planta ligeramente para recoger el polen en la bolsa de la espiga (Figura 15A).

- Retirar la cubierta de las fibras de las flores femenina y polinice las fibras (pelos) con el polen de la bolsa de la espiga. Este paso se efectuará siguiendo el método de polinización de padres fraternos en el que una planta será el donador de polen y la siguiente será la receptora (Figura 15B).

- Cubrir nuevamente las flores femeninas y masculinas (con la bolsa de polinización) y déjelas cubiertas hasta la cosecha (Figura 15C).

- La polinización debe de realizarse antes de que la temperatura alcance los 36°C.

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A

C

B

Figura 15. Método de padres fraternos para la regeneración de germoplasma de maíz.

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Otras medidas que aseguran el éxito en el proceso de regeneración de las accesiones antes de la siembra y después de la polinización son las siguientes:

- Antes de sembrar es muy importante tratar la semilla con un fungicida y un insecticida para ayudar a proteger la emergencia y el crecimiento de las plántulas en el campo o bien aplicar de preferencia algún bioinsumo disponible.

- En caso de haber riesgos de contaminación deben de sembrarse plantas centinelas en los bordes de la parcela, estas pueden ser materiales bien adaptados a las condiciones de la zona, híbridos o variedades mejoradas. La espiga de estas plantas debe ser removida para que no sean fuentes de contaminación.

- Alternar variedades de color de grano diferente para facilitar la detección de polinización cruzada no deseada.

- El número de surcos en una parcela debe de ser como mínimo de 5 con una separación entre ellos de 50 a 70cm. Cada uno debe de tener 5m de largo con 20 plantas cada uno distanciadas 25cm entre sí, obteniendo así una población efectiva de 100 plantas.

- Antes de la cosecha deben registrarse todos los caracteres agronómicos relevantes que contribuyan a la descripción morfológica de la accesión.

- Al cosechar deben retirarse cuidadosamente de la planta las mazorcas polinizadas y colocarlas debajo de la planta o en frente de las hileras para inspeccionarlas y descartar los granos enfermos, contaminados o anormales antes y después del desgrane.

- Es importante incluir mazorcas sanas y de buena calidad de grano para que representen el ciclo de regeneración. El proceso de regeneración así como el número de mazorcas que constituyen la accesión deben de ser debidamente documentados.

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- La cantidad recomendada de semilla a tomar por cada mazorca es de 10 semillas de 100 plantas progenitoras o 50 semillas de 30 plantas progenitoras sin embargo, una práctica bastante común es tomar las semillas de la parte media de todas las mazorcas para tener así mayor representatividad del ciclo de regeneración.

- Realice el proceso de secado de las accesiones y la determinación del contenido de humedad siguiendo el procedimiento descrito para este parámetro de calidad en este documento. A continuación debe registrarse el peso de la prueba de semillas (peso de semillas) y el porcentaje de germinación antes de su conservación.

- Ingrese los datos de regeneración (ver abajo listado de aspectos que deben registrarse durante la regeneración) en el sistema de documentación del banco de germoplasma. Reemplazar, si es necesario, las semillas viejas con las semillas regeneradas.

Información que debe registrarse durante el proceso de regeneración de germoplasma:

- Nombre, mapa del sitio y georreferenciación de donde se realizó la regeneración.

- Número de referencia del campo/parcela/vivero y/o invernadero.

- Número de la accesión: identificación de la población.

- Tipos de tratamientos dados a la semilla previos a la siembra.

- Fecha y densidad de siembra.

- Detalles sobre el manejo agronómico de las parcelas (riego, fertilización, control de malezas, plagas y enfermedades, y otras prácticas).

- Condiciones ambientales del sitio de regeneración (altitud, horas luz, temperatura, precipitación, tipo de suelo, otras características).

- Número de plantas germinadas.

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- Número de plantas establecidas.

- Días desde la siembra hasta la formación de las fibras sedosas (flores femeninas) y la inflorescencia masculina.

- Método de polinización controlada utilizado: planta a planta, cruza en cadena, polinización abierta.

- Número de plantas polinizadas.

- Fecha de cosecha.

- Número de plantas (mazorcas) cosechadas.

- Peso en el campo de las mazorcas cosechadas.

- Porcentaje de humedad de la semilla al momento de la cosecha.

- Calificación del rendimiento agronómico de la accesión, considerando el peso, calidad, uniformidad de la semilla en el campo y la resistencia al volcamiento de la planta.

- Características agronómicas y morfológicas de la planta y la mazorca (longitud, diámetro y ubicación de la mazorca, número de hojas por encima de la hoja de la mazorca, número de hileras de granos, longitud, ancho y grosor del grano, altura de planta, número de días a la formación de las fibras sedosas; número de días a la floración masculina; tasa de pudrición de la mazorca.

Estos datos se registran para la caracterización y se usan además para análisis requeridos para agrupar las accesiones.

- Fotografía de las mazorcas y los granos.

- Fecha de almacenamiento de la semilla.

- Porcentaje de germinación inicial de las semillas conservadas.

- Porcentaje de humedad de la semilla al momento de su conservación en el banco.

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2.7.2 Procedimiento para la regeneración de accesiones de frijol

El frijol común es principalmente autógamo, sin embargo, hay reportes en los que poblaciones silvestres y cultivadas se han registrado polinización cruzada o hibridación natural entre 0 y 85%. Si bien los casos de alogamia son esporádicos, mantener la integridad genética de la accesión requiere tomar algunas precauciones durante la regeneración, especialmente con las accesiones silvestres cultivadas en invernadero o en campo. Debe de tenerse el cuidado de evitar regenerar accesiones en campos donde se han reportado enfermedades de alta diseminación transmitidas por la semilla.

- Cuando tomemos la muestra de semilla de la fuente original debe de hacerse al azar para permitir a cada individuo la posibilidad de ser seleccionado y lograr mejor representatividad de la diversidad genética de la accesión. El procedimiento requerirá un mínimo de 80-100 semillas, pero si no dispone de esta cantidad, como cuando el germoplasma ha sido donado, regenere con la cantidad de semilla que tenga en existencia.

- Las parcelas serán constituidas de 3-5 surcos que tendrán una longitud de 2-5m dependiendo del número de semillas que se vayan a sembrar. Si el proceso de regeneración se hará en invierno se aconseja levantar los surcos a unos 10cm del nivel normal del suelo para evitar problemas de pudrición en casos de haber problemas por encharcamiento.

- La distancia entre plantas debe de ser entre 20-30cm y entre surcos de 50-60cm.

- Siembre de dos a tres semillas por golpe a una profundidad entre 3 y 5cm para asegurar una buena densidad de siembra. El número de semillas estará en dependencia de la calidad fisiológica de la accesión.

- En las accesiones de hábito de crecimiento semitrepador o postrado, corte las lianas cuando estén muy vigorosas para evitar la conexión entre accesiones.

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- Ralee dos semanas después de la emergencia de las plántulas o cuando la planta tenga cuatro hojas, dejando una plántula en cada golpe de siembra. Esto se debe hacer en las horas más frescas del día y cuando el suelo esté húmedo y suelto para poder arrancar las plantas fácilmente y evitar daños al sistema radicular de las plantas cercanas.

- Si la regeneración se hace en condiciones de secano usando un sistema de riego por aspersión, debe de tenerse cuidado de no lastimar las flores. El riego por goteo podría ser una alternativa viable para el éxito en la regeneración de éste cultivo.

- Realizar la cosecha basado en indicadores biológicos que la planta exhibe durante la etapa de madurez del cultivo. El más común son los cambios de coloración que presentan las vainas (de verde a rosado o amarillo dependiendo de la variedad). Como índice más exacto del tiempo de cosecha se puede tomar la presencia de 2-5 vainas secas en la planta.

- La cosecha debe de hacerse por una accesión (parcela) a la vez, recolectando manualmente las vainas maduras o secas de entre 40 y 60 plantas individuales y colocándolas en bolsas de papel kraft u otro recipiente apropiado. Cada bolsa se debe rotular por fuera y por dentro con el número de la accesión.

- Para el secado del material recién cosechado, colocar las bolsas con la semilla en un lugar seguro y seco donde la temperatura y humedad relativa no sean altas. El local puede ser un cuarto donde exista un flujo constante de aire. El tiempo óptimo de permanencia para un buen secado de la semilla es determinado por el cambio en la consistencia de la vaina (de blandas a muy coráceas).

- Retirar manualmente la semilla de las vainas secas para evitar dañar el embrión. Esto puede requerir abrir las vainas individualmente a mano o golpear suavemente la bolsa que contiene las vainas con una varilla pequeña.

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- Eliminar las semillas dañadas o inmaduras y descartar cualquier material vegetal extraño.

- Comparar morfológicamente la identidad de cada accesión comparando la semilla con la de la muestra original y con las imágenes fotográficas de las semillas que se sembraron.

- La humedad de cada accesión puede ser determinada según los métodos descritos en las páginas 18 y 19 del presente manual.

- A continuación debe registrarse el peso de la prueba de semillas (el peso de 1000 semillas) y el porcentaje de germinación antes de su conservación en el banco.

- Por último la semilla debe ser empacada en paquetes de lámina de aluminio o potes de plásticos de propileno identificados con el código o el número de la accesión, separando muestras para diferentes propósitos y llevada a condiciones de conservación a largo plazo.

- Colectar toda la información durante el proceso de regeneración de germoplasma. Aquí puede registrarse la información que fue descrita para regeneración de maíz.

2.7.3 Procedimiento para la regeneración de accesiones de sorgo y arroz

La metodología para la regeneración de sorgo y arroz es llamada sobre o planta por surco. Esta consiste en cubrir con bolsas especiales para polinización las panojas para evitar contaminación por polen extraño e inducir la autofecundación. Este procedimiento también se usa cada vez que se quiere producir semilla genética nueva de una variedad.

- La siembra debe hacerse en parcelas de 3 a 5 surcos de 5m de largo utilizando la metodología de sobre o planta por surco. Cada surco debe tener una distancia entre sí de 20cm.

- La cantidad de semilla por metro lineal de siembra es de 8 semillas.

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- Realizar todas las prácticas agronómicas y toma de datos requeridos para la caracterización morfológica en tiempo y forma para obtener semilla con buena calidad genética y fitosanitaria así como también un buen registro de la accesión y del proceso de regeneración.

- Al inicio de la floración se deben de cubrir las panojas con bolsas especiales para polinización para inducir la autofecundación y evitar contaminación con polen de otras variedades.

- El momento óptimo de cosecha será determinado mediante el contenido de humedad del grano. Para conocerlo se debe de tomar una muestra de granos al azar, mezclarla y determinar su contenido de humedad usando cualquiera de los métodos descritos para esta variable. Si el contenido de humedad es de 20-24% la parcela esta lista para ser cosechada. Otra forma de conocer rápidamente el contenido de humedad en el campo es apretando con las manos una panoja; si ésta se desgrana fácil y abundantemente es tiempo de cosechar.

- Cosechar y aporrear individualmente cada panoja por sobre.

- Tomar una cantidad igual de grano de cada sobre hasta completar la nueva accesión de la variedad regenerada.

- Realizar las pruebas de control de calidad descritas en este manual previo a su conservación en el banco.

De manera general, el manejo agronómico que se le brinde a las accesiones durante su regeneración debe ser preferiblemente similar al adoptado por el agricultor en la zona, siguiendo recomendaciones de técnicos de INTA y MAGFOR.

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III. Manejo de germoplasma conservado in situ

En Nicaragua no se conoce con exactitud la cantidad de recursos fitogenéticos que son conservados in situ en fincas de agricultores. Sin embargo, si hacemos un simple ejercicio tomando como referencia la cantidad de pequeños agricultores locales en frijol, maíz, sorgo y arroz que producen en una amplia diversidad de medioambientes bajo diferentes sistemas de producción y si a esto le sumamos los gustos y preferencias que cada productor toma en cuenta a la hora de seleccionar su mejor "semilla" de una época a otra, podemos concluir que cada finca por si misma podría albergar en potencia al menos una población muy particular que difiera en al menos un carácter de sus vecinas más cercanas.

Esta realidad nos obliga a centrar nuestra atención en el curador o responsable de la colección de germoplasma conservado en estas fincas, el productor o productora. Lo cierto es que la complejidad de los sistemas que conservan los recursos fitogenéticos in situ reside en que el germoplasma conservado adicionalmente es el medio de subsistencia del productor y esto acarrea que muchas practicas agronómicas llevadas a cabo con el propósito de producir suficiente alimento tengan un efecto marcado en la estructura de la población conservada y muchas veces defina su futuro.

Esta dinámica lejos de ser reconocida como una amenaza a la conservación de recursos fitogenéticos es parte sustancial de la conservación ya que en estas prácticas se basa la supervivencia de la población y es parte de los procesos evolutivos de la naturaleza misma. Por citar un ejemplo, es bien sabido que ciertos productores de frijol rojo criollo gustan seleccionar sus semillas por color y tamaño, prefiriendo semillas pequeñas y color rojo tipo “chile” en la mayoría de los casos. Esta selección llevada a cabo año con año trae como consecuencia que las poblaciones adquieran un rango específico de tamaño y colores muy particulares de acuerdo a los intereses del agricultor. Sin embargo, durante esta selección semillas o muy grandes o muy pequeñas son descartadas como material de siembra así como semillas de color muy oscuro o muy pálidas en algunos casos.

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Bajo este esquema de selección cierta diversidad genética ligada a estas características se pierde de la población pero ésta selección garantiza que la población será mantenida por su calidad culinaria.

El mismo fenómeno ocurre cuando una población muestra rusticidad ante algún estrés biótico (plagas, enfermedades) o abiótico (sequía, inundación, altas temperaturas). En este caso es el medio ambiente quien determina que individuos dentro de la población son los más aptos para continuar, permitiéndoles a estos aumentar el índice de reproducción y aumentando así su frecuencia en la siguiente generación.

Basado en lo descrito anteriormente, surge la pregunta, ¿cómo debemos orientar el manejo de germoplasma cuando su conservación es llevada a cabo por los agricultores? Lo cierto es que la conservación in situ tiene muchas diferencias con respecto a la ex situ. Su conservación siempre estará condicionada por la garantía de producción que una variedad refleje en el agricultor y en la mayoría de los casos una alta diversidad es sinónimo de garantía de producción. Dicho en otras palabras, el agricultor siempre estará dispuesto a conservar un germoplasma que le garantice la producción de suficiente alimento (Figura 16).

Figura 16. Conservación in situ de frijol y maíz.

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3.1 Recomendaciones técnicas para el manejo de germoplasma en condiciones in situ

Existen algunas recomendaciones técnicas que son de vital importancia cuando se trata de garantizar la conservación de recursos fitogenéticos en fincas de agricultores:

1. Promoción de los mejores materiales genéticos. Los mejores materiales genéticos que se conservan deben ser promocionados a nivel local en ferias e incluidos en programas de fitomejoramiento participativo a fin de mejorar la productividad de los mismos. En este sentido las instituciones gubernamentales deben desempeñar un rol importante en asistencia técnica y apoyo a pequeños y medianos productores que conservan este valioso germoplasma (Figura 17).

Figura 17. Promoción de materiales criollos en ferias locales.

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2. Mantener copias de seguridad (ex situ). Preferiblemente, cada población conservada in situ debe tener una réplica conservada ex situ con el propósito de tener una copia de seguridad en caso de una pérdida total de la población en el campo. En este caso existiría la posibilidad de repatriar cualquier población que sea perdida a causa de agentes externos.

3. Motivar a los agricultores a utilizar sus propias prácticas de producción. Es importante instar a los agricultores a utilizar sus propias cartas tecnológicas en los materiales genéticos conservados en sus fincas a fin de que las variedades locales estén realmente adaptadas a las condiciones del agricultor.

4. Nunca mercadear semillas mejoradas en zonas no adecuadas para su producción. Un error muy común es el tratar de convencer al agricultor que adoptando una variedad mejorada sus rendimientos se incrementarán significativamente. Muchas veces esas variedades mejoradas no han sido adaptadas ni validadas en sus condiciones. Esta práctica contribuye a la erosión genética y al final la producción puede llegar a ser más baja que la obtenida con materiales criollos o acriollados. Esto último debido a que muchas variedades mejoradas provienen de germoplasma extranjero no adaptado a las condiciones de nuestros productores.

5. Garantizar y guardar suficiente semilla para la próxima siembra. Es muy importante recomendar al agricultor dejar una buena cantidad representativa de semillas para la próxima siembra sin limitarse a pequeñas porciones. Esto garantizará que la mayor cantidad de alelos posibles estará presente en la siguiente generación y el productor seguirá manteniendo la variedad con las características deseadas.

6. Brindar un adecuado manejo a la “semilla” o material de siembra. El adecuado manejo de pos cosecha es muy importante ya que un exceso de humedad puede causar pérdidas por hongos de almacén. De igual manera, la presencia de insectos de almacén son otra amenaza de pérdidas en pos cosecha. Por lo tanto, se recomienda una vez cosechada la producción total, apartar el volumen de semillas que será destinado para la siguiente siembra y brindarle un tratamiento más especial. Este tratamiento debe estar de acuerdo a lo detallado en el acápite de acondicionamiento de germoplasma.

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3.2 Manejo del insumo “semilla” durante la conservación in situ

En la figura 17 podemos apreciar el esquema de producción de granos comúnmente adoptado en los sistemas de producción locales que hacen uso de materiales criollos o acriollados. Lo cierto es que en la mayoría de los casos luego de la cosecha el material que se destinará para la próxima siembra es manejado como cualquier grano sin tomar medidas que permitan garantizar la calidad de éste insumo, básicamente siguiendo el esquema “A”. No obstante, las flechas en color verde en el esquema “B”, marcan el cambio en el flujograma que deben de recorrer las semillas que se destinarán para la próxima siembra. Básicamente se deben de tomar en cuenta los siguientes pasos:

- La selección de la semilla debe de realizarse con sumo cuidado pero ante todo nunca se debe orientar al productor que semillas o tipo de semillas seleccionar ya que debe de prevalecer el criterio de selección del productor.

- Una vez que las semillas han sido seleccionadas están deben apartarse del resto de material destinado al consumo.

- Las semillas deben ser cuidadosamente acondicionadas de acuerdo a los procedimientos descritos en este manual (acápite II).

- El almacenamiento de las semillas debe realizarse en un lugar fresco y ventilado alejado de cualquier fuente de calor y excesos de humedad.

- El control de calidad en la conservación in situ no debe ser tan estricto como en la ex situ, pero debe de tomarse en cuenta como mínimo la prueba de humedad (con el método de la sal) y la prueba de germinación en campo.

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Semilla para la siembra

Control de calidad de semillas

Siembra

Almacenamientode semillas

Factores bióticos y abióticos

A B

Figura 17. A. Esquema de producción de granos en sistemas de producción locales. B. Esquema del manejo de la semilla en colecciones conservadas in situ.

3.3 Principales causas de erosión genética en colecciones conservadas in situ

Son muchos los factores bióticos y abióticos que pueden traer como consecuencia la perdida de diversidad genética en una población en el campo, o en los casos más extremos la pérdida total de la población conservada.

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Entre las principales causas tenemos:

Presencia de plagas y enfermedades. Las plagas y enfermedades causan erosión genética en los materiales conservados in situ, eliminando de la población aquellos individuos que no poseen resistencia o tolerancia a las mismas. Desde el punto de vista de adaptabilidad es deseable que una población tienda a volverse más resistente a una plaga o enfermedad local mediante este tipo de selección natural. Sin embargo, debemos recordar que muchos individuos muy susceptibles son portadores de características productivas y comerciales deseables (color de semilla, sabor, hábito de crecimiento, etc.) y se pierden completamente de la población limitando su disponibilidad en el futuro. Por esta razón es importante orientarle al productor la adopción de diferentes medidas de control que le permitan el manejo adecuado de la enfermedad desde temprano y que minimicen los efectos en selección natural (Figura 18).

Figura 18. Plantación de frijol afectada por un complejo de enfermedades.

Existen casos que una enfermedad nueva para la cual no existen individuos resistentes ocasione la pérdida total de la población (o poblaciones) o bien infrinja una erosión muy drástica en la estructura poblacional inicial. Por ejemplo, los brotes de la enfermedad conocida como mancha de asfalto que recientemente afecto muchas áreas de maíz en Nicaragua en 2012, que produjo la pérdida total de muchas poblaciones.

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Cambios climáticos bruscos. Los cambios climáticos bruscos presentados como sequías prolongadas o inundaciones son otra causa de pérdida de diversidad genética en las colecciones conservadas in situ. Al igual que las plagas y enfermedades, estas ocasionan pérdidas de genotipos en la estructura genética de las poblaciones. Ante este tipo de catástrofes el ser humano no puede hacer mucho, pero algo importante es la existencia de una copia de la población conservada ex situ, esta puede ser repatriada a su nicho restaurando la población original (Figura 19).

Figura 19. Plantación de maíz afectada por inundación.

3.4 Repatriación de muestras a colecciones in situ

El último punto del acápite anterior hace énfasis a la importancia de conservar copias de seguridad en bancos de germoplasma que nos permitan recuperar y restablecer materiales genéticos perdidos por los factores descritos anteriormente, esta tarea tiene como nombre repatriación de germoplasma. Ante todo, el agricultor debe tener certeza que una copia de su accesión se encuentra conservada ex situ en un banco de germoplasma. Para esto es necesario que el agricultor conozca generalidades de su variedad tales como color de semillas, días a floración, nombre común o local, nombre del agricultor o agricultores que poseen el material, etc.

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Con esta información resulta más fácil revisar la base de datos y constatar que la accesión esta efectivamente conservada. Luego se debe realizar una solicitud por escrito de acuerdo a lo estipulado por el banco.

La cantidad de semillas que se conservan en el banco de germoplasma es muy reducida como para restablecer en una sola generación una población tan grande como la original. Por lo tanto, se debe entregar al productor una cantidad mínima de semillas para establecer pequeñas parcelas de multiplicación en la fincas de origen. Es difícil establecer un número de semillas a sembrar en dicha parcela por lo que estará en dependencia de la disponibilidad de semillas en el banco. La parcela se debe establecer en un área alejada de otras variedades y en un área que no haya tenido registro de enfermedades. Cuando en la pequeña área a establecer se dispone de fuentes de agua cercanas resulta factible realizar la primera etapa de multiplicación fuera de las épocas de lluvia.

Las plantas establecidas en esta parcela deben de contar con un manejo adecuado muy similar al empleado durante la regeneración de germoplasma con la diferencia que más de un ciclo de multiplicación podría ser necesario. En una primera etapa se debe evitar realizar selección de plantas en base a cualquier criterio para evitar la pérdida de diversidad genética en la primera generación. Luego esto estará en dependencia de los criterios de selección del productor. Es aconsejable que el agricultor reciba asistencia técnica del banco durante este proceso y a cambio el productor podría donar una muestra pequeña de germoplasma el cual podría ser utilizado por otros interesados.

La cosecha y acondicionamiento de las semillas debe realizarse con sumo cuidado de acuerdo a las recomendaciones mencionadas anteriormente en los acápites II. Todas las plantas deben ser contadas al momento de la cosecha para llevar un registro de plantas fundadoras cosechadas. Luego la semilla debe ser homogenizada y acondicionada de acuerdo a lo establecido en el acápite II. Es muy probable que el agricultor deba realizar un mínimo de dos ciclos de multiplicación para garantizar suficiente semillas para una producción a mayor escala. Dado que las étapas de multiplicación son seguidas no es necesario realizar control de calidad de las semillas.

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IV. Consideraciones finales

En el presente manual se abordaron aspectos muy prácticos del manejo de germoplasma en condiciones in situ y ex situ que sin lugar a dudas resultarán muy útiles para aquellos productores nacionales interesados en garantizar la conservación de su germoplasma a través de la adopción de prácticas adecuadas.

Es probable que uno de los paradigmas más difíciles de cambiar sea la idea de que el material escogido por el productor para siembra es “semilla” y debemos tratar de darle un manejo que garantice su calidad sin comprometer su identidad genética.

Los controles de calidad no deben verse como algo muy propio de la conservación ex situ y deben ser adoptados al menos en los análisis más esenciales por los productores que llevan a cabo la conservación in situ. Asimismo, es importante que el productor tenga acceso a asistencia técnica en manejo de germoplasma brindado por un equipo multidisciplinario que contribuya a fortalecer sus conocimientos en diferentes áreas. Sin embargo, no hay que perder la idea de que el productor es quien conserva el germoplasma in situ, conoce mejor su material y es quien debe tomar las decisiones que puedan en alguna medida dirigir la evolución de los materiales genéticos en el campo.

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V. Referencias

AOSA (Association of Official Seed Analysis). 1983. Seed vigor testing handbook. Contribution no. 32 to The Handbook on Seed Testing. Association of Official Seed Analysts.USA.

ISTA (Intenational Seed Testing Association). 1993. International Rules for Seed Testing. Seed Science and Technology, 21, Supplement. 288pp.

ISTA (Intenational Seed Testing Association). 1996. International Rules for Seed Testing. Zurich. 335pp.

ISTA (Intenational Seed Testing Association). 2004. International Rules for Seed Testing, Seed Science and Technology, Geneva, Switzerland.

ISTA (Intenational Seed Testing Association). 2003. Working Sheets on Tetrazolium Testing. Vol. 1.

Jaramillo, S., & Baena, M. 2000. Material de apoyo a la capacitación en conservación exs itu de recursos fitogenéticos. Instituto Internacional de Recursos Fitogenéticos, Cali, Colombia. 128p.

Salcedo, J. M. 2008. Guías para la regeneración de germoplasma: frijol común. En: Dulloo, M. E., Thormann, I., Jorge, M. A. & Hanson, J., editors. Crop specific regeneration guidelines. CGIAR System-wide Genetic Resource Programme (SGRP), Rome, Italy. 10 pp.

Schmidt, L. 2000. Seed Testing. In: Guide to Handling of Tropical and Subtropical Forest Seed. Danida Forest Seed Centre.

Taba, S. & Twumasi-Afriyie, S. 2008. Guías para la regeneración de germoplasma: maíz. En: Dulloo, M. E., Thormann, I., Jorge, M. A. & Hanson, J., editors. Crop specific regeneration guidelines. CGIAR System-wide Genetic Resource Programme (SGRP), Rome, Italy. 11 pp.

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Manual práctico para el manejo de germoplasma de granos básicos58

VI. GlosarioAccesión: Muestra de germoplasma representativa de uno o varios individuos de la población. Representa un cultivar, una linea mejorada o una población, la cual es resguardada para su conservación y uso en un programa de mejoramiento o colección de germoplasma.

Alelo: Cada una de las posibles formas alternativas de un gen dado que difiere en su secuencia de ADN y afecta a su función (a sus productos como ARN o proteínas). Un organismo diploide tiene siempre dos alelos de cada gen, que pueden ser iguales (homocigóticos) o diferentes (heterocigóticos).

Colección: Grupo de accesiones de germoplasma conservadas para un propósito específico bajo condiciones definidas.

Diversidad genética: Diversidad de caracteres genéticos que resultan en características diferentes.

Germoplasma: Se define como el conjunto total de especies vivientes, subespecies, poblaciones definidas genéticamente, variantes genéticas y mutantes cuya disponibilidad contínua es importante para la salud y el bienestar presente y futuro de la sociedad.

Heterosis: Conocido también como vigor híbrido. Se refiere a la superioridad general del híbrido en características como tamaño, tasa de crecimiento, fertilidad y producción, respecto de cualquiera de los progenitores.

Muestra: Subconjunto de una población a través de la cual se estiman las propiedades y características de una población.

Población: Grupo de individuos, plantas o animales que comparten un área geográfica o región y que poseen características en común.

Regeneración: Reproducción de una accesión para mantener su integridad genética. Se realiza en el campo cuando las semillas están amenazadas de perder viabilidad en cerca del 85% del poder germinativo inicial. El intervalo de tiempo entre una regeneración y otra debe ser determinado experimentalmente para cada especie.


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«La presente publicación ha sido elaborada con la asistencia de la Unión Europea. El contenido es responsabilidad exclusiva del Instituto Nicaragüense de Tecnología Agropecuaria (INTA) y en ningún caso debe considerarse que refleja los puntos de vista de la Unión Europea».

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