Manual Procedimentos

MM AANNUUAALL

DDEE

PPRROOCCEEDDII MM EENNTTOOSS

CCOOLL EETTAA,, AACCOONNDDII CCII OONNAAMM EENNTTOO EE TTRRAANNSSPPOORRTTEE DDEE AAMM OOSSTTRRAASS

BBII OOLL ÓÓGGII CCAASS

LABORATÓRIO DE SAÚDE PÚBLICA DR. GIOVANNI CYSNEIROS

GOIÂNIA – GO 2010

MANUAL DE PROCEDIMENTOS: COLETA,

ACONDICIONAMENTO E TRANSPORTE DE

AMOSTRAS BIOLÓGICAS.


MARCONI FERREIRA PERILLO JÚNIOR Governador do Estado de Goiás

ANTÔNIO FALEIROS FILHO Secretária de Estado da Saúde

MARIA BÁRBARA HELOU RODRIGUES Diretoria Geral

Laboratório de Saúde Pública Dr. Giovanni Cysneiros

MARCOS VINICIOS MILKI Diretoria Administrativa


ILDA MARIA DA SILVA OLIVEIRA Diretoria Técnica


CARMEM HELENA RAMOS Departamento de Biologia Médica



EQUIPE RESPONSÁVEL PELA ELABORAÇÃO

ANDRÉA FINOTTI Divisão de Virologia

ANGÉLICA LIMA DE BASTOS

Seção de Micologia

ANGÉLICA SOCORRO DO NASCIMENTO ACIOLI Seção de Imunologia / Parasitologia

CARMEN HELENA RAMOS

Departamento de Biologia Médica

JOSÉ EMMANUEL CONRADO ACIOLI Seção de Análises Complementares

MARCELO SANTALUCIA

Seção de Biologia

MARIA JOSÉ DA CUNHA Divisão de Biologia Molecular

ROBMARY MATIAS DE ALMEIDA

Seção de Bacteriologia

SUELI LEMES DE ÁVILA ALVES Seção de Micobactérias

VAIRENE ISABEL W. DE OLIVEIRA CHAVEIRO

Divisão de Gerenciamento de Amostras

APOIO TÉCNICO-OPERACIONAL

JOÃO QUIRINO RODRIGUES JUNIOR

Executor Administrativo Departamento de Biologia Médica


É coisa preciosa, a saúde, e a única, em

verdade, que merece que em sua procura

empreguemos não apenas o tempo, o suor, a

pena, os bens, mas até a própria vida; tanto

mais que sem ela a vida acaba por tornar-se

penosa e injusta.

Montaigne, Michel de. In Ensaios.


AGRADECIMENTO ESPECIAL

A todos os servidores do LACEN

pela colaboração na ocasião de

coleta das informações contidas

neste Manual.

SUMÁRIO

APRESENTAÇÃO................................................................................................................................ I

LABORATÓRIO DE SAÚDE PÚBLICA DR. GIOVANNI SYNEIROS . ....................................... II

O DEPARTAMENTO DE BIOLOGIA MÉDICA .................. ........................................................... III

ORIENTAÇÕES GERAIS ................................................................................................................... IV

ROTEIRO DE CONSULTA................................................................................................................. V

________________________________________________________________________________

1. AIDS / HIV............................................................................................................................................. 01

1.1. AIDS / HIV – CONTAGEM DE LINFÓCITOS CD4+ E CD+

1.2. AIDS / HIV – DETECÇÃO DAS MUTAÇÕES ASSOCIADAS COM A RESISTÊNCIA DO HIV AOS ANTI-RETROVIRAIS

1.3. AIDS / HIV – DETECÇÃO QUALITATIVA DO DNA PRÓ-VIRAL

1.4. AIDS / HIV – QUANTIFICAÇÃO DA CARGA VIRAL (b - DNA)

1.5. AIDS / HIV – SOROLOGIA

2. ASPERGILOSE..................................................................................................................................... 03

3. BRUCELOSE – SOROLOGIA............................................................................................................ 03

4. CANCRO MOLE .................................................................................................................................. 04

5. CANDIDIASE........................................................................................................................................ 04

5.1. CANDIDÍASE SISTÊMICA

5.2. CANDIDÍASE SUPERFICIAL

6. CISTICERCOSE - IMUNOFLUORESCÊNCIA INDIRETA IGG ..... ............................................ 05

7. COCCÍDIOS INTESTINAIS – ISOSPORA BELLI – CRYPTOSPOR IDIUM PARVUM - CYSCLOSPORA CAYETANENSIS................................................................................................... 06

8. COLINESTERASE ............................................................................................................................... 06

9. COQUELUCHE .................................................................................................................................... 07

10. CRIPTOCOCOSE................................................................................................................................. 07

11. CROMOMICOSE (CROMOBLASTOMICOSE).............................................................................. 08

12. CULTURAS PARA BACTÉRIAS AERÓBIAS ................................................................................. 08

12.1. CULTURA – ABSCESSOS – LESÕES FECHADAS

12.2. CULTURA – ESCARRO

12.3. CULTURA – FERIDA (CIRÚRGICAS, MORDEDURAS DE ANIMAIS, QUEIMADURAS, LACERAÇÕES, ESCARAS, ÚLCERAS DE PÉ DIABÉTICO)

12.4. CULTURA – FEZES

12.5. CULTURA – LAVADO BRONCO - ALVEOLAR

12.6. CULTURA – LIQUIDOS ORGÂNICOS ESTÉREIS: LÍQUIDO PLEURAL, ASCÍTICO E BILIAR

12.7. CULTURA – NASOFARINGE (SECREÇÃO)

12.8. CULTURA – PONTA DE CATETER

12.9. CULTURA – SANGUE

12.10. CULTURA – SECREÇÃO OCULAR

12.11. CULTURA – SECREÇÃO DE OROFARINGE

12.12. CULTURA – SECREÇÃO DE OUVIDO

12.13. CULTURA – SECREÇÃO TRAQUEAL

12.14. CULTURA – SECREÇÃO VAGINAL

12.15. CULTURA – URINA

13. DENGUE................................................................................................................................................ 15

13.1. DENGUE COM COMPLICAÇÕES NEUROLÓGICAS – DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL PARA ENTEROVÍRUS

13.2. DENGUE COM COMPLICAÇÕES NEUROLÓGICAS – SOROLOGIA – IgM ou IgG

13.3. DENGUE – DETECÇÃO QUALITATIVA DO RNA

13.4. DENGUE E FEBRE AMARELA - HISTOPATOLÓGICO IMUNOHISTOQUÍMICA – VÍSCERAS

13.5. DENGUE E FEBRE AMARELA – ISOLAMENTO VIRAL – SANGUE

13.6. DENGUE E FEBRE AMARELA - ISOLAMENTO VIRAL – VÍSCERAS

13.7. DENGUE E FEBRE AMARELA – PCR – SORO

13.8. DENGUE E FEBRE AMARELA – SOROLOGIA – IgM ou IgG

13.9. DENGUE – ESPECTRO DE GOTAS

13.10. DENGUE – PESQUISA ENTOMOLÓGICA

14. DERMATOFITOSES (TINHAS)......................................................................................................... 20

15. DIFTERIA ............................................................................................................................................. 20

16. DOENÇA DE CHAGAS ....................................................................................................................... 21

16.1. DOENÇA DE CHAGAS AGUDA – SOROLOGIA

16.2. DOENÇA DE CHAGAS – PESQUISA ENTOMOLÓGICA

16.3. DOENÇA DE CHAGAS – PESQUISA PARASITOLÓGICA (T. Cruzi) EM TRIATOMÍNIOS

16.4. DOENÇA DE CHAGAS – TRIATOMÍNIOS ENCAMINHADOS PELA POPULAÇÃO

16.5. DOENÇA DE CHAGAS – SOROLOGIA

17. DOENÇA DE LYME – SOROLOGIA................................................................................................ 22

18. DOENÇA DE CREUTZFELDT .......................................................................................................... 23

18.1. DOENÇA DE CREUTZFELDT – JACOB – PESQUISA DA PROTEÍNA 14-3-3 LIM 15

18.2. DOENÇA DE CREUTZFELDT – JACOB – PESQUISA DE AC PrPsc / PROTEÍNA TAU / UBIQUITINA / GFAP / β AMILÓIDE / α SINUCLEINA

18.3. DOENÇA DE CREUTZFELDT – JACOB – PESQUISA DE POLIMORFISMO OU MUTAÇÕES DO CÓDON 129 DO GEN PRPN

19. ESPOROTRICOSE............................................................................................................................... 24

20. ESQUITOSSOMOSE – PESQUISA ENTOMOLÓGICA................................................................. 24

21. FEBRE AMARELA – PESQUISA ENTOMOLÓGICA .............. ..................................................... 25

22. FEBRE MACULOSA ........................................................................................................................... 25

22.1. FEBRE MACULOSA – CULTIVO CELULAR PARA ISOLAMENTO EM SHELL VIAL E PCR – SANGUE E TECIDOS

22.2. FEBRE MACULOSA – IMUNOHISTOQUÍMICA - BIÓPSIA DE PELE

22.3. FEBRE MACULOSA – IMUNOHISTOQUÍMICA – TECIDOS

22.4. FEBRE MACULOSA – SOROLOGIA POR IFI

23. FEOHIFOMICOSE .............................................................................................................................. 27

24. GONORREIA........................................................................................................................................ 27

24.1. GONORRÉIA – BACTERIOSCOPIA + CULTURA

24.2. GONORRÉIA – CULTURA

25. HANTAVÍRUS ...................................................................................................................................... 28

25.1. HANTAVÍRUS – IMUNOHISTOQUÍMICA – VÍCERAS

25.2. HANTAVÍRUS – PCR – SORO / SANGUE TOTAL

25.3. HANTAVÍRUS – SOROLOGIA – SORO

26. HEPATITES VIRAIS ........................................................................................................................... 29

26.1. HEPATITE B – QUANTIFICAÇÃO DO DNA DO VÍRUS DA HEPATITE B

26.2. HCV– PCR QUALITATIVO – PCR QUANTITATIVO – GENOTIPAGEM (LIPA)

26.3. HEPATITES VIRAIS - SOROLOGIA

27. HIALOHIFOMICOSE ......................................................................................................................... 31

28. HISTOPLASMOSE .............................................................................................................................. 31

29. LEISHMANIOSE.................................................................................................................................. 31

29.1. LEISHMANIOSE CANINA – SOROLOGIA

29.2. LEISHMANIOSE HUMANA – PUNÇÃO MEDULAR – LVA

29.3. LEISHMANIOSE – PESQUISA ENTOMOLÓGICA

29.4. LEISHMANIOSE TEGUMENTAR AMERICANA – PESQUISA DIRETA

29.5. LEISHMANIOSE VISCERAL – CONTROLE DA QUALIDADE DE LÂMINAS

29.6. LEISHMANIOSE VISCERAL – SOROLOGIA

30. LEPTOSPIROSE – SOROLOGIA ...................................................................................................... 34

31. MALÁRIA ............................................................................................................................................. 34

31.1. MALÁRIA – CONTROLE DA QUALIDADE DE LÂMINAS DA PESQUISA DIRETA

31.2. MALÁRIA – PESQUISA ENTOMOLÓGICA

31.3. MALÁRIA – PESQUISA DE HEMATOZOÁRIOS

32. MENINGITE ......................................................................................................................................... 36

32.1. MENINGITE VIRAL – ISOLAMENTO VIRAL E PCR

32.2. MENINGITES – AGLUTINAÇÃO PELO LÁTEX + CIE

32.3. MENINGITES – CULTURA – LÍQUOR

32.4. MENINGITES – CULTURA – SANGUE

32.5. MENINGITES – QUIMIOCITOLÓGICO + BACTERIOSCÓPICO

33. MICETOMAS (ACTINOMICETOMAS – EUMICETOMAS).......... .............................................. 38

34. MICOBACTÉRIAS NÃO TUBERCULOSAS ................................................................................... 39

34.1. MICOBACTÉRIAS NÃO TUBERCULOSAS

34.2. MICOBACTÉRIAS NÃO TUBERCULOSAS – IRAS

35. MICOSES SISTEMICAS (PARACOCCIDIODOMICOSE, HISTOPLAS MOSE E ASPERGILOSE) – SOROLOGIA....................................................................................................... 40

36. MONONUCLEOSE INFECCIOSA – SOROLOGIA........................................................................ 40

37. PARACOCCIDIODOMICOSE (BLASTOMICOSE SUL-AMERICANA) .. .................................. 40

38. PIEDRA BRANCA E PIEDRA NEGRA............................................................................................. 41

39. PITIRÍASE VERSICOLOR – ERITRASMA..................................................................................... 41

40. PNEUMOCYSTIS CARINI ................................................................................................................. 42

41. POLIOVÍRUS – ISOLAMENTO VIRAL E PCR ............... .............................................................. 42

42. ROTAVÍRUS E ADENOVÍRUS – EIERA ......................................................................................... 43

43. RUBÉOLA – ISOLAMENTO VIRAL ................................................................................................ 43

44. SARAMPO............................................................................................................................................. 44

44.1. SARAMPO – ISOLAMENTO VIRAL

44.2. SARAMPO E RUBÉOLA – SOROLOGIA

45. SÍFILIS................................................................................................................................................... 44

45.1. SÍFILIS PRIMÁRIA/CANCRO DURO – TREPONEMA PALLIDUM

45.2. SÍFILIS – SOROLOGIA

46. SÍNDROME GRIPAL (INFLUENZA A E B, ADENOVÍRUS VÍRUS SINCIVIAL RESPIRATÓRIO PARA INFLUENZA 1,2 E 3) – IMUNOFLUORES CÊNCIA INDIRETA....... 45

47. TINHA NEGRA..................................................................................................................................... 45

48. TOXOPLASMOSE ............................................................................................................................... 46

48.1. TOXOPLASMOSE – IMUNOFLUORESCÊNCIA INDIRETA IGG E IGM

48.2. TOXOPLASMOSE – SOROLOGIA

49. TRICOMICOSE NODULAR AXILAR .............................................................................................. 46

50. TUBERCULOSE................................................................................................................................... 47

50.1. TUBERCULOSE – BIÓPSIA, FRAGMENTOS CUTÂNEOS E DE OSSOS

50.2. TUBERCULOSE INTESTINAL – BIÓPSIA RETAL

50.3. TUBERCULOSE – LÍQUIDOS ASSÉPTICOS (PLEURAL, ASCÍTICO, SINOVIAL, PERICÁRDICO E PERITONEAL)

50.4. TUBERCULOSE MENINGEA – LCR

50.5. TUBERCULOSE MILIAR – SANGUE; ASPIRADO DE MEDULA ÓSSEA

50.6. TUBERCULOSE PULMONAR – ESCARRO DE EXPECTORAÇÃO ESPONTÂNEA

50.7. TUBERCULOSE PULMONAR – ESCARRO DE EXPECTORAÇÃO INDUZIDA

50.8. TUBERCULOSE PULMONAR – LAVADOS: BRÔNQUICO, BRONCOALVEOLAR, TRAQUEOBRÔNQUICO

50.9. TUBERCULOSE PULMONAR – LAVADO GÁSTRICO

50.10. TUBERCULOSE – PUS PROVENIENTE DE CAVIDADE ABERTA

50.11. TUBERCULOSE – PUS PROVENIENTE DE CAVIDADE FECHADA

50.12. TUBERCULOSE RENAL - URINA

50.13. TUBERCULOSE – TESTE DE SENSIBILIDADE

51. ZIGOMICOSE ...................................................................................................................................... 53

BIBLIOGRFIA CONSULTADA ......................................................................................................... 54

ANEXOS

ANEXO I ................... AVALIAÇÃO DO ESPECTRO DE GOTAS – LEITURA DE GOTAS; ANEXO II .................. AVALIAÇÃO DO ESPECTRO DE GOTAS; ANEXO III ................ BOLETIM DE CAPTURA DE ARTRÓPODES; ANEXO IV ................ DETECÇÃO DO DNA PRÓ-VIRAL EM CRIANÇAS NASCIDAS DE MÃES

SOROPOSITIVAS E GESTANTES COM SOROLOGIA INDETERMINADA NO BRASIL;

ANEXO V ................. FICHA DE ENCAMINHAMENTO DE MATERIAL PARA LEISHMANIOSE CANINA;

ANEXO VI ................ FICHA DE ENCAMINHAMENTO PARA REALIZAÇÃO DE EXAME CONFIRMATÓRIO;

ANEXO VII ............... FICHA DE LEISHIMANIOSE CANINA; ANEXO VIII .............. FICHA DE PESQUISA DE FLEBOTOMÍNEOS – BOLETIM DIÁRIO DE CAMPO; ANEXO IX ................ FICHA DE SOLICITAÇÃO DE EXAMES – GAL; ANEXO X ................. FICHA QUANTIFICAÇÃO DE ÁCIDO NUCLÉICO – CARGA VIRAL HBV; ANEXO XI ................ FORMULÁRIO DE COLINESTERASE I (COLIN I); ANEXO XII ............... FORMULÁRIO DE ENVIO DE LÂMINAS PARA CONTROLE DA QUALIDADE; ANEXO XIII .............. FORMULÁRIO DE SOLICITAÇÃO DE CULTURA E TESTE DE SENSIBILIDADE

PARA MICOBACTÉRIAS; ANEXO XIV .............. FORMULÁRIO PARA SOLICITAÇÃO DE EXAME DE GENOTIPAGEM HIV –

FORMULÁRIO A; ANEXO XV ............... FORMULÁRIO PARA SOLICITAÇÃO DE IDENTIFICAÇÃO DE

MICOBACTÉRIAS NÃO TUBERCULOSAS; ANEXO XVI .............. INSTRUÇÕES DE COLETA PARA PESQUISA DIRETA PARA LTA; ANEXO XVII ............ LAUDO MÉDICO PARA EMISSÃO DE BPA – I – CONTAGEM DE LINFÓSITOS; ANEXO XVIII ........... LAUDO MÉDICO PARA EMISSÃO DE BPA – I – QUANTIFICAÇÃO DE ÁCIDO

NUCLÉICO – CARGA VIRAL DO HIV; ANEXO XIX .............. LAUDO PARA SOLICITAÇÃO/AUTORIZAÇÃO DE PROCEDIMENTO

LABORATORIAL; ANEXO XX ............... MANUAL DE COLETA DA QUANTIFICAÇÃO DO RNA VIRAL DO HIV-1 –

CARGA VIRAL; ANEXO XXI .............. NORMAS PARA O ATENDIMENTO DOS EXAMES DE BIOLOGIA

MOLECULAR PARA HEPATITE C; ANEXO XXII ............ PARECER DO MÉDICO DE REFERÊNCIA EM GENOTIPAGEM HIV -

FORMULÁRIO B; ANEXO XXIII ........... PORTARIA N° 2472, DE 31 DE AGOSTO DE 2010; ANEXO XXIV ........... PROTOCOLO DE COLETA, ACONDICIONAMENTO E TRANSPORTE DE

AMOSTRAS CLÍNICAS PARA CULTURA DE BACTÉRIAS AERÓBIAS; ANEXO XXV ............ RECOMENDAÇÕES PARA COLETA E TRANSPORTE DE AMOSTRAS

BIOLÓGICAS PARA CONTAGEM DE LINFÓCITOS T CD4/CD8/CD45; ANEXO XXVI ........... RELAÇÃO DOS INSETICIDAS INIBIDORES DA COLINESTERASE

SANGUÍNEA, USO, PROGRAMA E PERIODICIDADE; ANEXO XXVII .......... SINAN – FICHA DE INVESTIGAÇÃO EPIDEMIOLÓGICA; ANEXO XXVIII ......... SINAN – FICHA DE NOTIFICAÇÃO/INVESTIGAÇÃO – DOENÇAS DE

CREUTZFELDT JAKOB; ANEXO XXIX ........... SOLICITAÇÃO DE TESTE MOLECULAR PARA GESTANTES; ANEXO XXX ............ TERMO DE CONSENTIMENTO LIVRE ESCLARECIMENTO – DST/AIDS; ANEXO XXXI ........... TERMO DE CONSENTIMENTO PÓS-INFORMADO; ANEXO XXXII .......... TERMO / PROTOCOLO / FICHA DE ENCAMINHAMENTO DE AMOSTRAS

BIOLÓGICAS. ANEXO XXXIII ......... TEGUMENTAR HUMANA (LTA) - FORMULÁRIO DE ENVIO DE LÂMINAS

PARA CONTROLE DA QUALIDADE.

ABREVIATURAS

BHI ....................BRAIN HEART INFUSION; BPA....................BOLETIM DE PRODUÇÃO AMBULATORIAL; CDC ...................CENTER ON DISEASE CONTROL; CGLAB ..............COORDENAÇÃO GERAL DE LABORATÓRIOS DE SAÚDE PÚBLICA; CGPNCD...........COORDENAÇÃO GERAL DO PROGRAMA NACIONAL DE CONTROLE DA DENGUE; CIE .....................CONTRAIMUNOELETROFORESE; CIM ....................CONCENTRAÇÃO INIBITÓRIA MÍNIMA; CNES.................CADASTRO NACIONAL DE ESTABELECIMENTOS DE SAÚDE; CEPCISS...........COORDENAÇÃO ESTADUAL DE PREVENÇÃO E CONTROLE DE INFECÇÃO EM

SERVIÇOS DE SAÚDE; DF ......................DISTRITO FEDERAL; DNA ...................ÁCIDO DESOXIRRIBONUCLEICO; DPCISS..............DIVISÃO DE PREVENÇÃO E CONTROLE DE INFECÇÃO EM SERVIÇOS DE SAÚDE; EDTA .................(ETHYLENEDIAMINE TETRAACETIC ACID) ÁCIDO ETILENODIAMINO TETRA-

ACÉTICO; EIERA ...............ENSAIO IMUNOENZIMÁTICO COMBINADO PARA ROTAVÍRUS E ADENOVÍRUS; FIOCRUZ .........FUNDAÇÃO INSTITUTO OSWALDO CRUZ; FTA-ABS ...........FLUORESCENT TREPONEMAL ANTIBODY ABSORPTION; GAL ...................SISTEMA DE GERENCIAMENTO DE AMBIENTE LABORATORIAL; HAV ...................VÍRUS DA HEPATITE A; HBV ...................VÍRUS DA HEPATITE B; HCV ...................VÍRUS DA HEPATITE C; HDT ...................HOSPITAL DE DOENÇAS TROPICAIS; HPLC .................HIGH-PERFORMANCE LIQUID CHROMATOGRAPHY; IAL ..................... INSTITUTO ADOLFO LUTZ; IRAS .................. INFECÇÕES RELACIONADAS À ASSISTÊNCIA À SAÚDE; LACEN ..............LABORATOTIO CENTRAL DE SAUDE PÚBLICA; LCR ...................LÍQUIDO CEFALORRAQUIDIANO; LTA ....................LESHIMANIOSE TEGUMENTAR AMERICANA; LV ......................LESHIMANIOSE VISCERAL; LVA ...................LESHIMANIOSE VISCERAL AMERICANA; LTA ....................LESHIMANIOSE TEGUMENTAR AMERICANA; MNT ...................MICOBACTÉRIAS NÃO TUBERCULOSAS; MS......................MINISTÉRIO DA SAÚDE; PFA ....................PARALISIA FLÁCIDA AGUDA; PNH ...................PRIMATAS NÃO HUMANOS; PCR....................REAÇÃO DE POLIMERIZAÇÃO EM CADEIA; POP....................PROCEDIMENTO OPERACIONAL PADRÃO; RNA ...................ÁCIDO RIBONUCLEICO; RT ......................REAL TIME; SINAN ...............SISTEMA DE INFORMAÇÕES DE AGRAVOS DE NOTIFICAÇÃO; SISLAB ..............SISTEMA NACIONAL DE LABORATÓRIOS DE SAÚDE PÚBLICA; SUS....................SISTEMA ÚNICO DE SAÚDE; SVISA ................SUPERINTENDÊNCIA DE VIGILÂNCIA SANITÁRIA E AMBIENTAL; SVO....................SERVIÇO DE VERIFICAÇÃO DE ÓBTO; TBMDR .............TUBERTCULOSE MULTIDROGA RESISTENTE; UFRJ..................UNIVERSIDADE FEDERAL DO RIO DE JANEIRO; USP....................UNIVERSIDADE DE SÃO PAULO; VDRL .................VENEREAL DISEASE RESEARCH LABORATORY.

I

APRESENTAÇÃO

Este manual foi elaborado pelo Departamento de Biologia Médica do Laboratório de

Saúde Pública Dr. Giovanni Cysneiros (LACEN – GO), vinculado à Secretaria de Estado da

Saúde, com o objetivo de orientar a coleta, o acondicionamento e o transporte de materiais

para a realização de uma análise com qualidade. Ressalta-se o fato de que um exame

coletado, armazenado ou transportado de maneira inadequada, dificilmente terá um resultado

confiável, independentemente da qualidade técnica em que o ensaio for realizado. Portanto,

este Manual deve ser consultado freqüentemente por todos os usuários do Sistema de

Vigilância em Saúde, que fazem uso dos serviços de diagnóstico laboratorial do LACEN –

GO.

MISSÃO

Participar das ações de vigilância em saúde, realizando análises laboratoriais com qualidade,

coordenando a rede estadual de laboratórios e gerando informações para a melhoria da saúde

pública.

II


O Laboratório Central de Saúde Pública Dr. Giovanni Cysneiros (LACEN-GO) é uma

unidade de referência da Secretaria de Estado da Saúde de Goiás, responsável pela realização

de diagnóstico e monitoramento de patógenos e da qualidade de produtos, ações consideradas

estratégicas para os sistemas de vigilâncias epidemiológica, ambiental e sanitária. É integrante

do Sistema Nacional de Laboratórios de Saúde Pública (SISLAB), regulamentado por meio da

Portaria nº. 2031, de 23 de setembro de 2004 do Ministério da Saúde, que dispõe sobre um

conjunto de Redes Nacionais De Laboratórios organizados em sub-redes, por agravos ou

programas, de forma hierarquizada por grau de complexidade das atividades relacionadas à

Vigilância em Saúde.

As ações desenvolvidas pelo SISLAB, em atendimento às necessidades do Sistema

Único de Saúde nas áreas de vigilância, prevenção e controle de doenças e monitoramento de

resistência a drogas, entre outras, proporcionam intervenções oportunas e eficazes na redução

e na eliminação de riscos à saúde da população.

Com atribuições importantes no contexto da Saúde Pública, o LACEN é responsável

pela definição das diretrizes laboratoriais a serem seguidas no âmbito do SUS e no conjunto

de suas competências essenciais, destacando-se: o desenvolvimento de recursos humanos, a

incorporação e o repasse de tecnologias para a Rede Estadual de Laboratórios, padronização

de novas técnicas e controle de qualidade dos serviços desenvolvidos.

A Figura a seguir mostra as atribuições do LACEN..

FIGURA 1 – Atribuições do LACEN conforme port. N°. 2031/SISLAB.

Controlar aqualidade das análises

na redede laboratórios

Complementardiagnóstico

Encaminharamostras ao LR

DisponibilizarInformações ao MS

por meiorelatórios

Habilitarlaboratórios para

integrara rede estadual

Capacitarrecursos humanos

Coordenar arede de laboratóriospúblicos e privados

Laboratório Central deSaúde Pública

Controlar aqualidade das análises

na redede laboratórios

Complementardiagnóstico

Encaminharamostras ao LR

DisponibilizarInformações ao MS

por meiorelatórios

Habilitarlaboratórios para

integrara rede estadual

Capacitarrecursos humanos

Coordenar arede de laboratóriospúblicos e privados



Fonte: Ministério da Saúde.

III

DEPARTAMENTO DE BIOLOGIA MÉDICA

O Departamento de Biologia Médica realiza:

a) Diagnósticos laboratoriais de Doenças de Notificação Compulsória,

monitoramento e controle de endemias, considerados estratégicos para Vigilância

em Saúde, conforme a Portaria nº. 2.472, de 31 de agosto de 2010;

b) Procedimentos laboratoriais de maior complexidade;

c) Controle de qualidade dos diagnósticos descentralizados;

d) Capacitação de recursos humanos para as ações laboratoriais descentralizadas.

Nos últimos anos o Departamento de Biologia Médica tem investido na formação de

seus profissionais, avançando no desenvolvimento e na melhoria de suas atividades nas

diversas áreas de atuação: Biologia Molecular, Vigilância em Endemias, Imunologia,

Microbiologia Humana (Bacteriologia, Micologia e Micobactérias), Parasitologia e Virologia.

O gráfico a seguir mostra a participação, em termos percentuais, das Seções no total

de procedimentos realizados no ano de 2009.

FIGURA 2 – Participação percentual das seções no total de procedimentos realizados, 2009.

Microbiologia19,5%

Imunologia17,9%

Análises Clínicas0,1%

Biologia Molecular

8,3%Parasitologia

1,9%Entomologia

23,8%

Virologia28,5%

Fonte: Demonstrativo de procedimentos SIA/SUS - LACEN/GO.

IV

FIGURA 3 – Fluxo dos processos realizados pelas Seções e Divisões do Departamento de

Biologia Médica.

Fonte: Departamento de Biologia Médica - LACEN/GO.

DEPARTAMENTO DE BIOLOGIA MÉDICA

LaboratóriosDe Referência

Nacional

LACEN realiza

o exame?

Sim

Não

ProcedimentosTécnicos

GAL?

Não

Sim

Divisão de Biologia Molecular

Seção de Biologia



Seção de Micobactérias

Divisão de Virologia

Seção de Imunoparasitologia

Seção de AnálisesComplementares

Divisão de Gerenciamentode Amostras

Conferir(critérios

de aceitação)

Cadastrar ou Conferir

(GAL, SILACEN)

Distribuir as amostras com

seus respectivosencaminhamentos

Expediente (emissão de resultados para ARS,

unidades de saúde, vigilâncias e rede de Laboratórios)

Coleta e recepção de amostras

(material para diagnostico, confirmatório e controle de qualidade)

Sim

Não

Ret

eram

ostr

a

Conformidade?

V

ORIENTAÇÕES GERAIS

Para que o laboratório possa obter um resultado confiável, não basta que execute as

técnicas de forma correta; é necessário que receba uma amostra adequada em quantidade

suficiente, em recipiente apropriado, bem identificada, conservada e transportada

corretamente. Por isso ao enviar material para o LACEN, as informações, critérios e

procedimentos a seguir são estritamente necessários.

Horário de funcionamento:

• Entrega de Resultados: ....................................................................................7:00 – 18:00 h

• Colheita de amostra biológica (sangue, micológico):.....................................7:00 – 11:00 h

• Agendamento para colher amostras para contagem de Linfócitos, CD4 / CD8, carga viral

para HIV, por telefone ou pessoalmente: ........................................................7:30 – 18:00 h

Recebimento de amostras:

• Sangue para determinação de CD4 e CD8: ....................................................7:00 - 11:00 h

• Outros tipos de exames: ..................................................................................7:00 – 17:00 h

• Culturas em Geral:...........................................................................................7:00 – 16:00 h

• Secreção de Nasofaringe (Influenza)...............................................................7:00 – 14:00 h

• Secreção de Nasofaringe e Urina (Isolamento para Sarampo e Rubéola).......7:00 – 14:00 h

Observações:

• Os exames de alta complexidade devem ser acompanhados dos formulários específicos

(BPA-1 e outros);

• As guias de remessas e fichas do SINAN devem ser preenchidas de forma legível e

completas;

• As solicitações médicas devem ser assinadas e carimbadas;

SEÇÃO DE RECEPÇÃO E COLHEITA DE MATERIAL

LOCAL : .......Avenida Contorno nº 3.556 Jardim Bela Vista – Goiânia - GO.

FONE: ..........(62) 3201-3825 e 3201-3827 FAX: (62) 3201-3884

E-MAIL: [email protected]

VI

• Pesquisa em Comunicantes não necessita preenchimento da Ficha epidemiológica –

SINAN, no entanto é necessário indicar o caso fonte.

• No caso de ocorrência de surtos, suspeita de doenças emergentes e ou reemergentes ou

outras situações inusitadas comunicar imediatamente ao LACEN-GO.

• Os municípios devem enviar o material à Regional de Saúde de sua área, a qual fará o

cadastro no GAL e o envio ao LACEN.

• Cabe à Regional conferir as fichas, pedidos e amostras antes de encaminhar ao LACEN.

• O resultado será encaminhado à Regional de Saúde a qual será responsável pelo envio do

resultado aos municípios (ou acessado pelo GAL).

• Em caso de situações de urgência, como no caso de meningites e/ou surtos, o material

poderá ser enviado diretamente ao LACEN.

• Para colheitas especiais: Carga Viral, CD4 / CD8 e Genotipagem para HIV, PCR

qualitativo, quantitativo e Genotipagem para o vírus da Hepatite C, PCR quantitativo para

HBV, fazer contato prévio com a Seção de Coleta.

• Para colheita de amostras para diagnóstico de meningite, solicitar o kit para colheita de

meningite ao LACEN. Observar as condições de conservação contidas no rótulo. Após a

coleta, enviar através da vigilância de cada município ao LACEN. Parte do líquor deve ser

enviada ao laboratório local, ou conveniado, para análise citoquímica.

• Para colheita de amostra para diagnostico de influenza, secreção de nasofaringe (swab ou

aspirado), solicitar o kit com swab de Rayon e meio de transporte viral ao LACEN.

CRITÉRIOS PARA RECEBIMENTO DAS AMOSTRAS

As amostras biológicas devem estar acompanhadas de documentos específicos para

cada doença/agravo conforme as instruções próprias de cada exame solicitado:

• Ficha do GAL – Sistema Gerenciador de Ambiente Laboratorial (para todas as amostras);

• Ficha do SINAN em casos de doenças de notificação compulsória;

• Guia de remessa em duas vias;

• Pedido Médico;

• Histórico Clínico;

Amostras para controle de qualidade deverão ser encaminhadas junto com a ficha de

encaminhamento.

VII

DADOS CADASTRAIS

A ficha de solicitação de exame deve apresentar:

• Dados da Instituição solicitante: nome, endereço, município, CNES, e regional de saúde;

• Dados do Cliente: nome completo, data de nascimento, sexo, carteira de identidade

(obrigatório para maiores de 18 anos), nº do cartão SUS, endereço completo.

• Dados da Amostra: tipo de amostra (sangue, LCR, urina, fezes), data da colheita, hora da

colheita quando apropriado;

• Exames de notificação compulsória: nome completo, idade, tipo de amostra (sangue, LCR,

urina, fezes), data da colheita, hipótese diagnóstica, período de exposição ao agente, início

dos sintomas, sintomatologia clínica, dados de exames;

• Dados do responsável da solicitação do exame: nome, assinatura, carimbo, número do

conselho profissional.

IDENTIFICAÇÃO DA AMOSTRA

FIGURA 4 - Maneira correta de envio de material, com identificação.

Fonte: Departamento de Biologia Médica do LACEN-GO.

VIII

TRANSPORTE E ACONDICIONAMENTO DAS AMOSTRAS BIOLÓGIC AS

• Acondicionar as amostras de forma a evitar vazamento e contaminação. Sugere-se

envolver as amostras em saco plástico;

• As requisições de exames devem ser acondicionadas em saco plástico separadas das

amostras biológicas;

• Colocar os tubos de polipropileno (sangue, LCR) em estantes e acondicionar em

recipiente de transporte;

• Os recipientes de transporte devem ser adequados para manter a temperatura ideal

necessária conforme especificado para cada exame solicitado;

• Os recipientes de transporte devem ser identificados com o símbolo risco biológico;

• As amostras biológicas transportadas em tambores de nitrogênio líquido devem ser

acondicionadas em criotubos ou tubos de polipropileno com tampa de rosca, resistentes à

temperatura e com a identificação da amostra no lado externo;

FIGURA 5 – Maneira Correta de Envio de Material.

(A) - Maneira correta de envio de material, com todos os espaços preenchidos e utilizando gelo reciclável. (B) - Maneira incorreta de envio de material, com a amostra solta na caixa. Para o envio correto, preencher os espaços vazios com jornal e gelo reciclável.

Fonte: Departamento de Biologia Médica do LACEN-GO

IX

ROTEIRO DE CONSULTA

Este manual1 aplica-se aos exames realizados pelo Departamento de Biologia Médica

e suas Divisões e Seções: Análises Complementares, Biologia, Biologia Molecular,

Bacteriologia, Imunoparasitologia, Micobactérias, Micologia, Virologia.

Os exames estão ordenados alfabeticamente visando facilitar a consulta. Na

apresentação consta o nome da doenças/exame, a seção responsável, as instruções de coleta,

material e conservação, transporte, informações e metodologia utilizada.

Quando necessário, são feitas observações importantes para garantir a qualidade dos

resultados dos exames.

FIGURA 5 – Modelo da Apresentação das Doenças/Exames.

1 Qualquer esclarecimento adicional, entrar em contato com o Departamento de Biologia Médica do LACEN-GO. Telefone: (62) 3201-3880. e-mail: [email protected].

X. Nome do Grupo (doenças / exames – em ordem alfabética)

X.xx. Nome do item (doença, exame - em ordem alfabética)

Nome da Seção responsável pelo exame

Instruções de Coleta

• Procedimentos para realizar a coleta.

Material e Conservação para Envio

• Tipo de material coletado. • Como deve ser conservado e armazenado o material coletado.

Transporte

• Como deve ser transportado o material.

Informações Importantes

• Observações necessárias para garantir a validade e confiabilidade dos resultados dos exames.

Método

• Metodologia utilizada para o diagnóstico.

OBS: “X.” = Número de ordem do Grupo. “X.xx” = Número de ordem do exame.

1

1. AIDS / HIV

1.1. AIDS / HIV – CONTAGEM DE LINFÓCITOS CD4+ E CD8+



• Venopunção em tubo com EDTA K3 ou K2 (amostras totalmente lipênicas, hemolisadas ou com microcoágulos devem ser rejeitadas).


• Coletar a quantidade de sangue respeitando o rótulo indicativo do tubo de coleta (não alterar a proporção volume de sangue/anticoagulante). • A conservação e o envio devem ser feitos em temperatura ambiente no próprio tubo da coleta, envolto em saco plástico individual. Entrega até as 24 horas após a coleta (MAIS INFORMAÇÕES NO ANEXO XXV).

Transporte

• Caixa de Isopor. • Em locais em que a temp. ambiente for superior a 25ºC, colocar gelo reciclável na caixa para manter a temperatura adequada. • ATENÇÃO: As amostras não devem ter contato diretamente com o gelo, para evitar a hemólise.


• SEGUIR ORIENTAÇÕES DO ANEXO XXV ; • Enviar Laudo Médico para Emissão de BPA-I (ANEXO XVII) corretamente preenchido, assinado e carimbado pelo médico solicitante e autorizador. • Respeitar rigorosamente o horário e o agendamento feito pelo setor de coleta do LACEN para a recepção das amostras

Método

• Citometria de Fluxo.

2 A coleta deverá ser feita no LACEN-GO.

1.2. AIDS / HIV - DETECÇÃO DAS MUTAÇÕES ASSOCIADAS COM A RESISTÊNCIA DO HIV AOS ANTI-RETROVIRAIS (GENOTIPAGEM)



• Venopunção em 2 (dois) tubos de 5 ml com EDTA k3 ou k2.


• 10 ml de sangue total • Separar o plasma até 2 horas após a coleta. Armazenar em tubos de polipropileno, com tampa de rosca, estéreis, livres de RNAses e DNAses. Sendo 3 tubos com 1,0 mL de plasma cada e 1 tubo com papa de leucócitos. • Acondicionar individualmente as 4 amostras em saco plástico e colocar -80°C até o envio ao LACEN-DF para execução.

Transporte

• Amostras para teste de Genotipagem sempre devem ser congeladas e transportadas em gelo seco em caixas próprias para transporte.


• 2Enviar Formulário de Solicitação de Exame (ANEXO XIV) e Parecer Médico de Referência (ANEXO XXII), devidamente preenchidos e assinados em duas vias. Será encaminhado ao LACEN-DF.

Método

• Genotipagem para HIV.

2

1.3. AIDS / HIV – DETECÇÃO QUALITATIVA DO DNA PRÓ-VIRAL



• Venopunção em 1 (um) tubo de 5 mL com EDTA k3 ou k2.


• Encaminhar o sangue total, preferencialmente no mesmo dia ou armazenar entre 2ºC e 25º C no máximo 3 dias após a coleta. Não congelar.

Transporte

• Caixa térmica com termômetro: Sangue total - Com gelo reciclável suficiente para manter a temperatura entre 2°C a 25ºC. • Não acondicionar os tubos com sangue total diretamente em contato com gelo reciclável, para evitar hemólise.


• Encaminhar as amostras ao LACEN-GO, juntamente com documentos abaixo. a) AMOSTRA DA CRIANÇA: t ermo de Consentimento Livre Esclarecimento (ANEXO XXX) devidamente preenchido e assinado pelo responsável. b) AMOSTRA DA GESTANTE: t ermo de Consentimento Livre Esclarecimento (ANEXO XXX) devidamente preenchido e assinado; e, Solicitação de Teste Molecular para Gestante (ANEXO XXIX), contendo os respectivos dados sorológicos. • As amostras deverão ser acompanhadas da Solicitação da BPA-I de Carga Viral HIV-1 (ANEXOXVIII). • Não usar tubos de EDTA com gel (PPT). • Nunca utilizar tubos de coleta reciclados. • Trocar as luvas sempre que houver contaminação com material biológico. • Não congelar sangue total. • Manuseie todas as amostras como potencialmente infectantes; • A Unidade solicitante só poderá coletar o material após treinamento no LACEN.

Método

PCR – Amplicor® HIV-1DNA test, versão 1,5 - Roche

1.4. AIDS / HIV – QUANTIFICAÇÃO DA CARGA VIRAL (b - DNA)



• ANEXO XX.


• ANEXO XX.

Transporte

• ANEXO XX.


• ANEXO XX.

Método

• ANEXO XX.

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2. ASPERGILOSE

ASPERGILOSE



• O material biológico é constituído principalmente por biópsias de tecidos afetados.


• Enviar o mais rápido ao laboratório, caso contrário manter sob refrigeração (4ºC a 8ºC). • A biópsia deverá ser mantida em salina.

Transporte

• Frasco estéril.


• É necessário constar na requisição a suspeita clínica para que o laboratório possa fazer uso dos meios e condições de cultivo mais adequados.

Método

• Cultura.

3. BRUCELOSE

BRUCELOSE – SOROLOGIA



• Venopunção em tubo seco e limpo ou sistema a vácuo.


• 1 ml de soro. • Tubo de ensaio com tampa em 4°C a 8ºC, após 48 horas congelar a -20°C.

Transporte

• Isopor com gelo.


• A amostra deverá ser encaminhada juntamente com pedido médico assinado e carimbado.

Método

• Aglutinação direta em lâmina (Rosa Bengala).

1.5. AIDS / HIV – SOROLOGIA





• 5 ml de soro. • Após separação do soro: tubo de ensaio com tampa em 4ºC a 8°C, após 48 horas, congelado a – 20°C.

Transporte



• A amostra deverá ser encaminhada juntamente com pedido médico assinado e carimbado. • Para exame confirmatório enviar ficha de solicitação (ANEXO VI).

Método

• Enzimaimunoensaio, Imunofluorescência indireta e Western Blot.

4

4. CANCRO MOLE

CANCRO MOLE / CANCRÓIDE – HAEMOPHILUS DUCREYI



• Colher amostras com swab estéril, das bordas e centros das lesões das regiões genitais, obtendo-se maior quantidade possível de secreções ou pus. Com o próprio swab da coleta, preparar um esfregaço em lâmina identificada; deixar secar a temperatura ambiente. • Para cultura utilizar outro swab estéril e colocar em meio de transporte de Amies ou meio de Agar chocolate em microerofilia (latão com algodão umedecido e vela acesa)


• Secreções das lesões. • Lâminas envoltas em papel alumínio.

Transporte

• Em porta lâminas suporta até 8hs em temperatura ambiente ou até 24hs Agar chocolate em microaerofilia.

Método

• Bacterioscopia e cultura.

5. CANDIDÍASE

5.1. CANDIDÍASE SISTÊMICA



a) Sangue: colher cerca de 2,0ml de sangue em caso de crianças e 5,0ml em adultos, após prévia anti-sepsia da área. Inocular o sangue em frascos de hemocultura para fungos (ex: BHI - Bifásico + SPS) e na ausência desses, em frascos de hemocultura para bactérias (caldo BHI+SPS). Obedecer à proporção de 1/10 de sangue a inocular. Em frascos de hemocultura de criança com 20 ml de meio, inocular 2,0 ml de sangue e em frascos para adulto com 50 ml de meio, inocular 5,0 ml de sangue. Não utilizar anticoagulante, uma vez que, o meio contém SPS.

b) Catéteres: coletá-los assepticamente e colocá-los em frascos estéreis;


• Temperatura ambiente.

Transporte

a) Sangue: transportá-lo nos frascos de hemocultura para fungos ou de hemocultura para bactérias, na ausência do anterior. O material deve ser exclusivo para o cultivo fúngico, uma vez que, o período e a temperatura de incubação da cultura para bactérias e fungos são diferentes.

b) Catéteres: Frasco estéril.


• Recomendam-se colher 3 amostras. • Romper o lacre central das fases e fazer assepsia na tampa de borracha com álcool a 70%. • Inocular o sangue direto da seringa de coleta, sem trocar a agulha, no frasco de hemocultura, misturar bem (sem agitar) para evitar coagulação. • Encaminhar imediatamente ao LACEN.

Método

• Cultura.

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6. CISTICERCOSE

CISTICERCOSE - IMUNOFLUORESCÊNCIA INDIRETA IgG



• Venopunção em tubo seco e limpo ou sistema a vácuo ou LCR (procedimento médico).


• 2 ml de soro ou 1 ml de LCR. • Tubo de ensaio com tampa em 4ºC a 8ºC, após 48 horas congelar a -20°c

Transporte



• A amostra deverá ser encaminhada Juntamente com pedido médico assinado e carimbado.

Método

• Imunofluorescência Indireta IgG.

5.2. CANDIDÍASE SUPERFICIAL



a) Candidíase oral: coletar com auxílio de um Swab material proveniente de placas brancas na mucosa oral e cantos dos lábios (sapinho);

b) Candidíase intertriginosa e muco-cutânea: considerar a coleta de pele das Dermatofitoses;

c) Vulvovaginite: coletar secreção vaginal com auxílio de um Swab;

d) Onicomicose: Considerar a coleta de unhas das Dermatofitoses.


a) Enviar o mais rápido ao laboratório, caso contrário manter sob refrigeração (4ºC a 8ºC); b) Temperatura ambiente; c) Idem a Candidíase Oral; d) Temperatura ambiente.

Transporte

a) Frasco estéril com ±3,0ml de salina; b) Placa de Petri estéril; c) Idem a Candidíase Oral; d) Placa de Petri estéril

Método

•••• Pesquisa Direta e Cultura.

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7. COCCÍDIOS INTESTINAIS – MICROSPORIDIOSE – ESQUISTOSOMOSE

PESQUISA DE ISOSPORA BELLI, CRYPTOSPORIDIUM PARVUM, CYSCLOSPORA CAYETANENSIS, MICROSPORIDEOS E ESQUISTOSSOMOSE



• Orientar o paciente para realizar a coleta das fezes em recipiente seco e limpo. Evitar contato com o solo, água e urina. Se estiver com diarréia, ele poderá defecar diretamente no pote ou frasco coletor. • Colocar, dentro de um pote ou frasco coletor de 50 ml de capacidade, uma quantidade de fezes suficiente para completá-lo à metade. Se o paciente não estiver com diarréia, deverá desprezar a porção inicial e pegar a porção das fezes em que observar a presença de sangue, muco ou parasitos.


• Fezes. • Conservar as amostras refrigeradas de 2ºC a 8ºC, por no máximo 3 dias, em recipientes hermeticamente fechados. Após este período conservá-las em formalina tamponada a 10% num volume correspondente a 2 vezes a quantidade da amostra (homogeneíze com espátula de madeira e feche bem o pote).

Transporte

• Transportar o material em frascos bem fechados, com a tampa para cima e colocando-os em sacos plásticos; colocar os frascos em caixa, própria para o transporte, no caso de amostras sem a formalina, refrigerar a caixa com gelo reciclável.


• A amostra deverá ser encaminhada junto com o pedido médico assinado e carimbado.

Método

• Coloração e Microscopia.

8. COLINESTERASE

COLINESTERASE

Seção de Análises Complementares


• Seguir periodicidade de coletas conforme Nota Técnica Nº 165/2008 - CGLAB - CGPNCD/SVS/MS (ANEXO XXVI - Relação dos Inseticidas Inibidores da Colinesterase Sanguínea, Uso, Programa e Periodicidade). • Colher à vácuo (jejum de 8 horas), centrifugar e transferir, por inversão, o soro para outro tubo (novo) e refrigerar rapidamente. • Separar no mínimo 1 ml de soro, sendo que o mesmo deve ser límpido e isento de hemólise.


• 1 ml de soro refrigerado entre 2ºC e 8ºC. • Volume mínimo para realização 500 µL.

Transporte

• Acondicionadas em caixa térmica com gelo reciclável.


• Soro estável em temperatura ambiente por 6 horas. • Evitar soro hemolisado e coleta com citrato e fluoreto. • Anotar medicação em uso. • Encaminhar o formulário de controle de realização de exames de Colinesterase Sanguínea (Colin-1 – ANEXO XI). • Os resultados dos exames dos agentes de endemias dos Municípios serão encaminhados as Regionais de Saúde para análise do médico solicitante em conformidade com a Norma Regulamentadora n° 7 da Portaria 3.214/78-MTE. • Os resultados dos agentes de endemias do quadro da FUNASA cedidos a SES ou SMS serão encaminhados a coordenação regional da FUNASA para os devidos fins.

Método

• Teste Fotométrico Cinético.

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9. COQUELUCHE

COQUELUCHE



• Introduzir um Swab ultrafino com haste metálica flexível e com algodão alginatado na narina do paciente até encontrar resistência da parede posterior da nasofaringe, fazer movimentos rotatórios e retirá-lo.


• Secreção de Nasofaringe. O Swab deverá ser introduzido imediatamente no meio de transporte Regan-Lowe com antibiótico, cedido pelo LACEN. Em seguida fechado firmemente. • Deixar em temperatura ambiente ou incubar em estufa a 37°C por no máximo 24 horas.

Transporte

• O material deverá ser enviado ao LACEN em temperatura ambiente, acondicionado em saco plástico bem vedado. O transporte deverá ser imediato ou no máximo até 24 horas


• Retirar o meio de transporte de Regan-Lowe da geladeira 30 minutos antes do início da coleta. • Atenção para que os Swab fiquem submersos no meio de cultura; • O material deverá ser encaminhado com a ficha de investigação epidemiológica devidamente preenchida(ANEXO XXVII).

Método

• Cultura em meios próprios

10. CRIPTOCOCOSE

CRIPTOCOCOSE



• Os materiais biológicos de escolha para esta micose são: escarro, LCR, sangue, material ganglionar e lesões mucocutâneas (normalmente obtidas por biópsia).


• Enviar o mais rápido ao laboratório, caso contrário manter sob refrigeração (4º a 8ºC). • A biópsia deverá ser mantida em solução salina.

Transporte

• No caso de sangue, considerar as informações relatadas em Candidíase Sistêmica e o restante dos espécimes clínicos em frasco estéril.

Método

•••• Cultura e Quimiotipagem.

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11. CROMOMICOSE (CROMOBLASTOMICOSE)

CROMOMICOSE (CROMOBLASTOMICOSE)



• Escarificar as lesões, de preferência por cima de pontos negros que se formam nas mesmas com auxílio de uma lâmina de bisturi. Pode-se também recorrer à biópsia.


• Enviar o mais rápido ao laboratório, caso contrário manter sob refrigeração (4º a 8ºC).

Transporte

• Placa de Petri estéril na escarificação da lesão e frasco estéril com salina em caso de biópsia.

Método

• Pesquisa direta e Cultura.

12. CULTURAS PARA BACTÉRIAS AERÓBIAS 3

12.1. CULTURA – ABSCESSOS – LESÕES FECHADAS



• Um abcesso fechado é o local ideal para coleta, não deve utilizar swab. • Fazer anti-sepsia, aspirar o material com agulha e seringa, colocar em frasco estéril em temperatura ambiente até o momento da semeadura.


• O material deve ser entregue para semeadura em um período não superior a 2 horas, semear em ágar sangue de carneiro 5% e em thioglicolato. • Enviar ao LACEN em temperatura ambiente: a placa e o restante do material em thioglicolato em até 12 horas.

Transporte

• Temperatura ambiente. Não refrigerar


• Caso não dispor de meio de cultura para semeadura enviar o conteúdo da seringa em frasco estéril ao LACEN em até duas horas.

Método

• Cultura e antibiograma.

3 VER ANEXO XXIV - PROTOCOLO DE COLETA, ACONDICIONAMENTO E TRANSPORTE DE AMOSTRAS CLÍNICAS PARA CULTURA DE BACTÉRIAS AERÓBIAS.

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12.2. CULTURA – ESCARRO



• A amostra de preferência é a 1ª da manhã; • Orientar o paciente para enxaguar várias vezes a boca com água para remover a flora bacteriana; • Colher a amostra obtida após tosse profunda, diretamente em um frasco estéril de boca larga, ou amostra colhida induzida por nebulização; • Escarro com aspecto de saliva deve ser rejeitado.


• Colhido em frasco estéril de boca larga. Conservar em temperatura ambiente por 2 horas após a coleta. Para períodos maiores refrigerar de 2ºC a 8ºC por 12 horas.

Transporte

• Enviar ao laboratório a temperatura ambiente em até 2 horas após a coleta. Para períodos maiores, refrigerar (2ºC a 8 ºC).


• Não é considerado ideal para avaliação microbiológica do trato respiratório (pneumonias). Só é possível isolar o patógeno causador de infecção se a amostra seja realmente significativa e de boa qualidade. • Especificar no pedido médico qual a bactéria a investigar. • Controle de Qualidade das amostras: realizar exame microscópico da amostra após coloração de Gram. Observar com objetiva de 10x pelo menos 10 campos microscópicos. Controle realizado pelo laboratório do hospital, anotado e anexado junto ao pedido médico. • Adequado para cultura <=10 células epiteliais /campo e >=25 leucócitos/campo. • Inadequada para cultura > 10 células epiteliais/campo e < 25 leucócitos/campo • Freqüência do controle de qualidade: TODAS as amostras recebidas devem ser avaliadas.

Método


12.3. CULTURA – FERIDA (CIRÚRGICAS, MORDEDURAS DE ANIMAIS, QUEIMADURAS, LACERAÇÕES, ESCARAS, ÚLCERAS DE PÉ DIABÉTICO)



• Ferida aberta: Descontaminar as margens e a superfície da lesão com solução fisiológica e solução de povidona-iodo. Coletar o material purulento localizado na parte mais profunda da lesão. Em seguida, obter secreção por aspiração com seringa ou swab estéril.


• Retirar o excesso da seringa e colocar o material em frasco estéril.

• Secreções coletadas com swab: Colocá-lo dentro do tubo com meio de transporte (Stuart) e introduzi-lo na geléia até o fundo do tubo ou semear em thioglicolato.

Transporte

• Transportar em temperatura ambiente em até 12 horas. Não refrigerar.


• Não é recomendada cultura de lesões secas oucrostas. A escarificação das bordas após anti-sepsia pode produzir material seroso que é adequado para cultura.

Método


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12.4. CULTURA – FEZES



• Fezes diarréicas ou não, em recipientes de boca larga, limpos e estéreis; • Swab retal: Introduzir um swab umedecido em solução fisiológica na ampola retal do paciente, comprimindo-o em movimentos rotatórios suaves; • Swab fecal: Recolher com um swab uma alíquota de fezes colhidas em recipiente limpo e estéril e inocular no meio de transporte.


• O material colhido em frascos de boca larga deve ser enviado ao LACEN o mais rápido possível (1 hora) ou conservado sob refrigeração por até 24 horas. • Os materiais colhidos através de swab devem ser inoculados no meio de transporte de Cary Blair e mantidos em temperatura ambiente até o momento de envio ao LACEN por até 24 horas.

Transporte

• O transporte deverá ser feito em temperatura ambiente para pequenas distâncias. Utilizar caixa de isopor com gelo para distâncias maiores ou se a amostra foi conservada sob refrigeração. • Os swabs depois de inoculados no meio de transporte devem ser encaminhados ao LACEN/GO no máximo até 72 horas após coleta em temperatura ambiente


• Coletar o material o mais precoce possível (Na fase aguda-diarréica) e antes do tratamento com antibióticos. • Evitar colher amostras fecais contidas nas roupas do paciente, cama etc. • Surtos de gastrenterites e cólera os materiais deverão estar acompanhados da ficha epidemiológica(ANEXO XXVII) devidamente preenchida.

Método

• Coprocultura (cultura e antibiograma).

12.5. CULTURA – LAVADO BRONCO – ALVEOLAR



• Coleta realizada por equipe médica especializada. O material obtido deve ser realizado antes das biópsias para evitar sangue.


• Coletado em frasco estéril. Conservar em temperatura ambiente até a semeadura. O tempo para semeadura é essencial: 30 minutos, máximo aceitável de 1 a 2 horas. Após semeadura, manter o material refrigerado (2ºC a 8ºC) para o envio.

Transporte

• A placa semeada em temperatura ambiente por no máximo 12 horas • O Lavado Bronco-Alveolar em frasco estéril refrigerado por no máximo 12 horas


• Semear o material em Agar sangue de carneiro 5% com alça calibrada 1/1000 pela técnica de semeadura por esgotamento (escrever na placa: alça calibrada 1/1000). • Método mais fidedigno para investigação microbiológica do trato respiratório inferior (Pneumonias)

Método

• Cultura quantitativa e antibiograma.

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12.6. CULTURA – LIQUIDOS ORGÂNICOS ESTÉREIS: LÍQUIDO PLEURAL, ASCÍTICO E BILIAR



• Coleta realizada por equipe médica.


• Coletar em frasco estéril, inocular de 1 a 2mL da amostra diretamente no frasco de hemocultura (BHI+SPS) ou frascos de hemocultura de automação.

• Conservar em temperatura ambiente por até 12 horas.

Transporte

• Temperatura ambiente. Não refrigerar.


• Caso não dispor do meio de cultura para cultivo enviar em frasco estéril, em temperatura ambiente em até 2 horas.

Método


12.7. CULTURA – NASOFARINGE (SECREÇÃO)



• Remover o excesso de secreção ou exsudato nasal. Inserir, delicadamente, um swab fino através do nariz até a nasofaringe. Fazer movimentos rotatórios por 10 a 15 segundos. Remover o swab e colocá-lo em meio de transporte. • Colher com swab e colocar em meio de transporte (Stuart). Este meio de transporte é utilizado para cultura de bactérias comuns, exceto para difteria e coqueluche.


• Conservar em temperatura ambiente por até 12 horas.

Transporte

• Temperatura ambiente


• Para cultura de bactérias, especificar no pedido médico qual a bactéria a investigar.

Método


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12.8. CULTURA – PONTA DE CATETER



• Fazer anti-sepsia da pele que circunda o local de inserção do cateter, remover assepticamente o cateter, cortar 5 cm da parte mais distal, colocar em um tubo ou frasco estéril seco.

• Semeadura: Utilizando uma pinça estéril, colocar o cateter na superfície do ágar sangue de carneiro 5%. Com auxílio da pinça, rolar o cateter por toda a superfície do meio. Para frente e para trás, duas vezes (método de MAKI). Após a rolagem, colocar a ponta de cateter em frasco estéril contendo 0,5mL de salina e enviar ao LACEN juntamente com o ágar sangue.


• Quando não realizada a semeadura, colocar e enviar a ponta de cateter em tubo ou frasco estéril seco à temperatura ambiente, para ser semeado imediatamente por técnica de rolagem (método de MAKI). • Quando realizada a semeadura (método de MAKI), enviar a ponta de cateter em tubo ou frasco estéril com salina à temperatura ambiente até 72 horas.

Transporte



• Ponta de cateter venoso em meio de cultura líquido ou meio de transporte. Não processar.

Método

• Método de MAKI: cultura semiquantitativa.

12.9. CULTURA – SANGUE


Instruções de Coleta:

• Adulto: 4 a 5 mL de sangue colhido sem anticoagulante em frasco de BHI+SPS ou 8 mL de sangue sem anticoagulante em frascos específicos para cultura automatizada

• Criança: 1 a 3 mL de sangue colhido sem anticoagulante em frasco de BHI+SPS ou 3 mL de sangue sem anticoagulante em frascos específicos para cultura automatizada

• Recém nascido: 0,5 a 1 mL de sangue colhido sem anticoagulante em frasco de BHI+SPS ou em frascos de cultura automatizada. Para recém-nascido é aceitável coleta de sangue com heparina.


• Semear nos meios de culturas identificados e conservar em temperatura ambiente ou conservar em estufa a 35 ou 37 º C.

Transporte

• Após semeadura nos meios de cultura, o material deverá ser transportado imediatamente ao laboratório do hospital e enviado ao LACEN em até 12 horas


• Por indicação médica, devem ser colhidas tantas amostras quantas solicitadas, observando-se os intervalos entre as mesmas que são variáveis de acordo com a suspeita clínica.

• Os frascos devem estar identificados com o nome do paciente, procedência, número do prontuário, data e hora da punção. Cabe ao clínico orientar qual o intervalo entre as punções e quantas amostras devem ser colhidas.

Método


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12.10. CULTURA – SECREÇÃO OCULAR



• Colher antes da aplicação de antibióticos, soluções, colírios ou outros medicamentos. • Desprezar a secreção purulenta superficial, com swab, colher o material da parte interna da pálpebra inferior.


• Secreção da lesão. • Colocar o swab no meio de transporte (STUART) e encaminhar em temperatura ambiente até 12 horas.

Transporte


Método


12.11. CULTURA – SECREÇÃO DE OROFARINGE



• Solicitar ao paciente que abra bem a boca. • Usando abaixador de língua e swab estéril, fazer esfregaços sobre as amígdalas e faringe posterior, evitando tocar na língua e na mucosa bucal. • Remover o pus ou a placa, colhendo o material abaixo da mucosa. • Colocar o swab no meio de transporte específico (Stuart).


• Swab em meio de transporte Stuart. Conservar em temperatura ambiente por até 12 horas.

Transporte



• As amostras devem ser cultivadas para recuperação do Streptococcus Pyogenes ou Cultura de Vigilância.Especificar no pedido médico qual a bactéria a investigar. • Contaminação com a saliva dificulta o isolamento do agente infeccioso.

Método


12.12. CULTURA – SECREÇÃO DE OUVIDO



• Conduto auditivo médio: amostra obtida por aspiração através do tímpano. Em caso de rompimento da membrana do tímpano, o fluido pode ser colhido com swab fino. Antes da coleta, limpar o ouvido externo com anti-séptico seguido de lavagem com salina estéril.

• Conduto auditivo externo: a coleta limpar o canal do ouvido com anti-séptico seguido de lavagem com salina estéril. Colher com swab. Inserir no meio de transporte (Stuart) ou thioglicolato.


• Conservar em temperatura ambiente, enviar ao LACEN em até 12h.

Transporte



• As amostras colhidas por aspiração não devem ser enviadas ao laboratório como secreção de ouvido e sim como secreção obtida por timpanocentese. • Amostra colhida por aspiração deve ser enviada ao laboratório dentro de 2 horas em temperatura ambiente. Amostras colhidas com swab colocar em meio de transporte Stuart ou thioglicolato.

Método


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12.13. CULTURA – SECREÇÃO TRAQUEAL



• Coleta realizada através da sonda de aspiração em pacientes entubados.


• Colher em tubo estéril. Conservar em temperatura ambiente até 2 horas após coleta, períodos maiores refrigerar (2 a 8°C) até 12 horas.

Transporte

• Refrigerado. Caixa de isopor com gelo.


• Controle de Qualidade das amostras: realizar exame microscópico da amostra após coloração de Gram. Observar com objetiva de 10x pelo menos 10 campos microscópicos. Controle realizado pelo laboratório do hospital, anotado e anexado junto ao pedido médico. • Adequado para cultura <= 10 células epiteliais /campo e >= 25 leucócitos/campo. • Inadequado para cultura > 10 células epiteliais/campo e < 25 leucócitos/campo • Freqüência do controle de qualidade: TODAS as amostras recebidas devem ser avaliadas

Método

• Cultura quantitativa e antibiograma.

12.14. CULTURA – SECREÇÃO VAGINAL



• Introduzir o espéculo; coletar a amostra do saco vaginal com um auxílio de um swab; introduzir o swab em tubo de 1mL de salina estéril, identificando o mesmo, ou meio de transporte Stuart.


• Secreção vaginal. • Conservar em salina estéril ou meio de transporte Stuart.

Transporte

• Encaminhar imediatamente ao LACEN em temperatura ambiente.


Método

• Cultura.

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12.15. CULTURA – URINA



• Coletar em frasco estéril de boca larga, tampa de rosca no mínimo 2 mL de urina, de jato médio, de preferência a primeira da manhã. Se não for possível, coletar urinas posteriores que estejam retidas por pelo menos de 2 a 4 horas. • Adulto: Lavar rigorosamente os genitais externos com água e sabão, enxaguar bem e secar. Desprezar o primeiro jato e colher o jato médio em frasco estéril. • Criança (que necessitem do coletor): Lavar os genitais com água e sabão, enxaguar e secar. Colocar o coletor que deverá ser trocado de 30 em 30 minutos, repetindo a higienização a cada troca, até que a criança urine.


• Enviar ao laboratório o mais rápido possível, até 2 horas em temperatura ambiente ou conservar sob refrigeração (2º a 8ºC) por no máximo 12 horas

Transporte

• Urinas recém coletada: Temperatura ambiente; • Urinas refrigeradas: Caixa de isopor com gelo.


• Sonda Urinária: desconectar a sonda da bolsa de drenagem e colher a urina diretamente em frasco estéril, após desprezar a porção inicial do fluxo. Nunca colher a urina armazenada na bolsa coletora.

Método

• Cultura, contagem de colônias e antibiograma.

13. DENGUE 13.1. DENGUE COM COMPLICAÇÕES NEUROLÓGICAS – DIAGNÓSTICO DIFERENCIAL PARA

ENTEROVÍRUS



• Coletar fezes na quantidade de 1/3 do coletor.


• Fezes. • Coletor estéril com tampa rosqueada. Conservar em freezer a -20°C até o momento de encaminhar ao LACEN.

Transporte

• Colocar a amostra em saco plástico individualizado dentro de outro saco plástico. • Transportar em caixa térmica com gelo reciclável.


• Enviar junto com a Ficha de Investigação Epidemiológica (ANEXO XXVII) e a ficha complementar.

Método

• Pesquisa de Enterovírus (diagnóstico diferencial).

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13.2. DENGUE COM COMPLICAÇÕES NEUROLÓGICAS – SOROLOGIA – IGM ou IGG



• Colher o sangue sem anticoagulante entre 6º e 60º dia após o início dos sintomas. Separa no mínimo 1 ml do soro para sorologia.


• Soro. • Tubo plástico estéril com tampa de rosca devidamente identificado e conservado em freezer a –20º C.

Transporte

• Colocar a amostra em saco plástico individualizado dentro de outro saco plástico. Transportar em caixa térmica com gelo reciclável.


• Enviar amostra biológica junto com a Ficha de Investigação epidemiológica com dados do paciente (ANEXO XXVII).

Método

• Imunoensaio enzimático para detecção de anticorpos IgM ou IgG.

13.3. DENGUE – DETECÇÃO QUALITATIVA DO RNA – RT PCR



• Soro: Venopunção em tubo sem anticoagulante; • LCR : Punção lombar (punção espinal).


• 1 ml de Soro: Separar o soro realizando a retração do coágulo em tempo mínimo possível. A amostra pode ficar a temperatura ambiente por no máximo 2 horas ou em geladeira (~4ºC) por 4 horas, até o envio ao laboratório. Armazenar a -80ºC.

• 1 ml de LCR: Após coleta o material deve ser enviado imediatamente ao laboratório. Estocagem em geladeira (~4ºC) até o envio pode ocorrer por no máximo 2 horas. Armazenar a -80ºC.

• As amostras deverão ser acondicionadas em tubos plásticos novos com tampa de rosca, devidamente rotulados e lacrados. Os tubos devem suportar congelamento a baixas temperaturas.

Transporte

• Para ambas as amostras: O transporte deverá ser feito preferencialmente em caixa de isopor contendo gelo seco, ou em botijão de nitrogênio líquido até o laboratório executor.


• O teste de Detecção Qualitativa do RNA do vírus Dengue é direcionado para confirmação diagnóstica de sorotipo viral em casos graves de Dengue com complicação neurológica ou quadros de infecção crônica com suspeita alta viremia. • Para realização do exame a amostra deverá estar acompanhada de pedido médico da unidade de Saúde e cópia da ficha epidemiológica (ANEXO XXVII) de registro no SINAN.

Método

• RT-PCR convencional segundo Lanciotti et al., 1992.

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13.4. DENGUE E FEBRE AMARELA - HISTOPATOLÓGICO IMUNOHISTOQUÍMICA – VÍSCERAS



• Coletar fragmentos pequenos (1 a 2 mm3 ) do fígado, baço, pulmão, e cérebro até 24 horas após o óbito (ideal até 8 horas).


• Víceras. • Colocar os fragmentos de vísceras em frasco estéril com tampa de rosca contendo formalina tamponada.

Transporte

• Colocar os frascos em uma caixa térmica, sem gelo. Conservar em temperatura ambiente.


• Usar formol a 10 %, com volume 10 vezes maior que o volume dos fragmentos. Material enviado ao Instituto Evandro Chagas para diagnóstico.

• Enviar amostra biológica junto com a ficha epidemiológica (ANEXO XXVII) com dados do paciente e a ficha do SVO de forma legível.

Método

• Histopatológico Imunohistoquímica.

13.5. DENGUE E FEBRE AMARELA – ISOLAMENTO VIRAL – SANGUE



• Coletar o sangue sem anticoagulante até 5º dia após o início dos sintomas. Reservar 1 ml de sangue em caso de isolamento viral.


• Sangue / soro. • Tubo resistente a temperatura ultra-baixa (CRIOTUBO) capacidade de 2 ml com tampa de rosca e anel de vedação, devidamente identificado. Conservar em freezer a –70º C.

Transporte

• Colocar em saco plástico individualizado dentro de uma canaleta identificada no botijão de nitrogênio líquido. Sugere–se tampar a canaleta do botijão com um chumaço de algodão para que o tubo não se perca dentro deste.


• Enviar amostra biológica junto com a ficha epidemiológica com dados do paciente. Em caso de óbito enviar a ficha do SVO de forma legível.

Método

• Cultura celular, clone C636, tipagem viral em reação de Imunofluorescência indireta.

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13.6. DENGUE E FEBRE AMARELA - ISOLAMENTO VIRAL – VÍSCERAS



• Coletar fragmentos pequenos (1 mm3 ) do fígado, baço, pulmão, e cérebro, até 24 horas após o óbito (ideal até 8 dias).


• Vísceras. • Frasco plástico estéril com tampa de rosca resistente a temperatura ultra-baixa. Capacidade 15 ml. Conservar em freezer a –70º C ou nitrogênio líquido.

Transporte

Colocar em saco plástico individualizado dentro de uma canaleta identificada no botijão de nitrogênio líquido. Sugere–se tampar a canaleta do botijão com um chumaço de algodão para que o tubo não se perca dentro deste.


• Colocar o fragmento de cérebro em frascos separados dos demais fragmentos. • Material enviado ao Instituto Evandro Chagas para diagnóstico. • Enviar amostra biológica junto com a ficha epidemiológica (ANEXO XXVII) com dados do paciente e a ficha do SVO de forma legível.

Método

• Cultura celular, clone C636, tipagem viral em reação de Imunofluorescência indireta.

13.7. DENGUE E FEBRE AMARELA – PCR – SORO



• Coletar o sangue sem anticoagulante entre 1 e 5 dias (ideal 3-5) após o início dos sintomas. Separar no mínimo 1 ml de soro para PCR.


• Soro. • Tubo resistente a temperatura ultrabaixa (CRIOTUBO) capacidade de 2 ml com tampa de rosca e anel de vedação, devidamente identificado. Conservar em freezer a -70ºC.

Transporte

• Colocar em saco plástico individualizado dentro de uma canaleta identificada no botijão de nitrogênio líquido.


• Acompanha ficha com dados do paciente.

Método

• PCR.

13.8. DENGUE E FEBRE AMARELA – SOROLOGIA – IGM ou IGG.



• Colher pela manhã, em jejum de no mínimo 4 horas. • Coletar o sangue sem anticoagulante entre 6º e 60º dia após o início dos sintomas. • Separar no mínimo 1 ml do soro para sorologia.



Transporte

• Colocar a amostra em saco plástico individualizado dentro de outro saco plástico. Transportar em caixa térmica com gelo comum ou reciclável.


• Acompanha ficha epidemiológica com dados do paciente (ANEXO XXVII).

Método

• Imunoensaio enzimático IgM ou IgG (detecção de anticorpos IgM).

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13.9. DENGUE E FEBRE AMARELA – SOROLOGIA – IGM ou IGG.



• Colher pela manhã, em jejum de no mínimo 4 horas. • Coletar o sangue sem anticoagulante entre 6º e 60º dia após o início dos sintomas. • Separar no mínimo 1 ml do soro para sorologia.



Transporte



• Acompanha ficha epidemiológica (ANEXO XXVII) com dados do paciente.

Método

• Imunoensaio enzimático IgM ou IgG para detecção de anticorpos.

13.10. DENGUE – ESPECTRO DE GOTAS

Seção de Biologia


• Agitação manual da lâmina através de um bastão (vertical ou horizontal).


• Lâminas com superfícies recobertas com óxido de magnésio ou outra substância de acordo com o tipo de inseticida e padronização do Ministério da Saúde, com gotas de inseticida impregnadas, devidamente identificadas; • Acondicionamento em caixas de lâminas para microscópios e leitura imediata.

Transporte

• Normal.


• Leitura em microscópio bacteriológico com micrômetro de ocular calibrado com micrômetro de platina.

Método

• Definido pelo Ministério da Saúde e Organização Mundial da Saúde.

13.11. DENGUE – PESQUISA ENTOMOLÓGICA

Seção de Biologia


• Formas imaturas: Pesquisa direta em criadouros com a utilização de pipetas, pesca-larvas, bacia;

• Formas aladas: captura com capturador de Castro, capturado de sucção oral, aspirador elétrico, puçá.


• Culicídeos com ênfase para as espécies Aedes aegypti e Ae. Albopictus;

• Formas imaturas: Tubos e frascos plásticos com álcool a 70 %;

• Formas aladas: Tubos ou frascos alternando algodão e papel de filtro entre os exemplares e um pouco de naftalina para melhor conservação;

• Todos os frascos ou tubos devidamente identificados.

Transporte

• Normal.


• Envio de 5% das formas imaturas e 100% dos alados;

• As amostras deverão ser acompanhadas de boletins próprios.

Método

• Definido pela Secretaria de Vigilância em Saúde/Ministério da Saúde e;

• Utilizados pelas Instituições de Pesquisas Nacionais e Internacionais.

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14. DERMATOFITOSES (TINHAS)

15. DIFTERIA

DIFTERIA



• Secreção de Nasofaringe (NARIZ): Introduzir suavemente um Swab ultrafino, com haste metálica flexível, na narina até encontrar resistência da parede posterior da nasofaringe e fazer movimentos rotatórios. Repetir a operação utilizando o mesmo Swab na outra narina. • Secreção de Orofaringe (GARGANTA): Com auxílio de um abaixador de língua, pressionar a língua para baixo e com swab estéril, fazer a coleta ao redor da superfície da garganta, passando o swab pelas amídalas, úvula e toda a parede da garganta. Em doentes o swab deve ser passado cuidadosamente apenas ao redor das lesões para que não haja descolamento da placa.


• Secreção de Nasofaringe: Semear imediatamente em meio de PAI (cedido pelo LACEN), passando o swab em toda a extensão (superfície) do tubo apenas uma vez girando-o nos dedos e em zig zag, a partir da base até o ápice do meio de cultura. Fechar firmemente, identificar com N (Nasofaringe). Deixar em temperatura ambiente ou incubar em estufa a 37°C por no máximo 24 horas.

• Secreção de Orofaringe: Semear imediatamente em meio de PAI (cedido pelo LACEN), passando o swab em toda a extensão (superfície) do tubo apenas uma vez girando-o nos dedos em zig-zag, a partir da base até ápice do meio de cultura. Fechar firmemente, identificar com O (Orofaringe). Deixar em temperatura ambiente ou incubar em estufa a 37°C por no máximo 24 horas.

Transporte

• Secreção de Nasofaringe e Orofaringe: O material deverá ser enviado ao LACEN em temperatura ambiente, acondicionado em saco plástico bem vedado. O transporte deverá ser imediato ou no máximo até 24 horas.


• A bacterioscopia não tem valor no diagnóstico da difteria devido à baixa especificidade do método; • Retirar o meio de transporte de PAI da geladeira 30 minutos antes do início da coleta. • O material deverá ser encaminhado com a ficha de investigação epidemiológica devidamente preenchida(ANEXO XXVII).

Método

• Cultura em meios próprios.

DERMATOFITOSES (TINHAS)



a) Couro cabeludo e pêlos: coletar amostras de áreas descamativas, depiladas, pêlos e/ou cabelos quebradiços, sem brilho e/ou com nódulos aderidos com auxílio de lâmina de bisturi ou pinça. No caso de nódulos aderidos, cortar um chumaço de cabelos com auxílio de uma tesoura; b) Pele: raspar as bordas das lesões com auxílio de lâmina de bisturi. O material da região interdigital e de intertrigo também deve ser obtido por meio de raspagem; c) Unhas: raspar a região limite entre a parte suspeita de micose e a parte “sadia” ou toda superfície de uma unha com auxílio de uma lâmina de bisturi. Coletar também material sub-ungueal e se for o caso, periungueal também.


• Placa de Petri estéril.

Transporte



• Preferencialmente não utilizar medicação antifúngica tópica ou sistêmica por 07 dias antes da coleta. Recomenda-se também não utilizar creme algum na pele, unhas e cabelos, pelo menos um (01) dia antes do exame. No caso das unhas, as mesmas deverão estar limpas e livres de esmaltes.

Método

• Pesquisa direta e cultura.

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16. DOENÇA DE CHAGAS

16.1. DOENÇA DE CHAGAS AGUDA – SOROLOGIA





• 2 ml de soro. • Após separação do soro: tubo de ensaio com tampa em 4 a 8°C, após 48 horas, congelado a –20°C.

Transporte



• A amostra deverá ser encaminhada obrigatoriamentecom a ficha epidemiológica (ANEXO XXVII).

Método

• Imunofluorescência Indireta IgM.

16.2. DOENÇA DE CHAGAS – PESQUISA ENTOMOLÓGICA

Seção de Biologia


• Pesquisa direta nas residências e anexos com o uso de pinças e desalojante (quando recomendado); • Identificar os triatomíneos.


• Ninfas e adultos de Triatomíneos; • Frascos ou tubos devidamente identificados.

Transporte

• Normal.


• Envio de 10% dos triatomíneos coletados; • As amostras deverão ser acompanhadas de boletins próprios.

Método

• Definido pela Secretaria de Vigilância em Saúde/Ministério da Saúde e utilizados pelas Instituições de Pesquisas Nacionais e Internacionais.

16.3. DOENÇA DE CHAGAS – PESQUISA PARASITOLÓGICA (T. cruzi) EM TRIATOMÍNEOS

Seção de Biologia


• Exame a fresco do material intestinal, em lâminas, dos Triatomíneos já identificados; • Corar as lâminas quando positivas.


• Lâminas embrulhadas em papel ou dentro de caixas/tubos específicos; • Ninfas e adultos de Triatomíneos. • Lâminas, frascos, tubos, devidamente identificados.

Transporte

• Normal.


• Envio de 10% das lâminas negativas e 100% das positivas. • Envio dos triatomíneos correspondentes às lâminas negativas e positivas a serem enviadas • As amostras deverão ser acompanhadas de boletins próprios.

Método



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16.4. DOENÇA DE CHAGAS – TRIATOMÍNEOS ENCAMINHADOS PELA POPULAÇÃO

Seção de Biologia

Instruções

• Proceder da mesma forma como se tivesse coletado o triatomíneo; • Identificar os triatomíneos.


• Ninfas e adultos de Triatomíneos; • Frascos ou tubos devidamente identificados.

Transporte

• Normal.


• Envio de 10% dos triatomíneos recebidos; • As amostras deverão ser acompanhadas de boletins próprios.

Método



16.5. DOENÇA DE CHAGAS – SOROLOGIA





• 2 ml de soro. • Após separação do soro: tubo de ensaio com tampa em 4 a 8°C, após 48 horas, congelado a -20°C.

Transporte




Método

• Enzimaimunoensaio IgG, Imunofluorescência Indireta IgG e Hemaglutinação Indireta.

17. DOENÇA DE LYME – SOROLOGIA

DOENÇA DE LYME – SOROLOGIA





• 2 ml de soro. • Tubo de ensaio com tampa a 4 a 8ºC, após 48 h congelar a -20°C.

Transporte




Método

• ELISA IgG e IgM e Western Blot.

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18. DOENÇA DE CREUTZFELDT – JACOB

18.1. DOENÇA DE CREUTZFELDT – JACOB – PESQUISA DA PROTEÍNA 14-3-3 LIM 15



• Coletar 1 a 2 ml de Líquor por punção cefaloraquidiana.


• Líquor. • Tubo de plástico, estéreis, com tampa rosqueável, devidamente identificado e conservado em geladeira (4 a 8° C).

Transporte

• Colocar amostra em saco plástico individualizado dentro de outro saco plástico. Transportar em caixa térmica com gelo reciclável.


• Enviar amostra biológica junto com a ficha de notificação (ANEXO XXVIII). O material será enviado ao Hospital das Clínicas / USP.

Método

• Imunobloting.

18.2. DOENÇA DE CREUTZFELDT – JACOB – PESQUISA DE AC PrPsc / PROTEÍNA TAU / UBIQUITINA / GFAP / β AMILÓIDE / α SINUCLEINA



• Coletar fragmentos pequenos (1 a 2 mm3) de tecidos cerebrais ou blocos de parafina.


• Amostras de tecidos cerebrais. • Colocar os fragmentos de vísceras em frasco estéril com tampa de rosca contendo formalina tamponada.

Transporte

• Colocar os frascos em caixa térmica (sem gelo). Conservar em temperatura ambiente.


• Enviar amostra biológica junto com a ficha epidemiológica (ANEXO XXVIII). Usar formol a 10%, com volume 10 vezes maior que o volume dos fragmentos. Material enviado ao Laboratório de Patologia, UFRJ.

Método

• Imunohistoquímico / Neuropatológico.

18.3. DOENÇA DE CREUTZFELDT – JACOB – PESQUISA DE POLIMORFISMO OU MUTAÇÕES DO CÓDON 129 DO GEN PRPN



• Coletar 2 ml de sangue sem anticoagulante (separar o soro) e sangue periférico. Avisar ao LACEN dia e hora da coleta. Enviar ao LACEN imediatamente, pois o material deve chegar em 24 horas em São Paulo.


• Sangue e soro (reserva técnica). • Tubo de plástico, estéreis, com tampa rosqueável, devidamente identificado e conservado em geladeira (4°C a 8°C).

Transporte

Colocar amostra em saco plástico individualizado dentro de outro saco plástico. Transportar em caixa térmica com gelo reciclável.


• Enviar a amostra biológica junto com a ficha de notificação original (ANEXO XXVIII) e termo de consentimento (ANEXO XXXI). O material será enviado para o Instituto Ludwig, São Paulo.

Método

• HPLC / Seqüenciamento genético.

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19. ESPOROTRICOSE

ESPOROTRICOSE



• Coletar a secreção purulenta que se encontra nos nódulos “fechados” com seringa e agulha estéreis. No caso do nódulo que ulcerou, recolher a secreção do mesmo com auxílio de uma lâmina de bisturi.


• Enviar o mais rápido ao laboratório, caso contrário manter sob refrigeração (4ºC à 8ºC).

Transporte

• Seringa com a agulha protegida e/ou Placa de Petriestéril.

Método

• Cultura.

20. ESQUITOSSOMOSE – PESQUISA MALACOLÓGICA

ESQUISTOSSOMOSE – PESQUISA MALACOLÓGICA

Seção de Biologia


• Pesquisa direta em criadouros utilizando pinças e conchas específicas.


• Moluscos do gênero Biomphalaria e outros. • Frascos específicos com água da própria coleção hídrica, devidamente identificados. Podem ser transportados também envoltos em gaze e algodão, umedecidos com água. • Todos os frascos ou tubos devidamente identificados.

Transporte

• Normal.


• Envio de 100% das amostras coletadas. • As amostras deverão ser acompanhadas de boletins próprios.

Método



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21. FEBRE AMARELA – PESQUISA ENTOMOLÓGICA

FEBRE AMARELA – PESQUISA ENTOMOLÓGICA

Seção de Biologia


• Formas imaturas: coleta em ocos de árvores, bambus, buracos naturais. Material: pesca larvas, pipetas Pasteur, pipetão vaginal, aparelho de sucção oral com coletor para larvas; • Formas aladas: captura em solo e copas de árvores. Puçá, capturador de sucção oral, capturador de Castro, barraca de Shannon.


• Culicídeos em geral, com ênfase para os gêneros Haemagogus e Sabethes. • Formas imaturas: Tubos e frascos plásticos com álcool a 70 %; • Formas aladas: Tubos ou frascos alternando algodão e papel de filtro entre os exemplares e um pouco de naftalina para melhor conservação;

• Formas aladas para isolamento viral: exemplares armazenados ainda vivos em nitrogênio líquido ou em gelo seco.

Transporte

• Em botijão contendo nitrogênio líquido ou em isopor com gelo seco.


• As amostras deverão ser acompanhadas de boletins próprios. • Todos os frascos ou tubos devidamente identificados.

Método

• Definido pela Secretaria de Vigilância em Saúde/Ministério da Saúde e; • Utilizados pelas Instituições de Pesquisas Nacionais e Internacionais.

22. FEBRE MACULOSA

22.1. FEBRE MACULOSA – CULTIVO CELULAR PARA ISOLAMENTO EM SHELL VIAL E PCR – SANGUE E TECIDOS



• Coletar 2 ml de sangue em tubo seco, sem anticoagulante ou fragmentos de pele. Após retração, transferir o coágulo ou o fragmento de pele para flaconete com tampa de rosca contendo, preferencialmente, 1 ml de meio de transporte BHI.

• Obs.: As amostras deverão ser coletadas no início dos sintomas (fase aguda) antes da antibioticoterapia ou com até 48 h de medicação.


• Sangue. • Após a coleta colocar a 4°C por no máximo, após isso congelar em freezer a –70ºC ou nitrogênio líquido.

Transporte

• Encaminhar ao Laboratório de Referência no prazo máximo de 8 h, após coleta, em isopor com gelo. Caso isso não seja possível, congelar em freezer –70ºC ou em nitrogênio líquido e transportar em caixa adequada ou em botijão próprio para nitrogênio.


• A amostra deverá ser encaminhada obrigatoriamente com a ficha de investigação epidemiológica (ANEXO XXVII)

Método

• Cultivo celular para isolamento em SHELL VIAL e PCR.

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22.2. FEBRE MACULOSA – IMUNOHISTOQUÍMICA - BIÓPSIA DE PELE



• Coletar após surgimento de petéquias.


• Colher o fragmento de pele e colocar em frasco com tampa de rosca contendo formol a 10 %.

Transporte

• Transportar os frascos em embalagem que permita o transporte sem danos ao material. Manter em temperatura ambiente, desde que não ultrapasse 40°C.



Método

• Técnicas imunohistoquímicas com a coloração com imunoperoxidase e fosfatase alcalina.

22.3. FEBRE MACULOSA – IMUNOHISTOQUÍMICA – TECIDOS



• Coletar logo após o óbito ou no máximo em 6 horas.


• Tecidos (fragmentos de pele, pulmão, fígado e outros). • As amostras devem, preferencialmente, ser submetidas a processamento histológico (bloco de parafina) no local da necropsia. Os blocos de parafina encaminhados aos LRs devem conter quantidades representativas das amostras coletadas. O laudo de necropsia discriminando os achados macro e microscópicos e contendo identificação e contato do Patologista responsável deve acompanhar o material.

Transporte

• Transportar os blocos de parafina em embalagem que permita o transporte sem danos ao material. Manter em temperatura ambiente, desde que não ultrapasse 40°C.



Método

• Técnicas imunohistoquímicas com a coloração com imunoperoxidase e fosfatase alcalina.

22.4. FEBRE MACULOSA – SOROLOGIA POR IFI



• Coletar 10 ml de sangue em tubo seco ou vacutainer, sem anticoagulante Após retração do coágulo, em temperatura ambiente, direcionar o soro a frasco próprio. Enviar duas amostras (observar intervalo mínimo de 15 dias entre as coletas).


• Soro. • Tubo de ensaio com tampa em 4 a 8ºC, após 48 h congelar a -20°C.

Transporte

• Isopor com gelo



Método

• Imunofluorescência Indireta.

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23. FEOHIFOMICOSE

FEOHIFOMICOSE



• O material biológico é constituído principalmente por biópsias de tecidos afetados.


• Enviar o mais rápido ao laboratório, caso contrário manter sob refrigeração (4º a 8ºC). • A biópsia deverá ser mantida em salina.

Transporte


Método

• Cultura.

24. GONORREIA

24.1. GONORRÉIA – BACTERIOSCOPIA + CULTURA



• Mulher: Introduzir o espéculo; limpar com gaze a secreção do fundo do saco vaginal e a que recobre o colo do útero; introduzir o swab alginatado cerca de 1 cm no canal endocervical, girando-o delicadamente de 8 a 10 vezes, para absorver a secreção. Retirar o swab sem tocar as paredes vaginais e faça um esfregaço fino e homogêneo em uma lâmina identificada com o nome, idade do paciente. • Proceda a nova coleta para cultura, utilizando outro swab alginatado, da mesma forma descrita anteriormente, e inocular imediatamente no meio de transporte de Amies.

• Homem: Solicite ao paciente para retrair o prepúcio; limpe a secreção emergente com gaze; introduza o swab alginatado 2 cm no canal uretral; gire o swab delicadamente de 8 a 10 vezes para absorver a secreção; retire o swab, faça um esfregaço fino e homogêneo em uma lâmina identificada com nome, idade do paciente. Proceda a nova coleta para cultura, utilizando outro swab alginatado, da mesma forma descrita anteriormente, e inocular imediatamente no meio de transporte de Amies.


• Secreções: uretral, endocervical. • Bacterioscopia: Lâminas com esfregaço seco, conservar em temperatura ambiente. Envolve-las em papel alumínio.

• Cultura: Em meio de transporte de Amies, conservar em temperatura ambiente por até 8hs. Após semeadura em meio de cultura de Thayer-Martin deve ser conservado em microaerofilia (lata com vela e chumaço de algodão).

Transporte

• Encaminhar ao LACEN no máximo até 8 horas em temperatura ambiente.


• Os swabs utilizados devem ser com algodão alginatado ou com carvão ativado. • A coleta de secreção uretral deve ser feita de preferência pela manhã, antes do paciente urinar. Caso não seja possível, espere pelo menos três horas após a última micção. • Assegure-se de que o paciente não esteja sob efeito de tratamento com antibiótico. • Em crianças e mulheres histerectomizadas, a secreção do fundo do saco vaginal poderá ser utilizada.

Método

• Bacterioscopia e cultura.

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24.2. GONORRÉIA – CULTURA



• Alça ou swab da faringe posterior e criptas tonsilares. Swab da mucosa anal. Swab da parte interna das pálpebras.


• Secreções de orofaringe, anal e ocular. • Meio de transporte de Amies por até 8 horas, ou Thayer-Martin por até 24 horas em microaerofilia (latão hermeticamente fechado contendo chumaço de algodão umedecido e vela).

Transporte

• Em estantes apropriadas ou latão em ambiente de microaerofilia.


• Os swabs utilizados devem ser com algodão alginatado ou com carvão ativado.

Método

• Cultura.

25. HANTAVÍRUS

25.1. HANTAVÍRUS – IMUNOHISTOQUÍMICA – VÍCERAS



• Coletar fragmento (1 a 2 cm2) de pulmão, baço, rim, linfonodo, coração, pâncreas, glândula pituitária, cérebro e fígado até 8 horas após o óbito.


• Víceras • Colocar os fragmentos de vísceras em frasco estéril com tampa de rosca contendo formalina tamponada. Conservar em temperatura ambiente.

Transporte

• Colocar os frascos em caixa térmica, sem gelo.


• Enviar amostras biológicas junto com a ficha epidemiológica (ANEXO XXVII) e a ficha do SVO de forma legível. Usar formol a 10 %, com volume 10 vezes maior que o volume dos fragmentos. Material enviado ao Instituto Adolfo Lutz, São Paulo, para diagnóstico.

Método

• Imunohistoquímica.

25.2. HANTAVÍRUS – PCR – SORO / SANGUE TOTAL



Material deverá ser coletado até o 7º dia, a partir do inicio dos sintomas.


• Soro / Sangue total. • Tubo resistente a temperatura ultrabaixa (CRIOTUBO) capacidade de 2 ml com tampa de rosca e anel de vedação, devidamente identificado. Conservar em freezer a -70ºC.

Transporte

• Tubos criogênicos, resistentes a temperaturas ultra-baixas, em gelo seco ou nitrogênio líquido.


• Enviar amostra biológica junto com a ficha epidemiológica (AENXO XXVII). Frascos ou tubos devidamente identificados.

Método

• PCR

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25.3. HANTAVÍRUS – SOROLOGIA – SORO – IgM ou IgG



• Coletar o sangue sem anticoagulante e separar o soro. Coletar a 1ª amostra no atendimento médico, coletar a 2ª nos primeiros dias de internação e 3ª, 2 a 3 semanas após o inicio dos sintomas.


• Soro. • Tubo plástico estéril com tampa de rosca e conservado a -20ºC.

Transporte

• Colocar a amostra em saco plástico individualizado dentro de outro saco plástico. Transportar em caixa térmica com gelo reciclável.


• Acompanha ficha epidemiológica (ANEXO XXVII) com dados do paciente.

Método

• Ensaio Imunoenzimático (IgM ou IgG).

26. HEPATITES VIRAIS

26.1. HEPATITE B – QUANTIFICAÇÃO DO DNA DO VÍRUS DA HEPATITE B



• Venopunção em 2 (dois) tubos de 5 mL com EDTA. • Amostras com níveis elevados de lipídeos, bilirrubina, proteínas ou hemoglobinas não interferem neste ensaio.


• Sangue total. • Pode permanecer até 4 horas em temperatura ambiente (15ºC a 25ºC). • Armazenar no máximo 24 horas entre 2ºC e 8ºC (geladeira) antes da separação; centrifugar e separar 1200ul de plasma em dois tubos de polipropileno, com tampa de rosca, estéreis, livres de RNAses e DNAses. • Armazenar o plasma entre 2ºC a 8ºC (geladeira) no máximo 3 dias ou freezer –20 a –80ºC.

Transporte

• Caixa térmica com termômetro: Plasma - com gelo reciclável (2ºC a 8ºC) no prazo máximo de 24 horas. Sangue total - com gelo reciclável suficiente para manter a temperatura entre 2 e 8ºC no máximo 24h.


• Enviar a Ficha Quantificação de Ácido Nucléico –Carga Viral HBV (ANEXO X) corretamente preenchida, com a assinatura e carimbo do médico. • Separação só poderá ser feita após treinamento no LACEN. • Não acondicione os tubos com sangue total diretamente em contato com gelo reciclável, para evitar hemólise.

Método

• PCR em Tempo Real – Cobas® Ampliprep / Taqman® HBV test, Roche.

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26.2. HCV – PCR QUALITATIVO - PCR QUANTITATIVO - GENOTIPAGEM (LIPA)



• Venopunção em um tubo de 5mL com EDTA.


• 5ml de sangue total. • Separar até 5 horas após a coleta. Armazenar 600 µl em 2 tubos de polipropileno, com tampa de rosca, estéreis, livres de RNAses e DNAses. • Armazenar o plasma entre 2ºC e 8º C (geladeira) no máximo 48horas. • Caso não ocorra separação enviar ao Lacen até 3 horas após coleta.

Transporte

• Caixa térmica com termômetro: Plasma – temperatura entre 2°C a 8ºC com gelo reciclável ou gelo seco. Sangue total – deve ser transportado entre 2 e 25°C. • Não acondicione os tubos com sangue total diretamente em contato com gelo reciclável, para evitar hemólise.


• Enviar Laudo para Solicitação/Autorização de Procedimento Ambulatorial (ANEXO XIX) corretamente preenchido com as assinaturas e carimbo dos médicos solicitantes e autorizador. • A Unidade solicitante só poderá coletar o material após treinamento no LACEN.

Método

a) Qualitativo: PCR - Amplicor® HCV test, versão 2.0 – Roche. b) Quantitativo: (conforme técnica empregada). c) Genotipagem: Versant® HCVGenotype Assay (LiPA) – Siemens.

26.3. HEPATITES VIRAIS – SOROLOGIA



• Coletar o sangue sem anticoagulante a partir do início dos sintomas ou a critério médico. Separar no mínimo 2 ml do soro para sorologia.


• Soro. • Tubo plástico estéril com tampa de rosca. Conservar em freezer à –20ºC.

Transporte



• Acompanha ficha epidemiológica (ANEXO XXVII)com dados do paciente.

Método

• Ensaio Imunoenzimático.

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27. HIALOHIFOMICOSE

HIALOHIFOMICOSE



• O material biológico a ser colhido é bem diverso: escarro, lavado brônquico, sangue e biópsia.


• Enviar o mais rápido ao laboratório, caso contrário manter sob refrigeração (4º a 8ºC). A biópsia deverá ser mantida em salina.

Transporte



• No caso de sangue, considerar as informações relatadas em CANDIDÍASE Sistêmica e o restante dos espécimes clínicos em frasco estéril.

Método

• Cultura.

28. HISTOPLASMOSE

HISTOPLASMOSE



• O material biológico a ser colhido é bem diverso: sangue, punção ganglionar, punção medular, punção esplênica e hepática, etc. Pode-se também recorrer à biópsia.


• Enviar o mais rápido ao laboratório, caso contrário manter sob refrigeração (4º a 8ºC). A biópsia deverá ser mantida em salina.

Transporte


Cultura

• Cultura.

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29. LEISHMANIOSE

29.1. LEISHMANIOSE CANINA – SOROLOGIA



• Venopunção em tubo seco e limpo. • Coletar sangue da orelha do animal em papel de filtro e deixar secar.


• 1 ml. de soro. • Sangue em papel de filtro Whatman. • Após separação do soro: Tubo de ensaio com tampa 4 a 8o C, após 48 horas, congelado a menos 20o

C. Temperatura ambiente.

Transporte

• Isopor com gelo. Saco plástico.


• As amostras de Goiânia para inquérito de Leishmaniose são enviadas através do Centro de Controle de Zoonoses. As amostras dos outros municípios deverão ser coletadas nos Centros de Controle de Zoonoses e enviadas ao LACEN pelas respectivas Regionais junto com a ficha de identificação do animal (ANEXO VII) e a ficha de encaminhamento de material (ANEXO V).

Método

• ELISA e Imunofluorescência Indireta.

29.2. LEISHMANIOSE HUMANA – PUNÇÃO MEDULAR – LVA



Coleta (punção) deverá ser realizada exclusivamente por médicos treinados.

• Uma gota do material aspirado é colocada em uma das extremidades da lâmina previamente limpa, e o material firmemente dispersado na outra direção. Após secagem em temperatura ambiente, o esfregaço deverá ser fixado em álcool metílico.


• Punção medular ou esplênica (esfregaço em lâmina limpa, desengordurada e seca). • Depois de secas, acondicionar as lâminas à temperatura ambiente.

Transporte

• Colocar em recipiente apropriado para lâminas. Opcionalmente embrulhar cada lâmina em papel absorvente (higiênico) de forma que não haja atrito entre elas. Formar pequenos pacotes e colocá-los, de preferência, em uma caixinha de isopor ou frasco para que não se quebrem durante o transporte.


• A amostra deverá ser encaminhada com o pedido médico assinado e carimbado e ficha epidemiológica(ANEXO XXVII). • Recomenda-se pelo menos quatro lâminas. • Preferencialmente utilizar lamina com borda fosca para facilitar sua identificação.

Método

• Exame parasitológico (pesquisa direta de parasitos em lamina corada).

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29.3. LEISHMANIOSE – PESQUISA ENTOMOLÓGICA

Seção de Biologia


• Armadilhas luminosas tipo CDC, barraca de Shannon, capturador de Castro, capturador de sucção oral, aspirador elétrico.


• Flebotomíneos. • Tubos e frascos plásticos com álcool a 70%, devidamente identificados.

Transporte

• Normal.


• As amostras deverão ser acompanhadas de boletins próprios.

Método



29.4. LEISHMANIOSE TEGUMENTAR AMERICANA (LTA) – PESQUISA DIRETA



• ANEXO XVI.


• Raspado de Lesão. • Depois de secas, acondicionar as lâminas à temperatura ambiente.

Transporte



• A amostra deverá ser encaminhada com o pedido médico assinado e carimbado e ficha epidemiológica.

• Recomenda-se pelo menos quatro lâminas.

Método


29.5. LEISHMANIOSE VISCERAL (LV) – CONTROLE DE QUALIDADE DE LAMINAS DA PESQUISA

DIRETA



• As lâminas deverão ser enviadas, acompanhadas do formulário específico do LACEN, preenchido corretamente (ANEXO XXXIII); • O formulário, juntamente com as lâminas, deverá ser entregue no setor de coleta do LACEN; • Enviar mensalmente todas as lâminas positivas e 10 % do total de lâminas negativas; • As lâminas com divergências entre o LACEN e o laboratório de origem, permanecerão arquivadas para futuras consultas.

• Embrulhar cada lâmina em papel absorvente (higiênico) de forma que não haja atrito entre elas; • Formar pequenos pacotes e colocá-los, de preferência, em uma caixinha de isopor ou frasco para que não se quebrem durante o transporte. • Colocar etiquetar com o nome do destinatário.“LACEN: Aos cuidados da seção de Imunoparasitologia”, “CUIDADO FRÁGIL”.

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29.6. LEISHMANIOSE VISCERAL (LV) – SOROLOGIA (HUMANA)



• Venopunção em tubo seco e limpo. Após a retração do coágulo, proceder a separação do soro (no máximo 1 hora após a coleta). Aliquotar em tubo com tampa. Identificar com nome do paciente, data da coleta, etc.


• 2 ml Soro. • Após separação do soro: tubo de ensaio com tampa em 4 a 8°C, após 48 horas, congelado a – 20° C.

Transporte

Isopor com gelo.


• Sorologia Humana: a amostra deverá ser encaminhada obrigatoriamente com a ficha epidemiológica (ANEXO XXVII).

Método

• Imunofluorescência indireta IgG.

30. LEPTOSPIROSE – SOROLOGIA

LEPTOSPIROSE – SOROLOGIA





• 2 ml de soro. • Tubo de ensaio com tampa em 4 a 8ºC, após 48 horas congelar a -20°C.

Transporte




Método

• Enzimaimunoensaio IgM e Microaglutinação (FIOCRUZ).

31. MALÁRIA

31.1. MALÁRIA – CONTROLE DE QUALIDADE DE LAMINAS DA PESQUISA DIRETA



• As lâminas deverão ser enviadas, acompanhadas do formulário específico do LACEN, preenchido corretamente (ANEXO XII). O formulário, juntamente com as lâminas, deverá ser entregue no setor de coleta do LACEN; • Enviar mensalmente todas as lâminas positivas e 10 % do total de lâminas negativas; • As lâminas com divergências entre o LACEN e o laboratório de origem, permanecerão arquivadas para futuras consultas.

• Embrulhar cada lâmina em papel absorvente (higiênico) de forma que não haja atrito entre elas;

• Formar pequenos pacotes e colocá-los, de preferência, em uma caixinha de isopor ou frasco para que não se quebrem durante o transporte.

• Colocar etiquetar com o nome do destinatário.“LACEN: Aos cuidados da seção de Imunoparasitologia”, “CUIDADO FRÁGIL”.

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31.2. MALÁRIA – PESQUISA ENTOMOLÓGICA

Seção de Biologia


• Formas imaturas: coleta em criadouros naturais, remansos, riachos, lagoas, ocos de árvores. Material: pesca larvas, pipetas Pasteur; • Formas aladas: armadilhas luminosas tipo CDC, barraca de Shannon, capturador de Castro, capturador de sucção oral, aspirador elétrico.


• Culicídeos em geral com ênfase para o gênero Anopheles; • Formas imaturas: tubos e frascos plásticos com álcool a 70%; • Formas aladas: Tubos ou frascos alternando algodão e papel de filtro entre os exemplares e um pouco de naftalina para melhor conservação.

Transporte

• Normal.


• As amostras deverão ser acompanhadas de boletins próprios (ANEXO III); • Todos os frascos ou tubos devidamente identificados.

Método

• Definido pela Secretaria de Vigilância em Saúde /Ministério da Saúde e;


31.3. MALÁRIA – PESQUISA DE HEMATOZOÁRIOS



• Colher por punção digital ou do lóbulo da orelha, no adulto, e da superfície plantar do calcanhar, na criança. Pode ser usado também o sangue venoso em tubo com EDTA. Fazer preferencialmente a Gota Espessa ou esfregaço em lâmina.


• Sangue Capilar ou Sangue Venoso. • Deixar a lâmina secar ao calor suave ou a temperatura ambiente.

Transporte



• A amostra deverá ser encaminhada junto com o pedido médico e a ficha epidemiológica (ANEXO XXVII).

Método


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32. MENINGITES

32.1. MENINGITE VIRAL – ISOLAMENTO VIRAL E PCR



• Líquor: Caso suspeito com líquor claro e pleocitose separar 1,5 a 2,0 ml para diagnóstico. Não enviar fragmentos de cérebro, somente líquor e fezes. • Fezes: Coletar de 4 a 8 g de fezes para diagnóstico;


• Líquor: Tubo resistente a temperatura ultra baixa (CRIOTUBO). Colocar imediatamente em banho de gelo ou em freezer a –20º C por até 24 horas. • Fezes: Frasco plástico estéril com tampa rosqueada de boca larga. Conservar em freezer a -20° C por até 72 horas.

Transporte



• Acompanha ficha epidemiológica com dados do paciente (ANEXO XXVII). Material enviado ao Instituto Osvaldo Cruz – FIOCRUZ, Rio de Janeiro, para diagnóstico. O fluxo de envio de líquor e fezes foram estabelecidos para duas amostras por semana coletadas pelo hospital sentinela (HDT).

Método

• Isolamento viral e PCR.

32.2. MENINGITES – AGLUTINAÇÃO PELO LÁTEX + CIE.



• Líquor: Punção lombar (Espaço entre as vértebras lombares L3 e L4). Coletar 1 ml a 2 ml em frasco estéril com tampa de borracha (penicilina). • Soro: Punção venosa. Coletar 5 ml de sangue em um frasco estéril sem anticoagulante para obtenção do soro.


• Líquor: Até 3 horas à temperatura ambiente. Mais de 3 horas: à 4ºC. Viável até 5-7 dias à 4°C, mas não é aconselhável. • Soro: Mantê-lo até uma hora em temperatura ambiente, mais de 1 hora à 4ºC, ou congelar.

Transporte

• Embalar em saco plástico e transportar em caixa de isopor com gelo.


• A punção do líquor é um procedimento de urgência, invasivo e que deve ser realizado no hospital por um profissional treinado (médico). • O LACEN fornece Kit com materiais necessários (meios de cultura, frascos e lâminas) para o diagnóstico de meningite. • O material deverá ser encaminhado com a ficha de investigação epidemiológica (ANEXO XXVII) devidamente preenchida. • Ver ANEXO XXIV.

Método • Prova do Látex – Detecção de antígenos através de partículas de látex. • CIE – Eletroforese em tira de acetato de celulose

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32.3. MENINGITES – CULTURA – LÍQUOR



• Punção lombar (Espaço entre as vértebras lombares L3 e L4). 5 a 10 gotas em frasco contendo meio Agar chocolate.


• Líquor. • Após a semeadura imediata, colocar em estufa à 37ºC ou temperatura ambiente em saturação de umidade e CO2 (lata de alumínio com vela e algodão umedecido).

Transporte

• Embalar em saco plástico e transportar em caixa de isopor sem gelo.


• A punção do líquor é um procedimento de urgência, invasivo e que deve ser realizado no hospital por um profissional treinado (médico). Nunca deixar o frasco de cultura após semeado em geladeira. • O LACEN fornece Kit com materiais necessários (meios de cultura, frascos e lâminas) para o diagnóstico de meningite. • O material deverá ser encaminhado com a ficha de investigação epidemiológica (ANEXO XXVII) devidamente preenchida. • Ver ANEXO XXIV.

Método

• Cultura em Ágar chocolate

32.4. MENINGITES – CULTURA – SANGUE



• Punção venosa: Criança: inocular 1 a 3 ml de sangue em frasco contendo 20 ml de meio de cultura (caldo BHI com anticoagulante), ou 3 ml em frasco específico para cultura automatizada; Adulto: inocular 2,5 a 5ml de sangue em frasco contendo 50ml de meio de cultura (caldo BHI com anticoagulante), ou 8ml em frascos específicos para cultura automatizada.


• Sangue. • Caso possível mantê-lo à 37ºC ou deixá-lo à temperatura ambiente.

Transporte

• Embalar em saco plástico e transportar em caixa de isopor sem gelo. Transportar imediatamente ou dentro de 16 - 18 horas.


• Caso necessário utilizar anticoagulante, fazer uso da heparina. • Nunca deixar o frasco de cultura semeado em geladeira. • O LACEN fornece Kit com materiais necessários (meios de cultura, frascos e lâminas) para o diagnóstico de meningite. • O material deverá ser encaminhado com a ficha de investigação epidemiológica (ANEXO XXVII)devidamente preenchida. • Ver ANEXO XXIV.

Método

• Cultura em meios próprios.

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32.5. MENINGITES – QUIMIOCITOLÓGICO + BACTERIOSCÓPICO



• Punção lombar (Espaço entre as vértebras lombares L3 e L4). 2 a 3ml de LCR em frasco estéril com tampa de borracha (penicilina).


• Líquor. • Até 3 horas: temperatura ambiente. Mais de 3 horas: à 4ºC.

Transporte

• Embalar em saco plástico e transportar em caixa de isopor com gelo.


• A punção do líquor é um procedimento de urgência, invasivo e que deve ser realizado no hospital por um profissional treinado (médico). • O LACEN fornece Kit com materiais necessários (meios de cultura, frascos e lâminas) para o diagnóstico de meningite. • O material deverá ser encaminhado com a ficha de investigação epidemiológica (ANEXO XXVII) devidamente preenchida.

Método

• Quimiocitológico – exame à fresco- Bacterioscópico – coloração pelo Gram.

33. MICETOMAS (ACTINOMICETOMAS – EUMICETOMAS)

MICETOMAS (ACTINOMICETOMAS – EUMICETOMAS)



• Coletar secreção com auxílio de uma lâmina de bisturi ou de seringa sem agulha estéril. Recolher também os grãos que porventura existirem. Pode-se também recorrer a biópsia.


• Enviar o mais rápido ao laboratório, caso contrário manter sob refrigeração (4º a 8ºC).

Transporte

• Frasco estéril e/ou Placa de Petri estéril. Colocar a biópsia em salina.

Método

• Pesquisa direta.

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34. MICOBACTÉRIAS NÃO TUBERCULOSAS

34.1. MICOBACTÉRIAS NÃO TUBERCULOSAS



• De acordo com a suspeita clínica. Colher em frascos esterilizados.


• Amostras “In natura”.

Transporte

• Acondicionar adequadamente em recipientes esterilizados, fechados adequadamente, envolvidos em sacos plásticos e transportados em suportes de forma a manter o recipiente na posição vertical.


• A pesquisa de MNT está indicada em casos de suspeita de micobacterioses ou infecção hospitalar por este microrganismo. • Enviar imediatamente ao LACEN acompanhadas doFormulário de notificação de casos de MNT devidamente preenchidas (ANEXO XV).

Método

a) Baciloscopia: Coloração de Ziehl Neelsen. b) Cultura: Semeadura direta em meio de Löweintein

– Jensen conservando metade da amostra em geladeira para descontaminação quando necessário.

c) Identificação de espécie de MNT – PRA hsp 65. d) Teste de Sensibilidade: Concentração Inibitória

Mínima (CIM). Indicado apenas em casos de surtos.

34.2. MICOBACTÉRIAS NÃO TUBERCULOSAS - INFECÇÕES RELACIONADAS À ASSISTÊNCIA À

SAÚDE (IRAS)



• De acordo com a suspeita clínica. Colher em frascos esterilizados.


• Cepas/Isolados – Comunicar à SMS/SVS/VISA/ Goiânia/DPCISS (062 - 3524 1552) ou SES/SVISA/CEPCISS (062 – 3201 4128 para notificação do caso e fornecimento dos dados necessários ao preenchimento do Formulário de Notificação de MNT (ANEXO XV).

Transporte

• Embalar o frasco contendo a cepa em sacos plásticos e acondicioná-los em caixas adequadas para transporte de amostras biológicas.


• No município de Goiânia, o profissional da SMS/VEM será comunicado pela DPCISS e se encarregará de pegar o isolado no laboratório responsável pela notificação e encaminhá-la ao LACEN. • No caso de amostras provenientes de laboratórios do interior o contato deverá ser feito com a SES/SVISA/CEPCISS fone: 062 – 3201 4128. • Os resultados serão expedidos do LACEN para as Vigilâncias Sanitárias que se encarregarão da investigação de IRAS/Surtos e repasse dos resultados aos pacientes e/ou profissionais de saúde, quando necessário. Não serão recebidos isolados transportados pelo paciente.

Método

• Identificação de espécie de MNT – PRA hsp 65. • Teste de Sensibilidade: Concentração Inibitória Mínima (CIM). Indicado apenas em casos de surtos.

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35. MICOSES SISTEMICAS (PARACOCCIDIODOMICOSE, HISTOPLAS MOSE E ASPERGILOSE) – SOROLOGIA

MICOSES SISTEMICAS (PARACOCCIDIODOMICOSE, HISTOPLASMOSE E ASPERGILOSE) –SOROLOGIA





• 2 ml de soro. • Tubo de ensaio com tampa em 4 a 8ºC, após 48 horas congelado a – 20°C.

Transporte




Método

• Imunodifusão dupla.

36. MONONUCLEOSE INFECCIOSA – SOROLOGIA

MONONUCLEOSE INFECCIOSA – SOROLOGIA





• 1 ml de soro. • Tubo de ensaio com tampa em 4 a 8ºC, após 48 horas congelado a -20°C.

Transporte




Método

• Hemaglutinação direta em lâmina.

37. PARACOCCIDIODOMICOSE (BLASTOMICOSE SUL-AMERICANA)

PARACOCCIDIODOMICOSE (BLASTOMICOSE SUL-AMERICANA)



• O material biológico a ser colhido depende do tipo de lesão e pode ser: escarro, lavado brônquico, raspado de lesões cutâneas, biópsias e outros.


• Temperatura ambiente em caso de raspados. Os demais materiais sob refrigeração, caso não seja enviado imediatamente ao laboratório. A biópsia deverá ser mantida em salina.

Transporte

• Placa de Petri estéril (para raspados). Os demais materiais em frasco estéril.

Método


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38. PIEDRA BRANCA E PIEDRA NEGRA

PIEDRA BRANCA E PIEDRA NEGRA



• Coletar pêlos e cabelos com nódulos aderidos com auxílio de uma tesoura.



Transporte




Método


39. PITIRÍASE VERSICOLOR – ERITRASMA

PITIRÍASE VERSICOLOR - ERITRASMA



• Raspar as lesões na pele com auxílio de uma lâmina de bisturi.



Transporte




Método


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40. PNEUMOCYSTIS CARINI

PNEUMOCYSTIS CARINI OU JIROVECI



• Jejum de 8 horas para a coleta. Lavar vigorosamente toda a boca com uma escova de dente, escovar os dentes, usar água em abundância. Não usar pasta, dentifrícias ou anti-sépticos bucais.

• Escarro: 5 a 10 ml colhidos em três amostras consecutivas, pela manhã. Colher preferencialmente em sala aberta e bem arejada.

• Escarro Induzido: Após a limpeza os pacientes devem ser submetidos a uma inalação por meio de um nebulizador contendo solução salina a 3%, por 5 a 15 minutos. O nebulizador deverá eliminar 3,1 ml de solução salina por minuto. As amostras coletadas em tubos estéreis devem conter de 2 a 5 ml de volume.

• As demais amostras devem ser coletadas por Procedimentos Médicos.


• Escarro aspirado – Aspirado traqueal – Lavado brônquico – Biópsia dos brônquios – Lavado brônquico alveolar – Aspirado transtraqueal – Aspirado de biópsia pulmonar – Líquido pleural. • Manter amostras sob refrigeração entre 2°C e 8°C até 48 horas e protegidas da luz solar. • Usar frascos estéreis e descartáveis. Toda amostra, sujeita a ressecamento, deve ser protegida com o acréscimo de soro fisiológico estéril.

Transporte

• No recipiente devidamente identificado, datado e hermeticamente fechado.


• A amostra deverá ser encaminhada junto com o pedido médico assinado e carimbado.

Método

• Imunofluorescência direta.

41. POLIOVÍRUS – ISOLAMENTO VIRAL E PCR

POLIOVÍRUS – ISOLAMENTO VIRAL E PCR



• Coletar as fezes na quantidade de 3 a 5 g e colocar em frasco identificado com o nome e a data da coleta. Na coleta tardia coletar duas amostras até 60 dias da PFA.


Fezes. • Frasco plástico estéril com tampa rosqueada de boca larga. Conservar em freezer a –20ºC por até 72 horas.

Transporte



• Acompanha ficha epidemiológica (ANEXO XXVII) com dados do paciente. Material enviado ao Instituto Osvaldo Cruz – FIOCRUZ, Rio de Janeiro, para diagnóstico.

Método

• Isolamento viral e PCR.

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42. ROTAVÍRUS, NOROVÍRUS E ADENOVÍRUS – EIERA

ROTAVÍRUS E ADENOVÍRUS – EIERA



• Coletar 5 ml de fezes no atendimento (menos de 48 horas.


Fezes. • Frasco plástico estéril com tampa rosqueada de boca larga. Conservar refrigerado a 4º C por no máximo 5 dias.

Transporte



• Acompanha ficha epidemiológica (ANEXO XXVII) com dados do paciente. Material enviado ao Instituto Osvaldo Cruz – FIOCRUZ, Rio de Janeiro, para diagnóstico.

Método

• ELISA OU EIERA.

43. RUBÉOLA – ISOLAMENTO VIRAL

RUBÉOLA – ISOLAMENTO VIRAL



• Swab combinado Nasal/Oral, obtido até 5 dias após início dos sintomas.


• Secreção de Nasofaringe. • Amostras acondicionadas em tubo de plástico contendo meio de transporte viral, individualizados em sacos plásticos, identificados (nome, n° de amostra, data da coleta, forma de coleta). Conservar o material resfriado a 4° C até o envio ao LACEN (enviar imediatamente).

Transporte

• O transporte deverá ser realizado no mesmo dia da coleta, em caixa de isopor com gelo reciclável.


• Acompanha ficha epidemiológica (ANEXO XXVII).Material enviado ao Instituto Osvaldo Cruz –FIOCRUZ, Rio de Janeiro, para diagnóstico.

Método

• Isolamento Viral.

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44. SARAMPO

44.1. SARAMPO – ISOLAMENTO VIRAL



• Coletar de 15 a 100 ml de urina em frasco estéril, até 5 dias após o início do exame. Não congelar a amostra.


• Urina. • Frasco plástico novo e estéril. Conservar em geladeira (4 –8°C).

Transporte

• Enviar ao LACEN em caixa de isopor com gelo reciclável. Em no máximo 24 a 48 horas após a coleta.


• Enviar amostra junto com a ficha epidemiológica(ANEXO XXVII) . Material enviado ao Instituto Osvaldo Cruz – FIOCRUZ, Rio de Janeiro, para diagnóstico.

Método

• Isolamento Viral.

44.2. SARAMPO E RUBÉOLA – SOROLOGIA



• Coletar o sangue sem anticoagulante após 3 dias do início dos sintomas. Separar no mínimo 2 ml do soro para sorologia.


• Soro. • Tubo plástico estéril com tampa de rosca. Conservar em freezer à –20ºC.

Transporte



• Enviar amostra biológica junto com a ficha epidemiológica (ANEXO XXVII).

Método

• Ensaio imunoenzimático.

45. SÍFILIS

45.1. SÍFILIS PRIMÁRIA/CANCRO DURO – TREPONEMA PALLIDUM



• Limpar a superfície da lesão com gaze estéril, promover uma irritação sem que haja sangramento, utilizando gaze umedecida com éter, encostando sobre o local. Adicionar uma gota de solução fisiológica, aguardar 30 segundos, coletar a gota, colocá-la em lâmina e cobrir com lamínula.


• Secreção da lesão. • Enviar ao LACEN imediatamente.

Transporte

• Em Placa de Petri.


• O ideal é realizar a coleta no laboratório onde será realizado o exame.

Método

• Exame à fresco.

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45.2. SÍFILIS – SOROLOGIA



• Venopunção em tubo seco e limpo ou sistema a vácuo ou LCR (procedimento médico).


• 2 ml de soro ou 1 ml de LCR. • Tubo de ensaio com tampa em 4 a 8ºC, após 48 horas congelado a –20°C.

Transporte



• Solicitação médica junto com a ficha de encaminhamento para realização de exame confirmatório (ANEXO VI) e Ficha epidemiológica (ANEXO XXVII) para gestantes e Sífilis congênita.

Método

• Enzimaimunoensaio IgG /IgM, FTA-abs IgG e VDRL.

46. SÍNDROME GRIPAL (INFLUENZA A E B, ADENOVÍRUS VÍRUS SINCICIAL

RESPIRATÓRIO PARA INFLUENZA 1,2 E 3) – IMUNOFLUORES CÊNCIA INDIRETA

SÍNDROME GRIPAL (INFLUENZA A E B, ADENOVÍRUS VÍRUS SINCICIAL RESPIRATÓRIO PARA INFLUENZA 1,2 E 3) – IMUNOFLUORESCÊNCIA INDIRETA



• Aspirado de nasofaringe ou swab combinado – Nasal/Oral, obtido até 5 dias do início dos sintomas.


• Secreção nasofaríngea. • Amostras acondicionadas em coletor brônquico ou tubo de plástico contendo meio de transporte viral, individualizados em sacos plásticos, identificados (nome, nº amostra, data coleta, forma de coleta). Conservar o material resfriado a 4°C até o envio ao LACEN (enviar imediatamente).

Transporte

• O transporte deverá ser realizado no mesmo dia da coleta, em caixa de isopor com gelo reciclável.


• Acompanha fichas com dados dos pacientes(ANEXO XXVII) . Amostras positivas serão enviadas ao IAL para isolamento do vírus em cultivo celular.

Método

• Imunofluorescência Indireta.

47. TINHA NEGRA

TINHA NEGRA



• Raspar as lesões na pele com auxílio de uma lâmina de bisturi.



Transporte




Método


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48. TOXOPLASMOSE

48.1. TOXOPLASMOSE – IMUNOFLUORESCÊNCIA INDIRETA IgG e IgM



• Punção medular de responsabilidade médica.


• 1 ml de LCR. • Tubo de ensaio com tampa em 4 a 8ºC, após 48 horas, congelado a -20°C.

Transporte




Método

• Imunofluorescência Indireta IgG e IgM.

48.2. TOXOPLASMOSE – SOROLOGIA





• 2 ml de soro. • Após separação do soro: tubo de ensaio com tampa em 4 a 8°C, após 48 horas, congelado a –20ºC.

Transporte



• A amostra deverá ser encaminhada juntamente com pedido médico assinado e carimbado

Método

• Enzimaimunoensaio IgG e IgM.

49. TRICOMICOSE NODULAR AXILAR

TRICOMICOSE NODULAR AXILAR



• Recolher os pêlos das regiões axilares e pubiana com auxílio de uma pinça ou tesoura.



Transporte




Transporte


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50. TUBERCULOSE

50.1. TUBERCULOSE – BIÓPSIA, FRAGMENTOS CUTÂNEOS E DE OSSOS.



• Materiais colhidos assépticamente por profissional médico.


• Fragmentos cutâneos e de ossos. • Conservar em frasco esterilizado com água destilada ou salina fisiológica. Nunca utilizar formol. • Enviar o mais rápido possível ao LACEN, e na impossibilidade de envio imediato conservar sob refrigeração por no máximo 24 horas.

Transporte

• Acondicionar os frascos contendo os fragmentos em sacos plásticos individuais utilizando suportes para mantê-los na posição vertical. Colocar em caixa de isopor com gelo observando todas as Normas de Biossegurança.


• Em caso de pleuris o fragmento de pleura, deve ser colhido, sempre que possível, pois apresenta positividade em cultura notóriamente superior ao líquido pleural. • Enviar ANEXO XIII.

Método

a) Cultura: Biópsias, fragmentos cutâneos e de ossos -Se provenientes de órgãos sem microbiota associada fragmentar em vidraria esterilizada e semear diretamente em meio de Löweinstein–Jensen, reservando uma parte do fragmento para descontaminação, caso seja necessário. Descontaminar pelo NALC / NaOH 2%.

50.2. TUBERCULOSE INTESTINAL – BIÓPSIA RETAL



• Procedimento médico.


• Biópsia retal. • A conduta de escolha é a laparatomia, através da colonoscopia. • Frasco contendo solução fisiológica ou água destilada esterilizados. NUNCA utilizar formol. • Conservar à temperatura ambiente por no máximo 15 minutos ou sob refrigeração por até 24 horas.

Transporte

• Acondicionar os frascos coletores em sacos plásticos individuais utilizando suportes para mantê-los na posição vertical. Colocar em caixa de isopor com geloobservando todas as normas de biossegurança.


• Não são mais usadas fezes para o diagnóstico de tuberculose intestinal. A pesquisa através de fezes é indicada apenas em pacientes com AIDS e deve ser criteriosamente avaliada pelo médico. • Enviar ANEXO XIII.

Método

Cultura: Semeadura em meio de Löweinstein-Jensen após descontaminação pelo método de NALC / NaOH 2%.

48

50.3. TUBERCULOSE – LÍQUIDOS ASSÉPTICOS (PLEURAL, ASCÍTICO, SINOVIAL, PERICÁRDICO E PERITONEAL).



• Colhidos assépticamente por pessoal médico, no maior volume possível e colocado em frasco esterilizado.


• Semear 4 a 5 gotas imediatamente em meio de Löwnstein-Jensen e incubar a 37ºC. • “ In natura” - conservar sob refrigeração por no máximo 24 horas.

Transporte

• Após semeadura em Löweinstein-Jensen o transporte deve ser feito em temperatura ambiente. • “ In natura” - transportar sob refrigeração.


• Por serem espécimes paucibacilares não são indicados para baciloscopia. Recomenda-se a semeadura direta do material em meio de cultura no momento da colheita para obter maior positividade. Por precaução deve-se semear metade da amostra diretamente em Löweintein-Jensen e conservar a outra metade sob refrigeração para o caso de ocorrer contaminação. • Enviar ANEXO XIII.

Método

• Semeadura direta em meio de Löweinstein -Jensen.

50.4. TUBERCULOSE MENINGEA – LCR



• Procedimento médico.


• LCR. • Devem ser coletados de 3 a 5mL de LCR em frasco tipo penicilina esterilizado. Enviar imediatamente ao laboratório.

Transporte

• Acondicionar os frascos coletores em sacos plásticos individuais utilizando suportes para mantê-los na posição vertical em caixa de isopor com gelo observando as normas de biossegurança.

• Enviar ANEXO XIII.

Método

a) Baciloscopia: Na suspeita de meningite tuberculosa o LCR deverá ser centrifugado a 2.500 rpm por 30 minutos. Se houver formação de fibrina a lâmina para o exame baciloscópico deve ser realizada com essa porção. Coloração de Ziehl-Neelsen.

b) Cultura: C entrifugação em frascos esterilizados, com tampa de rosca, por 15 minutos a 3000 x g Desprezar o sobrenadante e semear o sedimento diretamente em meio de Löweinstein-Jensen

49

50.5. TUBERCULOSE MILIAR – SANGUE; ASPIRADO DE MEDULA ÓSSEA



a) Medula óssea: procedimento médico.

b) Sangue: colhido por profissional de laboratório após antissepsia adequada com álcool 70% seguido de solução de iodo povidine ou PVPI 10% ou solução degermante de clorexidina a 2%. A antissepsia deve ser feita em círculos concêntricos, de dentro para fora. Se for usada alguma solução de iodo a mesma deve ser retirada da pele com álcool 70% logo após a colheita do material.

• Tanto o sangue como aspirado de medula óssea deverão ser coletados com anticoagulante, de preferência o Sulfato Polianetol Sódico por ser menos tóxico para as micobactérias, na proporção de 1,5 mL de SPS a 0,35% para 8,5 mL de sangue. Jamais usar o EDTA.


• Semear imediatamente em Löweinstein-Jensen e conservar em estufa a 37ºC ou temperatura ambiente até o envio ao LACEN que deve ser feito o mais rápido possível.

Transporte

• Após semeadura transportar em temperatura ambiente. “In Natura” transportar sob refrigeração 4 ºC– 8ºC.


• A pesquisa de micobactérias no sangue está indicada em casos de bacteremia, e, depois da medula óssea é o material mais indicado para diagnóstico em pacientes com Síndrome da Imunodeficiência Adquirida. • Enviar ANEXO XIII.

Método

• Cultura: Semeadura direta em meio Löweinstein -Jensen.

50.6. TUBERCULOSE PULMONAR – ESCARRO DE EXPECTORAÇÃO ESPONTÂNEA



• As amostras devem ser colhidas em local aberto, de preferência ao ar livre ou bem ventilado. Coletar sempre duas amostras. A primeira no momento da consulta, a segunda, no dia seguinte ao levantar. • Orientações ao paciente: Ao despertar pela manhã, lavar bem a boca, inspirar profundamente, reter o ar nos pulmões por um instante e lançá-lo fora pelo esforço da tosse. Repetir a operação por três vezes. Evitar colher saliva.


• Escarro de Expectoração - mínimo de 02 amostras. • O material deve ser coletado em potes plásticos, transparentes e de boca larga. • Conservar em geladeira por até 07 dias ou em temperatura ambiente por 24 horas no máximo.

Transporte

• Manter sob refrigeração; • Proteger da luz solar; • Acondicionar de forma adequada para que não haja derramamento.


• Os frascos contendo as amostras devem ser firmemente tampados e em seguida colocados em sacos plásticos individuais com a tampa para cima. Usar suportes para conservá-los na posição vertical. • Enviar ANEXO XIII.

Método

a) Baciloscopia: coloração de Ziehl-Neelsen.

b) Cultura: semeadura em meio de Löweinstein–Jensen após descontaminação pelo NALC/NaOH 2% ou semeadura em meio de Ogawa-Kudoh após descontaminação com NaOH 4%, por 2 minutos no máximo.

50

50.7. TUBERCULOSE PULMONAR – ESCARRO DE EXPECTORAÇÃO INDUZIDA



• Amostra obtida após a realização de nebulização com solução salina hipertônica (5 mL de NaCl 3%), durante no mínimo 5 e no máximo 20 minutos, preferencialmente com nebulizador ultra-sônico.


• Expectoração induzida, mínimo de 02 amostras. • Conservar sob refrigeração por até 24 horas.

Transporte

• Acondicionar os frascos coletores em sacos plásticos individuais utilizando suportes para mantê-los na posição vertical. Colocar em caixa de isopor com gelo.


• Indicar a forma de obtenção da amostra para que a mesma não seja confundida com saliva. • Enviar ANEXO XIII.

Método

• Baciloscopia Concentrada: Coloração de Ziehl Neelsen após centrifugação com hipoclorito de sódio a 5%. • Cultura: Semeadura em meio de Löweinstein-Jensen após descontaminação pelo método de NALC/NaOH 2%.

50.8. TUBERCULOSE PULMONAR – LAVADOS: BRÔNQUICO, BRONCOALVEOLAR,

TRAQUEOBRÔNQUICO



• São procedimentos médicos que induzem a expectoração por vários dias. Recomenda-se a colheita sucessiva destes materiais.


• Lavados brônquicos, broncoalveolar, traqueobrônquicos. • Quantidade de amostras: enquanto houver expectoração. • Devem ser conservados sob refrigeração e processados de preferência até 4 horas após a colheita.

Transporte

• Acondicionar os frascos contendo o material biológico em sacos plásticos individuais utilizando suportes para mantê-los na posição vertical. • Colocar em caixa de isopor com gelo observando todas as normas de biossegurança.


• Estas amostras devem ser indicadas para cultura. • Enviar ANEXO XIII.

Método

• Baciloscopia: Coloração de Ziehl Neelsen após concentração por centrifugação. • Cultura: Semeadura em meio de Löweinstein-Jensen após descontaminação pelo NALC/NaOH 2%.

51

50.9. TUBERCULOSE PULMONAR – LAVADO GÁSTRICO



• A obtenção deste espécime requer hospitalização, pois é colhido logo que o paciente acorda, antes mesmo de se levantar e comer. • O procedimento é realizado com sonda nasogástrica fina, injetando 10 a 15 mL de soro fisiológico, e após 30 minutos, é feita a lavagem gástrica.


• Colher no mínimo 02 amostras em dias consecutivos. Processar imediatamente após a colheita. Se não for possível o processamento imediatamente após a colheita, coletar em frasco estéril contendo solução tampão de carbonato de sódio a 10%, cedido pelo LACEN ou, agregar carbonato de sódio, na proporção de 1 mg /1 ml de lavado.

Transporte

• Acondicionar os frascos contendo o material biológico em sacos plásticos individuais utilizando suportes para mantê-los na posição vertical. Colocar em caixa de isopor com gelo observando todas as normas de biossegurança.


• O carbonato de sódio é usado com a finalidade de neutralizar a ação do suco gástrico sobre os bacilos. A não conservação adequada da amostra acarreta resultados falsos negativos na cultura. • Agendar a coleta préviamente com o LACEN para que o laboratório possa se organizar para processar o material imediatamente; • Enviar ANEXO XIII.

Método

a) Baciloscopia: Coloração de Ziehl Neelsen após centrifugação. b) Cultura: Semeadura em meio de Löweinstein-Jensen após descontaminação pelo NALC/NaOH 2%.

50.10. TUBERCULOSE – PUS PROVENIENTE DE CAVIDADE ABERTA



• Colher através de swab esterilizado.


• Após a colheita os swabs devem ser conservados em tubos de ensaio de aproximadamente 15 cm de altura, com tampa de rosca contendo 1 mL de água destilada ou solução salina esterilizados. • Na impossibilidade de envio imediato ao LACEN conservar sob refrigeração por no máximo 24 horas.

Transporte

• Acondicionar os tubos contendo os swabs em sacos plásticos individuais utilizando suportes para mantê-los na posição vertical. • Colocar em caixa de isopor com gelo observando todas as normas de biossegurança.


• Se for solicitado mais de um tipo de exame colher tantos swabs quanto forem as solicitações. As baciloscopias devem ser realizadas no laboratório local. • Enviar ANEXO XIII.

Método

a) Baciloscopia: Coloração de Ziehl-Neelsen b) Cultura: Semeadura em Löweinstein – Jensen após descontaminação pelo NALC.

52

50.11. TUBERCULOSE – PÚS PROVENIENTE DE CAVIDADE FECHADA



• Quando proveniente de cavidade fechada o pus é colhido através de punção por pessoal médico. Deve ser enviado imediatamente ao laboratório em frascos esterilizados. Se for solicitada a baciloscopia e cultura, dividir em 02 frascos.


• Semeadura imediata em meio de Löweinstein-Jensen ou conservar sob refrigeração até o envio ao LACEN, que não deve ultrapassar 24 horas.

Transporte

• Após semeadura em Löweinstein–Jensen conservar em estufa 37ºC. • “ In Natura” conservar sob refrigeração, 4° a 8º C.


• Se houver solicitação de baciloscopia a mesma deve ser realizada no laboratório local. • Enviar ANEXO XIII.

Método

• Baciloscopia: Coloração de Ziehl-Neelsen. • Cultura: Semeadura direta em meio de Löweinstein–Jensen conservando metade da amostra em geladeira para descontaminação, quando necessário.

50.12. TUBERCULOSE RENAL - URINA



• Colher a 1ª urina do dia (mínimo de 40 mL), após assepsia genital adequada com água e sabão, em frasco estéril, de boca larga, com tampa de rosca (Não desprezar o primeiro jato).


• Mínimo de 03 e máximo de 06 amostras em dias consecutivos. • Conservar à temperatura ambiente por um máximo 2 horas ou sob refrigeração 4ºC a 8ºC por até 24 horas.

Transporte

• Tampar bem os frascos coletores, acondicioná-los em sacos plásticos individuais utilizando suportes para mantê-los na posição vertical. Colocar em caixa de isopor com gelo observando todas as normas de biossegurança.


• Orientar o paciente para não desprezar o 1º jato de urina porque é justamente nesta porção que se encontram os bacilos. • Independente do resultado da baciloscopia, SEMPRErealizar a cultura.

• Enviar ANEXO XIII.

Método

• Baciloscopia: Coloração de Ziehl Neelsen após concentração por centrifugação. • Cultura: Semeadura em meio de Löweinstein-Jensen após descontaminação pelo NALC / NaOH 2%.

53

50.13. TUBERCULOSE – TESTE DE SENSIBILIDADE



• As amostras devem ser colhidas conforme as orientações já descritas e indicadas para Cultura e Teste de Sensibilidade. Devem vir acompanhadas do formulário de solicitação devidamente preenchido.


• Todas as amostras descritas anteriormente.

Transporte

• Após semeadura em Löweintein–Jensen ou Ogawa –Kudoh transportar à temperatura ambiente. • Amostras “in natura” transportar sob refrigeração.


• O Teste de Sensibilidade está indicado em casos de retratamento após falência bacteriológica ao esquema I; recidiva da doença; reínicio após abandono de tratamento; suspeita de resistência primária; contatos de caso de tuberculose resistente; vigilância epidemiológica da TBMDR. • Enviar ANEXO XIII.

Método

• Método das Proporções modificado conforme descrito por Canetti et al, 1969

51. ZIGOMICOSE

ZIGOMICOSE



• Zigomicose Sistêmica: obter material por meio de aspirado da região naso-orbitária e em caso de doença pulmonar, colher escarro. Pode-se colher também o sangue; • Zigomicose Subcutânea: o material é obtido cirurgicamente.


• Enviar o mais rápido ao laboratório, caso contrário manter sob refrigeração (4ºC a 8ºC). A biópsia deverá ser mantida em salina.

Transporte



• No caso de sangue, considerar as informações relatadas em CANDIDÍASE Sistêmica e o restante dos espécimes clínicos em frasco estéril.

Transporte


54

BIBLIOGRAFIA CONSULTADA

BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância em Saúde. Manual de Microbiologia Clínica para o Controle de Infecção em Serviço de Saúde (Módulo 6): Detecção e Identificação de Micobactérias de Importância Médica. 1º Ed. 2004. BRASIL. Ministério da Saúde. Centro de Referência Helio Rocha. Manual de Bacteriologia da Tuberculose. 2ª. Ed. Rio de Janeiro, 1994. BRASIL. Ministério da Saúde. Controle da esquistossomose – operações de campo, 1995 BRASIL. Ministério da Saúde. Controle de Vetores, procedimentos de segurança. Ministério da Saúde, Brasília; 2001. 1ª edição, 204p. BRASIL. Ministério da Saúde. Dengue: Instrução para pessoal de combate ao vetor – manual de normas técnicas. Ministério da Saúde, Brasília. 2001; 84p. BRASIL. Ministério da Saúde. Diretrizes nacionais para a prevenção e controle de epidemias de Dengue. Ministério da Saúde, Brasília. 1ª edição, 2009. 157 p. BRASIL. Ministério da Saúde. Guia de bolso – Doenças infecciosas e parasitárias. Ministério da Saúde, Brasília. 7ª edição; 2008, 372p. BRASIL. Ministério da Saúde. Guia de vigilância epidemiológica. Ministério da Saúde, Brasília. 2005. 815p. BRASIL. Ministério da Saúde. Manual de controle da Leishmaniose Tegumentar Americana, 2005. BRASIL. Ministério da Saúde. Manual de normas sobre organização e funcionamento de laboratórios de diagnóstico da Doença de Chagas, 1980. 124 p. BRASIL. Ministério da Saúde. Manual de vigilância de epizootias em primatas não-humanos, 2005. BRASIL. Ministério da Saúde. Manual de vigilância e controle da Leishmaniose visceral, 2003.

55

BRASIL. Ministério da Saúde. Manual de vigilância epidemiológica de Febre Amarela, 1999. BRASIL. Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saude. Departamento de Vigilância Epdemiológica. Laboratorial da Tuberculose e Outras Micobactérias. Manual Nacional de Vigilância. Brasília-DF 2008. BRASIL. Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Programa Nacional de DST e Aids. Prevalência e Freqüências relativas de Doenças Sexualmente Transmissíveis (DST) em Populações Selecionadas de Seis Capitais Brasileiras. Brasília: Editora MS, 2008. BRASIL. Ministério da Saúde. Vigilância e controle de moluscos de importância epidemiológica, 2008. Consoli RAGB, Lourenço-de-Oliveira R. Principais mosquitos de importância epidemiológica no Brasil. Rio de Janeiro: Fiocruz; 1994. CRIESP - Cientia Virtus. Manual de Procedimentos. São Paulo: Lemos, 2008. Fiocruz. Atlas dos vetores da Doença de Chagas no Brasil. Rio de Janeiro, RJ. Volumes I, II e III, 1998. Forattini OP. Culicidologia Médica. EDUSP: São Paulo, 2002. Fundacentro. 2002. Programa de Proteção Respiratória; Recomendações; Seleção e Uso de Respiradores. Mauricio Torloni – Ministério do Trabalho e Emprego, Brasília. 1° edição, 127p. INSTITUTO HERMES PARDINI LTDA. Manual de Exames e Serviços 2006 / 2007. Belo Horizonte - MG: Lastro, 2006. OPAS/OMS. Manual para borrifação de inseticida de efeito residual para controle de vetores. 2006. 53p. OPS, 2003. Zoonosis y enfermedades transmisibles comunes al hombre y a los animales. Washington, USA. Volumes I, II e III. OPUSTIL, Carmem Paz; ZOCCOLI, Cássia Maria; TOBAUTI, Nina Reiko. Procedimentos Básicos em Microbiologia Clínica. 2ª. Ed. São Paulo: Sorvier, 2004. 340 p.

56

ANEXOS

1

ANEXO I .........AVALIAÇÃO DO ESPECTRO DE GOTAS

1/4

ANEXO II ........AVALIAÇÃO DO ESPECTRO DE GOTAS – LEITURA DE GOTAS

1/4

ANEXO III ......BOLETIM DE CAPTURA DE ARTRÓPODES

1/4

ANEXO IV ......DETECÇÃO DO DNA PRÓ-VIRAL EM CRIANÇAS NASCIDAS DE MÃES SOROPOSITIVAS E GESTANTES COM SOROLOGIA INDETE RMINADA NO BRASIL.

2/4

1/4

ANEXO V ........FICHA DE ENCAMINHAMENTO DE MATERIAL PARA LEISHMANIO SE CANINA

Regional: _____________________________ Município: ______________________________ Data de entrada no LACEN: ____________

Dados Clínicos RESULTADO Nome ou Nº do cão Procedência

Proprietário (Endereço) Úlceras Lesão de

agressão Miiáse

Data da coleta ELISA IFI

Data: _____/_____/_____ Responsável Técnico: __________________________Responsável do Laboratório: ________________________

1/1

ANEXO VI ......FICHA DE ENCAMINHAMENTO PARA REALIZAÇÃO DE EXAME CONFIRMATÓRIO

1/1

ANEXO VII .....FICHA DE LEISHIMANIOSE CANINA.

1/1

ANEXO VIII ....FICHA DE PESQUISA DE FLEBOTOMÍNEOS – BOLETIM DIÁRIO DE CAMPO

1/2

ANEXO IX ......FICHA DE SOLICITAÇÃO DE EXAMES – GAL.

2/2

1/2

ANEXO X ........FICHA QUANTIFICAÇÃO DE ÁCIDO NUCLÉICO – CARGA VIRAL HBV.

2/2

1/1

ANEXO XI ......FORMULÁRIO DE COLINESTERASE I (COLIN I)

ANO:

SIM NÃOMOTIVO

(3)1234567891011121314151617181920

RELAÇÃO DE EXAMES DE COLINESTERASE SANGUINEA - CONT ROLE DE REALIZAÇÃO

MUNICÍPIO:

NOME DO SERVIDOR

TE

ST

E (

1) INSET. UTILIZADO

(2)

USO DE EPI

PERÍODO:

Secretaria de Estado da Saúde

RESULTADO INÍCIO (4)

ATIVIDADE INIBIÇÃO

INT

ER

PR

E-

TA

ÇÃ

O (

5)

INT

ER

PR

E-

TA

ÇÃ

O (

5)

RECOMENDAÇÃO À CHEFIA

RES. DA REPETIÇÃO (4)

ATIVIDADE INIBIÇÃO

(1) Tipo de Teste: 1 = Rotina; 2 = admissão; 3 = Retorno; 4 = Demissão (3) Motivo do não uso do EPI: 1 = Incomoda/Perdeu; 2 = Não fornecido; 3 = Valid. vencida

Responsável pelo exame Local Data

(2) Inset. utilizado: 1=Temefós; 2=Malathion; 3=Fenitrothion; 4=Pirimifós; 5=Carbanato (4) Transformar o % de atividade em % de inibição

(5) Interpretação: 1 = Normal; 2 = Alterado

1/1

ANEXO XII .....FORMULÁRIO DE ENVIO DE LÂMINAS PARA CONTROLE DA QUALIDADE.

1/1

ANEXO XIII ....FORMULÁRIO DE SOLICITAÇÃO DE CULTURA E TESTE DE SENSIBILIDADE PARA MICOBACTÉRIAS

1/1

ANEXO XIV ....FORMULÁRIO PARA SOLICITAÇÃO DE EXAMES DE GENOTIPAGEM HIV – FORMULÁRIO A

1/1

ANEXO XV .....FORMULÁRIO PARA SOLICITAÇÃO DE IDENTIFICAÇÃO DE MICOBACTÉRIAS NÃO TUBERCULOSAS


Missão: Participar das ações de vigilância em saúde, realizando análises laboratoriais com qualidade, coordenando a Rede Estadual de Laboratórios e gerando informações para a melhoria da saúde pública.

Av. Contorno – nº 3.556 – Jardim Bela Vista – Goiânia-GO – CEP: 74.853-120 – Fone: 62 3201 3888 – Fax: 62 3201 3884 [email protected]

1/1

ANEXO XVI .... INSTRUÇÕES DE COLETA PARA PESQUISA DIRETA PARA LTA. Coleta de material para demonstração direta do parasito

Visando obter uma amostra viável para um diagnóstico confiável, alguns cuidados são

necessários: o primeiro deles é o preparo do local de onde será coletado o material (úlceras recentes são mais ricas em parasitos). Deve ser feita uma limpeza vigorosa do local da lesão com água e sabão, retirando-se resíduos de medicamentos ou outras substâncias, seguida de antissepsia com álcool a 70%.

Quando necessário, pode-se fazer um pequeno botão anestésico com lidocaína 1 ou 2%. Detalhamento da técnica a) O esfregaço é realizado por escarificação da borda interna da úlcera ou da superfície de lesão fechada, utilizando-se lâminas de bisturi estéreis ou estilete. (Figura 1).

Figura 1 Figura 2 b) A punção aspirativa pode ser realizada após injeção de 3mL de solução salina estéril na borda da lesão ou linfonodo, utilizando-se uma seringa de 5mL e agulha 25x8.

c) Após a excisão cirúrgica, a técnica de aposição em lâmina (também denominada imprint ou touch preparation) pode ser realizada por meio da delicada compressão de fragmento de tecido, obtido por biópsia, sobre uma lâmina de vidro. Uma boa execução da técnica requer que o fragmento seja previamente banhado em solução salina estéril e o excesso de sangue e líquidos absorvidos em gaze ou papel de filtro.

d) O material obtido por qualquer das técnicas deve ser distendido em lâminas de microscopia previamente limpas, desengorduradas e secas. Se possível, empregar lâminas de borda fosca para melhor identificação do material. (Figura 2)

e) A lâmina com o esfregaço ou imprint deve ser previamente fixada com cerca de 3mL de metanol durante três minutos, visando preservar as estruturas celulares. Após esse tempo, as lâminas são deixadas na posição vertical para secarem.

1/1

ANEXO XVII ..LAUDO MÉDICO PARA EMISSÃO DE BPA – I – CONTAGEN DE LINFÓSITOS T CD4/CD8.

1/1

ANEXO XVIII ..........LAUDO MÉDICO PARA EMISSÃO DE BPA – I – QUANTIFICAÇÃO DE ÁCIDO NUCLÉICO – CARGA VIRAL DO HI V.

1/1

ANEXO XIX .............LAUDO PARA SOLICITAÇÃO/AUTORIZAÇÃO DE PROCEDIMENTO AMBULATORIAL – HCV MOLECULAR

1 - NOME DO ESTABELECIMENTO DE SAÚDE SOLICITANTE 2 - CNES

VisioDocument

LAUDO PARA SOLICITAÇÃO/AUTORIZAÇÃO DE PROCEDIMENTO AMBULATORIAL

SistemaÚnico deSaúde

MinistériodaSaúde

50-DATA DA AUTORIZAÇÃO 51 - ASSINATURA E CARIMBO (Nº DO REGISTRO DO CONSELHO)

48 - DOCUMENTO

47 - CÓD. ÓRGÃO EMISSOR52 - Nº DA AUTORIZAÇÃO (APAC)

46 - NOME DO PROFISSIONAL AUTORIZADOR

( ) CNS ( ) CPF

6 - DATA DE NASCIMENTO

9 - NOME DA MÃE

13 - ENDEREÇO (RUA, Nº, BAIRRO)

14 - MUNICÍPIO DE RESIDÊNCIA

Nº DO TELEFONEDDD10 - TELEFONE DE CONTATO

17 - CEP16 - UF15 - CÓD. IBGE MUNICÍPIO

7 - SEXO

Fem.Masc.

PROCEDIMENTO(S) SOLICITADO(S)PROCEDIMENTO SOLICITADO

43 - DOCUMENTO

41 - NOME DO PROFISSIONAL SOLICITANTE

( ) CNS ( ) CPF

44 - Nº DOCUMENTO (CNS/CPF) DO PROFISSIONAL SOLICITANTE

45-ASSINATURA E CARIMBO (Nº REGISTRO DO CONSELHO)42-DATA DA SOLICITAÇÃO

AUTORIZAÇÃO

SOLICITAÇÃO

4 - Nº DO PRONTUÁRIO

5 - CARTÃO NACIONAL DE SAÚDE (CNS)

3 - NOME DO PACIENTE

IDENTIFICAÇÃO DO PACIENTE

19 - NOME DO PROCEDIMENTO PRINCIPAL 20 - QTDE.18 - CÓDIGO DO PROCEDIMENTO PRINCIPAL

PROCEDIMENTO(S) SOLICITADO(S)PROCEDIMENTO(S) SECUNDÁRIO(S)

36 - DESCRIÇÃO DO DIAGNÓSTICO

JUSTIFICATIVA DO(S) PROCEDIMENTO(S) SOLICITADO(S)

40 - OBSERVAÇÕES

38-CID10 SECUNDÁRIO37-CID10 PRINCIPAL 39-CID10 CAUSAS ASSOCIADAS

28 - NOME DO PROCEDIMENTO SECUNDÁRIO 29 - QTDE.27 - CÓDIGO DO PROCEDIMENTO SECUNDÁRIO





49 - Nº DOCUMENTO (CNS/CPF) DO PROFISSIONAL AUTORIZADOR

fls.1/2

54 – NOME FANTASIA DO ESTABELECIMENTO DE SAÚDE EXECUTANTE 55 - CNES

IDENTIFICAÇÃO DO ESTABELECIMENTO DE SAÚDE (EXECUTAN TE)

IDENTIFICAÇÃO DO ESTABELECIMENTO DE SAÚDE (SOLICITA NTE)

53 - PERÍODO DE VALIDADE DA APAC

a

11 - NOME DO RESPONSÁVELNº DO TELEFONEDDD

12 - TELEFONE DE CONTATO

8 -RAÇA/COR

1/3

ANEXO XX ..............MANUAL DE COLETA DA QUANTIFICAÇÃO DO RNA VIRAL DO HIV-1 – CARGA VIRAL

Manuseie todas as amostras como potencialmente infectantes.

INSTRUÇÕES PARA COLETA DA AMOSTRA E PREPARAÇÃO DO P LASMA:

1. Instruções de Coleta Não é necessário qualquer preparação especial ou jejum do paciente para a coleta da

amostra para a realização do exame de carga viral. O manuseio correto das amostras é imprescindível para proteger o RNA viral do

HIV-1 de degradação. • Proceda a coleta do sangue total observando as precauções universais relativas à punção venosa. • Colete sempre 2(dois) tubos de 5 ml contendo EDTA por paciente (EDTA K3 ou K2 tampa de cor lilás). • Em recém-nascidos, caso haja necessidade deverá ser utilizado tubos pediátricos.

OBS: Não usar tubos de EDTA com gel. Nunca utilizar tubos de coleta reciclados.

O sangue total colhido deverá se conservado no tubo original antes da centrifugação:

• Por até 6 horas a temperatura ambiente (15° C até 25 ° C); • Ou, máximo 24h, entre 2°C a 8°C (geladeira)

O material utilizado para os testes de Carga Viral é o PLASMA. 2. Preparação do Plasma • Para obter o plasma, centrifugue os dois tubos de sangue total a 100 – 1300x G (padronizar a força para centrifugação: G, rpm, ou RCF) • Em seguida transfira o plasma para tubos de polipropileno, com tampa de rosca (ou em microtubos de polipropileno – tipo eppendorf) livres de enzimas (RNAses ou DNAses), em alíquotas de no mínimo 1100 – 1200 µL com auxílio de uma ponteira com barreiras livres enzimas (RNAses ou DNAses), sem ressuspender as células. • Se não for possível fazer o teste no mesmo dia, armazene o plasma.

3. Armazenamento do PLASMA

O plasma deverá ser conservado e/ ou armazenado: • Por até 5 dias em temperatura entre 2°C a 8° C (geladeira);

OBS: não submeta o plasma a processos de filtração ou centrifugação adicionais com o intuito de diminuir a turbidez. Separação só poderá ser feita após treinamento no LACEN.

2/3

• Ou, período superior a 5 dias, prolongado ou indeterminado em temperatura entre -60° C a -80° C .

Devem ser evitados os múltiplos congelamentos-descongelamento. Desta forma, recomenda-se que a amostra seja estocada em alíquotas, com quantidade suficiente para a realização do teste (1100 – 1200 µL), evitando assim o processo de congelamento/descongelamento da amostra. 4. Transporte da Amostra Biológica

O transporte de amostra potencialmente infectante deve seguir normas nacionais e internacionais para envio e transporte de material biológico, de acordo com as respectivas vias de transportes. • Devem ser mantidas, obrigatoriamente, todas as características de constituição química e biológica. • Manter e preservar a amostra: temperatura controlada. • Não permitir ações de deterioração. • Não permitir a desnaturação protéica e GENÔMICA.

Para o transporte da amostra (sangue total ou plasma) do ponto coletor ao laboratório executor, a mesma deverá ser acondicionada em caixa térmica com isolamento em poliuretano lavável utilizada apenas para transporte de material biológico tendo, tampa fixa com trava, alça de suporte, material atóxico, de preferência com termômetro de máxima e mínima para monitorar a temperatura. 4.1.Sangue Total

Caso o procedimento não seja feito no local de coleta, os tubos com sangue total deverão ser transportados ao laboratório executor: • Não ultrapassando às 6 horas a temperatura ambiente (15ºC até 25ºC). • Ou máximo 24h, entre 2°C a 8° C (acondicionada com gelo reciclável suficiente para manter os tubos com sangue total em temperatura controlada – baixa temperatura).

OBS: Não acondicione o sangue total diretamente em contato com o gelo reciclável, para evitar hemólise. NUNCA CONGELE O SANGUE.

4.2.Plasma

Caso a separação do plasma seja feita no local de coleta, o mesmo deve ser transportado ao ponto executor o mais rápido possível: • Em temperatura 2ºC até 8ºC (temperatura de geladeira).

OBS: Nunca enviar amostras às sextas-feiras, sábados e domingos ou vésperas de feriados, sem autorização do laboratório executor.

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Sempre que possível recomenda-se o transporte em gelo seco. OBS.: Contaminações

Para uma técnica de amplificação de ácidos nucléicos o termo contaminação pode assumir alguns sentidos diferentes: 1 – Contaminação do técnico pela amostra • Toda e qualquer amostra de fluidos biológicos deve ser tratada como de potencial risco infeccioso. 2 – Contaminações de uma amostra para outra • No caso de uma técnica de amplificação, cuidados para não respingar amostras nas luvas, nas bancadas e em qualquer material, são essenciais. Todo material utilizado tem que ser novo e estéril, uma vez a menor contaminação por outra amostra pode ser amplificada e gerar um resultado falso. 3 – Contaminações por enzimas degradantes do material a ser analisado • Uma das funções do DNA, nas células vivas, é codificar a seqüência das proteínas. • A ligação entre o código genético e a proteína funcionante é o RNA. • Para controlar a existência do RNA, as células possuem uma enzima com função especifica de degradar o RNA, a Rnase. Assim, a existência e degradação da molécula de RNA tem que ser controlada de alguma forma pois, enquanto o RNA estiver presente no citoplasma celular, aquela célula produzirá a proteína codificada por ele continuamente. • Nas células vivas, esta enzima fica armazenada de forma inativa até que seja necessária sua utilização. • Quando uma célula morre e se rompe, essa enzima se espalha na amostra, degradando o RNA, consequentemente, interferindo no resultado final dos testes para quantificação do RNA viral. • Nos testes sorológicos, isso não interfere mas, em um teste que visa detectar e quantificar o RNA viral, esse fato assume uma grande importância. • Assim sendo, todo o material a ser ulitizado deve ser sempre novo, estéril e livres de enzimas (RNAses ou DNAses). • Não é correto encostar as mãos sem luvas limpas em qualquer material. • Uma vez de luvas, deve-se evitar qualquer contato com a pele e cabelos para evitar contaminação das luvas e dos materiais a serem utilizados por Rnases provenientes de células rompidas presentes. • Sempre que se faça necessário troque as luvas.

OBS: gelo reciclagem suficiente para manter o plasma em temperatura controlada 2° C a 8° C (temperatura de geladeira).

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ANEXO XXI .............NORMAS PARA O ATENDIMENTO DOS EXAMES DE BIOLOGIA MOLECULAR PARA HEPATITE C

Normas para atendimento dos exames: PCR qualitativo, PCR quantitativo e

Genotipagem para o vírus da Hepatite C.

Requisitos necessários para atendimento ao paciente portador do vírus C:

a) Cópia da identidade;

b) Cópia do CPF;

c) Cópia do Comprovante de endereço;

d) Cartão SUS;

e) Preenchimento de todos os campos da APAC – no campo de solicitação, deverá conter o

código especifico de cada exame como a seguir:

• PCR qualitativo – 0202030059;

• PCR quantitativo – 0202031080;

• Genotipagem – 0202030210.

f) Assinatura, CPF e carimbo do médico responsável;

g) Cópia do resultado da sorologia do Anti-HCV.

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ANEXO XXII ...........PARECER DO MÉDICO DE REFERÊNCIA EM GENOTIPAGEM HIV – FORMULÁRIO B

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ANEXO XXIII ..........PORTARIA N° 2472, DE 31 DE AGOSTO DE 2010

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ANEXO XXIV ..........PROTOCOLO DE COLETA, ACONDICIONAMENTO E TRANSPORTE DE AMOSTRAS CLÍNICAS PARA CULTURA DE BAC TÉRIAS AERÓBIAS 1. LIQUOR 1.1. Recomendações gerais • A punção de líquor é um procedimento de urgência, invasivo e que deve ser realizado no

hospital por um profissional treinado. • A paramentação deve ser adequada e realizada sob procedimentos de biossegurança. • A punção lombar deve ser realizada preferencialmente antes da terapia antimicrobiana.

1.2. Material necessário

KIT MENINGITE CRIANÇA

• Fichas de identificação da espécime / paciente. • Duas (2) lâminas de vidro para microscopia. • Frasco tipo penicilina lacrado com ágar chocolate. • Dois (2) frascos tipo penicilina esterilizados com tampa de borracha lacrados. • Seringas e agulhas esterilizadas. • Gaze esterilizada, algodão, álcool 70%, povidine 10% ou álcool iodado. • Lata de alumínio e vela. • Etiquetas.

1.3. Coleta e semeadura • Preparar todo o material necessário, retirando o meio de cultura da geladeira para adquirir a

temperatura ambiente e fazendo identificação dos frascos adequadamente. • Preparar o paciente. • Realizar a anti-sepsia adequada da pele do paciente, no local da punção com álcool 70%,

PVPI ou álcool iodado. • Punção lombar – volume mínimo de 5 ml de líquor. • Gotejar imediatamente 5 a 10 gotas da amostra no tubo ou frasco contendo o ágar

chocolate, e 1 gota em cada lâmina de vidro. Manter a cadeia asséptica. • Dividir o restante da amostra coletada em 2 frascos esterilizados (teste do látex e

citoquímico).

Obs: Os frascos para teste do látex e citoquímico devem ser mantidos a temperatura ambiente por até 3 horas ou a 4° C quando o tempo exceder 3 horas.

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• Colocar o frasco com ágar chocolate já semeado com o líquor dentro da lata de alumínio com vela acesa e algodão umedecido. Fechar a lata hermeticamente.

• Manter a lata de alumínio a temperatura ambiente ou em estufa a 37° C por no máximo 18 horas.

Obs: As amostras de líquor destinadas para a análise microbiológica NÃO PODEM ser armazenadas na GELADEIRA.

1.4. Transporte • Encaminhar a amostra, as lâminas coradas e não coradas, para controle de qualidade do

exame bacterioscópico, e o frasco com ágar chocolate semeado o mais rápido possível para o LACEN. Estes devem estar embalados em saco plástico e enviados em caixa de isopor sem gelo.

2. SANGUE 2.1. Recomendações gerais • Procedimento de urgência. • Paramentação adequada e realização dos procedimentos de biossegurança. • Recomenda-se que a coleta do sangue seja realizada preferencialmente antes da terapia

antimicrobiana. • Recomenda-se que a coleta do sangue seja por punção venosa (evitar coletar via cateter).

Punção arterial não aumenta a positividade da hemocultura. • Cuidado ao fazer a anti-sepsia, se não for feita de forma adequada, pode haver o isolamento

de microrganismos contaminantes 2.2. Material necessário

Frasco BHI + SPS Frasco BACTEC™

• Fichas de identificação da espécime/paciente. • Seringas e agulhas descartáveis. • Escalpe nº 2. • Garrote. Gaze esterilizada, algodão, álcool 70% e povidine a 10%. • Frasco caldo BHI (RN, criança ou adulto) ou frasco para hemocultivo BACTEC™ (criança

ou adulto – automação). • Etiquetas. 2.3. Coleta e Semeadura

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• Preparar todo o material necessário, retirando o meio de cultura da geladeira para adquirir a temperatura ambiente e fazendo a identificação dos frascos adequadamente (nome do paciente, data e hora da punção e número da amostra).

• Preparar o paciente. • Desinfetar com álcool 70% a tampa do frasco contendo o caldo de cultura e colocar uma

gaze ou algodão embebido em álcool 70% protegendo-a. • Escolher a veia adequada, garrotear e realizar a anti-sepsia da pele do paciente,

primeiramente com algodão embebido em álcool 70% e em movimentos concêntricos (de dentro para fora), em seguida com algodão embebido em povidine 10% também em movimentos concêntricos. Deixar secar e puncionar sem apalpar.

• Em criança coletar de 1-3 mL de sangue e inocular 2mL no frasco contendo 20mL de caldo BHI ou inocular 3mL de sangue em frasco BACTEC™ Pēds Plus (criança - automação); em adulto coletar 2,5 - 5mL de sangue e inocular 5mL no frasco contendo 50mL de BHI ou inocular 8 - 10mL de sangue em frasco BACTEC™ (adulto - automação); e em recém-nascidos coletar 1mL de sangue e inocular no frasco contendo 10mL de caldo BHI ou inocular 1 - 3mL de sangue em frasco BACTEC™ Pēds Plus (criança - automação).

• Homogenizar imediatamente para evitar coagulação. • Manter o frasco inoculado a temperatura ambiente (BACTEC™ ou F rasco caldo BHI) ou

incubar em estufa a 37° C por no máximo 18 horas (Frasco caldo BHI).

Obs: Os frascos semeados com o sangue destinado para a análise microbiológica NÃO PODEM ser armazenados em GELADEIRA.

2.4. Sugestão para o número de amostras a ser coletadas

Condição Clínica Protocolo

Sepse, osteomielite, meningite, artrite, pneumonia e pielonefrite

2 a 3 hemoculturas consecutivas, preferencialmente antes da terapia antimicrobiana. Coletar as amostras sem necessidade de intervalo intercalando os sítios da punção.

Febre de origem desconhecida, endocardite ou outra bacteriemia ou fungemia contínua

2 a 3 hemoculturas com intervalo de 15 a 20 minutos entre as coletas. Se as culturas forem negativas nas primeiras 24 horas, repetir o procedimento.

Pacientes em uso de terapia antimicrobiana De preferência, utilizar frascos com inibidores de antibióticos e colher antes da próxima dose.

2.5. Transporte

• Após a inoculação do sangue os frascos devem ser mantidos sobre a bancada em temperatura ambiente até o momento do envio. Encaminhar o mais rápido possível para o LACEN em temperatura ambiente, embalados individualmente e em caixa de isopor sem gelo.

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2.6. Observações

• Amostras colhidas em frascos de equipamentos automatizados que tenham sido

acondicionados em estufa ou geladeira até ser transportadas para o LACEN podem gerar

resultados falsos negativos;

• A coleta simultânea de um mesmo local, de mais de dois frascos, deve ser interpretada

como sendo uma única hemocultura;

• O volume de sangue coletado é uma das variáveis mais críticas para positividade do exame.

Quanto mais o volume coletado aproximar-se do máximo permitido (8mL para adultos e

3mL para crianças), maior será a probabilidade de positividade;

3. SORO 3.1. Recomendações gerais • Procedimento de urgência. • Paramentação adequada e realização dos procedimentos de biossegurança. • Recomenda-se que a coleta do soro seja realizada quando não for possível a coleta de líquor

ou quando há suspeita de meningococcemia. • Métodos utilizados para diagnóstico: aglutinação do látex, CIE e PCR.

3.2. Coleta • Procedimento de coleta igual ao do sangue total, só que este deverá ser colocado em tubo

estéril sem anticoagulante para obtenção do soro. 3.3. Transporte • Encaminhar o mais rápido possível ao LACEN, até 1h em temperatura, acima desse tempo

mantê-lo resfriado ou congelado. 4. RASPADO DE LESÕES 4.1. Recomendações gerais • Procedimento de urgência. • Paramentação adequada e realização dos procedimentos de biossegurança. • Recomenda-se que a coleta do raspado de lesões seja realizada quando há suspeita de

meningococcemia com aparecimento de petéquias. • Métodos utilizados para diagnóstico: bacterioscopia (Gram) e cultura em ágar chocolate

(quando houver quantidade considerável de amostra).

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4.2. Material necessário

• Fichas de identificação da espécime / paciente. • Duas (2) lâminas de vidro para microscopia. • Frasco tipo penicilina lacrado com ágar chocolate. • Um (1) frasco tipo penicilina esterilizado com tampa de borracha lacrados. • Seringas e agulhas esterilizadas e/ou swab estéril. • Gaze esterilizada, algodão, álcool 70%, povidine 10% ou álcool iodado. • Lata de alumínio e vela. • Etiquetas. 4.3. Coleta e Semeadura • Preparar todo o material necessário, retirando o meio de cultura da geladeira para adquirir a

temperatura ambiente e fazendo a identificação adequadamente. • Preparar o paciente. • Descontaminar as margens e a superfície da lesão com solução fisiológica e solução de

povidine 10%. Coletar o material localizado na parte mais profunda da lesão por aspiração com seringa ou swab estéril.

• Colocar o material em frasco estéril (quando coletado quantidade considerável) e/ou fazer semeadura no tubo ou frasco contendo o ágar chocolate (cultura), e confeccionar esfregaço em lâmina de vidro(Gram). Manter a cadeia asséptica.

• Colocar o frasco com ágar chocolate já semeado dentro da lata de alumínio com vela acesa e algodão umedecido. Fechar a lata hermeticamente.

• Manter a lata de alumínio a temperatura ambiente ou em estufa a 37° C por no máximo 18 horas.

• Amostras coletadas com swab: colocá-lo dentro do tubo com meio de transporte Stuart, ou semeá-la diretamente em ágar chocolate e em seguida fazer o esfregaço em lâmina.

4.4. Transporte

• Encaminhar a amostra, as lâminas coradas e não coradas, para controle de qualidade do

exame bacterioscópico, e o frasco com ágar chocolate semeado o mais rápido possível para o LACEN. Estes devem estar embalados em saco plástico e enviados em caixa de isopor sem gelo.

5. OUTROS LÍQUIDOS CORPORAIS (LÍQUIDO PLEURAL, DERRAME PLEURAL, ABSCESSOS INTERNOS, LÍQUIDO ASCÍTICO)

5.1. Recomendações • Procedimento médico. • Paramentação adequada e realização dos procedimentos de biossegurança. • Recomenda-se que a coleta do material biológico seja realizada preferencialmente antes da

terapia antimicrobiana.

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5.2. Material Necessário

Frasco BHI + SPS Frasco BACTEC™ Pēds Plus

• Fichas de identificação da espécime/paciente. • Seringas e agulhas descartáveis. • Gaze esterilizada, algodão, álcool 70% e povidine a 10%. • Frasco contendo 20ml de caldo BHI ou frasco para hemocultivo BACTEC™ Pēds Plus.

• Etiquetas 5.3. Coleta e Semeadura • Coletar em frasco estéril, inocular de 1 a 2mL da amostra diretamente frasco de

hemocultura (Caldo BHI) ou frascos de hemocultura( BACTEC™ Pēds Plus). • Conservar em temperatura ambiente por até 12 horas.Caso não dispor do meio de cultura

para cultivo acondicionar a amostra em frasco estéril, em temperatura ambiente em até 2 horas.

5.4. Transporte • Encaminhar os frascos inoculados ou o frasco contendo a amostra, o mais rápido possível

para o LACEN e temperatura ambiente, embalados individualmente e em caixa de isopor sem gelo.

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ANEXO XXV ............RECOMENDAÇÕES PARA COLETA E TRANSPORTE DE AMOSTRAS BIOLÓGICAS PARA CONTAGEM DE LINFÓCITOS T CD4/CD8/CD45

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ANEXO XXVI ..........RELAÇÃO DOS INSETICIDAS INIBIDORES DA COLINESTERASE SANGUÍNEA, USO, PROGRAMA E PERIODICID ADE.

Inseticida / Formulação (2)

Grupo Químico

Atividade Programa (1) Periodicidade

Temefós G Fosforado Uso como larvicida Dengue Quatro (4) meses

Malathion GT FosforadoUso como adulticida

espacial (UBV)Dengue e Malária

UBV: 30 dias

Fenilthion GT e PM

FosforadoUso como adulticida residual e espacial

(UBV)

Dengue e Malária

UBV: 30 dias, Residual: 60 dias

Pirimifós-metil CE

FosforadoUso como adulticida

espacial (UBV)Dengue 30 dias

Bendiocarb Carbaril Propoxur (PS/PM)

CarbamatoUso como

polvilhamento e pulverizações

Peste Bulbônica 60 dias

(2) G = Granulado, GT = Grau Técnico, CE = Concentrado Emulsionável, PM = Pómolhável, PS = Pó seco

(1) Deve-se considerar a indicação atual de cada um destes programas de controle

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ANEXO XXVII .........FICHA DE INVESTIGAÇÃO EPDEMIOLÓGICA

Animais Peçonhentos Gestante HIVAids Adulto HanseníaseAids Criança HantaviroseAtendimento Anti-rábico HepatiteBotulismo InfluenzaChagas Intoxicação ExógenaCólera LVCoqueluche LeptospiroseCriança Exposta ao HIV por Transmissão Vertical LTADengue MaláriaDifteria MeningiteDRT Acidente Trabalho Biológico Notificação Individual DRT Acidente Trabalho Grave Investigação SurtoDRT Câncer Surto DTADRT Dermatoses Planilha SurtoDRT LER / DORT Ficha ConclusãoDRT PAIR PesteDRT Pneumoconioses PFADRT Transtornos Mentais RaivaEpizootia RotavírusEsquistossomose Sífilis CongênitaExantematica SRCFebre Amarela Tétano NeoNatalFebre do Nilo Tétano AcidentalFebre Maculosa TracomaFebre Tifóide TuberculoseGestante Sífilis Violêcia Doméstica, Sexual e/ou Outras

FICHAS

Observação: as fichas estão disponíveis para download no site do Ministério da Saúde endereço http://dtr2004.saude.gov.br/sinanweb/index.php

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ANEXO XXVIII .......SINAN – FICHA DE INVESTIGAÇÃO – DOENÇA DE CREUTZFELDT JAKOB

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ANEXO XXIX ..........SOLICITAÇÃO DE TESTE MOLECULAR PARA GESTANTES (Pró-Viral )

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ANEXO XXX ............TERMO DE CONSENTIMENTO LIVRE ESCLARECIMENTO – DST/AIDS. (Pro-Viral)

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ANEXO XXXI ..........TERMO DE CONSENTIMENTO PÓS-INFORMATIVO

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ANEXO XXXII .........TERMO / PROTOCOLO / FICHA DE ENCAMINHAMENTO DE AMOSTRAS BIOLÓGICAS

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ANEXO XXXIII .......TEGUMENTAR HUMANA – FORMULÁRIO DE ENVIO DE LÂMINAS PARA CONTROLE DA QUALIDADE

Documents

Manual Procedimentos