Pectinophora gossypiella Saunders

Depressaria gossypiella Saunders

Platyedra gossypiella Ephastia gossypiella Crelechaia gossypiella Gelechiella gossypiella.

PECTG

Plaga cuarentenaria reglamentada bajo

regulación.

Nombre.

Sinonimia.

Taxonomía

Clase: Insecta

Orden: Lepidóptera

Familia: Gelechiide

Subfamilia:

Genero: Pectinophora

Especie: gossypiella Saunders

Nombre común.

Código EPPO (32):

Categoría reglamentaria:

gusano rosado, gusano rosado de la

india, gusano rosado Asiático,

Pinkbollworm.

Con la colaboración del Dr. Antonio Palemón Terán Instituto Nacional de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias

HOSPEDEROS. El principal hospedero del gusano rosado es el algodón (Gossypium sp.) y el cultivo de Okra (Abelmoschus es-culentus), así como también, la malva India (Abutilon),

malva país (Abutilon indicum) y a la alfalfa (Medicago sativa) (Khidret al., 1990; CABI, 2007).

Distribución de hospederos en México. El gusano rosado, de acuerdo a lo publicado por Toledano (1976), se encontraba distribuido en los estados de Duran-go, Coahuila, Chihuahua, Sonora, Sinaloa, Baja California Norte, Baja California Sur, Nuevo León y Tamaulipas, México. Actualmente, se presenta en los estados de So-nora, Chihuahua, Durango, Coahuila y Baja California Nor-te, en el cultivo de algodón Gossypium hirsutum L. (Nava-

Camberos et al., 2010).

DISTRIBUCIÓN MUNDIAL. P. gossypiella se distribuye a lo largo de las zonas tropica-les de América, África, Asia, Australasia, incluidas las regio-nes subtropicales, Pakistán, Egipto, EE.UU. (Arizona, Arkan-sas California, Georgia, New Mexico, Oklahoma y Texas), México, Centro América y El Caribe. El mapa de la distribu-ción incluye los registros de la base de ejemplares de P. gossypiella de la colección en el museo de Historia Natural de Londres, Reino Unido (CABI, 2011) (Figura 8). En México se distribuye principalmente en los estados de

Baja California, Baja California Sur, Sinaloa, Sonora, Chihu-

ahua, Durango, Coahuila y Norte de Tamaulipas.

Figura 1. Distribución de P. gossypiella. (CABI, 2011).

Descripción morfológica.

Huevo. Recién depositados son de color blanco aperlado, poste-riormente se tornan de color rojizo-naranja; de forma alar-gada, ovalados, de 0.4-0.6 mm de longitud y 0.2-0.3 mm de ancho. Por lo general son depositados en forma individual o en grupos de 5-10. Los huevos de la primera generación en primavera son a menudo depositados en las estructuras vegetativas de la planta de algodón. La segunda y subse-cuentes generaciones los huevos son colocados debajo del cáliz del botón floral de >15 días (Venette et al., 2000).

Larva Las larvas son de color claro, de 1-2 mm de largo en el pri-mer instar y las larvas maduras son 12 a 15 mm de longitud (Figura 1).Larvas de primero y segundo instar, son de color blanco cristalino a blanco amarillento; en el tercer instar, ad-quieren una coloración rosada y finalmente, en el cuarto in-star, presenta un color rosa intenso, de aquí el nombre de gusano rosado. La cabeza es de color café y posee un escu-do protorácico muy marcado de color café oscuro y dividido longitudinalmente en dos. La larva completamente desarro-llada (cuarto instar) mide alrededor de 1.2 cm de longitud. Las larvas no diapáusicas elaboran un pupario o cocón alar-gado, suave y apropiado para pupar, en cambio las diapáusi-cas tejen un cocón esférico y apretado para pupar (Pacheco, 1994; Ramírez y Nava, 2000)

Figura 2. Larva de gusano rosado (P. gossypiella) (Foto: Universidad de Carolina del Norte, USA).

Pupa Las pupas son de color rojizo-marrón y miden de 8-10 mm de longitud por 2.4 mm de ancho, se encuentra cubierta de pubescencia fina (Pacheco, 1994; Ramírez y Nava, 2000).

Adulto Los adultos son palomillas pequeñas, de color marrón os-curo de 12 a 20 mm de expansión alar con manchas café-obscuro en las alas anteriores (Figura 3). Las alas son ca-racterísticamente puntiagudas y tienen en sus bordes supe-riores un fleco de color claro y sedoso.

La cabeza es de color marrón rojizo pálido con escamas iridiscentes. Las antenas son de color marrón. Los palpos labiales son largos y curvados hacia arriba (Pacheco, 1994; Ramírez y Nava, 2000; USDA 1948).

Figura 3. Adultos de gusano rosado (P. gossypiella). (Foto: U. of California, USA).

BIOLOGÍA. Las palomillas del gusano rosado emergen en primavera y verano. Las palomillas que emergen en primavera son pro-ducidas por pupas de larvas diapáusicas de ciclo largo y las que emergen en el verano son producidas por pupas de larvas de generaciones estacionales no diapáusicas de ci-clo corto. En primavera la emergencia de palomillas co-mienza usualmente antes de que el algodón empiece a fructificar. Estas palomillas depositan huevecillos sobre ye-mas foliares y tallos donde las larvas rara vez sobreviven. Considerando que esta plaga requiere fundamentalmente fructificaciones para ovipositar y alimentarse, todas aque-llas palomillas que emerjan antes de que existan cuadros (botones florales), no podrán sobrevivir ni reproducirse. Es-tas palomillas representan lo que comúnmente se conoce como “ generación suicida” . Por el contrario, todas las palo-millas que emerjan después de dicha etapa fenológica del cultivo formarán la “ generación efectiva” que dará origen a las generaciones perjudiciales de la plaga. El porcentaje de la “ generación suicida” depende de la fecha de siembra del algodonero; es decir, que entre más temprano se siembre el cultivo, el porcentaje de “ generación suicida” será me-nor. En la comarca Lagunera se ha determinado que el 63.8% de la población se considera como “ generación sui-cida” , cuando se siembra en la fecha óptima del 1 al 10 de abril y el inicio de producción de cuadros ocurra alrededor del 15 de mayo (136 días julianos) (Nava, 1982; Pacheco, 1994; Ramírez y Nava, 2000).

Los adultos tienden a ser más activos durante la noche, durante el día se refugian y rara vez son vistos en los cam-pos infestados. Los adultos copulan a medianoche en las terminales de las plantas y comúnmente de uno a dos días después de la emergencia. La hembra libera una feromona que atrae al macho para la cópula. La oviposición comienza al segundo día después de la emergencia de adultos y los huevecillos son depositados aislados o en masas ya sea en tallos, yemas terminales o cuadros cuando aún no hay be-llotas en la planta. Las bellotas de 10-20 días de edad son las preferidas para ovipositar. Los huevecillos son coloca-dos arriba del cáliz, cerca del ápice o en suturas en la bello-ta, mientras que las masas (desde unos pocos hasta 100 huevecillos) son colocadas entre el cáliz y el carpelo de la pared de la bellota. El período de oviposición de las palomi-llas de ciclo corto es de ocho días y de seis para las de ci-clo largo. En las generaciones de verano, la hembra ovipo-sita de 50-300 huevecillos y la máxima ovipostura ocurre al tercer día después de la emergencia de los adultos (Pacheco, 1994; Ramírez y Nava, 2000). El gusano rosado para sobrevivir de un ciclo algodonero a otro, entra en un estado de reposo denominado diapausa como larva de cuarto instar enterrada en el suelo, lo cual es estimulado por fotoperíodos cortos y bajas temperaturas. Las primeras larvas diapáusicas se observan a principios de septiembre, posteriormente el porcentaje se incrementa rápidamente hasta alcanzar prácticamente el 100% entre fines de octubre y principios de noviembre. El conocimiento

de la época y grado de incidencia de la diapausa del gusa-no rosado en la región, es muy importante para definir la

época más adecuada para realizar las labores fitosanitarias de desvare y barbecho (Nava, 1982; Ramírez y Nava, 2000).

Huevo 73 unidades

calor Pupa

124 unidades

Larva En cuadro: 248 unidades calor En bellota: 320 unidades calor

La hembra pone huevos durante 6

Figura 4. Ciclo biológico de P. gossypiella

Epidemiología.

Predicción mediante acumulación de unidades calor. El Cuadro 1 muestra los requerimientos de unidades calor por cada una de las diferentes etapas biológicas del gusano

rosado. El ciclo biológico completo, y por lo tanto el tiempo de una generación, requiere de 473 unidades calor en pro-medio, si las larvas se alimentan en cuadros y de 545 uni-dades calor, si las larvas se alimentan en bellotas (Nava y Byerly, 1990).

Cuadro 1. Períodos de desarrollo de las etapas biológicas del gusano rosado en unidades calor >12 ºC.

Etapa Biológica Unidades Calor

Preoviposición 28

Huevecillo 73

Larva en cuadros 248

Larva en bellotas 320

Pupa 124

Total en cuadros 473

Total en bellotas 545

El Cuadro 2, muestra las épocas en que se van presentan-do los estados de desarrollo más importantes del insecto y cómo se relacionan éstas con las principales etapas fenoló-gicas del cultivo. Puesto que el gusano rosado es una plaga que ataca a las fructificaciones, la primera generación de la temporada inició con la aparición de cuadros susceptibles, lo cual ocurre a las 600 unidades calor acumuladas desde el momento de la siembra.

A lo largo del período fructífero del algodonero, solamente pueden producirse tres generaciones del insecto, existiendo sólo dos épocas críticas de control químico, correspondien-do la primera de las 1045 a 1146 unidades calor y la segun-da de las 1590 a 1691 unidades calor. La tercera genera-ción de adultos ya no se combate con insecticidas debido a que ocurre cuando el algodonero se encuentra completa-mente maduro (Nava y Byerly, 1990).

Cuadro 2. Relación entre los estados de desarrollo del gusano rosado y las etapas fenológicas del algodonero en unidades calor (>12 ºC).

Gusano Rosado Etapas Fenológicas del Algodonero

Unidades Calor desde la Siembra Generación Estados de desarrollo

Primera Huevecillos 1ros. cuadros susceptibles 600

Larvas 673

Larvas 4º. Instar 1ras. Flores (rosetadas) 827

Pupas 921

Adultos 1ras. Bellotas susceptibles 1045

Segunda Huevecillos 1073

Larvas Max. Densidad de cuadros 1146

Pupas 1ras. bellotas con salidas 1466

Adultos Max. Densidad de bellotas 1590

Tercera Huevecillos 1618

Larvas 1ros. Capullos 1691

Pupas 2011

Adultos 2131

Daños.

Cuando las larvas recién emergidas se encuentran en las flores, unen los pétalos con seda para protegerse formando la llamada “ flor rosetada” (Figura 5) la cual no abre ade-cuadamente, siendo esto de gran utilidad para detectar in-festaciones de campo. Induce la caída de los botones flora-les (“ papalotes” o “ cuadros” ) menores de 10 días de edad, pero la mayoría de los cuadros atacados se desarrollan normalmente en bellotas. La larva recién nacida penetra a la bellota casi de inmediato por la parte media del fruto o por el ápice en menor grado en un lapso de 20 a 30 minu-tos.

El pequeño orificio de entrada no es visible en un principio desde el exterior, pero en la parte interna de la pared de la bellota se desarrolla un callo o verruga (Figura 6). En bello-tas muy jóvenes pueden no formarse estas verrugas, por lo que las bellotas colectadas deberán inspeccionarse cuida-dosamente. Las larvas barrenan la superficie de la pared interna de la bellota antes de entrar a la fibra, dejando una mina característica, que puede ser evidencia del daño de gusano rosado. La larva se alimenta de la fibra para llegar a la semilla ya como larva de segundo instar. Dichos daños provocan manchado de la fibra (Figura 7), afectan su longi-tud y resistencia, bajando por ende su calidad y el precio de

venta. También ocasionan pérdidas en la viabilidad, peso de la semilla y calidad del aceite. En promedio, una larva puede destruir de dos a cinco semillas durante su desarro-llo y puede afectar por completo el lóculo de la bellota (Figura 8).

Una vez que la larva completa su período de alimentación, deja la bellota mediante un característico orificio de salida en el carpelo de la pared (Pacheco, 1994; Ramírez y Nava, 2000).

Figura 5. Flor rosetada infestada por una larva de gu-

sano rosado. (Foto: U. de California, USA). Figura 6. Verrugas causadas por las larvas de gusano

rosado en bellotas

Figura 7. Fibra manchada. (Foto: Jack Kelly Clark). Figura 7. Daño por el gusano rosado. (Foto: Jack

Kelly Clark).

Mecanismos de dispersión.

El gusano rosado es dispersado por medio de flores y botones florales infestados.

Importancia económica de la plaga.

P. gossypiella causa 3 a 5% de daños en botones florales al alimentase de estambres y polen (Ambriz y Sifuentes, 1969), así también, genera un daño en bellotas de 15 días de edad (Noble, 1969). En esta última estructura se ha re-portado que el daño es de 65% si no se aplican medidas de control (Schwartz, 1983).

ESTRATEGIAS DE VIGILANCIA EPIDEMIOLÓ-

GICA.

Para la detección de la plaga de gusano rosado se realizan tácticas de muestreo como:

Muestreo.

Muestreo mediante inspección de bellotas. El muestreo del gusano rosado debe iniciarse a partir de la segunda semana de floración, cuando se observen las pri-meras bellotas susceptibles (15 a 30 días de edad). El muestreo consiste en colectar 25 bellotas susceptibles al azar en cada uno de los cuadrantes del predio de una área no mayor de 40 hectáreas. Si la superficie es mayor de 40 hectáreas, se deben colocar en una bolsa de papel o de tela para su revisión posteriormente, las bellotas se abren (se separan los carpelos de la parte fibrosa) para determi-nar la presencia de minas (o una especie de verrugas) y larvas de primero y segundo instares. Sin embargo, solo se contabilizan las bellotas con larvas presentes. El umbral de acción para tomar decisiones de control mediante insectici-das es de 10 a 12 % de bellotas infestadas por larvas de primero y segundo instares (Nava, 2000). 6.1.2 Monitoreo con trampas de feromonas. El monitoreo de adultos de gusano rosado se lleva a cabo mediante el uso de trampas tipo delta más una feromona sexual. Este monitoreo sirve para conocer el comporta-miento de la población a través de la temporada, determi-nar las diferencias entre localidades en cuanto a la densi-dad de la plaga y diferencias entre varias temporadas para la misma localidad. También es una herramienta de monito-reo útil para la determinación de los momentos oportunos de aplicación de feromonas con fines de control y para eva-luar su efectividad. Las palomillas capturadas se cuentan y se expresan como promedio de adultos por trampa por no-che (Nava, 2000). De acuerdo con la NOM-026-FITO-1995, por la que se establece el control de plagas del algodonero, se debe utilizar una trampa por cada 50 hectáreas de culti-vo y una trampa cada 8 kilómetros de carreteras y caminos con fines de monitoreo y supresión de la plaga, y una tram-pa por cada 5 hectáreas de cultivo con fines de trampeo masivo. La revisión de las trampas deberá ser en forma

quincenal en aquellas épocas en que no existe cultivo esta-blecido y semana cuando el cultivo se encuentra en pie.

ESTRATEGIAS DE CONTROL.

Control cultural Los productores de algodón quedan obligados a cumplir las fechas de siembra, defoliación y/o desecación, cosecha, desvare y barbecho, que la Delegación Estatal o Regional de la Secretaria establezcan a través del paquete tecnológi-co y programa fitosanitario para el cultivo del algodonero en cada distrito de Desarrollo Rural. Las prácticas culturales más importantes para el manejo de esta plaga son: fechas de siembra, acortamiento del ciclo fructífero del cultivo y destrucción de residuos de cosecha. En el caso específico de la Comarca Lagunera el período de siembra recomendado comprende del 20 de marzo al 20 de abril, con un período óptimo del 1 al 10 de abril. El acor-tamiento del ciclo fructífero del cultivo se puede lograr me-diante el establecimiento del sistema de producción de al-godón en altas poblaciones de plantas, el cual consiste en establecer una densidad de 120,000 plantas por hectárea, y solo tres riegos de auxilio. También se pueden eliminar fructificaciones tardías mediante la aplicación de defolian-tes. Las labores fitosanitarias deben efectuarse antes de que la mayor parte de la población de larvas de gusano rosado entren en diapausa, con el objeto de lograr un con-trol cultural efectivo de la plaga. A medida que dichas prácticas culturales se retrasan, el control de la población de larvas diapáusicas es más bajo y una mayor emergencia ocurre el siguiente año (Nava, 1987).

Rotación de cultivos. Las rotaciones algodón-sorgo y algodón-algodón juegan un papel importante en el manejo de la población del gusano rosado, debido a que, aceleran la emergencia del gusano rosado, por ende esta generación no encontrará sitios ade-cuados para su desarrollo (Mulleret al., 1974).

Control etológico. Este método de control del gusano rosado ha sido muy exi-toso en Arizona y California, donde se ha implementado como una alternativa dentro de programas de manejo inte-grado del gusano rosado a nivel regional. En general, se obtienen buenos resultados cuando las poblaciones son bajas. Los productos comerciales más conocidos son No-mate, Frustrate, Sirene, Lastflight y Checkmate.

Control biológico.

Existe un gran número de enemigos naturales de P. gossy-piella (Cheema et al .,gossypiella, los cuales se indican a continuación:

Parasitoides: Apanteles angaleti , A.Apanteles angaleti, A. qquadra-tus, A. taragamae , Bracon brevicornis , B.uadratus, A. taragamae, Bracon brevicornis; B. gelechiae ,

B.gelechiae, B. greeni , B.greeni, B. kirkpatricki , Habro-cytus, Microchelonus blackburni , Parasierola , Pyemo-teskirkpatricki, Habrocytus, Microchelonus blackburni, Parasierola, Pyemotes herfsi, P. ventricosus , Scambus lineipes, S. striatus , Theronia lineata, Trichogramherf-si, P. ventricosus, Scambus lineipes, S. striatus, Thero-nia lineata, Trichogramma achaeae , T.achaeae, T. bra-siliense , T.brasiliense, T. pretiosum , Trichogrammatoi-dea bactrae .pretiosum, Trichogrammatoidea bactrae.

Depredadores: Chrysopa pallens, Chrysoperla carnea, Collops vittatus, Hippodamia convergChrysopa pallens, Chrysoperla carnea, Collops vittatus, Hippodamia convergens, Mis-chocyttarus socialis, Nabis alternatus, Orius tristicolor, Pardosa milvina , PolybMischocyttarus socialis, Nabis alternatus, Orius tristicolor, Pardosa milvina, Polybiaig-nobilis, Sinea confusa. ignobilis, Sinea confusa.

Patógenos: Bacillus thuringiensis , B. Principalmente bacterias Baci-llus thuringiensis, B. thuringiensis aizawai, B. thur-ingiensis aizawai, B. thuringiensis dendrolimus, thur-ingiensis dendrolimus,B. B. thuringiensis entomocidus, B. thuringiensis entomocidus, B. thuringiensis finitimus,

B. thuringiensis finitimus, B. thuringiensis galleriae, B. thuringiensis galleriae, B. thuringiensis kurstaki, B.thuringiensis kurstaki, B. thuringiensis sotto, B. thur-ingiensis sotto, B. thuringiensis subtoxicus, B. thur-ingiensis thompsoni, B. thuringiensis thuringiensis, B. thuringiensis tolworthi. Además, una buena opción de con-

trol biológico que requiere evaluación es el nemátodo Stei-nernema riobravis.

Control legal. Es una plaga regulada en la NOM-026-FITO-1995, “ por la que se establece el control de plagas del algodonero” y tiene por objeto establecer las regulaciones de carácter obligatorio que se deben cumplir para prevenir la dispersión y control del gusano rosado (Pectonophora gosypiella Sauders), picudo (Anthonomus grandis Boheman) y el complejo gusano bellotero (Heliothis zea Bodie y H. vires-cens Fabricius) que afectan al cultivo del algodonero; así como las medidas fitosanitarias para evitar la dispersión de estas plagas a zonas libres o de baja prevalencia. Control con variedades resistentes. Actualmente, existen en el mercado variedades transgéni-cas de algodonero con niveles altos de resistencia a gusa-no rosado, gusano tabacalero y gusano bellotero, las cua-les contienen uno o dos genes que producen las toxinas cry1Ac y cry2AB del B. thuringiensis. Estas variedades proporcionan un excelente control del gusano rosado, gusa-no tabacalero, gusano bellotero y gusano soldado, pero no controlan eficientemente insectos chupadores, defoliadores, ni picudo. Las principales ventajas de estas variedades son la reducción en el uso de insecticidas y su compatibilidad con el control biológico.

Control químico. Esta actividad consistirá en realizar aplicaciones de plagui-cidas autorizados por la COFEPRIS de manera racional y programada, para reducir los niveles de infestación de la plaga. El período de control químico comprende aproxima-damente durante los 80 a 120 días después de la siembra. Las épocas críticas de control del gusano rosado son la primera y segunda generación de adultos, las cuales ocu-rren a las 1045 y 1590 unidades calor (U. C.) acumuladas desde la siembra con una temperatura umbral de 12 oC, respectivamente. Los insecticidas con registro de uso por la COFEPRIS, utilizados son: azinfós metílico, carbarilo, meti-dation, monocrotofos y triazofos

LITERATURA CITADA. Ambriz, P. J., y J. A. Sifuentes A. 1969. El gusano rosado del algodonero en la Comarca Lagunera. Circular CIANE No. 31, SAG, INIA, México, 33 p. CAB International, 2011. Crop Protection Compendium. Wallingford, UK: CAB International. EPPO, 2007. PQR database (versión 4.6). Paris, France: European and Mediterranean Plant Protection Organization. www.eppo.org Khidr, A.A., Kostandy, S.N., Abbas, M.G., El-Kordy, M.W., El-Gougary, O.A. (1990) Host plants, other than cotton, for the pink boll worm Pectinophora gossypiella and the spiny bollworm Earias insulana. Agricultural Research Review 68(1), 135-139. Muller, A.J., R.K. Sharma, H.T. Reymolds and N.C. To-scano. 1974. Effect of crop rotations on emergence of over-wintered pink bollworm populations in the Imperial Valley, California. J. Econ. Entomol. 67: 227-228. Nava-Camberos, U., V. Ávila-Rodríguez, y J. L. Martínez-Carrillo. 2010. Monitoring of the Pink Bollworm Susceptibil-ity to the Bacillus thuringiensis Endotoxins Cry1Ac and Cry2Ab in México. Southwestern Entomologist, 35(3):425-429.

Noble, L. W. 1969. Fifty years of research on the pink boll-worm in the United States, USDA Agr. Handbook 357.62 p. Pacheco M., F. 1994. Plagas de los Cultivos Oleaginosos en México. SAGAR, INIFAP, CIRNO. Cd. Obregón, Son., México. Libro Técnico N° 3. 600 p. Ramírez D., M. y U. Nava C. 2000. Plagas insectiles aso-ciadas al cultivo del algodonero. Memorias del III Curso Regional de Aprobación y Actualización en Control de Pla-gas del Algodonero. UAAAN-UL, Torreón, Coah., México. p. 154-167. Schwartz PH, 1983. Losses in yield of cotton due to insects. Agriculture Handbook, USDA, No. 589:329-358 USDA, 1948. Pink Bollworm. Picture Sheet No. 21. Bureau of Entomology and Plant Quarantine. Agricultural Research Administration, U.S. Department of Agriculture. Venette, R.C., S.E. Naranjo, and W.D. Hustchison. 2000. Implications of Larval Mortality at Low Temperatures and High Soil Moistures for Establishment of Pink Bollworm (Lepidoptera: Gelechiidae) in Southeastern United States Cotton. Environ. Entomol. 29 (5): 1018-1026.