Embed Size (px)
Citation preview
PRODUKSI LIPID DAN KARAKTERISASI ASAM LEMAK
MIKROALGA BLT0404 DAN BLT0502 TIPE LIAR DAN MUTAN
SKRIPSI
LARISSA RISKY AMALIA
PROGRAM STUDI KIMIA
FAKULTAS SAINS DAN TEKNOLOGI
UNIVERSITAS ISLAM NEGERI SYARIF HIDAYATULLAH
JAKARTA
2018 M / 1439 H
PRODUKSI LIPID DAN KARAKTERISASI ASAM LEMAK
MIKROALGA BLT0404 DAN BLT0502 TIPE LIAR DAN MUTAN
Skripsi
Sebagai salah satu syarat untuk memperoleh gelar Sarjana Kimia
Program Studi Kimia
Fakultas Sains dan Teknologi
Universitas Islam Negeri Syarif Hidyatullah Jakarta
Oleh
LARISSA RISKY AMALIA
NIM : 11140960000072
PROGRAM STUDI KIMIA
FAKULTAS SAINS DAN TEKNOLOGI
UNIVERSITAS ISLAM NEGERI SYARIF HIDAYATULLAH
JAKARTA
2018 M / 1439 H
ABSTRAK
LARISSA RISKY AMALIA. Produksi Lipid dan Karakterisasi Asam Lemak
Mikroalga BLT0404 dan BLT0502 Tipe Liar dan Mutan. Dibimbing oleh
SANDRA HERMANTO dan DIAN NOVERITA WIDYANINGRUM
Mikroalga memiliki kandungan lipid dan asam lemak yang dapat dimanfaatkan
untuk keperluan berbagai industri. Peningkatan produksi lipid pada mikroalga dapat
dilakukan dengan mutasi sinar ultraviolet (UV). Dalam penelitian ini dilakukan
mutasi sinar UV pada mikroalga BLT0404 dan BLT0502 tipe liar dan mutan.
Ekstraksi lipid mikroalga dengan modifikasi Bligh dan Dyer dan analisis komposisi
asam lemak dilakukan dengan gas chromatography mass spectrofotometry. Hasil
penelitian menunjukkan peningkatan kandungan lipid pada mikroalga yang
dimutasi dimana BLT0404 mutan memiliki kandungan lipid sebesar 41,5 % b/b dan
tipe liar sebesar 27,5 % b/b serta mikroalga BLT0502 mutan sebesar 58,4 % b/b
dan tipe liar sebesar 30,3 % b/b.. Mikroalga yang dimutasi juga memiliki perbedaan
komposisi asam lemak dengan tipe liar. Perbedaan profil asam lemak BLT0404
mutan dan tipe liar yaitu pada asam lemak C16:3(Δ7,10,13 ) dan C18:3(Δ9,11,13) dan
BLT0502 mutan dan liar yaitu pada asam lemak C16:3(Δ7,10,13 ), C16:2(Δ7,10
),
C16:1 dan C18:1(Δ11 ). Di sisi lain kandungan total PUFA pada mikroalga mutan
relatif lebih rendah dibandingkan tipe liar.
Kata kunci : Asam lemak, ekstraksi, lipid, mutasi UV, mikroalga
vii
ABSTRACT
LARISSA RISKY AMALIA. Lipid Production and Fatty Acid Composition of
Microalgae BLT0404 and BLT0502 Wildtype and Mutant. Supervised by
SANDRA HERMANTO and DIAN NOVERITA WIDYANINGRUM
Microalgae contain lipids and fatty acids that can be used in various industries.
Increase the production of lipids in microalgae with ultraviolet (UV) mutation. The
microalga used were BLT0404 and BLT0502 wild and mutant types. Lipid
microalgae were extracted with Bligh and Dyer modification and fatty acid analysis
was performed by mass gas chromatography spectrophotometry. Microalgae
mutation increased lipid content seen in BLT0404 mutants had lipid content of
41.5% w / w and 27.5% w / b and 278% b / b mutant BLT0502 mutant mutants and
30.3% % b / b. The results of the mutant microalgae showed that the BLT0404 and
BLT0502 mutant lipid content were higher than the type of liar. The mutated
microalgae have fatty acid values with a liar type. Differences in fatty acid profiles
of BLT0404 mutant and type lie on fatty acids C16: 3 (Δ7,10,13) and C18: 3
(Δ9,11,13) and BLT0502 mutants and liars: in fatty acids C16: 3 (Δ7,10, 13), C16:
2 (Δ7,10), C16: 1 and C18: 1 (Δ11). The highest lipid content and total PUFA
content is low in the mutated microalgae.
Keyword : Extraction, fatty acid, lipid, microalgae, UV mutation
viii
KATA PENGANTAR
Assalamu’alaikum Warahmatullah Wabarakatuh
Puji dan syukur penulis haturkan ke hadirat Allah SWT, atas segala nikmat-
Nya sehingga penulis mampu menyelesaikan dengan baik skripsi ini. Shalawat
serta salam semoga selalu dilimpahkan kepada junjungan kita nabi Muhammad
SAW. Skripsi ini berjudul “Produksi Lipid dan Karakterisasi Asam Lemak
Mikroalga BLT0404 dan BLT0502 Tipe Liar dan Mutan”. Pada kesempatan
ini, penulis ingin menyampaikan ucapan terima kasih kepada pihak yang telah
membantu dan mendukung sehingga penelitian dan penulisan skripsi penelitian ini
dapat diselesaikan.
1. Dr. Sandra Hermanto, M.Si selaku pembimbing I yang telah memberikan ilmu
dan bimbingan terhadap penulis.
2. Dian Noverita Widyaningrum, M.Si selaku pembimbing II yang telah
memberikan saran, masukan serta kemudahan terhadap penulis selama proses
penelitian.
3. Dr. Sri Yadial Chalid, M.Si selaku penguji I yang telah memberikan saran
4. Isalmi Aziz, MT selaku penguji II yang telah memberikan saran
5. Drs. Dede Sukandar, M.Si selaku Ketua Program Studi Kimia, Fakultas Sains
dan Teknologi, UIN Syarif Hidayatullah, Jakarta.
6. Dr. Agus Salim, M.Si selaku Dekan Fakultas Sains dan Teknologi UIN Syarif
Hidayatullah, Jakarta.
7. Dr. Siti Nurbayti, M.Si selaku dosen pembimbing akademik yang telah
memberikan bimbingan dan motivasi kepada penulis selama kuliah
ix
8. Dr. Dwi Susilaningsih selaku Kepala Laboratorium Bioenergi dan Bioproses,
Pusat Penelitian Bioteknologi, LIPI di Cibinong.
9. Orang tua dan keluarga besar yang senantiasa memberikan semangat dan batuan
moril maupun materi dan doa untuk kelancaran tugas akhir.
10. Swastika Praharyawan, M.Si, Apt dan Saeful Anhari S.Si selaku staf
laboratorium bioenergi dan bioproses yang telah membantu dalam penelitian
penulis serta canda tawa selama empat bulan.
11. Hana Nurbaiti SH, Nurul Qomariyah dan Nailil Amani sebagai teman
penelitian selama di LIPI Cibinong.
Penulis berharap semoga skripsi ini bermanfaat bagi pengembangan ilmu
pengetahuan, khususnya di bidang kimia, Amin Ya Rabbal’alamin.
Ciputat, Juli 2018
Penulis
xi
DAFTAR ISI
KATA PENGANTAR ........................................................................................ viii
DAFTAR ISI ......................................................................................................... xi
DAFTAR TABEL ............................................................................................... xii
DAFTAR GAMBAR .......................................................................................... xiii
DAFTAR LAMPIRAN ...................................................................................... xiv
BAB I PENDAHULUAN ...................................................................................... 1
1.1 Latar Belakang .................................................................................................. 1
1.2 Rumusan Masalah ............................................................................................. 4
1.3 Hipotesis ........................................................................................................... 4
1.4 Tujuan Penelitian .............................................................................................. 5
1.5 Manfaat Penelitian ............................................................................................ 5
BAB II TINJAUN PUSTAKA ............................................................................. 6
2.1 Mikroalga .......................................................................................................... 6
2.1.1 Faktor Pertumbuhan Mikroalga ............................................................... 7
2.1.2 Fase Pertumbuhan Mikroalga ................................................................ 10
2.2 Kultivasi Mikroalga ........................................................................................ 12
2.2.1 Skala Laboratorium ................................................................................ 13
2.2.2 Skala Semi Outdoor ............................................................................... 13
2.2.3 Skala Outdoor ........................................................................................ 13
2.3 Pemanenan Mikroalga .................................................................................... 13
2.4 Ekstraksi Lipid Mikroalga .............................................................................. 14
2.5 Ekstraksi Bligh dan Dyer Modifikasi ............................................................. 15
2.6 Komposisi Asam Lemak ................................................................................. 16
BAB III METODE PENELITIAN .................................................................... 18
xii
3.1 Waktu dan Tempat Penelitian ......................................................................... 18
3.2 Alat dan Bahan ................................................................................................ 18
3.2.1 Alat ......................................................................................................... 18
3.2.2 Bahan ..................................................................................................... 18
3.3 Prosedur Penelitian ......................................................................................... 19
3.3.1 Diagram Alir .......................................................................................... 19
3.3.2 Kultivasi ................................................................................................. 20
3.3.2.1 Kultivasi Bibit ..................................................................................... 20
3.3.2.2 Kultivasi Skala Lapang (Outdoor) ...................................................... 20
3.3.4 Ekstraksi Lipid ....................................................................................... 22
3.3.6 Pemanenan Mikroalga ........................................................................... 23
3.3.7 Karakterisasi Profil Fatty Acid Methyl Ester (FAME) .......................... 23
BAB IV HASIL DAN PEMBAHASAN ............................................................ 25
4.1 Parameter Pertumbuhan Mikroalga ................................................................ 25
4.2 Efek Mutasi terhadap Kerapatan Sel (Optical Density) .................................. 29
4.3 Ekstraksi Lipid Mikroalga .............................................................................. 31
4.5 Efek Mutasi Mikroalga Terhadap Kandungan Lipid ...................................... 32
4.6 Karakterisasi Profil Asam Lemak Mikroalga ................................................. 35
BAB V PENUTUP ............................................................................................... 41
5.1 Simpulan ......................................................................................................... 41
5.2 Saran ............................................................................................................... 41
DAFTAR PUSTAKA .......................................................................................... 42
DAFTAR LAMPIRAN ....................................................................................... 47
xii
DAFTAR TABEL
Tabel 1. Komposisi kimia beberapa mikroalga ...................................................... 6
Tabel 2. Sistem operasi instrumen GCMS ........................................................... 24
Tabel 3. Pengukuran parameter lingkungan pertumbuhan ................................... 25
Tabel 4. Komposisi asam lemak BLT0404 tipe liar dan mutan ........................... 37
Tabel 5. Komposisi asam lemak BLT0502 tipe liar dan mutan ........................... 39
xiii
DAFTAR GAMBAR
Gambar 1. Kurva pertumbuhan mikroalga .......................................................... 10
Gambar 2. Sistem Kultivasi a.kultivasi terbuka dan b. kultivasi tertutup ........... 12
Gambar 3. Jenis metode ektraksi lipid ................................................................ 14
Gambar 4. Diagram alir penelitian ...................................................................... 19
Gambar 5. Kerapatan sel BLT0404 tipe liar dan mutan ...................................... 30
Gambar 6. Kerapatan sel BLT0502 tipe liar dan mutan ..................................... 29
Gambar 7. Kandungan lpid mikroalaga BLT0404 tipe liar dan mutan ............... 32
Gambar 8. Kandungan lipid mikrolaga BLT0502 tipe liar dan mutan ............... 33
Gambar 9. Reaksi transesterifikasi ...................................................................... 35
Gambar 10. Kromatogram asam lemak BLT0404 tipe liar ................................. 36
Gambar 11. Kromatogram asam lemak BLT0404 mutan ................................... 36
Gambar 12. Kromatogram asam lemak BLT0502 mutan ................................... 38
Gambar 13. Kromatogram asam lemak BLT0502 tipe liar ................................ 38
xiv
DAFTAR LAMPIRAN
Lampiran 1. Komposisi media F/2 dalam 100 ml Aquades ................................ 47
Lampiran 2. Database GCMS mikroalga BLT0404 tipe liar .............................. 48
Lampiran 3. Database GCMS mikroalga BLT0404 mutan ................................ 50
Lampiran 4. Database GCMS mikroalga BLT0502 tipe liar .............................. 52
Lampiran 5. Database GCMS mikroalga BLT0502 mutan ................................ 54
Lampiran 6. Strelisasi alat dan bahan.................................................................. 55
Lampiran 7. Pembuatan media f/2 Guillard ........................................................ 56
Lampiran 8. Hasil rata-rata kerapatan sel BLT0502 ........................................... 57
Lampiran 9. Hasil rata-rata kerapatan sel BLT0502 ........................................... 58
Lampiran 10. Hasil Kromatogram asam lemak BLT0404 tipe liar..................... 59
Lampiran 11. Hasil kromatogram asam lemak BLT0404 mutan ........................ 61
Lampiran 12. Hasil kromatogram asam lemak BLT0502 tipe liar ..................... 63
Lampiran 13. Hasil kromatogram asam lemak BLT0502 mutan ........................ 65
Lampiran 14. Alat ukur intensitas cahaya ........................................................... 67
Lampiran 15. Alat ukur salinitas ......................................................................... 68
1
BAB I
PENDAHULUAN
1.1 Latar Belakang
Mikroalga mengandung tiga komponen utama yaitu karbohidrat, protein dan
lipid (Hadiyanto & Azim, 2012). Kandungan lipid pada berbagai jenis mikroalga
berkisar 1 – 40 % (Wolfgang, Becker., 1994). Kondisi pertumbuhan mikroalga
mempengaruhi kandungan lipid yang dihasilkan. Kondisi pertumbuhan yang tidak
menguntungkan (stres) menyebabkan kandungan lipid mikroalga meningkat 20 –
50 % (Hu, et al., 2008). Keadaan ini dapat membuat mikroalga mengubah jalur
bisointesis lipid menuju akumulasi lipid netral (Hu, et al., 2008). Akumulasi lipid
netral dalam bentuk triasilgliserol (TAG) bermanfaat sebagai bahan baku biodiesel.
Hal ini menandakan bahwa segala sesuatu yang telah Allah SWT ciptakan memiliki
bermanfaat dan merupakan tanda kebesaran dan kekuasaan-Nya. Sebagaimana
Allah SWT berfirman dalam Q.S Luqman (31: 10).
Artinya :
Dia menciptakan langit tanpa tiang sebagaimana kamu melihatnya dan Dia
meletakkan gunung-gunung (di permukaan) bumi supaya ia (bumi) tidak
menggoyangkan kamu; dan memperkembangbiakkan segala macam jenis makhluk
bergerak yang bergerak di bumi. Dan Kami turunkan air hujan dari langit, lalu Kami
tumbuhkan padanya segala macam tumbuh-tumbuhan yang baik.
2
Berdasarkan ayat al-quran Q.S Luqman ayat 10 bahwa didunia ini Allah
menciptakan segala sesuatu sesuai dengan kebutuhan manusia dan memiliki
manfaat salah satunya yaitu mikroalga yang dapat menghasilkan lipid dan asam
lemak yang dapat digunakan pada berbagai industri seperti pangan, kosmetik,
bahan bakar dan lain-lain.
Mikroalga adalah tanaman bersel satu yang hidup di air dan menggunakan
reaksi fotosintesis untuk menghasilkan biomassa (Nur, 2014). Lipid yang
dihasilkan mikroalga dikelompokkan menjadi dua kategori yaitu lipid penyimpanan
(lipid netral) dan lipid struktural (lipid polar). Lipid struktural pada umumnya
memiliki kadar asam lemak tak jenuh ganda yang tinggi. Lipid penyimpanan
terutama dalam bentuk triasilgliserol (TAG) yang tersusun atas asam lemak jenuh
yang lebih dominan dan beberapa asam lemak tak jenuh yang dapat
ditransesterifikasi menghasilkan metil ester. (Sharma, et al., 2012).
Peningkatan akumulasi kandungan lipid pada mikroalga dilakukan dengan
membuat kondisi pertumbuhan mikroalga menjadi stres dengan cara mutasi (Hu, et
al., 2008; Sharma, et al., 2012). Mutasi mikroalga dapat merubah komposisi asam
lemak yang dihasilkan (Hu, et al., 2008). Mutasi menyebabkan mikroalga Chlorella
sp mengalami pertumbuhan yang cepat dibandingkan tipe liarnya (Ong, et al.
2010). Berdasarkan penelitian Doan & Obbard (2012) efek mutasi etil
metansulfonat (EMS) mikroalga jenis Nannochloropsis sp. meningkatkan
kandungan lipid dibandingkan tipe liar, dimana pada tipe liar sebesar 34,0 ± 3,8 %
b/b dan setelah dimutasi meningkat menjadi 50,8 ± 6,8 % b/b. Mutasi yang di
lakukan pada mikroalga selain meningkatkan kandungan lipid juga dapat
mempengaruhi komposisi asam lemak. Berdasarkan penelitian Doan & Obbard
3
(2012) efek mutasi Nannochloropsis sp. memiliki pengaruh terhadap kandungan
polysaturated fatty acid (PUFA) pada fase stasioner, dimana hasil PUFA menurun
dari 14,3 ± 1,5 % (tipe liar) menjadi 8,3 ± 0,5 %.
Penelitian yang dilakukan oleh Nguyen et al (2013) mutasi mutasi pada jenis
Chlamydomonas reinhardtii, dapat menurunkan sebesar 65 % kandungan asam
lemak C16:3 (Δ7,10,13 ), C16:4 (Δ4,7,10,13
), C18:3(Δ9,12,15 ) dan C18:4 (Δ5,9,12,15
).
Goes, et al (1994) menjelaskan efek mutasi dengan UV-B mikroalga Tetraselmi sp
terdapat perbedaan komposisi asam lemak, dimana mikroalga mutan tidak terdapat
asam lemak C16:3 sedangkan pada tipe liar terdapat asam lemak C16:3 dan mutasi
tersebut meningkatkan jumlah SFA yaitu C16:0 sebesar 50 %.
Ekstraksi lipid dilakukan dengan modifikasi Bligh dan Dyer yaitu dengan
modifikasi perbandingan perlarut lipid yang ditambahkan bervariasi dan modifikasi
dalam proses perusakan membran sel yaitu pengocokkan dan perubahan suhu.
Kelebihan ekstraksi lipid metode Bligh dan Dyer telah dilakukan oleh Patmawati
et al (2014) yaitu hasil lipid yang diperoleh sebesar 20,45 % b/b dan hasil lipid
dengan metode soxhlet (n-heksana) sebesar 0,06 % b/b. Hasil tersebut
menunjukkan bahwa dengan metode ekstraksi Bligh dan Dyer dihasilkan
kandungan lipid yang lebih tinggi dibandingkan metode soxhlet dengan n-heksana.
Penelitian lain telah dilakukan Sheng et al (2011) yaitu hasil ekstraksi lipid metode
Bligh and Dyer menghasilkan lipid 4,22 ± 0,00 % b/b dan metode Floch yaitu 4,20
± 0,01 % b/b.
Ekstraksi lipid pada penelitian ini dilakukan modifikasi untuk meningkatkan
kandungan lipid yang diperoleh. Berdasarkan penelitian Irhamni et al (2014) bahwa
hasil ekstraksi lipid dari biomassa basah mikroalga hijau jenis Chlorella vulgaris
4
menggunakan metode Bligh and Dyer yang dimodifikasi sebesar 1,37 % b/b dan
metode Bligh & Dyer (1959) yaitu sebesar 0,71 % b/b. Hasil yang diperoleh bahwa
dengan melakukan modifikasi metode Bligh dan Dyer diperoleh peningkatan
kandungan lipid dari 0,71 % b/b menjadi 1,37 % b/b.
Berdasarkan uraian diatas, penelitian ini penting dilakukan untuk
meningkatkan kandungan lipid pada mikroalga yang memiliki manfaat serta
melihat komposisi asam lemak pada mikroalga BLT0404 dan BLT0502 tipe liar
dan mutan melalui tahapan kultivasi dengan media F/2 Guillard, pemanenan
dengan pengendapan menggunakan NaOH, ekstraksi dan analisis lipid
menggunakan metode Bligh dan Dyer yang dimodifikasi, serta karakterisasi profil
fatty acid metil ester (FAME) menggunakan GCMS.
1.2 Rumusan Masalah
Rumusan masalah dalam penelitian ini yaitu :
1. Apakah mutasi mikroalga BLT0404 dan BLT0502 menghasilkan lipid lebih
tinggi dibandingkan tipe liar?
2. Apakah mutasi mikroalga BLT0404 dan BLT0502 memepengaruhi komposisi
asam lemak?
1.3 Hipotesis
1. Kandungan lipid mikroalga yang dimutasi lebih tinggi dibandingkan dengan
tipe liar.
2. Komposisi asam lemak pada mikroalga yang dimutasi memiliki perbedaan
dengan mikroalga tipe liar
5
1.4 Tujuan Penelitian
Berdasarkan rumusan masalah yang diuraikan, tujuan penelitian ini adalah :
1. Menentukkan kandungan lipid mikroalga BLT0404 dan BLT0502 tipe liar dan
mutan
2. Menentukkan komposisi asam lemak mikroalga BLT0404 dan BLT0502 tipe
liar dan mutan
1.5 Manfaat Penelitian
Penelitian ini diharapkan dapat memberikan informasi mengenai kandungan
lipid dan komposisi asam lemak mikroalga BLT0404 dan BLT0502 tipe liar dan
mutan, sehingga dapat dimanfaatkan untuk keperluan lain di bidang industri.
6
BAB II
TINJAUAN PUSTAKA
2.1 Mikroalga
Mikroalga adalah organisme mikroskopik bersel tunggal dan dapat
ditemukan di air tawar dan lingkungan laut. Mikroalga terdapat lebih dari 300.000
jenis mikroalga (Scott, et al., 2010). Mikroalga merupakan mikroorganisme
fotosintestik yang memiliki kemampuan memproduksi biomassa mengunakan sinar
matahari, air dan karbon dioksida (Demirbas, 2010). Komponen utama mikroalga
yaitu karbohidrat, protein dan lipid (Hadiyanto & Azim, 2012). Tabel 1 merupakan
komponen utama berbagai jenis mikroalga.
Tabel 1. Komposisi kimia beberapa mikroalga
Jenis Mikroalga Protein
(%)
Karbohidrat
(%)
Lipid
(%)
Asam nukleat
(%)
Scendesmus obliquus 50-56 10-17 12-14 3-6
Scendesmus quadricauda 47 - 1.9 -
Scendesmus dimorphus 8-18 21-52 16-40 -
Chlamydomonas rheinhardii 48 17 21 -
Chlorella vulgaris 51-58 12-17 14-22 4-5
Chlorella pyrenoidosa 57 26 2 -
Spirogyn sp 6-20 33-64 11-21 -
Dunaliella bioculata 49 4 8 -
Dunaliella salina 57 32 6 -
Euglena gracilis 39-61 14-18 14-20 -
Prymnesium parvum 28-45 25-33 22-39 1-2
Tetrasilmis maculata 52 15 3 -
Porphyridium cruentum 28-39 40-57 9-14 -
Spirulina plantesis 46-43 8-14 4-9 2-5
Spirulina maxima 60-71 13-16 6-7 3-4,5
Synechoccus sp 63 15 11 5
Anabaena cylindrica 43-56 25-30 4-7 -
Sumber : (Becker, E.W.,1994)
7
Tabel 1 diatas menunjukkan jenis mikroalga yang berbeda memiliki
komposisi yang berbeda-beda terutama lipid. Lipid yang terdapat mikroalga
berkisar 1 – 40 % dalam keadaan optimum (Becker, E.W., 1994). Kandungan lipid
berbeda pada setiap jenis mikroalga dan kondisi pertumbuhan dapat mempengaruhi
kandungan lipid. Kondisi pertumbuhan mikroalga yang tidak menguntungkan
(stres) menyebabkan kandungan lipid mikroalga meningkat 20 – 50 % (Hu, et al.,
2008).
Lipid pada mikroalga dikelompokkan menjadi dua kategori yaitu lipid
penyimpanan (lipid netral) dan lipid struktural (lipid polar). Lipid struktural pada
umumnya memiliki kadar asam lemak tak jenuh ganda yang tinggi. Lipid
penyimpanan terutama dalam bentuk triasilgliserol (TAG) yang dominan tersusun
atas asam lemak jenuh dan beberapa asam lemak tak jenuh yang keduanya dapat
ditransesterifikasi menghasilkan metil ester. (Sharma, et al., 2012).
2.1.1 Faktor Pertumbuhan Mikroalga
Pertumbuhan mikroalga dipengaruhi oleh intensitas cahaya, temperatur,
nutrisi, oksigen, karbon dioksida, salinitas, pH dan pengadukkan. Berikut
merupakan faktor-faktor yang mempengaruhi laju pertumbuhan mikroalga :
a. Intensitas Cahaya
Intensitas cahaya diperlukan dalam proses fotosintesis karena berhubungan
dengan energi yang diterima mikroalga untuk fotosintesis. Intensitas cahaya yang
diberikan pada mikroalga mempengaruhi pertumbuhan mikroalga (Becker, 1994).
Menurut Cohen (1999) cahaya merupakan faktor penting dalam pertumbuhan
mikroalga karena pertumbuhan mikroalga dipengaruhi oleh tinggi rendahnya
intensitas cahaya. Penelitian (Prakash & Sharma, 2015) efek intensitas cahaya
8
sebesar 2100, 2700 dan 3300 lux terhadap mikroalga Chlorella sp mempengaruhi
pertumbuhan mikroalga yaitu pertumbuhan maksimum diperoleh pada intensitas
cahaya 2700 lux sebesar 1,0500 g/L.
b. Suhu
Mikroalga dapat tumbuh pada berkisar suhu 15 sampai 40 ºC. Suhu mikroalga
> 40 ºC menyebabkan perumbuhan mikroalga melambat bahkan tidak akan tumbuh
(Mata, et al., 2010). Suhu ideal untuk pertumbuhan mikroalga yaitu 20 sampai 30
ºC (Chisti, 2008).
b. Nutrisi
Nutrisi yang dibutuhkan terdiri dari makronutrisi (karbon, nitrogen, hidrogen,
sulfur, kalium, magnesium dan fosfor), mikronutrisi (zat besi, boron, mangan,
vanadium, silikon, selenium, tembaga, nikel dan molibdenum) dan vitamin
(Sharma, et al., 2012). Nutrisi yang dibutuhkan mikroalga harus cukup selama
pertumbuhan, apabila terjadi keterbatasan nutrisi maka terjadi pergeseran jalur
metabolisme mikroalga. Kekurangan nitrogen dan posfor dapat menggeser
metabolisme sintesis lipid membrane menjadi lipid netral (Hu, et al., 2008)
c. Oksigen
Kultivasi mikrolga di dalam bioreaktor harus memperhatikan kebutuhan
oksigen, karena akumulasi oksigen memiliki efek terhadap penghambatan
pertumbuhan mikroalga (Lannan & Lannan, 2011). Mekanisme yang bertanggung
jawab terhadap efek oksigen yang dapat merusak pertumbuhan mikroalga adalah
efek kompetitif O2 pada fotorespirasi dan potoinhibisi/penghambatan yang
menyebabkan kerusak sel dari fotosistem II oleh adanya oksigen reaktif (ROS)
(Ohnishi, et al., 2005)
9
d. Karbon Dioksida
Karbon dioksida (CO2) dapat larut dalam media pertumbuhan mikroalga dan
digunakan oleh mikroalga untuk melakukan fotosintesis (Lannan & Lannan, 2011).
Suplai CO2 digunakan pada fotosintesis alga karena CO2 adalah sumber utama
untuk karboksilasi RuBP (Ying, et al., 2014). Penelitian (Kong, et al.,2010)
mengenai efek karbon dioksida dan gas campuran udara yaitu CO2 100 %, CO2 66
% dan udara 34 %, CO2 33 % dan udara 67 % serta CO2 100 % menunjukkan bahwa
dengan penambahan CO2 33 % dan udara 67 % menghasilkan pertumbuhan yang
lebih banyak pada Chlamydomonas reinhardtii yaitu 2.0 g/L/hari dan penambahan
CO2 yang terlalu tinggi (CO2 100 %) akan menghambat pertumbuhan mikroalga
dan menurunkan pH karena penambahan CO2 100 % pada Chlamydomonas
reinhardtii menghasilkan kerapatan sel sebesar 1,3 g/L/hari.
e. Salinitas
Salinitas dapat mempengaruhi pertumbuhan dan komposisi sel mikroalga.
Nilai salinitas dipengaruhi oleh jenis mikroalga dan kondisi pertumbuhan
mikroalga (Mata, et al., 2010). Perubahan salinitas pada mikroalga dilakukan
dengan tiga cara stres osmotik, ion garam dan perubahan rasio ion seluler akibat
permeabilitas selektif membran (Moheimani, 2005). Penelitian yang dilakukan
(Sukmawan, et al., 2014) bahwa salinitas optimum pada Nannochloropsis
sp. sebesar 30,96 ‰ dan menghasilkan pertumbuhan optimal sebesar 0,41 g/L.
f. pH
Nilai pH disesuaikan dengan media pertumbuhan mikroalga. Nilai pH yang
sesuai untuk mikroalga umumnya 6 – 8 (Feng, et al., 2011). Nilai pH pada
mikroalga memiliki hubungan dengan kadar CO2. Penurunan pH pada media kultur
10
alga disebabkan oleh reaksi karbon dioksida dengan air menghasilkan asam
karbonat HCO3− yang selanjutnya mengalami disosiasi asam karbonat menghasilkan
ion hidrogen (H+), ion hidrogen ini yang menyebabkan pH menjadi turun. Popoluasi
mikroalga meningkat, maka penyerapan karbon dioksida semakin besar selama
fotosintesis sehingga pH cenderung naik (Khairuddin & Sahabuddin, 2013).
g. Pengadukan
Proses ini bertujuan mencegah terjadinya pengendapan biomassa,
menghomogenkankan nutrisi dalam media dan meningkatkan difusitas gas CO2
(Mata, et al., 2010).
2.1.2 Fase Pertumbuhan Mikroalga
Fase pertumbuhan mikroalga digambarkan dalam bentuk grafik di bawah ini
mulai dari fase awal hingga fase kematian. Kurva pertumbuhan mikroalga terlihat
pada Gambar 1.
.
Gambar 1 menurut Forget et al (2010) terdapat empat fase pertumbuhan
mikroalga terdiri dari fase lag, eksponensial, stasioner dan kematian. Berikut ini
fase pertumbuhan yang dialami mikroalga :
Gambar 1. Kurva pertumbuhan mikroalga (Forget, et al., 2010)
Lag phase
Exponential phase
Stasionary phase Death phase
11
a. Fase lag
Fase ini merupakan fase adaptasi mikroalga dalam media baru. Mikroalga
lebih sensitif terhadap nutrisi serta perubahan lingkungan sekitar. Pada fase lag ini
tidak terjadi pertumbuhan mikroalga. Jika mikroalga tidak dapat beradaptasi, maka
mengalami penurunan jumlah sel bahkan kematian.
b. Fase eksponensial
Mikroorganisme mengalami pertumbuhan yang cepat, sel membelah,
aktivitas metabolik serta keadaan pertumbuhan seimbang dengan asupan makanan
(Istirokhatun & Aulia, 2017). Mikroalga pada fase skponensial ini terjadi
peningkatan serapan CO2 dan laju pembentukan biomassa lebih tinggi (Prayitno,
2016).
c. Fase Stasioner
Fase ini ditandai dengan laju pertumbuhan sel seimbang dengan laju kematian
sel (Prayitno, 2016). Fase ini ditandai pula dengan jumlah sel minimal dan
kepadatan sel mulai megalami kemunduran terus-menerus hingga masuk fase
kematian (Chalid, et al., 2010). Fase stasioner ini adalah fase dimana mikroalga
mulai stres dan menyebabkan kandungan lipid meningkat. Menurut Kawaroe et al
(2010) fase stasioner yang terbaik untuk menentukan waktu panen adalah pada
menjelang akhir fase stasioner karena pada fase ini mikroalga berada dalam kondisi
yang paling optimal, sehingga kandungan nutrisi dalam selnya tinggi.
d. Fase Kematian
Fase ini menunjukan jumlah sel yang mati lebih banyak dari jumlah sel yang
hidup, kebutuhan nutrisi berkurang bahkan habis, cadangan makanan dalam tubuh
12
sel berkurang serta semakin banyak racun yang dihasilkan (Dianursanti, et al.,
2014).
2.2 Kultivasi Mikroalga
Kultivasi mikroalga disebut juga dengan pembudidayaan mikroalga atau
kulturisasi. Kultivasi mikroalga bertujuan untuk meningkatkan atau memperbanyak
jumlah sel mikroalga. Mikroalga menggunakan cahaya sebagai sumber energi dan
CO2 sebagai sumber karbon (Ariyanti, et al., 2015). Sistem kultivasi terbagi dua
yaitu sistem terbuka dan sistem tertutup.
a b
Gambar 2 diatas menunjukkan sistem kultivasi mikroalga, dimana Gambar
2a merupakan sistem kultivasi terbuka dan Gamabr 2b menunjukkan sistem
kultivasi tertutup dengan menggunakan bioreaktor. Cara pemilihan sistem kultivasi
diantaranya memperhatikan intensitas sumber cahaya, kebutuhan CO2, mudah
dioperasikan, tingkat kontaminasi rendah, kebutuhan nutrisi mencukupi dan mudah
mengatur suhu pertumbuhan (Wolf, et al., 2016). Sistem terbuka lebih rentan
terhadap kontaminasi dan sistem tertutup memiliki ketahanan terhadap kontaminasi
lingkungan luar, namun parameter pengukursn seperti pH, suhu, karbon dioksida
dapat dengan mudah dikontrol. Sistem tertutup ini menyebabkan akumulasi oksigen
Gambar 2. Sistem Kultivasi a.kultivasi terbuka dan b. kultivasi tertutup (Ugwu, et al, 2008)
13
kurang maksimal dan dapat merugikan pertumbuhan mikroalga (Lannan & Lannan,
2011). Tahapan budidaya mikroalga ada tiga yaitu skala laboratorium/pembibitan,
skala semi outdoor dan skala outdoor (Kabinawa, 2006; Sari dan Manan, 2012).
2.2.1 Skala Laboratorium
Kultivasi skala laboratorium merupakan proses mempersiapkan kultur untuk
digunakan pada skala semi outdoor dan skala outdoor (Kabinawa, 2006).
2.2.2 Skala Semi Outdoor
Kultivasi semi outdoor dilakukan untuk mempersiapkan mikroalga ke tahap
outdoor. Skala semi outdoor menggunakan bioreaktor sederhana. Pencahayaan
yang digunakan yaitu cahaya matahari namun tidak secara langsung menembus
mikroalga (Sari dan Manan, 2012).
2.2.3 Skala Outdoor
Kultivasi outdoor dilakukan dengan menggunakan sistem terbuka dan sistem
tertutup dan menggunakan matahari sebagai sumber energi (Sari dan Manan, 2012).
2.3 Pemanenan Mikroalga
Pemanenan merupakan cara untuk memisahkan biomassa mikroalga dari
media pertumbuhannya (Loerke, et al., 2017). Pemanenan mikroalga dilakukan
mencapai fase stasioner. Fase stasioner ini dipilih untuk mencegah mikroalga
mengalami penurunan jumlah sel (Rafaelina, et al., 2016). Metode pemanenan yang
digunakan salah satunya dengan cara kimiawi yaitu flokulasi. Flokulasi sering
digunakan sebagai pre treatment awal untuk menaikkan ukuran partikel.
Flokulasi adalah proses pembentukkan gumpalan atau disebabkan oleh
perubahan pH atau penambahan larutan elektrolit sebagai flokulan. Proses
flokulasi terjadi pada saat zat terlarut saling bertumbukan dan menempel satu sama
14
lain sehingga flokulasi membuat mikroalga menggumpal dan mudah dipanen
(Ariyanti dan Handayani. 2015).
2.4 Ekstraksi Lipid Mikroalga
Minyak dan lemak merupakan komponen utama yang terkandung dalam
mikroalga selain protein, karbohidat dan air. Minyak dan lemak adalah kelompok
lipid yang tidak larut dalam pelarut polar tetapi larut dalam pelarut non polar seperti
eter, kloroform dan hidrokarbon. Ekstraksi lipid ini dilakukan berdasarkan prinsip
like dissolved like. Prinsip ekstraksi didasarkan kesaaamaan polaritas antara zat
terlarut dengan pelarut, sehingga zat yang polar akan larut dalam pelarut polar dan
zat non polar akan larut dengan pelarut non polar (Halim, et al., 2011).
Lipid mikroalga dapat diekstraksi dengan cara mekanik, kimia maupun
biologi (Purwanti, 2015). Berikut merupakan cara ekstraksi lipid dari mikroalga
(Gambar 3).
Gambar 3. Jenis metode ektraksi lipid (Ugwu, et al., 2008)
Biomassa
alga
Mekanik
Kimia
Biologi
Press
Microwave
Ultra sound
Bead milling
Electroporation
Liquid nitrogen
Bligh and Dyer
Sokhlet
Supercritical fluids
Cell miking
Enzymatics dan Genetics modification
15
Gambar 3 menunjukkan macam-macam metode ekstraksi lipid mikroalga.
Metode ekstraksi lipid yang digunakan salah satunya adalah metode Bligh dan
Dyer. Metode Bligh dan Dyer pertama kali digunakan untuk ekstraksi lipid pada
jaringan ikan menggunakan pelarut kloroform, metanol dan air. Perbandingan
pelarut ekstraksi yang digunakan antara klorofrom, methanol dan air adalah (1 : 2 :
0.8). Perbandingan pelarut tersebut digunakan karena menghasilkan kandungan
lipid tinggi pada jaringan ikan dan diperoleh hasil kandungan lipid sebesar 94 %
(Bligh & Dyer, 1959)
2.5 Ekstraksi Bligh dan Dyer Modifikasi
Metode ekstraksi lipid pertama kali yaitu metode Bligh dan Dyer. Metode
Bligh dan Dyer yang digunakan pada jaringan ikan. Metode tersebut mengalami
modifikasi sesuai dengan sampel yang digunakan. Sampel seperti mikroalga
memerlukan modifikasi metode ekstraksi lipid karena memiliki dinding sel yang
cukup sulit dipecah, sehingga untuk mengektraksi lipid didalam sel mikroalga
menggunakan metode modifikasi Bligh dan Dyer. Modifikasi ekstraksi lipid
mikroalga bertujuan untuk memperoleh kandungan lipid yang tinggi. Ekstraksi
lipid dilakukan dengan modifikasi Bligh dan Dyer yaitu dengan modifikasi
perbandingan perlarut lipid yang ditambahkan bervariasi dan modifikasi dalam
proses perusakan membran sel yaitu pengocokkan dan perubahan suhu (Irhamni, et
al., 2014). Modifikasi Bligh dan Dyer pada penelitian ini yaitu modifikasi
perbandungan pelarut kloroform, metanol dan air (1 : 1 : 1) dan proses pemecahan
sel dengan dengan pengocokkan pada alat pengocok selama proses ekstraksi dan
kejutan suhu dengan cara menyimpan sampel pada suhu 4 °C selama 24 jam dan
16
memindahkannya pada suhu yang lebih tinggi yaitu 29 oC. Penambahan air
bertujuan untuk mengekstraksi senyawa polar dan mengikat metanol.
Modifikasi ekstraksi lipid Bligh dan Dyer memiliki kelebihan yaitu hasil
kandungan lipid yang diperoleh lebih tinggi dibandingkan metode lain.
Berdasarkan penelitian penelitian Irhamni et al (2014) bahwa hasil ekstraksi lipid
dari biomassa basah mikroalga hijau jenis Chlorella vulgaris menggunakan metode
Bligh and Dyer yang dimodifikasi sebesar 1.37 % b/b dan metode Bligh & Dyer
(1959) yaitu sebesar 0.71 % b/b. Hasil yang diperoleh bahwa dengan melakukan
modifikasi metode Bligh dan Dyer diperoleh peningkatan kandungan lipid dari 0.71
% b/b menjadi 1.37 % b/b.
2.6 Komposisi Asam Lemak
Asam lemak merupakan asam organik berantai panjang yang mempunyai
gugus karboksil (COOH) dan dan gugus metil (CH3). Komposisi asam lemak yang
terdapat pada mikroalga adalah asam lemak jenuh/saturated fatty acid (SFA), asam
lemak tak jenuh tunggal/monounsaturated fatty acid (MUFA) dan asam lemak tak
jenuh ganda/polyunsaturated fatty acid (PUFA). Asam lemak jenuh adalah asam
lemak yang hanya memiliki ikatan tunggal pada rantai hidrokarbonnya. Asam
lemak tak jenuh tunggal adalah asam lemak yang memiliki satu ikatan rangkap pada
rantai hidrokarbonnya. Asam lemak yang mengandung dua atau lebih ikatan
rangkap disebut asam lemak tak jenuh jamak (PUFA) (Jacoeb, et al., 2014)
Setiap mikroalga memiliki komposisi asam lemak yang berbeda-beda
Mikroalga Bacillariophyceae didominasi oleh asam palmitat C16:0 (38.87 – 47.68
%), asam palmitoleat C16:1 (0.5 – 18.61 %), C18:2 asam linoleat (1.34 - 9.65 %)
dan asam linolenat C18:3 (0.02 – 25.31 %). Komposisi asam lemak Cyanophyceae
17
adalah asam palmitat C16:0 (47.33 – 66.05 %), asam stearat C18:0 (9.78 – 14.16
%), asam palmitoleat C16:1 (4.14 – 12.19 %) dan asam oleat C18:1 (5.31 – 24.85
%) (Hartati, et al., 2013).
Komposisi asam lemak pada mikroalga salah satunya dapat digunakan
sebagai biodiesel (Kaur. et al., 2012). Kandungan asam lemak dalam mikroalga
yang paling umum adalah asam palmitat (C16:0), asam stearat (C16:0), asam oleat
(C18:1), asam linoleat (C18:2) dan asam linolenat (C18:3). Asam lemak yang
terkandung di dalam mikroalga memiliki pengaruh terhadap suatu bahan bakar
(Islam, et al., 2013).
18
BAB III
METODE PENELITIAN
3.1 Waktu dan Tempat Penelitian
Penelitian ini dilakukan pada bulan Oktober 2017 hingga bulan Januari 2018.
Penelitian ini meliputi proses preparasi, kultivasi, ekstraksi lipid dan analisis profil
asam lemak. Proses preparasi, kultivasi dan ekstraksi sampai analisis dilakukan di
Laboratorium Bioenergi dan Bioproses (LBB), Pusat Penelitian Bioteknologi,
Lembaga Ilmu Pengetahuan Indonesia sedangkan analisis profil asam lemak
menggunakan GCMS dilakukan di Pusat Laboratorium Terpadu Universitas Islam
Negeri Syarif Hidayatullah Jakarta.
3.2 Alat dan Bahan
3.2.1 Alat
Peralatan yang digunakan meliputi galon 5 L, batu aerasi (water stone),
peralatan gelas, spektrofotometer UV-VIS Shimadzu Pharmaspec 1700, kertas pH
indikator, salinometer ATAGO ATC-S/Mill-E, luxmeter Fisher Sci Light Meter,
tabung sentrifugasi Falcon 50 mL, sentrifuge HITACHI CR 2IGIII, pengocok,
magnetic stirrer, oven, timbangan analitik, cawan petri, peralatan gelas, refluks,
laminar air flow, rotary evaporator dan GCMS Shimadzu QP 2010.
3.2.2 Bahan
Bahan yang digunakan meliputi mikroalga berasal dari pantai di Bangka
Belitung dengan kode BLT0404 dan BLT0502, mikroalga BLT0404 dan BLT0502
yang telah dimutasi oleh Laboratorium Bioenergi dan Bioproses, Lipi dengan
lampu UV 30 watt selama 90 menit, media f/2 (media yang telah dikurangai
komposisinya ½ dari jumlah semula pada media f2 Guillard, 1975), air laut,
19
metanol, kloroform, akuades, natrium hidroksida, boron triflorida dalam metanol,
natrium klorida jenuh dan n-heksana dan f/2 metal Komposisi media f/2 adalah
natrium nitrat, natrium diposfat dihidrat, vitamin B12, biotin, tiamin HCl, natrium
metasilikat nonahidrat, dan air laut (lampiran 1). Komposisi f/2 metals yaitu
natrium etilen diamin tetra asetat dihidrat, besi (III) klorida heksahidrat, kobalt (II)
sulfat heptahidrat, mangan (II) klorida tetrahidrat, seng (II) sulfat heptahidrat,
tembaga (II) sulfat pentahidrat (dan natrium molibdat dihidrat.
3.3 Prosedur Penelitian
3.3.1 Diagram Alir
BLT0502 tipe
liar dan mutan
BLT0404 tipe
liar dan mutan
Kultivasi dengan media
f/2 dan pengukuran suhu,
slainitas, pH dan cahaya
Pemanenan
Ekstraksi Lipid Bligh
and Dyer modifikasi
Gambar 4. Diagram alir penelitian
Kultur
mikraalga
Biomassa
mikraolga
Ekstrak lipid
Transesterifikasi
Fatty acid
metil ester Gliserol Karakterisasi asam
lemak (GCMS)
20
3.3.2 Kultivasi (Lannan & Lannan, 2011)
3.3.2.1. Kultivasi bibit
Mikroalga BLT0404 tipe liar dan mutan dikultivasi pada media f/2 dalam air
laut, isolat BLT0502 tipe liar dan mutan dikultivasi pada media f/2 dalam akuades
dan masing-masing dalam botol kultur 1 L. Kultur diaerasi sampai dengan
kekeruhan sel mikroalga mencapai absrobansi 1 yang disebut fase eksponensial.
3.3.2.2. Kultivasi Skala Lapang (Outdoor)
Kultivasi mikroalga skala lapang menggunakan galon 5 L. Prekultur
sebanyak 500 mL ditambahkan ke dalam 4500 mL media kultur f/2 dalam air laut
untuk BLT0404 tipe liar dan mutan dan 4500 mL media kultur f/2 dalam air tawar
untuk BLT0502 tipe liar dan mutan. Kultur diaerasi menggunakan aerator. Energi
yang digunakan untuk fotosintesis berasal dari energi matahari. Pengamatan
dilakukan setiap hari mulai hari ke 0 (awal kultivasi) hingga kultur mencapai fase
stasioner. Mikroalga selama kultivasi dilakukan pengamatan yang dilakukan
meliputi kekeruhan sel, pH, salinitas, suhu dan intensitas cahaya.
a. Pengukuran Kerapatan Sel
Pengukuran kerapatan sel dilakukan dari hari ke 0 hingga hari ke 13 dan
dilakukan pada pagi hari pukul 09.00. Pengukuran kerapatan sel yaitu dengan cara
mengambil 1 mL dari setiap kultur dan diukur menggunakan spektrofotometer UV-
VIS pada panjang gelombang 680 nm. Hasil kerapatan sel dibuat dalam bentuk
grafik kurva pertumbuhan dengan memplotkan data kerapatan sel pada sumbu y
dan waktu kultivasi pada sumbu x.
21
b. Pengukuran pH
Pengukuran pH dilakukan dari hari ke 0 hingga hari ke 13 dan dilakukan pada
pagi hari pukul 09.00. Pengukuran pH yaitu dengan cara memasukkan kertas
indikator pH ke dalam kultur mikroalga BLT0404 dan BLT0502 tipe liar dan mutan
selama 3 detik. Perubahan warna pada kertas indikator pH dicocokan dengan
parameter pH yang terdapat pada kotak kertas indikator pH, sehingga diketahui
besarya pH setiap sampel.
c. Pengukuran Salinitas
Pengukuran salinitas dilakukan hari ke 0 hingga hari ke 13 dan dilakukan
pada pagi hari pukul 09.00. Pengukuran salinitas pada kultur mikroalga BLT0404
dan BLT0502 tipe liar dan mutan dengan cara meneteskan pada permukaan alat
salinometer sebanyak 1 tetes. Salinometer terlebih dahulu dibersihkan permukaan
tempat sampel dengan menggunakan alkohol dan tisu. Sampel yang telah diteteskan
dibaca salinitasnya pada salinometer dan dicatat hasilnya (Lampiran 15).
d. Pengukuran Intensitas Cahaya
Pengukuran inensitas cahaya dilakukan dari hari ke 0 hingga hari ke 13 dan
dilakukan pada pagi hari pukul 09.00. Pengukuran intensitas cahaya ini
menggunakan luxmeter. Cara kerja alat tersebut yaitu sensor cahaya diposisikan
tepat di daerah yang akan diukur intensitas cahayanya, kemudian dilihat hasil
pengukuran pada layar alat luxmeter dan dicatat (Lampiran 14).
e. Pengukuran Suhu
Pengukuran suhu dilakukan dari hari ke 0 hingga hari ke 13 dan dilakukan pada
pagi hari pukul 09.00. Pengukuran suhu ini menggunakan termometer yang
22
dimasukkan ke dalam kultur BLT0404 dan BLT0502 tipe liar dan mutan untuk
mengetahui suhu kultur.
3.3.4 Ekstraksi Lipid (Modifikasi Bligh and Dyer, 1959)
Ekstraksi lipid dilakukan pada fase pertumbuhan mikroalga yaitu fase lag,
fase eksponensial dan fase stasioner. Fase tersebut dilihat berdasarkan pengukuran
kerapatan sel dan dilihat dari grafik pertumbuhan mikroalga dari hari ke 0 hingga
hari ke 13. Kultur BLT0404 dan BLT0502 tipe liar dan mutan masing-masing
sebanyak 40 mL dimasukkan ke dalam tabung sentrifugasi yang sudah ditimbang
bobot kosongnya dan disentrifugasi dengan kecepatan 6000 rpm selama 10 menit.
Sampel akan terpisah menjadi 2 bagian yaitu supernatan dan pelet. Supernatan
dibuang, sedangkan pelet ditambahkan 4 mL metanol, 4 mL kloroform. Setiap
penambahan pelarut ekstraksi dilakukan pengocokkan pada suhu 29 ºC selama 1
jam. Terakhir ditambahkan akuades 4 mL dan dikocok selama 15 menit.
Sampel disentrifugasi pada kecepatan 2000 rpm selama 5 menit dan
didiamkan hingga terpisah sempurna menjadi tiga lapisan. Lapisan atas berupa
metanol dan akuades, lapisan tengah berupa biomassa dan lapisan bawah berupa
lipid dan kloroform. Lapisan atas dibuang, lapisan bawah dipindahkan ke cawan
petri yang telah ditimbang bobot kosongnya dan lapisan tengah dioven pada suhu
60 oC dan ditimbang bobotnya. Lapisan bawah diuap anginkan hingga bau
kloroform hilang ditandai sampel sudah tidak berbau kloroform dan sudah kering.
Bobot lipid dicatat. Kandungan lipid dihitung dengan rumus sebagai berikut :
Kadar Lipid (%) = Bobot lipid X 100 %
Bobot Biomassa + bobot lipid
23
3.3.6 Pemanenan Mikroalga (Amini, 2005)
Kultur yang telah mencapai fase stasioner diendapkan menggunakan NaOH
sebanyak 1,255 g dalam 500 mL akuades yang dimasukkan dalam kultur. Kultur
tersebut dan diaduk hingga homogen dan didiamkan (tanpa aerasi) selama 4 jam
hingga biomassa mengendap. Media dibuang dan biomassa di lapisan bawah
disentrifugasi pada kecepatan 6000 rpm selama 10 menit. Biomassa diekstraksi
lipid untuk selanjutnya dilakukan transesterifikasi.
3.3.7 Karakterisasi Profil Fatty Acid Methyl Ester (FAME) (Moigradean, et
al, 2013)
Lipid hasil ekstraksi sebanyak 0,1 g dimasukan ke dalam labu ekstraksi dan
ditambahkan 4 mL NaOH 2 % dalam metanol, kemudian direfluks pada suhu 80 ºC
selama 20 menit. Sampel ditambahkan BF3 dalam metanol sebanyak 4 mL dan
direfluks kembali pada suhu 80 ºC selama 20 menit. Sampel ditambahkan 4 mL
NaCl jenuh dan dihomogenkan, kemudian ditambahkan 4 mL n-heksana dan
dihomogenkan kembali selama 10 menit lalu direfluks kembali pada suhu 80 ºC
selama 20 menit. Sampel dimasukkan ke dalam corong pisah dan didiamkan hingga
terbentuk dua lapisan yaitu lapisan gliserol di bagian bawah dan biodiesel di bagian
atas. Biodiesel dipisahkan dari gliserol untuk dilakukan analisis profil asam lemak
menggunakan GCMS.
Senyawa fatty acid methyl ester (FAME) yang dihasilkan dikarakterisasi
dengan menggunakan GCMS Shimadzu QP 2010. Berikut adalah parameter
instrument GCMS yang digunakan.
24
Tabel 2. Sistem operasi instrumen GCMS
GC Condition
Coloumn
Column Oven
Temperature
Column Flow
C18 DB5-MS Agilent
60 ºC
1.00 mL/min
Injection Temperature
Injection Mode
Presure
230 ºC
Split
57.4 kPa
Carrier gas
Total Flow
Helium
104.0 mL/min
Oven temperature
program 10 ºC/min to 230 ºC.
MS Condition
Ion Source Temp.
Interface Temperature
250 ºC
270 ºC
Scan Speed 1111
25
BAB IV
HASIL DAN PEMBAHASAN
4.1 Parameter Pertumbuhan Mikroalga
Mikroalga selama pertumbuhan dipengaruhi oleh faktor pertumbuhan
mikroalga. Penelitian ini mengamati faktor pertumbuhan mikroalga seperti suhu,
pH, intensitas cahaya dan salinitas. Pengukuran parameter lingkungan dilakukan
pada hari ke 0 hingga hari ke 13 pada jam 09.00 WIB. Menurut Ho et al (2014)
suhu adalah faktor penting bagi pertumbuhan mikroalga dan fisiologi mikroalga.
Pertumbuhan sel mikroalga akan terus bertambah secara eksponensial jika berada
pada rentang suhu optimum atau ideal dan akan menurun pertumbuhannya setelah
melewati suhu optimal pertumbuhan (Ho, et al., 2014).
Tabel 3 dibawah ini menunjukkan hasil pengamatan suhu, pH, intensitas
cahaya dan salinitas dari mikroalgan BLT0404 dan BLT0502 tipe liar dan mutan.
Tabel 3. Pengukuran parameter lingkungan pertumbuhan
W = Wildtype/tipe liar
M = Mutan
Faktor pertumbuhan pertama berdasarkan Tabel 4 adalah pengukuran suhu
pada BLT0404 dan BLT0502 tipe liar dan mutan di lapang (outdoor). Hasil
pengukuran suhu yang diperoleh bahwa mikroalga BLT0404 dan BLT0502 tipe liar
dan mutan selama penelitian adalah 24 - 33 °C. Suhu pada media kultur mikroalga
dipengaruhi oleh keadaan lingkungan (lapang) pada saat kultivasi. Range suhu yang
Kode Suhu (°C) pH Intensitas Cahaya
(lux)
Salinitas
(0/00)
BLT0404 W 24 – 33 6 – 8 3500 - 88200 35 - 42
BLT0404 M 24 – 33 6 – 8 3500 - 88200 35 - 43
BLT0502 W 24 – 33 5 – 9 3500 - 88200 1 - 5
BLT0502 M 24 – 33 5 – 9 3500 - 88200 2 - 10
26
diperoleh bertujuan untuk mengetahui kemampuan mikroalga dapat tumbuh pada
skala lapang (outdoor). Kisaran suhu pada penelitian ini masih berada pada kisaran
suhu optimal yang dibutuhkan mikroalga untuk pertumbuhan. Suhu optimal setiap
mikroalga berbeda dan terdapat beberapa penelitian mengenai faktor lingkungan
yaitu suhu untuk pertumbuhan mikroalga.
Berdasarkan penelitian Han et al (2013) suhu pertumbuhan optimal Chlorella
pyrenoidosa yaitu 30 °C. Yoshimura et al (2013) menunjukkan bahwa mikroalga
Botryococcus braunii tumbuh stabil pada suhu 15 – 30 °C dan tidak dapat tumbuh
pada suhu 45 °C. Suhu ideal menurut Chisti (2008) untuk pertumbuhan mikroalga
20 - 30 ºC. Mata et al (2010) menjelaskan bahwa suhu pertumbuhan mikroalga
memiliki batas toleransi yaitu kisaran 2 - 4 °C dari suhu pertumbuhan optimal
mikroalga dan apabila melewati batas kisaran suhu toleransi mikroalga akan
mengalami pertumbuhan yang lambat. Berdasarkan uraian diatas bahwa pada
penelitian ini mikrolaga BLT0404 dan BLT0502 tipe liar dan mutan mengalami
pertumbuhan yang optimal karena masih berada pada kisaran suhu pertumbuhan
mikroalga dan toleransi suhu pertumbuhan.
Faktor pertumbuhan kedua berdasarkan Tabel 4 adalah pengukuran pH
kultur. Mikroalga BLT0404 tipe liar dan mutan dapat tumbuh pada kisaran pH 6 -
8 dan mikroalga BLT0502 tipe liar dan mutan dapat tumbuh pada kisaran pH 5 - 9.
Pengukuran pH tersebut menunjukkan bahwa mikroalga BLT0404 dan BLT0502
dapat tumbuh dan bertahan hidup pada pH tersebut. Nilai pH dapat mempengaruhi
kerja enzim, sehingga dapat menghambat proses fotosintesis dan pertumbuhan
mikroalga. Nilai pH yang semakin meningkat disebabkan bertambahnya gugus
hidroksil (OH−) dalam kultur akibat asilmilasi CO2 dan HCO3 − oleh mikroalga.
27
Mikroalga mampu melakukan metabolisme kabon dioksida (CO2), sehingga
dapat meningkatkan pH (Rocha, et al., 2003). Nilai pH pada mikroalga memiliki
hubungan dengan kadar CO2. Penurunan pH pada media kultur alga disebabkan
oleh reaksi karbon dioksida dengan air menghasilkan asam karbonat HCO3− yang
selanjutnya mengalami disosiasi asam karbonat menghasilkan ion hidrogen (H+),
ion hidrogen ini yang menyebabkan pH menjadi turun (Khairuddin & Sahabuddin,
2013). Setiap mikroalga memiliki pH optimal yang berbeda. Penelitian yang
dilakukan oleh Bartley et al (2014) bahwa pH optimum Nannochloropsis salina
adalah pada pH 8 sampai 9 dan pada pH 10 mikroalga ini tidak dapat tumbuh.
Nannochloropsis salina memiliki pertumbuhan yang baik pada pH 7 pada kultivasi
indoor. Menurut Feng et al (2011) bahwa pH yang baik untuk pertumbuhan
mikroalga yaitu 6 - 8. Pengukuran pH pada setiap mikroalga berbeda sesuai dengan
kondisi lingkungan pertumbuhan mikroalga.
Faktor pertumbuhan ketiga berdasarkan Tabel 4 adalah pengukuran intensitas
cahaya. Penelitian ini dilakukan pada skala lapang (outdoor) dengan memanfaatkan
cahaya matahari sebagai sumber energi untuk fotosintesis. Intensitas cahaya kultur
mikroalga BLT0404 dan BLT0502 tipe liar dan mutan selama penelitian adalah
3500 - 88200 lux. Cahaya mempengaruhi secara langsung terhadap pertumbuhan
mikroalga dan merupakan kebutuhan utama mikroalga untuk melakukan proses
fotosintesis karena mikroalga merupakan organisme fototrofik yang menggunakan
cahaya sebagai sumber energi (Bellinger dan Sigee, 2010).
Fotosintesis merupakan pembentukan glukosa dengan memanfaatkan energi
cahaya, karbon dioksida (CO2) dan juga air (H2O). Glukosa yang dihasilkan dari
proses fotosintesis akan digunakan untuk aktivitas pertumbuhan dan perkembangan
28
sel mikroalga (Salisbury dan Ross, 2000). Peningkatan intensitas cahaya pada
mikroalga menyebabkan laju pertumbuhan meningkat, hal ini dikarenakan semakin
banyak jumlah energi cahaya yang diterima mikroalga untuk melakukan
fotosintesis (Hasanudin, 2010).
Faktor pertumbuhan keempat berdasarkan Tabel 4 adalah pengukuran
salinitas. Salintas memiliki pengaruh terhadap tekanan osmotik tubuh, kemampuan
adaptasi mikroalga dan menghambat proses pertumbuhan sel serta kepadatan sel
(Rudiyanti, 2011; Sukmawan, et al., 2014). Salinitas kultur mikroalga BLT0404
tipe liar yaitu 35 – 42 ppt (0/00), BLT0404 mutan 35 – 43 ppt (0/00), BLT0502 tipe
liar 1 -5 ppt (0/00) dan BLT0502 mutan 2 – 10 ppt (0/00).
Penelitian yang dilakukan oleh Adenan et al (2011) menulis bahwa
mikroalga Chaetoceros calcitrans dapat tumbuh pada salinitas 30 ppt (0/00) dan
Chlorella sp dapat tumbuh pada salinitas 25 ppt (0/00). Tekanan osmotik membuat
mikroalga mengalami keseimbangan tekanan osmotik dengan cairan di
lingkunganya yaitu dengan medianya. Keseimbangan tersebut akan membantu
penyerapan unsur hara sebagai nutrisi untuk melakukan fotosintesis sehingga
pertumbuhan alga menjadi optimal (Rudiyanti, 2011).
29
4.2 Efek Mutasi terhadap Kerapatan Sel (Optical Density)
Pengamatan pertumbuhan dilakukan dengan membuat kurva pertumbuhan
sel mikroalga dimulai dari hari ke-0 hingga fase stasioner.
Gambar 5 menunjukkan hasil kerapatan sel BLT0404 tipe liar dan mutan.
Garfik tersebut menunjukkan bahwa mikroalga mengalami fase lag, eksponensial
dan stasioner. Fase lag terjadi dari hari ke 0 hingga ke 1, eksponensial hari ke 2
hingga hari ke 4 dan stasioner terjadi hari ke 5 hingga hari 10 (BLT0404 mutan),
hari ke 13 (BLT0404 tipe liar). Menurut Madigan et al (2003) pada fase lag,
mikroalga mengalami proses adaptasi terhadap lingkungan baru. Mikroalga yang
tidak tahan terhadap lingkungan baru akan cepat mati atau bahkan mengalami
pertumbuhan yang lambat. Berdasarkan Madigan et al (2003) bahwa kurva
pertumbuhan mikroalga BLT0404 tipe liar dan mutan mampu beradaptasi
dilingkungan dan media yang baru dilihat dari pola grafik pertumbuhan pada
Gambar 5. Pengambilan waktu panen dilakukan pada fase akhir stasioner yaitu pada
hari ke-13 (H13) dengan nilai kerapatan sel 0.490 sel/ml.
0.000
0.200
0.400
0.600
0.800
1.000
1.200
0 2 4 6 8 10 12 14
Ker
apat
an S
el
(ab
s)
Waktu kultivasi (Hari)
Gambar 5. Kerapatan sel BLT0404 tipe liar dan mutan
BLT0404 BLT0404
30
Gambar 6 menunjukkan hasil kerapatan sel BLT0404 tipe liar dan mutan.
Garfik tersebut menunjukkan bahwa mikroalga mengalami fase lag, eksponensial
dan stasioner. Fase lag terjadi dari hari ke 0 hingga ke 1, eksponensial hari ke 2
hingga hari ke 4 dan stasioner terjadi hari ke 5 hingga hari ke 9 (BLT0502 mutan)
dan hari ke 13 (BLT0502 tipe liar). Pola grafik kerapatan sel terlihat naik dan turun
serta tidak terlihatnya fase stasioner secara sempurna, hal ini dikarenakan
lingkungan kultivasi mikroalga yaitu pada skala lapang bergantung terhadap
kondisi cuaca. Faktor lingkungan mendukung pertumbuhan mikroalga terutama
cahaya matahari untuk fotosintesis, apabila cuaca sedang tidak mendukung
(mendung/hujan) maka pertumbuhan mikroalga menurun dan bila cuaca terang
pertumbuhan meningkat.
Pertumbuhan mikroalga dipengaruhi oleh faktor eksternal seperi pH, CO2,
intensitas cahaya dan suhu serta dipengaruhi oleh keadaan iklim selama kultivasi
serta pengaruh radiasi lampu UV (Li et al., 2011). Pengaruh sinar ultaviolet (UV)
0.000
0.200
0.400
0.600
0.800
1.000
1.200
1.400
1.600
0 2 4 6 8 10 12
Ker
apat
an S
el
(ab
s)
Waktu kultivasi (Hari)
Gambar 6. Kerapatan sel BLT0502 tipe liar dan mutan
BLT0502 BLT0502M
31
pada mikroalga dapat mengurangi kapasitas penyerapan nutrisi seperti nitrogen,
posfat dan karbon anorganik terlarut yang digunakan mikroalga selama
pertumbuhan (Hessen, et al., 1997). Menurut Wiencke et al (2004) efek dari radiasi
UV dapat mengakibatkan gangguan dan penghambatan pembelahan sel,
pengurangan pertumbuhan serta pengurangan fotosintesis.
4.3 Ekstraksi Lipid Mikroalga
Ekstraksi lipid dilakukan dengan metode Bligh dan Dyer yang dimodiikasi.
Pelarut yang digunakan pada proses ekstraksi lipid yaitu pelarut tunggal atau pelarut
campuran (Cooney, et al., 2009). Penelitian ini menggunakan metode ekstraksi
kimia dan pelarut yang digunakan adalah pelarut campuran yaitu metanol,
kloroform dan air. Modifikasi yang dimaksud adalah modifikasi perbandingan
perlarut lipid yang ditambahkan bervariasi, sehingga dapat diperoleh lipid yang
lebih banyak dan modifikasi dalam proses perusakan membran sel, sehingga lipid
dalam sel dapat diekstraksi. Penambahan metanol bertujuan untuk mengekstraksi
dan melarutkan senyawa polar. Penambahan kloroform bertujuan untuk
mengekstraksi lipid yang ada pada mikroalga. Pemecahan sel merupakan cara
untuk mengekstraksi lipid dari dalam sel. Proses pemecahan sel dilakukan dengan
pengocokkan pada alat pengocok selama proses ekstraksi dan kejutan suhu dengan
cara menyimpan sampel pada suhu 4 °C selama 24 jam dan memindahkannya pada
suhu yang lebih tinggi yaitu 29 oC. Penambahan air bertujuan untuk mengekstraksi
senyawa polar dan mengikat metanol.
32
4.5 Efek Mutasi Mikroalga Terhadap Kandungan Lipid
Analisis kandungan lipid pada mikroalga BLT0404 dan BLT0502 tipe liar
dan mutan dilakukan pada fase lag, eksponensial dan stasioner. Berikut merupakan
hasil analisis kandungan lipid yang dapat dilihat pada Gambar 6
Gambar 7 menunjukkan bahwa kandungan lipid BLT0404 tipe liar dan mutan
mengalami kenaikan pada setiap fasenya. BLT0404 tipe liar dan mutan memiliki
kandungan lipid tertinggi pada fase stasioner. Berdasarkan Gambar 7 tersebut
terlihat bahwa kandungan lipid tertingi yaitu pada mikroalga BLT0404 yang
dimutasi.
Kan
dungan
Lip
id (
%) 13.5 14.5
25.7
18.8
26.4
41.5
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
lag eksponensial stasioner
Fase pertumbuhan
kan
dungan
lip
id (
%)
BLT0404M BLT0404
Gambar 7. Kandungan lpid mikroalaga BLT0404 tipe liar dan mutan
33
Analisis kandungan lipid BLT0502 tipe liar dan mutan dapat dilihat pada
Gambar 8 dibawah ini.
Gambar 8 menunjukkan bahwa kandungan lipid BLT0502 tipe liar dan
mutan mengalami kenaikan pada setiap fasenya. BLT0502 tipe liar dan mutan
memiliki kandungan lipid tertinggi pada fase stasioner. Berdasarkan Gambar 8
tersebut terlihat bahwa kandungan lipid tertingi yaitu pada mikroalga BLT0502
yang dimutasi.
Berdasarkan penelitian Hartati et al (2011) kandungan lipid Nannochloropsis
oculata pada fase stasioner lebih tinggi sebesar 67,7 % dibandingkan dengan pada
fase eksponensial sebesar 35.7 % Hal ini dikarenakan pada fase stasioner mikroalga
mengalami tekanan (stres) akibat kekurangan nutrisi. Pada saat mikroalga
kekurangan nutrisi untuk pertumbuhan, mikroalga akan mempertahankan hidup
dengan cara mengakumulasi lipid yang dikandungnya. Lipid ini merupakan sumber
energi yang disimpan pada saat fotosintesis. Energi yang disimpan mikroalga pada
23.9
29.9 30.328.1
30.8
58.4
0
10
20
30
40
50
60
70
lag eksponensial stasioner
Fase pertumbuhan
Kan
du
ng
anli
pid
(%
)
BLT0502M BLT0502
Gambar 8. Kandungan lipid mikrolaga BLT0502 tipe liar dan mutan
34
saat fotosintesis digunakan untuk pertumbuhan, cadangan makanan dan
mempertahankan diri pada saat terjadi tekanan pada lingkungannya (Khoo et al.,
2011).
Mikroalga mutan memiliki lipid lebih tinggi dibandingkan tipe liar. Hal ini
dikarenakan mikroalga tersebut berada lingkungan yang kurang menguntungkan
(stres), sehingga mikroalga dapat mengubah jalur biosintesis lipid menuju
pembentukkan dan akumulasi lipid netral dalam bentuk triasilgliserol (TAG) dan
mikroalga dapat bertahan dalam keadaan yang kurang menguntungkan. Sintesis
lipid netral dalam bentuk TAG dapat dilakukan pada banyak spesies dalam kondisi
stress dan lipid ini merupakan prekursor yang cocok untuk produksi biodiesel (Hu,
et al., 2008). Peningkatan kandungan lipid dalam mikroalga dapat dilakukan
dengan membuat mikroalga berada dalam keadaan stress. Keadaan stress tersebut
seperti kekurangan nutrisi, temperatur yang tinggi atau rendah, salinitas yang
berbeda, pH, cahaya serta radiasi sinar UV (Sharma, et al., 2012).
Mikroalga dalam keadaan stres (lingkungan yang tidak menguntungkan)
masih dapat bertahan hidup karena mampu mengubah metabolisme lipid secara
efisien sebagai respon terhadap perubahan lingkungan (Guschina dan Harwood,
2006). Mikroalga pada kondisi pertumbuhan yang optimal mensistensis asam
lemak terutama mengarah kepada sintesis lipid membran. Kondisi sebaliknya yaitu
dalam lingkungan yang tidak menguntungkan (stres), banyak mikroalga yang
merubah jalur biosintesis lipid menuju ke pembentukan dan akumulasi lipid netral
dalam bentuk TAG. Peran TAG yaitu sebagai bentuk penyimpanan karbon dan
energi. Peningkatan kandungan lipid total pada mikroalga selama kondisi stress
yaitu meningkatnya kandungan lipid netral teutama TAG. Hal ini disebabkan oleh
35
pergesaran metabolisme lipid dari sintesis lipid membran menjadi lipid netral atau
lipid penyimpanan (Hu, et al., 2008)
Wang et al (2009) menjelaskan mikroalga pada keadaan stress dapat
mengalami pergeseran fluks karbon untuk sintesis pati menjadi biosintesis TAG,
sehingga dapat meningkatkan produksi minyak di mikroalga. Penelitian Wang et al
(2009) Chlamydomonas reinhardtii yang dimutasi dapat meningkatkan akumulasi
lipid penyimpanan dalam kondisi stres sebesar 70 % dibandingkan jenis tipe liar.
Uraian diatas menunjukkan bahwa mutasi dapat meningkatkan kandungan lipid dan
sesuai dengan hasil penelitian ini bahwa kandungn lipid (%) mikroalga BLT0404
dan BLT0502 yang dimutasi memiliki kandungan lipid (%) yang lebih besar
dibandinglan tipe liar.
4.6 Karakterisasi Profil Asam Lemak Mikroalga
Mikroalga dapat dikonversi menjadi biodiesel dengan reaksi transesterifikasi
yang melibatkan reaksi antara trigliserida dan alkohol untuk membentuk asam
lemak metil ester dan gliserol (Gambar 8).
Triagliserida Metanol metil ester Gliserol
Katalis
Gambar 9. Reaksi transesterifikasi (Chisti, 2008)
36
Asam lemak yang dihasilkan selanjutnya dianalisis dengan GCMS dan
diperoleh hasil profil asam lemak BLT0404 tipe liar pada Gambar 10 dan mutan
hasil analisis GCMS dapat dilihat pada Gambar 11.
Berdasarkan kromatogram Gambar 10 dan Gambar 11 masing-masing
menghasilkan tujuh peak asam lemak. Peak yang muncul kemudian diidentifikasi
profil asam lemaknya berdasarkan % kemiripan senyawa target dengan database
2 1
3
4
5
6 7 1 2
3
4
5
6 7
6 7
2 1
Gambar 10. Kromatogram asam lemak BLT0404 tipe liar
Gambar 11. Kromatogram asam lemak BLT0404 mutan
37
NIST. Hasil komposisi asam lemak mikroalga BLT0404 tipe liar dan mutan dapat
dilihat pada Tabel 4.
Tabel 4. Komposisi asam lemak BLT0404 tipe liar dan mutan
Tabel 4 merupakan komposisi asam lemak mikroalga BLT0404 tipe liar dan
mutan. Asam lemak dominan pada BLT0404 tipe liar dan BLT0404 mutan adalah
asam oleat secara berurutan sebesar 36,49 % dan 35,32 %. Mikroalga BLT0404
tipe liar ini mengandung asam lemak saturated fatty acid (SFA) sebesar 32,58,
monosaturated fatty acid (MUFA) sebesar 39,73 dan polyunsaturated fatty acid
(PUFA) sebesar 27,68 %. Mikroalga BLT0404 mutan mengandung SFA, MUFA
dan PUFA secara berurutan sebesar 35,54, 38,53 dan 25,93 %. Kandungan
Perbedaan komposisi asam lemak yang dihasilkan mikroalga BLT0404 tipe liar dan
mutan yaitu pada BLT0404 tipe liar tidak terdapat asam lemak linolenat. Asam
lemak tak jenuh menurut literature dapat berfungsi sebagai antibakteri dan
antioksidan (Agoramoorthy, G et al., 2007)
Hasil analisis asam lemak BLT0502 tipe liar Gambar 12 dan mutan dengan
menggunakan GCMS dapat dilihat pada Gambar13.
Asam Lemak No Peak Peak Area
(%) No Peak
Peak Area
(%)
SFA
Metil Palmitat (C16:0)
Metil Stearat (C18:0)
Total SFA
3
7
28,14
4,44
32,58
3
7
30.97
4.57
35.54
MUFA
Metil Oleat (C18:1)
Metil Vaksenat (C18:1)
Total MUFA
5
6
36,59
3,14
39,73
5
6
35.32
3.21
38.53
PUFA
Metil 7,10-heksadekanoat (C16:2)
Metil 7,10,13-heksadekanoat (C16:3)
Metil linoleat (C18:2)
Metil linolenat (C18:3)
Total PUFA
1
2
4
-
3,18
3,39
21,11
-
27,68
1
-
4
-
3.06
-
19.35
3.52
25.93
38
Gambar 13. Kromatogram asam lemak BLT0502 mutan
6 5 4
8
9
2 1
7
1 2
3 4
1
1
Gambar 12. Kromatogram asam lemak BLT0502 tipe liar
39
Berdasarkan kromatogram Gambar 11 dan Gambar 12 masing-masing
menghasilkan sembilan peak dan lima peak asam lemak. Masing-masing peak yang
muncul kemudian diidentifikasi profil asam lemaknya berdasarkan % kemiripan
senyawa target dengan database NIST. Hasil komposisi asam lemak mikroalga
BLT0502 tipe liar dan mutan dapat dilihat pada Tabel 5.
Tabel 5. Komposisi asam lemak BLT0502 tipe liar dan mutan
Tabel 5 merupakan komposisi asam lemak mikroalga BLT0502 tipe liar dan
mutan. Asam lemak dominan pada BLT0502 tipe liar adalah asam oleat sebesar
29,99 % dan BLT0502 mutan adalah asam palmitat 27,80 %. Mikroalga BLT0502
tipe liar mengandung SFA, MUFA dan PUFA secara berurutan sebesar 37,10,
33,53 dan 29,54 %. Mikroalga BLT0502 mutan mengandung SFA, MUFA dan
PUFA secara berurutan sebesar 61,10, 19,99 dan 19,87 %. Perbedaan komposisi
asam lemak BLT0502 tipe liar dan mutan yaitu BLT0502 mutan tidak terdapat
C16:3(Δ7,10,13 ), C16:2(Δ7,10
), C16:1 dan C18:1(Δ11 ).
Asam Lemak No Peak Peak Area
(%) No Peak
Peak Area
(%)
SFA
Metil Palmitat (C16:0)
Metil Stearat (C18:0)
Metil Arakidat (C20:0)
Total SFA
4
8
9
25,23
7,64
4,23
37,10
1
4
5
27,80
10,56
22,74
61,10
MUFA
Metil Palmitoleinat (C16:1)
Metil Oleat (C18:1)
Metil Vaksenat (C18:1)
Total MUFA
3
6
7
1,15
29,99
2,21
33,53
-
3
-
-
19,99
-
19,99
PUFA
Metil 7,10-heksadekanoat (C16:2)
Metil 7,10,13-heksadekanoat (C16:3)
Metil linoleat (C18:2)
Metil linolenat (C18:3)
Total PUFA
1
2
5
-
2,80
1,42
25,32
-
29,54
-
-
2
-
-
- 19,87
-
19,87
40
Penelitian tentang efek mutasi pada mikroalga dilakukan oleh Wang & Chai
(1994) bahwa mutasi pada mikroalga Phaeodactylum tricornutum, Chroomonas
salina, Pavlovalutheri dan Thalassiosira pseudonana dapat mengurangi kandungan
PUFA yaitu eicosapentaenoic acid (C20:5) dan docosahexaenoic acid (C22:6).
Doan dan Obbard (2012) menuliskan bahwa pada mikroalga Nannochloropsis sp
yang dimutasi memiliki komposisi asam lemak tak jenuhnya lebih rendah sebesar
14,6 ± 0,3 % total fatty acid dibandingkan pada tipe liarnya sebesar 21,4 ± 1,3 %
total fatty acid. Penurunan tingkat PUFA dapat dijelaskan oleh perubahan dalam
mekanisme seluler yang berkaitan dengan metabolisme lipid (Hessen, et al., 1997).
Enzim karboksilase asetil-CoA merupakan enzim kunci yang terlibat dalam
sintesis asam lemak de novo dan bergantung kepada ketersediaan adenosine
triphosphate (ATP) (Harwood, 1988).
Proses desaturasi dan elongasi pada biosintesis PUFA membutuhkan jumlah
ATP jauh lebih besar dibandingkan dengan biosintesis SFA dan MUFA
(Thompson, et al., 1990). Penurunan PUFA kemungkinan disebabkan oleh
rendahnya ketersediaan ATP akibat terpapar tekanan sinar UV dan adanya
penghambatan aktivitas beberapa enzim yang terlibat dalam biosintesis asam lemak
tak jenuh (denaturasi dan elongasi). Kandungan PUFA BLT0404 dan BLT0502
yang dimutasi terlihat lebih rendah dibandingkan tipe liar.
41
BAB V
PENUTUP
5.1 Simpulan
Berdasarkan peneloitian yang telah dilakukan dapat disimpulkan :
1. Mutasi sinar UV mampu meningkatkan kandungan lipid pada mikroalga
dimana pada mikroalga BLT0404 yang dimutasi memiliki kandungan lipid
sebesar 41,5 % dan tipe liar sebesar 25,7 % serta mikroalga BLT0502 mutan
memiliki kandungan lipid sebesar 58,4 % dan tipe liar sebesar 30,3 %.
2. Mutasi sinar UV juga mempengaruhi komposisi asam lemak dan total PUFA
yang dihasilkan dimana pada mikroalga BLT0404 mutan tidak mengandung
asam lemak C16:3(Δ7,10,13 ) sedangkan pada BLT0404 tipe liar tidak
mengandung asam lemak C18:3(Δ9,11,13). Mikroalga BLT0502 mutan tidak
mengandung asam lemak C16:3(Δ7,10,13 ), C16:2(Δ7,10
), C16:1 dan C18:1(Δ11 )
5.2 Saran
Saran perlu dilakukan penelitian lebih lanjut untuk mengetahui atau
meningkatkan potensi mikroalga yang memiliki kandungan asam lemak tertentu
dalam jumlah yang tinggi. Hal ini penting dilakukan untuk aplikasi skala industru.
42
DAFTAR PUSTAKA
Adenan, N. S., Yusoof, F. M., & Shariff, M. 2011. Effect of Salinity and
Temperaturein The Growth of Diatoms and Green Algae. Fisheries and
Aquatic Science, 6(2), 186–193.
Ariyanti, D. & Handayani, N. A. 2015. Mikroalga sebagai Sumber Biomasa
Terbarukan: Teknik Kultivasi dan Pemanenan. Jurusan Teknik Kimia UNDIP,
(April), 35–40.
Bartley, M. L., Boeing, W. J., Dungan, B. N., Holguin, F. O., & Schaub, T. 2014.
pH effects on growth and lipid accumulation of the biofuel microalgae
Nannochloropsis salina and invading organisms. Journal of Applied
Phycology, 26(3), 1431–1437.
Bellinger, E. G., & Sigee, D. C. 2010. Freshwater Algae. (J. Wiley & Sons, Eds.)
(I). USA: Wiley-Blackwell.
Bligh, E., & Dyer, W. 1959. A Rapid Method of Total Lipid Extraction And
Purification. Can.J.Biochem.Physiol., 37, 911–917.
Chalid, S. Y., Amini, S., & Lestari, S. D. 2010. Kultivasi Chlorella , sp Pada Media
Tumbuh Yang Diperkaya Dengan Pupuk Anorganik Dan Soil Extract. Valensi,
1(6), 298–304.
Chisti, Y. 2008. Biodiesel from microalgae beats bioethanol. Trends in
Biotechnology, 26(3), 126–131.
Cooney, M., Young, G., & Nagle, N. 2009. Separation & Purification Reviews
Extraction of Bio ‐ oils from Microalgae. Separation & Purification Reveiws,
38(June 2013), 291–325.
Demirbas, A. 2010. Use of algae as biofuel sources. Energy Conversion and
Management, 51(12), 2738–2749.
Dianursanti, Taufiq, B., & Teguh, M. 2014. Industrial Tofu Wastewater as a
Cultivation Medium of Microalgae Chlorella vulgaris. Energy Procedia, 47,
56–61.
Doan, T. T. Y., & Obbard, J. P. 2012. Enhanced intracellular lipid in
Nannochloropsis sp. via random mutagenesis and flow cytometric cell sorting.
Algal Research, 1(1), 17–21.
E. W. Becker. 1994. Microalgae: Biotechnology and Microbiology. Cambridge
University Press.
Feng, Y., Li, C., & Zhang, D. 2011. Lipid production of Chlorella vulgaris cultured
in artificial wastewater medium. Bioresource Technology, 102(1), 101–105.
Forget, N., Belzile, C., Rioux, P., & Nozais, C. 2010. Teaching the microbial
growth curve concept using microalgal cultures and flow cytometry. Journal
of Biological Education, 44(4), 185–189.
43
Goes, J. I., Handa, N., Taguchi, S., & Hama, T. 1994. Effect of UV-B radiation on
the fatty-acid composition of the marine-phytoplankton Tetraselmis sp -
relationship to cellular pigments. Marine Ecology Progress Series, 114, 259–
274.
Guillard, R. R. L. 1975. Culture of Phytoplankton for Feeding Marine Invertebrates.
In W. L. Smith & M. H. Chanley (Eds.), Culture of Marine Invertebrate
Animals: Proceedings --- 1st Conference on Culture of Marine Invertebrate
Animals Greenport (pp. 29–60). Boston, MA: Springer US.
Guschina, I. A., & Harwood, J. L. 2006. Lipids and lipid metabolism in eukaryotic
algae. Progress in Lipid Research, 45(2), 160–186. Hadiyanto, & Azim, M.
2012. Mikroalga Sumber Pangan & Energi Masa Depan. UPT UNDIP Press
Semarang (Vol. 38).
Halim, R., Gladman, B., Danquah, M. K., & Webley, P. A. 2011. Bioresource
Technology Oil extraction from microalgae for biodiesel production.
Bioresource Technology, 102(1), 178–185.
Han, F., Wang, W., Li, Y., Shen, G., Wan, M., & Wang, J. 2013. Changes of
biomass, Lipid content and fatty acids composition under a light-dark cyclic
culture of Chlorella pyrenoidosa in response to different temperature.
Bioresource Technology, 132, 182–189.
Hartati, R., Endrawati, H., & Mamuaja, J. 2013. Fatty acid composition of marine
microalgae in Indonesia. JOURNAL OF TROPICAL BIOLOGY AND
CONSERVATION, 10(May), 75–82.
Hartati, R., Endrawati, H., Yudiati, E., Iriani, V. R., Pembahasan, H., & Metode,
M. 2011. Pengaruh Pengurangan Konsentrasi Nutrien Fosfat dan Nitrat
Terhadap Kandungan Lipid Total Nannochloropsis oculata. Ilmu Kelautan,
16(1), 24–29.
Harwood, J. L. 1988. Fatty Acid Metabolism. Annual Review of Plant Physiology
and Plant Molecular Biology, 39(1), 101–138.
Hasanudin, M. 2010. Pengaruh Perbedaan Intensitas Cahaya terhadap Pertumbuhan
dan Kadar Lipid Mikroalga Scendesmus sp yang dibudidayakan pada Limbah
Cair Tapioka. Biologi, 1–9.
Hessen, D. O., DeLange, H. J., & Donk, E. Van. 1997. UV-induced changes in
phytoplankton cells and its effect on grazers. Freshw. Biol., 38, 513–524.
Ho, S. H., Chen, C. N. N., Lai, Y. Y., Lu, W. Bin, & Chang, J. S. 2014. Exploring
the high lipid production potential of a thermotolerant microalga using
statistical optimization and semi-continuous cultivation. Bioresource
Technology, 163, 128–135.
Hu, Q., Sommerfeld, M., Jarvis, E., Ghirardi, M., Posewitz, M., Seibert, M., &
Darzins, A. 2008. Microalgal triacylglycerols as feedstocks for biofuel
production: Perspectives and advances. Plant Journal, 54(4), 621–639.
Irhamni, Elvitriana, & Viena, V. 2014. Kultivasi Mikroalga Hijau Pada Sumber
44
Nitrogen Berbeda Untuk Ekstraksi Lipida. Jurnal Purifikasi, 14(2), 99–105.
Islam, M. A., Ayoko, G. A., Brown, R., Stuart, D., & Heimann, K. 2013. Influence
of fatty acid structure on fuel properties of algae derived biodiesel. Procedia
Engineering, 56, 591–596.
Istirokhatun, T., & Aulia, M. 2017. Potensi Chlorella Sp . untuk Menyisihkan COD
dan Nitrat dalam Limbah Cair Tahu. Jurnal Presipitasi : Media Komunikasi
Dan Pengembangan Teknik Lingkungan, 14(2), 88–96.
Jacoeb, A. M., Suptijah, P., & Kamila, R. 2014. JARINGAN DAGING BELUT
SEGAR DAN REBUS The Contents af Fatty Acid , Cholestrol , and
Description of Tissue in Fresh and Boiled Eel. Jurnal Pengolahn Hasil
Perikanan Indonesia, 17(Wpi 2010), 134–143.
Kaur, S., Sarkar, M., Srivastava, R. B., Gogoi, H. K., & Kalita, M. C. 2012. Fatty
acid profiling and molecular characterization of some freshwater microalgae
from India with potential for biodiesel production. New Biotechnology, 29(3),
332–344.
Khairuddin, & Sahabuddin. 2013. Komposisi Nutrien dan Pertumbuhan Mikroalga
Chaetoceros Gracilis yang di Kultur pada Berbagai Konsentrasi
Karbondioksida. Galung Tropika, 2(2), 106–115.
Khoo, H. H., Sharratt, P. N., Das, P., Balasubramanian, R. K., Naraharisetti, P. K.,
& Shaik, S. 2011. Life cycle energy and CO2 analysis of microalgae-to-
biodiesel: Preliminary results and comparisons. Bioresource Technology,
102(10), 5800–5807.
Kong, Q. X., Li, L., Martinez, B., Chen, P., & Ruan, R. 2010. Culture of microalgae
chlamydomonas reinhardtii in wastewater for biomass feedstock production.
Applied Biochemistry and Biotechnology, 160(1), 9–18.
Lannan, E., & Lannan, E. 2011. Scale-up of algae growth system to cleanse
wastewater and produce oils for biodiesel production. Rochester Institute of
Technology.
Li, Y., Zhou, W., Hu, B., Min, M., Chen, P., & Ruan, R. R. 2011. Integration of
algae cultivation as biodiesel production feedstock with municipal wastewater
treatment: Strains screening and significance evaluation of environmental
factors. Bioresource Technology, 102(23), 10861–10867.
Loerke, R., Tan, X., & Liu, Q. 2017. Dewatering of Oil Sands Mature Fine Tailings
by Dual Polymer Flocculation and Pressure Plate Filtration. Energy and Fuels,
31(7), 6986–6995.
Mata, T. M., Martins, A. A., & Caetano, N. S. 2010. Microalgae for biodiesel
production and other applications: A review. Renewable and Sustainable
Energy Reviews, 14(1), 217–232.
Moheimani, N. 2005. The Culture of Coccolithophorid Algae for Carbon.
Philosophy of Murdoch University.
Moigradean, D., Poiana, M., Alda, L., & Gogoasa, I. 2013. Quantitative
45
identification of fatty acids from walnut and coconut oils using GC-MS
method. Journal of Agroalimentary Processes and Technologies 2013, 19(4),
2–6.
Nguyen, H. M., Cuiné, S., Beyly-adriano, A., Légeret, B., Billon, E., Auroy, P., …
Biologie, U. M. R. 2013. The Green Microalga Chlamydomonas reinhardtii
Has a Single v -3 Fatty Acid Desaturase That Localizes to the Chloroplast and
Impacts Both Plastidic and Extraplastidic Membrane Lipids 1 [ C ][ W ]. Plant
Physiol, 163, 914–928.
Nur, M. M. A. 2014. Potensi Mikroalga sebagai Sumber Pangan Fungsional di
Indonesia. Eksergi, XI(2), 1–6.
Ohnishi, N., Allakhverdiev, S. I., Takahashi, S., Higashi, S., Watanabe, M.,
Nishiyama, Y., & Murata, N. 2005. Two-step mechanism of photodamage to
photosystem II: Step 1 occurs at the oxygen-evolving complex and step 2
occurs at the photochemical reaction center. Biochemistry, 44(23), 8494–8499.
Ong, S., Kao, C., Chiu, S., Tsai, M., & Lin, C. 2010. Bioresource Technology
Characterization of the thermal-tolerant mutants of Chlorella sp . with high
growth rate and application in outdoor photobioreactor cultivation.
Bioresource Technology, 101(8), 2880–2883.
Patmawati, Ibrahim, B., Setyaningsih, I., & Sudadi, U. 2014. Produksi Biodiesel
dari Biomassa Chlamydomonas Sp. ICCB 9113 Dikultivasi Menggunakan
Media yang Murah : Efektivitas Dari Metode Ekstraksi. Teknologi Hasil
Perairan Fakultas Perikanan Dan Ilmu Kelautan IPB, 17(2), 269–276.
Prakash, M., & Sharma, N. 2015. Effect of Salinity, pH, Light Intensity on Growth
and Lipid Production of Microalgae for Bioenergy Application. OnLine
Journal of Biological Sciences, 15(4), 260–267.
Prayitno, J. 2016. Pola Pertumbuhan dan Pemanenan Biomassa dalam
Fotobioreaktor Mikroalga untuk Penangkapan Karbon Growth Pattern and
Biomass Harvesting in Microalgal Photobioreactor for Carbon Sequestration.
Teknologi Lingkungan, 17(1), 45–52.
Purwanti, A. 2015. Pengaruh Proses Ekstraksi Bertekanan dalam Pengambilan
Lipid dari Mikroalga Jenis Nannochloropsis sp. dengan Pelarut. Vol . 7 No . 2
Februari 2015 ISSN : 1979-8415 Vol . 7 No . 2 Februari 2015, 7(2), 112–117.
Rafaelina, M., Rustam, Y., & Amini, S. 2016. Pertumbuhan dan aktivitas
antioksidan dari mikroalga. Jurnal Biologi, 12(1), 12–21.
Rocha, J. M. S., Garcia, J. E. C., & Henriques, M. H. F. 2003. Growth aspects of
the marine microalga Nannochloropsis gaditana. Biomolecular Engineering,
20(4–6), 237–242.
Rudiyanti, S. 2011. Pertumbuhan Skeletonema costatum Pada Berbagai Tingkat
Salinitas Media. Jurnal Saintek Perikanan, 6(2), 69–76.
Salisbury, F. B., & Ross, C. W. 2000. Fisiologi Tanaman (2nd ed., Vol. 7386, pp.
1–10). Bandung.
46
Sari, I. P., & Manan, A. 2012. Pola Pertumbuhan Nannochloropsis sp pada Kultur
Skala Laboratorium, Intermediet dan Massal. Jurnal Ilmiah Perikanan Dan
Kelautan, 4(2), 123–127.
Scott, S. A., Davey, M. P., Dennis, J. S., Horst, I., Howe, C. J., Lea-Smith, D. J., &
Smith, A. G. 2010. Biodiesel from algae: Challenges and prospects. Current
Opinion in Biotechnology, 21(3), 277–286.
Sharma, K. K., Schuhmann, H., & Schenk, P. M. 2012. High lipid induction in
microalgae for biodiesel production. Energies, 5(5), 1532–1553.
Sheng, J., Vannela, R., & Rittmann, B. E. 2011. Evaluation of methods to extract
and quantify lipids from Synechocystis PCC 6803. Bioresource Technology,
102(2), 1697–1703.
Sukmawan, M. A., Antara, N. S., & Arnata, I. W. 2014. Optimization Salinity And
Initial pH onThe Biomass PRODUCTION of Nannochloropsis sp . K-4.
Jurnal Rekayasa Proses, 2(1), 19–28.
Thompson, P. A., Harrison, P. J., & Whyte, J. N. . 1990. Influence of Irradiance on
The Fatty Acid Composition of Phytoplankton. Journal of Phycology, 26(2),
278–288.
Wang, K. S., & Chai, T. J. 1994. Reduction in omega-3-fatty-acids by uv-b
irradiation in microalgae. Journal Of Applied Phycology, 6(4), 415–421.
Wang, Z. T., Ullrich, N., Joo, S., Waffenschmidt, S., & Goodenough, U. 2009.
Algal lipid bodies: Stress induction, purification, and biochemical
characterization in wild-type and starchless chlamydomonas reinhardtit.
Eukaryotic Cell, 8(12), 1856–1868.
Wiencke, C., Clayton, M. N., & Schoenwaelder, M. 2004. Sensitivity and
acclimation to UV radiation of zoospores from five species of Laminariales
from the Arctic. Marine Biology, 145(1), 31–39.
Wolf, J., Stephens, E., Steinbusch, S., Yarnold, J., Ross, I. L., Steinweg, C., …
Hankamer, B. 2016. Multifactorial comparison of photobioreactor geometries
in parallel microalgae cultivations. Algal Research, 15, 187–201.
Ying, K., Gilmour, D. J., & Zimmerman, W. B. 2014. Microbial & Biochemical
Technology Effects of CO 2 and pH on Growth of the Microalga Dunaliella
salina. Microbial and Biochemical Technology, 6(1), 167–173.
Yoshimura, T., Okada, S., & Honda, M. 2013. Bioresource Technology Culture of
the hydrocarbon producing microalga Botryococcus braunii strain Showa :
Optimal CO 2 , salinity , temperature , and irradiance conditions. Bioresource
Technology, 133, 232–239.
47
DAFTAR LAMPIRAN
Lampiran 1. Komposisi media F/2 dalam 100 ml Aquades
Bahan Jumlah
NaNO3 7.5 mg
NaH2HPO4. 2H2O 0.6 mg
Vitamin B12 0.05 µg
Biotin 0.05 µg
Tiamin HCl 10 µg
Na2SiO3. 9H2O 0.83 µL
F/2 Metals
- Na2EDTA. 2 H2O
- FeCl3. 6 H2O
- CoSO4. 7 H2O
- MnCl2. 4 H2O
- ZnSO4. 7 H2O
- CuSO4. 5 H2O
- Na2MoO4. 2 H2O
- Distillad water
0.1 mL
440 mg
316 mg
1.2 mg
2.1 mg
18 mg
0.7 mg
0.7 mg
100 mL
Air laut 99.9 mL
48
Lampiran 2. Database GCMS mikroalga BLT0404 tipe liar
49
50
Lampiran 3. Database GCMS mikroalga BLT0404 mutan
51
52
Lampiran 4. Database GCMS mikroalga BLT0502 tipe liar
53
54
Lampiran 5. Database GCMS mikroalga BLT0502 mutan
55
Lampiran 6. Strelisasi alat dan bahan
Proses sterilisasi alat dan bahan dilakukan dengan menggunakan otoklaf pada
suhu 121 ᴼC selama 15 menit. Alat yang disterilisasi dalam otoklaf meliputi selang
aerasi, tips 5 mL dan 1 mL, botol kultur dan gelas ukur. Sterilisasi alat seperti galon
5 L dengan tutup, batu aerasi direndam alkohol dan disinari UV di laminar. Alat
yang disterilisasi dengan otoklaf sebagian dibungkus dengan alumunium foil dan
ada yang dimasukkan ke dalam plastik tahan panas. Sterilisasi bahan meliputi
sterilisasi media pertumbuhan mikroalga, akuades dan air laut.
56
Lampiran 7. Pembuatan me dia f/2 Guillard
Natrium nitrat (NaNO3) dan natrium dihidrogen pospat anhidrat (NaH2PO4.2
H2O) ditimbang berturut-turut sebanyak 7.5 mg dan 0.6 mg. Bahan tersebut
dimasukkan kedalam botol Scott yang telah terisi akuades steril sebanyak 1 L. botol
Scott 1 L kemudian ditambahkan 0.833 mL larutan natrium silikat anhidrat
(Na2SiO3. 9H2O) dan 100 mL larutan f/2 metal. Botol Scott di streilisasi di otoklaf
selama 2 jam pada suhu 121 °C dan media tersebut didinginkan. Media yang telah
dingin ditambahkan 0.5 mL tiamin HCl, 0.5 mL biotin dan 0.5 mL vitamin B12.
Penambahan setiap bahan-bahan yang dibutuhkan dilakukan pengocokan hingga
merata dan media tersebut siap digunakan.
57
Lampiran 8. Hasil rata-rata kerapatan sel BLT0502
Hari Rata-rata Kerapatan Sel
BLT0502 BLT0502 M
0 0.111 0.099
1 0.141 0.145
2 0.352 0.307
3 0.660 0.606
4 0.896 1.414
5 0.852 1.102
6 0.946 1.101
7 0.880 1.033
8 0.851 0.922
9 0.853 0.888
11 0.892
58
Lampiran 9. Hasil rata-rata kerapatan sel BLT0502
Hari Rata-rata Kerapatan Sel
BLT0404 BLT0404 M
0 0.138 0.127
1 0.185 0.182
2 0.385 0.387
3 0.652 0.658
4 0.842 0.971
5 1.033 0.722
6 0.734 0.805
7 0.875 0.688
8 0.750 0.907
9 0.667 0.563
10 0.360 0.507
13 0.343
59
Lampiran 10. Hasil Kromatogram asam lemak BLT0404 tipe liar
Analyzed by : Admin Dilution Factor : 1.000
Analyzed : 4/9/2018 4:54:15 PM Vial # : 3
Sample Type : Unknown Injection Volume : 1.000
Level # : 1 Modified by : Admin
Sample Name : larissa risky amalia Modified : 4/10/2018 2:46:22 PM
Sample ID : mikroalga
IS Amount : [1]=1.000
Sample Amount : 1.000
Data File : C:\GCMSsolution\Data\Project1\04(2)_09042018.qgd
Method File : C:\GCMSsolution\Data\Project1\fame.qgm
Tuning File : C:\GCMSsolution\System\Tune1\fame_09042018.qgt
60
61
Lampiran 11. Hasil kromatogram asam lemak BLT0404 mutan
Analyzed by : Admin Dilution Factor : 1.000
Analyzed : 4/9/2018 3:14:48 PM Vial # : 2
Sample Type : Unknown Injection Volume : 1.000
Level # : 1 Modified by : Admin
Sample Name : larisa Modified : 4/10/2018 2:44:28 PM
Sample ID :
IS Amount : [1]=1.000
Sample Amount : 1.000
Data File : C:\GCMSsolution\Data\Project1\04m(2)_09042018.QGD
Method File : C:\GCMSsolution\Data\Project1\fame.qgm
Tuning File : C:\GCMSsolution\System\Tune1\fame_09042018.qgt
62
63
Lampiran 12. Hasil kromatogram asam lemak BLT0502 tipe liar
Analyzed by : Admin Dilution Factor : 1.000
Analyzed : 4/10/2018 1:03:34 PM Vial # : 6
Sample Type : Unknown Injection Volume : 1.000
Level # : 1 Modified by : Admin
Sample Name : larissa risky amalia Modified : 4/13/2018 9:50:44 AM
Sample ID : mikroalga
IS Amount : [1]=1.000
Sample Amount : 1.000
Data File : C:\GCMSsolution\Data\Project1\05(1)_10042018.qgd
Method File : C:\GCMSsolution\Data\Project1\fame.qgm
Tuning File : C:\GCMSsolution\System\Tune1\fame_09042018.qgt
64
65
Lampiran 13. Hasil kromatogram asam lemak BLT0502 mutan
Analyzed by : Admin Dilution Factor : 1.000
Analyzed : 4/10/2018 3:07:35 PM Vial # : 4
Sample Type : Unknown Injection Volume : 1.000
Level # : 1 Modified by : Admin
Sample Name : larissa risky amalia Modified : 4/11/2018 3:40:18 PM
Sample ID : mikroalga
IS Amount : [1]=1.000
Sample Amount : 1.000
Data File : C:\GCMSsolution\Data\Project1\05m(2)_10042018b.qgd
Method File : C:\GCMSsolution\Data\Project1\fame.qgm
Tuning File : C:\GCMSsolution\System\Tune1\fame_09042018.qgt
66
67
Lampiran 14. Alat ukur intensitas cahaya
68
Lampiran 15. Alat ukur salinitas
69
BIODATA MAHASISWA
IDENTITAS PRIBADI
Nama Lengkap : Larissa Risky Amalia
Tempat Tanggal Lahir : Jakarta, 12 September 1995
NIM : 11140960000072
Anak ke : 1 dari 2 bersaudara
Alamat Rumah : Perumahan Grand Kahutipan
Jl. Bromo VI Blok BG No.2
Klapanunggal. Kab. Bogor. Jawa
Barat
Telp/HP. : 081517439682
Email : [email protected]
Hobby/ Keahlian (softskill) : Kuliner
PENDIDIKAN FORMAL
Sekolah Dasar : SD Negeri 01 Cipete Utara, Jakarta
Lulus tahun 2007
Sekolah Menengah Pertama : SMP Negeri 13 Jakarta Selatan Lulus
tahun 2010
SLTA/SMK : SMK Analis Kimia (SMAKBO) Lulus
tahun 2014
Perguruan Tinggi : UIN Syarif Hidayatullah Jakarta
Masuk tahun 2014
PENDIDIKAN NON FORMAL
Kursus/Pelatihan
1. Keselamatan Kerja di Lab : No. Sertifikat -
2. Training Shimadzu Spektrofotometer : No. Sertifikat -
3. Training Shimadzu Chromatography : No. Sertifikat -
70
4. Pelatihan Kalibrasi dan Perawatan pH meter
dan analytical balance
: No. Sertifikat -
PENGALAMAN ORGANISASI
1. Himpunan Mahasiswa Kimia
(HIMKA)
Jabatan staff akademik Tahun 2014 sd
2015
2. Himpunan Mahasiswa Kimia
(HIMKA)
Jabatan staff akademik Tahun 2015
sd 2016
3. Ikatan Himpunan Mahasiswa Kimia
Indonesia (IKAHIMKI)
Jabatan Staff Litbang Tahun 2017
4. Dewan Eksekutif Mahasiswa Tingkat
Universitas (DEMA-U)
Jabatan Staff Pendidikan Tahun 2017
PENGALAMAN KERJA
1. Praktek Kerja Lapangan (PKL) : PT Pupuk Kujang Cikampek/
november 2013 – Maret 2014 Judul
PKL Analisis Cooling Water
2. Praktek Kerja Lapangan (PKL) : PT Pupuk Kujang Cikampek/ Januari
2017 – Februari 2017 Judul PKL
Pemanfaatan Limbah Bahan Baku
Pupuk Organik Sebagai Bahan
Campuran Pupuk Buatan
3. Penelitian : Pusat Penelitian Bioteknologi, Lipi/
Oktober 2017 – Januari 2018
Judul Penelitian Produksi Lipid dan
Karakterisasi Asam Lemak
