UNIVERSITE D’ANTANANARIVO

FACULTE DES SCIENCES

DEPARTEMENT D’ENTOMOLOGIE

UNITE ENTOMOLOGIE MEDICALE, DIRECTION DE LUTTE

CONTRE LE PALUDISME

Domaine : Sciences et Technologie

Mention : E-CES (Entomologie – Cultures, Elevages et Santé)

Mémoire de recherche pour l’obtention du

Diplôme de Master II GDINS (Gestion Durable des Insectes utiles et Nuisibles)

Sensibilité d’Anopheles arabiensis (Diptères - Anophelinae) en

milieu urbain, péri-urbain et extra-urbain d’Antananarivo

face au DDT, Bendiocarb, Propoxur et Fenitrothion

Présenté publiquement le, 31 Mars 2016 à 10 heure

Par :

RAZANARIVONY Honenantsoa Dimbiniaina

Devant les membres du jury :

Président : Docteur RAZAFINDRANAIVO Victor

« Maitre de Conférences »

Examinateur : Docteur RANDRIANARISOA Ernest

« Maitre de Conférences »

Rapporteur : Docteur RAZAFINDRALEVA Herisolo Andrianiaina

« Maitre de Conférences »

Année universitaire : 2014 - 2015

i

REMERCIEMENTS

Ce mémoire a été réalisé grâce aux conseils et aux soutiens de nombreuses

personnes à qui nous voudrions exprimer ici notre gratitude. Alors nos vifs remerciements

et notre profonde reconnaissance s’adressent à :

Professeur Marson RAHERIMANDIMBY, Doyen à la Faculté des Sciences de

l’Université d’Antananarivo qui m’a donné l’autorisation de soutenir ce mémoire.

Docteur RAMAROSANDRATANA Benjamin, l’ancien Directeur de la

DIRECTION DE LUTTE CONTRE LE PALUDISME à Androhibe pour m’avoir accepté

comme stagiaire dans son Institut, il n’aurait jamais vu le jour que sans votre autorisation.

Docteur RAZAFINDRANAIVO Victor, Maître de conférences à la Faculté des

Sciences de l’Université d’Antananarivo, qui nous a fait l’honneur de présider ce jury

malgré ses multiples occupations.

Docteur RANDRIANARISOA Ernest, Maître de conférences à la Faculté des

Sciences de l’Université d’Antananarivo et Chef du Département d’Entomologie qui a bien

voulu examiner ce travail.

Docteur RAZAFINDRALEVA Herisolo Andrianiaina, Maître de conférences à la

Faculté des Sciences de l’Université d’Antananarivo, qui est le Rapporteur de ce travail,

merci pour son appréciable encadrement, ses encouragements et ses précieuses directives

lors des différents travaux.

Professeur RAFARASOA Lala Sahondra, qui est la Responsable de notre parcours

GDINS (Gestion Durable des Insectes Utiles et Nuisibles), Membre du Conseil

Scientifique de la Faculté des Sciences et aussi la Responsable du laboratoire

d’Entomologie médicale au Département d’Entomologie Ankatso.

Madame RAKOTOSON Raharimanga, Chef de la division Entomologie/DLP,

dont je tiens à remercier de tout mon cœur pour m’avoir accepté comme stagiaire dans

son unité, et qui m’a permis grâce à la pertinence de ses remarques d’approfondir mon

travail et aussi sans qui je n’aurai jamais pu connaitre sa merveilleuse équipe dont j’ai tant

appris à m’y accommoder.

Docteur RANAIVO Louise Henriette, dont je tiens à remercier pour m’avoir

accepté comme stagiaire dans son service (SLAB).

Docteur RASAMIMANANA Heriniana Honoré, merci pour sa confiance, son aide,

ses conseils et pour son soutien précieux durant le stage.

ii

Merci également à Monsieur RATOVONJARA Maxime, Technicien en

Entomologie dans le Centre pour tous les travaux que l’on a fait ensemble, pour son aide

précieuse et surtout ses conseils, pour m’avoir accompagnée tout au long de mon stage.

Merci à tous les membres de l’Unité Entomologie Médicale du DLP et ses

collaborateurs avec qui cela a toujours été un plaisir de venir travailler.

A tous les personnels de notre département, administratifs et enseignants.

Un grand merci à mes parents et à mon frère dont le soutien a compté plus que tout,

pour ses durs sacrifices surtout sur les aides financières, les conseils, les encouragements

qu’ils ont montrés même si ça a été long pour eux.

Je remercie avec gratitude, la famille RAJONHSON pour son hébergement lors de la

sortie sur terrain à Nandihizana Carion (Villa Soadihy).

Aux gens dans les divers sites d’études, les Présidents des Fokontany, les

quartiers mobiles qui m’ont facilités les divers contacts ; vous avez toujours répondus

présent quand j’en avais besoin, merci également pour l’accueille.

Que tous ceux qui ont participés de loin ou de près soient vivement remerciés.

iii

TABLE DES MATIERES

Remerciements…………………………………………………………………… ..... ……..i

Table des matières………………………………… .. ……………………………………..iii

Liste des abreviations…………………… .. …………………………………………….…vi

Glossaire ……………………………… .. ………………………………………………...vii

Liste des figures ………………………… .. ………………………………………………..x

I. INTRODUCTION .............................................................................................................. 1

II. REVUE DE LA LITTERATURE ..................................................................................... 3

1. Paludisme dans le monde et à Madagascar ..................................................................... 3

2. Les parasites .................................................................................................................... 4

2.1. Cycle épidémiologique du Plasmodium .................................................... 4

3. Paludisme sur les hautes terres centrale de Madagascar ................................................. 6

4. Vecteurs du paludisme à Madagascar ............................................................................. 6

4.1. Complexe gambiae .................................................................................... 7

4.2. Anopheles arabiensis ................................................................................. 7

4.2.1. Caractéristiques morphologiques .................................................. 7

4.2.2. Distribution et comportenment ..................................................... 9

4.2.3. Cycle biologique ........................................................................... 9

4.2.4. Compétence et capacité vectorielle ............................................. 10

5. Lutte anti paludique ....................................................................................................... 11

5.1. Prophylaxie humaine et contrôl des parasites ............................................. 11

5.2.1. Médicaments anti paludéens .......................................................... 11

5.1.2. Chimioprophylaxie ........................................................................ 12

6. Contrôle des vecteurs .................................................................................................... 12

6.1. Lutte contre les anophèles au stade larvaire ............................................ 12

6.2. Lutte contre les anophèles au stade adulte .............................................. 13

7. Mécanismes de résistance des vecteurs aux insecticides .............................................. 13

7.1. Les mécanismes de la résistance physiologique ..................................... 13

7.2. Les mécanismes de la résistance biochimique ........................................ 14

7.3. Les mécanismes de la résistance comportementale ................................ 14

iv

III. MATERIELS ET METHODES .................................................................................... 15

1. Sites d’investigation .................................................................................................... 15

2. Suivi et collecte des moustiques sur terrain ............................................................... 16

2.1. Chasse nocturne ........................................................................................ 16

2.1.1. Captures directes sur appats humains ...................................... 17

2.1.2. Capture dans les moustiquaires pièges avec appâts humains ... 17

2.1.3. Capture dans les moustiquaires pièges avec appâts animal ..... 17

2.1.5. Capture à l’aide des pièges lumineux CDC .............................. 18

2.2. Chasse matinale ......................................................................................... 19

2.2.1. Capture avec de l’aspirateur à bouche ...................................... 19

3. Identification des espèces des moustiques adultes capturés et selection d'An. arabiensis

.................................................................................................................................................. 20

4. Transport des adultes collectés et conservation sur terrain ........................................... 20

5. Elevage des souches d’An. arabiensis en insectarium .................................................. 21

5.1. Insectarium ................................................................................................. 21

5.2. Mise en cage ............................................................................................... 21

5.3. Nourrissage des imagos .............................................................................. 21

5.4. Mise en ponte, collecte et préparation des oeufs ........................................ 22

5.5. Mise en éclosion dans les bacs ................................................................... 23

5.6. Emérgence des adultes et selection des moustiques pour les tests ............. 23

6. Tests de sensibilité ......................................................................................................... 24

6.1. Les insecticides disponibles utilisés ........................................................... 24

6.2.1. Tests de sensibilité des souches d'Anopheles arabiensis…………24

6.2.1.1. Tests de susceptibilité ....................................................... 24

6.2.1.2. Kits OMS .......................................................................... 24

6.2.2.3. Conduite des tests ............................................................. 25

6.2.2. Critères de validation des tests ........................................................ 26

7. Analyses des données ...................................................................................................... 27

7.1. Densité anopheliennes mensuelles dans les différents sites de collecte ...... 27

7.2. Détermination des TKD50 et TKD95 ......................................................... 27

7.3. Détermination du taux de mortalité ............................................................. 28

IV. RESULTATS ET INTERPRETATIONS ...................................................................... 29

1. Densités mensuelles des Anophèles dans les différentes zones ...................................... 30

v

2. Sensibilités d' An. arabiensis aux insecticides utilisés .................................................... 30

2.1. Situation de la sensibilité d’An. arabiensis issu d’élevage ...................... 30

2.1.1. TKD50 et TKD95 de la génération F1 d’An. arabiensis au DDT

4% ..................................................................................................................... 30

2.1.2. Mortalité observé de la génération F1 d’An. arabiensis .............. 31

2.2. Situation réelle de la sensibilité d’An. arabiensis à l’état sauvage et sa

comparaison avec la génération F1 .............................................................................. 32

2.2.1. Les TKD 50 au DDT 4% d’An. arabiensis sauvage par rapport à

la génération F1 ................................................................................................ 32

2.2.2. Les TKD 95 au DDT 4% d’An. arabiensis sauvage et d’élevage

après 60 minutes d’exposition .......................................................................... 33

2.2.3. Comparaison de l'état de sensibilité d’An. arabiensis sauvages et

d’élevages ......................................................................................................... 34

V. DISCUSSIONS ................................................................................................................ 36

VI. CONCLUSION ET PERSPECTIVES .......................................................................... 40

BIBLIOGRAPHIE et WEBOGRAPHIE

vii

LISTE DES ABRÉVIATIONS

CDC : Center for Disease Control

CM : Chasse Matinale

CN : Chasse Nocturne

DDT : Dichloro-Diphényl-Trichloroéthane

DLP : Direction de Lutte contre le Paludisme

Fig : Figure

h : heure

HTC : Haute Terre Centrale

IPM : Institut Pasteur de Madagascar

KD : Knock Down (Effet de Choc)

Kdr : Knock Down resistance

Km : Kilomètre

m : mettre

MID : Moustiquaires à Imprégnation Durable

min : minute

MO : Mortalité Observé

OMS : Organisation Mondiale de la Santé

OPID : Opération de Pulvérisation Intra domiciliaire

PID : Pulvérisations Intradomiciliaires à effet rémanent

Rg : Rendement global

RPC : Résistance Probable à Confirmer

Te : Le taux d’éclosion

Tem : Taux d'émergence

TKD : Temps de Knock Down

WHO : World Health Organization

viii

GLOSSAIRE

Agent infectieux: c’est un agent biologique responsable d'une maladie infectieuse,

majoritairement des microorganismes comme les bactéries. Certains ne sont pas des

organismes (les prions), d'autres ne sont pas microscopiques (les vers parasites).

Anthropophile: se dit des animaux ou des plantes qui vivent dans un milieu habité ou

fréquenté par l’homme.

Autochtone: en biologie, il désigne le caractère local d'une espèce (animale, végétale,

fongique…) en d’autre terme équivalente à « indigène

».

Biotope : aire géographique de dimensions variables offrant des conditions constantes ou

cycliques aux espèces.

Cycle sporogonique: partie du cycle biologique du parasite du paludisme qui se déroule à

l’intérieur du moustique. Il commence quand le moustique prélève du sang d’un hôte humain

(ou autre vertébré) infecté. A l’intérieur de l’estomac du moustique, les stades sexués du

parasite (gamétocytes) se transforment en gamètes mâles et femelles, qui s’accouplent pour

former un œuf (ookinète) qui va se fixer sur la paroi cellulaire de l’estomac. L’ookinète se

transforme en oocyste dans la face externe de la paroi stomacale. A l’intérieur de l’oocyste, un

processus de division cellulaire (méiose) produit des sporozoïtes. L’oocyste éclate alors et

libère les sporozoïtes qui vont envahir les glandes salivaires. Une fois dans les glandes

salivaires, les sporozoïtes seront transmis à un hôte humain au cours du prochain repas de

sang du moustique.

Cytogénétique : étude de la structure et de la fonction des chromosomes (structures

héréditaires portant les gènes qui déterminent le sexe et les caractéristiques d’un organisme).

Quand la cytogénétique est appliquée à l’identification et à l’étude des rapports entre des

espèces biologiques, on l’appelle cytotaxonomie.

Ecosystème : unité fondamentale d’étude écologique, formée par l’association d’une

communauté d’espèces vivantes (biocénose) et d’un environnement physique (biotope) en

constante interaction.

Endophilie : se dit des insectes adultes hématophages qui vivent après leur repas sanguin

essentiellement dans les habitations.

Entomologie : est la science consacrée à l’étude des insectes. Les moustiques en font partie.

Entomopathogène: agent qui peut provoquer une maladie chez les insectes.

viii

Epidémiologie : étude de la distribution, des profils et des déterminants des phénomènes liés

à la santé des populations, et la façon dont elle est appliquée à la lutte contre les maladies et

les problèmes de santé.

Exophile : se dit des insectes adultes hématophages qui vivent après leur repas sanguin hors

de l'organisme piqué (par opposition à l'insecte zoophile) ou en dehors des habitations.

Facteurs biotiques : en écologie, ils représentent l'ensemble des interactions du vivant sur le

vivant dans un écosystème. Opposables aux facteurs abiotiques, qui constituent une partie des

facteurs écologiques de cet écosystème. Il s'agit des ressources alimentaires, des relations

trophiques de prédation, coopération, compétition, parasitisme, etc…On distingue deux

catégories de facteur biotique qui sont déterminées par les types de relations entre êtres

vivants : les relations intraspécifiques et les relations interspécifiques.

Gamétogenèse: formation des gamètes.

Gîte larvaire : est un lieu de ponte des moustiques.

Hématophage : un être vivant qui se nourrit de sang.

Hôte: organisme vivant qui héberge un parasite.

Insecticide : une substance active ou une préparation ayant la propriété de tuer les insectes.

Les actions se font au stade larvaire et/ou adulte.

Imago : se dit d’un insecte au stade adulte après la mue imaginale.

Imagocide : désigne une substance utilisée pour la destruction d’insectes adultes.

Immunité : ensemble des mécanismes de défense d’un organisme vivant contre les agents

étrangers (antigènes), notamment infectieux ; étant d’un organisme protégé, par ces

mécanismes, contre une maladie donnée

Cycle gonotrophique: est la période entre deux repas de sang chez les moustiques femelles.

Lutte anti vectorielle : Dans son acception la plus large, elle désigne la lutte et la protection

contre les arthropodes hématophages (insectes et acariens), vecteurs d’agents pathogènes à

l’homme et aux vertébrés, et leur surveillance. Elle inclut la lutte contre les insectes nuisant

quand ces derniers sont des vecteurs potentiels ou lorsque la nuisance devient un problème de

santé publique ou vétérinaire.

Morphologie : fait référence à la taille, la forme et la structure d’organismes ou aux parties

du corps qui les constituent. Le terme anatomieest souvent utilisé à la place de morphologie,

du fait qu’elle étudie l’organisation et de la structure d’organismes.

Microsporidies: une division de champignonsparasites intracellulaires obligatoires,

appartenant au règne des Fungi. Il semblerait qu'ils soient génétiquement très proches des

ix

Eumycètes dont ils dérivent peut-être par adaptation au parasitisme et qui peuvent perturber le

développement des larves de moustiques.

Nymphe : forme que prend la larve après la dernière mue.

Protozoaire: être vivant unicellulaire, dépourvu de chlorophylle et se multipliant par mitose

ou par reproduction sexuée.

Sensibilité des vecteurs: aptitude des moustiques ou autres insectes vectrice d’une maladie à

réagir à des excitations externes ou internes (insecticides).

Sporozoïte : étape du cycle de vie du parasite du paludisme chez le moustique qui est capable

de produire une infection chez les hôtes humains (ou autres vertébrés). C’est donc le stade du

parasite du paludisme qui est infectant pour l’homme. Les sporozoïtes se trouvent dans les

glandes salivaires du moustique. La paroi cellulaire externe du sporozoïte est couverte d’une

protéine spécifique. Cette protéine est celle que l’on recherche en laboratoire pour déterminer

si un moustique est infectant (s’il est capable de transmettre le parasite du paludisme au

moment de la piqûre) ou non.

Vecteur: se dit d’un organisme (insectes) qui transmet un agent infectieux.

Zoophile: être vivant qui adopte une préférence pour les animaux.

x

LISTE DES FIGURES

Figure 1 : Situation mondiale du paludisme ............................................................................................. .. 3

Figure 2 : Présentation générale du cycle épidémiologique pour l’évolution du parasite Plasmodium ... .. 5

Figure 3 : Répartition des différentes espèces du complexe gambiae en Afrique .................................... .. 7

Figure 4 : Anopheles arabiensis (Aile, palpes et pattes) .......................................................................... . .8

Figure 5 : Cycle de développement d’An. arabiensis ............................................................................... 10

Figure 6 : Représentation graphiques de cinq sites d’étude .................................................................... 15

Figure 7 : Capture sur volontaire .............................................................................................................. 17

Figure 8 : Moustiquaire piège avec appât humain ................................................................................... 17

Figure 9 : Moustiquaire piège avec appât animal .................................................................................... 18

Figure 10 : Piège lumineuse ....................................................................................................................... 19

Figure 11 : Aspirateur et gobelets en carton pour capturer les moustiques ................................................ 19

Figure 12 : Captures des moustiques au repos dans un puit ....................................................................... 20

Figure 13 : Gites naturels ............................................................................................................................ 20

Figure 14 : Chasse matinale dans un étable ............................................................................................... 20

Figure 15 : Capture des moustiques adultes dans une ferme(CM) ............................................................. 20

Figure 16 : Mise en cage des moustiques pour l’élevage ........................................................................... 21

Figure 17 : Versement des œufs sur le vide et Rinçage .............................................................................. 22

Figure 18 : Chambre modifiée attachée au vide ........................................................................................ 22

Figure 19 : Rinçage et mise en éclosion dans un bac ................................................................................. 23

Figure 20 : Elevage des larves .................................................................................................................... 23

Figure 21 : Elevage en insectarium ............................................................................................................ 24

Figure 22 : Mise en place des moustiques femelles dans le tube d’observation ........................................ 25

Figure 23 : Mise en place du papier imprégné dans le tube d’exposition .................................................. 25

Figure 24 : Transfert des moustiques dans le tube d’exposition ............................................................... 26

Figure 25 : Exposition pendant 1 heure et contrôle du KD ................................................................... 26

Figure 26 : Prélèvement des résultats après 24 heures dans le tube d’exposition ...................................... 26

Figure 27 : Fluctuation de la densité mensuelle des Anophèles capturés ................................................... 29

Figure 28 : KD après 60 minutes d’An. arabiensis F1 au DDT 4% .......................................................... 31

Figure 29 : Le taux de mortalité (%) d’An. arabiensis F1 après 24 heures ................................................ 32

Figure 30 : Les TKD50 au DDT 4% d’An. arabiensis sauvage et d’élevage ............................................ 33

Figure 31 : Les TKD95 au DDT 4% d’An. arabiensis sauvage et d’élevage ............................................ 34

Figure 32 : Etat de sensibilité d’An. arabiensis sauvages et d’élevages face aux DDT, bendiocarb,

Propoxur et fenitrothion. ......... ................................................................................................................35

I. INTRODUCTION

Le paludisme figure parmi les principaux problèmes de santé publique dans le monde et

reste une importante cause de décès et de maladie dans la plupart des régions tropicales. La

maladie est reconnue être endémique dans 106 pays. En effet, l’OMS a estimé qu’il affecte

entre 300 et 500 millions de personnes dans le monde, avec 90% en Afrique

subsaharienne en 2003. En plus, le paludisme engendre des contraintes multisectorielles

sévères diverses au développement économique et constitue un important facteur

d’appauvrissement dans la plupart des pays où il y est prévalent. Parallèlement, les problèmes

économiques de ces pays limitent leurs ressources dans la mise en place de moyens de

prévention et de traitements efficaces dus à l’hétérogénéité de l’épidémiologie de la maladie

qui impose des stratégies différentes suivant les variations des écosystèmes locaux.

Madagascar se localise dans la région où la transmission du paludisme est persistante.

Actuellement, la majorité de la population malgache sont sous la menace de cette maladie. Il

représente la huitième cause de morbidité dans les centres de santé Publique. Sa transmission

met en jeu trois principaux acteurs notamment: le parasite Plasmodium: l’agent infectieux

pour l’homme, Anopheles qui est le principal vecteur et l’homme qui lui sert d’hôte définitif.

Le contrôle de la transmission du paludisme fait face à de nouvelles contraintes au cours

des dernières décennies avec l’apparition et la propagation de zones de résistance du parasite

aux antipaludiques et des vecteurs aux insecticides conventionnels utilisés (Moussa, 2008).

Ces situations limitent ainsi les méthodes disponibles applicables tant du point de vue

prophylactique que dans le contrôle vectoriel.

Les réservoirs du parasite restent la cible très important dans la maitrise de la

transmission de cette maladie. Actuellement, les Anophèles comptent parmi les plus

redoutables ennemis de l’espèce humaine. Ce genre Anopheles comprend environ 400 espèces

dont une soixantaine sont reconnues vectrices des maladies humaines (Bruce-Chwatt et al.,

1985).Ces vecteurs ont leurs propres biologies mais aussi par des compétences variées à

l’infection par les Plasmodiums. A Madagascar, 29 espèces d’Anopheles ont été identifiées,

dont le complexe Anopheles gambiae sl. qui figure parmi les vecteurs majeurs du

Plasmodium. An. arabiensis est l’un des principaux vecteurs du paludisme reconnus sur les

Hautes Terres Centrales.

Plusieurs méthodes peuvent être mises en œuvre dans la lutte anti vectorielle de cette

maladie. Leur efficacité repose sur la pratique et l’économie du pays cible. Actuellement, les

piliers de la lutte anti vectorielle se constituent de deux interventions: les pulvérisations intra

2

domiciliaires (PID) à effet rémanent et les moustiquaires à imprégnation durable (MID).

En effet, ces méthodes s'offrent à la fois comme préventives, peu onéreuses et se présentent

comme les plus efficaces dans la réduction du contact entre l'hôte et le vecteur. Chaque année

la synergie des PIDs et des MIDs utilisés en combinaison ou indépendamment permettent la

protection des milliers de décès infantiles de moins de cinq ans dans des nombreux pays de

l’Afrique y compris Madagascar (OMS, 2012). Ces méthodes se reposent sur l'utilisation

d'insecticides chimiques dans leurs constituants. Les plus utilisés et ayant obtenu des

qualifications du fait de leur innocuité évaluée appartiennent essentiellement à quatre classes

majeures d’insecticides à savoir : les organochlorés, les organophosphorés, les pyrethrinoïdes

et les carbamates (WHO, 2012). Mais la situation de la résistance des anophèles vecteurs face

aux insecticides varie d’une zone à l’autre, d’où la nécessité de savoir le statut de sensibilité

des vecteurs. En effet, les tests de sensibilité réalisés dans plusieurs régions de Madagascar et

aussi dans les Hautes Terres Malgaches ont montrés que la sensibilité d’An. gambiae sl. vis-à-

vis du DDT est en régression (Rakotondraibe et al., 2000; Ratovonjato et al., 2003).

Le contrôle en milieu urbain reste toujours un défi dans la lutte anti vectorielle du faite

de son aspect déjà complexe mais surtout avec ces variations de niveau de sensibilité des

différents vecteurs vis-à-vis des insecticides disponibles testés. Plusieurs facteurs

interviennent dans cette difficulté de contrôle en zones urbaines comme les facteurs

intrinsèques relatifs aux agglomérations, le comportement des vecteurs, circulation du parasite

et aussi la résistance parasitaire aux médicaments antipaludiques dans ces zones. D’où, la

compréhension de ces mécanismes est primordiale pour remédier aux différents échecs et

surtout pour aboutir à des moyens efficaces de lutte contre ce fléau. Il serait donc

indispensable d'acquérir une connaissance approfondie de la biologie et de l'écologie des

populations vectrices mais surtout de leur niveau de sensibilité vis-à-vis des insecticides

disponibles afin d’élaborer un programme de contrôle et de lutte efficace et à long terme.

L’objectif général de ce travail de recherche est de faire un suivi entomologique

sommaire, préliminaire et exhaustif qui assistera à l'élaboration de stratégies adéquates et

adaptés à une épidémie urbaine du paludisme. L'étude s'est donc axée sur: l’évaluation de la

densité anophèlienne de la zone urbaine de la région d’Analamanga et ses alentours,

l’évaluation de la sensibilité des moustiques vecteurs du paludisme dans ces zones et la

comparaison de l’état de sensibilité d’Anopheles arabiensis sauvage et de la génération F1

issue de l’élevage.

3

II. REVUE DE LA LITTERATURE

1. Le paludisme dans le monde et à Madagascar

Pour les anglophones, malaria est le terme désignant le paludisme. Malaria dérive du

mot « mal'aria

» qui veut dire mauvaise aire, alors que le terme paludisme du français vient

du latin «

palud »ayant pour sens marécage. La maladie est due au Plasmodium transmis par

la piqûre d’Anophèles femelle (du grec «A

» privatif et

« Opheles

» utile, autrement dit insecte

dénué d’utilité), provoquant des fièvres intermittentes chez l'homme.

La découverte de cette maladie en 1880 par Alphonse Laveran a été l’un des tournants

dans sa lutte. Cette découverte a été suivie par l’identification de son vecteur par Ronald Ross

en 1897 et de son cycle de développement complet chez l’homme et son vecteur (Fig. 2).

Le paludisme est encore la maladie mondiale la plus importante considérée comme une

priorité pour l'OMS tant par ses ravages directs que par ses conséquences socio-économiques

dues à une improductivité aboutissant progressivement à une sous-alimentation et au sous-

développement. Avec 300 à 500 millions de malades et 1,5 à 2,7 millions de décès recensés

annuellement (OMS, 2003), le paludisme demeure ainsi la parasitose tropicale la plus

importante. La figure suivante (Fig. 1) nous montre la situation mondiale du paludisme selon

les statuts épidemiologiques des pays et son endémicité dans les pays tropicaux.

Figure1 : Situation mondiale du paludisme (Source: UCSF, 2010)

Par exemple, sur le continent Africain, le plus touché, 80% des cas sont enregistrés en

Afrique subsaharienne. Affectant majoritairement les enfants de moins de cinq ans et les

4

femmes enceintes et constitue la première cause de mortalité de ces derniers avec plus d’un

million de décès infantiles par an (OMS, 2003).

A Madagascar, le cas le plus spectaculaire a été enregistré en 1895 avec un désastre

sanitaire majeur. Actuellement, cette maladie est surtout connue dans les régions côtières,

toute fois des cas épidémiques ont pu être enregistrés sur les Hautes Terres Centrales de

Madagascar connu sous le nom de « Bemangovitra

».

2. Les parasites

L’étude étiologique sur le paludisme montre qu’il existe 4 espèces plasmodiales,

parasites de l’homme: Pl. falciparum, Pl. malariae, Pl. ovale et Pl. vivax (Alphonse Laveran,

1880). Ce sont des protozoaires intracellulaires dont la multiplication est asexuée chez

l’homme et sexuée chez les Anophèles femelles vectrices. Parmi les quatre espèces

plasmodiales citées ci-dessus, Pl. falciparum est la seule espèce capable de provoquer un

paludisme grave souvent mortel. Les autres espèces se développent d’avantage dans le sang

périphérique et donne des formes moins graves.

2.1. Le cycle épidémiologique du Plasmodium

Le cycle épidémiologique du Plasmodium passe obligatoirement par les trois principaux

acteurs du paludisme :

- Cycle parasitaire chez l’anophèle femelle :

Lors d’un repas sanguin sur un individu porteur de gamétocytes. Les gamétocytes mâles

et femelles s’échappent rapidement de leur enveloppe érythrocytaire en se transformant

respectivement en micro-gamètes et en macro-gamètes. La rencontre des gamètes formés

pendant la gamétogenèse aboutit à la formation d’un zygote dans la demi-heure suivant la

piqûre. Le zygote se transforme en ookinète allongé et mobile puis en oocyste. Ce dernier

formera plusieurs sporoblastes, dans lesquels se formeront également des milliers de

sporozoïtes. Ces sporozoïtes perforeront la coque de l’oocyste avant de passer dans

l’hémolymphe pour arriver au niveau de glandes salivaires prêtes à être transmises au

prochain individu cible, c’est à ce niveau que les moustiques sont devenus infestantes.

- Cycle parasitaire chez l’homme :

Deux cycles sont observés chez l’hôte, dont le cycle exo-érythrocytaire et le Cycle

érythrocytaire.

La phase exo-érythrocytaire désigne le sporozoïte et le stade hépatique. Les sporozoïtes

mobiles se concentrent dans les glandes salivaires des anophèles vectrices, ils sont émis à

l’hôte lors d’une piqûre pendant le repas sanguin. Une fois injectés à l’homme, les sporozoïtes

atteignent le foie, où ils pénètrent dans les hépatocytes. Ils se transforment en trophozoïtes qui

5

est entouré d’une membrane plasmique appelé : le plasmalemme. Pendant une période de

réplication intense des trophozoïtes, il y aura formation de plusieurs milliers de mérozoïtes

hépatiques qui vont s’éclater dans la circulation sanguine.

C’est pendant la phase érythrocytaire que se manifeste la maladie. Après leur libération

dans la circulation, les mérozoïtes hépatiques vont rapidement envahir les érythrocytes et

initier le stade sanguin. Une fois entré, le mérozoïte va se transformer en anneau. A ce stade,

le trophozoite, apparaissent des grains de pigment dans le cytoplasme, qui résultent de la

dégradation de l’hémoglobine en hémozoïne. Ce trophozoïte forme un schizonte mature après

mitoses et qui éclate en rompant la membrane du globule rouge pour libérer les plasmodiums.

Ces derniers peuvent ensuite envahir d’autres érythrocytes et le cycle recommence.

Figure 2 : Présentation générale du cycle épidémiologique pour l’évolution du parasite

Plasmodium (Source: WHO/CDC/CPE/SMT/ Partie I ; 2002)

6

3. Le paludisme à Madagascar

Selon les zones de transmission, deux profils épidémiologiques du paludisme se distinguent:

- Une zone à paludisme stable, c'est-à-dire à transmission pérenne dans les zones

côtières. Dans ces zones, la population adulte a niveau d'immunisation naturelle acquise du

fait de la répétitivité des piqures infectante et du quasi permanent exposition au parasite.

Cependant, les enfants de moins de 5 ans et les femmes enceintes qui sont plus vulnérables.

- Une zone à paludisme instable, c'est-à-dire à transmission saisonnière prévaut sur les

hautes terres et dans la région australe du sud subdésertique. L’immunité acquise est faible, si

bien que toute la population reste «à risque

» et les épidémies peuvent survenir avec un fort

taux de mortalité. Son incidence peut atteindre son apogée habituellement après la saison des

pluies.

Géographiquement, sur les HTC, les vagues épidémiques ont eu pour foyers des

localités situées en proximité des marges Ouest et Nord des HTC ou dans les zones où le

paludisme est stable sur les marges de 800 à 1.000 m d’altitude, zones qui présentent pour sa

plupart de l’année des températures compatibles (25 à 30°c) avec la transmission de la

maladie. La transmission épidémique s’étend ensuite dans la zone à paludisme instable à

haute altitude (plus de 1.500m), où les températures sont généralement non compatibles avec

le cycle du paludisme et la transmission se limite ainsi durant la saison chaude et pluvieuse de

Novembre à Juin.

4. Les vecteurs du paludisme à Madagascar

Les vecteurs du paludisme sont des Diptères groupés dans le sous-ordre des

Nématocères et à la famille des CULICIDAE. Plus de 3450 espèces de moustiques sont

regroupée dans cette famille qui est divisée en trois sous familles suivante:

TOXORHYNCHITINAE, ANOPHELINAE et CULICINAE (Bruce-Chwatt et al., 1985).

Parmi ces sous familles, celle des ANOPHELINAE est regroupée dans 3 genres : Bironella,

Chagasia et Anopheles. Ce dernier regroupe 400 espèces, Les Anophèles sont les plus

importants sur le plan médical et surtout pour leur rôle dans la transmission du paludisme.

A Madagascar, seules quelques espèces d’anophèles participent à la transmission du

Plasmodium. Généralement, ce sont des espèces à durée de vie relativement longue, avec

un niveau d’anthropophile significatif. Quatre espèces Anophéliennes sont les principales

vectrices du paludisme dans la grande île : le complexe gambiae, An. funestus, An.

coustani et An. mascariensis. La présence à Madagascar de ces trois premiers vecteurs

est connue être liée au flux migratoire et peuplement de la grande île. Tandis qu’An.

mascariensis est endémique.

7

4.1. Le complexe gambiae

Les complexes d’espèces regroupent des espèces jumelles non différentiables à l’aide

de critères morphologiques connus quel que soit leur stade. Mêmes au sein d’un complexe,

des différences plus ou moins sensibles sont trouvés dans les comportements mais aussi dans

les aptitudes à transmettre la maladie. La taxonomie divise ce complexe d’espèces en sept

espèces morphologiquement identiques, ce sont : An. gambiae ss (Giles, 1902), An. arabiensis

(Patton, 1904), An. melas (Théobald, 1903), An .merus (Doenitz, 1902), An. bwambae

(White,1985), An. quadriannulatus A. (Théobald,1911) et An. quadriannulatus B.

(Hunt,1998). Elles sont identiques du point de vue morphologique mais différent sur le plan

génétique, biologique et comportemental.

An. melas, An. merus, An. bwambae, An. quadriannulatus A. et An. quadriannulatus

B., ont un rôle nul ou faible dans l’épidémiologie de la transmission du paludisme,

contrairement aux An. gambiae ss. et An. arabiensis.

Figure 3: Répartition des différentes espèces du complexe gambiae en Afrique (Coluzzi et al.,

2002)

4.2. Caractéristiques morphologiques

Les palpes lisses et à trois bandes pâles (Fig. 4, B et C). L’apicale, large, recouvre le

cinquième article et l’apex du quatrième. La médiane est étroite et n’atteint pas la moitié de

l’apicale, elle recouvre l’apex du troisième article et la base du quatrième. La basale est égale

8

à la médiane ; elle recouvre l’apex du deuxième article. Le thorax est brun clair ou gris. Les

écailles médianes sont de couleur crème et sont effilées et de largeur moyenne. Les ailes sont

à taches pâles jaunes ou crème (Figure 4, A) ; l’ensemble de l’aile est pâle avec une

interruption claire à la nervure 2. Les taches costales sont étendues. L’ornementation de l’aile

est variable. La frange alaire est tachée de pâle aux points d’aboutissement des quatre

dernières nervures. Les fémurs, les tibias et le premier article des tarses sont plus ou moins

tachetés (Figure 4, D, E et F), mais rarement annelés. L’apex des tibias présente une bande

étroite claire. Aux tarses antérieurs et moyens, l’apex du premier et du quatrième article,

l’apex et la base du deuxième et du troisième article portent une étroite bande pâle. Les tarses

postérieurs sont semblables, mais les taches claires manquent parfois aux deuxième et

troisième articles. Le cinquième est complètement sombre. L’abdomen est brun clair. Il est

couvert de soies et le huitième tergite porte parfois des écailles qui débordent sur le septième

(Grejbine, 1966).

A : Aile; B : palpe du mâle ; C : palpe de la femelle

D : Patte antérieure ; E : patte moyenne ; F : patte postérieure

Figure 4: Anopheles arabiensis

9

4.2.1. Anopheles arabiensis

C’est une espèce dont le développement larvaire est dulçaquicole. Il est concentré dans

les régions de savane sèche de faible pluviométrie avec une altitude inférieure à 1000 m

(Coluzzi et al., 1979). Cette distribution est expliquée par l’adaptation de l’espèce aux milieux

de vie sèche ou arides. An. arabiensis ne colonise pas les habitats forestiers humides, mais sa

présence dans les zones de forêt humide de l’Afrique de l’Ouest est due au transport passif et

à une adaptation secondaire à un milieu modifié par l’homme en zone de savane (Coluzzi et

al.,1979). Les œufs et les larves d’An. arabiensis ne supportent la dessiccation que pendant

quelques heures (Ramsdale et Fontaine, 1970 a et b). Les gîtes larvaires sont plus adaptés aux

régions rizicoles. L’espèce est zoophile mais son comportement trophique dépend de la

disponibilité de l’hôte présent. En effet, An. arabiensis pourra avoir un taux d’anthropophilie

élevée ce qui traduit un important contact entre homme et vecteur, c’est ainsi que sa

capacité vectorielle au paludisme est très élevé.

4.2.2. Cycle biologique

La reproduction d’Anopheles nécessite un repas de sang pour le développement

folliculienne et ovarienne. Le cycle gonotrophique est observable à partir de l’engorgement

pour le nouvel hôte qui va durer de 42 à 72 heures en moyenne. Les femelles gravides

pondent isolement ses œufs à la surface des mares. Au bout de 1 à 2 jours, des larves

aquatiques sortent de ces œufs. La première mue apparait pour donner des larves du

deuxième stade (0,5mm). Et la larve du troisième stade avec une longueur d’environ 1 cm

apparait après la deuxième mue. A la quatrième mue larvaire fait suite une nymphe ou pupe

à avant corps globuleux, prolongé par un abdomen en forme de virgule. Cette nymphe respire

par une paire de petits cornets creux : les cornes ou trompettes respiratoires, mais elle ne se

nourrit pas. Les nymphes nagent par saccades au moyen de flexions abdominales, elles se

déplacent en frappant l’eau avec leurs nageoires caudales. La durée du stade larvaire est

variable selon les conditions de température du milieu, mais en générale elle est de 15 jours à

3 semaines. La nymphe après l’émergence donne un adulte ailé qui, après un accouplement et

un repas sanguin, pond et le cycle recommence. La plupart des Anopheles ne s’éloignent

guère de leur lieu de naissance ; mais parfois ils se laissent entraîner par les vents ou

transporter à grande distance en automobile, en bateau ou en avion. Les mâles meurent

rapidement après l’accouplement tandis que les femelles vivent un mois au maximum. Seules

les femelles piquent ; les albumines du sang conditionnent la ponte. Quant aux mâles, ils sont

végétariens (Doucet, 1949).

10

Figure 5 : Cycle de développement d’An. arabiensis (Image auteur)

4.2.3. La compétence et capacité vectorielle

La compétence vectorielle est la proportion des piqûres d’anophèles infectés réellement

infectant c'est-à-dire les vecteurs infectés capable d’être infectant et transmettre l’agent

infectieux à l’hôte. Elle aboutit au dégrée de coadaptation du couple vecteur- agent infectieux

dans un écosystème donné. Elle est donc spécifique pour un couple Plasmodium/moustique

donné. Ainsi, An. arabiensis peut être permissif pour une espèce de Plasmodium et réfractaire

pour une autre (Rajaonarivelo et al., 2004).

La Capacité Vectorielle d’une population de vecteurs est le nombre d’inoculations

attendues, par jour à partir d’un cas humain infecté, en contact avec une population

anophélienne. Elle mesure le potentiel de transmission de paludisme. Son calcul est basé sur

la formule de Garretjone, dérivée des travaux de Macdonald:

m.a = densité des femelles agressives capturées au cours de chaque séance de capture

nocturne, exprimée en nombre de piqûres par homme et par nuit.

a = fréquence journalière de piqûres humaine (nombre de repas/femelle/jour)

p= taux quotidiens de survie estimés à partir des taux de parité

n= de la durée du cycle sporogonique du parasite

11

Cette formule permet de prendre en compte tous les paramètres impliqués dans

l’aptitude des anophèles à être infectés et à transmettre le paludisme. Les résultats d’indice de

capacité vectorielle sont donc basés sur les résultats des analyses de repas de sang faits par

les anophèles femelles, dans le cadre de l'évaluation du risque sanitaire lié à l'importation de

souches plasmodiales, il existe un risque de transmission du paludisme lorsque la valeur de

l'indice de capacité vectorielle est supérieure ou égale à 1 ; avec An. arabiensis sur la HTC, ils

varient de zéro à 1,74 et n'atteint le seuil que pendant la saison des pluies c'est-à-dire du

Novembre au Mars (Rabarison et al., 2000). Les facteurs influençant ces deux paramètres

sont : la présence des hommes infectés, infectants et la susceptibilité ; la présence du vecteur

avec le degré d’anthropophilie, la densité et l’infectivité et aussi les conditions écologiques

adéquates.

5. Lutte antipaludique

L’élaboration des stratégies de lutte est basée sur des études entomologiques et

épidémiologiques. En effet le contrôle de la transmission du paludisme repose sur 2 principes.

Ces deux principes ciblent les différents acteurs dans le cycle de transmission du parasite, ce

sont :

- La prophylaxie humaine et le control des parasites

- Le control vectoriel

5.1. La prophylaxie humaine et le control des parasites

5.1.1. Les médicaments anti paludéens

L’utilisation des médicaments anti paludiques c’est l’une des bases du contrôle du

paludisme. Mais si le paludisme persiste c’est que l’efficacité de ces traitements n’est pas

optimale. Il y a donc une pharmaco -résistance aux médicaments antipaludiques accessibles et

largement utilisés dans le monde. Ce qui rend ces médicaments inefficaces et entraine une

augmentation considérable des taux de morbidité et de mortalité dû au paludisme. Le

nouveau traitement utilisable en ce moment est les combinaisons thérapeutiques à base

d’Artémisinine destiné à remplacer les anciens médicaments (WHO, 2006). Mais ces

médicaments restent peu accessibles dans certains pays (Mutabingwa, 2005). Et les

médicaments efficaces existants actuellement ne dureront pas très longtemps car les parasites

possèdent une grande aptitude à développer une résistance aux médicaments (Afonso et al.,

2006).

12

5.1.2. La chimioprophylaxie

A nos jours, aucun vaccin contre le paludisme n’est efficace. Par conséquent, seul la

chimio prophylaxie est utilisée pour les gens dans les pays concernés. Ils suivent un

traitement préventif intermittent, basé sur l’administration de médicaments curatifs. Et les

problèmes rencontrés rejoignent ceux que l’on a évoqué pour les médicaments curatifs

(Pacqué, 2004).

6. Le control des vecteurs

La lutte anti vectorielle a été développée suite à la découverte de Ross sur le rôle des

anophèles sur la transmission du paludisme. Elle constitue une importante composante de la

stratégie mondiale de lutte contre le paludisme de l’Organisation Mondiale de la Santé. Elle

demeure le moyen le plus efficace pour prévenir la transmission du paludisme. Elle est basée

sur des mesures visant à réduire le contact homme-vecteurs et à réduire la densité des

moustiques au stade infectant. Si ces mesures sont mises en place correctement, la

transmission du parasite est réduite, ainsi que le nombre de cas de paludisme. En effet, la lutte

contre les vecteurs du paludisme repose essentiellement sur l’élimination des larves et la lutte

contre les imagos.

6.1. La lutte contre les anophèles au stade larvaire

Cette méthode est axée sur la destruction des gîtes larvaires par élimination directe des

populations d’anophèle au stade larvaire.

- Méthodes physiques : Elle consiste à la réduction des sources de gîtes par

assèchements, drainages, aménagements agricoles, assainissement de l’environnement et la

limitation des gîtes péri domestiques fabriquées par l’homme.

- Méthodes chimiques : Le Vert de paris fut le premier larvicide qui a montré son

efficacité contre les Anophèles au Brésil, en Egypte et aux Indes où il a été utilisé sous forme

de pastilles (16,8 kg/ha) ou en poudre (840 g de matière active/ha) (Barber et al.,1921 ;

Shousha 1949 ; Soper et al.,1947 ; Vittal et al., 1981). Après la seconde guerre mondiale, le

D.D.T. a été utilisé (224 g/ha) mais son utilisation fut abandonnée par suite de son

accumulation dans les chaînes alimentaires (Harrison, 1978). Le fénithrotion (224 - 336 g/ha)

et le pyrimiphos - méthyl (18 à 80 g de matière active/ha) ont été utilisés contre les larves

d’Anophèles dans la région de Moscou et d’Anopheles saccharovi dans les régions

méridionales de la Russie (PNUE URSS, 1982). Le larvicide le plus utilisé est le téméphos

avec une rémanence de 16 jours. Il est utilisable contre An. arabiensis en milieu rural avec

une dose de 50 g/ha.

13

- Lutte biologique: Des insecticides d’origine bactérienne, Bacillus thurigiensis ont été

très efficace contre les larves d’Anophèles mais avec une courte rémanence (Hougard et al.,

1983 ; Ravoahangimalala et al.,1994). Il y a aussi les poissons larvivores comme : Gambusia

affinis et Oreochromis sp.

6.2. Lutte contre les anophèles au stade adulte

- Méthodes physiques: Ces méthodes proposent la protection individuelle et familiale

par la réduction du contact homme - vecteur. A cet effet, des substances répulsives ont été

utilisées, qui sont d’origine naturelle (citronnelle, eucalyptus) ou de synthèse (diméthyl -

phtalate, diethyltoluamide). Ces produits ont été employés en imprégnation sur des vêtements

ou en étalement direct sur la peau. Actuellement, la protection des individus repose sur

l’utilisation de moustiquaires imprégnées de pyréthrinoïdes de synthèse, perméthrine et

deltaméthrine (Rozendaal et al., 1989).

- Méthodes chimiques: Les insecticides à effet rémanent ont été principalement utilisés

pour la lutte anti vectorielle depuis 1939, année de la découverte des propriétés insecticides

du D.D.T. par Muller. Le D.D.T. fut remplacé par d’autres produits mais il s’avère encore être

efficace dans certains pays où la résistance n’a pas été encore observée, comme sur les hautes

terres de Madagascar (Rabarison et al.,1997). Le D.D.T., a été remplacer par les carbamates

tels que le propoxur et le bendiocarb; les pyréthrinoïdes tels que la perméthrine, la

deltaméthrine (Mouchet, 1980) et les organophosphorés tels que le malathion (2g/m2) (Najera

et al.,1967 ; Rawlings et al.,1983), le fénothrion (Smith et Hockins 1963 ; Fontaine et

al.,1978), le pyrimiphos - méthyl (Rishikesh et al.,1977).

7. Les mécanismes de résistance des vecteurs aux insecticides

Par définition, c’est la capacité d’une population d’insectes à tolérer des doses

d'insecticides qui seraient létales pour la majorité des individus dans une population normale

de la même espèce (OMS, 2004 b). Chez les insectes, plusieurs types de mécanismes de

résistance peuvent être observé et répartis en trois types principaux: les modifications

physiologiques, biochimiques et comportementales.

7.1. Les mécanismes de la résistance physiologique

Ce mécanisme de résistance se manifeste par une diminution de la pénétration ou par

une augmentation de l'excrétion des insecticides (Haubruge et al., 1998). Elle touche

principalement les organes et les tissus. En effet, pour atteindre leurs cibles moléculaires, les

insecticides pénètrent à l'intérieur des insectes en traversant soit au niveau de la cuticule, soit

par les parois du tube digestif. Ceci se fait avec une vitesse variable selon la toxicité des

14

molécules et aussi de l'espèce. Si la cinétique de pénétration est suffisamment lente,

l'insecticide pourra être dégradé par les systèmes de détoxication et aura peu d'effet sur

l'insecte (Haubruge et al., 1998).

7.2. Les mécanismes de la résistance biochimique

Ce mécanisme consiste en une augmentation de l'activité enzymatique des systèmes de

détoxication et en une diminution de l'affinité des sites d'action vis-à-vis des insecticides

(Haubruge et al., 1998). La détoxication des insecticides chez les insectes se traduit le plus

souvent par une perte de l'activité des produits avec un développement du phénomène de

résistance. Quatre types d'enzymes participent à ce processus: les cytochromes P450, les

glutathion-S-transférases(GST), les hydrolases (estérases) et les oxydases. En plus, il y a aussi

la modification des cibles car la plupart des insecticides de synthèse agissent sur le système

nerveux de l’insecte et ses afférents, par conséquent leur inaptitude à agir sur celui-ci

conduirait à la résistance.

7.3. Les mécanismes de la résistance comportementale

La résistance comportementale des vecteurs c’est l’aptitude des moustiques à éloigner

ou éviter le contact avec les produits toxiques. Pour éviter le contact avec l’insecticide ils

adaptent des catégories de mécanismes comportementaux suivants : la résistance associée à la

mobilité de l'insecte et la résistance associée à l'immobilité de l'insecte. Dans ces deux

mécanismes, l'insecte peut se déplacer pour fuir l’environnement où il y a des substances

toxiques mais aussi de réduire ses activités locomotrices. L'irritabilité du DDT des Anophèles

entraînent un comportement de fuite ou d'évitement, de sorte que les vecteurs ont tendance à

quitter les maisons traitées avant d'avoir absorbé la dose létale (Darri et et al., 2002).

15

III. MATERIELS ET METHODES

1. Sites d’investigation

Les zones d’études sont situées dans la partie Sud-Est de la région Analamanga. Ces

zones possèdent quatre saisons annuelles, bien définies par leurs caractéristiques particulières.

Du point de vue administratif, cette région englobe la presque totalité de l’ex-province de

Tananarive et une partie de l‘ex-province de Fianarantsoa. (Randriamanantena, 1985). La

région des Hauts-Plateaux se situe entre les latitudes de 18° à 21° 30’ et les longitudes est de

46°15’ à 47°45’ (Lacan, 1953). Quelques quartiers qui se répartissent dans différents

arrondissements ont été prospectés: Ankatso, Androhibe, Ambohipo, Andoharanofotsy et

Nandihizana Carion.

Figure 6 : Représentation graphiques des cinq sites d’étude (Photo : Auteur)

Les sites ont été choisis avec une distance au moins de 4 km entre chaque site de

capture afin que les spécimens collectés proviennent des biotopes différents pour avoir des

résultats fiables pendant toutes les recherches.

Selon l’appartenance de ces cinq sites d’études, ils ont été regroupés en trois zones :

- La zone urbaine : Ambohipo et Ankatso, ce sont des zones urbanisés, situés à 1200

m d’altitude et se trouvent toujours dans la partie sud Est de la capitale. Ils font parties du 2ème

arrondissement de la commune urbaine d’Antananarivo. En général, ils présentent des rizières

16

qui, dans sa partie supérieure, sont bordées par des champs de maniocs et de légumes. Les

riziculteurs y pratiquent également la riziculture inondée et les autres cultures maraîchères.

- La zone péri-urbaine : deux sites localisés à la périphérie de la capitale ont été choisis :

Androhibe et Andoharanofotsy, ce sont des zones moyennement urbanisés avec une altitude

environ 1275 m. Ils sont bordés par des champs de légumes, des cressonnières et des rizières.

Les agriculteurs de ce site pratiquent la riziculture inondée.

- La zone extra-urbaine : trois Fonkotany ont été prospectés à Nandihizana Carion, ils

sont situés à 1382 m d'altitude et se trouve à 36 km de la route nationale II à l’est

d’Antananarivo dans le district de Manjakandriana. Les agriculteurs de ce site pratiquent aussi

la riziculture inondée, une fois par an. Une méthode de rotation des cultures s’est obtenue

selon la saison. Tels que pendant la saison pluvieuse, ils ont cultivés du riz (repiquage de

septembre à octobre, récolte d’avril à mai) ; pendant la saison froide et sèche de mai à juillet,

ils ont faits de la culture de cresson et des légumes dans les rizières. Tandis que les autres

rizières non cultivées sont recouvertes par des plantes aquatiques.

2. Suivi et collecte des moustiques sur terrain

Cette étude a été effectuée du mois d’octobre 2014 jusqu’à la fin du mois de février

2015. Dans chaque site d’études, les captures ont été effectuées dans différents gîtes de repos

que ce soit le matin ou le soir. Parmi ces gîtes, les étables, les écuries, les porcheries et les

poulaillers ont été prospectés. Par ailleurs, les talus et les troncs d’arbres constituaient aussi

des gîtes résiduels d’Anopheles ainsi que les gites larvaires. Des séries de méthodes ont été

mises en place pour le suivi des densités des vecteurs dans les différents sites. Et la méthode

de suivi ci-dessous a été appuyée par d’autres méthodes de collecte afin de relever le

pourcentage de moustiques capturés nécessaires aux différents tests de sensibilité aux

insecticides et aux élevages.

2.1. Chasse nocturne

2.1.1. Captures directes sur appâts humains

Les moustiques femelles agressifs nocturnes ont été capturés soit à l’intérieur soit à

l’extérieur des habitations servant de dortoirs aux habitants de chaque site d’étude. Ces

captures se sont déroulées de 18 heures à 6 heures du matin où sont placés des hommes

volontaires servis en même temps comme appâts et se relaient un par un tous les deux heures.

Ils ont vérifié en permanence la présence possible de moustiques venant se gorger sur ses

jambes mises à nues jusqu’aux genoux à l’aide d’une tube à hémolyse et de la torche.

17

Figure 7: Capture sur volontaire (Photo : auteur)

2.1.2. Capture dans les moustiquaires pièges avec appât humain

Deux moustiquaires sont disposées l’une dans l’autre dans une chambre à coucher pour

éviter les risques à la personne servie comme appât. La première moustiquaire a été fixée

autour du lit de camp pour protéger la personne qui a servi comme appât. Le bas de la

deuxième moustiquaire est tendu et fixé à des piquets de manière à rester à 30 cm du sol. Au

coucher du soleil, entrer dans le piège, s’allonger sur le lit et régler le réveil pour qu’il sonne

après une heure de la mise en piège. Et lorsque le réveil sonne, tous les moustiques piégés

sont récoltés.

Figure 8: Moustiquaire piège avec appât humain (Photo : Auteur)

2.1.3. Capture à l’aide de moustiquaire piège avec appât animal

La moustiquaire piège (Fig.9) est un peu semblable à celle avec un appât humain. Cette

méthode est utilisée à l’extérieur et une moustiquaire piège avec un animal (Zébu) comme

appât placée près de l’endroit où l’animal passe habituellement la nuit. Placer l’animal dans le

piège au coucher du soleil vers 17 heures. La vache doit être convenablement attachée pour

éviter qu’il ne se libère et n’endommage la moustiquaire ou ne se blesse. La cage est

18

recouverte d’une moustiquaire qui laisse un passage de quelques centimètres au dessus du

niveau du sol servant de porte d’entrée aux moustiques attirés par les odeurs de l’animal

appât. Les moustiques, une fois attirés dans la cage, vont se gorger sur l’animal. Elles sont

capturées sur la voile et la séance de capture se fait toutes les trois heures avec un aspirateur à

bouche.

Figure 9 : Moustiquaire piège avec appât animal (Photo : Auteur)

2.1.4. Captures à l’aide de pièges lumineux «CDC Miniature light trap

»

Le piège lumineux CDC (Fig.10) est formé d’une cellule constituée d’un cylindre en

plastique dans lequel se trouve un moteur portant à ses extrémités une hélice et une ampoule

électrique. Le moteur est alimenté par une batterie fournissant un courant continu. L’extrémité

inférieure du cylindre est reliée à un filet moustiquaire à l’intérieur duquel pend un sac

plombé. L’extrémité supérieure est recouverte d’un grillage qui empêche l’entrée d’insectes

de grande taille pouvant être des prédateurs de moustiques. Les sources lumineuses peuvent

être blanche ou à ultra-violet, attirant les moustiques qui sont aspirés par un ventilateur vers

une boîte de réception. Les CDC sont placés :

- à l’intérieur des maisons où les dormeurs sont sous moustiquaires non

imprégnées,

- à l’extérieur des maisons près des parcs à zébus ou en bordure de gîtes larvaires.

De ce fait, la lumière et les odeurs dégagées, combinées au gaz carbonique produit par

les animaux, attirent les moustiques qui sont piégés par le ventilateur qui les aspire à

l’intérieur du filet.

19

Figure 10 : Piège lumineux CDC (Photo : Auteur)

2.2. Chasse matinale

2.2.1. Capture avec de l’aspirateur à bouche

Il suffit d’aspirer tous simplement les moustiques avec un tuyau (Fig.11 A) muni d’un

gobelet en carton qui sert à recevoir les moustiques capturés. Chaque gobelet comporte les

mentions suivantes : l’heure, la date, le lieu de capture, le type de gîte et le nom du captureur.

La limite maximale du nombre des moustiques dans chaque gobelet est de 25 pour éviter les

chocs entre eux. Cette méthode de capture a été choisie pour faciliter les captures, et aussi

pour avoir des moustiques intacts afin de ne pas rendre difficile l’identification de l’espèce

collectée. Les moustiques capturés le matin sont gardés à l'obscurité à une température et

une humidité convenables. Un morceau de coton est trempé dans une solution à 5-8% de

sucre et déposé sur le treillis moustiquaire du gobelet. Et les gobelets (Fig.11 B) contenant

des moustiques sont mis en position verticale dans la glacière.

Figure 11: A. Aspirateur à bouche; B. Gobelet en carton (Photo : auteur)

Cette technique de captures est effectuée intensivement pour obtenir le maximum des

moustiques sauvage à tester. Les chasses sont faites dans des étables, dans des gites naturels

ou artificiels comme les puits, dans des maisons en construction et non habitées là où les

moustiques se reposent. Les moustiques capturés à l’aide d’un aspirateur sont mis dans une

glacière pour garder quelques temps avant le transport.

20

1.Captureur,2.Gite résiduel,3. Aspirateur à bouche

Figure 12: Captures des

moustiques au repos dans un

puits (Photo : auteur)

Figure 13: Gites naturels

(Photo : auteur)

Figure 14 : Chasse matinale dans

un étable (Photo : auteur)

1. Captureurs, 2.Aspirateur à bouche, 3.Torche

Figure 15: Capture des moustiques adultes dans une ferme (CM) (Photo : auteur)

3. Identification des espèces de moustiques adultes capturés et sélection d’An.

arabiensis

L’identification morphologique est utilisée avec les moustiques collectés pour faire les

triages. Sous la loupe binoculaire, le spécimen vivant dans chaque tube à hémolyse a été

déterminé un à un en se servant de la clé de détermination des Anophelinae malgaches

(Grjebine, 1966) dont la lecture aboutit à la découverte du nom de l’espèce d’Anopheles

(Annexe III). Une partie d’An. arabiensis adultes collectés ont été testés directement sur

terrain après identification et d’autres sont transportés jusqu’au laboratoire pour l’élevage.

4. Le transport des adultes collectés et conservation sur le terrain

Certaines précautions ont été prises pour les maintenir en bonne forme dans les

gobelets si les moustiques devront séjourner quelques temps sur le terrain et être gardés

vivants pendant le transport: des morceaux de coton sont trempés dans une solution à 5-8 %

21

de sucre, exprimer l’excès de solution sucrée et placer le coton sur le treillis moustiquaire des

gobelets, ensuite placer les gobelets contenant les moustiques doivent être en position

verticale dans la mallette isotherme et enfin pour éviter les chocs pendant le transport, des

matériaux de remplissage comme les journaux ont été placés dans les gobelets.

5. Elevage des souches d’An. arabiensis en insectarium

La réalisation de notre objectif spécifique qui est l’évaluation et la comparaison de

l’état de la sensibilité d’Anopheles arabiensis sauvage et de la génération F1 aux insecticides

ne peut s’obtenir que par leur élevage en insectarium après sélections des souches.

5.1. Insectarium

L’élevage des moustiques a été effectué au Laboratoire du DLP à Androhibe

Antananarivo. Au DLP l’insectarium est composé de deux grandes pièces, l’une pour

l’élevage des anophèles adultes et l’autre pour l’élevage des différents stades préimaginaux.

Chaque pièce possède un thermohygromètre, permettant d’enregistrer la température et

l’humidité relative des pièces qui est maintenu à 27°c et à 70%. Dans la pièce spécialisée

pour les stades préimaginaux la photopériode est maintenue jusqu’au soir grâce à l’une des

côtés du mur en vitre épais.

5.2. Mise en cage

Les souches d’An. arabiensis maintenue en élevage a été rapportée des différents

endroits. Les femelles et mâles adultes ont été gardés ensemble dans une cage de 30 cm de

côté et l’une des faces comporte une ouverture pourvue d’un manchon par lequel le

manipulateur a effectué les diverses manipulations.

1.Etiquette, 2. Pondoirs,3. Drap noir

Figure 16 : Mise en cage des moustiques pour l’élevage (Photo : auteur)

5.3. Nourrissage des imagos

Les mâles ont été nourris avec du coton imbibé de jus sucré 5% suspendu avec un fil à

l’intérieur de la cage d’élevage. Un lapin rasé sur la partie ventrale a été systématiquement

22

offert comme repas de sang aux femelles adultes quelques jours après leur émergence et leur

accouplement; leur engorgement a été effectués pendant trois heures et est effectué tous les

trois jours.

5.4. Mise en ponte, collecte et préparation des œufs

Les œufs ont été pondus sur du papier Whatman dans des ovitraps. Le nettoyage des

œufs pondus à l’eau de Javel (1%) était l’étape suivant 24 heures après la mise en place des

pondoirs. Beaucoup de laboratoires ont découvert que le nettoyage de la surface des œufs

avec de l’eau de Javel était une procédure habituelle utile pour minimiser le développement

des microsporidies. La méthode suivante décrit une méthode pour « stériliser la surface des

œufs » et permet à des œufs concentrés sur un disque de papier filtre le transport ou le

stockage pendant quelques jours.

Les adultes ont été enlevés de la surface avec des forceps et avec un appareil de

filtration (Un entonnoir de Buchner est une option, mais faire attention de nettoyer

soigneusement s’il est utilisé pour plusieurs stocks car il y aura une « fuite » tout autour du

bord du papier). Des papiers filtres de forme arrondie centré sur la plate-forme avec le vide

appliqué. Avec de l'eau stérile la surface du papier a été mouiller et assurer toujours que le

papier filtre est tenu solidement par le vide. Ensuite, nous avons versé lentement eau/œufs au

centre du disque afin que les œufs ne se répandent pas en dehors de la dépression et le vide

est enlevé après.

Ajouter la solution d'eau de Javel dans toute la dépression et tremper les œufs jusqu'à

1minute 30 secondes. Les œufs couverts de l’eau de Javel fixé sur le papier doivent être rincés

deux fois avec de l’eau jusqu'à ce qu’assez d'eau reste en surface pour garder les œufs

humides sans leur permettre de « fuir » sur les côtés du papier. Les œufs peuvent être stockés

typiquement dans un récipient humide sur du papier filtre jusqu'à 24 heures avant de les

lâcher pour l’éclosion.

1. Eau de Javel, 2. Papier filtre, 3. Pissette, 4. Entonnoir de Buchner, 5. Œufs

Figure 17 : Versement des œufs sur le vide et

Rinçage

Figure 18 : Chambre modifiée attachée

au vide

23

1. Bac, 2. Papier filtre, 3. Pissette

Figure 19: Rinçage et mise en éclosion dans un bac

5.5. Mise en éclosion dans les bacs

Les œufs ont été mis dans des bacs d’eau pour éclosion qui contient déjà de levure à

une concentration finale de 0,02% (300 ml d'eau et 3 ml d’une 2% p/v de solution de levure).

Elle est diluée dans une faible quantité d’eau et versée dans les bacs en proportion variable

suivant leur nombre et le stade larvaire. Les larves ont été nourries avec de la croquette des

chats mixé en poudre riche en protéines et en substances minérales. Pour 100 larves de stade

I et II, 20 mg de poudre sont donnés par 24 heures, alors que 50 mg sont nécessaires pour les

deux derniers stades avant la mue nymphale. Les pupes ont été recueillies dans des cuvettes et

placées dans des cages en attendant leur émergence. Les bacs sont clairement étiquetés avec

le nom de la souche et la date de l'éclosion.

Figure 20: élevage des larves (Photo : auteur)

5.6. Emergence des adultes et sélection des moustiques pour les tests

A l’émergence, les femelles nullipares âgées de 3 à 12 jours ont été séparées de

l’ensemble des adultes. Elles sont destinées directement au test. Alors que les autres restants

sont servis de souches parentales de l’espèce pour les futures générations. Il est à noter que

les tulles des cages et les bacs d’élevage sont systématiquement lavés et désinfectés après

chaque cycle d’élevage.

24

1. Chauffage, 2. Cuvette (eau), 3. Thérmohygromètre, 4. Drap noir, 5. Cage, 6.Support,

7.Etiquette

Figure 21 : Elevage en insectarium (Photo : auteur)

6. Tests de sensibilité

6.1. Les insecticides disponibles utilisés

Dans cette étude, quatre types d’insecticides appartenant à 3 familles différentes

(Organochlorés, Organophosphorés et Carbamates) fournis par l’OMS ont été utilisé :

- Les organochlorés: Le DDT 4%

- Les organophosphorés : Le fenitrothion 1%

- Les carbamates: Le bendiocarb 0.1%

et

le propoxur 0.1 %

6.2. Tests de susceptibilité des moustiques adultes

Deux séries de tests ont été effectuées, l’une sur les moustiques femelles sauvages issus

des collectes sur terrain et l’autre sur les générations F1 obtenus quelques jours après

l’émergence.

La méthode OMS standard consiste à mesurer le taux de mortalité observé (MO) des

femelles d’anophèles d’une espèce connue, exposées dans des tubes spéciaux, à des papiers

filtres imprégnés avec une concentration létale d’un insecticide dissous dans de l’huile

minérale. La plupart des tests de sensibilité ont été effectués au laboratoire du DLP Androhibe

pour les sites près de la Capitale, tandis que pour les zones aux alentours sont effectués

directement sur terrain selon le protocole standard de l’OMS.

6.2.1. Tests de sensibilité des souches d'Anopheles arabiensis

6.2.1.1. Le kit OMS

Dix tubes cylindriques en plastique transparent sont utilisés dont 5 tubes d’observation

marqués en vert et 5 tubes d’exposition marqués en rouge y compris les tubes témoins.

25

Chaque tube d'observation et d'exposition mesure 125 mm de long et 45 mm de diamètre.

Des papiers de contrôle de couleur blanche sont placés dans les tubes d’observation tandis

que dans les tubes d’exposition il y a des papiers filtres imprégnés d'insecticide qui mesure

15x12 cm tous les deux. Ces papiers sont retenus contre la paroi par un anneau d'argent dans

les tubes d’observations tandis que chaque tube d'exposition est pourvu de papier imprégné

d'insecticide retenu également contre la paroi par un anneau de cuivre. Chaque tube comporte

1 manchon fileté aux 2 extrémités, traversé perpendiculairement à leur axe d’une plaque

coulissante percée d’un orifice de 20 mm de diamètre. Chaque kit comporte également un

dispositif aspirateur à bouche servant à transférer les moustiques dans les tubes

d’observation.

6.2.1.2. La conduite des tests

- Mise au repos :

Des groupes de 20 à 25 moustiques femelles ont été introduits dans chaque tubes OMS

tapissées de papier filtre sans insecticides.

Figure 22: Mise en place des moustiques femelles dans le tube d’observation (Photo : auteur)

- Exposition :

Et après une heure de repos, les spécimens ont été enlevés et ont été transférés dans les

tubes d'exposition tapissés de papiers imprégnés d'insecticide (ou de papier contrôle pour les

témoins).

L'exposition dure 60 minutes au cours desquelles le nombre de moustique qui tombe

sous l'effet de choc « Knock Down» (KD) de l'insecticide est noté à intervalle de 5, 10, 15,

20, 25, 30, 40, 50 et 60 minutes. Les TKD sont obtenus à partir de la lecture de courbes de

régression du pourcentage de moustiques choqués en fonction du temps (5, 10, 15, 20, 25,

30,40, 50 et 60 minutes) sur des papiers semi logarithmiques. L'analyse des TKD apporte

plus d'information sur l'apparition précoce de la résistance. L'augmentation des TKD peut se

26

traduire par une apparition de résistance précoce, alors que l’apparition de la résistance seule

le taux de mortalité après 24 heures peut le déterminer (Bobanga., 2009).

Figure 24: Transfert des moustiques Figure 25: Exposition pendant 1 heure et

dans le tube d’exposition (Photo : auteur) contrôle du KD (Photo : auteur)

- Observation :

Apres 60 minutes d'exposition, les moustiques ont été retransférées dans les tubes

d'observation. Ainsi, ils ont reçu une solution de sucre sur un bout de coton hydrophile dans

la salle d’élevage. Les tests se sont déroulés à la température entre 23 à 27°c et à 70 - 80%

d’humidité relative. Les résultats sont obtenus après 24 heures dans des conditions optimales

d’exposition. A la fin de cette période les moustiques incapables de se déplacer sont comptés

comme morts (Chandre et al., 1999).

Figure 26: Prélèvement des résultats après 24 heures dans le tube d’exposition (Photo : auteur)

6.2.2. Les critères de validation des tests

A la lumière de nouvelles connaissances et du besoin de l'action prompte de parer la

diffusion de la résistance parmi dirigez les populations, conseils sur interpréter les résultats

27

de l'OMS que l'essai biologique a été mis à jour. Selon l’OMS en 2013 les recommandations

courantes sont comme suit:

- Une mortalité observée dans la gamme 98 Ŕ100% indique la sensibilité

- Une mortalité de moins que 98% est suggestive de l'existence de la résistance et

davantage de recherche est nécessaire

- si la mortalité observée (corrigée au besoin) est entre 90% et 97%, la présence des

gènes résistants dans la population de vecteur doivent être confirmés. La confirmation de la

résistance peut être obtenue en réalisant les essais additionnels d'essai biologique avec le

même insecticide sur la même chose population ou sur la progéniture de tout et de moustiques

de survie ou en conduisant des analyses moléculaires pour les mécanismes connus de

résistance.

Les critères ci-dessus sont recommandés parce qu'une survie 2% plus grande qu'au diagnostic

la concentration est considérée peu susceptible d'être due à la chance seule, à condition que

toutes les conditions d'essai récapitulé ci-dessous soient réunies (OMS, 2013).

7. Analyse des données

7.1. Densité anopheliennes mensuelles dans les différents sites de collecte

Le suivi et les variations mensuelles de la densité anophèlienne capturés dans

les différents sites donnés ont été analysés par ANOVA avec Xlstat 7.0 sous Excel. Quand les

décalages entre les valeurs obtenues ont été supérieurs au seuil, une transformation

logarithmique (Log10) est nécessaire pour les traitements des données. En plus, l’évaluation

de la fiabilité des interprétations a aussi été réalisée par étude de l’écart type.

7.2. Détermination des TKD50 et TKD95

Les résultats obtenus après les comptages des nombres des moustiques tombés sous

l'effet de choc sont dressés dans des courbes de régressions sur des papiers semi

logarithmiques. Et la lecture des courbes de régressions du pourcentage de moustiques

choqués en fonction du temps aboutit à l’obtention des TKD. Ces derniers sont analysés

statistiquement par XlStat 7.0 sous Excel. Des analyses univariées sont effectuées pour trier

les différences entre les TKD obtenus avec la génération F1 provenant des diverses zones

d’études après la période d’exposition. Et pour la comparaison des TKD entre les souches

sauvages et la génération F1, les données ont été analysées en utilisant le test apparié de

Student.

28

7.3. Détermination du taux de mortalité

Si la mortalité dans les lots témoins au bout de 24 heures d’observation est inférieure

à 5 % le test a été pris en compte. Quand la mortalité des témoins était comprise entre 5 % et

20 %, les mortalités étaient corrigées selon la formule d'Abbot ; mais si elle dépasse le 20 %,

l’expérience est non validée et le test est à refaire.

Formule d’Abbott (OMS, 2002):

Avec : E : est la mortalité observée chez les moustiques exposés et exprimée en %

C : est la mortalité chez les moustiques contrôles exprimée en %.

Les analyses de ces résultats ont été posées sur deux hypothèses :

Dans la première hypothèse, la comparaison de la sensibilité d’An. arabiensis sauvage

et la génération F1 obtenue pendant les élevages est nécessaire. Tous simplement, pour

évaluer le niveau de sensibilité de cette espèces pour chaque insecticide. Sans contre dire les

données normalisées par l’OMS indique que les tests de sensibilité doivent se faire avec la

génération F1. Ceci est donc pris comme une mesure de référence au cas où les élevages sur

terrain sont impossibles.

Et dans la deuxième hypothèse, les moustiques capturés dans les diverses zones

d’études sont considérés dans des biotopes différentes, nous voulons savoir donc si la

différence entre la résistance d’une même espèce collecté dans les cinq sites est significative

ou pas.

Après la détermination du taux de mortalité observé (MO) et la comparaison des résultats

obtenus, toutes les données ont été analysées encore statistiquement par le Paired t- test à

l’aide d’un logiciel appelé XlStat 2007 sous Excel.

29

IV. RESULTATS ET INTERPRETATIONS

1. La densité mensuelle des Anophèles dans les différentes zones

Parmi les méthodes de collectes faites sur terrain, les moustiquaires pièges avec appâts

animaux fournissent en général plus de moustiques que les captures directes sur animaux ;

mais pour les moustiquaires avec appâts humains, c’est le contraire. C’est la raison pour

laquelle les collectes nocturnes de moustiques sont faites classiquement par capture directe

sur des volontaires à l’intérieur ou à l’extérieur et par moustiquaires pièges avec appât animal

à l’extérieur.

En tout, 9 chasses matinales ont été faites à Ankatso dans des parcs à bœufs entre octobre et

décembre 2014 ; 5 chasses matinales à Androhibe dans une ferme et dans des puits du 29

décembre jusqu’au 24 janvier, 5 chasses matinales à Ambohipo du 08 novembre à 06 janvier

2015 dans un étable, 3 chasses matinales à Andoharanofotsy du 12 au 20 janvier 2015 dans

des parcs à bœufs et des puits et enfin à NandihizanaCarion 5 chasses matinales ont été faites

et 2 chasses nocturne dans trois Fonkotany différents pendant le mois de février.

Au total, 13.512 moustiques du genre Anopheles ont été collectés sur terrain dans les 5 sites

d’études. Leur dénombrement est obtenu dans l’annexe I. Quatre espèces d’Anophèles ont été

collectées dont Anopheles arabiensis, Anopheles coustani, Anopheles squamosus et

Anopheles mascariensis ce qui affirme la diversité de la faune anophélienne dans ces sites. En

comparant les résultats des captures de vecteurs lors des chasses matinales et les chasses

nocturnes, la prédominance d’An. arabiensis montre une zoophilie assez forte dans les zones

d’études.

La densité maximale est observée avec An. arabiensis pendant le mois de décembre.

L’histogramme ci-dessous (Fig.27) indique une abondance d’An. arabiensis qui prend le

premier rang avec 92.93% des Anophèles capturés. Cette espèce est toujours présente dans

tous les sites étudiés. Ce qui pourra rendre la capacité vectorielle d’An. arabiensis très élevé,

ainsi l’espèce est classé dans la première catégorie durant la période d’étude. Puis, il y a

Anopheles coustani, avec 6.68% des vecteurs collectés et la densité ne varie pas pendant le

mois de novembre jusqu’au février alors qu’elle est faible en octobre. Elle est considérée

comme vecteur secondaire dans le milieu urbain mais aussi un bon réservoir des

Plasmodiums. En troisième rang et avec un pourcentage de 0.29%, Anopheles squamosus qui

est classé au troisième catégorie et ne font que la moindre trace quel que soit la période

d’étude dans les trois zones prospectées. Enfin, An. mascariensis qui présente une valeur nul

pendant les quatre premiers mois d’’études mais elle augmente à partir du mois de février et

30

ne se trouve que dans les milieux extra-urbains. L’analyse statistique de la densité

anophèlienne obtenu, avec l’effectif total N=13.512 a montré qu’il n’existe pas une

différence significative entre les moyennes du nombre des moustiques recensés

mensuellement dans les divers zones (F= 1.162; p= 0,956). La densité mensuelle de chaque

espèce est donc non significative ; mais en tenant compte des valeurs de la densité

anophèlienne d’une même espèce collectée par rapport aux autres, il existe une différence

significative entre les groupes (F= 0.279 et p= 0.840). Les analyses des différences entre les

groupes d’après le test du Fisher (LSD) avec un intervalle de confiance à 95 % sont

représentées dans l’annexe II.

Figure 27 : Fluctuation de la densité mensuelle des Anophèles capturés

2. Sensibilité d’An. arabiensis aux insecticides utilisés

Au total 74 tests ont été effectués pendant cette étude dont 47 tests pour les sauvages et

27 pour les générations F1 d’An. arabiensis élevé en insectarium. Les tests ont été réalisés sur

11.100 moustiques femelles (N=11.100) et avec deux répétitions pour chaque insecticide. Les

résultats du test à taux de mortalité inférieure à 90% sont exclus des résultats. Ceci peut être

dû aux erreurs lors de la manipulation ou même pendant le temps d’exposition.

2.1. La situation de la sensibilité d’An. arabiensis issu d’élevage

2.1.1. TKD50 et TKD95 de la génération F1 d’An. arabiensis au DDT 4%

Les tests de sensibilité ont permis de déterminer les temps de Knock Down (KD50 et

KD95). Le temps donné par le KD montre la sensibilité des moustiques testés aux

31

insecticides à l’état de choc. En projetant vers l’abscisse le pourcentage des moustiques tombé

en état de choc au DDT à 50% et 95% dans les courbes de régression (Annexe IV.2); les

résultats montrent que le TKD 50 d’An. arabiensis d’élevage avec les souches venant du

milieu urbaine est de 40 minutes et le TKD 95 est de 77 minutes. Avec les générations F1

venant de la zone péri-urbaine le TKD50 est de 38 minutes et le TKD95 est à 69 minutes.

Enfin pour les souches venant du milieu extra-urbain étudié le TKD50 est de 40 minutes et le

TKD95 est de 75 minutes. La moyenne de l’effet de choc de cet insecticide sur An. arabiensis

à la première génération est presque égale quel que soit les souches d’origine.

Statistiquement, ils sont plus rapides et ne se diffèrent que dans deux catégories a et b ; la

différence entre la moyenne des TKD au DDT 4% d’An. arabiensis F1 n’est pas significative

(F= 1,500 ; p=0,509).

Figure 28: KD après 60 minutes d’An. arabiensis F1 au DDT 4%

2.1.2. Mortalité observé de la génération F1 d’An. arabiensis

Dans tous les tests effectués, un taux de mortalité des témoins inférieur à 5% ont été

relevé, d’où tous les tests sont valides et aucune correction n’est faite. Tous les résultats

obtenus avec les souches provenant des trois zones sont enregistrés dans le tableau annexe

VI.2. Avec la génération venant de la zone urbain, la mortalité observée après 24 heures

d’observation: 95% de cette génération F1 d’An. arabiensis testée au DDT, 98% testée au

bendiocarb, 99% testée au propoxur et 99% au fenitrothion ont été tuées. Elle présente alors

une bonne sensibilité au bendiocarb, au propoxur et au fenitrothion avec une MO supérieure

ou égale à 98%; mais fortement résistante au DDT. Avec les souches provenant de la zone

32

péri-urbaine, respectivement les résultats est de 97% avec le DDT; 99% au bendiocarb ;

100% au fenitrothion et 100% au propoxur. An. arabiensis étaient sensible au bendiocarb, et

surtout au fenitrothion et au propoxur avec ce taux de mortalité égale à 100%; mais présente

une résistante à suspecter au DDT. Sur les souches venant du milieu extra-urbain, les femelles

âgées de 3 à 5 jours testées présentent une faible sensibilité au DDT et au fenitrothion avec

un taux de mortalité égale à 96%. Mais ce résultat suggère encore une confirmation. Ceci est

totalement différent aux deux autres insecticides (le bendiocarb et le propoxur) qui présente

un taux de mortalité élevé égale à 98%.

La figure suivante montre donc le taux de mortalité d’An. arabiensis de la première

génération traitées aux 4 insecticides au laboratoire. En générale, une forte résistance au DDT

4% a été enregistré, mais ils montrent une bonne sensibilité bendiocarb 0.1%, au propoxur

0.1% et au fenitrothion 1% sauf le cas des souches obtenus dans la zone extra-urbain étudiés

qui reste encore à confirmer.

Figure 29: Taux de mortalité (%) d’An. arabiensis F1 après 24 heures

2.2. La situation réelle de la sensibilité d’An. arabiensis à l’état sauvage et sa comparaison

avec la génération F1

2.2.1. Les TKD 50 au DDT 4% d’An. arabiensis sauvage par rapport à la génération F1

La comparaison des TKD au DDT 4% d’An. arabiensis sauvage et d’élevage est

représentée dans l’annexe IV.1. En moyenne le TKD 50 d’An. arabiensis sauvage vis-à-vis

du DDT est de 43 min alors que pour la génération F1, elle est sensiblement égale à 40 min. Il

existe alors un décalage de 3 minutes entre l’effet de choc des moustiques sauvages provenant

du milieu urbain et la génération F1 testée à partir des souches urbaines, ces derniers ont été

vite observés par rapport à ceux de l’état sauvage.

33

En comparant les résultats obtenus à partir des spécimens venant de la zone péri urbain,

ils montrent que la moyenne du TKD 50 sur An. arabiensis sauvage est de 39 min contre 38

min avec la génération F1. Avec An. arabiensis collectés en zone extra-urbain, le TKD50 est

vite observé après 31 min chez les sauvages, alors que chez les moustiques d’élevage il

demande beaucoup de temps après 40 min d’exposition. Ici, les TKD 50 ne se diffèrent que

dans trois catégories a, b et c. D’après les analyses statistiques avec le paired t-test, la

différence entre la moyenne des TKD50 observé n’est pas significative dans les deux

échantillons (t= 2,776 et p=0,667).

Figure 30 : Les TKD50 au DDT 4% d’An. arabiensis sauvage et d’élevage.

2.2.2. Les TKD 95 au DDT 4% d’An. arabiensis sauvage et d’élevage après 60

minutes d’exposition

En ce qui concerne le TKD95 d’An. arabiensis sauvage provenant de la zone urbaine

vis-à-vis de cet insecticide, il est environ 95 min contre 77 min d’exposition à la génération

F1. An. arabiensis sauvage a une TKD95 très long en milieu urbain par rapport à ceux qui

sont élevés dans l’insectarium. Dans les zones périurbaines les temps nécessaires afin que les

95% des moustiques testés soient en Knock down est de 70 min contre 69 min chez les

moustiques d’élevage. La différence de temps entre les deux échantillons est donc juste une

minute. Tandis que le décalage est encore bien mis en évidence sur le TKD 95 avec 15

minutes de différence dans la zone extra-urbaine. L’effet de choc du DDT 4% sur An.

arabiensis sauvage venant de cette zone est vite observé par rapport aux autres. La population

d’An. arabiensis du milieu urbain est donc la plus résistante à l’état de choc par rapport aux

deux autres milieux. Ainsi, l’allongement du TKD en milieu urbain s’explique par une baisse

34

de sensibilité d’An. arabiensis vis-à-vis de cet insecticide. Ceci ne fait que démontrer une

baisse significative de l’effet de choc qui pourrait être interprétée comme un début de

résistance de cette espèce anophèlienne au DDT. Statistiquement avec le paired t-test, la

différence entre la moyenne des TKD95 observé n’est pas significative dans les deux

échantillons (t= 4,303 et p=0,353).

Figure 31:Comparaison des TKD95 au DDT 4% d’An. arabiensis sauvage et d’élevage.

2.2.3. Comparaison de l’état de sensibilité d’An. arabiensis sauvages

et d’élevages

Les moyennes des résultats de MO obtenus sont représentées dans l’annexe VI. Dans le

milieu urbain, les résultats des tests de sensibilité avec An. arabiensis sauvages montrent que

96% testée au DDT, 97% testée au bendiocarb, 97% de testée au propoxur et 99% testée au

fenitrothion ont été tuées après la période d’observation qui dure 24 heures. Ainsi, cette

espèce a une bonne sensibilité au fenitrothion ; tandis qu’elle suggère une résistance au DDT,

et une faible résistance au bendiocarb, au propoxur d’où cette résistance sera à confirmer.

Dans la zone péri-urbaine, parmi les quatre insecticides utilisés dans cette zone, seulement

au DDT 4% que cette espèce vectrice présente une forte résistance, avec un taux de 93%.Cette

espèce était donc sensible au bendiocarb, au propoxur et au fenitrothion.

Pendant les tests des moustiques sauvages effectués sur terrain dans la zone extra-

urbaine, les résulta°9ts montrent que 96% de l’espèce An. arabiensis testée au DDT, 97%

testée au Bendiocarb, 100% de l’espèce testée au propoxur et 98% de l’espèce testée au

fenitrothion ont été tuées après 24 heures d’observation. En effet, An. arabiensis de cette

35

zone était encore sensible au propoxur et au fenitrothion, mais suggère une résistance

probable au DDT et une existence d’une résistance suggestive au bendiocarb.

Voici une courbe montrant la comparaison des taux de mortalité (%) après 24 heures

d’An. arabiensis dans les diverses zones.

Figure 32 : Etat de sensibilité d’An. arabiensis sauvages et d’élevages face aux DDT,

bendiocarb, Propoxur et fenitrothion.

Le taux de mortalité d’An. arabiensis que ce soit sauvage ou d’élevage dans les zones -

étudiés est très intéressant avec le propoxur et le fenitrothion. En effet, les moustiques

femelles testés présentent une forte sensibilité vis-à-vis de ces deux insecticides avec un taux

supérieur ou égale à 98%. Avec le propoxur et le fenitrothion, aucune différence significative

n’est observable entre An. arabiensis à l’état sauvage et F1 respectivement (t=2.776 et p=

0.768) et (t=2.770 et p=0.561). Les pourcentages de mortalité obtenus avec le bendiocarb

varient de 97% à 98% entre An. arabiensis sauvages et d’élevage. L’analyse statistique avec

le paired t-test a montré que la différence entre les moyennes de la sensibilité de ces deux

échantillons n'est pas significativement différente sur cet insecticide (t= 2.776 et p= 0.795).

Le taux de mortalité enregistré de ces espèces testées au DDT varie de 93 à 96% dans les

deux cas. En général, ces résultats traduisent une résistance probable à confirmer de ce

vecteur avec cet insecticide, mais il y a des cas où ils sont fortement résistants.

Statistiquement, la différence entre les moyennes de sensibilité d’An. arabiensis

sauvage et d’élevage aux DDT 4% utilisés n'est pas significativement différente (t= 2.776 et

p= 0.101). En plus, l’obtention de l’effet Knock Down très long avec cet insecticide confirme

relativement ce résultat.

36

V. DISCUSSION

1. Variation mensuelle de la densité anophelienne

Dans les quatre sites de collectes, quatre espèces d'anophèles ont été identifiées pendant

les différentes chasses : An. arabiensis, An. coustani, An. squamosus, An. mascariensis. An.

arabiensis semble être l’espèce la plus prépondérante en terme de masse dans l’ensemble de

localité. Ils apparaissent dès le début de la saison des pluies (début Novembre) pour atteindre

la densité maximale seulement après deux mois. Cette population commence a décliné avec la

diminution des précipitations et probablement l’assèchement de certain gites. Parallèlement,

An. mascariensis est prévalent et uniquement dans la zone extra-urbaine. La présence d’An.

squamosus et An. coustani a été également signalée dans les trois zones avec une densité

moindre par rapport aux An. arabiensis. Dans certaines zones, les espèces d’Anophèles

identifiés adaptent une vie sympatrique surtout dans la zone extra urbaine. Ce rassemblement

est dû à des causes variées. Evidement, les facteurs climatiques (chaleur, humidité, vents)

peuvent entraîner le groupement des individus d’une même espèce ou des espèces différents

dans les lieux favorables, soit pour s’y tenir, soit pour y pondre. La variation de la densité

vectorielle est aussi étroitement liée avec l’écologie du milieu, aux facteurs bioclimatiques et

surtout avec les facteurs trophiques des vecteurs. En plus, les facteurs biotiques sont ceux liés

à l'action d'un vivant sur un autre vivant surtout aux relations interspécifiques. La majorité des

cas, les gites résiduels prospectés se trouvent au près des rizières ou des eaux stagnante, ceux

qui favorisent la forte densité des moustiques néonates. Nous confirmons donc l’étude

écologique du complexe gambiae effectués par Randrianarisoa en 1996 qui indique que la

destruction des couvertures végétales et la déforestation ne cesse de favoriser l’implantation

des zones ouvertes, ensoleillées où s’implantent des gîtes favorables.

D’une manière explicative, la densité très élevé d’Anophèles arabiensis semble justifie

la transmission du paludisme qui est apparue sous forme d’épidémie dans la périphérie de la

HTC en février 2015. En effet, des apparitions tardives d’épidémie péri urbaine semblent

concordent exactement avec l’évolution d’Anophèles arabiensis dans ces zones. Pendant les

périodes post collectes, il semble que nos investigation effectués aurait pu indiqués une

situation pré épidémiques pendant ce moment. Ce qui a été confirmé ultérieurement par

Midi Madagascar paru le lundi 11 mai 2015 affirme que : « Depuis le mois de janvier 2015,

des cas autochtones de paludisme ont été identifiés à Analamanga, notamment à

Atsimondrano et à Ambohidratrimo». Parallèlement, il ne faut pas oublier l’importance d’An.

mascariensis a partir du mois de février qui aurai pu également indiqué une épidémie.

37

2. L’état de sensibilité d’An. arabiensis face aux quatre insecticides

Parmi les quatre insecticides utilisés, seulement avec le DDT 4% que nous pouvons

étudier les temps de Knock Down TKD50 et TKD95 lors de cette recherche. Avec cet

insecticide, l’effet de choc sur An. arabiensis demande beaucoup de temps. Et l’état de

sensibilité de cette espèce dans les trois zones enregistré est très faible. Cet allongement des

TKD peut s’expliquer par la durée de persistance de DDT utilisés lors de la pulvérisation

que ce soit en agriculture ou dans la santé publique. L'augmentation importante de l'utilisation

d'insecticides dans la lutte anti vectorielle au cours de la dernière décennie sur les HTC a eu

pour conséquence d'accroître la résistance des vecteurs du paludisme en raison de la pression

sélective exercée sur les gènes de la résistance. Celle-ci a été déjà signalée par Rabarison et

Coll. en 1998. Et la baisse de la résistance d’An. arabiensis au DDT a déjà été mentionnée

dans les études réalisées dans plusieurs districts des HTC de Madagascar après la campagne

de pulvérisation de DDT de 1993 à 1997. En effet, l’utilisation abusive des pesticides à usage

agricole aux alentours de la ville aurait pu favoriser la modification de cette espèce vis-à-vis

de ces substances chimiques. La faible résistance d’An. arabiensis en zone extra urbaine

semble être due également à la pulvérisation des insecticides dans les trois Fonkotany

prospectés et aussi sur l’usage des autres insecticides sur les cultures maraichères. Si non, à la

détoxification naturelle des insecticides par des enzymes ou à une mutation de la cible de

l’insecticide. Pour être efficaces alors, les stratégies locales doivent être adaptées au type de

résistance rencontrée. Mais aussi, il faut que le vecteur ciblé soit effectivement sensible à ces

produits dans les conditions d’utilisation sur le terrain.

Les statuts sont très sensibles avec les trois autres insecticides, ils varient de 98 à 100% dans

les trois zones d’études. Ces résultats traduisent ainsi une bonne sensibilité de ce vecteur vis-

à-vis de ces insecticides. Quelques résultats avec le bendiocarb restent à confirmer dans la

zone extra-urbaine et semble être dû aux erreurs lors de la manipulation ou peut être même un

signe de début de la résistance. Ceci est confirmé par une étude menée par le DLP en 2010

sur An. funestus à Ankijabe affirme ses résultats au bendiocarb 0,1%. Nous avons constaté

également qu’au fur et à mesure qu’on s’éloigne de la zone urbaine, An. arabiensis devient

de plus en plus sensible avec les différents insecticides utilisés. En effet, les gènes de

résistance se sont développés rapidement parmi les populations vectorielles dans de vastes

zones. En plus, la différence du niveau de sensibilité d’An. arabiensis dans la zone péri-

urbaine par rapport aux deux autres peut s’expliquer, tous simplement parce que c’est une

zone Tampon entre les deux milieux.

38

Voilà quelque raisons qui explique cette phénomène, la population dans cette zone tampon

utilise des insecticides mais à faible taux. Alors que dans la zone urbaine, l’utilisation sans

contrôle des insecticides rien que pour leurs conforts et l’utilisation abusive et sans contrôle

d’insecticides en usage agricole et en santé publique dans le milieu extra-urbain favorise ce

phénomène. Selon les données disponibles, la résistance pourrait évoluer rapidement,

survenant à une faible fréquence pendant de nombreuses années, sans être détectée, puis

augmentent brusquement à des niveaux très élevés, à un stade où il est moins probable, voire

impossible, d’inverser la tendance (WHO,2012). Ainsi, les résidus des insecticides employés

lors des pulvérisations dans la capitale existent encore mais le taux est faible à la périphérie.

Alors que cette pression a un impact sur les mécanismes évolutifs permettant aux insectes de

s'adapter aux modifications de leur environnement.

Les analyses statistiques sont toujours nécessaires sur comme telles études, avec la

comparaison de la sensibilité d’An. arabiensis sauvage et de la génération F1, la différence

n’est pas significative pour tous les insecticides utilisés. Puis, l'observation globale des

pourcentages de mortalité dans les trois zones d’études montre une bonne sensibilité sauf sur

le DDT. Dans le cas général, les résultats obtenus avec la génération F1 sont pris comme

référence selon le protocole standard de l’OMS. Les résultats issus des deux hypothèses

proposés présentent des similarités, mais ceux trouvés dans la première hypothèse, sont bien

mis en évidence et bien vérifié. Les tests directs de sensibilités sur terrain permettent donc

dans certains cas d’évaluer le niveau de sensibilité des populations locales bien que la

méthode standard de l’OMS reste la plus approprié.

Comme, les méthodes de lutte anti-vectorielle font face au développement incessant de

l’évolution de la résistance des moustiques et des agents infectieux vis-à-vis des traitements

employés. L’évolution de la résistance aux insecticides est très préoccupante. La connaissance

de l’évolution de cette résistance des vecteurs, permettent d'intervenir de toute urgence et avec

une approche plus objective, avant qu’elle ne se stabilise dans les populations vectorielles

dans la zone urbaine et péri urbaine. L’évaluation du niveau de sensibilité des vecteurs du

paludisme sur divers insecticides reste donc primordiale et nécessaire pour pouvoir contrôler

cette résistance. Mais aussi pour savoir quels insecticides sont utilisables et à quels moments

lors d’une intervention. Il faut élaborer dès maintenant une autre stratégie comme le

remplacement aux traitements intra domiciliaires car la résistance aux insecticides est un

phénomène très grave dans la mesure lutte contre les maladies vectorielles. Comme le

préconise l’OMS, la surveillance de la sensibilité des vecteurs du paludisme doit être

considérée comme une condition primordiale de la réussite de la lutte anti vectorielle.

39

L’ensemble de ces résultats constitue une base solide et logique pour l’orientation du

choix des insecticides imagocides couramment utilisés lors des éventuelles prochaines

campagnes de lutte que ce soit préventive ou curative. Car si aucune action n’est élaborée,

mais aussi si la résistance aux insecticides aboutit à un échec généralisé, les conséquences

pour la santé publique seront catastrophiques et une grande partie des progrès enregistrés pour

réduire le fardeau du paludisme pourraient être réduits.

40

VI. CONCLUSION ET PERSPECTIVES

Ce travail a été réalisé grâce au partenariat entre le Département d’Entomologie de

l’université d’Antananarivo et la Direction de Lutte contre le Paludisme à Androhibe. Il nous

a permis de tirer certains nombres de conclusions.

Concernant la composition et la densité anophélienne, elle varie donc selon le lieu de

capture et les méthodes de capture utilisés. L’étude de cette fluctuation est l’un des objectifs

principaux de cette recherche. Quatre espèces vectrices du paludisme ont été identifiées

parmi les moustiques collectés. An. arabiensis présente un fort pourcentage dans les zones

d’études prospectés. Il a été donc présent dans tous les lieux de capture et d'autres sont

propres à certains gîtes. En effet, leur probabilité de rencontre est élevée et leur pouvoir de

dispersion est considérable. Les captures effectués concluant que l’investigation écologique

des gîtes larvaires a permis de dégager une liste d’indices utilisable pour localiser les

populations dans une optique de contrôle.

Cette étude a encore pour but de fournir des données sur la sensibilité d’An. arabiensis

dans le milieu urbain, péri-urbain et extra-urbain de la capitale de Madagascar. Les tests de

sensibilité ont permis de déterminer les TKD50 et TKD95 du DDT testés. Ils sont connus

comme un indicateur pour la détection précoce d’une baisse de sensibilité d’une population

vectrice. An. arabiensis étaient fortement résistants au DDT 4%, alors qu’au bendiocarb,

propoxur et au fenitrothion où elles étaient encore sensible.

Les analyses statistiques ont donnés des résultats fiables et efficaces pour évaluer la densité

anophèlienne et le niveau de sa sensibilité.

La seule façon de prévenir le paludisme est de ne pas recevoir de piqûres d'anophèles

infectés. Dans les trois zones d’étudiés, il n'existe aucune localité qui pourra être sûr et certain

de l'absence de cette transmission. En plus, la résistance des vecteurs aux insecticides ne cesse

de s’accroître de jour en jour. Il s’avère alors nécessaire d’effectuer périodiquement des tests

de sensibilité des vecteurs du paludisme aux insecticides lancés par l’OMS. Toutefois, avant

de prendre une position alarmiste, il faut déterminer l’extension spatiale de la résistance en

zone rurale et étudier dans quelle mesure cette résistance nuit au bon fonctionnement des

moustiquaires imprégnées. Une autre recommandation est alors nécessaire comme la

diminution de la pression des insecticides employés surtout dans la zone urbaine. En plus, la

modification saisonnière, l'anthropophagie et l’endophilie sont des facteurs conditionnant

l’amplitude de la transmission du paludisme et garantissent une forte interaction homme-

41

vecteurs; c’est pourquoi le suivi entomologique préliminaire et exhaustive est très important

pour prévenir et ou lutter contre la malaria.

Les études entomologiques présentées dans ce mémoire permettent d’apporter des

moyens de luttes anti-vectorielles. Il présente également un intérêt pratique majeur en matière

de lutte, car la lutte contre cette maladie apparaît donc comme une contribution au

développement et à la réduction de la pauvreté à Madagascar et dans presque tous les pays

tropicaux. Des comportements et des pratiques préventives peuvent significativement réduire

ce risque. De plus, le thème évoqué dans ce mémoire est un sujet d’actualité car de nos jours,

Madagascar lutte encore contre ce fléau. Un programme de suivi de la sensibilité et des études

des mécanismes de résistance des vecteurs du paludisme aux insecticides doit être mis en

place pour disposer, non seulement, des données fiables mais surtout, d'avoir un outil d'aide à

la décision dans le cadre de la stratégie nationale de lutte anti vectorielle. En d’autre terme, la

connaissance du niveau de sensibilité des vecteurs du paludisme est donc un paramètre

entomologique pour évaluer un risque épidémique dans une zone. Ainsi une surveillance

entomologique régulière est toujours nécessaire pour contrôler cette maladie parasitaire.

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www.rollbackmalaria.org/gmap/fr/index.htm

www.ird.fr/.../vaincre-le-paludisme-un-defi-pour-la-recherche

www.wikipédia.org/cycle de développement des moustiques

ANNEXE

ANNEXE I : Résultats des captures d’Anophèles dans les 5 sites d’études

Sites Espèces CM CN Totales

Ankatso

An. arabiensis 5162 5162

An. coustani 135 135

An. squamosus 11 11

Ambohipo An. arabiensis 1575 1575

An. coustani 05 05

An. squamosus 02 02

Androhibe An. arabiensis 2061 2061

An. coustani 537 537

An. squamosus 03 03

Andoharanofotsy An. arabiensis 1688 1688

NandihizanaCarion An. arabiensis 1500 571 2071

An. coustani 10 216 226

An. squamosus 23 01 24

An. mascariensis 06 06 12

13.512

ANNEXE II : Les analyses des différences entre les groupes d’après le test du Fisher (LSD)

avec un intervalle de confiance à 95 %

Modalités Différence

Différence

réduite

Valeur

critique Pr. >Diff Significatif

Janvier ~ Octobre 0,557 0,757 2,056 0,456 Non

Janvier ~ Février 0,065 0,098 2,056 0,923 Non

Janvier ~ Décembre 0,064 0,124 2,056 0,902 Non

Janvier ~ Novembre 0,009 0,016 2,056 0,988 Non

Novembre ~ Octobre 0,548 0,712 2,056 0,483 Non

Novembre ~ Février 0,056 0,079 2,056 0,937 Non

Novembre ~ Décembre 0,055 0,097 2,056 0,923 Non

Décembre ~ Octobre 0,493 0,689 2,056 0,497 Non

Décembre ~ Février 0,001 0,002 2,056 0,999 Non

Février ~ Octobre 0,492 0,592 2,056 0,559 Non

ANNEXE III : La clef de détermination des anophelinae malgaches, GRJEBINE, 1966.

[GRJEBINE A. ; 1966 ; 11]

Dans cette clef, le terme d’Anopheles gambiae est utilisé pour tout le complexe gambiae. Il y

manque les espèces connues seulement à l’état larvaire : An. Grenieri Grjebine, An. arnoulti

Grjebine, An. courdurieri Grjebine.

1. Aile avec au moins 4 taches pâles sur la costa et la nervure 1, tache apicale incluse (moitié

basale de la costa pas entièrement sombre) ............................................................................... 5

Aile avec au plus 3 taches claires sur la costa, tache apicale incluse, moitié basale de la costa

entièrement sombre .................................................................................................................... 2

2. Segments 4-5 du tarse postérieur entièrement clairs ............................................................. 3

Segments 4-5 du tarse postérieur, au moins partiellement sombres .......................................... 4

3. Tibia postérieur avec tache apicale claire au moins quatre fois plus longue que large ;

premier segment du tarse avec anneau clair basal presque aussi long que l’anneau du tibia ......

................................................................................................................................. An. coustani

Tibia postérieur avec seulement une tache apicale ronde ; premier segment du tarse

généralement foncé à sa base, parfois quelques écailles claires ........................ An. tenebrosus

4. Segment 4 du tarse postérieur partiellement clair ; tibia moyen et postérieur avec bande

apicale claire .................................................................................................... An. fuscicolor

Segment 4 du tarse postérieur entièrement sombre ; tibia moyen et postérieur sans bande

apicale claire ; frange alaire sans tache claire à l’apex de 5.2 .......... An. fuscicolor soalalaensis

5. Segments abdominaux avec touffes latérales d’écailles saillantes sur segments 2-7 ............ 6

Segments abdominaux sans touffes latérales d’écailles ............................................................ 7

6. Segment 5 du tarse postérieur généralement clair ; champ alaire largement clair ...................

.............................................................................................................................. An. pharoensis

Segment 5 du tarse postérieur entièrement noir ; champ alaire largement sombre, avec des

taches claires d’écailles blanches ......................................................................... An.squamosus

7. Pattes non tachetées de pâles mais pouvant avoir des anneaux ou des segments entièrement

pâles……………………………………………………………………………………………8

Pattes tachetées de pâles .......................................................................................................... 16

8. Segments 4 et 5 des tarses postérieurs entièrement pâles ...................................... An. rufipes

Segments 4 et 5 des tarses postérieurs au moins partiellement sombres ................................... 9

9. Troisième zone sombre principale de la nervure 1 interrompue par une tache pâle ............ 10

Troisième zone sombre principale de la nervure 1 entière (ou absente, mais alors elle manque

aussi sur la Costa) .................................................................................................................... 11

10. Une tache pâle préapicale sur le fémur postérieur, articles 1-4 des tarses sombres ..............

.............................................................................................................................. An. brunnipes

Pas de tache pâle préapicale sur le fémur postérieur, articles 1-4 des tarses avec anneaux pâles

........................................................................................................................... An. mascarensis

11. Fémurs antérieurs et médians avec une tache ou anneau pâle préapical ........................... 12

Fémurs antérieurs sans tache ou anneau pâle préapical .......................................................... 15

12. Palpes hérissés sur toute leur longueur, troisième zone sombre principale de la costa, bien

moins longue que les zones pâles qui l’encadrent, parfois absente ....................................... 18

Palpes lisses, sauf à leur extrême base, troisième zone sombre principale de la costa, bien

plus longue que les zones pâles qui l’encadrent ..................................................... An. griveaudi

13. Palpes avec trois anneaux pâles ; partie apicale pâle très longue, couvrant entièrement le

dernier article du palpe et presque la moitié de l’avant dernier ............................... ..An. notleyi

Palpes avec quatre anneaux pâles ; apex court, le dernier article du palpe comportant un

anneau sombre .......................................................................................................................... 14

14. Segments 3-4 du tarse moyen entièrement sombres ............................................. An. lacani

Segments 3-4 du tarse moyen avec anneau pâle apical ......................................... An. roubaudi

15. Nervure 6 presque entièrement sombre, palpes avec les 2 anneaux pâles apicaux étroits,

articles 1 à 4 des tarses postérieurs sombres .......................................................... An. funestus

Nervure 6 presque entièrement pâle, palpes avec les anneaux pâles apicaux larges, articles 1 à

4 des tarses postérieurs avec anneau apical pâle ................................................... An. flavicosta

16. Segments 4 et 5 du tarse postérieur entièrement clairs ...................................................... 17

Segments 4 et 5 du tarse postérieur partiellement ou entièrement sombres ....................... 18

17. Palpes généralement parsemés de quelques taches claires ; segment 3 du tarse postérieur

entièrement clair .............................................................................................. An. Maculipalpis

Palpes jamais tachetées, seulement 2 derniers segments du tarse postérieur entièrement clairs

............................................................................................................................ An. pretoriensis

18. Aile avec une tache claire sur la troisième aire principale de la nervure 1, parfois

fusionnée avec la tache subcostale ; tache claire (supplémentaire) présente sur la frange alaire

entre extrémités de 5.2 et 6 ............................................................................. complexe gambiae

Ailes sans de telles taches ....................................................................................................... 19

19. Palpes avec 3 bandes claires, apex des palpes sombres, ou avec au plus 3 écailles claires à

l’apex; segment 2 du tarse postérieur non tacheté ...................................................... An. grassei

Palpes avec 4 bandes claires (apex clair) ................................................................................ 20

20. Aile avec la deuxième aire principale sombre de la costa et la première nervure

interrompue par une large tache claire, segment 2 du tarse postérieur tacheté ; longueur de

l’aile : 4mm .................................................................................................................. An. ranci

Aile avec la deuxième aire principale sobre non interrompue sur la costa, mais seulement sur

première nervure par une bande claire étroite .......................................................................... 21

21. Segment 1 du tarse postérieur non tacheté ; sternites abdominaux avec des écailles claires,

espèce de grande taille, aile 4 à 4,2mm ....................................................................... An. milloti

Segment 1 du tarse postérieur tacheté ...................................................................................... 22

22. Palpes non hérissés à l’apex, bande claire de l’apex du palpe aussi longue que la bande

sombre qui précède .................................................................................................. An. pauliani

Palpes hérissés à l’apex, la bande apicale claire plus large que les autres ................ An. radama

ANNEXE IV :

1. Effet KD du DDT sur An. arabiensis sauvage dans les divers sites

2. Evolution de l’effet KD du DDT 4% sur An. arabiensis d’élevage

ANNEXE V : Le KD50 et KD95 du DDT sur An. arabiensis

1. Le KD50 et KD95 du DDT sur An. arabiensis sauvages

KD avec le DDT Milieu urbain Milieu péri-urbain Milieu extra-urbain

DDT 4% Ankatso Ambohipo Androhibe Andoharanofotsy Nandihizana Carion

KD50 (min) 50 36 47 31 31

KD95 (min) 110 80 80 61 60

2. Le KD50 et KD95 du DDT sur An. Arabiensis F1

DDT 4% Milieu urbain Milieu péri-urbain Milieu extra-urbain

Souche d’Ankatso-Ambohipo Androhibe Andoharanofotsy NandihizanaCarion

KD50 (min) 40 39 37 40

KD95 (min) 77 62 75 75

ANNEXE VI : Résumé des tests de sensibilité d’Anophèles sauvages dans les 5 sites

d’études

1. Résultats des tests de sensibilité obtenus à Ankatso

Insecticides/ ANKATSO

DDT 4% Bendiocarb 0,1% Propoxur 0.1% Fenitrothion 1%

Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total

Nombre testé 50 100 50 100 50 100 50 100

KD après 1h 00 81 00 100 00 92 00 11

Morts après 24h 02 96 00 98 02 98 00 99

Taux mortalité

(%)

04% 96% 0% 98% 04% 98% 00% 99%

Mortalité corrigée

(%)

- - - - - - - -

2. Résultats des tests de sensibilité obtenus à Androhibe

Insecticides/ANDROHIBE

DDT 4% Bendiocarb 0,1% Propoxur 0.1% Fenitrothion 1%

Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total

Nombre testé 50 100 50 100 50 100 50 100

KD après 1h 00 69 00 98 00 100 00 04

Morts après 24h 00 93 01 100 02 99 00 04

Taux mortalité

(%)

0% 93% 01% 100% 02% 99% 00% 100%

Mortalité corrigée

(%)

- - - - - - - -

3. Résultats des tests de sensibilité obtenus à Ambohipo

Insecticides /AMBOHIPO

DDT 4% Bendiocarb 0,1% Propoxur 0.1% Fenitrothion 1%

Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total

Nombre testé 50 100 50 100 50 100 50 100

KD après 1h 0 0 0 90 0 95 00 03

Morts après 24h 1 85 0 96 0 96 00 99

Taux mortalité

(%)

2% 96% 0% 96% 0% 96% 00% 99%

Mortalité corrigée

(%)

- - - - - - - -

4. Résultats des tests de sensibilité obtenus à Andoharanofotsy

Insecticides / ANDOHARANOFOTSY

DDT 4% Bendiocarb 0,1% Propoxur 0.1% Fenitrothion 1%

Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total

Nombre testé 50 100 50 100 50 100 50 100

KD après 1h 0 95 00 92 00 100 0 24

Morts après 24h 01 94 00 98 00 100 0 99

Taux mortalité

(%)

02% 94% 00% 98% 00% 100% 0% 99%

Mortalité corrigée

(%)

- - - - - - - -

5. Résultats des tests de sensibilité obtenus à Nandihizana Carion

Insecticides/ Nandihizana Carion

DDT 4% Bendiocarb 0,1% Propoxur 0.1% Fenitrothion 1%

Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total

Nombre testé 50 100 50 100 50 100 50 100

KD après 1h 0 96 0 91 0 99 0 32

Morts après 24h 0 96 0 97 0 100 01 98

Taux mortalité

(%)

0% 96% 0% 97% 0% 100% 02% 98%

Mortalité corrigée

(%)

- - - - - - - -

ANNEXE VI : Résumé des tests de sensibilité d’Anophèles d’élevage (F1)

1. Résultats des tests de sensibilité des moustiques d’élevage Souche Ankatso-

Ambohipo

Insecticides/F1

DDT 4% Bendiocarb 0,1% Propoxur 0.1% Fenitrothion 1%

Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total

Nombre testé 20 100 50 100 50 100 50 100

KD après 1h 01 85 0 78 0 100 0 33

Morts après 24h 01 95 0 98 0 99 0 99

Taux mortalité

(%)

4% 95% 0% 98% 0% 99% 0% 99%

Mortalité corrigée

(%)

- - - - - - - -

2. Résultats des tests de sensibilité des moustiques d’élevage Souche Androhibe

Insecticides/F1

DDT 4% Bendiocarb 0,1% Propoxur 0.1% Fenitrothion 1%

Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total

Nombre testé 50 100 50 100 50 100 50 100

KD après 1h 0 95 0 88 0 100 0 34

Morts après 24h 0 97 0 99 0 100 0 100

Taux mortalité

(%)

0% 97% 0% 99% 0% 100% 0% 100%

Mortalité corrigée

(%)

- - - - - - - -

3. Résultats des tests de sensibilité des moustiques d’élevage Souche

Andoharanofotsy

Insecticides / F1

DDT 4% Bendiocarb 0,1% Propoxur 0.1% Fenitrothion 1%

Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total

Nombre testé 20 100 50 100 20 100 20 100

KD après 1h 0 86 0 89 0 100 01 32

Morts après

24h

0 96 0 98 0 100 01 99

Taux mortalité

(%)

0% 96% 0% 98% 0% 100% 4% 99%

Mortalité

corrigée (%)

- - - - - - - -

4. Résultats des tests de sensibilité des moustiques d’élevage Souche Nandihizana

Carion

Insecticides/ F1

DDT 4% Bendiocarb 0,1% Propoxur 0.1% Fenitrothion 1%

Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total Témoin total Test total

Nombre testé 20 100 50 100 20 100 20 100

KD après 1h 0 70 0 89 0 95 01 32

Morts après

24h

0 96 0 98 0 98 01 96

Taux

mortalité (%)

0% 96% 0% 98% 0% 98% 4% 96%

Mortalité

corrigée (%)

- - - - - - - -

Titre: «Sensibilité d’Anopheles arabiensis (Diptères - Anophelinae) en milieu urbain, péri-urbain

et extra-urbain d’Antananarivo face au DDT, Bendiocarb, Propoxur et Fenitrothion»

Résumé :

Le paludisme reste une importante cause de décès et de maladie dans la plupart des régions tropicales du monde,

où il est endémique dans 106 pays. A Madagascar, les cas de paludisme se sont accrus dans les hautes terres

centrales autrefois indemnes à la faveur de l'extension de la culture du riz. Les objectifs de cette étude étaient

d’évaluer la densité anophèlienne sur différentes zones de la HTC et le niveau de sensibilité d’An. arabiensis aux

insecticides chimiques suivant: DDT 4%, Bendiocarb 01%, Propoxur 1% et le Fenitrothion 0.1%. L’étude se

déroule pendant le mois d’octobre 2014 jusqu’au février 2015. Des captures de moustiques vecteurs de cette

maladie ont été effectuées dans les zones urbaines, péri urbaines et extra urbaines de la capitale. Quatre espèces

d’anophèles ont été trouvés, dont deux sont des vecteurs potentiels : An. arabiensis sont toujours présents dans

tous les zones étudiés et An. mascariensis ne se trouve qu'en péripherie tandis qu' An. coustani et An. squamosus

ne font que la moindre trace. Des élevages et des tests de sensibilités ont été effectués directement sur terrain et

aussi au laboratoire du DLP. An. arabiensis était résistant au DDT et rarement au Bendiocarb, mais sensible au

Propoxur et Fenitrothion. Différentes hypothèses doivent encore être testées et cela permettra ensuite d’identifier

les facteurs impliqués à cette résistance pour éviter le contact entre homme-vecteur. D’une manière générale, ce

travail souligne l’importance d’An. arabiensis dans la transmission du paludisme afin de permettre la mise en

place de nouvelles stratégies de lutte et contribuer à une meilleure gestion de la résistance des vecteurs du

paludisme en zone urbaine.

Mots clés : Paludisme, Maladies vectorielles, Lutte vectorielle, comparative, Transmission, Vecteur, Knock

Down, Mortalité observé, Sensibilité, Insecticides, Anopheles arabiensis, Antananarivo.

Remerciements : DLP, Département d’Entomologie Université d’Antananarivo Ankatso

Abstract:

Malaria remains the major cause of death and disease in the majority of the tropical areas worldwide, and it is

endemic in 106 countries. In Madagascar, malaria is prossessively evolving in the central highlands formerly

was with the extension of the culture of rice. The aim of this study was to perform a preliminary served of the

density variation of the Anopheles species in the different areas of the HTC and to assess the level of the

sensitivity of An. Arabiensis to common insecticides such us: DDT 4%, Bendiocarb 01%, Propoxur 1% and

Fenitrothion 0.1%; between conducted from October 2014 to February 2015. Malaria vectors mosquitoes were

collected in different zones urban areas, peri urban and extra urban of the capital Antananarivo. Four species of

anopheles are prevalent in these different areas, of which An. arabiensis are always present in all the areas and

An. mascariensis is only in periphery, wihle An. coustani and An. squamosus make only the least trace. Breeding

and tests of sensitivities carried out directly on ground and also at the laboratory of the DLP. Without should An.

arabiensis with resistant to the DDT and with progressif apparing resistant to Bendiocarb, whill contrast An.

Arabiensis still have a high sensitive to Propoxur and Fenitrothion. Further analysis will be needed it to confirm

the resistance mecanisme of this insecticide to provent the contact between man-vector. Actually, the importance

of An. arabiensis in the transmission of malaria in order to allow the installation of new strategies of fight and to

contribute to a better management of the resistance of the vectors in urban zone is needed.

Keywords:

Malaria, vectorial Diseases, Fight vectorial, comparative, Transmission, Vector, Knock Down, Mortality

observed, Sensitivity, Insecticides, Anopheles arabiensis, Antananarivo.

Acknowledgments: DLP, Département d’Entomologie Université d’Antananarivo Ankatso

Rapporteur : RAZAFINDRALEVA HerisoloAndrianiaina / nainarazafy@gmail.com

Impétrant: RAZANARIVONY HonenantsoaDimbiniaina

Email : detwokah@gmail.com / Tel: +261330325507 / +261346413909