UNIVERSIDADE TUIUTI DO PARANÁ – UTP
FACULDADE DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS E DA SAÚDE
CURSO DE MEDICINA VETERINÁRIA
DANIELLA MARQUES BOLINCENHA
PRINCIPAIS DOENÇAS QUE CAUSAM ABORTO EM PEQUENOS
RUMINANTES
CURITIBA
2016
DANIELLA MARQUES BOLINCENHA
PRINCIPAIS DOENÇAS QUE CAUSAM ABORTO EM PEQUENOS
RUMINANTES
CURITIBA
2016
Trabalho de conclusão de curso
apresentado ao curso de Medicina
Veterinária da Faculdade de Ciências
Biológicas e da Saúde da Universidade
Tuiuti do Paraná como requisito avaliativo
parcial do 9° semestre para obtenção do
grau de Médico Veterinário.
Prof. Orientador: Msc. João Filipi Scheffer
Pereira
Reitoria
Sr. Luiz Guilherme Rangel dos Santos
Pró-Reitor Administrativo
Sr. Carlos Eduardo Rangel Santos
Pró-Reitoria Acadêmica
Profª. Carmen Luiza da Silva
Pró-Reitor de Planejamento
Sr. Afonso Celso Rangel dos Santos
Pró- Reitoria de Pós-Graduação, Pesquisa e Extensão
Profª. Carmen Luiza da Silva
Secretário Geral
Sr. Bruno Carneiro da Cunha Diniz
Diretor da Faculdade de Ciências Biológicas e da Sa úde
Prof. João Henrique Faryniuk
Coordenador do Curso de Medicina Veterinária
Prof. Welington Hartmann
CAMPUS BARIGUI
Rua Sydnei A Rangel Santos 238 - Santo Inácio
CEP 82.010-330 – Curitiba – PR
FONE: (41) 3331-7700
TERMO DE APROVAÇÃO
DANIELLA MARQUES BOLINCENHA
ABORTO EM PEQUENOS RUMINANTES – PRINCIPAIS DOENÇAS
Este Trabalho de Conclusão de Curso foi julgado e aprovado para a obtenção do
título de Médico (a) Veterinário (a) pela Comissão Examinadora do Curso de
Medicina Veterinária da Universidade Tuiuti do Paraná.
Curitiba, 30 de Junho de 2016
COMISSÃO EXAMINADORA:
______________________________________________
Orientador Prof. Msc. João Filipi Scheffer Pereira
UTP-Universidade Tuiuti do Paraná
______________________________________________
Prof. Dr. Odilei Rogério Prado
UTP- Universidade Tuiuti do Paraná
______________________________________________
Profª. Liedge Simoni
AGRADECIMENTOS
Primeiramente tenho que agradecer aos meus dois anjos da guarda, meus
pais (Gelson e Karine), por desde sempre me apoiarem em realizar meu sonho e
fazer com que isso se tornasse possível, mesmo com alguns obstáculos e
dificuldades, sempre estiveram ali pra me apoiar e incentivar quando necessário, dar
colo pra chorar quando tive medo e achei que não conseguiria e me dar um abraço
e um sorriso por qualquer vitória que tive nessa trajetória, obrigada por tudo, sem
vocês esse sonho não se tornaria realidade, eu amo vocês.
Agradecer a minha irmã (Érika), por também me ajudar e me apoiar dizendo
que eu era capaz de chegar aonde cheguei, principalmente numa manhã onde
passei a madrugada estudando a base de café e chocolate para a prova e matéria
que eu tive mais dificuldade e medo, ter deixado bilhetes de incentivo fazendo com
que eu me emocionasse demais, obrigada irmã, amo você.
Não poderia deixar de agradecer ao pessoal do meu estágio obrigatório
(coordenadora Dra Alda Monteiro, mestrandos, doutorandos, estagiários e
funcionários), pela melhor recepção e experiência que eu pude ter durante a
faculdade, vocês se tornaram muito importante pra mim, muito obrigada por toda a
ajuda e paciência em passar um pouco de toda a experiência de vocês em tão
pouco tempo.
A todos os meus amigos, por entenderam quando eu não pude dar a atenção
devida por ter que estudar para trabalhos, provas, TCC ou estar cansada e no
estágio. Vocês sem dúvidas são os melhores que eu poderia ter, obrigada por
caminharem comigo nessa jornada, amo vocês.
As minhas companheiras da faculdade (Le Pedrotti, Chantal, Le Smanioto,
Valquiria e Suellen), por todos os estudos juntas, as noites mal dormidas, as
madrugadas a base de café e chocolate, o frio na barriga para apresentar
seminários, os medos pré prova, e também todas as festas, baladas, churrascos, e
tudo que vivemos juntas. Sem vocês, esse sonho sem dúvidas não se tornaria real.
São amizades de faculdade, que quero levar para toda vida, amo vocês minhas
vetgatas.
E sem dúvidas, a todos os animais, pois eles são o motivo do meu sonho, o
amor sem receber nada em troca, um gesto simples de carinho, é por vocês que eu
estarei aqui, para sempre.
RESUMO
Este trabalho de conclusão do curso de Medicina Veterinária da Universidade Tuiuti
do Paraná, tem por objetivo apresentar as atividades desenvolvidas durante o
estágio curricular supervisionado, realizado no setor de Laboratório de Pesquisa e
Produção de Ovinos e Caprinos (LAPOC) na Universidade Federal do Paraná
(UFPR), no período de 15 de fevereiro a 29 de abril de 2016. Neste período foram
realizadas atividades de manejo geral, nutricional, reprodutivo e acompanhamento
de casos clínicos. A segunda parte do trabalho apresenta uma revisão bibliográfica
abordando as principais doenças (toxoplasmose, brucelose, listeriose, leptospirose,
neosporose e língua azul) que causam aborto em pequenos ruminantes, revisando
a etiologia, fonte de infecção, sinais clínicos, diagnóstico e prevenção/tratamento.
Palavras chave: Aborto, caprinos, doenças infecciosas, ovinos.
ABSTRACT
This work completion of the course of Veterinary Medicine of Paraná Tuiuti
University, aims to present the activities developed during the supervised internship,
conducted at the Research Laboratory sector and Sheep Production and Goats
(LAPOC) at the Federal University of Paraná (UFPR) in the period from February 15
to April 29, 2016. In this period were held general management activities, nutritional
and reproductive, and monitoring of clinical cases. The second part presents a
literature review addressing major diseases (toxoplasmosis, brucellosis, listeriosis,
leptospirosis, neosporosis and blue tongue) that cause abortion in small ruminants,
reviewing the etiology, source of infection, clinical signs, diagnosis and
prevention/treatment.
Keryword: Abortion, goats, infectious diseases, sheep.
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 – Acesso principal da Fazenda Experimental Canguiri. ............................ 13
Figura 2 - Centro de Manejo. ................................................................................... 15
Figura 3 - Maternidade. ........................................................................................... 15
Figura 4 - Farmácia. ................................................................................................ 16
Figura 5 - Distribuição dos piquetes do LAPOC - UFPR. ........................................ 18
Figura 6 - Graus de anemia – Método Famacha®. ................................................. 19
Figura 7 - Avaliação de escore corporal em ovinos – graus de escore corporal. .... 20
Figura 8 - Regiões avaliadas para o ECC em caprinos. .......................................... 20
Figura 9 - Esquema de protocolo utilizado para monta natural no rebanho ovino do
LAPOC - UFPR. ....................................................................................................... 21
Figura 10 – Esquema de utilização de tinta para identificar monta no rebanho. ..... 22
Figura 11 - Aparelho ultrassom Landwind C40 vet e transdutor linear na frequência
de 7.5MHz. ............................................................................................................... 22
Figura 12 - Placentoma visualizado no diagnóstico de gestação de uma ovelha
prenhe. ..................................................................................................................... 23
Figura 13 - Ovelha durante trabalho de parto no LAPOC-UFPR. ............................ 23
Figura 14 – Vasectomia em macho adulto. ............................................................. 25
Figura 15 - Córtex cerebral de feto ovino com presença de cisto de Toxoplasma
gondii (1) e taquezoítos, com marcação positiva (setas) no exame de
imunoistoquímico. .................................................................................................... 33
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 – Número de animais por categoria. ......................................................... 14
Tabela 2 - Quantidade de ração fornecida para os animais divididos por categoria. 16
Tabela 3 - Distribuição das diferentes espécies de forrageiras nos piquetes do
LAPOC - UFPR. ....................................................................................................... 17
Tabela 4 - Quantidade de casos clínicos acompanhados durante o estágio
obrigatório no LAPOC - UFPR. ................................................................................ 25
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
CIDR Dispositivo Liberador de Drogas
cm centímetros
d dias
DNA Ácido Desoxirribonucléico
Dra Doutora
et al e colaboradores
eCG Gonadotrofina Coriônica Equina
ha hectares
IDGA Teste de Imunodifusão em Gel de Ágar
kg MS quilos de matéria seca
kg quilos
kg/ha quilos por hectares
km quilômetros
LAPOC Laboratório de Produção e Pesquisa em Ovinos e Caprinos
m2 metros quadrados
MHz megahertz
mg miligramas
ml mililitros
mm milímetros
M.V. Médico Veterinário
OIE Organização Internacional de Epizootias
OMS Organização Mundial da Saúde
OPG Contagem de Ovos por Grama de Fezes
PCR Reação em Cadeia Polimerase
pH Potencial Hidrogiônico
PR Paraná
Prof Professor
sp espécie
spp espécies
UFPR Universidade Federal do Paraná
UTP Universidade Tuiuti do Paraná
VLA Vírus Língua Azul
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO ...................................................................................................... 12
2 DESENVOLVIMENTO .......................................................................................... 13
2.1 Universidade Federal do Paraná (UFPR) ........................................................... 13
2.2 LABORATÓRIO DE PRODUÇÃO E PESQUISA EM OVINOS E CAPRINOS
(LAPOC) ................................................................................................................... 13
2.2.1 Rebanho e Instalações .................................................................................... 14
2.2.2 Manejo Alimentar ............................................................................................ 16
2.2.3 Pastagem ........................................................................................................ 16
2.2.4 Manejo Sanitário ............................................................................................. 18
2.2.5 Manejo Reprodutivo ........................................................................................ 20
2.3 DESCRIÇÕES DOS CASOS CLÍNICOS ACOMPANHADOS ............................ 25
2.3.1 Principais Casos Clínicos ................................................................................ 26
2.4 EXPERIMENTO DE “EMISSÃO DE GASES DE EFEITO ESTUFA EM
SISTEMAS DE PRODUÇÃO DE CORDEIROS A PASTO” ..................................... 28
2.5 EXPERIMENTO DE “GRID – COMPORTAMENTO INGESTIVO E
PREFERÊNCIA ALIMENTAR DE OVINOS EM SISTEMA DE PRODUÇÃO A
PASTO” .................................................................................................................... 29
3 CONSIDERAÇÕES FINAIS ............................ ...................................................... 29
4 PRINCIPAIS DOENÇAS QUE CAUSAM ABORTO EM PEQUENOS
RUMINANTES ......................................................................................................... 30
4.1 INTRODUÇÃO ................................................................................................... 30
4.2 REVISÃO DE LITERATURA .............................................................................. 32
4.2.1 TOXOPLASMOSE .......................................................................................... 32
4.2.2 BRUCELOSE .................................................................................................. 33
4.2.3 LISTERIOSE ................................................................................................... 34
4.2.4 LEPTOSPIROSE ............................................................................................. 35
4.2.5 NEOSPOROSE ............................................................................................... 37
4.2.6 LÍNGUA AZUL ................................................................................................. 38
5 CONCLUSÃO ....................................... ................................................................ 40
REFERÊNCIAS ........................................................................................................ 41
12
1 INTRODUÇÃO
O relatório a seguir tem como objetivo descrever as atividades realizadas
durante o estágio supervisionado obrigatório, realizado no período de 15 de
fevereiro a 29 de abril, na Universidade Federal do Paraná (UFPR), no Setor de
Ovinocultura da Fazenda de Estação Experimental do Canguiri, localizada no
município de Pinhais, no Paraná. O estágio foi supervisionado pela Engenheira
Agrônoma, Professora Dra. Alda Lúcia Gomes Monteiro, perfazendo um total de 480
horas.
A escolha por realizar o estágio obrigatório na Fazenda Canguiri foi devido a
oportunidade de estar presente não somente na área da reprodução, como também
experiência no manejo diário e rotina dos animais, com instalações adequadas, ao
nível dos profissionais e a excelência dos mesmos, por ser um local de referência
em pesquisas em ovinos e caprinos.
13
2 DESENVOLVIMENTO
2.1 Universidade Federal do Paraná (UFPR)
A Universidade Federal do Paraná, centro de Ciências Agrárias, está
localizada na Rua dos Funcionários, Juvevê – 1540, CEP 80035-050,, Curitiba – PR.
Contudo, o setor de ovinos e caprinos está localizado na Fazenda Experimental do
Canguiri (Figura 1), no município de Pinhais - PR, CEP 83.326-730, à
aproximadamente 20 km de Curitiba.
Na Fazenda Experimental do Canguiri, núcleos temáticos são coordenados
por professores do Setor de Ciências Agrárias, nas áreas de Agronomia, Veterinária,
Zootecnia, Engenharia Florestal e Engenharia Industrial Madeireira.
A estrutura é composta por setores na criação de ovinos, bovinos, produção
de aves, coelhos e suínos. As áreas agrícolas incluem horta orgânica, setores de
fruticultura, floricultura e o cultivo do milho para produção de silagem, a qual é
destinada a alimentação dos animais da própria fazenda.
Figura 1 – Acesso principal da Fazenda Experimental Canguiri.
Fonte: Portal UFPR 2011
2.2 LABORATÓRIO DE PRODUÇÃO E PESQUISA EM OVINOS E CAPRINOS
(LAPOC)
A equipe é coordenada pela Professora Dra Alda Lúcia Gomes Monteiro,
além de quatro doutorandos zootecnistas, dois doutorandos médicos veterinários,
quatro mestrandos zootecnistas, um mestrando médico veterinário, dois alunos de
14
voluntário acadêmico, seis alunos de iniciação científica e um aluno de estágio
obrigatório.
A área de atividade do setor de ovino e caprinocultura é composta por 18
hectares, sendo 10 hectares para pastagem de inverno e seis hectares para
pastagem de verão e 2.500m² de área construída.
2.2.1 Rebanho e Instalações
O rebanho é constituído por 172 ovinos e 18 caprinos, dividido em categorias
(Tabela 1).O rebanho está dividido em 31 ovinos da raça Suffolk, 141 ovinos da raça
White Dorper e 18 caprinos da raça Boer.
Tabela 1 – Número de animais por categoria. Categoria Nº de animais
Borregas 34
Ovelhas 93
Cabras 6
Cabritos desmamados 12
Reprodutores 3
Rufiões 2
Cordeiros 40
Total 190
Na área externa do setor, está localizado um centro de manejo (Figura 2),
utilizado para realização do repasse dos animais com objetivo de avaliar o escore
corporal, o método Famacha® e pesagem dos animais. Em sua estrutura o centro
de manejo apresenta seringa, balança eletrônica, balança manual e computador
onde as informações dos repasses são registradas em software (Multovinos® e
Multcaprinos®).
Das instalações de manejo diário de ovinos o setor apresenta três apriscos
suspensos, sendo um deles destinado a maternidade (Figura 3), com cinco
escamotiadores para aquecimento dos cordeiros, três solários com um cocho
estendido para alimentação e dois bebedouros. Para manejo dos caprinos as
instalações contam com capril com duas baias, dois cochos para sal e um cocho de
alimentação por baia. Para os tratamentos clínicos, as instalações estão equipadas
15
com enfermaria, contendo 48 baias individuais, com bebedouros e comedouros
duplos.
Destinado ao uso dos funcionários e alunos, o setor tem infraestrutura de
alojamento e vestiário masculino e feminino, com banheiros individuais, cozinha,
escritório e almoxarifado.
O laboratório de reprodução animal, é equipado com geladeira para
refrigeração de alguns medicamentos, hormônios e vacinas, botijão de sêmen e
freezers para congelamento de amostras. O laboratório experimental é destinado a
eutanásia dos animais de experimentação e é equipado com sala de preparação e
freezer para congelamento de amostras e carcaças até que cheguem ao seu destino
apropriado.
As instalações ainda contam com farmácia (Figura 4), onde ficavam
armazenados os medicamentos e materiais necessários para realização e
procedimentos clínicos nos animais.
Figura 2 - Centro de Manejo.
Fonte: Acervo pessoal.
Figura 3 - Maternidade.
Fonte: Acervo pessoal.
16
Figura 4 - Farmácia.
Fonte: Acervo pessoal.
2.2.2 Manejo Alimentar
A alimentação dos animais consiste no fornecimento de concentrado
(adequado a categoria) e silagem, fornecidos em quantidade calculada por categoria
(Tabela 2). Todas as categorias são mantidas com acesso livre ao sal mineral e
água ad libitum.
Tabela 2 - Quantidade de ração fornecida para os animais divididos por categoria. Categoria Concentrado Silagem
Borregas a pasto 0,5 kg/animal/dia 1,6 kg/animal/dia
Borregas confinadas 0,5 kg/animal/dia 2,0 kg/animal/dia
Ovelhas WD mestiças 0,8 kg/animal/dia 0,0 kg/animal/dia
Ovelhas Suffolk 0,3 kg/animal/dia 0,0 kg/animal/dia
Cabritos 0,3 kg/animal/dia 0,9 kg/animal/dia
Cabritas 0,3 kg/animal/dia 0,9 kg/animal/dia
Cabras - 2,5 kg/animal/dia
Carneiros 0,3 kg/animal/dia 2,5 kg/animal/dia
2.2.3 Pastagem
Dos 16 piquetes (Figura 5), dois são de área experimental, e cada piquete
prevalecia um ou mais tipos de pastagens (Tabela 3).
O principal tipo de pastagem nos piquetes é o Tifton 85, considerado uma
ótima opção em climas subtropical e tropical. Mesmo sensível a geadas, é vantajoso
por possuir uma rebrota rápida em relação a outras pastagens, alta palatabilidade e
17
digestibilidade e grande produção de massa verde. Outros tipos de pastagens como
o Paspalum (Paspalum notatum), Quicuio (Pennisetum clandestinum), Aruana
(Panicum maximum) e Amendoim Forrageiro (Arachis pintoi) também estavam
presentes.
Foi feito a sobressemeadura para pastagem de inverno no início do mês de
abril, com sementes de Aveia (Avena sativa L.) e Azevém (Lolium multiflorum). Na
área experimental do piquete 1 e 2 foram semeadas 120 kg de aveia preta e 40 kg
de azevém.
Tabela 3 - Distribuição das diferentes espécies de forrageiras nos piquetes do LAPOC - UFPR.
Piquete Forrageira
Predominante Leguminosa
Forrageira de
Inverno
Espécies não
Cultivadas
1 Tifton-85 - Azevém
Aveia Preta Quicuo
2 Tifton-85 - Azevém
Aveia Preta Paspalum
3 Tifton-85 - Azevém
Aveia Preta Paspalum
4 Tifton-85 - Azevém
Aveia Preta Paspalum
5 Tifton-85 - - Paspalum
6 Tifton-85 - - Paspalum
7 Hemarthria - - -
8 Hemarthria - - -
9 Capim Aruana - - -
10 Capim Aruana - - -
11 Tifton-85 - - -
12 Tifton-85 - - -
13 Tifton-85 Amendoim
Forrageiro - Quicuo
14 Hemarthria Amendoim
Forrageiro - -
15 Festuca Ervilhaca - -
16 Capim Aruana - - -
18
Figura 5 - Distribuição dos piquetes do LAPOC - UFPR.
Fonte: Adaptado do Google Maps (2016)
2.2.4 Manejo Sanitário
As atividades do rebanho são realizadas de acordo com um cronograma de
atividades mensal, com atividades como o repasse quinzenal de cada categoria. No
repasse é feito o método Famacha®, avaliado o escore corporal e a pesagem dos
animais.
Segundo Molento et al (2004), o método Famacha® é a correlação
entre a coloração da conjuntiva ocular, o valor do hematócrito e a incidência do
parasita hematófago, Haemonchus contortus, sendo associado os valores de
hematócrito com diferentes colorações da conjuntiva ocular. O grau pode variar de
um a cinco, sendo um o grau menos grave, com um intervalo de hematócrito maior e
conjuntiva ocular mais vermelha e a partir do grau três, graus mais graves, com um
intervalo de hematócrito menor e conjuntiva mais clara, apresentando um grau de
anemia elevado e consequente verminose (Figura 6).
19
Figura 6 - Graus de anemia – Método Famacha®.
Fonte: MINHO et al, 2014.
Nos casos de ovinos com grau de Famacha® três, quatro ou cinco, é utilizado
o anti-helmíntico Zolvix®, da classe monepantel, na dose de 1 ml para cada 10 kg
de peso corporal, e para os caprinos é utilizado o Dovenix®, nitroxinil 34%,
demonstrando mais eficiência para a espécie, na dose de 1,5 ml para cada 50 kg do
peso vivo.
O exame parasitológico de contagem de ovos por gramas de fezes (OPG) é
realizado semestralmente, para diferenciar os tipos de parasitas e avaliar o grau de
infecção dos animais do rebanho, com objetivo de ter um melhor controle e
prevenção do rebanho.
Em ovinos, a avaliação do escore corporal é feito na região lombar. O escore
varia de 1 a 5 e se baseia na sensibilidade da palpação à deposição de gordura e à
musculatura nas vértebras (Figura 7). O escore um, representa condição corporal
pobre, situação em que as apófises espinhosas e as apófises transversas são
facilmente sentidas na palpação. No escore cinco, há deposição excessiva de
gordura, que impede a palpação das apófises. Nos caprinos, os critérios de
avaliação são diferentes, pois estes, mesmo quando aparentemente magros,
apresentam grande quantidade de tecido adiposo no abdômem. Nesta espécie, as
notas são dadas aos animais de acordo com a quantidade de deposição de gordura
avaliadas por palpação da região lombar e do osso esterno (Figura 8).
20
Figura 7 - Avaliação de escore corporal em ovinos – graus de escore corporal.
Fonte: MILKPOINT, 2009.
Figura 8 - Regiões avaliadas para o ECC em caprinos.
Fonte: MILKPOINT, 2009.
O casqueamento é feito uma vez por semestre em cada categoria ou sempre
que necessário, sendo aplicado Formoped® posteriormente. O pedilúvio é realizado
como prevenção de afecções do casco, uma vez ao ano com sulfato de zinco a
20%.
O rebanho faz uso de duas vacinas específicas com revacinação anual. A
vacina polivalente Sintoxan® 9TH é feita na dose de três ml por animal, que age
contra as principais clostridioses de extrema importância, por apresentar um índice
de mortalidade importante e pela bactéria estar presente no ambiente e ser
altamente resistente. Também é utilizada a vacina atenuada viva Linfovac®, na dose
de um ml por animal, contra a linfadenite caseosa, que pode causar um grande
impacto sanitário e econômico, podendo acometer animais de todas as idades e
sexo.
2.2.5 Manejo Reprodutivo
21
2.2.5.1 Sincronização do Cio e Monta Natural
A sincronização do cio foi feita em todas as ovelhas do rebanho com o uso de
protocolo hormonal curto (Figura 9), através da implantação de dispositivos
liberadores controlados de drogas (CIDR), o qual libera o hormônio Progesterona,
durante sete dias, com aplicação hormonal de Prostaglandina (Sincrocio® ) na dose
de um ml por animal e Gonadotrofina Coriônica Equina (Novormon®) na dose de 2
ml por animal, após a retirada do CIDR.
O atual desenvolvimento e tecnificação dos sistemas produtivos em
pequenos ruminantes, caracterizado por sistemas mais intensivos, têm
incrementado o número de produtores interessados nas biotécnicas da reprodução,
como por exemplo, a sincronização do estro.
A PGF2α (Prostaglandina) atua induzindo a regressão luteal prematura, de
modo a interromper a fase progesterônica do ciclo estral, com consequente retorno
ao estro e subsequente ovulação. Baseado nisto, a utilização deste fármaco deve
restringir-se a fêmeas cíclicas (MILKPOINT, 2010).
O tratamento com eCG (Gonadotrofina Coriônica Equina) no momento da
retirada do implante de P4 (Progesterona) vem sendo utilizado para melhorar os
índices de fertilidade, por meio de mudanças no padrão de crescimento folicular e
na função do corpo lúteo. A eCG , cria condições para estimular o crescimento
folicular e a ovulação, mesmo em fêmeas que tenham comprometimento na
liberação de gonadotrofinas (MELLO et al, 2014).
Figura 9 - Esquema de protocolo utilizado para monta natural no rebanho ovino do LAPOC - UFPR.
Após a sincronização, as ovelhas foram divididas em lotes para a estação de
monta controlada, tendo uma média de 10 ovelhas por carneiro. Todas as ovelhas
permaneceram durante quatro dias com o macho, o que teve marcação do peitoral,
para que quando ocorresse a monta, as ovelhas fossem identificadas. Após o ultimo
22
lote ter passado os quatro dias com o macho, foi feito o repasse de todas as ovelhas
com os machos no pasto, durante aproximadamente 40 dias, com o objetivo de que
se alguma ovelha não manifestou cio durante o primeiro período, tivesse outra
oportunidade de manifestar e ser coberta com a monta natural.
Em estação de monta que se utiliza a monta natural controlada, o emprego
do sistema de marcação dos reprodutores permite o controle básico dos
acasalamentos, com o objetivo de obter informações como a identificação das
fêmeas mais férteis e fêmeas não prenhes, possibilitando a previsão de partos,
resultando em uma maior eficiência reprodutiva futura.
As cores utilizadas são o amarelo, verde, azul e vermelho (Figura 10), sendo
as marcadas em amarelo as que foram cobertas no início da estação de monta e
deverão parir antes das fêmeas marcadas com uma das outras cores da sequência.
Figura 10 – Esquema de utilização de tinta para identificar monta no rebanho.
2.2.5.3 Diagnóstico Gestacional
O diagnóstico gestacional é feito através do ultrassom, com o aparelho
Landwind C40 Vet, com transdutor linear na frequência de 7.5MHz (Figura 11). O
exame é realizado com a ovelha em estação, devidamente contida, com a
introdução do transdutor lubrificado com gel pelo reto. O diagnóstico é feito a partir
de 50 dias de gestação, sendo considerado positivo através da visualização do
líquido placentário, placentomas e visualização do feto (figura 12).
Figura 11 - Aparelho ultrassom Landwind C40 vet e transdutor linear na frequência de 7.5MHz.
23
Fonte: Acervo pessoal.
Figura 12 - Placentoma visualizado no diagnóstico de gestação de uma ovelha prenhe.
Fonte: Acervo pessoal.
2.2.5.4 Estação de nascimento
O manejo é baseado na separação da ovelha após a observação dos sinais
de parição, em um redondel com piso coberto com maravalha, até o nascimento do
cordeiro e os primeiros cuidados com a mãe e o filhote (Figura 13). Após o parto, é
feito a cura do umbigo do cordeiro com iodo 10% e a pesagem do cordeiro e da
ovelha, que em seguida são destinados à baia de maternidade, onde permanecem
por três dias.
O cordeiro é identificado com brinco no quarto dia após o nascimento e é
separado com a mãe para uma baia conjunta com outras ovelhas que pariram
recentemente.
Figura 13 - Ovelha durante trabalho de parto no LAPOC-UFPR.
24
Fonte: Acervo pessoal.
Após o diagnostico gestacional, foi confirmado 86 ovelhas prenhas, três
ovelhas inconclusivas e três ovelhas vazias. Foi possível acompanhar 34 partos,
sendo 12 partos simples, 19 partos gemelares e três partos trigemelares, totalizando
em 57 cordeiros nascidos e 47 cordeiros vivos. Dentre esses partos, 17 precisaram
ser auxiliados, por apresentarem distocia de origem fetal, com causas como o
tamanho excessivo do feto, defeitos ou má formação fetal ou alterações por estática
e posicionamento no útero, apresentando dificuldade e impedimento no trabalho
expulsivo do cordeiro, sendo necessária a utilização de manobras obstétricas, com
ou sem retropulsão dependendo do caso.
2.2.5.5 Rufiões
Através da vasectomia, foram feitos dois rufiões como ferramenta para o
manejo reprodutivo, com o objetivo de atuar sobre as fêmeas, avaliando o retorno
do cio das ovelhas.
A vasectomia (Figura 14) foi realizada com a tricotomia e antissepsia do local
do procedimento cirúrgico com álcool, PVPI alcoólico e PVPI, em seguida feito a
sedação dos machos com Xilazina 1%® na dose de 0,1 ml por animal e anestesia
local com Lidocaína 2%® na dose de 10 ml em cada incisão de aproximadamente
cinco centímetros. Após a incisão, a pele foi divulsionada, tendo acesso a fáscia
espermática interna, fazendo a secção da túnica vaginal parietal, da túnica
albugínea e da túnica vaginal visceral para exteriorizar o testículo e ser feito a
25
ressecção bilateral de dois a três centímetros do ducto deferente, mediante ao
acesso caudal da bolsa escrotal e a rafia apenas da pele com sutura contínua
Sultan, utilizado o fio Nylon 2.0.
Figura 14 – Vasectomia em macho adulto.
Fonte: Acervo pessoal.
2.3 DESCRIÇÕES DOS CASOS CLÍNICOS ACOMPANHADOS
Durante o período de estágio foram atendidos 47 animais, sendo 45 ovinos e
dois caprinos, dentre esses casos acompanhados três animais foram à óbito (Tabela
4).
Tabela 4 - Quantidade de casos clínicos acompanhados durante o estágio obrigatório no LAPOC - UFPR.
Doença Quantidade de animais % de casos no rebanho Miíase 8 17,02%
Claudicação 6 12,76%
Afecção respiratória 2 4,25%
Abscesso 3 6,38%
Linfadenite 2 4,25%
Diarréia 4 8,51%
Famacha 3, 4 e 5 11 23,40%
Dilatação Gástrica 1 2,12%
Aborto 6 12,76%
Vaginite 1 2,12%
Persistência de uraco 1 2,12%
Pós operatório – Rufiões 2 4,25%
Total 47 100%
26
2.3.1 Principais Casos Clínicos
• Claudicação
Nos casos de claudicação, um animal apresentou pododermatite interdigital
recorrente e os outros cinco apresentaram artrite. Ele foi isolado para avaliação do
membro afetado e tratamento adequado. O tratamento feito foi limpeza diária,
aplicação de Formoped® durante cinco dias, pé dilúvio com Sulfato de Zinco a 20%
durante 15 minutos por cinco dias, Diclofenaco® para analgesia durante três dias,
aplicado inicialmente Flunixin® durante cinco dias e não havendo melhora, passou a
ser aplicado Maxicam 0,2%® por cinco dias e aplicação de bota feita com EVA,
onde apresentou melhora no terceiro dia de tratamento.
As patologias podais afetam diretamente o bem estar animal e produzem
prejuízos econômicos importantes devido a menor locomoção, infertilidade
temporária dos reprodutores, perda de peso e condição corporal, menor produção
leiteira, desvalorização do animal e eliminação prematura do rebanho. A prevalência
da doença varia muito de um rebanho a outro por estar influenciada por muitos
fatores como o clima, alimentação, idade, intensificação da exploração e manejo
rotineiro (MILKPOINT, 2006).
O foot rot é uma doença contagiosa, crônica, necrosante, da epiderme
interdigital e matriz do casco dos ovinos, levando a claudicação, com consequente
perda de peso, queda na produção de lã e dificuldade reprodutiva em carneiros. É
causado pela associação sinérgica de, pelo menos, duas bactérias: Dichelobacter
nodosus e Fusobacterium necrophorum, o qual faz parte do trato digestivo de
ovinos. Por ser uma doença infecciosa, a sua transmissão está relacionada com três
principais variáveis epidemiológicas: o agente, o hospedeiro e o meio. Outros
fatores ambientais, como o solo e tipos de pastagens, podem influenciar a
transmissão da doença (MILKPOINT, 2013).
• Linfadenite Caseosa
A Linfadenite caseosa ocorreu em dois animais durante o período de estágio.
Assim que observado os abscessos, as ovelhas foram isoladas na enfermaria para
uma melhor observação do rompimento do mesmo. Nos dois casos, foi observado
27
diariamente até o rompimento do abscesso, sendo feito a limpeza com PVPI e
aplicação de iodo 10% para a cauterização e em seguida aplicado repelente fipronil,
conhecido como “spray prata” no local diariamente, até que o abscesso estive
completamente cauterizado.
• Aborto
Seis ovelhas apresentaram aborto e todas foram avaliadas fisicamente
(frequência cardíaca, frequência respiratória, temperatura, Famacha®, escore
corporal e linfonodos) e ficam em observação na enfermaria até que o tratamento
terminasse e apresentassem melhora. O tratamento feito foi a aplicação de
Sincrocio® na dose de 2 ml por animal em dose única e Enrofloxacina® na dose de
1 ml para cada 40 kg durante de sete dias, Antibiótico intra mamário por dois dias e
feito o esgotamento dos tetos a cada dois dias para evitar casos de mastite.
Houve um caso específico em que o trabalho de parto foi difícil, onde a
ovelha foi tratada também com Dipirona® na dose de 10 ml por animal durante dois
dias e Megacilin® na dose de 1 ml para cada 30kg, e o mesmo tratamento das
demais.
Foi coletado amostras de sangue de todas as ovelhas que abortaram, para
ser enviado ao laboratório, para obter o diagnóstico em relação as principais
doenças que causam aborto em pequenos ruminantes (Toxoplasmose, Brucelose,
Listeriose, Leptospirose, Neosporose e Língua Azul).
• Persistência de Uraco
Foi avaliado fisicamente o cordeiro que apresentou persistência de uraco,
avaliando a frequência cardíaca e respiratória, temperatura, avaliação das mucosas
(aplicando o método Famacha®) e linfonodos. O cordeiro apresentou todos os
parâmetros dentro do padrão, e estava mamando normalmente. O tratamento feito
foi a limpeza da ferida com PVPI e desinfecção do local duas vezes ao dia,
passando Furanil® para a cicatrização e aplicando Florfenicol® e B1® por quatro
dias.
• Óbitos – Necropsia
28
Ocorreram três óbitos no rebanho, sendo duas borregas e uma cabrita. Foi
possível realizar apenas a necropsia de uma borrega com a Famacha® ruim e da
cabrita que apresentou dilatação gástrica.
A borrega na necropsia apresentou nódulos no pulmão, sem demais
alterações.
Na necropsia da cabrita, foi observada a presença de excesso de
concentrado no rúmen e presença de sangue acumulado no abomaso. Com isso, e
com a informação de que havia sido a pouco tempo fornecido alimentação à ela,
concluiu que ela veio a óbito por dilatação gástrica.
2.4 EXPERIMENTO DE “EMISSÃO DE GASES DE EFEITO ESTUFA EM
SISTEMAS DE PRODUÇÃO DE CORDEIROS A PASTO”
O objetivo do experimento é a avaliação das emissões de gases de efeito
estufa do solo e metano ruminal em dois sistemas de produção de cordeiros a
pasto, no ciclo completo.
Durante o período de estágio foram avaliados gases do solo. Para isto é
realizado utilizando um conjunto de câmara e base estática fechada. Cada câmara é
constituída de um balde de 35 cm de altura por 33 cm de diâmetro, fechado na parte
superior e assentado, somente durante as coletas, sobre uma base metálica
previamente introduzida no solo.
Cada sessão de coleta teve início às 8h30min, quando se coleta a primeira
amostra de ar (tempo 0) de uma série de três. Para isso, é utilizada uma seringa de
polipropileno de 10 ml equipada com válvula de três pontos para fechamento, no
orifício de saída. A segunda amostra (tempo 15) é coletada 15 minutos depois,
utilizando o mesmo tipo de seringa, a partir de uma válvula de três pontos situada no
topo da câmara. A terceira e última (tempo 30) amostra é coletada aos 15 minutos
depois, seguindo o mesmo procedimento para a amostra do tempo 15.
As seringas contendo as amostras de ar são acondicionadas em um
recipiente de isopor contendo uma “bolsa gel” congelada, a fim de manter a
temperatura interna abaixo de 5ºC durante o transporte até o laboratório para
análise das concentrações dos gases pelo método da cromatografia gasosa.
29
2.5 EXPERIMENTO DE “GRID – COMPORTAMENTO INGESTIVO E
PREFERÊNCIA ALIMENTAR DE OVINOS EM SISTEMA DE PRODUÇÃO A
PASTO”
O objetivo geral da pesquisa é caracterizar o consumo de cordeiros em
diferentes sistemas de terminação em pastagem de inverno. Os objetivos
específicos são: identificar a preferência alimentar dos cordeiros e ovelhas em dois
sistemas de terminação de cordeiros a pasto; determinar a taxa de consumo e o
volume de bocados de cordeiros e ovelhas nos dois sistemas; diferenciar as
estruturas de pastagens presentes nos dois sistemas avaliados, comparar e discutir
a preferência alimentar das duas categorias animais estudadas; acompanhar o
desempenho dos cordeiros nos dois sistemas.
Foram realizadas separações botânicas e morfológicas das amostras de
pastagem, as forragem provenientes dos cortes foram homogeneizadas e divididas
em duas sub-amostras, uma para a determinação da matéria seca (MS) da
pastagem, e a outra foi novamente dividida em duas sub-amostras, senda a primeira
para a separação botânica (azevém, aveia, tifton e outros) e a segunda para
composição morfológica (folha, colmo + bainha, inflorescência e material morto) da
pastagem, realizadas de forma manual. As amostras foram pesadas e secas em
estufa com circulação forçada de ar a 65º c durante 72 horas, e pesadas novamente
e moídas em moinho tipo willey com peneira de malha de 1 mm. Os percentuais das
frações morfológicas e botânicas da pastagem foram determinados em função de
seus pesos em relação à amostragem total.
3 CONSIDERAÇÕES FINAIS
O estágio curricular obrigatório proporcionou o trabalho em conjunto de
diferentes áreas, como a zootecnia e agronomia, mostrando a importância da
complementação de uma profissão na outra, onde foi possível criar mais experiência
profissional nos manejos de ovinos e caprinos. E no setor do LAPOC, a necessidade
de mais profissionais médicos veterinários, ou que tivesse mais assistência se
necessário dos outros setores da Fazenda Canguiri da UFPR.
30
4 PRINCIPAIS DOENÇAS QUE CAUSAM ABORTO EM PEQUENOS
RUMINANTES
4.1 INTRODUÇÃO
O crescimento do agronegócio de caprinos e ovinos no Brasil está criando
novas possibilidades comerciais e industriais e, portanto, gerando desenvolvimento
(PINHEIRO et al. 2007). Segundo Souza et al. 2014, apesar do aumento, fatores
relacionados a nutrição, sanidade e reprodução podem influenciar na queda da
produção de propriedades, sendo esses fatores os que interferem diretamente na
saúde e desenvolvimento do animal.
Em caprinos, os casos de abortos que afetam significativamente a
produtividade são considerados um problema reprodutivo relativamente comum.
Geralmente, os agentes etiológicos que mais são diagnosticados são de origem
infecciosa (CÂMARA et al. 2012).
São inúmeras as causas de aborto em ovinos e caprinos, sendo as que
incluem agentes infecciosos, os principais como o Toxoplasma gondii,
Chlamydophila abortus, Brucella spp., Coxiella burnetii, Listeria monocytogenes,
Campylobacter spp., Salmonella sp., Leptospira sp., Neospora Caninum, entre
outros (PEREIRA et al. 2013).
O programa sanitário nos rebanhos de pequenos ruminantes deve priorizar a
promoção à saúde, a prevenção das doenças e a segurança e qualidade dos
produtos e derivados ao consumidor, ao invés das ações curativas (SÁ et al, 2007).
No Brasil, estudos têm demonstrado a presença e a importância do
Toxoplasma gondii, principalmente em pequenos ruminantes, por ser uma
importante zoonose, apesar de ainda ser escasso estudos relacionados a doença
em alguns estados do Brasil (MOTTA et al. 2008) .
A Brucelose é uma doença antropozoonótica de distribuição mundial,
responsável por causar problemas sanitários e prejuízos econômicos. O gênero
Brucella possui predileção por determinadas espécies animais, como a Brucella
abortus (B. abortus), que infecta preferencialmente bovinos, e a Brucella ovis (B.
ovis), que infecta ovinos (SALABERRY et al. 2011).
Segundo Teófilo et al. 2010, a Listeriose é uma doença infecciosa de
31
ocorrência mundial, que ocorre principalmente em países de climas temperados,
que pode afetar vários animais mas principalmente os ruminantes, tendo três formas
diferentes de manifestação clínica: aborto, doença neurológica ou septicemia com
abscessos nas vísceras.
A Leptospirose é uma doença de grande importância e distribuição
geográfica, que causa frequentemente problemas reprodutivos em pequenos
ruminantes. É causada por bactérias do gênero Leptospira sp. e é considerada uma
importante causa de problemas reprodutivos em animais de produção (SOUSA et al.
2014).
A Neosporose apesar de ser uma das principais causas de problemas
reprodutivos em bovinos, o Neospora caninum foi esporadicamente associado a
aborto em cabras e ovinos. O papel desse protozoário deve continuar a ser
investigado, pois quando inoculado experimentalmente durante a gestação, causou
uma condição semelhante à observada em bovinos. (CÂMARA et al. 2012)
A língua azul é uma doença viral, não contagiosa, que afeta animais
selvagens e ruminantes, sendo mais comum em ovinos. O vírus da língua azul
(VLA) está presente principalmente em áreas tropicais e subtropicais e sua
distribuição geográfica está relacionada ao vetor e a fatores climáticos que
favorecem a multiplicação e manutenção do mesmo. (ANTONIASSI et al. 2010)
32
4.2 REVISÃO DE LITERATURA
4.2.1 TOXOPLASMOSE
O Toxoplasma gondii é um protozoário coccídio intracelular obrigatório do Filo
Apicomplexa, família Sarcocystidae, subfamília Toxoplasmatinae. Os felídeos,
silvestres e os animais domésticos, são os hospedeiros definitivos, onde o parasita
faz multiplicação enteroepitelial que faz com que ocorra a produção e a eliminação
de oocistos pelas fezes que contaminam o meio ambiente (MOTTA et al, 2008).
A toxoplasmose foi relatada pela primeira vez, em ovinos no ano de 1942,
nos Estados Unidos. Em seguida, foi reconhecida como causa de problemas
reprodutivos em vários países, sendo mais frequente em rebanhos de baixa altitude
e úmidos, onde os oocistos são mais resistentes ao ambiente. (VASCONSELLOS et
al 2006)
Segundo Silva et al (2003), em pequenos ruminantes, a principal fonte de
infecção é a ingestão de oocistos esporulados do parasita presentes nos alimentos
e solo contaminado. É uma zoonose considerada a principal causa de problemas
reprodutivos em ovinos e apesar de pouco relatada em caprinos, os danos podem
ser maiores, acometendo também clinicamente animais adultos. As taxas de
infecção para rebanhos de pequenos ruminantes no Brasil são variáveis devido ao
teste sorológico utilizado, à região e idade dos animais estudados.
No Brasil, estudos realizados em pequenos ruminantes têm detectado
prevalências de 28,9% a 92,4% de anticorpos anti – Toxoplasma gondii nos
rebanhos. Quando ocorre a infecção do animal, a doença pode causar reabsorção
fetal, aborto, mumificação fetal, natimortalidade ou mortalidade perinatal
(PESCADOR et al, 2007).
Segundo Motta et al (2008), o diagnóstico para toxoplasmose pode ser obtido
através de testes sorológicos, necropsias de fetos abortados, exame
histopatológico, imunoistoquímico (Figura 15) e da reação em cadeia da polimerase
(PCR). Nos fetos abortados, pode ser feito exame histológico do cérebro e da
placenta associado ou não com exame imunoistoquímico de tecidos que
apresentem lesões compatíveis com a doença.
33
Figura 15 - Córtex cerebral de feto ovino com presença de cisto de Toxoplasma gondii (1) e taquezoítos, com marcação positiva (setas) no exame de
imunoistoquímico.
Fonte: MOTTA et al, 2008.
4.2.2 BRUCELOSE
A brucelose em ovinos é uma doença infecciosa crônica causada pela
bactéria Brucella ovis, que acomete o trato reprodutivo podendo causar orquite,
epididimite, placentite, aborto e morte dos cordeiros. A doença não é considerada
uma zoonose e sua principal via de transmissão é a venérea, através do sêmen
(SALABERRY et al 2011).
Os caprinos são acometidos pela Brucella melitensis, a qual está relacionada
a abortos na espécie, apesar de não existir isolamento dessa bactéria no Brasil. As
ovelhas também podem se infectar com a B. melitensis, pelo fato de normalmente
os rebanhos criarem essas duas espécies juntas. No Brasil, provavelmente o aborto
em pequenos ruminantes esteja mais relacionada a B. abortus, pelo fato dos
bovinos serem o reservatório natural, quando essas espécies são criadas no mesmo
ambiente (PINHEIRO et al, 2007).
No Brasil, o primeiro diagnóstico clínico de brucelose causada por B. ovis foi
no ano de 1966, no Rio Grande do Sul. Na fase reprodutiva é onde os ovinos estão
mais expostos a infecção, através da ingestão ou contato sexual pelas secreções
genitais, durante a estação de monta, atividade homossexual dos carneiros, do
contato com feto abortados, pastagens contaminadas e também podendo ocorrer a
contaminação de embriões através da inseminação artificial com sêmen
contaminado (RIZZO et al, 2014).
34
A taxa de abortamento pode chegar a 39% em ovelhas gestantes inoculadas
experimentalmente, ocorrendo o aborto após 30 dias da inoculação com B. ovis. E
nas infecções naturais, o aborto ocorre no terço final da gestação (CUNHA FILHO et
al, 2007).
De acordo com Rizzo et al (2014), estudos relatam as falhas de manejo nos
rebanhos como fatores de risco para a infecção da bactéria, como a falta de higiene
nas instalações, a remoção e destinação de fezes inadequadas, a introdução de
animais de rebanhos não livres da doença ou de estado sanitário desconhecido, a
participação em feiras e exposições e o contato entre diferentes rebanhos em
pastagens comuns.
Os testes de diagnóstico recomendados pela OIE (2009), para pequenos
ruminantes são o teste de Rosa de Bengala e o teste de Fixação do Complemento
(FC). Também podendo ser feito o teste de ELISA, o ensaio com fluorescência
polarizada, hemaglutinação indireta, imunofluorescência indireta e imunodifusão em
gel de Agar (Figura 14). A análise do leite com a Prova do Anel, muito utilizado
como teste de rastreio em bovinos, é ineficaz em pequenos ruminantes (NOZAKI et
al, 2004; OIE, 2009).
4.2.3 LISTERIOSE
É uma doença causada por bactérias do gênero Listeria, o qual compreende
a seis espécies, pode acometer vários animais, parecendo os ruminantes ser mais
susceptíveis. A espécie que mais acomete os ruminantes é a Listeria
monocytogenes em ovinos, bovinos e caprinos. A doença é mais frequente no
inverno, devido ao fato da bactéria ser psicotrófica e é transmitida através de
silagens de má qualidade, que apresentam pH acima de 5,5, assim favorecendo o
crescimento dessa bactéria. (TEÓFILO et al, 2010)
A infecção normalmente ocorre de cinco formas distintas, sendo a encefalite a
forma mais comum, seguida de abortos, septicemia, mastite e em menor ocorrência
a uveíte e ceratoconjuntivite. Alguns autores relatam que os animais podem adquirir
imunidade com a ingestão de silagem contaminada contra a septicemia e aborto,
não sendo totalmente eficaz contra a encefalite. A listeriose pode ocorrer como um
35
surto em pequenos ruminantes, tendo uma taxa de mortalidade alta, mesmo que
tratada com antibióticos (OEVERMANN et al, 2010)
O diagnóstico pode ser confirmado pela cultura, detecção do microrganismo
em colorações especiais, imunofluorescência ou imunoistoquímica, ou pela técnica
de reação em cadeia de polimerase (PCR). O diagnóstico diferencial inclui a
toxemia da gestação, intoxicação por chumbo, raiva, entre outras doenças que
causem aborto ou septicemia. (RISSI et al, 2010; TEÓFILO et al, 2010)
O tratamento intravenoso com antibióticos é pouco eficaz em ovinos,
principalmente se os animais já estiverem em uma fase adiantada da doença. Em
um estudo realizado, o tratamento em uma cabra foi feito no início da doença, onde
apresentou baixa melhora clínica, seguida da volta dos sinais clínicos e foi a óbito
30 dias após o tratamento, onde foi comprovado que mesmo o tratamento sendo
feito no início da doença, ele não é eficaz (RISSI et al, 2010).
A adoção de algumas medidas poderiam fazer um controle e prevenção da
presença de Listeria nas silagens, como a manutenção de um ambiente anaeróbio,
garantia da fermentação ter duração de duas semanas, o ambiente em torno do silo
estar limpo, a eliminação de silagem que teve contato com o oxigênio e o
desenvolvimento de uma técnica rápida e viável para a detecção de Listeria
monocytogenes nas silagens (OLIVEIRA et al, 2008).
4.2.4 LEPTOSPIROSE
O agente etiológico da leptospirose pertence à ordem Spirochaetales, família
Leptospiraceae e gênero Leptospira. As leptospiras são bactérias aeróbias restritas
espiraladas, delgadas de aproxadamente 0,1 µm de diâmetro e comprimento
variando de 6 a 20 µm, tendo uma ou duas extremidades em forma de gancho. São
bactérias sensíveis a luz solar direta, desinfectantes comuns e antissépticos. O
período de vida na água varia conforme alguns fatores como a temperatura, pH,
grau de poluição e salinidade. São viáveis em água por até três meses,
sobrevivendo bem em ambiente úmidos, pântanos, córregos, lagos e estábulos com
excesso de umidade. Se multiplicam em pH entre 7,2 e 7,4 e são muito sensíveis a
pH ácido e dessecação (HIGINO et al, 2014).
36
É uma zoonose mundialmente distribuída, tendo foco maior nas Américas e
considerada endêmica na América Latina e no Caribe. A presença da doença está
relacionada a alguns fatores ambientais, que favorecem o foco da infecção, tendo
condições favoráveis para a bactéria, das características do habitat e da presença
de animais silvestres (HIGINO et al, 2012).
Para Câmara et al (2012), os pequenos ruminantes são menos susceptíveis
que os bovinos, mas podem desenvolver a doença na forma aguda, apresentando
sinais como a febre, anorexia, inapetência, icterícia e síndrome anêmica ou
hemorrágica, podendo evoluir para a forma crônica, apresentando uma diminuição
da fertilidade, natimortos, abortos no terço final da gestação e diminuição da
produção leiteira.
Os animais podem se contaminar por contato de forma direta através do
contato com secreções genitais, urina de animais infectados e através da cópula, ou
de forma indireta por meio de aerossóis ou água contaminados. O diagnóstico é
feito através dos sinais clínicos e detecção da bactéria nos tecidos, na urina ou pela
presença de anticorpos no sangue (SOUSA et al, 2014).
Existem diferentes métodos de diagnóstico, que podem ser baseados na
detecção de anticorpos ou por testes que revelem a presença da bactéria ou do seu
ácido nucleico.. A Organização Mundial da Saúde (OMS) considera o teste de
soroaglutinação microscópica (SAM) com antígenos vivos como o melhor teste para
o diagnóstico de leptospirose. . A Reação em Cadeia da Polimerase (PCR) permite
amplificar quantidades mínimas de DNA de Leptospira spp. em diversos tipos de
amostras biológicas. Alguns casos com sinais clínicos aparentes, têm sido
associados às sorovariedades Pomona, Ballum, Grippotyphosa,
Icterohaemorrhagiae, Sejroe e Hardjo. O único teste que pode ser utilizado tecidos
conservados no formol é o teste histopatológico, tendo desvantagem por ser pouco
sensível e ser incapaz de detectar sorovariedade infectante (CARNEIRO et al,
2015).
As leptospiras têm como órgão preferencial os rins, onde provocam lesões
graves e de onde são transportadas pela urina para contaminar o ambiente e serem
transmitidas para outras espécies. Lesões renais são consideradas as alterações
patológicas básicas da doença. (CARVALHO et al, 2011).
37
O controle da leptospirose é feito através da vacinação do rebanho,
tratamento de animais infectados com antibióticos, controle dos roedores nas
propriedades e eliminação de excesso de água do ambiente. O tratamento com
estreptomicina é o de escolha, por apresentar fácil penetração renal, e também
sendo considerado o tratamento com sulfato de estreptomicina que apresenta um
retorno à vida reprodutiva normal de 92% dos animais. (CASTRO et al, 2008; MELO
et al, 2010)
4.2.5 NEOSPOROSE
A neosporose é causada pelo protozoário do filo Apicomplexa Neospora
caninum, parasita intracelular obrigatório, formador de cistos, que foi caracterizado
pela primeira vez em cães nos Estados Unidos. O ciclo biológico envolve a presença
de hospedeiros definitivos (cães, lobos e coiotes) e intermediários (ruminantes,
equinos e caninos). Havendo três estágios infecciosos do protozoário: os
bradizoítos, os taquizoítos e os esporozoítos. Os taquizoítos e os bradizoítos são
estágios intracelulares encontrados no hospedeiro intermediário, enquanto os
esporozoítos se desenvolvem dentro dos oocistos no processo de esporulação
(VOGEL et al, 2006; VARASCHIN et al, 2011).
É uma doença que causa comumente abortamento esporádico, endêmico ou
epidêmico principalmente em bovinos, mas a ocorrência em pequenos ruminantes
também deve ser considerada, onde já foi descrito casos de filhotes fracos e
prematuros (MELO et al, 2006; MODOLO et al, 2008).
Devido ao fato do N. caninum e T. gondii terem o aspecto morfológico e
manifestações clinicas semelhantes, é de extrema importância o diagnóstico
sorológico diferencial. Ambos os parasitos podem causar morte embrionária fetal
com reabsorção, mumificação, abortos, natimortalidade ou nascimento de filhotes
fracos (VARASCHIN et al, 2011).
Segundo Rossi et al (2011), a transmissão vertical é uma importante rota do
N. caninum, onde ocorre a transmissão transplacentária, de mãe para filho.
Pequenos ruminantes também podem ser infectados através da ingestão de
oocistos esporulados presentes na água ou alimentos contaminados pelas fezes do
hospedeiro definitivo, chamada de transmissão horizontal.
38
Para Melo et al (2006), o diagnóstico da doença é baseado na detecção de
anticorpos específicos e visualização de lesões características no cérebro, coração
e fígado de fetos abortados, associado com exames de imunohistoquímica de
tecidos contendo lesões e sorologia fetal. A imunofluorescência indireta é
considerada a técnica de referência, sendo empregada no diagnóstico sorológico da
infecção e em estudos epidemiológicos.
4.2.6 LÍNGUA AZUL
De acordo com a Organização Mundial de Saúde Animal (OIE) e o Ministério
da Agricultura, Pecuária e Abastecimento (MAPA), a língua azul é uma enfermidade
de notificação compulsória. É uma doença que causa grande impacto econômico, o
que resulta além das perdas diretas em rebanhos afetados, restrições ao comércio
internacional de animais e seus produtos (LOBAO et al, 2014).
O vírus da língua azul (VLA) é membro do gênero Orbivirus e da família
Reoviridae. A principal forma de transmissão é através de mosquitos do gênero
Culicoides sp, e, até hoje, 24 sorotipos foram identificados em diversos países do
mundo, localizados nas áreas tropicais e subtropicais. Condições de temperatura e
umidade na maior parte do país favorecem a multiplicação e a manutenção dos
vetores, o faz com que a doença se torne endêmica e com alta prevalência de
animais soropositivos, com sintomatologia clínica rara. Sabe-se que parte da
população de ruminantes é imune à infecção pelos sorotipos presentes na área
(COSTA et al, 2006).
Quando há manifestações clínicas, principalmente em ovinos, ocorre febre,
lesões erosivas e ulcerativas nas mucosas do trato digestivo, hemorragias focais e
necrose do músculo liso e estriado esquelético cardíaco, e também alterações
reprodutivas como morte embrionária, aborto, má formações fetais, natimortos,
infertilidade e eliminação do vírus no sêmen (ANTONIASSI et al, 2010; SOUZA et al,
2010).
Existe uma evidência de que certas cepas de língua azul ou mesmo alguns
sorotipos tem predileção para útero grávido e consequentemente infecção do feto e
embrião (MARTINS et al, 2009).
39
Segundo Souza et al (2010), para o diagnóstico da doença, os métodos
laboratoriais recomendados pela Organização Internacional de Epizootias (OIE), se
baseiam no isolamento e identificação do agente em testes sorológicos, podendo
ser feitos o teste de ELISA, imunodifusão em gel de ágar (IDGA), soroneutralização
e fixação de complemento.
Segundo Lobão et al (2014), como prevenção, deve ser seguido
rigorosamente as regras de importação e quarentena dos animais, incluindo o teste
diagnóstico preconizado pela OIE. Apesar de poder ocorrer transmissão da doença
por sêmen contaminado, a probabilidade de transmissão por meio de animais
importados é bem maior. Devendo sempre ser supervisionado a compra e o
transporte dos animais.
O sacrifício de animais infectados como estratégia de controle é questionada,
uma vez que em determinadas regiões, exista altas taxas de infecção subclínica e o
inseto vetor tem importante papel na disseminação do vírus (MACLACHLAN et al,
2013).
40
5 CONCLUSÃO
A principal forma de contaminação das doenças é por erro no manejo
sanitário, onde ocorre armazenamento inadequado de alimentos, limpezas das
instalações inadequadas, presença de animais inapropriados no rebanho, por não
ser feito o isolamento e a quarentena do animal quando chega de outro rebanho e
por excesso de umidade no ambiente, sendo assim, o principal culpado os criadores
e responsáveis pelo rebanho.
Todas as pesquisas mostram que ainda faltam estudos em muitas doenças
de grandes perdas reprodutivas em ovinos e caprinos quando comparado a bovinos,
sendo necessários estudos mais aprofundados, a fim de quantificar as perdas
econômicas e assim despertar nos produtores e médicos veterinários um melhor
programa de controle e prevenção contra as doenças.
Quando ocorre aborto na propriedade, sempre devem ser realizados métodos
diagnósticos para confirmar doenças, assim tendo um melhor controle da sanidade
do rebanho, tomando as medidas necessárias e avaliando quais as causas ou erros
de manejo que estão sendo realizados, para possíveis mudanças e melhora na
saúde do rebanho.
41
REFERÊNCIAS
ANTONIASSI, N. A. B; PAVARINI, S. P.; RIBEIRO, L. A. O.; SILVA, M. S.; FLORES, E. F.; DRIEMEIER, D. Alterações Clínicas e Patológicas em Ovinos Infectados Naturalmente pelo Vírus da Língua Azul no Rio Grande do Sul. Pesquisa Veterinária Brasileira, 2010. CÂMARA, A. C. L.; DALCIN, L.; LELIS, I. C. N. G.; BEZERRA, M. B.; BLANCO, B. S. Prevalência dos Principais Agentes Infecciosos Envolvidos em Abortos em Caprinos no Nordeste Brasileiro. Acta Veterinaria Brasílica, 2012. V. 6, n. 4, pg. 243 a 248. CARNEIRO, L. A.; BAHIA, M. N. M.; PEREIRA, W. L. A.; DIAS, H. L. T.; COSTA, A. R. F. Investigação Sorológica, Molecular e Anatomopatológica para Leptospirose em Ovinos (Ovis aries) Procedentes de um Biotério de Criação. Revista Pan-Amazônica de Saúde, 2015. V. 6, n. 4, pg. 55 a 61. CARVALHO, S. M.; GONÇALVES, M. F.; MACEDO, H. G.; SILVA, M. M. S.; MINEIRO, A. L. B. B.; KANASHIRO, E. H. Y. COSTA, F. A. L. Infecção por Leptospiras em Ovinos e Caracterização da Resposta Inflamatória Renal. Pesquisa Veterinária Brasileira, 2011. V. 31, n. 8, pg. 637 a 642. CASTRO, V.; AZEVEDO, S. S.; GOTTI, T. B.; BATISTA, C. S. A.; GENTILLI, J.; MORAES, Z. M.; SOUZA, G. O.; VASCONSELLOS, S. A.; GENOVEZ, M. E. Soroprevalência da Leptospirose em Fêmeas Bovinas em Idade Reprodutiva no Estado de São Paulo, Brasil. Arquivo Institucional Biológico, 2008. V. 75, n. 1, pg. 3 a 11. COSTA, J. R. R.; LOBATO, Z. I. P.; HERMANN, G. P.; LEITE, R. C.; HADDAD, J. P. A. Prevalência de anticorpos contra o vírus da língua azul em bovinos e ovinos do sudoeste e sudeste do Rio Grande do Sul. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, 2006. V. 58, n. 2, pg. 273 a 275. CUNHA FILHO, L. F. C.; JUNIOR, L. A. L.; SILVA, L. C.; AGOTTANE, J. V. B.; OKANO, W.; STERZA, F. M. A.; Z, R. Ocorrência de Ovinos Reagentes à Prova de Imunodifusão em Gel de Ágar, para Brucella ovis, em Propriedades na Região do Norte do Paraná. Ciências Biológicas Saúde, 2007. V. 9, n. 1, pg. 66 a 70. HIGINO, S. S. S.; ALVES, C. J.; SANTOS, C. S. A. B.; VASCONCELLOS, S. A.; SILVA, M. L. C. R.; BRASIL, A. W. L.; PIMENTA, C. L. R. M.; AZEVEDO, S. S. Prevalência de Leptospirose em Caprinos Leiteiros do Semiárido Paraibano. Pesquisa Veterinária Brasileira, 2012. HIGINO, S. S. S.; AZEVEDO, S. S. Leptospirose em Pequenos Ruminantes: Situação Epidemiológica Atual no Brasil. Arquivo Institucional Biológico, 2014. V. 81, n. 1, pg. 86 a 94. LOBAO, F. M.; MELO, C. B.; MENDONÇA, C. E. D.; LEITE, R. C.; MCMANUS, C.; KREWER, C. C.; UZEDA, R. S. Língua Azul em Ovinos: Uma Revisão. Revista Brasileira de Reprodução Animal, 2014. V. 38, n. 2, pg. 69 a 74.
42
MACLACHLAN, N. J.; MAYO, C. E. Potential Strategies for Control of Bluetongue, a Globally Emerging, Culicoidestransmitted Viral disease of Ruminant Livestock and Wildlife. Antiviral Res, 2013. V. 99, p. 79 a 90. MARTINS, I. S.; FERREIRA, M. M. G.; ROSA, B. R. T.; AVANTE, M. L.; ZANGIROLAMI, D. F. Língua Azul. Revista Científica Eletrônica de Medicina Veterinária, 2009. MELLO, R. R. C.; FERREIRA, J. E.; MELLO, M. R. B.; PALHANO, H. B. Utilização da Gonadotrofina Coriônica Equina (eCG) em protocolos de sincronização da ovulação para IATF em bovinos: revisão. Revista Brasileira de Reprodução Animal, 2014. V. 38, n.3, pg. 129-134. MELO, L. S. S.; CASTRO, M. B.; LEITE, R. C.; MOREIRA, E. C.; MELO, C. B. Principais Aspectos da Infecção por Leptospira sp em Ovinos. Ciência Rural, 2010. V. 40, n. 5, pg. 1235 a 1241. MODOLO, J. R.; STACHISSINI, A. V. M.; GENNARI, S. M.; DUBEY, J. P.; LANGONI, H.; PANDOVANI, C. R.; BARROZO, L. V.; LEITE, B. L. S. Frequência de Anticorpos Anti - Neospora caninum em Soros de Caprinos do Estado de São Paulo e sua Relação com o Manejo dos Animais. Pesquisa Veterinária Brasileira, 2008. V. 28, n. 12, pg. 597 a 600. MOLENTO, M. B.; TASCA, C.; GALLO, A.; FERREIRA, M.; BONONI, R.; STECCA, E. Método Famacha como parâmetro clínico individual de infecções por Harmonchus contortus em pequenos ruminantes. Ciência Rural, 2004. V. 34, n. 4, pg. 1139 a 1145. MOTTA, A. C.; VIEIRA, M. I.B.; BONDAN, C.; EDELWEISS, M. I. A.; DAMETTO, M. A.; GOMES, A. Aborto em Ovinos Associado à Toxoplasmose: Caracterização Sorológica, Anátomo-Patológica e Imunoistoquímica. Revista Brasileira Parasitol Veterinária, 2008. NOZAKI, C. N.; MEGID, J.; LIMA, K. C.; SILVA JUNIOR, F. F.; VELOSO, C. S. Comparação das Técnicas de Imunodifusão em Gel de Ágar e Elisa no Diagnóstico de Brucelose Ovina em Cabanhas da Região Centro-Oeste do Estado de São Paulo. Arquivo Instituto Biológico, 2004. V. 71, nº 1, pg. 1 a 5. OEVERMANN, A.; ZURBRIGGEN, A. O.; VANDEVELDE, M. Rhombencephalitis Caused by Listeria monocytogenes in Humans and Ruminants: A Zoonosis on the Rise?. Interdisciplinary Perspectives on Infectious Diseases, 2010. OIE. Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals. 2009. OLIVEIRA, M.; GUERRA, M.; BERNARDO, F.Occurrence of Listeria monocytogenes in Silages assessed by Fluorescent in situ Hybridization. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, 2008. V. 60, n. 1, pg. 267 a 269.
43
PEREIRA, M. F.; MOTA, R. A.; PEIXOTO, R. M.; PIATTI, R. M. Estudo de Casos de Aborto em Caprinos e Ovinos no Estado de Pernambuco, Brasil. Ciência Veterinária nos Trópicos, 2013. V. 16, nº 1/2/3, pg. 18 a 30. PESCADOR, C. A.; OLIVEIRA, E. C.; PEDROSO, P. M. O.; BANDARRA, P. M.; OKUDA, L. H.; CORBELLINI, L. G.; DRIEMEIER, D. Perdas Reprodutivas Associadas com Infecção por Toxoplasma gondii em Caprinos no Sul do Brasil. Pesquisa Veterinária Brasileira, 2007. PINHEIRO, R. R.; ALVES, F. S. F, ANDRIOLI, A. Enfermidades Infecciosas de Pequenos Ruminantes: Epidemiologia, Impactos Ecônomicos, Prevenção e Controle. Revista Brasileira de Higiêne e Sanidade Animal, 2007. V. 01, n. 1, pg. 44 a 66. RISSI, D. R.; KOMMERS, G. D,. PEREIRA, C. M.; SCHILD, A. L.; BARROS, C. S. L. Meningoencefalite por Listeria monocytogenes em Ovinos. Pesquisa Veterinária Brasileira, 2010. Pg. 51 a 56. RIZZO, H.; GREGORY, L.; BERALDI, F.; CARVALHO, A. F.; PINHEIRO, E. S.; PAULIN, L. M. Ocorrência de Anticorpos Anti Brucella ovis em Ovinos com Histórico de Distúrbios Reprodutivos no Estado de São Paulo. Arquivo Instituto Biológico, 2014. V. 81, n. 2, pg. 99 a 106. ROSSI, G. F.; CABRAL, D. D.; RIBEIRO, D. P.; PAJUABA, A. C. A. M.; CORREA, R. R.; MOREIRA, R. Q.; MINEO, T. W. P.; MINEO, J. R.; SILVA, D. A. O. Evaluation of Toxoplasma gondii and Neospora caninum Infections in Sheep from Uberlândia, Minas Gerais State, Brazil, by Different Serological Methods. Veterinary Parasitology, 2011. Pg. 252 a 259. SÁ, M. I.; FERREIRA, C. Importância das Zoonoses na Segurança Alimentar. Segurança e Qualidade Alimentar, 2007. N. 2. SALABERRY, S. R. S.; PAULIN, L. M.; SANTANA, R. L.; CASTRO, J. R.; RIBEIRO, A. M. C. Pesquisa de Anticorpos Anti Brucella abortus e Anti Brucella ovis em Ovinos no Município de Uberlândia – MG. Arquivo Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, 2011. V. 63, n. 4, pg. 1022 a 1024. SILVA, A. V.; CUNHA, E. L. P.; MEIRELES, L. R.; GOTTSCHALK, S.; MOTA, R. A.; LANGONI, H. Toxoplasmose em Ovinos e Caprinos: Estudo Soroepidemiológico em Duas Regiões do Estado de Pernambuco, Brasil. Ciência Rural, 2003. V. 33, n. 1, pg. 115 a 119. SILVA, K. L. M. V; RUE, M. L. Possibilidade da Transmissão Congênita de Toxoplasma gondii em Ovinos Através de Seguimento Sorológico no Município de Rosário do Sul. Ciência Rural, 2006. V. 36, n. 3, pg. 892 a 897. SOUSA, S. A. P.; PEREIRA-JÚNIOR, R. A.; MARTINS, N. E. X.; ALMEIDA, K. S. Leptospirose e a Infecção de Ovinos. Revista Científica de Medicina Veterinária, 2014. Ano XII, n. 23.
44
SOUZA, T. S.; COSTA, J. N.; MARTINEZ, P. M.; COSTA NETO, A. O.; PINHEIRO, R. R. Anticorpos Contra o Vírus da Língua Azul em Rebanhos Ovinos da Microrregião de Juazeiro, Bahia. Arquivo Institucional Biológico, 2010. V. 77, n. 3, pg. 419 a 427. TEOFILO, T. S.; CHAVES, A. S.; LIMA, R. F. Listeriose em Pequenos Ruminantes. Revista Verde, 2010. V. 5, n.3, pg. 12 a 17. VARASCHIN, M. S.; GUIMARAES, A. M.; HIRSCH, C.; MESQUITA, L. P.; ABREU, C. C.; ROCHA, C. M. B. M.; WOUTERS, F.; MOREIRA, M. C. Fatores Associados a Soroprevalência de Neospora caninum e Toxoplasma gondii em Rebanhos Caprinos na Região Sul de Minas Gerais. Pesquisa Veterinária Brasileira, 2011. V. 31, n. 1, pg. 53 a 58. VOGEL, F. S. F.; ARENHART, S.; BAUERMANN, F. V. Anticorpos Anti - Neospora caninum em Bovinos, Ovinos e Bubalinos no Estado do Rio Grande do Sul. Ciência Rural, 2006. V. 36, n. 6, pg. 1948 a 1951.