C 8 coprologia

Tema 3.- Diagnóstico de laboratorio de las Enteroparasitosis

• Características generales de las Enteroparasitosis

• Principales protozoosis y helmintiasis intestinales

• Ciclos biológicos tipo: a) Entamoeba histolytica

b) Taenia saginata

c) Enterobius vermicularis

d) Anquilostómidos

• Principios y utilidad de las técnicas de estudio

parasitológico de heces. El examen coproparasitario

• Elementos no parasitarios de las heces

• El método de Graham

• Tracto digest humano Numerosos parásitos:

• Protozoos COMENSALES

• Helmintos PATOGENOS

• Infestación • Vía digestiva (mayoría de casos)

• Vía cutánea

• Formas infestantes

• QUISTES / OOQUISTES Protozoos

• HUEVOS Helmintos

• LARVAS Tenias, Triquina

ENTEROPARASITOSIS. Características generales

Mecanismos transmisión

• Infestación por FECALISMO

• Infestación por CARNIVORISMO

• Infestación s/ ciclo ANO-MANO-BOCA

• Infestación CUTANEA

ENTEROPARASITOSIS. Características generales

Mecanismos transmisión Relación con ciclo biológico

• Característico de parásitos de ciclo biológico MONOXENO

INFESTACION POR FECALISMO

HELMINTOS

• Asacaris lumbricoides • Trichuris trichiura • Hymenolepis nana

PROTOZOOS a) PARASITOS

• Entamoeba histolytica • Giardia lamblia • Isospora belli • Cryptosporidium spp. • Balantidium coli

b) COMENSALES

• Entamoeba coli • Endolimax nana • Iodamoeba butschlii • Chilomastix mesnili • Blsatocystis hominis • Entamoeba polecki • Enterocytozoon spp.

INFESTACION POR FECALISMO

Hosp Infestado

Medio Externo

Hosp Susceptible

Formas infestantes

(=)

Contam suelo

Ingestión Quistes Ooquistes Huevos Larvas

www./dpd.cdc.gov/dpdx

• En parásitos con ciclos biológicos complejos, con uno o varios Hosp. Intermediarios ( Ciclos HETEROXENOS) • Entre los hospedadores existe una relación PREDADOR - PRESA

• El PREDADOR soporta al parásito en su intest, donde se realiza la f sexuada (Se comporta como Hosp DEFINITIVO)

• La Presa se infesta por fecalismo, a partir de las formas que elimina el H D con las heces (hosp intermediario)

• En el caso del hombre la infestación se adquiere por ingestión de carnes y pescados crudos, o insuficientemente cocinados

INFESTACION POR CARNIVORISMO

• Algunas especies de helmintos intestinales (s/t nematodos)

• Eliminación de:

• larvas • huevos muy desarrollados

• Se transforman en LARVAS INFESTANTES (larvas filariformes)

INFESTACION por la piel

Contacto con H. Definitivo

Penetración piel

Migr viscerales

Local definitiva en intestino

• Ancylostoma duodenale • Necator americanus • Strongyloides stercoralis

Diagnóstico de laboratorio de las Enteroparasitosis Consideraciones generales:

• Numerosas técnicas de examen coproparasitario • Finalidad diferente • Aplicación

• General

• Selectiva o específica • Utilidad en función de su capacidad para:

• Concentrar elementos parasitarios

• Cuantificar la carga parasitaria

• Evidenciar difs estadíos evolutivos

• Preparar extensiones permanentes

Diagnóstico de laboratorio de las Enteroparasitosis (2)

• IMPORTANTE:

• 1) Selección técnica(s) s/ casos

• Grupo o especies de parásitos

• Fase evolutiva

• 2) Examen de varias muestras (3) por paciente

ESTUDIO PARASITOLOGICO DE HECES

• Evidenciación de parásitos que:

• Viven en el tracto digestivo

• Realizan su tránsito al m ext a través del mismo

• I) No todas las técnicas son adecuadas para todos los parásitos: • Importante conocer ciertos datos:

• Procedencia geográfica del enfermo • Resumen HC • Resultados otras pruebas/análisis • Información relativa a trattos recientes

• II) Un ex aislado con result negativo no tiene ningún valor eliminatorio

• III) La muestra debe ser examinada rápidamente


Para descartar una parasitosis intestinal:

• Realizar al menos 3 exámenes coproparasitarios seriados

(a dias alternos)

• Tras una adecuada preparación del paciente

• Remitiendo las muestras lo mas rápidamente posible al lab


El examen PARASITOLOGICO DE HECES forma parte del ESTUDIO COPROLOGICO, mas general, que informa sobre:

• Aspecto macroscópico de las heces

• Consistencia / agua / Veloc tránsito.....

• Color (calidad/cantidad flujo biliar)

• Presencia de sangre, mucus ......

• Aspecto microscópico restos alimenticios • Presencia mucus, hematíes, leucos, céls epiteliales ...... • Presencia de parásitos (trofoz, quistes, huevos, larvas....) • Elementos micóticos, su relación o proporción con bacterias


El examen COPROPARASITARIO no resulta de utilidad cuando:

• La eliminación de los parásitos no se realiza por el intestino

• La puesta de huevos no se lleva a cabo en el intestino

• Los parásitos son inmaduros o estériles, y no dan lugar a

formas de diseminación • Parasitismo por un único individuo (esp dioicas)

• Parasitismo reciente (fase adulta no desarrollada)

ESTUDIO PARASITOLOGICO DE HECES. Preparación paciente

Régimen alimenticio estricto desde 72 h antes a la recogida de la muestra ( UTOPIA ??) Condiciones mínimas:

• Evitar medicamentos opacos no absorbibles

• Carbón vegetal

• Contrastes radiológicos (papilla baritada)

• Sustancias grasas (s/t supositorios)

• Evitar alimentos con muchos residuos

• Legumbres

• Frutas de cutícula resistente

• Vegetales con céls duras

• Frutos con semillas duras y pequeñas (p ej higos)

ESTUDIO PARASITOLOGICO DE HECES. Muestras

Considerar adecuadamente las condiciones de :

• Toma de muestra

• Asepsia?

• Momento? / lugar? • Recipiente ?

• Envío de muestra

• En hospital

• Por correo

• Conservación de las muestras

• Provisional por frio (att trofozoítos amebas)

• Definitiva (soluciones fijadoras)

TECNICAS DEL EXAMEN COPROPARASITARIO

• 1) Examen directo de una pequeña porción de heces frescas

• 2) Examen después de aplicar un método de concentración

• 3) Examen de extensiones o preparaciones permanentes

Examen directo Observación microscópica minuciosa de toda la preparación

• Objetivo seco débil (10 x)

• Objetivo seco fuerte (25-40 x)

• Habitualmente no se emplea obj de inmersión

• Importante: No diluir demasiado las muestras


Examen directo

Tinción Vacuolas Núcleos

SF Lugol

Movilidad (Trofozoítos)


2) Examen post-concentración • Reunión en un pequeño vol los elementos parasitarios inicialmente dispersos en una gran masa de heces • Numerosos métodos

• Ninguno evidencia todos los tipos de parásitos, (cada uno tiene sus indicaciones precisas)

Métodos físicos

• Por sedimentación

• Por flotación

Métodos difásicos

• Empleo de 2 fases no miscibles

Agua // Eter o Acetato etilo

METODOS DE CONCENTRACION

Métodos físicos

• Dilución minuciosa heces en líquido o solución de densidad:

• Inferior a la de los parásitos (Técnicas de sedimentación)

• Superior (Técnicas de flotación)

• Ventajas: • Realización muy simple

• Precisan poco material

• Inconvenientes: • Procesos largos

• Exigen mucha manipulación

• No aplicables a series grandes de muestras

En ciertos casos se puede acelerar x centrifugación suave

TECNICAS DE CONCENTRACION. Mét de sedimentación simple

• Triturar las heces (10-20 g) en agua de grifo

• Poner la dil en una probeta de 250-500 cc y rellenar (agua grifo)

• Dejar reposar aprox 1 h

• Deshechar sobrenadante

• Resuspender en agua de grifo

• Dejar sedimentar 45 min

• Deshechar sobrenadante

• Repetir esta op varias veces, hasta que el sobrenadante quede transparente • Recoger y examinar el mat sedimentado. Hacer tres tomas:

• Superficie • Media altura • Fondo

TECNICAS DE CONCENTRACION. Mét de flotación

Características a considerar: Densidad sol empleada > Dens parásitos Concentración en superficie Importante:

• Manipular rápidamente

• Impreg huevos operculados Sediment

• Alteración morfol huevos (Identificación)

Sedimento

Sulfato de cinz

Película superficial


Métodos físicos. Ejemplos

Técnicas de sedimentación

• Método de sedimentación simple

• Método de Faust e Ingalls

• Sedimentación en columna alta

Técnicas de flotación

• Método de Fulleborn

• Método de Willis (flotación en salmuera)

• Método de Faust (flotación en sulfato de zinc)


Métodos difásicos

• Derivados todos del mét de Telemann (1.908)

• Empleo de dos fases no-miscibles • Fase acuosa (sol. formaldehido)

• Fase éter o disolv de lípidos (Acetato de etilo)

• Los elementos fecales y los parásitos se localizan en la fase acuosa o en la interfase agua-éter, en función de una característica, el balance hidrófilo-lipófilo


Métodos difásicos

• Realización :

• Dilución de las heces en agua

(o el la fase acuosa)

• Adición y emulsión con el éter

( o acet de etilo)

• Centrifugación suave

• Algunos ejemplos:

• Método de Telemann

• Método de Rivas

• Método de Ritchie

• Método de Blagg, Schloegel,

Mansoer y Khalaf

Eter

Restos Líp disueltos

Formalina

Sedimento Parásitos

Restos fecales y grasa

Acetato de etilo

Formalina

Sedimento (Parásitos) 12

Incremento de la detección de Entamoeba histolytica en relación al número de muestras fecales examinadas y a las técnicas empleadas

Examen directo

Examen directo y conc por flotación

Número de exámenes

% d etectado

Examen directo, conc por flotación y tinción de hematoxilina-férrica

OTROS EXAMENES DIRECTOS PARA DIAGNOSTICO DE ENTEROPARASITOSIS

Técnicas del Examen Coproparasitario. Resumen

1.- Observación macroscópica 2.- Observación microscópica

2.1.- Observación microscópica de preparaciones “en fresco” (entre porta y cubre)

• Muestras de heces directamente en SF o Lugol • Muestras de técnicas de concentración

2.2.- Observación microscópica de preparaciones teñidas,

permanentes o no, que permiten la conservación y la observación cuidadosa y detallada de los parásitos


TINCIONES ACIDO-ALCOHOL RESISTENTES

• Utilidad: Demostración de ooquistes de Cryptosporidium spp. Evidenciación de Cyclospora spp.

• Aplicables a frotis de heces (tb ciertos concentrados)

• Técnicas: Las mas empleadas son la de KINYOUN y una modificación de la ZIEHL-NEELSEN

TINCION DE HEMATOXILINA-FERRICA

• Utilidad: Observación detallada de quistes, pero s/t de trofozoítos de protozoos. Si se realiza montaje, buena colección permanente Exige una realización cuidadosa,

COLORACIÓN DE KINYOUN (Cryptosporidium // Cyclospora)

• Fijación frotis: Metanol 30 seg •Tinción : 5 min (frio) con sol de Fuscina básica

• Fusc básica 4 g

• Fenol 8 g • Etanol (95%) 90 ml • A dest 100 ml

• Lavado • a) Etanol 50%: 3-5 min • b) Agua corriente

• Decoloración: Acido sulfúrico 1%: 2 min

• Contracoloración: Azul metileno Loeffler: 1-2 min

• Azul de metileno 0,3 g

• Alcohol 95% 30 ml • KOH 0,01% 100 ml

ESTUDIO PARASITOLOGICO DE HECES.

Elementos no parasitarios de las heces

• Restos alimenticios semi-digeridos

• Células epiteliales (mucosa intestinal)

• Células sanguíneas • Leucocitos (úlceras intestinales) • Macrófagos amebas patógenas • Hematíes

• Bacterias • Hongos

Elementos no parasitarios de las heces (2)

RESTOS ALIMENTICIOS

• Tejido conjuntivo

• Fibras musculares estríadas (carne) Att tamaño / ángulos

• Grasas neutras Glóbulos refringentes tamaño variable

• Acidos grasos Agujas finas

• Almidón

• Crudo: Granos en capas concéntricas • Céls reserva amilácea (s/ procedencia)

• Celulosa • Digerible: Masas celulósicas (céls reserva) • No digerible: Traqueídas, pelos vegetales, polen etc

CRISTALES • Origen alimentario (oxalato de calcio) • Endógeno (Ox calcio, fosfato amónico-magnésico, Charcott-Leyden) • Medicamentos


1.- Examen directo de líquido duodenal

• Se obtiene por sondaje duodenal o con càpsula entérica o test del cordón"“Enterotest”

• Observación

• Fresco (directo o tras centrifugación)

• Extensiones (frotis) coloreados (tinc AAR)

• Utilidad / Rendimiento

• Trofozoítos de Giardia lamblia

• Ooquistes de Isospora y Cryptosporidium

• Huevos de Fasciola hepatica

• Larvas de Strongyliodes stercoralis

2.- Técnica de Graham (Mét de la cinta adhesiva o espátula adhesiva)

• Método mas empleado para el diagnóstico de la oxiuriasis o enterobiasis (Enterobius vermicularis) • Observación microscópica del material recogido de la zona perianal, por aplicación de una sup adhesiva (celofán o similar) • La cinta se dispone sobre un soporte rígido (depresor lengua), con la sup adhesiva hacia el exterior • Se aplica varias veces sobre la piel, en los márgenes anales

• Se envia al laboratorio y se observa a microscopio (10X)

IMPORTANTE

• Realizar al menos 3-5 tomas antes de informar un resultado negativo

• Realizar la toma de muestra a 1ª hora por la mañana, antes de salir de la cama

Technology

C 8 coprologia