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CENTRO DE INVESTIGACIÓN CIENTÍFICA Y DE EDUCACIÓN SUPERIOR
DE ENSENADA
PROGRAMA DE POSGRADO EN CIENCIAS
CON ORIENTACIÓN EN ACUICULTURA
DETERMINACIÓN DE LA CARGA PARASITARIA DE LA SARDINA MONTERREY
Sandinops sagax (Jenyns, 1842) DESEMBARCADA EN EL PUERTO DE EL SAUZAL,
BAJA CALIFORNIA
TESIS
que para cubrir parcialmente los requisitos necesarios para obtener el grado de MAESTRO EN CIENCIAS
Presenta:
SAMUEL SÁNCHEZ SERRANO
Ensenada, Baja California, México, Noviembre de 2005.
Resumen de tesis de Samuel Sánchez Serrano, presentada como requisito parcial para la obtención del grado de Maestro en Ciencias con especialidad en Acuicultura. Ensenada Baja California, México.
DETERMINACIÓN DE LA CARGA PARASITARIA DE LA SARDINA MONTERREY Sardinops sagax (Jenyns, 1842) DESEMBARCADA EN EL PUERTO DE EL SAUZAL, BAJA CALIFORNIA.
Resumen aprobado por:
Dr. Jorge A. Cáceres Martínez
En este trabajo se evaluó la carga parasitaria de la sardina monterrey que es desembarcada por la flota sardinera del Puerto del Sauzal, Baja California, con el fin de identificar aquellos parásitos que puedan representar un peligro potencial para los atunes de maricultivo (de ser utilizadas estas sardinas como alimento del atún), conocer e identificar a aquellos parásitos que representen un potencial riesgo de infección para el hombre, determinar el comportamiento a bajas temperaturas y las temperaturas mínimas letales para aquellos parásitos que representen el mayor riesgo de zoonosis. Se registraron tres géneros de tremátodos, representados por Myosaccium, Parahemiurus y Bucephalus, dos géneros de nemátodos, Anisakis y Hysterothylacium y céstodos pertenecientes a la Familia Tetraphyllidea. Durante las dos temporadas de muestreo la prevalencia más alta fue registrada por los tremátodos (100%) El número de parásitos registrados durante las dos temporadas de muestreo presentó un incremento en la temporada de invierno primavera, registrándose los valores más altos de intensidad y abundancia. Se registraron parásitos que representan un riesgo potencial de parasitación para los atunes como son la metacercaria del tremátodo Bucephalus sp., mientras que los nemátodos Anisakis sp. y Hysterothylacium sp., además de transmitirse al atún, pueden provocar zoonosis. Cada grupo de parásito registro una preferencia por parasitar un órgano determinado del hospedero, teniendo que los nemátodos prefirieron alojarse en la cavidad abdominal, los tremátodos adultos prefirieron el estómago, las metacercarias los radios de las aletas mientras que los céstodos mostraron una preferencia por alojarse en el intestino medio. No existió relación entre la longitud y el peso con respecto al número de parásitos. En lo que respecta a la temperatura mínima letal, los nemátodos permanecieron vivos al ser expuestos a la temperatura de 15oC durante 24 horas; sin embargo, murieron al ser expuestos a 20oC durante el mismo lapso de tiempo, por su parte los tremátodos murieron al ser expuestos a 15oC durante 24 horas. La ubicación de los nemátodos dentro de los organismos que fueron sometidos a la temperatura de 2ºC cambió en el trascurso del tiempo, en las primeras 24 horas todos los nemátodos presentes en el hospedero se encontraron enquistados en el celoma del estómago, mientras que a las 144 horas el 83% se encontraba libre en la cavidad abdominal, presentando una gran movilidad, esto nos habla de que los nemátodos presentan una migración post morten. Se encontró evidencia del daño ocasionado por la presencia de tremátodos en estadio de metacercaria en los cortes histológicos, observándose la presencia de metacercarias enquistadas en el epitelio intestinal lo que ocasiono la deformación e inflamación del tejido muscular, así como la deformación y perdida del pliegue intestinal.
Palabras claves: Sardinops sagax, parásitos, atunes en encierro
Abstract of thesis of Samuel Sánchez Serrano, presented as partial requirement to obtain the Master of Sciences degree in Acuicultura. Ensenada, Baja California, Mexico.
DETERMINATION OF THE PARASITIC LOAD OF THE MONTERREY SARDINE Sardinops sagax (Jenyns, 1842) DISEMBARKED IN THE HARBOR OF THE SAUZAL, BAJA CALIFORNIAN.
In this work the parasitic load of the monterrey sardine disembarked at the harbor of Sauzal, Baja California was evaluated, in order to identify those parasites that can represent a potential danger for the tunas in mariculture (If this sardines are used like food for tuna), to know and to identify those parasites that represent a potential infection risk for the humans, to determine the behavior to low temperatures and the lethal minimum temperatures for those parasites that represent the biggest zoonotic disease risk. They registered three genera of trematodes, represented by Myosaccium, Parahemiurus and Bucephalus, two genera of nematodes, Anisakis and Hysterothylacium and cestodes belonging to the Family Tetraphyllidea. During the two sampling seasons the highest prevalencia was registered by the trematodes (100%) The number of registered parasites during the two sampling seasons presented an increment in the winter-spring season, registering during this season the highest values in intensity and abundance. Some registered parasites represent a potential risk of parasitizing for the tunas an example of that parasites are the metacercaria of the trematode Bucephalus sp., while the nematodes Anisakis sp. and Hysterothylacium sp., besides being transmitted to the tuna, they can cause zoonotic disease. Each group of parasite registration a preference for parasitizing a certain organ of the host, having that the nematodes preferred to lodge in the abdominal cavity, the mature trematodes preferred the stomach, metacercarias the radii of the fins while the cestodes showed a preference to lodge in the half intestine. Didn t exist relationship between the longitude and the weigh with regard to the number of parasites. In what concerns to the lethal minimum temperature, the nematodes remained alive when being exposed to the temperature of -15oC during 24 hours; however, they died when being exposed at -20oC during the same lapse of time, on the other hand the trematodes died when being exposed at -15oC during 24 hours. The location of the nematodes inside the organisms that were subjected to the temperature of -2ºC changed by the course of the time, in the first 24 hours all the present nematodes in the host was encysts was in the stomach celoma while at 144 hours 83% of nematodes were free in the abdominal cavity, presenting a great mobility. In the histologycal study there was an evidence of the damage caused by the metacercaria encysted in the intestinal epithelium I cause the deformation and inflammation of the tissue and also a deformation and lost of the intestinal pleat.
CONTENIDO
Página
I. INTRODUCCIÓN .................................................................................................. 1
II. ANTECEDENTES....................................................................................................4
II.1. Biología y morfología de Sardinops sagax..................................................4 II.2. Reproducción.................................................................................................7 II.3. Utilización en México...................................................................................7 II.3. Maricultivos de atún (encierros atuneros).....................................................8 II.4. Parásitos.........................................................................................................9 II.5. Interacción de los parásitos en la cadena trófica.........................................12 II.6. Relación de la sardina con los parásitos......................................................14 II.7. Parasitación por nemátodos de la familia Anisakidae.................................16
III. OBJETIVOS............................................................................................................18
III.1. Objetivo general.......................................................................................18 III.2. Objetivos particulares................................................................................18
IV. HIPÓTESIS............................................................................................................19
V. MATERIALES Y MÉTODOS...............................................................................20
V.1. Procesamiento de los parásitos encontrados...............................................23 V.2. Temperatura mínima letal y migración post mortem..................................26 V.3. Análisis histopatológico..............................................................................27 V.4. Análisis de datos..........................................................................................27
VI. RESULTADOS........................................................................................................29
VI.1. Análisis parasitológico y niveles de infestación........................................29 VI.2. Relación: peso, talla con el número de parásitos.......................................32 VI.3. Descripción................................................................................................34 VI.4. Preferencia de infestación por órgano........................................................52 VI.5. Temperaturas mínimas letales y migración pos mortem............................53 VI.6. Histopatología............................................................................................54
CONTENIDO (continuación)
VII. DISCUSIÓN.............................................................................................................57
VIII. CONCLUSIONES...................................................................................................68
BIBLIOGRAFÍA........................................................................................................70
ANEXOS.........................................................................................................................79
LISTA DE FIGURAS
Figura Página
1 Sardina monterrey Sardinops sagax. 5
2 Distribución geográfica de las sardinas del género Sardinops 5
3 Distribución espacial de la sardina monterrey Sardinops sagax 6 tomado de Culley 1971.
4 Diagrama de flujo de la revisión de los organismos en el análisis 22 parasitológico
5 Prevalencia registrada por los cuatro grupos de parásitos durante las 29 dos temporadas del muestreo
6 Abundancia registrada por los cuatro grupos de parásitos durante las 30 dos temporadas de muestreo
7 Intensidad media registrada por los cuatro grupos de parásitos durante 31 las dos temporadas de muestreo
8 Tallas de las sardinas contra el número total de parásitos registrados 33 en cada una de ellas
9 Peso de las sardinas contra el número total de parásitos registrados 33 en cada una de ellas
10 Morfología de Anisakis sp. a) Labios (L), Diente quitinoso (D), 35 b) Ventrículo (V), c) Anillo nervioso (AN) y d) Glándulas cloacales (G) y Cloaca (CL).
LISTA DE FIGURAS (Continuación)
Figura Página
11 Ciclo de vida de Anisakis simples. Las líneas continuas representan 36 ingesta, mientras que las líneas discontinuas representan liberación.
12 Morfología de Hysterothylacium sp. LV3. a) Región anterior, 39 b) Ventrículo (V), c) Poro excretor (P) y Anillo nervioso (AN) y d) Región posterior con picos (P).
13 Morfología de Hysterothylacium sp LV4. a) Región anterior 40 Labios (L), b) Ventrículo (V) y c) Región posterior con picos (P).
14 Ciclo de vida de Hysterothylacium aduncum. Las líneas continuas 41 representan ingesta o consumo, mientras que las líneas discontinuas representan liberación.
15 Parahemiurus noblei. a) organismo completo, Acetabulo(A), 43 b) Testículos (T), Ovario (O), Glándulas vitelogenicas (GB). c) Ventosa oral (VO) y Esófago (E).
16 Myosaccium ecaude a) Ciegos intestinales (CI), Acetabulo (A) y 45 Ventosa oral (VO). b) Huevos (H) y Poro genital (PG). c) Testículos (T), Ovario (O) y Glándula vitelogenicas (GV).
17 Ciclo de vida de los tremátodos marinos (Familia: Hemiuroidea). 46 Las líneas continuas representan ingesta o consumo, mientras que las líneas discontinuas representan liberación.
18 Imágenes de la morfología de Bucephalus sp 48
19 Ciclo de vida del género Bucephalus 49
LISTA DE FIGURAS (Continuación)
Figura Página
20 Imágenes del plerocerco de la familia Tetraphyllidea. Se observan 50 posibles cordones nerviosos (CN) y el votrio provisto de 4 ventosas (V)
21 Ciclo de vida de los céstodos marinos. Las líneas continuas representan 51 ingesta o consumo, mientras que las líneas discontinuas representan liberación.
22 Tremátodos presentes en la mucosa estomacal de 54 sardinops sagax a)se observan los testículos (T), el ovario (O) así como las glándulas vitelogénicas (GV). b) se observan los testículos (T), ventosa (V) y cutícula estriada (CE).
23 a) Corte histológico de nemátodos (N) alojados en los ciegos 55 pilóricos (CP), b) corte transversal de nemátodo, Cutícula (C) y luz tubo digestivo (L).
24 Presencia de metacercaria en el tejido de intestino de Sardinops 56 sagax. Se observa la deformación del tejido así como la pérdida de los cilios, proliferación de fagositos y el encapsulamiento del parásito.
LISTA DE TABLAS.
Tabla Página
I Registro parasitológico de las sardinas Harengula thrissina, Opisthonema 15
libertate y Sardinops sagax..
II Registro de la preferencia de cada género de parásito por alojarse 52
en un órgano determinado de Sardinops sagax.
III Registro de la mortalidad de nemátodos y tremátodos parásitos de la sardina 53
Monterrey expuestos a tres diferentes temperaturas. Presencia de organismos
vivos ( ). Sin presencia de organismos vivos (X).
DETERMINACIÓN DE LA CARGA PARASITARIA DE LA SARDINA
MONTERREY Sardinops sagax (Jenyns, 1842) DESEMBARCADA EN EL PUERTO
DE EL SAUZAL, BAJA CALIFORNIA.
I. Introducción.
Los pelágicos menores representan el recurso pesquero más importante del país en peso
desembarcado. En el 2002 se capturáron 514, 944 t. que fueron utilizados para el consumo
humano directo e indirecto (CONAPESCA, 2003). Uno de los principales organismos que
forma parte de este grupo es la sardina Monterrey (Sardinops sagax) que vive en aguas
templadas. Las sardinas forman cardúmenes de millares de individuos, se alimentan de
plancton (filtroalimentadoras) y por ello se les encuentra generalmente en las aguas
superficiales bien iluminadas, donde abunda su alimento (Whitehead, 1985). El hábito
alimentario de la sardina facilita su captura, localizando zonas de alta productividad
primaria vía imágenes remotas, empleando barcos cerqueros y camaroneros modificados
(Cisneros-Mata et al., 1988).
La pesquería de la sardina en México se realiza básicamente en el Océano Pacífico,
en donde en 2002 se desembarcaron 500, 119 tm; de ésta captura se utilizaron 147, 391 tm
para el consumo humano directo, el cual representó el 11.85% de la captura total por
especie. (FAO, 2003). Además de su uso para el consumo humano directo y de su
utilización en la elaboración de harina de pescado, la sardina fresca y congelada se ha
utilizando recientemente como alimento de atunes en maricultivo. La utilización de la
sardina para los atunes en cautiverio se ha incrementando a la par con el incremento del
número de ranchos atuneros, debido a la enorme demanda que presenta el atún (Meza
Gutiérrez, 2002).
El mariculivo del atún parte de la obtención de atunes de 10 a 45 kg del medio
natural, para mantenerlos en cautiverio aproximadamente 4 meses. Durante este tiempo los
atunes son alimentados con sardina fresca y congelada. Este alimento permite lograr una
adecuada cantidad de grasa en los tejidos del atún de acuerdo con la demanda del mercado
japonés. La producción mundial de túnidos por maricultura es una actividad económica que
se encuentra en pleno crecimiento. En México la mayoría de los maricultivos se realizan en
la Península de Baja California, donde hasta el momento se han otorgado 10 concesiones
(Charat, 2003 comunicación personal).
En el maricultivo del atún como en el de cualquier otro organismo, el reto es
mantener altas densidades en espacios reducidos, lo que compromete un control estricto de
las condiciones sanitarias en el cultivo (Langler, 1978), desde la calidad del agua, hasta la
calidad del alimento que se ofrece a los organismos. Se sabe que una de las principales vías
de entrada de parásitos a los cultivos de peces en general es cuando inadvertidamente se
ofrece como alimento, organismos parasitados (Iversen, 1972). Este proceso, se puede estar
presentando en los ranchos atuneros, debido a que se conoce muy poco sobre la carga
parasitaria de los peces que son utilizados como alimento y si alguno de ellos pueden ser
potencialmente patógenos para los atunes del cultivo (Charat, 2003, comunicación
personal). Los estudios relacionados a identificar la carga parasitaria de la sardina
monterrey, han sido enfocados a elaborar listados taxonómicos de los parásitos
encontrados(Vrooman, 1959; Kunnenkeri y Koratha, 1962), sin considerar aspectos de la
biología y ecología de los parásitos ni de los procesos de transmisión en la cadena trófica, o
si estos parásitos pueden ocasionar zoonosis.
Los hábitos alimentarios de la sardina (filtróalimentador), hacen que sea un blanco
fácil de diferentes parásitos, debido a que la mayoría de ellos (tremátodos, nemátodos,
céstodos y acantocéfalos) utilizan como primer hospedero intermediario a pequeños
crustáceos (copépodos, copepoditos y eufaucidos), mismos que representan la principal
fuente de alimento de la sardina. Considerando el ciclo de vida de estos parásitos, algunos
de ellos podrían convertirse en un serio problema para los atunes, si éstos son alimentados
con sardinas parasitadas, ya que el hospedero final de un gran número de estos organismos
son peces ictiófagos como el atún (Marcogliese, 1995).
Dada la importancia económica y alimenticia que representa el atún para la
población y los pocos estudios parasitológicos de esta especie en maricultura y su relación
con la carga parasitaria de la sardina. En este trabajo se evaluó la carga parasitaria de la
sardina monterrey que es desembarcada por la flota sardinera del puerto del Sauzal en
Ensenada, Baja California, a fin de dentificar aquellos parásitos que puedan representar un
peligro potencial para los organismos del cultivo de ser utilizadas como alimento, así como
conocer e identificar a aquellos parásitos que representen un potencial riesgo de infección
para el hombre y determinar el comportamiento a bajas temperaturas y las temperaturas
mínimas letales para aquellos que representen el mayor riesgo de zoonosis.
II. Antecedentes.
II.1. Biología y morfología de Sardinops sagax.
La sardina monterrey (Sardinops sagax, Jenyns, 1842). Pertenece a:
Phylum: Chordata.
Clase: Gnastotomata
Familia: Clupeidae
Genero: Sardinops
Dentro de esta familia se incluyen al arenque, sardineta, sábalo, anchoveta y otros
de menor importancia comercial. El dorso es de color verde-azulado y en las regiones
laterales y ventral son de tono plateado brillante.La estructura de su boca es flexible con
númerosas y finas estructuras llamadas branquiespinas que le permiten abrirla
ampliamente, por lo que es un filtro alimentador muy eficiente. (Arthur, 1976; Grahame,
1987),
Las características morfológicas de la sardina incluyen un cuerpo delgado,
fusiforme y comprimido lateralmente con una longitud total que no excede los 30 cm, las
aletas pélvicas se encuentran en posición abdominal, la aleta dorsal es corta y se localiza en
la porción media, no presenta línea lateral, ni escamas en la cabeza y la boca se encuentra
en la posición terminal. La parte ventral presenta una serie de quillas, que le dan una
apariencia de vientre aserrado (Fischer et al, 1995).
Figura 1. Sardina monterrey Sardinops sagax.
Las sardinas del género Sardinops se distribuyen en sistemas de surgencias
altamente productivos, comprendiendo cinco poblaciones regionalmente aisladas que se
encuentran descritas como: Sudáfrica-Namibia, Australia-Nueva Zelandia, Chile-Peru,
México-California y Japón-Rusia (Grant y Leslie, 1996) (Figura 2).
Figura 2. Distribución geográfica de las sardinas del género Sardinop
La distribución espacial de la sardina monterrey (Figura 3) comprende desde
Alaska, Estados Unidos, hasta Baja California Sur y en el interior del Golfo de California,
México (Whitehead, 1985). Forma cardúmenes grandes y realiza migraciones viviendo
principalmente en la plataforma continental (Frey, 1971).
Se han reportado dos principales zonas de captura de ésta especie, la primera se
localizan desde Vancouver, Canadá hasta la parte norte de Pórtland, Estados Unidos y la
segunda zona va desde San Francisco, Estados Unidos hasta Ensenada, México. Las zonas
de crianza de esta especie se localizan a lo largo de la plataforma continental de San Diego,
Estados Unidos hasta la parte central de la Península de Baja California, México
(COSEWIC, 2002).
Figura 3. Distribución espacial de la sardina monterrey Sardinops sagax tomado de Culley 1971.
Zonas de pesca.
Crianza
Desove
Distribución
Escala en millas náuticas
Océano
Pacífico
Columbia
Británica
Península
de Baja
California
II.2. Reproducción.
El desove de estos organismos ocurre en el océano abierto durante todo el año frente
a la zona central y sur de la Península de Baja California así como frente a las Islas Channel
en Estados Unidos, con máximos en invierno y en verano (Bautista-Romero et al., 1994) e
inclusive frente al puerto de Ensenada, Baja California, con una frecuencia de entre 12 y 20
desoves por año (Butler, 1987).
El ciclo reproductivo se caracteriza por los desoves parciales como consecuencia de
una maduración asincrónica de los ovocitos (Torres et al., 1986). La edad de primera
madurez en el Pacífico Norte ocurre a los dos años de vida a una longitud promedio de 170
mm de longitud (Ahstrom, 1960), y la fecundidad se ha estimado en el intervalo de 30,000
a 65,000 huevos (Hart, 1973). Son organismos de fertilización externa con un alto grado de
éxito (Blaxter y Hunter, 1982).
II.3. Utilización en México
La explotación de este producto está fundamentada en la obtención de proteínas de
alta calidad a un bajo costo. Como ya se mencionó, en la actualidad, la sardina se utiliza
principalmente para la producción de alimentos balanceados a través de la elaboración de
harina de pescado. En 2001, de la captura total registrada por la flota sardinera de México
(500,119 tm), 352,728 tm fueron utilizadas para el consumo humano indirecto (FAO,
2003). La sardina en México prácticamente no se consume en fresco a diferencia de otros
países, debido a que la población la prefiere enlatada con salsa de tomate o en conservas,
por lo que se ha desarrollado una industria que se encarga de enlatarla, ya sea completa o en
partes (Cisneros Mata et al., 1988).
Como se a mencionado anteriormente, el desarrollo de los maricultivos de atún en
México ha dado lugar a la aparición de un nuevo mercado para la flota sardinera de la
región de Baja California, representando en la actualidad uno de los principales mercados
de consumo de éste producto.
II.4. Maricultivos de atún (encierros atuneros).
El cultivo de los atunes se inicio en Japón en la década de los setenta utilizando la
misma técnica que se empleaba para el cultivo del jurel en las costas de Kagawa desde
1930 (Ikenoue y Kafuko, 1992). Recientemente el interés por cultivar atunes se ha
expandido a otros países como Australia, Canadá, España, Croacia, Marruecos, India y
México (Belle, 1998). Los cultivos de atún en México, iniciaron su actividad en el año de
1996, realizando principalmente sus operaciones en las costas de la Península de Baja
California.
La cosecha de los organismos esta en funcion del factor de condicion de los atunes
asi como de la demanda en el mercado. La producción se destina fundamentalmente al
mercado japonés, que ha contribuido de forma significativa al desarrollo de esta industria
alrededor del mundo (Meza Gutiérrez, 2002).
La producción mundial de atún en maricultivo, registró una cifra de 20,000
toneladas métricas en los años 2000-2001. A nivel mundial la maricultura de México
representa solo el 3% de la producción. Con el cultivo de atunes en nuestro país se han
desarrollado técnicas novedosas para la captura y cultivo (transportación, jaulas de engorda
y procesado del producto), lo que le ha permitido emerger como un competidor notable
dentro de ésta industria en desarrollo (Sylvia, 2001).
Siempre que se comienzan a desarrollar nuevas técnicas de cultivo, los productores
se enfrentan a innumerables problemas inherentes al sistema. Uno de estos podría ser la
presencia de parásitos de los peces que son utilizados como alimento en los maricultivos.
No se encontraron trabajos donde se aborde el tema de la transmisión de los
parásitos a los atunes a través del alimento; sin embargo, comparando los registros de la
carga parasitaria de los atunes silvestres (Munday et al., 2003), con algunos registros
parasitológicos de atunes de maricultivo (Guerrero-Renteria et al., 2002), se han
encontrado grupos de parásitos que no son propios de los organismos silvestres, lo que hace
suponer que la carga parasitaria de los atunes sufre una diversificación en el periodo de
engorda y esto podría deberse a la presencia de parásitos en el alimento y a las condiciones
de confinamiento (altas densidades en espacios reducidos) lo que aumenta las
probabilidades de transmisión de parásitos (Couch y Fournie, 1993).
II.5. Parásitos.
El parasitismo se define como una íntima relación entre dos especies, donde
usualmente la más pequeña es metabólicamente dependiente del hospedero que es la más
grande (Cheng, 1986). En términos generales, un parásito es un depredador muy
especializado, cuya acción exfoliadora no causa la muerte directa del hospedero, de quien
toma el alimento, pero si indirectamente ya que con su acción abre la puerta a otros
organismos patógenos que pueden ocacionar la muerte del hospedero (Hoffman, 1967).
En todo ser vivo, los parásitos siempre se encuentran presentes. Los parásitos
representan un equilibrio dinámico normal y complejo en los organismos y en las
comunidades (Moller y Anders, 1986). Es indispensable aclarar que el término parásito,
engloba a diferentes grupos de organismos como son: virus, bacterias, hongos y
metazoarios tambien conocidos como helmintos. Las infecciones que originan cada uno de
estos organismos reciben el nombre del grupo al que pertenecen: Protozoonosis
provocada por protozoarios, Micosis ocasionada por hongos, Bacteriosis producida por
bacterias Virosis derivada de una infestación por virus y Helmintosis que es causada
por helmintos (=gusanos parásitos). Cada uno de los diferentes grupos de metazoarios
parásitos, muestran una clara preferencia por parasitar un organo del hospedero, ya sea por
los requerimientos alimenticios o por su ciclo de vida, esto facilita la localizacion de los
distintos grupos de helmintos para su estudio asi como para detectar el daño que ocacionan
al hospedero (Moller y Anders, 1986).
Los parásitos juegan un papel muy importante en la interrelación que existe entre el
hospedero y medio ambiente, si alguno de ellos varía, el efecto del parásito hacia el
hospedero puede desencadenar enfermedades o incluso su muerte (Cheng, 1986). Las
consecuencias ocasionadas por el parasitismo, alcanzan mayores proporciones en los
organismos que se encuentran confinados en pequeñas áreas para su cultivo, ocasionando
que la diseminación de los parásitos entre hospederos sea mas fácil, dando lugar a
enfermedades y epizootias en el cultivo (Couch y Fournie, 1993). Conroy (1974) encina
que los helmintos parasitos son una de las causas más importantes de pérdidas económicas
en acuiculturas. Por ello la identificación y el conocimiento de la biología de tales agresores
son de importancia para el mantenimiento de poblaciones saludables de peces en cultivo.
A medida que los cultivos de peces marinos aumentan alrededor del mundo, ha sido
más notorio el daño que los maricultivos ocasionan al medio ambiente, siendo los propios
organismos del encierro los primeros en ser afectados. Los estudios que se han realizado
sobre el tema (Tarazona et al., 1991; Galli et al., 2001), han encontrado que en presencia de
una alta contaminación por desechos (de los propios peces del encierro), la mortalidad era
mayor y los parásitos presentaban un aumento en su incidencia; sin embargo, la fauna
parasitaria de peces marinos sólo es conocida en una pequeña porción, debido a que los
estudios únicamente han sido enfocados a registros taxonómicos en algunas especies de
importancia económica (Holmes, 1990).
Los parásitos de peces marinos generalmente se relacionan con el hombre cuando:
Afectan a peces en cautiverio.
Causan enfermedades en sus hospederos en el medio natural.
Afectan la inocuidad alimenticia.
Actúan en deterioro de la salud humana y de animales que aprovecha el hombre
como alimento y
Su abundancia es influenciada por el hombre (Williams y Jones, 1994).
Año con año se ha observando un mayor interés en los problemas ocasionados por
organismos parásitos, llegando a considerar que para evitar y controlar los daños
ocasionados por los parásitos, es necesario conocer:
Identidad del parásito.
Ciclo de vida
Relación numero de parásitos vs. talla del hospedero.
Requerimientos nutrimentales.
Interacción con otras especies y el ambiente
Distribución geográfica.
Efecto que ocasiona en el hospedero y
Estudiar su control y métodos de tratamiento (Hoffman, 1967).
II.6. Interacción de los parásitos en la cadena trófica .
La transmisión de los parásitos de un hospedero a otro, es una estrategia de un gran
número de parásitos para completar su ciclo de vida exceptuando a los monogeneos,
(Couch y Fournie, 1993). Existen un sin número de diagramas donde se ilustra el ciclo de
vida de un parásito en particular, destacando que muchos taxas de parásitos dependen de un
gran número de hospederos para desarrollar su ciclo de vida y alcanzar su madures sexual
(Brooks, 1996; Cordero et al., 1999). Por tal motivo, la transmisión en la cadena trófica de
los parásitos depende en gran medida, del consumo del hospedero intermediario por parte
de otro hospedero intermediario o del hospedero final (Poulin, 1994).
Muchos parásitos que se trasmiten de hospedero a hospedero a través del alimento,
han desarrollado estrategias que les permiten incrementar la posibilidad de llegar hasta su
hospedero final, dentro de estas estrategias se encuentran:
Incremento en el número de parásitos dentro del hospedero intermediario.
Ciclo de vida con un gran número de hospederos intermediarios.
Mayor número de organismos de vida libre presentes en el medio.
Migración de los parásitos a regiones del hospedero que presenten mayor
posibilidad de ser consumidas por los hospederos finales y
Debilitamiento del hospedero, haciéndolo más vulnerable a los depredadores
(Lafferty, 1992).
Algunos investigadores han establecido la hipótesis de que los parásitos
incrementan el éxito de los depredadores en conseguir su presa, mencionando que los
parásitos pueden alterar y modificar el comportamiento de los hospederos. Este fenómeno
es conocido como ¨Incremento de la Transmisión Trófica del Parásito (PITT por sus siglas
en ingles)¨ permitiendo al parásito disminuir el costo energético que representa la
transmisión del hospedero inicial hasta su hospedero final. Por ejemplo, los artrópodos
parasitados por acantocéfalos, sufren varios cambios en su comportamiento como la
disminución en su actividad motora, modificación en la fotoreacción (menos fotofóbicos),
disminución en su capacidad de escape y modificación en su distribución vertical, todo esto
incrementa su exposición a los depredadores (Bakker et al., 1997), otro ejemplo de este
fenómeno se presenta en los copépodos parasitados por el céstodo Diphyllobothrium.
Regularmente los copépodos son fuente natural de carotenoides que les proporciona una
coloración rojisa, sin embargo; la presencia de este céstodo le brinda al copépodo un color
rojo brillante convirtiéndolo en una presa fácil de localizar para los depredadores. (Combes,
1991., Poulin, 1994., Lafferty, 1999).
II.7. Relación de la sardina con los parásitos.
En la cadena alimentaria así como en el ciclo de vida de la mayoría de los parásitos,
la sardina representa uno de los primeros eslabones (Marcogliese, 1995). Sin embargo,
como en todas las cadenas alimentarias, existen depredadores superiores destacando entre
ellos peces ictiófagos como el atún.
Al alimentarse de la sardina, los atunes se pueden convertir en hospederos de
transporte, paraténicos o incluso en hospederos definitivos de algún taxa de parásitos. La
interacción entre la presa parasitada y el depredador se podría estar llevando a cabo en los
cultivos del atún al alimentar a los organismos con sardinas que se encuentren parasitadas.
En la actualidad, no existen registros de la carga parasitaria de la sardina monterrey
enfocados a identificar aquellos parásitos que representen un riesgo potencial para los
organismos de cultivo. Los registros que se encuentran de la sardina monterrey sólo han
sido enfocados a describir los parásitos de esta especie (Love y Moser, 1976). En México
se han realizado estudios de la carga parasitaria de algunos miembros de la familia
Clupeidae, como son Harengula thrissina (sardina plumita) y Opisthonema libertate
(sardina crinuda), estos estudios fueron realizados en la Bahía de Chamela, Jalisco (Pérez-
Ponce de León et al, 2000). El registro parasitológico de estos miembros de la familia
Clupeidae, coincide en algunos géneros con lo que se reporta para la sardina monterrey
(Tabla I).
Tabla I. Registro parasitológico de las sardinas Harengula thrissina, Opisthonema libertate y Sardinops sagax.
Hospedero y Bibliografía
O. libertate Pérez-Ponce de León et al., 2000
H. thissina Pérez-Ponce de León et al., 2000
S. sagax Love y Moser, 1976
Parásitos
Monogenea Kuhnia sp. X
Polymicrocotyle manteri X
Tremátoda
Pseudacaenodera cristata X X
Stephanostomum sp. X X
Neolepidapedoides sp. X X
Opecoelina
pharyngomagna
X
Opecoelus mexicanus X X
Opegaster lutjani X X
Myosaccium ecaude X X X
Parahemiurus merus X X X
Céstoda
Proteocephalidea gen. sp. X X
Tetraphyllidea Fam. X
Cyclophyllidea gen. sp. X
Nemátoda
Anisakis sp. X X X
Contracaecum sp. X
Pseudoterranova sp. X X
Algunos de los parásitos de este registro pueden ocasionar daño directo a sus
hospederos como son los monogeneos Kuhnia sp. y Polymicrocotyle manteri y a su vez
pueden transmitirse a otros hospederos y ocasionarles el mismo daño. Por otra parte, dentro
de este registro se encuentran organismos que pueden causar zoonosis, como es el caso de
Anisakis sp. y Pseudoterranova sp.
II.8. Parasitación por nemátodos de la familia Anisakidae.
La anisakiasis (parasitación por nemátodos del genero Anisakis) y anisakidosis
(parasitación por nemátodos de la familia Anisakidae) son enfermedades del ser humano
causadas por la ingestión de pescado crudo o poco cocinado, parasitado con nemátodos de
ésta familia. A las 48 horas después del consumo del pescado parasitado los síntomas que
se pueden presentar son: dolor epigástrico, náuseas, vómitos, diarrea, fiebre, urticaria y
edemas (en el caso de alojarse gastroduodenal) o bien dolor abdominal o incluso
obstrucción intestinal (en caso de la perforación del intestino delgado). La mayoría de las
veces, esta parasitación es diagnosticada como apendicitis, tumor gástrico, cáncer,
peritonitis o enfermedad de Crohn (López-Serrano et al., 2000; Rodero et al., 2000; de la
Torre et al., 2000).
Con relación a la evaluación de los parásitos como potenciales patógenos tanto para
peces como para sus consumidores, Esch y Fernández (1993) señalan que se han
emprendido estudios a través de métodos de análisis de riesgo y control de puntos críticos,
en los alimentos de origen marino por ser una significativa fuente de proteínas y un
componente importante en la dieta humana a escala mundial, estos estudios han revelado
que las larvas de Anisakis spp. y Pseudoterranova spp representan un peligro potencial para
la seguridad alimentaria del humano.
La transmisión de nemátodos de la familia Anisakidae al humano ha sido tema de
muchos estudios. Algunos de ellos se han enfocado a encontrar las temperaturas mínimas y
máximas letales para estos organismos, así como determinar el tiempo de migración pos
mortem de éstos nemátodos (Smith y Wotten, 1975). Estos estudios pueden dar elementos
de manejo del producto para el consumo de los peces sin el riesgo de contraer esta
enfermedad (Vick, 1966).
III. Objetivo general.
Determinar la carga parasitaria de la sardina monterrey Sardinops sagax que es
desembarcada por la flota sardinera del Sauzal, Baja California y conocer el riesgo
potencial de transmisión al atún cuando es utilizada como su alimento.
III.1. Objetivos particulares.
Identificar a los parásitos encontrados
Caracterizar la intensidad, abundancia y prevalencia de los diferentes grupos de
parásitos encontrados.
Determinar qué parásitos pueden utilizar al atún como hospedero paraténico o final
Determinar la preferencia de infestación por órgano de los diferentes grupos de
parásito.
Evaluar a nivel histológico el daño que se presente en los tejidos de la sardina por la
presencia de parásitos.
Determinar si existe una relación entre el tamaño y peso del hospedero con el
número total de parásitos
Determinar la temperatura mínima letal de los parásitos.
Determinar la migración post mortem de los nemátodos.
IV. Hipótesis.
La sardina desembarcada por la flota sardinera del Sauzal, está parasitada por
organismos que causan enfermedades en los atunes del maricultivo de ser utilizadas
estas sardinas como su alimento.
Cada taxa de parásitos tiene preferencia por parasitar un órgano determinado de la
sardina.
Existe una relación directa entre el tamaño del hospedero y la carga parasitaria,
entendiendo que entre más grande sea el hospedero la carga parasitaria aumentará.
Los parásitos presentes en la sardina monterrey mueren al ser expuestos durante 24
horas a temperaturas menores de 0ºC.
Existe una migración post mortem de los nemátodos presentes en la sardina
monterrey hacia el músculo de la misma.
V. Materiales y métodos
Se realizaron visitas mensuales al Puerto del Sauzal para la obtención de
organismos procedentes de los desembarques de la flota sardinera de este puerto, debido a
que ésta flota es la encargada de proveer de sardina a los ranchos atuneros de la región, En
este muestreo se registraron organismos con una longitud estándar de 15.6 hasta 24.5 ( 0.5
cm.) y un peso de 17 a 62. 2 ( 1 g ).
Los muestreos se realizaron en dos etapas, la primera comprendió los meses de
julio, agosto, septiembre y octubre del 2004, considerando estos meses debido a que se
tiene reportado que en este tiempo se inicia la engorda de los atunes, aunque el maximo de
esta actividad se alcanza en diciembre. Durante éste muestreo, se obtuvieron un total de 150
organismos, de los cuales 104 fueron utilizados en el análisis parasitológico, 10 para
histología y 36 organismos en el experimento de sobrevivencia de los parásitos a diferentes
temperaturas. La segunda etapa del muestreo se realizó en los meses de febrero y marzo de
2005, durante este muestreo sé obtuvieron 60 organismos de los cuales 50 se utilizaron en
el análisis parasitológico y 10 organismos se utilizaron en el estudio histopatológico. Las
muestras se transportaron en cubetas de plástico al laboratorio de bioensayos del
Departamento de Acuicultura del CICESE, donde se realizó la disección de los organismos,
utilizando estuches de disección, guantes de latex y navajas de un filo.
Los organismos se encontraban frescos y algunos aun con vida, las muestras se
conservaron en un congelador a una temperatura de 20ºC y diariamente se revisaron en
promedio 5 organismos.
Como primer paso en el análisis parasitológico (Figura 4), se obtuvo de las sardinas,
el peso húmedo en una balanza analítica OHAUS Explorer y la longitud total con
Ictiómetro, esto para correlacionarlos con la carga parasitaria; posteriormente, se realizó la
observación externa de los organismos, donde se consideraron: ojos, arcos branquiales,
boca, superficie de la piel y aletas, esto con el propósito de localizar posibles ectoparásitos
presentes en los órganos. Los arcos branquiales se extrajeron, y se cortaron uno por uno
para ser observados a simple vista y bajo el microscopio estereoscópico ZEISS Stemi 2000-
C, en busca de monogeneos y crustáceos parásitos de este órgano. Los ojos también fueron
extraídos, realizándose su disección bajo el mismo microscopio estereoscópico,
extrayéndose el cristalino lugar donde con frecuencia se alojan tremátodos en estadio de
metacercaria. Posteriormente, a los organismos se les realizó un corte longitudinal desde el
ano hasta las branquias, extrayéndose el bazo, intestino, estómago, corazón, vejiga
natatoria, hígado y riñón, por otra parte, de la cabeza se extrajo el cerebro y para completar
el análisis parasitológico, se extrajo el músculo de los organismos, obteniendo filetes.
Todos los órganos fueron colocados en cajas de Petri adicionándoles solución salina al 7%,
lo que permitió mantener con vida a los parásitos haciendo más fácil su extracción y
fijación. Terminada la disección de los organismos, los órganos se transfirieron de las Cajas
de Petri a un vidrio de aproximadamente 10 cm de largo por 10 cm de ancho cubriéndolos
con otro vidrio de las mismas dimensiones. En todos los casos se realizó la compresión de
los órganos entre los vidrios. En el primer comprimido de órganos se colocaron el corazón,
hígado, y riñón, en el segundo se colocaron vejiga natatoria, cerebro y bazo y en el último
comprimido se colocó el músculo. El intestino para su revisión fue dividido en tres
regiones, anterior (ciegos pilóricos) media (inicio del intestino hasta la parte media de la
longitud total del mismo) y posterior (de la parte media hasta el ano).
El comprimido de órganos fue observado bajo el microscopio estereoscópico ZEISS
Steri 2000-C en busca de parásitos, una ves que se registro la presencia de algún parásito,
se cuantificó de acuerdo al órgano en donde se encontró y se extrajo.
Figura 4. diagrama de flujo de la revisión de los organismos en el análisis parasitológico.
V.1. Procesamiento de los parásitos encontrados.
V.1.1. Nemátodos.
Fijación.
Los nemátodos se desenquistaron con aguja de disección y pincel bajo el
microscopio estereoscópico, evitando con esto romper al organismo, una vez fuera del
quiste, los nemátodos se fijaron en una mezcla caliente de formalina al 4% y solución
salina, con una proporción de 1 a 7 no más de 20 minutos. Los ejemplares fijados, se
transfirieron a frascos con alcohol etílico al 70% para su conservación, etiquetados con el
número del hospedero, fecha y sitio de infección (Moravec et al., 1992).
Transparentación e identificación.
Para el análisis de los nemátodos en el microscopio de luz transmitida, se utilizó
glicerol a diferentes concentraciones (1:20, 1:10, 1:5, 1:2 y glicerol puro, en este orden),
los nemátodos se colocaron en porta objetos agregándoseles las diferentes concentraciones
de glicerol y se taparon con cubre objetos. En cada una de las concentraciones, los
nemátodos permanecieron 24 horas, para lograr la transparentación de los organismos.
Una vez que los nemátodos se aclararon, fueron observados en un microscopio de
luz transmitida ZEISS Axiolab, utilizando diferentes objetivos (5X, 20X y 40X) y para su
identificación se utilizaron claves taxonómicas (Navone et al., 1998) (Scholz y Aguirre
Macedo, 1999., Vidal Martínez et al., 2001).
V.1.2. Tremátodos
Fijación.
Los tremátodos encontrados, fueron desenquistados, utilizando agujas hipodérmicas
y se limpiaron con pincel, eliminando cualquier residuo de tejido para evitar dañar a los
ejemplares. Los especimenes se sumergieron en formol al 4% caliente (90º C) durante
algunos segundos para lograr que su extensión y facilitar su montaje e identificación,
concluido este proceso, los ejemplares se transfirieron a frascos con formol al 4%,
etiquetados con el número del hospedero, sitio de infección y la fecha, (Scholz y Aguirre
Macedo, 1999., Vidal Martínez et al., 2001).
Tinción.
Con el fin de observar a mayor detalle las estructuras de cada grupo y facilitar la
identificación, los organismos se tiñeron utilizando la técnica de Carmín Ácido, para la cual
se requirió que los especímenes se transfirieran del formol al 4% a una solución de alcohol
al 70%, por lo menos un día antes de realizar la tinción. Los especimenes fueron
sumergidos en el colorante (carmín) durante 24 horas, concluido este período, se
transfirieron a una solución de alcohol al 70% de 10 a 12 segundos; posteriormente los
organismos se colocaron en alcohol ácido, este paso se realizo bajo el microscopio
estereoscópico, procurando que los ejemplares no se decoloraran en exceso.
Posteriormente, los organismos se deshidrataron (Moravec et al., 1992).
Deshidratación.
Se utilizaron alcoholes graduales 80%, 90%, 96%, donde los ejemplares se
mantuvieron durante 15 minutos y en alcohol absoluto durante 30 minutos (Moravec et al.,
1992).
Transparentación
El siguiente paso consistió en la aclaración de los organismos, sumergiendo los
ejemplares en aceite de clavo graduales 10%, 50%, 90% y 100%, durante 15 minutos.
(Moravec et al., 1992).
Montaje
En este proceso se utilizó como resina bálsamo de Canadá dándole un
calentamiento previo a la transferencia de los parásitos (pasando el portaobjeto sobre la
flama de la lámpara de alcohol). La transferencia de los ejemplares del aceite de clavo al
porta objetos se realizó con rapidez para evitar que los parásitos se rehidrataran. Ya
montados, los ejemplares se colocaron dentro de una estufa a 60oC durante 24 horas. Cada
organismo se identifico mediante el uso de claves taxonómicas (Yamaguti, 1970, 1971),
realizando las observaciones bajo microscopio de luz transmitida ZEISS Axiolab,
utilizando diferentes objetivos (5X, 20X y 40X) (Scholz y Aguirre
Macedo, 1999., Vidal
Martínez et al., 2001).
V.1.5. Céstodos.
Fijación.
Se utilizó formalina al 5% durante dos días y posteriormente se transfirieron a
alcohol al 70% para su conservación. (Scholz y Aguirre
Macedo, 1999., Vidal Martínez
et al., 2001). Para la deshidratación y aclaración de los céstodos se utilizó la técnica citada
para los tremátodos y su identificación se realizo a través de claves taxonómicas
(Yamaguti, 1959).
V.2. Temperatura mínima letal y migración post mortem
Para conocer el intervalo de temperatura al cual los parásitos de la sardina
sobreviven y la temperatura mínima letal de los mismos, se evaluaron tres diferentes
temperaturas, considerando aquellas que son más utilizadas en la conservación de los
productos marinos en la industria pesquera y en el hogar.
Las temperaturas que se consideraron fueron:
-2 C (
2oC); Se consideró esta temperatura debido a que es la temperatura mínima que en
promedio registran los refrigeradores domésticos.
-15 C ( 2oC); Temperatura máxima promedio que registran los congeladores domésticos.
20 C (
2oC); Temperatura mínima a la cual en general son conservados los organismos
por los barcos sardineros y comercializadores del producto.
En cada una de estas temperaturas se colocaron 12 organismos, diariamente se
muestrearon tres organismos de cada temperatura (9 diarios) durante 3 días, de esta forma
se evaluaron:
1. Número de parásitos vivos (Conteo directo)
2. Movilidad de los parásitos encontrados (desplazamiento y torsión)
3. Migración de los parásitos entre órganos (organismos desenquistados)
V.3. Análisis histopatológico.
Con el fin de tener una referencia del posible daño histológico que pudieran
ocasionar los parásitos en los hospederos, se realizaron cortes histológicos de zonas
parasitadas de: estómago, intestino, vejiga natatoria y gónada. Primeramente se realizó la
disección de las sardinas separándose cada uno de los órganos, los órganos fueron
colocados en casets para histología y procesados con el deshidratador de tejidos LEICA
TP1040 durante 24 horas, al termino de este proceso, las muestras fueron incluidas en
parafina utilizando un incluidor LEICA EG1160, obteniendo un bloque de parafina al cual
se le realizaron cortes histológicos con un micrótomo AO Spencer 820; el grosor de los
cortes fue de 4 µm de espesor, concluido este proceso, los cortes se colocaron en un porta
objetos y se prepararon para su desparafinación. Posteriormente, se realizó la tinción de las
muestras con la técnica de Eosina-Floxina (Howard y Smith, 1983; Sima, 2000) (ver
anexo protocolo de técnicas histológicas).
V.4. Análisis de datos.
Se cuantificaron los siguientes parámetros biológicos:
Prevalencia: porcentaje de hospederos infectados en la muestra por una especie de
parásito.
Abundancia: número de individuos de una especie de parásitos por hospedero revisado.
Intensidad: número de parásitos por organismos infectados de la muestra (Margolis et al.,
1982).
Los resultados de los parámetros biológicos fueron graficados, obteniendo las
proporciones para cada grupo de parásitos de: prevalencia, abundancia e intensidad. Cave
señalar que dado que existen reportes de mortalidades de peces ocasionadas por la
transmisión de tremátodos en estadio de metacercaria, se procedió a obtener los valores de
estos parámetros (Prevalencia, abundancia e intensidad) de los tremátodos en este estadio
de vida de forma independiente a los trematodos adultos.
Para el análisis estadístico de los datos generados en esta investigación se utilizaron
las siguientes pruebas.
Se realizo una prueba Ji-cuadrada (X2) con tabla de contingencia (cxr), para
determinar si existía preferencia de cada taxa de parásitos por alojarse en un órgano
determinado tomándose en cuenta el total de parásitos del mismo taxa en cada uno de los
órganos (Valles Ríos, 1997). Para determinar si existe una relación entre la carga parasitaria
y el tamaño del hospedero y el peso, se realizó una correlación de Spearman (Castillo
Sánchez, 1996).
Para determinar si existía diferencia significativa entre el número de parásitos
registrado en los dos periodos de muestreo, se realizo la prueba de Kruskal-Wallis. Para
conocer que grupos de parásitos presentaron un incremento significativo en el número
registrado en las dos temporadas de muestreo, se aplico el mismo estadístico (Kruskal-
Wallis) a cada uno de los grupos de parásitos, comparando los valores registrados en las
dos temporadas de muestreo.
VI. Resultados.
VI.1. Análisis parasitológico y niveles de infestación.
En el análisis parasitológico se registró la presencia de tres diferentes taxas de parásitos:
nemátodos (40.2%), tremátodos (59.7%) y céstodos (0.7%). La mayor prevalencia la registraron los
tremátodos con un 100% en ambas temporadas de muestreo, seguidos por los nemátodos (93.2 y
93.3 temporada 1 y 2 respectivamente), metacercaria (65.1 y 76.6) y céstodos (2.9 y 6.7).
En la figura 5, se observa la prevalencia de cada uno de los grupos de parásitos durante las
dos temporadas del muestreo.
Prevalencia
0
20
40
60
80
100
120
Nemátodos Tremátodos Metacercarias Céstodos
Parásitos
Pre
va
len
cia
(%)
verano-otoño (n=104)invierno-primavera (n=50)
Figura 5. Prevalencia registrada por los cuatro grupos de parásitos durante las dos temporadas del muestreo.
En lo que respecta a la abundancia, de los parásitos de la sardina, se encontró que durante la
primer temporada de muestreo, la mayor abundancia fue registrada por los tremátodos adultos (6.1)
seguida de los nemátodos (4.8), metacercarias (1.4) y céstodos (0.08) mientras que para la segunda
temporada de muestreo la mayor abundancia la registraron los nemátodos (11.0) seguida por los
tremátodos adultos (9.7), metacercarias (4.7) y por ultimo los céstodos (0.02) (Figura 6).
Abundancia
0
2
4
6
8
10
12
14
Nemátodos Tremátodos Metacercarias Céstodos
Parásitos
Ab
un
da
nci
a
verano-otoño (n= 104) invierno-primavera (n=50)
Figura 6. Abundancia registrada por los cuatro grupos de parásitos durante las dos temporadas de muestreo.
En la figura 6 se logra observar el incremento que sufrieron los valores de abundancia de
todos los parásitos durante el segundo periodo de muestreo, además se observa el incremento en el
número de los nemátodos, representando el grupo con mayor número de organismos por hospedero
revisado.
La mayor intensidad media en la primer temporada esta representada por los tremátodos
adultos (6.1), seguida en orden de importancia por los nemátodos (5.2), metacercarias (2.2) y por
último los céstodos (2.7). En la segunda temporada de muestreo se observo una modificación en la
intensidad de los grupos de parásitos, teniendo que la mayor intensidad fue registrada por los
nemátodos (11.8), seguida en orden de importancia por los tremátodos adultos (9.7), metacercarias
(6.2) y los céstodos (3.0) (Figura 7).
Intensidad
0
2
4
6
8
10
12
14
16
Nemátodos Tremátodos Metacercarias Céstodos
Parásitos
Inte
nci
da
d
Figura 7. Intensidad media registrada por los cuatro grupos de parásitos durante las dos temporadas de muestreo.
En las graficas, se observa un incremento durante el segundo período de muestreo en los
valores de los parámetros biológicos. El resultado de la prueba estadística (Kruskal-Wallis), revelo
que existió una diferencia significativa entre el número de parásitos registrados en las dos diferentes
temporadas de muestreo (H = 21.047, g.l.= 1, p<0.001) teniendo que en los hospederos revisados
durante el segundo periodo de muestreo, el número de parásitos aumento. De acuerdo con la prueba
de Kruskal-Wallis, los nemátodos y céstodos no presentaron diferencia significativa en los valores
registrados durante la primer temporada de muestreo y la segunda (H= 3.461, p>0.063 y H= 0.913,
p>0.339), sin embargo, los tremátodos y las metacercarias si presentaron una diferencia
significativa (H= 9.818, p<0.002 y H= 15.541, p<0.001 respectivamente) observándose en la prueba
a posteriori (Dunns) que en la temporada invierno-primavera el número de organismos
pertenecientes a estos grupos aumento significativamente (Dunns = 24.921, p<0.005 y 30.754,
p<003 respectivamente)
VI.2. Relación: peso y talla con el número de parásitos.
No se encontró relación entre el peso y la longitud de los organismos con el número de
parásitos, registrándose un valor en la regresión de sperman (rs) para la variable peso de 0.09
(P>0.05), y de 0.2 (P>0.05) para la variable longitud. Esto se observa en las figuras 8 y 9.
0
20
40
60
80
100
15,6
16,8
17,1
17,4
17,5
17,6
17,8 18
18,2
18,3
18,4
18,5
18,7 19
19,2
19,3
19,5
19,8
20,9
Talla (cm)
Nú
me
ro d
e p
ará
sito
s
Figura 8. Tallas de las sardinas contra el número total de parásitos registrados en cada una de ellas
0
20
40
60
80
100
25.5
32.5 35
36.3 37
38.5
39.5
40.4
41.6 43
43.7 45
46.1
47.8
48.6 50
52
54
72
Pe so ( g)
Nú
me
ro d
e p
ará
sit
os
Figura 9. Peso de las sardinas contra el número total de parásitos registrados en cada una de ellas
VI.3. Descripción.
VI.3.1. Nemátodos.
Se encontraron un total de 829 nemátodos, identificándose dos géneros: Anisakis sp. y
Hysterothylacium sp.
Familia: Anisakidae Skrjabin and Karokhin, 1945
Anisakis sp. (Dujardin, 1845) (CICESE/P-Ssc1*1).
Las larvas de Anisakis sp. (Figura 10) encontradas presentaron una coloración
blanquecina, cuerpo robusto y fusiforme con una estriación transversal, más marcada en
ambos extremos del cuerpo, cuenta con una boca provista con tres labios muy
desarrollados, uno dorsal y dos ventrolaterales que rodean la abertura bucal. Entre los
labios ventrolaterales está el diente quitinoso situado anteriormente. Presenta anillo
nervioso. El ventrículo es alargado y el plano de unión con el intestino es oblicuo respecto
al eje longitudinal del cuerpo. El poro excretor se abre en la base de los labios subventrales.
Canal del recto corto, oblicuo al ano y rodeado de tres glándulas rectales. Cola cónica con
mucrón. Presenta en todo el cuerpo estriaciones cuticulares en forma de anillos, la principal
caracteristica de estas larvas es la precencia de un ventriculo muy alargado y la aucencia de
ciegos intestinales. Las características que se reportan, han sido reportadas por Olson, et al.
1983, Dick y Choudhury, 1995, Cordero, et al. 1999 e Incorvaia, 2001.
La longitud total promedio que presentaron fue de 19.3 (16.1-22.4mm), longitud del
esófago al anillo de 0.3 (0.2-0.3mm), longitud del ventriculo 1.00 (0.80-1.2mm), longitud
de la abertura de la cloaca al mucron de 0.2 (0.1-0.2mm).
Figura 10. Morfología de Anisakis sp. a) Labios (L), Diente quitinoso (D), b) Ventriculo (V), c) Anillo nervioso (AN) y d) Glandulas cloacales (G) y Cloaca (CL).
a)
CL
b)
a)
c) d)
b)
L
D
V
AN
G
30 m 125 m
40 m
Este tipo de larvas, de tercer estadio, parásita a peces teleósteos marinos, pueden
encontrarse enquistadas en vísceras o libres en el tubo digestivo, siendo capaces de penetrar
las vísceras llegando incluso al músculo.
Los nemátodos de esta familia son parásitos en estado adulto del tubo digestivo de
mamíferos marinos y ocasionalmente de aves, reptiles y el hombre. Los huevos pasan al
medio con las heces del hospedero final, llevando larvas de primer estadio, la primera muda
se presenta dentro del huevo y eclosiona siendo larva de segundo estadio. En este estadio
parasita invertebrados pelecípodos, crustáceos y cefalópodos, en estos hospederos
intermediarios, se han encontrado larvas de tercer estadio. Al ser ingeridos por los peces,
las larvas alcanzan el tercer y cuarto estadio infeccioso ya para mamíferos marinos. (Figura
11)
Figura 11. Ciclo de vida de Anisakis simples. Las líneas continuas representan ingesta, mientras que las líneas discontinuas representan liberación.
Familia: Anisakidae Skrjabin and Karokhin, 1945
Hysterothylacium sp. (Ward y Magath, 1917) (CICESE/P-Ssc1*2).
Estos organismos presentan una coloración blanquecina y un cuerpo robusto y fusiforme
con estriaciones transversales en forma de anillo en la cutícula a lo largo del cuerpo, a continuación
se describen los estadios larvales encontrados.
LARVAS DE TERCER ESTADIO (LV3) (Figura 12).
La porción anterior es delgada, cuanta con una cutícula estriada transversalmente. La
abertura oral presenta una forma de T, presenta tres labios poco desarrollados, entre los labios
ventrolaterales está el diente quitinoso. El esófago presenta una longitud de 9.94 a 14.05 mm de
aspecto muscular que se une con el ventrículo, intestino y el ciego intestinal. El poro excretor
presenta su abertura justo por debajo del anillo nervioso que se encuentra localizado a la mitad del
esófago. La parte posterior se encuentra provisto de un mucrón y la cloaca presenta tres glándulas
rectales
LARVAS DE CUARTO ESTADIO (LV4) (Figura 13).
La porción cefálica se ensancha a nivel de la base de los labios, se encuentra provisto de
tres labios bien desarrollados uno dorsal y dos ventro laterales, además de presentar tres interlabios
que se encuentran rodeando la abertura oral. Se observa un esófago muscular de aspecto cilíndrico
que se conecta con el ventrículo y este a su vez se une al intestino y ciego intestinal. El anillo
nervioso se encuentra localizado a la mitad de la longitud del esófago y el poro excretor se localiza
ligeramente por debajo del anillo nervioso. Presenta un ciego intestinal corto, extendiéndose
anteriormente, sobre pasando ligeramente la longitud del ventrículo. La parte posterior se encuentra
provista de pequeñas proyecciones cuticulares de aspecto espinoso y en el recto se observan tres
glándulas rectales
A
P
Presentaron una longitud total promedio de 12.6 (6.3-18.8mm), Ancho máximo promedio
de 0.3 (0.1-0.4mm), longitud promedio del esófago al anillo 0.4 (0.20-0.5mm), longitud del
ventrículo 0.2 (0.1-0.2mm) y longitud de la cola 0.2 (0.1-0.2mm).
El ciclo de vida de estos organismos es muy parecido al descrito para anisakis
(Figura 14), tiene su inicio con la liberación de los huevos al medio con las heces del
hospedero final, que en este caso pueden ser peces de cualquier tipo pero en especial peces
ictiofagos como el atún, en el interior del huevo se realizan dos mudas. Estos huevos son
ingeridos por pequeños crustáceos en cuyo intestino eclosionan y penetran en el hemocele.
Las larvas no sólo se desarrollan dentro de éste hospedero si no que son transportadas en la
cadena alimentaria a los grandes crustaceos, poliquetos, ctenóforos, medusas y peces. Las
larvas que son muy pequeñas durante el proceso de transmisión (menores a 2 mm) no
sobreviven en peces a diferencia de las larvas de 2 a 3 mm, las cuales logran penetrar a la
cavidad abdominal del peces para encapsularse. Dentro del pez las larvas de
Hysterothylacium mudan dos veces hasta alcanzar su estadio adulto (Koie, 1993), los
nemátodos pertenecientes a este genero, también han sido reportados en casos de
anisakidosis.
Figura 12. Morfología de Hysterothylacium sp. LV3. a) Región anterior, b) Ventrículo (V), c) Poro escretor (P) y Anillo nervioso (AN) y d) Región posterior con picos (P).
a)
c) d)
b)
E
V
AN
P
20 m
Figura 13. Morfología de Hysterothylacium sp LV4. a) Región anterior Labios (L), b) Ventriculo (V) y c) Región posterior con picos (P).
a)
c)
b)
V)
L)
P)
Figura 14. Cliclo de vida de Hysterothylacium aduncum. Las líneas continuas representan ingesta o cunsumo, mientras que las líneas discontinuas representan liberación
VI.3.2. Tremátodos.
Se registro un total de 930 tremátodos, identificándose tres géneros
correspondientes a Parahemiurus y Myosaccium y Bucephalus sp. De estos géneros,
Parahemiuru y Myosaccium corespondieron a organismos adultos, mientras que
Bucephalus se encontró en estadio de metacercaria.
Familia Hemiuroidea Faust 1929.
Parahemiurus noblei (King 1962) (CICESE/P-Ssc2*1).
Las características de este organismo (Figura 15) son: cuerpo elongado con una
cutícula estriada y cuerpo subcilindrico, con cola . La ventosa oral es subterminal 75 (60-90
m) por 60 (30-90 m) y esta seguida de una faringe musculosa; presenta un esófago corto
seguido por la bifurcación de los ciegos intestinales que se extienden hasta la parte
posterior del organismo. El acetábulo es más grande que la ventosa oral 140 (120-160 m)
por 122 m (113-130 m) y se encuentra próxima a ésta. La longitud de estos organismos
fue de 620 (90-1150 m) por 300 (230-370 m) de ancho a nivel del acetábulo.
Estos organismos son hermafroditas, presentando dos testículos ovoides sobre
lapados ubicados ventralmente y en posición más o menos diagonal. El anterior mide 66.5
(64-69 m) al igual que el posterior. Presenta una vesícula seminal pretesticular con forma
oval. Cuenta con un ovario localizado en la parte postesticular (tercio medio del cuerpo) y
se encuentra separado de los testículos por el útero, mide 52.4 (49.3-55.5 m) por 30.9
(28.4-33.3 m). Las glándulas vitelogénicas son dos masas compactas idénticas
postováricas que miden 108 (86-130 m) por 103 (96-110 m). El útero pocas veces se
extiende hasta el ecsoma y se encuentra lleno de huevos.
El poro genital se encuentra en la parte media ventral, preacetabularmente, a nivel
de la bifurcación de los ciegos.
Figura 15. Parahemiurus noblei. a) organismo completo, Acetabulo(A), b) Testiculos (T), Ovario (O), Glandulas vitelogenicas (GB). c) Ventosa oral (VO) y Esófago (E)
a)
A
b)
T
O
T
GV
c)
E
VO
Familia Hemiuroidea Faust 1929.
Myosaccium ecaude (Montgomery, 1957) (CICESE/P-Ssc2*2).
Los organismos encontrados presentaron un cuerpo pequeño, subcilindrico sin
ecsoma y con cutícula es estriada (figura 16). La ventosa oral es subterminal, seguida por la
faringe, el esófago es muy corto de donde se dividen los ciegos intestinales que se
extienden hasta la región posterior del organismo. El acetábulo es más grande (114.28 m)
que la ventosa oral (50 m) localizado en el primer tercio del cuerpo del organismo. La
longitud total promedio de estos organismos fue 935.7 (800-1071.4 m) y 160.8 (142.9-
178.6 m) de ancho a nivel del acetábulo.
Son hermafroditas, presenta un ovario ovoide ubicado detrás del testículo izquierdo
que mide 79 (75-82 m) por 73 (71-75 m) y presenta un receptáculo seminal. Cuenta con
dos glándulas vitelogénicas postovaricas con forma de masas compactas con un largo de 93
(90-96 m) por 60 (57-63 m), el útero es largo y se extiende hasta la región posterior del
organismo presentando un gran número de huevos pequeños no filamentados.
Presenta dos testículos con forma oval ubicados ventral mente sobrelapados con una
medida de 64 (62-67 m). El poro genital es mediano y se localiza en forma ventral por
debajo de la faringe
Figura 16. Myosaccium ecaude a) Ciegos intestinales (CI), Acetabulo (A) y Ventosa oral (VO). b) Huevos (H) y Poro genital (PG). c) Testiculos (T), Ovario (O) y Glandula vitelogenicas (GV).
a)
VO
CI
A
E
b) c)
T
GV
O
T
GV
PG H
Las metacercarias de los organismos pertenecientes a esta familia son Parásitos comunes
del zooplancton. Su ciclo de vida (Figura 17), inicia con la liberación de los huevos al medio junto
con las heces del hospedero, el primer hospedero lo constituyen caracoles marinos donde se
desarrolla una larva de primer estadio, al completar su primer estadio, surge una cercaria de vida
libre que es ingerida por copépodos calanoides, dentro del copépodo el tremátodo adquiere el
estadio de metacercaria. El copépodo infectado es ingerido por peces que son los hospederos
definitivos. Dentro del peces se pueden encontrar aún en estadio de metacercaria pero es común
encontrarlos en el estadio adulto.
Figura 17. Ciclo de vida de los tremátodos marinos (Familia: Hemiuroidea). Las líneas continuas representan ingesta o consumo, mientras que las líneas discontinuas representan liberación.
Los organismos pertenecientes al género Parahemiurus son Parásitos comunes de
un gran número de peces marinos de importancia comercial de zonas tropicales y templadas
como son los organismos pertenecientes a las familias: Clupeidae, Carangidae, Salmonidae
y Englaulidae, pero no han sido reportados en atunes
Familia Bucephalidae
Bucephalus sp. (Baer, 1827) (CICESE/P-Ssc2*3).
El número total de metacercarias encontradas en Sardinops sagax fue de 289.
Presentan un quiste en forma ovalada y la metacercaria dentro de este se observa en forma
curvada. Su cuerpo es alargado 534 (418-650 m) de largo y 118 (103-133 m) de ancho
(Figura 18). Cuenta con una ventosa oral terminal con apéndices digitiformes (tentáculos)
curvados que terminan en curva. Presenta un acetábulo poco desarrollado, no existe
presencia de prefaringe ni esófago. Se observa una faringe localizada en el ultimo tercio del
cuerpo observándose como una estructura esférica y muscular. Se observa la presencia del
intestino en forma de saco globoso, que se extiende anteriormente hasta alcanzar a la
faringe.
Figura 18. Imágenes de la morfología de Bucephalus sp.
}
67 m
ventosa
Tentáculos
29 m
29 m
A diferencia de las cercarias de otros grupos de tremátodos, la cercaria del genero
Bucephalus, presenta una notoria modificación en su ciclo de vida (Figura 19), migrando
del molusco bivalvo hacia el pez, logrando enquistarse en los radios de las aletas, ojos,
escamas, boca y cerebro del pez una ves que es ingerida por su hospedero final (peces
ictiófagos) la metacercaria se desenquista y alcanza su estadio adulto.
Figura 19. Ciclo de vida del genero Bucephalus
VI.3.3. Céstodo.
Se registraron 14 céstodos parasitando a Sardinops sagax todos ellos en el estadio
de plerocerco de la familia Tetraphyllidea .
Cercaria de vida libre
Penetración o consumo
Miracidio de vida libre
huevo
Metacercaria enquistada en pez
Tetraphyllidea (Carus, 1863) (CICESE/P-Ssc3*1).
Son larvas con cuerpo alargado (Figura 20), con la región posterior cónica. Su longitud es
de 1300 (1000-1500 m) y su ancho es de 430 (420-440 m). Los organismos encontrados
presentaron un escólex esférico provisto con cuatro botrios o ventosas sésiles laterales con forma
ovalada y una ventosa apical musculosa. A lo largo del cuerpo se observan dos líneas que muestran
los cordones nerviosos.
Figura 20. Plerocerco de la familia Tetraphyllidea. Se observan posibles cordones nerviosos (CN) y el votrio provisto de 4 ventosas (V).
CN
V 80 m
El ciclo de vida de este tipo de taxón (Figura 21). es poco conocido, sin embargo se cree
que los huevos de los céstodos son liberados al medio con las heces del hospedero final,
posteriormente surge una larva ciliada de vida libre que parasita a pequeños crustáceos, se supone
que los peces sirven como hospedero intermediarios y paraténicos para llegar hasta su hospedero
final que lo componen peces elasmobranquios
Figura 21. Ciclo de vida de los céstodos marinos. Las líneas continuas representan ingesta o consumo, mientras que las líneas discontinuas representan liberación.
VI.4. Preferencia de infestación por órgano.
Se observó una clara preferencia de cada uno de los grupos de parásitos por
parasitar un órgano determinado, para ello se realizó una tabla de contingencia con prueba
de chi-cuadrada, obteniéndose un valor de 2 = 2553.262 (gl = 12 p< 0.05). La preferencia
de parasitación se describe en la tabla 2.
Tabla II. Registro de la preferencia de cada género de parásito por alojarse en un órgano determinado de Sardinops sagax.
PARÁSITOS ÓRGANOS Tremátodos
Myosaccium ecaude Estómago Parahemiurus noblei Estómago Metacercaria Bucephalus sp. Aletas
Céstodo
Tetraphyllidea Intestino medio Nemátodos
Anisakis sp. Cavidad abdominal Hysterothylacium sp. Cavidad abdominal
VI.5. Temperaturas mínimas letales y migración pos mortem.
Se obtuvieron las temperaturas mínimas letales para los dos principales grupos de
parásitos (nemátodos y tremátodos), considerando el tiempo (horas) en el que los helmintos
murieron dentro de las sardinas en las tres temperaturas (Tabla III).
Tabla III. Registro de la mortalidad de nemátodos y tremátodos parásitos de la sardina monterrey expuestos a tres diferentes temperaturas. Presencia de organismos vivos ( ). Sin presencia de organismos vivos (X).
Exposición 24 hrs 48 hrs 72 hrs 144 hrs
Temperaturas -2ºC
-15ºC
-20ºC -2ºC
-15ºC -20ºC -2ºC
-15ºC -20ºC
-2ºC
-15ºC
-20ºC
Parásitos
Nemátodos
X
X X
X X
X X
Tremátodos
X X
X X
X X
X X
La última revisión de organismos se realizó a las 144 horas debido a que a partir de las 48
horas no se registró la presencia de parásitos vivos en las temperaturas de 15ºC y 20ºC, ésta
revisión tubo como finalidad observar la resistencia de los parásitos dentro de un hospedero muerto
expuesto a la mayor temperatura del muestreo (-2ºC) durante seis días.
Durante éste muestreo, se registraron nemátodos y tremátodos vivos; sin embargo, la
movilidad de los tremátodos fue muy poca en comparación con la que presentaron los nemátodos.
Destacó la resistencia que presentaron los nemátodos a la temperatura de -15ºC durante 24 horas, a
pesar de contar con poca movilidad, sin embargo los tremátodos no resistieron esta temperatura.
La ubicación de los nemátodos dentro de los organismos que fueron sometidos a la
temperatura de 2ºC cambió en el trascurso del tiempo. En las primeras 24 horas todos los
nemátodos presentes en el hospedero se encontraron enquistados en el celoma de estómago,
intestino, ciegos y gónadas. Con forme se realizaron los siguientes muestreos, el numero de
nematodos libres en la cavidad abdominal aumento, teniendo que a las 48 horas el 16% de los
nemátodos se encontraban desenquistados, a las 72 horas el porcentaje aumento a 69% y a las 144
horas el 83% se encontraba libre en la cavidad abdominal, presentando una gran movilidad.
VI.6. Histopatología.
Se observó la presencia de tremátodos (mocosa estomacal) (figura 20) y nemátodos (celoma
de ciegos pilóricos) (figura 21) en el tejido de la sardina; sin embargo, los nemátodos solo
estuvieron presentes en el celoma de los diferentes tejidos sin ocasionar un daño aparente a la
sardina.
Figura 22. Tremátodos presentes en la mucosa estomacal de sardinops sagax a) se observan los testículos (T), el ovario (O) así como las glándulas vitelogénicas (GV). b) se observan los testículos (T), ventosa (V) y
cutícula estriada (CE)
GV
O
GV
T
T
T
T
V
a)
b)
<CE
Figura 23. a) Corte histológico de nemátodos (N) alojados en los ciegos pilóricos (CP). b) corte transversal de nematodo, Cutícula (C) y luz tubo digestivo (L).
Cabe señalar que mientras se realizaba la fijación de los órganos en formol, la
mayoría de los nemátodos migraban fuera del tejido, permaneciendo aun con vida dentro
del formol durante 5 minutos.
b)
a)
C
L
CP
N
160µm
Por otro lado se encontró evidencia del daño ocasionado por la presencia de
tremátodos adultos y en estadio de metacercaria. En estos cortes se observa la presencia de
metacercarias enquistadas en el epitelio intestinal (figuras 22) lo que ocasiono la
deformación e inflamación del tejido muscular, así como la deformación y perdida del
pliegue intestinal.
Figura 24. Presencia de metacercaria (PA) en el tejido de intestino de Sardinops sagax caerulia. Se observa la deformación del tejido así como la pérdida de los cilios, proliferación de fagositos y el encapsulamiento del
parásito
PA
PA
PA
VII. Discusiones.
En este estudio la carga parasitaria de Sardinops sagax estuvo constituida por: 829
nemátodos (40.2% del total de parásitos), 14 céstodos (0.7%) y 1229 tremátodos (59.6%),
teniendo un total de 2062 parásitos registrados en 154 organismos revisados. El grupo más
importante lo constituyeron los tremátodos adultos, registrando la mayor prevalencia
durante las dos temporadas de muestreo (100%) y durante la temporada de verano-otoño la
mayor abundancia e intensidad (6.1, 6.1). En los estudios parasitológicos realizados en
peces, se ha observado que los tremátodos son los más abundantes (Rohde, 1993), por
ejemplo Pérez-Ponce de León et al. (2000) en su estudio parasitológico de la sardina
crinuda (Opisthonema. Libertate) y de la sardina plumita (Harengula thissina) reportaron
en sardina crinuda 7 géneros de tremátodos, mismos que representan el 58% del total de
géneros de su registro parasitológico, mientras que en sardina plumita, registraron 8
géneros de tremátodos que representaron el 67% del total de géneros reportados en su
registro parasitológico. Arthur y Arai (1979) reportan que los tremátodos representan el
30% de las especies parásitas de Clupea harengus payáis. Estos datos resaltan la
importancia de éste grupo como parásitos de sardinas y de peces marinos.
Los tremátodos adultos fueron identificados como Miosaccium ecaude y
Parahemiurus noblei, ambos organismos han sido reportados como parte de la
helmintofauna de Sardinops sagax por Love y Moser (1976); no obstante, la metacercaria
identificada como Bucephalus sp. no se encuentra reportada en este registro
helmintológico. Love y Moser (1976) registraron dos diferentes especies pertenecientes al
género Parahemiurus, P. merus y P. noblei; sin embargo, debido a que existían ciertas
inconsistencias en las identificaciones de especies pertenecientes a éste género, Bray (1990)
revisó éste género, encontrando suficientes evidencias morfológicas (pliegues de la
cutícula, tamaño de los huevos, radio de las ventosas y la vesícula seminal) para determinar
que los sinonimos de P. merus son: Hemiurus merus, P. parahemiurus, P. platichthyi, P.
atherinae, P. harengulae, P. anchoviae, Parahemiurus sp y P. noblei, lo que nos indica que
es posible que P. merus y P. noblei descritos por Love y Moser (1976) correspondan a la
misma especie (P. merus).
M. ecaude y P. noblei no han sido reportados como causantes de enfermedades en
sus hospederos; sin embargo, las metacercarias de la familia Bucephalidae sí lo son.
Hoffmann et al. (1990) mencionan que las metacercarias de esta familia causaron daño en
las branquias, vísceras e incluso en el hígado de los peces, dando por consecuencia una
epizootia en el Rio Main (Alemania). Ogawa et al. (2004) reportan la primera infección en
ciprínidos de Japón ocasionada por metacercarias de ésta familia. Los investigadores
mencionan que la presencia de metacercarias ocasionaron en el hospedero hemorragias en
las aletas, piel y en los ojos así como la muerte del hospedero. De acuerdo al ciclo de vida
de Bucephalus (figura 19), el estadio adulto se desarrolla dentro de peces ictiófagos.
Sardinops sagax, podría representar una vía de trasmisión de este parásito a través de la
cadena trófica, de ser utilizada como alimento de peces en maricultivo, ya que, como
describe Marcogliese (2002), muchos parásitos de peces marinos parasitan
indiscriminadamente hospederos paraténicos y hospederos definitivos en cadena trófica,
esto con el propósito de colonizar un mayor número de hospederos y aumentar sus
probabilidades de sobrevivencia. Bucephalus no se encuentra documentada en los registros
helmintológicos de las especies que se cultivan y de acuerdo con esta observación, los
organismos de cultivo podrían convertirse en un nuevo hospedero definitivo.
Los nemátodos encontrados registraron una prevalencia prácticamente similar
durante las dos temporadas de muestreo (93.2% verano-otoño y 93.3% invierno-
primavera), que en ambos casos fue menor a la registrada por los tremátodos. Los géneros
encontrados son: Anisakis sp. y Hysterothylacium sp., ambos géneros presentan una
distribución cosmopolita, por lo que es común encontrarlos como fauna propia de una gran
diversidad de peces (Anderso, 1984; Grabda, 1991; Dick y Choudhury, 1995). En el
registro helmintologico de Sardinops sagax caerule realizado por Love y Moser (1976), se
registra a Anisakis sp. y Contracaecum sp. sin embargo en el presente estudio no se
encontró ningún ejemplar perteneciente al género ultimo.
Los valores de intensidad (5.2 verano-otoño y 11.8 invierno-primavera) y
abundancia (4.8 verano-otoño y 11.0 invierno-primavera), estimados para los nemátodos
encontrados en la sardina indican que existe un riesgo potencial de contraer anisakiasis al
consumir sardina poco cocinada. Incorvaia (2001) realizó un estudio en la merlusa
(Merluccius hubbsi) sobre la parasitación de esta especie por larvas de Anisakis simplex,
registrando una intensidad de 1.9, una prevalencia de 83.2% y una abundancia de 1.6;
estudios reportan que la merluza está considerada como una especie con alta parasitación
de nemátodos (de la torre et al. 2000). Sanchez-Serrano (2003) encontró en Thunnus
thynnus orientalis (capturados por la flota atunera de Ensenada, Baja California) valores de
intensidad y abundancia (3.3 y 2.4, respectivamente) mayores a los registrados en
Merluccius hubbsi. Los valores registrados por estos autores colocan a las dos especies
como organismos con un alto potencial de transmisión de nemátodos, ya que, como
menciona Laffon-Leal et al. (2000), los peces con una prevalencia de 56% de nemátodos
pertenecientes a la familia Anisakinae representan un alto riesgo de zoonosis. Los
nemátodos de esta familia no están reportados como causantes de mortalidades de peces,
sin embargo, se han observado migraciones hacia el músculo mientras el hospedero aún se
encuentra con vida (Williams y Jones, 1994), se cree que para perforar los órganos del
hospedero, los nemátodos producen proteasas, mismas que han sido descritas por Paino et
al. (2000) como uno de los principales antígenos de Anisakis simplex lo que provocaría
daños considerables al hospedero.
Los céstodos presentaron valores muy bajos de intensidad (2.7 verano-otoño y 3.0
en invierno-primavera), abundancia (0.08 y 0.02 respectivamente) y prevalencia (2.9% y
6.7% respectivamente), en ambas temporadas de muestreo. Pérez-Ponce de León et al.
(2000), menciona que los céstodos registran valores altos en los parámetros biológicos
(intensidad, abundancia y prevalencia) principalmente en peces que migran o habitan en
estuarios o lagunas costeras. Arthur y Arai (1979) registraron tres diferentes géneros de
céstodos en Clupea harengus pallasi, este pez migra hacia los esteros para realizar sus
desoves, lo que refuerza lo mencionado por Pérez-Ponce de León et al. (2000). De acuerdo
a esta observación, los bajos valores en los parámetros biológico registrados por los
céstodos en la sardina monterrey, estarían en relación a sus hábitos, ya que Sardinops sagax
es un organismo pelágico que habita en la plataforma continental y raras veces migra a las
lagunas costeras. Todos los organismos encontrados fueron miembros de la familia
Tetraphyllideay se encontraron en el estadio larval de plerocerco. Los céstodos adultos de
este orden se encuentran parasitando a elasmobranquios. El ciclo de vida de este organismo
es poco conocido y en algunos puntos no se tiene ninguna información, pero se sabe que
incluye tres hospederos, copépodos, teleósteos (donde podría encontrarse el atún o la
sardina) o mamíferos marinos y al final los elasmobranquios (Cheng, 1986).
Deveney et al (2005) realizaron estudios parasitológicos en el atún aleta azul del
sur (Thunnus maccoyii) utilizado en maricultivo. Los autores mencionan que solo algunos
de los parásitos encontrados en Thunnus maccoyii representan un peligro potencial para los
atunes del cultivo, mencionando también que se debe de considerar realizar un mayor
numero de investigaciones sobre la relación de la carga parasitaria y la salud de los
organismos del cultivo. No existen registros de estudios similares en el atún aleta azul del
norte utilizado en los ranchos atuneros de la región, por lo que no se sabe si han
presentando algún problema relacionado con la presencia de parásitos en los organismos de
cultivo. Se sabe que bajo condiciones normales, el parásito y el hospedero mantienen un
complejo equilibro interactuando con los factores ambientales; sin embargo, cuando se
pierde este equilibrio, el efecto que el parásito ocasiona al hospedero puede ocasionar la
muerte del hospedero (Hoffman, 1967). Tarazona et al. (1991) y Galli et al. (2001),
encontraron que las modificaciones al medio ambiente ocasionados por los mismos
maricultivos (contaminación por alimento sin consumir y eses fecales de los peces
cultivados), provocaban un aumento en las mortalidades de los organismos cultivados a la
par con el incremento en el número de parásitos. A pesar de que en condiciones normales
los parásitos encontrados en los atunes de cultivo no representan un peligro (Deveney et al.
2005), estos mismos podrían convertirse en un problema serio de salud en los organismos
de cultivo cuando exista una modificación en los factores ambientales y en las condiciones
de cultivo como son la presencia de mareas rojas que influyen en la disminución de los
niveles de oxígeno en las zonas de cultivo.
Durante la segunda temporada de muestreo (invierno-primavera) se observó un
incremento en los valores de intensidad y abundancia. Marcogliese (1995) menciona que
en aguas templadas, se da un efecto de sobrelape entre el aumento en el número de huevos
de parásitos o estadios larvales, aumento en la población de zooplancton por los
florecimientos de microalgas y la presencia de peces pelágicos que migran a las costas para
su reproducción, ocasionando que el éxito de parasitación aumente. Clark y Marre (1955)
mencionan que Sardinops sagax presenta dos picos de desoves, uno a mediados de otoño y
el segundo en primavera, además de mencionar que el mayor desove se registra durante los
meses de primavera. El comité para el estatus de la vida salvaje en peligro de Canadá
(COSEWIC por sus siglas en inglés), hace mención sobre las migraciones que ocurren para
estos desoves, teniendo que en los desoves de otoño, las sardinas migran mar adentro,
mientras que para los desoves que se desarrollan durante la primavera los organismos
migran hacia zonas costeras. Este comportamiento coincide con lo registrado por
Marcogliese (1995), presentándose una sobre posición de los factores antes mencionados,
debido a que en esta zona, se presentan condiciones oceanográficas adecuadas para el
crecimiento de microalgas (surgencias) en la primavera y a finales de otoño, lo que
contribuye a la proliferación del zooplancton, que representaría el primer hospedero
intermediario de la mayoría de los parásitos. La sardina al realizar la migración de
primavera, encuentra zonas con un gran número de crustáceos que podrían estar
parasitados, aumentando con esto los valores en su carga parasitaria.
Para los productores de atún de la región, éstos resultados podrían permitirles
realizar un mejor manejo de las sardinas durante ésta temporada (congelación de la sardina
y disminución del periodo de alimentación con sardina viva o fresca), sabiendo que los
niveles de parásitos presentes en las sardinas a finales de invierno y principios de primavera
son muy altos. De acuerdo a Lozano y Vaca (2004), el inicio de las actividades en los
encierros atuneros está en función de las migraciones del atún debido a que entre más cerca
se capture de la zona de cultivo, el organismo llegara en mejores condiciones a los corrales
(menos estrés y menos daño físico para el organismo), Perez (2004), describe las zonas de
captura del atún aleta azul en los diferentes meses, destacando que los meses en que el atún
es capturado cerca de la Bahía de Ensenada (julio a septiembre) coincide con aquellos en
que las sardinas utilizadas en este estudio registraron el menor número de parásitos (julio a
octubre). Con el propósito de disminuir el riego de transmisión de parásitos a los atunes, los
productores de atún de la región, podrían establecer temporadas de cultivo, basándose en
las migraciones del atún y como segundo termino considerando aquellas donde el número
de parásitos presentes en las sardinas que se utilizaran como alimento sea menor.
No se encontró una relación entre el número de parásitos y la longitud, tampoco existió
una relación entre el número de parásitos y el peso de los organismos, observándose que
organismos pequeños presentaban algunas veces mayor número de parásitos que los
organismos de mayor talla y de mayor peso. Hanek y Fernando (1978) señalan que existen
tres tipos de comportamiento en la relación número de parásitos vs. talla del hospedero:
parásitos independientes con la talla del hospedero, parásitos que decrecen en número con
la talla y parásitos que incrementan en número con la talla del hospedero. Sin embargo en
este estudio solo se consideró el número total de parásitos registrados y no se consideró
evaluar la relación del peso y la talla con respecto a cada uno de los diferentes grupos de
parásitos encontrados, lo que podría reflejar cualquiera de las relaciones encontradas por
estos autores.
Se observó que existe una clara preferencia de cada grupo de parásitos por alojarse
en un órgano determinado de la sardina (micro hábitat) (Tabla 3). Vidal-Martinez y
Kennedy (2000) realizaron un estudio en Cichlasoma sympilum observando este mismo
efecto, sin embargo aclaran que este efecto puede sufrir modificaciones al existir una sobre
población en el órgano (aumento en la capacidad de carga) lo que origina una migración
hacia los órganos cercanos. También mencionan que existen organismos como los
acantocéfalos que ejercen una presión sobre toda la comunidad helmíntica, al modificar el
microhábitat.
Esch y Fernández (1993) mencionan que la preferencia por parásitar un órgano
determinado del hospedero se relaciona con las necesidades nutricionales, fisiológicas y del
ciclo de vida de cada uno de los grupos de parásitos. Ferre (2001) menciona que Anisakis
simplex se encuentra con mayor frecuencia alojada en los epitelios y en la cavidad
abdominal, lo que les facilita la migración hacia el músculo del hospedero.
Los resultados obtenidos en las temperaturas mínimas letales de los parásitos, a las
diferentes temperaturas, reflejan la alta resistencia de los nemátodos, observando una
sobrevivencia durante las primeras 24 horas del experimento a la temperatura de 15ºC.
Las larvas de nemátodos murieron al ser expuestas durante 24 horas a la temperatura de
20ºC como se reporta en otros estudios (Vick, 1996; Audicana et al., 1997). En el estudio
realizado con sardinas expuestas a la temperatura de 2ºC se observó que existía un
aumento en el porcentaje de nemátodos libres en la cavidad abdominal. Vick (1966) realizó
un experimento similar solo que mantuvo a los peces a una temperatura de 10ºC,
encontrando que el 13% de las larvas de nemátodos se encuentran dentro del músculo al
cabo de 72 horas. En los resultados obtenidos en este experimento a las 72 horas se registro
un 69% de nemátodos libres en la cavidad abdominal, sin embargo no se encontraron
nemátodos en el músculo del hospedero. La influencia de la temperatura sobre la
degradación de los órganos internos de los peces puede haber provocado una pronta
migración de los nematodos, debido a que al morir, la estabilidad de la membrana celular
del pescado sufren una alteración (mayor permeabilidad), provocando la liberación de las
enzimas de los lisosomas, iniciando la degradación de los órganos internos y formando
altas concentraciones de aminoácidos, péptidos y disminuyendo el pH (autólisis), lo que
favorece el crecimiento bacteriano. Al aumentar la temperatura del medio, se crea un
medio favorable para la multiplicación de las bacterias, acelerando el proceso de
degradación de los órganos (Huss, 1988). Smith y Wotten (1975) reportan un 4% de larvas
de nemátodos en el músculo de arenques recién capturados. La última revisión de sardinas
se realizó a las 144 horas, registrándose aun nemátodos vivos en la temperatura de 2ºC.
Huang y Bussiéres (1988) describen la sobrevivencia de las larvas de Anisakis simplex a la
temperatura de 0ºC durante 25 días. Lo que nos indica que ninguna de estas temperaturas es
suficiente para causar la muerte de estos organismos. Los productores de atún en
maricultivo durante las primeras semanas de engorda ofrecen como alimento a los atunes
sardina viva para posteriormente y paulatinamente se les incorpora sardina regriferada, solo
que la temperatura que se maneja en los encierros para la conservación de la sardina es de
0ºC, como se ha establecido en el presente estudio, ésta temperatura no causa la muerte de
los parásitos, por lo que podría mantenerse el riego de parasitación de los atunes de ser
alimentados con sardinas que se encuentren parasitadas (Comunicación personal).
Se observo el daño que causan las metacercarias de tremátodos a la sardina (Figura
24). Se logra observar la inflamación del tejido del intestino así como la deformación de los
pliegues del intestino. Ogawa et al. (2004) describieron el daño histológico ocasionado por
una infestación de metacercarias, ellos describen que además del daño ocasionado por estos
parásitos, se registraron severas infecciones bacterianas en las lesiones ocasionadas por las
metacercarias. Baturo (1978) describe el daño ocasionado por las metacercarias de éste
género, mencionando que estos organismos pueden enquistarse en el cerebro ocasionando
necrosis así como edemas. Estos reportes confirman que los daños ocasionados por
metacercarias no representan casos aislados, por lo que se deben de considerar estos
organismos como potenciales patógenos para los organismos cultivados.
Al realizar este estudio con sardinas provenientes de las mismas zonas donde se
captura el alimento para los maricultivos de peces, logramos conocer la carga parasitaria
con la que la sardina puede llegar a los cultivos, permitiéndonos identificar aquellos
parásitos que podrían representar un riesgo potencial para los organismos cultivados, así
como un riego para el hombre, ya que de acuerdo con Marcogliese (1995), la carga
parasitaria de los organismos, ésta en función de tres factores: 1) fauna parasitológica
propia del lugar, 2) hábitos migratorios del hospedero y 3) temporada de reproducción del
hospedero, mencionando que los organismos migratorios presentaran parásitos propios de
los lugares a los que ellos migran ya sea para su reproducción o su alimentación.
A pesar de que los peces no se mantienen por más de 6 meses en los cultivos, este
tiempo no representa una limitante en la transmisión de los parásitos, ya que los tiempos de
transmisión de hospedero a hospedero (una ves que es ingerido el hospedero parasitado)
van desde unas horas hasta dos meses (Williams y Jones, 1994). Por otro lado, la sardina
monterrey presentó parásitos que representan un riesgo de salud publica para la región,
debido a los altos índices de intensidad y abundancia que registraron los nemátodos de la
familia Anisakinae. La enfermedad causada por las larvas de estos nemátodos (anisakiasis)
en países como Japón y España, representa un problema grave de salud publica,
registrándose tan solo en Japón 1000 casos anuales (Ferre, 2001). Por ello en estos países se
a trabajado en la elaboración de pruebas serológicas (ELISA) detectando los antígenos
producidos por los anisakidos y la presencia de anticuerpos específicos de la persona
infectada.
Este estudio aportó para el registro parasitológico de Sardinops sagax caerulea dos
nuevos organismos, la metacercaria de Bucephalus y Hysterothylacium sp.
El registro helmintológico de Sardinops sagax obtenido en este estudio podría
representar una herramienta muy útil para los productores de peces en maricultivo de la
región, permitiéndoles: conocer los niveles de parasitación de la sardina en el medio
natural, conocer los organismos que pueden ocasionar daños a los organismos de cultivo y
técnicas para evitar la trasmisión de los parásitos de la sardina a los peces del maricultivo.
VIII. Conclusiones
1. El registro parasitológico de Sardinops sagax obtenido en este trabajo está
constituido por: dos géneros de nemátodos (Anisakis sp. y Hysterothylacium sp.),
tres géneros de tremátodos de los cuales dos están representadas por organismos
adultos (Myosaccium y Parahemiorus) y uno en estadio de metacercaria
(Bucephalus sp.) y por un céstodo de la familia Phyllobothriidae.
2. El grupo de parásitos más importante por los valores de abundancia y prevalencia
(100%) correspondió a los trematodos adultos (100 %) durante los dos periodos de
muestreo seguidos por los nemátodos.
3. Se registró una mayor abundancia e intensidad de parásitos durante la temporada
invierno-primavera que en la temporada verano-otoño.
4. No existió relación entre el número de parásitos con el peso y la talla de las
sardinas.
5. Se comprobó que existe una preferencia de cada grupo por parasitar un órgano en
particular.
6. La prevalencia intensidad y abundancia que registraron las larvas de Anisakis sp. y
hysterothylacium sp., representan un peligro potencial para el hombre.
7. La metacercaria de Bucephalus sp. representa un peligro potencial para los atunes
de ser utilizadas como alimento.
8. La deformación del tejido e inflamación del intestino, evidenciaron el efecto
negativo de las metacercarias en el hospedero.
9. El total de los nemátodos murieron al ser expuestos a -20ºC durante 24 horas.
10. Se observo una clara migración post mortem de los nemátodos, registrando un
aumento en el porcentaje de nemátodos libres en la cavidad abdominal de las
sardinas expuestas a -2ºC durante los diferentes intervalos de tiempo.
Bibliografía.
Ahlstrom, E. H. 1960. Synopsis on the biology of the pacific sardine Sardinops caeruleus FAO Fish. Biol. Syn. No 17. 256 pp.
Anderson, R. C. 1984. The origins of zooparasitic nematodes. Canadian Journal of Zoology. 62: 317-328 p.
Arthur, D.K. 1976. Foot and feeding of larvae of theree fishes occurring in the California Current, Sardinops sagax, Eugraulis mordax and trachurus symetricus. Fish. Bull., 74: 517-530 p.
Arthur, J. R. y H. P. Arai. 1979. Studies on the parasites of Pacific herring (Clupea herrengus pallasi Valenciennes): survey results. Canadian Journal of Zoology. 58: 64-70 p.
Audicana, L., M. T. Audicana, L. Fernández de Corres y M. W. Kennedy. 1997. Cooking and freezing may not protect against allergenic reaction to ingested Anisakis simplex antigens in humans. Veterinary Record. 140: 235-243 p.
Bakker, T., D. Mazzi y S. Zala. 1997. Parasite-induced changes in behavior and color make Gammarus pulex more prone to fish predation. Ecology. 78(5): 1098-1104 p.
Baturo, B. 1978. larval bucephalosis in artificially heated lakes of the Konion region, Poland. Acta Parasitologyca. 25: 307-321 p.
Bautista-Romero, J. J. D. Lluch-Belda y D. Luch-Cota. 1994. distribución del desove de cuatro especies de peces pelagicos en la Corriente de California. En: Taller de evaluación de los efectos del cambio global en las pesquerias de pelagicos menores. 2-4 de noviembre de 1994. CRIP-Ensenada, México 562 pp.
Belle, S. 1998. Bluefin tuna: Blueewater beer cattle of the future. Journal of Shellfish research. 13: 312-316 p.
Blaxter, J. H. S. y J. R. Hunter. 1982. the biology of the Clupeoid Fishes: Advances in Marine Biology. Academic Press, New York. 223 pp.
Bray, A. 1990 A review of the genus Parahemiurus Vaz and Pereira, 1930 (Digenea Hemiuridae) Syst. Parasitol. 15: 1-21 p.
Brooks, D. R. y D. A. MacLennan. 1993. Parascript: Parasites and the Language of Evolution. Smithsonian Institution Press. Washington, United States of America. 428 pp.
Butler, J. L. 1987. Comparison of the early life story of the Pacific sardine and northern anchovy with implications of species interactions. PhD. Thesis, Universiti of California. San Diego UCSD. 242 pp.
Castillo-Sanchez, E. 1996. Estructura de la comunidad de helmintos parásitos del Paralichthys californicus en el Estero de Punta Banda, Bahía de Todos Santos y Bahía san Quintín, Baja California, México. Tesis de Maestría. Centro de Investigación Científica y de Educación Superior de Ensenada. 127 pp.
Cheng, T. 1986. General parásitology. Second edition. Academia Press Collage Division. San Diego. 386 pp.
Cisneros-Mata, M.A., J.M. De Anda, J. Estrada, F. Paez y A. Quiroz. 1988. Pesquerías de la sardina del Golfo de California y costa de Sinaloa (informe 1986-87 y diagnóstico). Guaymas, Sonora. Sepesca, Intituto Nacional de la Pesca. 68 pp.
Combes, C. 1991. Ethological aspects of parasite transmission. Am. Nat. 138: 866-880 p.
Comisión nacional de acuicultura y pesca 2003. Anuario Estadistico de pesca. Secretaria de Agricultura, Ganaderia, Desarrollo Rural, Pesca y Alimentación. CD.
Cordero, C., V. Rojo, F. Martínez, A. Sánchez, R. Hernández, I. Navarrete, B. Diez, R. Quiroz y V. Carvalho. 1999. Parásitología Veterinaria. McGraw
Hill Interamericana. México. 968 pp.
COSEWIC. 2002. COSEWIC assessment and update status report on the Pacific sardine Sardinops sagax in Canada. Committee on the Status of Endangered Wildlife in Canada. Ottawa. vii + 19 pp.
Couch, J. y J. Fournie 1993. Pathobiology of marine and estuarine organims. Advances in fisheries science. CRC. London. 552 pp.
Davey, J. 1972. The incidence of Anisakis sp. Larvae (Nematoda: Ascaridata) in the commercially exploited stocks of herring (Clupea harengus L., 1758) (Pisce: Clupeidae) in British and adjacent waters. J. Fish Biol. 4: 535-554 p.
de la Torre R., J. Pérez-Aparicio, M. Hernández-Bienes, R. Jurado-Pérez, A. Martínez-Ruso y E. Morales-Franco. 2000. Anisakiasis en el pescado fresco vendido en el norte de Córdoba. Rev. Esp. Salud Pública. 74: 517-526 p.
Deveney, M.R., Bayly, T.J., Johnston, C.J. and Nowak, B.F. 2005. A parasite survey of farmed southern bluefin tuna (Thunnus maccoyii Castelnau). Journal of Fish Diseases. 28(5): 279-284 p.
Dick, I., A. Choudhury. 1995. Fish diseases and disorders. Vol 1, Protozoan and Metazoan infection. Departmen of Zoology university of Guelph, Canada. 808 pp.
Esch, G. W. y J. C. Fernandez. 1993. A funtional biology of parasitism. Ecologycal and evolutionary implications. New York. Academic Press. 321 pp.
FAO. 2003. FAO yearbook fishery statistics: capture production 2001. FAO Yearbook Fishery Statistics. Vol. 86/1. Rome, FAO. 2003. 703 pp.
Ferre, I. 2001. Anisakiosis y otras zoonosis parasitarias transmitidas por consumo de pescado. Revista AquaTIC. 14: 1-21 p.
Fischer, W., F. Krupp, W. Schneider, C. Sommer, K. E. Carpenter y V. H. Niem. 1995. Guia Fao para la identificación de especies para los fines de la pesca. Pacífico centro-oriental. Vol III Vertebrados, Parte 2 Roma, FAO. 1813 p.
Frey, H.W. 1971. California´s living marine resurces and their utilization. Calif. Dept. of Fish and Game, Sacramento, CA. 148 pp.
Galli, P., G. Crosa, L. Mariniello, M. Ortis y D. Amelio. 2001. Water quality as a determinant of the composition of fish parasite communities. Hidrobiologia. 452: 173-179.
Grahame, J. 1987. Plankton and fisheries. Edward Arnold Ltd. 250 pp.
Grabda, J. 1991. Marine fishe parasitology. An outline U. C. H. Publishers, New York. 306 pp.
Grant, W. S. y R. W. Leslie. 1996. Late pleistocene dispersal of Indian_Pacific sardine population in an ancent lineage of the genus Sadinops. Marine Biology. 126: 133-142 p.
Guerrero-Renteria J., S. Sánchez-Serrano y J. A. Cáceres-Martínez. 2002. Parásitos y enfermedades del atún Thunnus thynnus en maricultura. V foro nacional sobre el atún. 7 pp.
Hart, 1973. Pacific Fishes of Canada. Bull. Fish. Res. Board. Can., 180, 740 pp.
Hoffman, G. 1967. Parasites of north American freshwater fishes. University of California Press. Berkeley. 486 pp.
Hoffmann, R. W., W. Korting, T. Fischer-Scherl y W. Schafer. 1990. An outbreak of bucephalosis in fish of the Main River. Parasitol. 31: 95-99 p.
Holmes, J. C. 1990. Helminth communities in marine fishes. En: Parasites communities:patterns and processes. (eds. Esch, G., A. Bush & J. Aho) Chapman & Hall, London. 130 pp.
Howard D. y C. Smith. 1983. Histological techniques of marine bivalve mollusks. NOAA technical memorandum NMFS-F / Nec-25, U.S. department of comerce. Massachusetts. 97 pp.
Huang, W y J. Bussiéras. 1988. Anisakides et Anisakidose humaines. Premiére partie: Donnés bibliographiques. Annales de Parasitologie humaine et compraree. 63(2): 119-132 p.
Huss, H. H. 1988. El Pescado Fresco: su calidad y cambios de calidad. Colección Food and Agriculture Organization of the United Nation :Pesca Nº 29. Roma. Italia 325 pp.
Ikenoue, H. y T. Kafuku. 1992. Modern methods of aquaculture in Japan. 2nd. Ed. Kodansha, Tokio and amsterdan, 271 pp.
Incorvaia, I. S. 2001. Anisakis simplex parásita de Merluccius hubbsi. Informe tecnico interno. INIDEP. Argentina. 12 pp.
Iversen E. S. 1972. Cultivos marinos: peces, moluscos y crustáceos. Editorial Acribia. Zaragoza. 312 pp.
Kunnenkeri, J. K. y Koratha. 1962. Preliminary report on the parasites of the California sardine and the parasitic distribution in Clupeidae. J. Parasitol. 48(1): 148-153.
p
Lafferty, K. D. 1992. foraging on prey that are modified by parasites. Am. Nat. 140: 854-867 p.
Lafferty, K. D. 1999. The evolution of trophic transmission. Parásitology today. 15 (3): 111-115 p.
Laffon-Leal, V. Vidal-Martínez y G. Argora-Torres. 2000. Cebiche a potencial source of human anisakiasis in Mexico?. Journal of Helmintology. 74: 151-154 p.
Langler, K. F. 1978. Freshwater fishery biology W M. C. Brown publishers, Dubuque (Iowa). 421 p.
López-Serrano, C. M., A. Alonso-Gómez, A. Moreno-Ancillo, A. Daschner y J. Suárez de Parga. 2000. Anisakiasis gastro-alergica: hipersensibilidad inmediata debido a parasitación por Anisakis simples. Alergol. Inmunol. Clin. 15: 230-236 p.
Love, S. y M. Moser. 1976. A chekclist of parasites of California, Oregon and Washinton Marine and Estuarine Fishes. Technical report Dept. Commerce, Natl. Oceanic & Atmos. Admin. NMFS. CA. U.S.A 576 pp.
Marcogliese, D. 1995. The role of zooplankton in the transmission of helminth parasites to fish. Reviews in Fish Biology and Fisheries. 5: 336-371 p.
Marcogliese, D. 2002. Food webs and the transmission of parasites to marine fish. Parasitology. 124: S83-S99 p.
Margolis, L., G. W. Esch, J. C. Holmes, A. M. Kuris y G. A. Schad. 1982. The use of ecological terms in parásitology (report of an ad committee of the american society of parásitologists). The journal of parásitology. 68 (1): 131-133 p.
Meza, G. S. 2002. En aumento los ranchos atuneros en Baja California. Panorama acuicola magazine. 7 (3): 34-35 p.
Moller y Anders. 1986. Diseases and parasites of marine fishes. Editorial Möller
Kiel. Alemania. 365 pp.
Moravec, F., V. Nasincova, T. Sholz, R. Ergens y M. Gelnar. 1992. Methods of investigating metazoan parasites. Training course on fish parasites Intitute of Parásitology, Czechoslovak academy of Sciences. eské Bod jovice. 54 pp.
Munday, B. L., Y. Sawada, T. Cribb y C. J. Hayward. 2003. Diseases of tunas, Thunnus spp. Journal of Fish Diseases. 26: 187-206 p.
Navone, G., N. Sardella y J. Timi. 1998. Larvae and adults of Hysterothylacium aduncum (Rudolphi, 1802) (Nematoda: Anisakidae) in fishes and crustaceans in the South West Atlantic. Parasite. 5: 127-136 p.
Nelson, J.S. 1994. Fishes of the world. 2nd ed. John Wiley and Sons. N.Y. 253 pp. Ogawa, K., T. Nakatsugawa y M. Yasuzaki. 2004. Heavy metacercarial infections of cyprinid fishes in Uji River. Fisheries Sience. 70: 132-140 p.
Paino, O., C. Cespón, A. Bootello, I. Moneo y P. Gonzáles-Porqué. 2000. Aislamiento y cacarterización de antígenos principales en Anisakis simplex. Alergol. Immunol. Clin. 15: 262-266 p.
Pérez-Ponce de Leon, P. Garcia y V. Rosas. 2000. Helmintofauna de Opisthonema libertate y Harengula thrissina (Osteichthyes: Clupeidae) de la Bahía de Chamela, Jalisco, México .Rev. biol. trop . 48 (4): 759-763 p.
Poulin, R. 1994. Meta-analysisof parasite-induced behavioural changes. Anim. Behav. 48 :137-147 p.
Poulin, R. 1994. The evolution of the parasite manipulation of host behavior: a theoretical analysis. Parásitology 109: 109-118 p.
Rhode, K. 1993. Ecology of marine parasites. CAB international 2ª. ed. wallingford. UK: 298 pp.
Rodero, M., M. L. González, M. I. Esteban y C. Cuellar. 2000. Estandarización biológica del extracto alergénico de Anisakis simplex. Alergol. Inmunol. Clin. 15: 299-306 p.
Sánchez-Serrano. 2003. Parásitos del atún aleta azul del norte Thunnus thynnus orientalis comercializado en Ensenada, Baja California. Tesis de licenciatura. Facultad de Ciencias Marinas, Universidad Autonoma de Baja California. Ensenada. 68 pp.
Scholz, T. y Aguirre-Macedo. 1999. Curso teórico práctico. Biología de tremátodos parásitos de peces. CINVESTAV-IPN Unidad Mérida 36 pp.
Sima A. 2000. Laboratorio de patología acuática: Histología de peces. Centro de Investigación y Estudios Avanzados del Instituto Politécnico Nacional unidad Mérida. 6 pp.
Smith, J. M y R. Wootten. 1975. Experimental studies on the migration of Anisakis sp. Larvae (Nematoda: Ascaridida) in to the flesh of herring Clupea herengus l. International Journal for Parasitology. 5: 133-136 p.
Sylvia, P.C. 2001. Current Status and Future Prospective of bluefin tuna Thunnus thynnus
orientalis) Farming in Mexico and the West coast of the The United States.TAAG, HSWRI, San Diego,CA, U.S.A., S.Belle, TAAG, MAA, ME, firs international symposium domestication of the bluefin tuna Thunnus thynnus. http://www.mu.ieo.es/thunnus/.
Tarazona, J., M. Muños, G. Carbonell, M. Carballo, J. Ortiz y A. Castaño. 1991. A toxicological assessment of water pollution and its relationship to aquaculture development in Algeciras Bay, Caliz, Spain. Archives of Environmental Contamination and Toxicology. 20: 480-487 p.
Torres, J., M. Reinecke y R. Rodriguez. 1986. Cliclo reproductor de Sardinops sagax (sardina monterrey) en el Golfo de California. Investigaciones Marinas 3 (1): 52-68 p.
Valles-Rios, M. 1997. Estudios cualitativos y cuantitativos de macroparásitos de peces de la región del Rió Colorado-Rió Ardí, Baja California, México. Tesis de maestria. Universidad Autónoma de Baja California. 78 pp.
Vick, R. 1966. Anisakis larvae in Norwegian food fishes. (abstract) Proc. Of the 1st
congress of Parasitology. Sep. 21-16. 1:568-569 p.
Vidal-Martinez, V. Y C. R. Kennedy. 2000. Potential interactions between the intestinal helminths of the cichlid fish Cichlasoma synspilum from southeastern Mexico. Journal parasitol. 86 (4): 691-695 p.
Vidal
Martínez, V., L. Aguirre
Macedo, T, Scholz, D. Gonzáles
Solís y E. Mendoza Franco. 2001. Atlas of the helminth parasites of cichlid fish of Mexico. Academy of sciences of the Czech Republic. 165 pp.
Vrooman, A. 1959. Parasites as natural tags for sardines. Abstracts. Sardine Conference.
Whitehead, P.L.P. 1985. FAO Species catalogue. Vol. /. Clupeoid fishes of the world. An
annotated and illustrated catalogue of the herrings, sardines, pilchards, sprats, anchovies and Wolf-herrings. Part. 1-Chirocentridae, Clupeidae and Pristigasteridae. FAO Fish Synop., (123). 303 pp.
Williams, H. y A. Jones. 1994. Parasitic worms of fhishes. Taylor and Francis. London. 593 pp.
Yamaguti, S. 1959. Synopsis of cestodes of vertebrates. Vol 2; Keigaku Publ. Co., Tokyo. 860 pp.
Yamaguti, S. 1970. Digenetic trematodes of Hawaiian fishes.. Keigaku Publ. Co., Tokyo 436 pp.
Yamaguti, S. 1971. Synopsis of digenetic trematodes of vertebrates. Vol I, Keigaku Publ. Co., Tokyo. 1074 pp.
Anexo
Protocolo de deshidratación de tejidos en deshidratador Leica TP 1040
Anexo
Protocolo de desparafinación de tejidos.
Orden Reactivo Duración (mm)
1 Xilol I 15
2 Xilol II 10
3 Xilol III 10
4 Alcohol al 100 15
5 Alcohol al 100 15
6 Alcohol al 96 15
7 Alcohol al 10 15
8 Agua destilada 15
Orden Reactivo Duración (hrs)
1 Alcohol al 70 1
2 Alcohol al 96 I 2
3 Alcohol al 96 II 2
4 Alcohol al 100 I 2
5 Alcohol al 100 II 2
6 Alcohol Cloroformo 2
7 Cloroformo I 2
8 Cloroformo II 2
9 Parafina Cloroformo 2
10 Parafina 2
11 Parafina 2
Anexo
Tiempos de tinción para la técnica Hematoxilina Eosina.
Reactivo Orden Tiempo (min)
Agua destilada 1 10
Hematoxilina 2 5
Agua de la llave 3 5
Alcohol ácido 4 1
Agua de la llave 5 5
Agua amoniacal 6 5
Eosina 7 6 seg.
Alcohol al 96 II 8 2
Alcohol al 100 I 9 2
Alcohol al 100 II 10 5
Xilol I 11 5
Xilol II 12 5
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