Engorda linners

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MANUAL DE PRÁCTICAS DEL MÓDULO PROFESIONAL IV “ENGORDA Y COSECHA CRUSTÁCEOS EN CONDICIONES

CONTROLADAS”

INSTRUCTOR:JORGE I. DÍAZ GALAVÍZ

GUAYMAS, SONORA, AGOSTO DEL 2014

Ver. 14-08-2014

http://www.bing.com/ima

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CONTENIDO PAGINA

INTRODUCCIÓN 3

PROGRAMA DE ESTUDIO 4

SEGURIDAD EN EL LABORATORIO 6

PRACTICA 1 INSTALACIÓN DE TANQUE ARMABLE 8

PRACTICA 2 LIMPIEZA Y DESINFECCIÓN DEL TANQUES Y ACCESORIOS 14

PRACTICA 3 CULTIVO DE PROBIÓTICOS 18

PRACTICA 4 PREPARACIÓN DEL AGUA PARA CULTIVO 22

PRACTICA 5 CALIDAD DE LA POSTLARVA 30

PRACTICA 6 CONTEO DE POSTLARVA 40

PRACTICA 7 TRANSPORTE DE POSTLARVA 44

PRACTICA 8 ACLIMATACIÓN, MATERNIZACIÓN Y ENGORDA 49

PRACTICA 9 EFECTO DEL AMBIENTE SOBRE LOS CAMARONES 59

PRACTICA 10 CHAROLAS DE ALIMENTACIÓN 64

PRACTICA 11 COSECHA 72

INTRODUCCIÓN La formación que ofrece la carrera de Técnico en Acuacultura de Aguas Marítimas permite al egresado, a través de la articulación de saberes de diversos campos, realizar actividades dirigidas a la producción de alimento vivo y poslarvas de crustáceos; así como la engorda y cosecha de crustáceos y moluscos en condiciones controladas y la producción de semilla en condiciones de laboratorio. Durante el proceso de formación de los cinco módulos, el estudiante desarrollará o reforzará las siguientes competencias profesionales:

a) Produce alimento vivo en condiciones controladas b) Produce semilla en condiciones de laboratorio c) Produce poslarvas de crustáceos en condiciones controladas d) Engorda y cosecha crustáceos en condiciones controladas e) Engorda y cosecha moluscos en condiciones controladas

Además se presentan las 11 competencias genéricas, para que usted intervenga en su desarrollo o reforzamiento, y con ello enriquezca el perfil de egreso del bachiller. 1. Se conoce y valora a sí mismo y aborda problemas y retos teniendo en cuenta los objetivos que persigue. 2. Es sensible al arte y participa en la apreciación e interpretación de sus expresiones en distintos géneros. 3. Elige y practica estilos de vida saludables. 4. Escucha, interpreta y emite mensajes pertinentes en distintos contextos mediante la utilización de

medios, códigos y herramientas apropiados. 5. Desarrolla innovaciones y propone soluciones a problemas a partir de métodos establecidos. 6. Sustenta una postura personal sobre temas de interés y relevancia general, considerando otros puntos de

vista de manera crítica y reflexiva. 7. Aprende por iniciativa e interés propio a lo largo de la vida. 8. Participa y colabora de manera efectiva en equipos diversos. 9. Participa con una conciencia cívica y ética en la vida de su comunidad, región, México y el mundo. 10. Mantiene una actitud respetuosa hacia la interculturalidad y la diversidad de creencias, valores, ideas y

prácticas sociales. 11. Contribuye al desarrollo sustentable de manera crítica, con acciones responsables. Es importante recordar que, en este modelo educativo, el egresado de la educación media superior desarrolla las competencias genéricas a partir de la contribución de las competencias profesionales al componente de formación profesional, y no en forma aislada e individual, sino a través de una propuesta de formación integral, en un marco de diversidad. Este manual de prácticas representa un complemento y un apoyo para el proceso de aprendizaje significativo del Módulo Profesional III: Produce postlarvas de crustáceos en condiciones controladas, perteneciente al componente profesional del plan de estudios del área químico-biológica del bachillerato.

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PROGRAMA DE ESTUDIOS

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SEGURIDAD EN EL LABORATORIO

OBSERVACIONES GENERALES 1. Seguir con atención las explicaciones que el profesor de en cada experiencia y una vez iniciada la práctica el material necesario para su realización no se moverá del lugar donde se encuentre, evitando que pase de uno a otro compañero. 2. Antes de comenzar la práctica deberá revisar que dispone de todo el material y productos necesarios para la misma, y que se encuentra todo limpio y en orden. Se notificará al profesor cualquier anomalía. 3. Siempre que sea necesario se deberá emplear guantes y/o las gafas de seguridad, sobre todo cuando se utilicen líquidos o se manejen sustancias que puedan dañar la piel o los ojos. 4. Es conveniente el uso de bata de laboratorio y además llevar la ropa y el pelo recogidos. Las prendas de abrigo o las mochilas son potencialmente peligrosas si se dejan sobre las mesas o se llevan de manera descuidada. 5. No arrojar desperdicios sólidos por los desagües de las pilas, hacerlo en los lugares habilitados para ello. 6. El orden y la limpieza deben presidir todas las experiencias de laboratorio. Al terminar cada práctica se procederá a limpiar y secar cuidadosamente todo el material que se ha utilizado, guardando cada cosa en su sitio. Antes de abandonar el laboratorio se notificará al profesor que la práctica se ha terminado. 7. Atención, no enchufar ni desenchufar aparatos eléctricos con las manos húmedas. UTILIZACIÓN DE PRODUCTOS QUÍMICOS 8. No saborear ningún producto químico a no ser que lo indique expresamente el profesor. 9. Cuando se manejen productos químicos se deberá llevar puesto los guantes de látex y las gafas de seguridad. No tocar los productos químicos con las manos, usar los guantes cuando se trasvasen reactivos líquidos (ácidos, álcalis, disolventes, etc.), y la cucharilla espátula para coger los productos sólidos. 10. Si se utilizan productos corrosivos (ácidos, álcalis, etc.), deberá hacerse con sumo cuidado para evitar que salpiquen al cuerpo o a los vestidos, si así ocurriese lávate con abundante agua y ponlo en conocimiento de tu profesor. 11. Los productos químicos no deben verterse bruscamente en los tubos de ensayo, sino que se dejarán resbalar suavemente por su pared. 12. Cuando se tenga que diluir un ácido nunca se deberá echar el agua sobre el ácido, siempre se hace de manera contraria, es decir, el ácido sobre el agua. 13. Para percibir los olores de los reactivos, o los que se desprenden en una experiencia, agitar el vapor con la mano dirigiéndolo hacia nuestra nariz, que debe mantenerse separada de la vertical del recipiente. 14. Etiquetar bien todos los productos químicos, e indicar en los que sean peligrosos cómo actuar en caso de accidente. 15. Todos los frascos y recipientes que contengan reactivos químicos deberán colocarse en el fondo de la mesa de trabajo, lo más alejados posible de los bordes. UTILIZACIÓN DE MECHEROS 16. El uso de los mecheros, tanto el de alcohol, como los de tipo “bunsen” se deberá realizar con cuidado. Al terminar el calentamiento se apagará el mechero y se comprobará que la llave de paso está correctamente cerrada. 17. Si se derrama un líquido inflamable, como puede ocurrir con el alcohol de un mechero, no echar agua, se debe utilizar un extintor o en su defecto echar arena o tapar la zona inflamada con un trozo de manta (también es útil una bayeta húmeda y extendida). 18. Los productos inflamables (gases, alcohol, éter, etc.) deben mantenerse alejados de la llama del mechero. No usar el mechero para calentar directamente líquidos inflamables. Poner los tubos de ensayo dentro de un vaso de precipitados y calentar al baño “maría”. 19. En caso de que se inflame un recipiente que contenga un líquido inflamable: tapar con una tapa de madera o de vidrio o con un recipiente mayor invertido para "ahogar" la llama, al evitar con ello la entrada de aire.

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MATERIAL DE VIDRIO 20. Cuando se calienten tubos de ensayo directamente a la llama se deben colocar inclinados, de tal manera que la boca del mismo no apunte a ninguna persona. No dejar quieto el tubo sobre la llama mientras se calienta. Debe evitarse la ebullición violenta por el peligro que existe de producir salpicaduras. El tubo se acercará a la llama inclinado y procurando que esta actúe sobre la mitad superior del contenido, y cuando se observe que se inicia la ebullición rápida se retirará, acercándolo nuevamente a los pocos segundos y retirándolo otra vez al producirse una nueva ebullición, realizando así un calentamiento intermitente. 21. Con la finalidad de evitar roturas, los tubos y, en general, cualquier material de vidrio, no se deben enfriar de manera brusca después de haberlos calentado. LÍQUIDOS 22. No “pipetear” con la boca. Debe utilizarse el objeto indicado para ello, como una bomba manual, una jeringuilla o cualquier otro aparato adecuado. 23. No verter líquidos de un recipiente a otro a una altura superior a la de nuestros ojos. 24. Tener el grifo abierto cuando se vierten los residuos líquidos de los experimentos. Cuando se trabaje con ácidos fuertes (ácido nítrico u otros) conviene verter los residuos del experimento en un recipiente con gran cantidad de agua que lo haga muy diluido, ya que los ácidos concentrados corroen las cañerías, y después verterlo. 25. El transporte de líquidos, como ácidos y álcalis especialmente, que estén contenidos en frascos grandes se debe realizar depositando el frasco en el interior de un cubo. MATERIAL DIVERSO 26. Todo el material, especialmente los aparatos delicados, como pueden ser las lupas binoculares, los microscopios, las balanzas, etc. deben manejarse con cuidado evitando los golpes o forzar sus mecanismos. Si alguno de éstos no funcionase bien, se debe poner en conocimiento del profesor.

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PRÁCTICA 1: INSTALACIÓN DE TANQUE ARMABLE PARA ENGORDA DE CAMARÓN

a. Identificación

PLANTEL: Centro de Estudios Tecnológicos del Mar 03 Guaymas

ASIGNATURA: Módulo profesional III “Produce postlarvas de crustáceos en condiciones controladas”

CARRERA(S): Técnico en Acuacultura de Aguas Marítimas

GRUPO(S): TAAM III DURACIÓN: 1 Semana

FECHA DE DESARROLLO: Semana del ___ al ___ de __________

LUGAR DE REALIZACIÓN: Laboratorio de Acuacultura

DOCENTE(S): Biól. Jorge I. Díaz Galavíz

DIRECCIÓN GENERAL DE EDUCACIÓN EN CIENCIA

Y TECNOLOGÍA DEL MAR

PLANEACIÓN DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO POR COMPETENCIAS

CONCEPTO FUNDAMENTAL

CONCEPTO SUBSIDIARIO

SECUENCIA DIDÁCTICA CON LA QUE ESTÁ VINCULADA

TEMA INTEGRADOR

Simulación de ambientes

Instalaciones en acuacultura

Prepara estanquería para engorda de crustáceos.

Hábitat

b. Competencias a desarrollar

COMPETENCIAS A DESARROLLAR

GENÉRICAS Y SUS PRINCIPALES ATRIBUTOS El Alumno: 1 Seguirá instrucciones y procedimientos de manera reflexiva, comprendiendo cómo cada uno de tus pasos contribuye al alcance de un objetivo; 2 Asumirá una actitud constructiva, congruente con los conocimientos y habilidades con los que cuentas dentro de distintos equipos de trabajo. 3 Propondrá maneras de solucionar un problema o desarrollar un proyecto en equipo, definiendo un curso de acción con pasos específicos. 4 Seguirá instrucciones y procedimientos de manera reflexiva, comprendiendo cómo cada uno de tus pasos contribuye al alcance de un objetivo.

DISCIPLINARES El Alumno: 1 Obtiene, registra y sistematiza la información para responder a preguntas de carácter científico, consultando fuentes relevantes y realizando experimentos pertinentes; 2 Evalúa las funciones de las leyes y su transformación en el tiempo. 3 Aplica normas de seguridad en el manejo de sustancias, instrumentos y equipo en la realización de actividades de su vida cotidiana.

a) Interpreta tablas, gráficas, mapas, diagramas y textos con símbolos matemáticos y científicos.

b) Obtiene, registra y sistematiza la información para responder a la pregunta de carácter científico, consultando fuentes relevantes y realizando experimentos pertinentes.

c) Explicita las nociones científicas que sustentan los procesos para la solución de problemas cotidianos.

d) Valora la fragilidad de la biosfera y los efectos de la relación hombre – naturaleza.

e) Aplica normas de seguridad en el manejo de

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sustancias, instrumentos y equipo en la realización de actividades experimentales.

PRÁCTICA 1: INSTALACIÓN DE TANQUE ARMABLE PARA ENGORDA DE CAMARÓN

INTRODUCCIÓN El uso de tanques armables para la acuacultura es una actividad que ha venido en aumento con el paso del tiempo, dada su versatilidad para instalarlos y manejo. Es una herramienta muy utilizada para producción comercial de camarones a nivel hiperintensivo. Por su diseño circular, estas estructuras facilitan el mantenimiento mediante recambios de agua o la recirculación, siendo mucho más eficiente la aireación, aun con sopladores de baja capacidad, dependiendo del diseño de los aireadores utilizados. Los materiales utilizados también nos brindan la oportunidad de situarlos en espacios que se antojan pequeños para otras estructuras y su durabilidad ofrece la oportunidad de la recuperación segura de los costos de inversión a corto plazo.

RESULTADO DE APRENDIZAJE Que el Alumno:

1. Determine los materiales y equipos necesarios para llevar a cabo la instalación de tanque armable para engorda de camarón.

2. lleve a cabo la instalación de tanque armable para engorda de camarón 3. Aplique las medidas de seguridad necesarias en la instalación de tanque armable para engorda de

camarón. 4. Lleve a cabo las medidas de protección al ambiente requeridas, según las normas internacionales.

INSUMOS CÓDIGO DESCRIPCIÓN

Maquinaria y equipo

Instrumental, utensilios y herramientas

Nivel de gota, Pala Plana de mango largo, Pala curva de mango largo, Pala curva de mango chico, Zapapico, Talacho o azadón, Rastrillo, Escoba metálica, Navaja, Segueta con arco, Lápiz, Flexómetro.

Materias primas y materiales

Hilo negro del 10, Clavo de 2”, Tramo de PTR de 1.5”, Tramo de 24” de varilla de 3/8”, 2 Tramos de 36” de tubo de PVC sanitario de 4” para drenaje y nivel, Codo de PVC sanitario de 4”, Pegamento para PVC, Guantes de cuero, Guantes de lona, Botas de hule.

Productos químicos y de laboratorio

No aplica

Animales de reproducción

No aplica

Vestuario, uniformes y blancos

No aplica

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DESARROLLO DE LA PRÁCTICA

APERTURA Anexo a esta guía de prácticas, el instructor te facilitará un documento titulado “Construccion y manejo de estanqueria externa circular para engorda de organismos acuicolas” que te permitirá adquirir los conocimientos básicos de seguridad para la instalación de un tanque armable para engorda de camarón. Una vez que lo hayas leído, refiérete al Cuestionario que acompaña la presente guía más adelante. En este documento encontrarás los siguientes temas: 1 Construcción 2 Mantenimiento 3 Preparación 4 Manejo 5 Ventajas y desventajas

DESARROLLO Elija un terreno que cuente con las siguientes características: 1. Estable, no propenso a deslaves o inundaciones. 2. Plano o que permita su nivelación con un mínimo de esfuerzo y recursos materiales. 3. Cerca de fuente de abastecimiento de agua. 4. Que permita su descarga de agua por gravedad. 5. Que no impida el enterramiento de los soportes.

Nivelación del Terreno:

1. Mida el tanque armable. 2. Trace el círculo sobrado en dimensión donde estará colocado el tanque armable, usando para ello

el hilo y un trozo de varilla. 3. Usando un tramo de PTR como regla, colóquelo sobre el terreno y determine la caída que tiene. 4. Usando la herramienta, rebaje la parte más alta del terreno y el mismo material colóquelo pero en

la parte más baja. 5. Verifique constantemente con el PTR y el nivel, la horizontalidad del terreno. 6. Con la herramienta retire constantemente las piedras de todo tipo. 7. Una vez nivelado, coloque una capa delgada de arena. 8. Clave un clavo de 4” en el centro del círculo 9. Usando como centro el clavo de 4”, coloque el extremo del tubo cuadrado sobre este y empiece a

girarlo lentamente. 10. Con arena logre una diferencia de 2 cm. entre el centro y la orilla del terreno, logrando una ligera

pendiente hacia el clavo. Verifique esta pendiente con el nivel. 11. Ya nivelado proceda a construir una zanja, del centro a la orilla que permita la introducción de un

tubo de 4” de PVC para el drenaje. No olvide que este tubo debe llevar un pequeño declive para su vaciado. Tampoco olvide que en el extremo del centro deberá ser colocado el codo donde descargará el orificio del vaciado del tanque. Se recomienda que todo el material removido del suelo sea colocado sobre un trozo de hule colocado sobre el piso y que no entre en contacto con el resto del piso ya nivelado.

12. Ya colocado y cubierto el tubo, vuelva a rectificar el declive y retirar toda piedra que se haya generado con la excavación.

13. Detalle finalmente con arena. 14. Moje con aspersión el trabajo terminado para que se afiance. 15. Con cuidado coloque la estructura contenedora (hule negro) y compruebe la concordancia entre

esta estructura y el suelo nivelado. 16. Bien acomodado el hule, marque la medida real de la figura y doblalo un poco. 17. Independientemente de que si la estructura de soporte es de lámina o malla, esta llevará

cargadores enterrados; la diferencia para armarla es muy grande. 18. Si la estructura de soporte es de lámina, proceda a armarla hasta lograr un círculo. Para el caso de

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que sea malla, esta se deberá de ajustar según lo pida el hule negro o si tienes una cinta con la circunferencia conocida, será suficiente con que hagas un trazo con esta medida. No es tan sencillo.

19. Entierre los soportes, si es el caso. 20. Monta el hule, acomódalo y haz el orificio del vaciado. 21. Vuelve a recoger el hule e instala la brida de vaciado. 22. Monta de nuevo el hule y haz que coincida el orificio de llenado con el drenaje. 23. Coloca el tubo de nivel en la brida. 24. Procede al llenado de prueba del liner. Este llenado te servirá para verificar que el hule negro no

quede doblado en extremo o para reparar fugas en caso de haberlas. 25. Si el hule lo requiere, hálalo hasta que se acomode mientras se pueda. En caso de fugas, márcalas,

detén el llenado, vacía un poco y sella.

IMÁGENES

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B. Resultados (por el alumno). C. Análisis y discusión (por el alumno). CIERRE A. Conclusiones (por el alumno). B. Cuestionario 1 Explique que es el Ambiente y su relación con el Habitat 2 Mencione 10 diferencias que podemos encontrar en el ambiente terrestre con respecto al ambiente acuático. 3 Explique 3 diferencias en el manejo y comportamiento de un estanque de tierra con respecto a

un tanque de membrana o liner.

c. Disposición de residuos FÍSICOS QUÍMICOS BIOLÓGICOS

No aplica No aplica No aplica

d. Evidencias de desempeño y actitud EVIDENCIA DE DESEMPEÑO EVIDENCIA DE ACTITUD

El Alumno: 1 Participa activamente en la práctica. 2 Discute con sus compañeros cual es la mejor forma de desarrollar la práctica.

El alumno se expresa con libertad, eligiendo tu forma de trabajar en un ambiente de igualdad y equidad, colaborando y ayudando a sus compañeros de equipo analizando, resumiendo,

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3. Participa con sus compañeros en los análisis, conclusiones y discusiones de la información generada en la práctica.

presentando y defendiendo las tareas señaladas por el Instructor en relación con la instalación de tanque armable para engorda de camarón.

e. Evidencias de aprendizaje

El alumno responderá a cuestionamientos relacionados con la instalación de tanque armable para engorda de camarón.

f. Instrumentos y criterios de evaluación

INSTRUMENTOS Y CRITERIOS DE EVALUACIÓN: Lista de cotejo donde se refleje que el alumno puede llevar a cabo y de forma sistemática …

g. Bibliografía

1 Bryand D, Kadilak L, Pani S. Buenas Prácticas de Manejo para el Cultivo de Camarón en Costa Rica WPI:CONPESCA; 2008. 64 p. 2 Cuéllar-Anjel, J., C. Lara, V. Morales, A. De Gracia y O. García Suárez. 2010. Manual de buenas prácticas de manejo para el cultivo del camarón blanco Penaeus vannamei. OIRSAOSPESCA, C.A. pp. 132. 3 Haws M, Boyd C, Green B. 2001. Buenas prácticas de manejo en el cultivo de camarón en HONDURAS. Asociación Nacional de Acuicultores de Honduras (ANDAH): Centro de Recursos Costeros de la Universidad de Rhode Island: Universidad Auburn, Departamento de Pesquerías y Acuicultura. 101 pp. 4 Valenzuela M, Durruty C, Vázquez C. Construccion y Manejo de Estanqueria Externa Circular para Engorda de Organismos Acuícolas. SISAL Yucatan. 2005. 31 pp.

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PRACTICA 3: LIMPIEZA Y DESINFECCIÓN DEL TANQUE Y ACCESORIOS

a. Identificación




GRUPO(S): TAAM III DURACIÓN: 4 horas










TEMA INTEGRADOR

Bacterias, hongos y protozoos

Desinfección y esterilización

Prepara estanquería para engorda de crustáceos.

Contaminación Biológica




DISCIPLINARES El Alumno: 1 Obtiene, registra y sistematiza la información para responder a preguntas de carácter científico, consultando fuentes relevantes y realizando experimentos pertinentes; 2 Evalúa las funciones de las leyes y su transformación en el tiempo. 3 Aplica normas de seguridad en el manejo

de sustancias, instrumentos y equipo en la realización de actividades de su vida cotidiana.

f) Interpreta tablas, gráficas, mapas, diagramas y textos con símbolos matemáticos y científicos.

g) Obtiene, registra y sistematiza la información para responder a la pregunta de carácter científico, consultando fuentes relevantes y realizando experimentos pertinentes.

h) Explicita las nociones científicas que sustentan los procesos para la solución de problemas cotidianos.

i) Valora la fragilidad de la biosfera y los efectos de la relación hombre – naturaleza.

j) Aplica normas de seguridad en el manejo de sustancias, instrumentos y equipo en la

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realización de actividades experimentales.

PRACTICA 3: LIMPIEZA Y DESINFECCIÓN DEL TANQUE Y ACCESORIOS

INTRODUCCIÓN: El lavado de los tanques de cultivo se hace antes y después de su uso con el fin de controlar posibles contaminaciones. Esta actividad incluye el uso de sustancias químicas, herramientas como cepillos e hidrolavadora.

RESULTADO DE APRENDIZAJE Que el Alumno:

5. Determine la técnica de limpieza y desinfección requerida, según sea la necesidad determinada por observación simple.

6. Determine los materiales y equipos necesarios para llevar a cabo la limpieza y desinfección, de acuerdo a la técnica seleccionada.

7. Aplique las medidas de seguridad necesarias en el manejo de sustancias y ambientes tóxicos. 8. Implemente las medidas de protección al ambiente requeridas, según las normas internacionales.


Maquinaria y equipo

Hidrolavadora


Mascarilla de carbón activado contra gases, Extensión eléctrica, Mandiles, Botas de hule, Guantes de hule, Tanques de cultivo.


No aplica


Hipoclorito de Sodio


No aplica


No aplica


APERTURA Anexo a esta guía de prácticas, el instructor te facilitará un documento titulado “Normas Generales de Seguridad en el Laboratorio” que te permitirá adquirir los conocimientos básicos de seguridad para evitar accidentes con el manejo de sustancias tóxicas. En este documento encontrarás los siguientes temas: 1. Identificación de productos químicos: etiquetas, fichas de datos de seguridad. 2. Almacenamiento de productos químicos: Reducir, separar, sustituir y aislar. 3. Manipulación 4. Eliminación de residuos: Asimilables a urbanos, Residuos químicos peligrosos. 5. Equipos de protección individual: Protección ojos, Protección manos. 6. Equipos de protección colectiva: Extintores, Mantas Ignífugas, Tierra Absorbente, Campanas Extractoras, Ducha y Lavaojos. 7. Derrames.

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c. Disposición de residuos

8. Planificación de las prácticas. 9. Material de laboratorio: vidrio. 10. Primeros auxilios.

DESARROLLO A. Metodología: 1. Prepara agua clorinada a 200 ppm: mezcla 80 ml de hipoclorito de sodio en una cubeta con agua de

20 litros. 2. Lava primeramente todo con agua dulce, tallando, sin jabonadura. 3. Usa la Hidrolavadora de ser necesario. 4. Posteriormente moja con agua clorinada las paredes y piso de los tanques. Hazlo en área bien

ventilada. 5. Después de 30 minutos, enjuaga todo muy bien con agua dulce para eliminar residuos de cloro y

talla con un cepillo de mano todo. 6. Deja secar. 7. Para el caso de la desinfección diaria, procura tener un recipiente de 50 a 80 litros con agua

clorinada a 30 ppm: Mezcla 5 ml de hipoclorito de sodio en una cubeta de 20 litros con agua. Allí podrás desinfectar manqueras cubetas, tubos, mangueras y otros utensilios de uso diario por inmersión de 30 minutos. No más tiempo.

8. Las mangueras de aire y las mangueras de difusión deben lavarse muy bien con agua dulce. 9. Es importante que todo el equipo de la sala de desove se seque después de ser utilizado para

evitar la proliferación de hongos. Para que todo el equipo se seque se lo deja de la siguiente manera:

a) Los tanques con sus válvulas abiertas y tubos de drenaje inclinados hacia adentro del tanque.

b) Mangueras colgando, sin arrastrar. c) Los baldes son invertidos en el piso de la sala.

10. No olvides bloquear químicamente los restos de hipoclorito usado durante el proceso: por cada ppm de hipoclorito usa 1 mgr de Tiosulfato de Sodio.

11. Si requieres limpiar de manchas o mugre una superficie o hacer una desinfección profunda haz una solución mezclando 9 partes de agua y 10 de ácido muriático.

12. Aplica y deja funcionar una media hora: no más. 13. Lava con agua limpia salada o dulce.

B. Resultados (por el alumno). C. Análisis y discusión (por el alumno). CIERRE A. Conclusiones (por el alumno). B. Cuestionario 1 Investiga y anota en tu cuaderno cuáles son los efectos tóxicos sobre el hombre, de las sustancias tóxicas utilizadas en esta práctica. 2 Igualmente averigua sobre el impacto que causarían al medio ambiente si no son bloqueadas antes de deshacerse de ellas. 3 ¿Qué formulas matemáticas se utilizan para preparar soluciones a diferentes concentraciones?

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FÍSICOS QUÍMICOS BIOLÓGICOS

No aplica Para bloquear: Por cada ppm de hipoclorito usa 1 mgr de Tiosulfato de Sodio.

No aplica


El Alumno: 1 Participa activamente en la práctica. 2 Discute con sus compañeros cual es la mejor forma de desarrollar la práctica. 3. Participa con sus compañeros en los análisis, conclusiones y discusiones de la información generada en la práctica.

El alumno se expresa con libertad, eligiendo tu forma de trabajar en un ambiente de igualdad y equidad, colaborando y ayudando a sus compañeros de equipo analizando, resumiendo, presentando y defendiendo las tareas señaladas por el Instructor en relación con la limpieza y desinfección de las instalaciones donde se manejan organismos vivos para la alimentación humana.


El alumno responderá a cuestionamientos relacionados con la limpieza y desinfección de las instalaciones donde se manejan organismos vivos para la alimentación humana.


INSTRUMENTOS Y CRITERIOS DE EVALUACIÓN: Lista de cotejo donde se refleje que el alumno puede llevar a cabo y de forma sistemática la limpieza y desinfección de las instalaciones donde se manejan organismos vivos para la alimentación humana.

g. Bibliografía

1 Bryand D, Kadilak L, Pani S. Buenas Prácticas de Manejo para el Cultivo de Camarón en Costa Rica WPI:CONPESCA; 2008. 64 p. 2 Cuéllar-Anjel, J., C. Lara, V. Morales, A. De Gracia y O. García Suárez. 2010. Manual de buenas prácticas de manejo para el cultivo del camarón blanco Penaeus vannamei. OIRSAOSPESCA, C.A. pp. 132. 3 Haws M, Boyd C, Green B. 2001. Buenas prácticas de manejo en el cultivo de camarón en HONDURAS. Asociación Nacional de Acuicultores de Honduras (ANDAH): Centro de Recursos Costeros de la Universidad de Rhode Island: Universidad Auburn, Departamento de Pesquerías y Acuicultura. 101 pp. 4 Valenzuela M, Durruty C, Vázquez C. Construccion y Manejo de Estanqueria Externa Circular para Engorda de Organismos Acuícolas. SISAL Yucatan. 2005. 31 pp.

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PRACTICA 3: CULTIVO DE PROBIÓTICOS PARA SU USO EN LA ENGORDA DE CAMARÓN

a. Identificación














TEMA INTEGRADOR

Sustitución competitiva

Remediación microbiológica

Siembra, engorda y cosecha

crustáceos Simbiosis y antagonismo microbiano






k) Interpreta tablas, gráficas, mapas, diagramas y textos con símbolos matemáticos y científicos.

l) Obtiene, registra y sistematiza la información para responder a la pregunta de carácter científico, consultando fuentes relevantes y realizando experimentos pertinentes.

m) Explicita las nociones científicas que sustentan los procesos para la solución de problemas cotidianos.

n) Valora la fragilidad de la biosfera y los efectos de la relación hombre – naturaleza.

o) Aplica normas de seguridad en el manejo de

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PRACTICA 3: CULTIVO DE PROBIÓTICOS PARA SU USO EN LA ENGORDA DE CAMARÓN

INTRODUCCIÓN El termino probiótico sé está utilizando con gran popularidad en la actividad acuícola y principalmente en la actividad camaronera. El significado de ella deriva de la exclusión de un organismo por competitividad del dominio del ambiente ecológico específico en beneficio de otro organismo. Cuando se dice que uno va a aplicar probióticos a un estanque, en realidad lo que sé está realizando es introducir intencionalmente microorganismos del tipo benéficos para desplazar bacterias o microorganismos perjudiciales al organismo de cultivo y/u otros que comparten el ambiente del estanque. Generalmente, a los estanques se aplican probióticos y/o microorganismos benéficos de origen comercial, las cuales han sido obtenidas desde el ambiente marino o de estanques a través de la recolección, selección, cultivo individual y/o en mezcla. Pero en algunos casos, las propias empresas con ayuda de microbiólogos han realizado aislamiento in situ de microorganismos que ellos también consideran benéficas. Los productos comerciales son presentados en envases para transportarlos en medio sólido y/o líquido. Dentro de ellas se encuentran una variedad de microorganismos de bacterias, hongos y levaduras siendo los más comunes Bacillus, Saccharomyces, Nitrosomonas, Nitrobacter, etc. Entendemos entonces que los microorganismos a los que hacemos referencia se encuentran de forma natural en el mismo ambiente donde vamos a cultivar o estamos cultivando camarón. El prebiótico sería el sustrato alimenticio que utiliza el microorganismo como alimento. Por ejemplo la melaza, el azúcar, fosfatos, nitratos, etc. Simplemente agregando un prebiótico al agua, proliferan los probióticos naturales. Sin embargo el efecto de mejora puede verse acelerado al agregar al agua del depósito de engorda de camarón, un cultivo previo de probióticos.

RESULTADO DE APRENDIZAJE Que el Alumno: 1 Determine los materiales y equipos necesarios para llevar a cabo el cultivo de probióticos para su uso en la engorda de camarón. 2 Lleve a cabo el cultivo de probióticos para su uso en la engorda de camarón 3 Aplique las medidas de seguridad necesarias en el cultivo de probióticos para su uso en la engorda de camarón 4 Lleve a cabo las medidas de protección al ambiente requeridas, según las normas internacionales.


Maquinaria y equipo

Conos para cultivos de zooplancton Soplador Unidad de filtración de arena, cartucho y UV


Cubetas, Tanques de 1,000 lts, Piedras aireadoras, Mangueras aireadoras, Botas de hule, guantes de hule, tapabocas, Conos de cultivo.


Bio-Bac M (u otro probiótico),


Fosfato (P2O5) , Urea, Melaza, Cloro en polvo


No aplica

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Batas para laboratorio


APERTURA Anexo a esta guía de prácticas, el instructor te facilitará un documento titulado “Elaboración de un probiótico a base de microorganismos nativos y evaluación de su efecto benéfico al proceso digestivo de la tilapia roja (oreochromis spp.), en etapa de engorde en la zona de Santo Domingo” que te permitirá adquirir los conocimientos básicos sobre el Cultivo de Probióticos para su uso en la engorda de camarón . Una vez que lo hayas leído, refiérete al Cuestionario que acompaña la presente guía más adelante. En este documento encontrarás los siguientes temas: 1 Microorganismos benéficos en la acuicultura 2 Los probióticos

3 Mezclas probióticas 4 Tipos de probióticos 5 Mecanismos de acción de los probióticos

DESARROLLO Preparación de levaduras (Saccharomyces cerevisiae). Para un tanque con un Volumen de 500 litros a 1000 litros lleva acabo el siguiente procedimiento

1. Llenar un tanque con agua previamente tratada (500 litros). 2. Adicionar 10 gr de cloro en polvo / tonelada de agua. 3. Airee por 24 horas. 4. Adicione 10 lts de melaza por cada 1,000 l de agua (fuente de C). 5. Agrega 1 Kg de Nitrato de Amonio por cada 1,000 l (como fuente de N). 6. Igualmente agregar 1Kg de Fosfato monosódico por cada 1,000 l (como fuente de

P). 7. También adicionar 50 gr de Vitamina C. 8. Una vez que se tienen disueltos todos los nutrientes, en un poco de agua del tanque se disuelve 500 gr de levadura de pan. 9. Acto seguido se mezcla al volumen total y se aplica aeración (sin piedras difusoras)

por el lapso de 48 horas a 72 horas. 10. Luego de este tiempo la levadura esta lista para ser aplicada a los tanques de

larva, a razón de 200 ml/ton a partir de Pl. 4-5. 11. La levadura debe estar a una concentración de 1X10

8 cél. /ml para poder realizar

la aplicación. 12. Se mantienen las aplicaciones diariamente hasta Pl. 12.

13. Hay que hacer él calculo para la necesidad en función del # de toneladas a trabajar. Cultivo fortalecido de probiótico comercial

1. Coloque 10 litros de agua filtrada y pasada por UV, en un cono de acrílico para cultivar zooplancton.

2. Adicione los siguientes componentes: 1. 0.068 Kg de urea (como fuente de Nitrógeno). 2. 0.375 litros melaza (como fuente de Carbono) 3. 2 gr de Fosfato (P2O5), molido y diluido (como fuente de Fósforo).

21


Envases vacíos de los probióticos: Contenedor de basura

Cl o: comúnmente se bloquea con Tiosulfato dde Sodio. La cantidad manejada no representa peligro al ambiente ya que vaporiza

No aplica


El Alumno: 1 Participa activamente en la práctica. 2 Discute con sus compañeros cual es la mejor forma de desarrollar la práctica. 3. Participa con sus compañeros en los análisis,

El alumno se expresa con libertad, eligiendo tu forma de trabajar en un ambiente de igualdad y equidad, colaborando y ayudando a sus compañeros de equipo analizando,

4. 0.6 ml de Bio-Bac M (u otro probiótico comercial) 5. 0.5 litros de cultivo de levadura (opcional)

3. Deja por 24 horas al aire libre con aereación de alta calidad e intensidad normal. 4. Luego pasa dicho volumen a un tanque con 200 litros de agua filtrada y pasada por

UV. 5. Adicione los siguientes componentes:

1. 4 litros de melaza 2. 0.9 Kgr de urea 3. 0.4 kg de Fosfato 4. 1.5 ml de Bio-Bac M (u otro probiótico)

6. Acto seguido se mezcla al volumen total y se aplica aeración (sin piedras difusoras) por el lapso de

24 horas. 7. Luego de este tiempo el probiótico está listo para ser aplicado a los tanques de larva,

a razón de 200 ml/ton a partir de Pl. 4-5.

8. Hay que hacer él calculo para la necesidad en función del # de toneladas a trabajar. B. Resultados (por el alumno). C. Análisis y discusión (por el alumno). CIERRE A. Conclusiones (por el alumno). B. Cuestionario 1 Explica los siguiente términos: a) Simbiosis, antagonismo microbiano, Sustitución Competitiva y Remediación Biológica, 2 Describe los siguientes conceptos: a) Prebiótico b) Probiótico c) Disbiosis 3 Explique cómo funciona un probiótico en el cultivo del camarón

22

conclusiones y discusiones de la información generada en la práctica.

resumiendo, presentando y defendiendo las tareas señaladas por el instructor en relación con el Cultivo de probióticos para su uso en la engorda de camarón.


El alumno responderá a cuestionamientos relacionados con el Cultivo de probióticos para su uso en la engorda de camarón.


INSTRUMENTOS Y CRITERIOS DE EVALUACIÓN: Lista de cotejo donde se refleje que el alumno puede llevar a cabo y de forma sistemática con el Cultivo de probióticos para su uso en la engorda de camarón.

g. Bibliografía

1 Bryand D, Kadilak L, Pani S. Buenas Prácticas de Manejo para el Cultivo de Camarón en Costa Rica WPI:CONPESCA; 2008. 64 p. 2 Cuéllar-Anjel, J., C. Lara, V. Morales, A. De Gracia y O. García Suárez. 2010. Manual de buenas prácticas de manejo para el cultivo del camarón blanco Penaeus vannamei. OIRSAOSPESCA, C.A. pp. 132. 3 Haws M, Boyd C, Green B. 2001. Buenas prácticas de manejo en el cultivo de camarón en HONDURAS. Asociación Nacional de Acuicultores de Honduras (ANDAH): Centro de Recursos Costeros de la Universidad de Rhode Island: Universidad Auburn, Departamento de Pesquerías y Acuicultura. 101 pp. 4 Lopez B, y Cruz L. 2011. Elaboración de un probiótico a base de microorganismos nativos y evaluación de su efecto benéfico al proceso digestivo de la tilapia roja (oreochromis spp.) en etapa de engorde en la zona de Santo Domingo. Escuela Politécnica del Ejército: Departamento de Ciencias de la Vida. Ecuador. 109 pp.

23

PRACTICA 4 PREPARACIÓN DEL AGUA PARA CULTIVO DE CAMARÓN BLANCO

a. Identificación




GRUPO(S): TAAM III DURACIÓN: 4 días










TEMA INTEGRADOR

Sucesiones Poblacionales

Bioflocs Siembra, engorda y cosecha

crustáceos Ciclos Biogeoquímicos






PROFESIONALES p) Interpreta tablas, gráficas, mapas, diagramas y

textos con símbolos matemáticos y científicos. q) Obtiene, registra y sistematiza la información

para responder a la pregunta de carácter científico, consultando fuentes relevantes y realizando experimentos pertinentes.

r) Explicita las nociones científicas que sustentan los procesos para la solución de problemas cotidianos.

s) Valora la fragilidad de la biosfera y los efectos de la relación hombre – naturaleza.

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t) Aplica normas de seguridad en el manejo de sustancias, instrumentos y equipo en la realización de actividades experimentales.

PRACTICA 4 PREPARACIÓN DEL AGUA PARA CULTIVO DE CAMARÓN BLANCO

INTRODUCCIÓN El agua para cultivo debe contar con condiciones biológicas necesarias para un mejor desarrollo de los camarones cultivados, desde el punto de vista nutricional. Estas condiciones se logran con la presencia de microalgas que por sí solas aparecen con el tiempo, aunque es mejor acelerar su presencia. Esto se logra por medio de la fertilización. Estas microalgas y los organismos que le acompañan tienen a su vez el doble papel de mejorar las condiciones del agua ya que procesan sustancias tanto orgánicas como inorgánicas que pudieran llegar a acumularse y convertirse en un problema con el tiempo. En caso de que hayan aplicado algún tratamiento de desinfección, la fertilización deberá iniciar un día posterior a la última aplicación de estos productos. No es recomendable el uso de Fertilizantes Orgánicos ya que pueden causar bajo O2 disuelto, deteriorar la condición del fondo del estanque, contener altas concentraciones de metales pesados y antibióticos, que contaminan el camarón. Si se presenta el caso, para estanques con un contenido <1.0 % de M.O.(materia orgánica), adicione algún fertilizantes orgánico, para incrementar la productividad. No es recomendable el uso de UREA porque favorece la forma patógena de Vibrio. Además, porque:

a) Rápidamente se hidroliza a Amonio (puede ser tóxico a bajas concentraciones). b) Posteriormente el amonio es convertido a nitrato por organismos nitrificantes produciendo

iones hidrógeno y disminuyendo el pH durante el proceso. c) La nitrificación requiere de grandes cantidades de O2 Disuelto.

En caso de decidir usar UREA, esperar mínimo 10 días para la transformación del amonio a nitrato.

RESULTADO DE APRENDIZAJE Que el Alumno: 1 Determine los materiales y equipos necesarios para llevar a cabo la preparación del agua para cultivo de camarón blanco. 2 Lleve a cabo la preparación del agua para cultivo de camarón blanco. 3 Aplique las medidas de seguridad necesarias en el manejo de sustancias y ambientes tóxicos. 4 Implemente las medidas de protección al ambiente requeridas, según las normas internacionales.


Maquinaria y equipo

Panga, Motor fuera de borda, Microscopio compuesto, Lupa estereoscópica compuesta, Balanza granataria, Bomba marina.


Disco de Secchi, Malla Planctónica de 300 µm de luz, Juego de Tamices de diferente luz de malla, Vasos de precipitado de 500 ml, Cubetas de plástico de 19 lts, Chalecos salvavidas, Cabo de seguridad de 3/8” (6 m)., Cabo de ¼”para la red Planctónica (10 m)., Difusores, Mangueras para difusores, Recipientes de plástico de 1 litro, Espátulas grandes

Agitador de madera, Etiquetas autoadheribles de ((2 X 4) cm., Marcador indeleble de punta fina, Rollo cinta Deurex, Rollo Cinta Masking Tape, Algodón, Regla de madera o plástico de 1 m., Claves taxonómicas para plancton, Manguera porosa difusora, Mangueras de 3/8” para conducción de aire, Aireadores tangenciales, Agua de Mar de 15 a 25 o/oo, botas de plástico, guantes de plástico, lentes de seguridad, tapabocas, Mandil de hule, tanques de cultivo.

Materias primas y No aplica

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materiales


Nutrilake (nitrato de sodio), Fosfato diamónico


No aplica


No aplica


APERTURA Anexo a esta guía de prácticas, el instructor te facilitará un documento titulado “Buenas Prácticas de Manejo para el Cultivo de Camarón en Costa Rica ” que te permitirá adquirir los conocimientos básicos sobre la preparación del agua para cultivo de camarón blanco. Una vez que lo hayas leído, refiérete al Cuestionario que acompaña la presente guía más adelante. En este documento encontrarás los siguientes temas relacionados: 1 Preparación del agua 2 Fertilizantes

DESARROLLO Fertilización en tanques de 28 m

2

1. Usar preferentemente Nitrato de Sodio (Nutrilake) que es un nutriente disponible de inmediato, no es tóxico, no altera el pH, no eleva el amonio y ayuda a la oxidación de la M.O. en el fondo.

2. Antes del llenado, se debe analizar los niveles de Fosfatos y Fósforo Total en el Tanque; si están por debajo de 0.15ppm, o de 60pmm, respectivamente, agregue de 200 gr de Fosfato Diamónico (DAP).

3. La respuesta al régimen de fertilización varía entre estanques individuales dado que es influenciada por la calidad del agua y suelo. El criterio para las dosis de aplicación es asegurar las siguientes concentraciones de nutrientes en el agua de los estanques:

a) Nitrógeno: 1.3 ppm b) Fósforo: 0.15 ppm

4. La aplicación de fertilizantes deberá ser a intervalos de 2-3 días hasta conseguir un buen “BLOOM”. En caso de no tener respuesta por lectura del Disco de Secchi, ensaye la Siembra Artificial de fitoplancton.

5. El primer día de llenado agregue 10 grs de alimento para engorda de camarón por tanque. Al tercer día agreguen otros 5 grs.

6. Las diatomeas son las que le dan el color ámbar al agua de cultivo (color bueno). Se recomienda una turbidez de 40-50 cm para estanques con profundidad promedio de 1.0 m, en base a la siguiente Tabla:

LECTURA SECCHI

COMENTARIO

Menos de 20 cm Estanque muy turbio = problemas con O2 Disuelto

De 20-30 cm

La Turbidez empieza a ser excesiva

De 30-45 cm

Si la Turbidez es por Fitoplancton, buena condición

De 45-60 cm El Fitoplancton comienza a ser escaso

Mas de 60 cm Agua muy clara, Productividad inadecuada

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7. Dado que la población de fito y zooplancton han sido disminuidas por el proceso de filtrado o por

desinfección, se recomienda el ensayo de las Siembras Artificiales de plancton. Para ello haga arrastres con una malla planctónica <300 µm de luz. El concentrado sepárelo con tamices y observe la composición al microscopio. Seleccione el material biológico a utilizar, de preferencia fitoplancton para su siembra. Una pequeña muestra concentrada es más que suficiente.

8. En caso de contar no con Nutrilake, use fertilizantes líquidos que son más eficientes que los granulados.

9. No siembre camarones hasta que se tengan las condiciones adecuadas y en caso necesario “botar” el agua y prepararla nuevamente.

10. Considerar que la Productividad Natural es la base de la nutrición de la Postlarva recién sembrada, y que las microalgas son el mejor inmunoestimulante, lo que le confiere mayor relevancia ante WSSV.

11. Considerando la profundidad total que tendrá el tanque, al siguiente día ajuste con agua a un 25-30% del total. Por ejemplo, si se tendrá una profundidad de 100 cm, agregue agua del pozo o fuente utilizada, hasta unos 30 cm (segundo día).

12. Para el tercer día usted llenará hasta los 60 cm. 13. Al cuarto día deberá tener su tanque 100 cm de profundidad. 14. El recambio de agua no permite un crecimiento, ni una estabilidad suficiente del fitoplanctón.

El Biofloc Los bioflocs son agregados de microalgas, bacterias, protozoos y otras clases de materia orgánica particulada como las heces y el alimento no consumido. La comunidad de los bioflocs también incluye a algunos animales que “pastorean” en los flocs, como el zooplancton y los nematodos. Los bioflocs proveen dos servicios críticos: a) tratan los desechos y proveen alimento. Estos sistemas permiten minimizar la tasa de recambio de agua. Durante el proceso de crecimiento de las poblaciones de microalgas, estas también mueren y entran en un ciclo de descomposición química y bacteriana. Por lo tanto, también tendremos la formación de un “floc” bacteriano nitrificante, cuyo efecto depurador se une al del fitoplancton. Las reacciones son las siguientes:

Nitrosomonas, Nitrobacter NH4 -----------------> NO2 -------------> NO3

1. Mantenga una fuerte aireación y de calidad, con concentraciones de O2 > a 8 ppm. 2. Opere con una tasa de recambio de agua baja (0.5 a 1%/día). 3. Revise constantemente los valores de pH: estos deberán permanecer alrededor de 8. 4. Mida las variaciones respectivas de NH4, NO2 y NO3, grafique y que coincidan en su

comportamiento. Al inicio aumenta N-NH4. Solamente la parte N-NH3 es tóxica. Cuando se presenta el “floc” disminuye N-NH4 y aumenta N-NO2, tóxico también. Después baja N-NO2 y sube N-NO3. Pues, los tres entran en equilibrio.

5. Facilite la formación de Bioflocs mediante la instalación de mallasombras. Controles de rutina Deberán entrar en la rutina diaria, la medición de factores ambientales como la Temperatura, Oxígeno disuelto, Salinidad, Transparencia y se añaden las mediciones diarias del amoniaco, nitritos y los nitratos. La observación de los camarones, debido a la transparencia baja, es difícil; normalmente, el medio está bien homogenizado. Considere la siguiente tabla como referencia para mantener la calidad del agua óptima.

PARÁMETROS ESPERADOS

PARÁMETRO RANGO

PARÁMETRO RANGO

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Temperatura (OC) 26 a 28 Sulfuro de Hidrógeno no ionizado

(mg/l) <0.005

Oxígeno disuelto en el fondo (mg/l)

6.0 a 10.0 Nitritos (mg/l) <1.0

Salinidad (o/00) 28 a 35 Nitratos (mg/l) 0.4 a 0.8

pH 8.1 a 9.0 Nitrógeno total inorgánico (mg/l) 0.5 a 2.0

Alcalinidad (mg/l) 120 a 140 Silicatos (mg/l) 2.0 a 4.0

Transparencia (disco de Secchi en cm)

35 a 45 Fosfato Reactivo (PO4, mg/l) 0.1 a 0.3

Amonio total (mg/l) 0.1 a 1.0 Clorofila a (µgr/l) 50 a 75

Amonio no ionizado (mg/l) <0.1 Sólidos totales en suspensión (mg/l)

50 a 150

Sulfuro de Hidrógeno Total (mg/l) <0.1 Potencial Redox en el Fondo (mV) 400 a 500

Manejo de Inóculos Usted también puede llevar a cabo la producción planctónica en volúmenes más pequeños de cultivo que podrá utilizar como inóculos. Un inóculo se usa para acelerar el crecimiento planctónico en tanques más grandes. Estos cultivos tiene la gran ventaja de que son más fáciles de inducir porque a su vez resultan más controlables los factores ambientales que inciden en la productividad. El agua de mar posee de por sí, fertilizantes naturales (endógenos). El proceso de fertilización es similar al método anterior repitiendo los pasos del 1 al 6 y claro, ajustando proporcionalmente los valores a las dimensiones de los tanques de menor volumen. De esta forma varias características del medio se conservan y además, el tiempo de preparación es más corto. Pasos para la producción de inóculos:

1. Usar preferentemente Nitrato de Sodio (Nutrilake) que es un nutriente disponible de inmediato, no es tóxico, no altera el pH, no eleva el amonio y ayuda a la oxidación de la M.O. en el fondo.

2. Antes del llenado, se debe analizar los niveles de Fosfatos y Fósforo Total en el Tanque; si están por debajo de 0.15ppm, o de 60pmm, respectivamente, agregue de 18 a 20 gr de Fosfato Diamónico (DAP), para un tanque de 2 a 3 m

2.

3. Una buena combinación inicial de fertilizantes para favorecer las diatomeas es 30:1:30 de N:P:Si, siempre y cuando el análisis de nutrientes lo requiera.

4. La aplicación de fertilizantes deberá ser a intervalos de 2-3 días hasta conseguir un buen “BLOOM”. En caso de no tener respuesta por lectura del Disco de Secchi, ensaye la siembra artificial de fitoplancton.

5. Las diatomeas son las que le dan el color ámbar al agua de cultivo (color bueno). Se recomienda una turbidez de 40-50 cm para estanques con profundidad promedio de 1.0 m. (Refiérase a la tabla anterior de lecturas del Disco de Secchi).

6. Dado que la población de fito y zooplancton han sido disminuidas por el proceso de filtrado o por desinfección, se recomienda el ensayo de las Siembras Artificiales de Microzooplancton (ya explicado anteriormente).

7. El volumen de su cultivo (inóculo), deberá ser más o menos del 30% del volumen del estanque de recepción.

8. Ajuste los pasos posteriores a la Fertilización en tanques de 28 m3.

Monitoreo Se debe mantener el monitoreo de PFQ (cantidad de bacterias/ml), microbiología (variadedad de especies de bacterias) y productividad natural previo a la siembra, para evaluar la condición del agua de los estanques. En caso de no reunir las condiciones señaladas, se recomienda no sembrar el estanque y hacer los ajustes necesarios.

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Contenedores de los fertilizantes: Enjuagado al máximo para reducir sobrantes y su depósito en la basura.

Los fertilizantes Nutrilake (nitrato de sodio) yFosfato diamónico, serán aplicados por completo al agua de cultivo.

No aplica


El Alumno: 1 Participa activamente en la práctica. 2 Discute con sus compañeros cual es la mejor forma de desarrollar la práctica.

El alumno se expresa con libertad, eligiendo tu forma de trabajar en un ambiente de igualdad y equidad, colaborando y ayudando a sus compañeros de equipo analizando, resumiendo,

Inducción con Cloruro de Amonio Se entiende que el agua de cultivo está “madura” cuando entre sus características se encuentra que las poblaciones de bacterias que participan en el proceso del Ciclo del Nitrógeno se han asentado y estabilizado, Significando esto que las sustancias nitrogenadas (NH4 y NO2), se encuentran en constante transformación hasta su forma más estable (NO3 ). En esta técnica se induce a la presencia de bacterias Nitrosomas sin que sea necesario la presencia de las bacterias del amonio (Amonizantes).

Amonizantes

Nitrosomonas Nitrobacter ---------------> NH4 -----------------> NO2 -------------> NO3

Pasos 1. Remueva el cloro y las cloraminas del agua 2. Calcule el volumen del agua a tratar 3. Agregue 3.5 grs. de Cloruro de Amonio para cada 400 litros de agua. 4. Esta agua tendrá una concentración de 3 ppm. 5. Mida diariamente las variaciones respectivas de NH4, NO2 y NO3, grafique y que coincidan en su

comportamiento. Al inicio aumenta N-NH4. Solamente la parte N-NH3 es tóxica. Cuando se presenta el “floc” disminuye N-NH4 y aumenta N-NO2, tóxico también. Después baja N-NO2 y sube N-NO3. Pues, los tres entran en equilibrio.

6. Cuando esto sucede, agregue restos de alimento artificial al agua, con fuerte aireación (unos 10 grs de alimento por tonelada de agua).

7. Antes de sembrar organismos, verifique que los niveles del amonio y los nitritos son tolerantes para la especie.

B. Resultados (por el alumno). C. Análisis y discusión (por el alumno). CIERRE A. Conclusiones (por el alumno). B. Cuestionario 1 Explique los siguientes conceptos

a) Ciclos Biogeoquímicos

b) Sucesiones Poblacionales c) Bioflocs

2 Describa las ventajas de la utilización de los fertilizantes inorgánicos por sobre los orgánicos. 3 Mencione las ventajas de la maduración del agua previa a la siembra de organismos para cultivo.

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3. Participa con sus compañeros en los análisis, conclusiones y discusiones de la información generada en la práctica.

presentando y defendiendo las tareas señaladas por el Instructor en relación con la preparación del agua para cultivo de camarón blanco.


El alumno responderá a cuestionamientos relacionados con la preparación del agua para cultivo de camarón blanco.


INSTRUMENTOS Y CRITERIOS DE EVALUACIÓN: Lista de cotejo donde se refleje que el alumno puede llevar a cabo y de forma sistemática la preparación del agua para cultivo de camarón blanco.

g. Bibliografía

1 Bryand D, Kadilak L, Pani S. Buenas Prácticas de Manejo para el Cultivo de Camarón en Costa Rica WPI:CONPESCA; 2008. 64 p. 2 Cuéllar-Anjel, J., C. Lara, V. Morales, A. De Gracia y O. García Suárez. 2010. Manual de buenas prácticas de manejo para el cultivo del camarón blanco Penaeus vannamei. OIRSAOSPESCA, C.A. pp. 132. 3 Haws M, Boyd C, Green B. 2001. Buenas prácticas de manejo en el cultivo de camarón en HONDURAS. Asociación Nacional de Acuicultores de Honduras (ANDAH): Centro de Recursos Costeros de la Universidad de Rhode Island: Universidad Auburn, Departamento de Pesquerías y Acuicultura. 101 pp. 4 Sonnenholzner S. 2008. Fertilización en Acuacultura. CENAIM. 28 pp.

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PRACTICA 5: VERIFICACIÓN DE LA CALIDAD DE LA POSTLARVA

a. Identificación














TEMA INTEGRADOR

Materia prima

Producción de Crías Mejoradas

Siembra, engorda y cosecha crustáceos

Control de la producción






PROFESIONALES 1 Interpreta tablas, gráficas, mapas, diagramas y textos con símbolos matemáticos y científicos. 2 Obtiene, registra y sistematiza la información para responder a la pregunta de carácter científico, consultando fuentes relevantes y realizando experimentos pertinentes. 3 Explicita las nociones científicas que sustentan los procesos para la solución de problemas cotidianos. 4 Valora la fragilidad de la biosfera y los efectos de la relación hombre – naturaleza. 5 Aplica normas de seguridad en el manejo de sustancias, instrumentos y equipo en la realización de

31

actividades experimentales.

PRACTICA 5: VERIFICACIÓN DE LA CALIDAD DE LA POSTLARVA

INTRODUCCIÓN El asegurar la obtención de postlarvas saludables y vigorosas es condición necesaria para un buen inicio del ciclo de cultivo. Antes de comprometerse a comprar postlarva de camarón, asegúrate si el laboratorio proveedor de postlarvas de camarón cuenta con: 1. Procedimientos estrictos y bien definidos de bioseguridad. 2. Barda o cerca perimetral para controlar el acceso de personas, animales y vehículos. 3. Disponibilidad de agua oceánica de buena calidad que haya sido filtrada y desinfectada de forma

adecuada (Ej. filtros de arena, filtros de malla de diferentes medidas, luz ultravioleta, ozono y carbón activado).

4. Un diseño del laboratorio que permita que las diferentes etapas de la crianza de postlarvas estén aisladas unas de otras para un mejor control e implementación de medidas de exclusión de patógenos.

5. Apoyo de un laboratorio de diagnóstico reconocido por las autoridades de SAGARPA-CONAPESCA que lleve el control de la salud de los reproductores, larvas y postlarvas, mediante métodos de diagnóstico aprobados.

6. Extender al comprador de postlarva un certificado de salud que especifique que las postlarvas están libres de agentes infecciosos tales como WSSV, YHV, TSV.

7. Resultados de los análisis de diagnóstico del lote de reproductores que fueron utilizados para la obtención de las postlarvas que están vendiendo.

8. Registros de los químicos y productos terapéuticos que utilizan y procedimientos que han sido establecidos para su uso.

9. Y si en verdad asegura su implementación de forma efectiva, (Ej. estrictas medidas sanitarias tales como el uso de lavamanos, desinfección de materiales y equipos por los trabajadores, uso de “pediluvios y vados sanitarios”, restricción de acceso por áreas, etc.).

RESULTADO DE APRENDIZAJE Que el Alumno: 1 Determine los materiales y equipos necesarios para llevar a cabo la verificación de la calidad de la postlarva. 2 Lleve a cabo la verificación de la calidad de la postlarva. 3 Aplique las medidas de seguridad necesarias en el manejo de sustancias y ambientes tóxicos. 4 Implemente las medidas de protección al ambiente requeridas, según las normas internacionales.


Maquinaria y equipo

Microscopio compuesto, Lupa estereoscópica


Porta objetos, Cubreobjetos, Vaso de precipitados de 500 ml, Pipeta Pasteur, Pipeta de 5 ml, Botas de hule, Guantes de hule, Tapabocas, cofia, Tanques de Cultivo.


Larva de camarón


No aplica

32


No aplica


Bata para laboratorio


APERTURA Anexo a esta guía de prácticas, el instructor te facilitará un documento titulado “Cultivo de crustáceos II: Engorda y cosecha” que te permitirá adquirir los conocimientos básicos sobre el conteo de postlarva. Una vez que lo hayas leído, refiérete al Cuestionario que acompaña la presente guía más adelante. En este documento encontrarás los siguientes temas: 1 Sembrar postlarvas de crustáceos.

a) Aclimatar postlarvas Conteo de postlarvas. b) Siembra de postlarvas en el estanque para engorda.

DESARROLLO METODOLOGÍA Para aceptar o rechazar el envío de postlarva, se deberán hacer diagnósticos de nivel I (simple observación). A este nivel se debe evaluar el grado de:

1. Actividad de la larva. 2. Fototropismo 3. Hilo fecal 4. Presencia/ausencia de bioluminiscencia 5. Uniformidad de tallas y contenido intestinal.

Posteriormente se debe continuar con una evaluación de nivel II (observación al microscopio). El diagnostico de grado II incluye la determinación del grado, presencia o ausencia de:

1. Cantidad de gotas de grasa presentes en el hepatopáncreas 2. Contenido intestinal 3. Deformidades 4. Necrosis (manchas de color oscuro o melanizado). 5. Presencia de epibiontes 6. Enfermedad de las bolitas 7. BP (Baculovirus pennei) 8. Grado de desarrollo branquial

Finalmente, se deberá realizar una evaluación de nivel III (Diagnóstico molecular: análisis de PCR).

Criterios para la evaluación de la larva. (Bancomext, 1999, COSAES 2004, modificada por CESAIBC 2007). Grado I y II.

PARÁMETROS RECOMENDADOS PARA LA EVALUACIÓN DE LA POSTLARVA

CRITERIO INACEPTABLE ACEPTABLE OPTIMO OBSERVACIONES

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Estadío o edad

de la postlarva

Menor a Pl12 Pl12 Mayor a Pl12

Tamaño de la Pl Menor a 8 mm 8 mm Mayor a 8 mm De ojo a Urópodos

Peso de la Pl Menor de 3 mg 3.0-3.5 mg Mayor de 3 mg

Variación de

Tamaños

Mayor al 15 % 15% Menor al 15 % Debe ser homogéneo

mayor al 85 %

Desarrollo

Branquial

Menos de 4 lamelas 4 a 5 lamelas

completas

Más de 5

lamelas

completas

Actividad Inactivas, nado

lento o irregular

Activas en agua

sin movimiento

Nado rápido a

contracorriente

Intestino Vacío Lleno Muy lleno

Transparencia

muscular

Opaco, blanquecino Translúcido,

cristalino

Translúcido,

cristalino

Limpieza de los

apéndices

Sucios Limpios Limpios

Deformidades Mayor al 5 % 5 % Menor al 5 % Anténulas, rostrum y 6o

sexmento

Protozoarios Presencia Ausencia Ausencia Epibiontes, Gregarinas

Escoriaciones Con presencia Ausencia Ninguna

Necrosis Con presencia Ausencia Ninguna

Virus Con presencia Ausencia Ninguno Certificado de origen

libre de Virus WSSV,

YHV, TSV

Pruebas de stress Este parámetro es el principal indicador en el cual vamos a basar una decisión de compra o rechazo de larva. Existen inumerables pruebas de stress, tanto de salinidad, temperatura o pH realizadas comúnmente para eva-luar la resistencia de las larvas a estas condiciones. Aunque las pruebas de stress no nos dan una determinación exacta de la "calidad" de las larvas, y no hay suficiente evidencia estadística de que buenos resultados en las pruebas estén relacionados con buenas sobrevivencias en estanques, si nos pueden indicar el estado general de las larvas en relación con otros parámetros como desarrollo branquial y capacidad osmorreguladora, infestación por bacterias filamentosas, estado nutricional y resistencia disminuida por algún patógeno o stress.

1. Contar 100 postlarvas vivas que se deseen evaluar. 2. Estas serán mantenidas en agua del mismo tanque, alrededor de 28°C de temperatura y 34 o/oo de

salinidad. 3. Aparte prepara agua salobre (unos 2 litros) a 10 o/oo.

34

4. Debe de cuidarse que el agua usada no posea cloro. 5. Mezcle bien el agua y espere un minuto para revisar la salinidad con un refractómetro, agregando más

agua salada o dulce según sea necesario. 6. Seguidamente se enfriará el agua hasta 10 °C colocando bolsas con hielo hasta que se alcance la

temperatura deseada. 7. Se coloca aireación constante. 8. Se transfieren las Pl´s con una red de cuchara. 9. Dejar las larvas por espacio de una hora 10. Contar el número de larvas vivas y el número de larvas activas. 11. Vivas son consideradas todas aquellas larvas que al tocárselas con la pipeta se muevan aunque sea un

poco o en los pleópodos. 12. Activas son aquellas larvas que poseen movimiento propio, o que al tocárselas con la pipeta

respondan con un brinco. 13. Sobrevivencias al stress sobre el 90 % y actividad sobre el 85% son consideradas aceptables. 14. Tanques con resultados menores deberán ser pospuestos para su compra hasta que las pruebas

arrojen una sobrevivencia mayor.

Otro tipo de prueba En caso de querer elegir entre varios tanques con sobrevivencias de 100 %, salinidades del tanque menores a 25 o/oo o en caso de condiciones críticas de la granja de engorda (como salinidades de 0

o/oo), se puede realizar

una prueba más fuerte. 1. colocar otras 100 larvas en agua dulce por 30 minutos. 2. Regresarlas a agua salada por otros 30 minutos. 3. Se eligirá el tanque que haya obtenido una mejor recuperación.

Desarrollo branquial Las branquias son el principal órgano de regulación osmótica en camarones, por lo cual una evaluación del desarrollo de las mismas es muy importante, ya que además nos indica el estado de desarrollo general de la larva.

1. La evaluación se realizará colocando unas 20 a 30 postlarvas en una placa porta objetos, y contando individualmente el número de Ramificaciones o lamelas en un lado de la última branquia en 100 x.

2. No es recomendable más de un 15 % de la larva con menos de 4 ramificaciones, ni más de 5% con menos de 2.

3. En general, mientras más ramificadas estén las branquias mejor. 4. En larvas grandes a veces es un poco difícil cuantificar las ramificaciones, por lo que se puede describir

simplemente como "ramificadas". Suciedad

1. Es recomendable revisar las postlarvas al microscopio para determinar la cantidad de suciedad y protozoos presentes en las mismas y cuantificarlas en una escala de 0 a 3.

2. En general es común en postlarvas menores de 5 días encontrar suciedad en la camara branquial, en postlarvas mas grandes, esta suciedad no es tan común y puede causar problemas si se encuentra en grandes cantidades.

3. Suciedad en la superficie del cuerpo puede ser un indicador de bajos recambios de agua, pero no suele ser un problema, ya que generalmente el animal se limpia a la siguiente muda.

4. La existencia de protozoos epibiontes en el camarón puede ser considerado de la misma manera, no siendo ellos un problema en sí, sino más bien un indicador de alta concentración de materia orgánica en el agua, y pueden ser fácilmente combatidos mediante tratamientos químicos y recambios de agua.

5. En larvas que presenten de moderadas a medias intensidades de suciedad es recomendable revisar detenidamente presencia de bacterias filamentosas en branquias.

6. En general, larvas con concentraciones moderadas de detritus y protozoos no presentarán problemas, siempre y cuando el resto de parámetros se encuentren bien.

Actividad Este es uno de los parámetros más reveladores de la condición actual de la larva, por lo que deberá de dársele

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especial atención. 1. Se deberá observar la actividad de las postlarvas inmediatamente después de ser tomadas del tanque

de cría y calificar su actividad de 0 a 3 2. Donde 0: son larvas muertas 3. Donde 3: larvas completamente activas. 4. Se deberá tomar principalmente en cuenta nado letárgico con larvas fondeadas y viradas y nado

errático. Esto puede significar que se encuentre una mortalidad en proceso y debe de observarse cuidadosamente como desarrolla el tanque en las siguientes horas.

5. No debe de confundirse esto con un comportamiento de baja actividad normal en postlarvas sanas. 6. El nado errático se caracteriza por un nado en espiral hacia arriba de la columna de agua, seguido por

una caída de la larva al tocar la superficie, y comúnmente está acompañada de larvas fondeadas o rotando sobre sus ejes.

7. No debe de confundirse esto con comportamiento normal de muda durante el cual el camarón se contrae y se relaja periódicamente.

8. Actividades normales de las postlarvas incluyen baja actividad en el fondo del depósito así como nado vigoroso hacia adelante.

Coloración Un signo obvio de stress es el cambio de opacidad en el músculo de la cola. En condiciones normales el músculo de la cola será transparente, volviéndose opaco después de ser sometido al stress. La opacidad ocurre más bien rápido luego del stress, por lo que la postlarva debe de ser examinada inmediatamente después de tomar la muestra, para que el stress del muestreo no se refleje en la evaluación. Este parámetro nos podría dar una pauta para detener una cosecha hasta que pase el stress y las larvas se recuperen, pero por si solo no para rechazar un tanque. Una pigmentación buena con cromatóforos ligeramente ramificados son una señal en general considerada de buena salud, aunque no existan datos que confirmen esta aseveración. Llenura No es tan común encontrar postlarvas de más de 10 días con el intestino completamente lleno. Un 50 a 70 % de llenura nos indicará que el animal se encuentra comiendo bien en ese momento. Larvas con el intestino vacio pueden deberse a estar saliendo de muda o a falta de alimento. Debe prestarse especial atención a tanques con larvas vacías a pesar de tener suficiente alimento en el agua. Canibalismo Es frecuente encontrar canibalismo en tanques con post-larvas grandes a las que les ha faltado alimento. Canibalismo reciente se presenta generalmente acompañado de necrosis a los apéndices mutilados. Canibalismo pasado se presenta con desarrollo incipiente de nuevos apéndices encima de donde fueron mutilados los anteriores. Con más de un 20% de canibalismo reciente es preferible esperar a que las larvas mejoren un poco antes de comprarlas, ya que si hay mucha larva con todas sus quelas faltando, pueden presentarse mortalidades por reducción en su alimentación. Necrosis Se presenta como manchas oscuras, ya sea en los apéndices como en las branquias o en el cuerpo. Necrosis en las branquias pueden causar mortalidades y baja de la resistencia de las larvas al stress, y es preferible esperar hasta que se recuperen. Bajos niveles (<10%) en cuerpo y apéndices, generalmente no causarán mayor problema. Heces La presencia de heces en el agua del tanque, acompañada de intestinos llenos, suele indicar un comportamiento de alimentación agresivo. Sin embargo, falta de las mismas no indica necesariamente una disminución de la actividad alimenticia, ya que existe la posibilidad de un recambio de agua reciente. B.V.P. El B.V.P. (Baculovirus pennaeii) es un virus que ataca a todos los estadíos del camarón, y es muy común detec-tarlo. En tanques de cría larvaria suelen causar mortalidades elevadas, aunque en piscinas los resultados son variables, y parece ser que mientras no se presenten otras condiciones stressantes no causa mayor problema. A pesar de esto es preferible no comprar larva en la cual se detecte B.V.P.

1. El diagnóstico se lo realiza mediante la detección de inclusiones tetrahedricas en muestras frescas de hepatopáncreas observadas al microscopio.

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2. Para esto se aplastan las larvas colocadas en el portaobjetos con un cubreobjetos, y se revisa la zona donde se encuentra el hepatopáncreas en 400 x.

3. Es recomendable revisar alrededor de 10 larvas por tanque.

Tamaño El tamaño de la larva nos da una idea de que tan desarrollada está y de su distribución por tallas.

1. En general, postlarvas de más de 15 días tendrán una mayor disparidad de tamaño debido a que los animales más grandes tendrán mayor oportunidad de alimentarse, pero esto no se considera un problema.

2. Longitudes menores de 5,5 mm no son recomendadas cuando representan más de un 10 % de una población de Pl 10 y menores de 6,5 mm para Pl 15. 3. 3.

3. Presencia de camarones deformes con longitudes bajas deben de ser evitadas cuando representan más de un 5%.

4. La medición se efectuará a 50 larvas, las cuales se pondrán en una placa portaobjetos, fijándolas con alcohol o formol para evitar que se muevan.

5. Se las estirará completamente colocándolas paralelas al lado mayor de la placa. 6. Después observaremos en el microscopio la punta del telson contra el filo de nuestro campo óptico,

anotando el valor que indique el carro del microscopio en la escala graduada. 7. Moveremos el carro hasta cuadrar el mismo filo del campo óptico con la base del pedúnculo ocular

anotando este segundo valor. 8. La diferencia entre ambos valores será la longitud de la larva.

Bolitas Conocidas también como "síndrome de descamación del epitelio digestivo", están asociadas con altas mortali-dades especialmente en estadios tempranos. Su principal característica es la acumulación de bolas pequeñas en la pared del intestino y en el hepatopáncreas, así como la aparición de bombitas en la pared del intestino. Las larvas con este problema generalmente cesan de alimentarse, por lo que el tubo digestivo aparece completamente vacío. Debe de tener especial atención de no confundirse estas con lípidos de reserva que se encuentran en el hepatopáncreas o dentro de la pared del intestino y que son más refringentes. No es recomendable comprar larva con mas de un 5% de infestación leve o presencia de infestación fuerte. Luminiscencia La luminiscencia es la característica principal de una enfermedad causada por ciertas bacterias del genero Vibrio. Puede presentarse en todos los estadios del camarón. Las infestaciones fuertes de esta enfermedad están caracterizadas por grandes mortalidades en los tanques de cría y es difícil encontrar larva que no haya presentado luminiscencia durante su cultivo. No se posee información estadística que relacionen tanques con presencia de luminiscencia con bajas sobrevivencias en estanques. Sin embargo se piensa que infestaciones leves son aceptables siempre y cuando los otros parámetros se encuentren bien y no haya mayor presencia de luminiscencia en larvas vivas. En general es preferible no aceptar tanques con casos graves de luminiscencia en proceso hasta que se recuperen. Bacteria filamentosa Infestaciones externas con bacterias filamentosas, especialmente del genero Leucotrix son bastantes comunes en operaciones de cultivo larvario debido principalmente a la alta densidad en que se encuentran las mismas y a la alta concentración de materia orgánica presente en el agua.

1. Se las obseva fácilmente al microscopio en 400 x. 2. Cantidades moderadas en el exoesqueleto no causan mayores problemas, y generalmente desaparecen

al mudar el animal. 3. Infestaciones moderadas y abundantes en las branquias están relacionadas con bajas en la capacidad

osmoreguladora de las larvas y comúnmente estas larvas obtienen bajos resultados en las pruebas de stress.

4. Igualmente esto podría causar problemas durante la aclimatación. 5. No es recomendable rechazar un tanque por esta causa, sin embargo si deberá de posponerse la

compra hasta que el problema se haya resuelto, disminuyendo la cantidad de bacteria filamentosa y mejorando los resultados en las pruebas de stress.

Deformaciones

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Debe de ponerse especial atención a deformaciones en larvas, ya que estas generalmente repercutirán en los resultados en piscinas. Debe de tomarse en cuenta esta examinación relacionándola con los tamaños de los ani-males.

1. Varios son los factores que podrían causar deformaciones, tanto genéticos, nutricionales o patológicos. 2. En ciertos casos podrían indicar nauplios procedentes de maduración, de hembras inseminadas o de

mala calidad. 3. En otros casos podrían indicar enfermedades o uso excesivo de antibioticos. 4. Deben de revisarse los siguientes puntos:

a) Rostrum completo y bien desarrollado. b) Rostrum bien formado (recto). c) Cola no curva o encorvada. d) Ojo y pedúnculo bien formados. e) Apariencia física en general

Especie Ya que gran parte de los laboratorios compran sus nauplios a terceros, y que es muy dificil detectar diferencias entre especies en este estadío, es importante realizar una confirmación de que la larva a comprar sea 100% de la especie que pensamos comprar. Encontrar cualquier presencia de larva de otra especie puede darnos que pensar, por lo que sería recomendable rechazarla. Lípidos Evaluar la presencia de lípidos en el hepatopáncreas y pared intestinal de las larvas nos dará un indicio de que la larva se ha alimentado bien y tiene buenas reservas energéticas. Generalmente es recomendable evaluar este parámetro en conjunto con la llenura del intestino. Hongos Es muy raro encontrar hongos en postlarvas al ser compradas, pero cualquier presencia de los mismos debe causar el inmediato rechazo de la larva. El diagnóstico se realiza identificando las hifas del hongo que penetran en el interior del cuerpo de la larva.

VP VISTO AL MICROSCOPIO (CORTE HISTOLOGICO

DEL HP)

HEPATOPÁNCREAS (HP) Gotas de Grasa

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CAMARON NECROSADO (MELANIZADO)

BRANQUIAS CON EPIBIONTES

ENFERMEDAD DE LAS BOLITAS Penaeus vannamei PL5

Fully developed gills of Penaeus vannamei PL12 5 point rostron of PL12 Penaeus vannamei

Penaeus vannamei PL16

BACTERIAS FILAMENTOSAS EN BRANQUIAS

B. Resultados (por el alumno).

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El alumno se expresa con libertad, eligiendo tu forma de trabajar en un ambiente de igualdad y equidad, colaborando y ayudando a sus compañeros de equipo analizando, resumiendo, presentando y defendiendo las tareas señaladas por el Instructor en relación con la verificación de la calidad de la postlarva.


El alumno responderá a cuestionamientos relacionados con la verificación de la calidad de la postlarva.


INSTRUMENTOS Y CRITERIOS DE EVALUACIÓN: Lista de cotejo donde se refleje que el alumno puede llevar a cabo y de forma sistemática cabo la verificación de la calidad de la postlarva.

g. Bibliografía

1 Bryand D, Kadilak L, Pani S. Buenas Prácticas de Manejo para el Cultivo de Camarón en Costa Rica WPI:CONPESCA; 2008. 64 p. 2 Cuéllar-Anjel, J., C. Lara, V. Morales, A. De Gracia y O. García Suárez. 2010. Manual de buenas prácticas de manejo para el cultivo del camarón blanco Penaeus vannamei. OIRSAOSPESCA, C.A. pp. 132. 3 Haws M, Boyd C, Green B. 2001. Buenas prácticas de manejo en el cultivo de camarón en HONDURAS. Asociación Nacional de Acuicultores de Honduras (ANDAH): Centro de Recursos Costeros de la Universidad de Rhode Island: Universidad Auburn, Departamento de Pesquerías y Acuicultura. 101 pp.

C. Análisis y discusión (por el alumno). CIERRE A. Conclusiones (por el alumno). B. Cuestionario 1 Explique los siguientes conceptos:

a) Control de la producción

b) Materia prima c) Producción de Crías Mejoradas

2 Mencione porqué es relevante evaluar la postlarva de Camarón que se compra desde el punto de

vista económico y de la salud animal.

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PRACTICA 6: CONTEO DE POSTLARVA

a. Identificación














TEMA INTEGRADOR

Materia prima

Inventarios Siembra, engorda y cosecha crustáceos







PROFESIONALES 1 Interpreta tablas, gráficas, mapas, diagramas y textos con símbolos matemáticos y científicos. 2 Obtiene, registra y sistematiza la información para responder a la pregunta de carácter científico, consultando fuentes relevantes y realizando experimentos pertinentes. 3 Explicita las nociones científicas que sustentan los procesos para la solución de problemas cotidianos. 4 Valora la fragilidad de la biosfera y los efectos de la relación hombre – naturaleza. 5 Aplica normas de seguridad en el manejo de sustancias, instrumentos y equipo en la realización de actividades experimentales.

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PRACTICA 6: CONTEO DE POSTLARVA

INTRODUCCIÓN El conteo nos permite corroborar la cantidad de Postlarva adquirida. Ello evitará errores en el manejo de densidades de siembra y si permitirá un mejor manejo del alimento. Los valores más altos y los más bajos en un conteo son desechados. Se puede tener en una cubeta hasta 1X10

6 Pls. Si la Pl pesa más

de 10 mgr. Se recomienda utilizar el método gravimétrico.

RESULTADO DE APRENDIZAJE Que el Alumno: 1 Determine los materiales y equipos necesarios para llevar a cabo el conteo de postlarva. 2 Lleve a cabo el conteo de postlarva 3 Aplique las medidas de seguridad necesarias en el manejo de sustancias y ambientes tóxicos. 4 Implemente las medidas de protección al ambiente requeridas, según las normas internacionales.


Maquinaria y equipo

Separador Folson, Balanza, Contador manual, Lupa estereoscópica


Vaso de precipitado de 500 ml, Pipeta de 50 ml, Cubeta, Aireación, Caja de Petri, Botas de hule, Guantes de hule, cofia, Cubrebocas, Tanques de cultivo.


Hielo, Larvas de camarón


Lugol


No aplica




APERTURA Anexo a esta guía de prácticas, el instructor te facilitará un documento titulado “Cultivo de crustáceos II: Engorda y cosecha” que te permitirá adquirir los conocimientos básicos sobre el conteo de postlarva. Una vez que lo hayas leído, refiérete al Cuestionario que acompaña la presente guía más adelante. En este documento encontrarás los siguientes temas: 1 Sembrar postlarvas de crustáceos.

c) Aclimatar postlarvas Conteo de postlarvas. d) Siembra de postlarvas en el estanque para engorda.

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DESARROLLO 1 Conteo por reducción Descrito por Villalón (1991), se basa en un principio de dilución. Consiste en lo siguiente:

1. Ajusta el Separador Folson sobre una superficie plana. 2. Mide el volumen del agua del depósito donde se encuentran las larvas. 3. Toma una muestra homogénea de 50 ml. 4. Baja la temperatura del agua a unos 20

oC.

5. Coloca la muestra en el Separador. 6. Divide la muestra 3 veces hasta que te queden 6.25 ml aproximadamente en cada posillo del

Separador. 7. Cada que separes verifica que no queden pegadas las postlarvas a las paredes del Separador. 8. Coloca en una caja de petri cuadriculada los 6.25 ml 9. Agrega unas gotas de Lugol. 10. Auxíliate en una lupa estereoscópica, un contador de mano y cuenta. 11. El total del conteo multiplícalo por 50 y divídelo entre 6.25 12. Esa cantidad corresponde a las Postlarvas en 50 ml. 13. Ahora extrapola al volumen total de donde sacaste la muestra de 50 ml.

Por ejemplo, si la sacaste de una cubeta, calcula su volumen con la fórmula V= πr2h. Si el

volumen resultara de unos 13.25 litros, entonces el total de Postlarvas lo obtendrías multiplicando 13,250 ml por el número de larvas en los 50 ml y dividiendo el resultado entre 50 ml.

Generalmente se considera que este conteo es muy cercano a la realidad, especialmente cuando se lo hace a bajas temperaturas, ya que el pequeño volumen en el que están concentradas las larvas permite una mejor homogenización que en los grandes volúmenes usados para el conteo volumétrico. Se estima que los valores de variación dentro de varias repeticiones de la misma población son de aproximada-mente 10% con este conteo. Variaciones de alrededor del 20 % se obtienen al comparar este conteo con el volumétrico, siendo los valores del segundo generalmente menores.

2 Conteo volumétrico Conocido comúnmente como "cubicación". Se basa en un muestreo para determinar la densidad de animales en el tanque, calculándose la población al multiplicar esta densidad por el volumen total.

1. Este conteo se lo realiza en volúmenes de alrededor de 200 - 400 litros para facilitar la homogenización

2. Se bate vigorosamente el agua. 3. Se toman varias muestras de 1 litro, contándose la cantidad de animales en cada muestra sobre

una malla fina. 4. La cantidad de animales en el tanque se determina multiplicando la cantidad de animales

promedio por litro por el volumen del tanque. 5. Es necesario anotar que mientras menor sea el volumen utilizado, mejor homogenización se

logra, pero esto tiene un límite, ya que densidades altas causan stress a las larvas. Por eso es necesario que apenas se termine el conteo se vuelva el volumen del tanque al máximo.

6. La variación que se puede esperar entre varias muestras de la misma población es de alrededor del 15%.

Este método se considera el más común. 3 Conteo por peso Conocido comunmente como "grameado". Este conteo se basa en la determinación del peso promedio de la larva a comprar.

1. Generalmente se pesa un gramo de muestra 2. Se cuenta la cantidad de larva en ella. 3. Este valor se lo multiplica por el peso total de la larva y se calcula el número total de larvas.

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El alumno se expresa con libertad, eligiendo tu forma de trabajar en un ambiente de igualdad y equidad, colaborando y ayudando a sus compañeros de equipo analizando, resumiendo, presentando y defendiendo las tareas señaladas por el Instructor en relación con el conteo de la postlarva.


El alumno responderá a cuestionamientos relacionados con el conteo de la postlarva.



g. Bibliografía

1 Bryand D, Kadilak L, Pani S. Buenas Prácticas de Manejo para el Cultivo de Camarón en Costa Rica WPI:CONPESCA; 2008. 64 p. 2 Cuéllar-Anjel, J., C. Lara, V. Morales, A. De Gracia y O. García Suárez. 2010. Manual de buenas prácticas de manejo para el cultivo del camarón blanco Penaeus vannamei. OIRSAOSPESCA, C.A. pp. 132. 3 Haws M, Boyd C, Green B. 2001. Buenas prácticas de manejo en el cultivo de camarón en HONDURAS. Asociación Nacional de Acuicultores de Honduras (ANDAH): Centro de Recursos Costeros de la Universidad de Rhode Island: Universidad Auburn, Departamento de Pesquerías y Acuicultura. 101 pp. 4 Cultivo de crustáceos II: Engorda y cosecha. 2009. Dirección General de Educación en Ciencia y Tecnología del Mar. México. 72 pp.

4. Este método se lo usa bastante para comprar larva grande o pre-juveniles, que son dificiles de homogenizar.

Las desventajas de este método son que su precisión depende de las balanzas usadas, el peso del agua en la larva es difícil de determinar, y que causa bastante stress al pesar la semilla en seco.

B. Resultados (por el alumno). C. Análisis y discusión (por el alumno). CIERRE A. Conclusiones (por el alumno). B. Cuestionario 1 Explique los siguientes conceptos:

d) Control de la producción

e) Materia prima f) Inventarios

2 Mencione porqué es relevante cuantificar la postlarva de Camarón que se compra desde el punto de vista económico del manejo de su alimentación.

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PRACTICA 7: TRANSPORTE DE POSTLARVA DE CAMARÓN

a. Identificación




GRUPO(S): TAAM III DURACIÓN: horas










TEMA INTEGRADOR

Materia prima

Transporte de la materia prima








PROFESIONALES 1 Interpreta tablas, gráficas, mapas, diagramas y textos con símbolos matemáticos y científicos. 2 Obtiene, registra y sistematiza la información para responder a la pregunta de carácter científico, consultando fuentes relevantes y realizando experimentos pertinentes. 3 Explicita las nociones científicas que sustentan los procesos para la solución de problemas cotidianos. 4 Valora la fragilidad de la biosfera y los efectos de la relación hombre – naturaleza. 5 Aplica normas de seguridad en el manejo de sustancias, instrumentos y equipo en la realización de

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actividades experimentales.

PRACTICA 7: TRANSPORTE DE POSTLARVA DE CAMARÓN

INTRODUCCIÓN El transporte de Postlarva de Camarón está a cargo comúnmente del laboratorio proveedor, el cual se

encarga de todos los aspectos que intervienen en el envío, las cuales viajan acompañadas de un biólogo

como responsable hasta el momento de la entrega. Para el caso de que algún productor decida ir por sus

propias larvas, es de suma importancia contar con el equipo necesario para no sufrir contratiempos en el

viaje y dar las mejores condiciones posibles a las Postlarva de Camarón. Mientras más tardado sea el viaje,

más se le bajará a la temperatura de traslado. Es recomendable también revisar las condiciones cada 2

horas.

RESULTADO DE APRENDIZAJE Que el Alumno: 1 Determine los materiales y equipos necesarios para llevar a cabo el transporte de la Postlarva de Camarón. 2 Lleve a cabo el transporte de la Postlarva de Camarón. 3 Aplique las medidas de seguridad necesarias en el manejo de sustancias y ambientes tóxicos. 4 Implemente las medidas de protección al ambiente requeridas, según las normas internacionales.


Maquinaria y equipo

Vehículo acondicionado para el traslado de organismos, aislado contra cambios de temperatura y compresor de aire, Tanques de fibra de vidrio de 200 a 600 lts, Oxímetro, Salinómetro.


Líneas de aireación, Piedras difusoras, Bolsas para empaque de camarón de 0.5 X 1.0 m, hule grueso transparente, Quiste de artemia, Botas de Hule, Guantes de hule, Tanques de cultivo.


Postlarva de camarón


Hidróxido de Sodio, Hipoclorito de Sodio, Tiosulfato de Sodio


No aplica




APERTURA Anexo a esta guía de prácticas, el instructor te facilitará un documento titulado “Cultivo de crustáceos I: Produccion de Postlarvas” que te permitirá adquirir los conocimientos básicos sobre el transporte de la Postlarva de Camarón. Una vez que lo hayas leído, refiérete al Cuestionario que acompaña la presente guía más adelante. En este documento encontrarás el siguiente tema: 1 Cosecha y transporte de postlarvas de crustáceos

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DESARROLLO 1. Los vehículos siempre deben desinfectarse antes y después de transportar la Postlarva de Camarón.

2. Use tanques de fibra de vidrio o plástico de 200 a 600 litros.

3. Llene con agua marina hasta cubrir ¾ partes del mismo.

4. Instale equipo suficiente de aireación para mantener los niveles de oxígeno disuelto entre 7 y 10

mg/l.

5. De preferencia use sopladores o bombas de aire portátil con piedras o mangueras difusoras.

6. Durante el transporte, la densidad de la postlarva no debe ser mayor a los 500 organismos por litro.

7. Baje la temperatura a unos 20°C con bolsas de hielo.

8. Alimentar con nauplios de Artemia sp. durante el recorrido para evitar el canibalismo (10 nauplios

por larva de camarón). Procura que el Nauplio sea producto descapsulado.

9. En caso de ser transportadas por avión se aconseja utilizar la técnica del transporte en bolsas,

mismas que se colocan en recipientes térmicos (hieleras) para evitar el aumento de temperatura.

Transporte de postlarva de camarón en bolsas Transportar postlarva en tinas de 200 a 600 litros supone un problema logístico de transporte, embalaje y aclimatación. A veces resulta mejor transportar la Postlarva de Camarón en bolsas de polietileno con capacidad de 25 litros, a baja temperatura y suministro de Oxigeno. El procedimiento utilizado es:

1. Colocar la Pl ya contada en un recipiente límpio. 2. Descender la temperatura del agua gradualmente a 20 °C 3. Coloca la postlarva en cantidades de 25,000 postlarvas (Pl12) en bolsas de 25 l, 4. Introduce Oxigeno a presión y sella la bolsa. 5. Las bolsas de meten en cajas de de hielo espuma y se sellan con cinta adhesiva de 2". 6. Las cajas se embalan en camiones de 6 ruedas hasta su destino final. 7. Con esta metodología se transporta la postlarva desde el laboratorio de producción hasta el

estanque de cultivo, ubicado a 4 horas del laboratorio. IMÁGENES


g) Control de la producción

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Empaques de quistes de artemia: depósito de basura

1 Hidróxido de Sodio: Se bloquea con ácido muriático. No representa peligro de impacto ambiental por la pequeña cantidad que se utiliza durante la decapsulación del quiste de artemia. 2 Hipoclorito de Sodio: Se bloquea con Tiosulfato de Sodio. No representa peligro de impacto ambiental por la pequeña cantidad que se utiliza durante la decapsulación del quiste de artemia. Tiosulfato de Sodio: Se utiliza para bloquear el Hipoclorito de Sodio. Se bloquea con ácido muriático. No representa peligro de impacto ambiental por la pequeña cantidad que se utiliza durante la decapsulación del quiste de artemia.



El alumno se expresa con libertad, eligiendo tu forma de trabajar en un ambiente de igualdad y equidad, colaborando y ayudando a sus compañeros de equipo analizando, resumiendo, presentando y defendiendo las tareas señaladas por el Instructor en relación con el transporte de la Postlarva de Camarón.


El alumno responderá a cuestionamientos relacionados con el transporte de la Postlarva de Camarón.


h) Materia prima i) Transporte de la materia prima

2 Mencione porqué es importante llevar a cabo un buen transporte de la Postlarva de Camarón a sembrar, desde el punto de vista económico tanto del productor de la larva, como del comprador.

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INSTRUMENTOS Y CRITERIOS DE EVALUACIÓN: Lista de cotejo donde se refleje que el alumno puede llevar a cabo y de forma sistemática el transporte de Postlarva de Camarón.

g. Bibliografía

1 Bryand D, Kadilak L, Pani S. Buenas Prácticas de Manejo para el Cultivo de Camarón en Costa Rica WPI:CONPESCA; 2008. 64 p. 2 Cuéllar-Anjel, J., C. Lara, V. Morales, A. De Gracia y O. García Suárez. 2010. Manual de buenas prácticas de manejo para el cultivo del camarón blanco Penaeus vannamei. OIRSAOSPESCA, C.A. pp. 132. 3 Haws M, Boyd C, Green B. 2001. Buenas prácticas de manejo en el cultivo de camarón en HONDURAS. Asociación Nacional de Acuicultores de Honduras (ANDAH): Centro de Recursos Costeros de la Universidad de Rhode Island: Universidad Auburn, Departamento de Pesquerías y Acuicultura. 101 pp. 4 Cultivo de crustáceos II: Engorda y cosecha. 2009. Dirección General de Educación en Ciencia y Tecnología del Mar. México. 72 pp. 5 Cultivo de crustáceos I: Produccion de Postlarvas. 2006. Dirección General de Educación en Ciencia y Tecnología del Mar. México. 38 pp.

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PRACTICA 8: ACLIMATACIÓN, MATERNIZACIÓN Y ENGORDA DE LA POSTLARVA DE CAMARÓN

a. Identificación




GRUPO(S): TAAM III DURACIÓN: 20 DÍAS










TEMA INTEGRADOR

Condiciones ambientales óptimas para la vida de los organismos

Ajustes fisiológicos ante nuevas condiciones del ambiente


Componentes Bióticos y Abióticos del Ecosistema





de sustancias, instrumentos y equipo en la

PROFESIONALES 1 Interpreta tablas, gráficas, mapas, diagramas y textos con símbolos matemáticos y científicos. 2 Obtiene, registra y sistematiza la información para responder a la pregunta de carácter científico, consultando fuentes relevantes y realizando experimentos pertinentes. 3 Explicita las nociones científicas que sustentan los procesos para la solución de problemas cotidianos. 4 Valora la fragilidad de la biosfera y los efectos de la

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realización de actividades de su vida cotidiana.

relación hombre – naturaleza. 5 Aplica normas de seguridad en el manejo de sustancias, instrumentos y equipo en la realización de actividades experimentales.

PRACTICA 8: ACLIMATACIÓN, MATERNIZACIÓN Y ENGORDA DE LA POSTLARVA

INTRODUCCIÓN La aclimatación es un proceso de ajuste fisiológico gradual de las postlarvas de camarón, desde condiciones del laboratorio a las del estanque en las que serán sembradas. Las variables más importantes de aclimatación son salinidad y temperatura, no obstante, algunas veces deben considerarse otros valores de calidad de agua. El evitar el estrés y los rápidos cambios ambientales son claves para una aclimatación exitosa y mejoramiento en la sobrevivencia. Se hace énfasis en procedimientos apropiados de aclimatación dado que el costo de la postlarva de camarón representa un porcentaje significativo del costo de producción. El estadio de postlarva de camarón es el estadio de vida más sensitivo del camarón y requiere de manipulación cuidadosa y manejo para evitar altas mortalidades e inadecuado crecimiento. Entender bien los procedimientos de aclimatación y siembra puede ayudar a mejorar significativamente los ingresos económicos de la operación, y potenciar la conservación de otros insumos y recursos. La larva llegada de laboratorio que tiene un peso aproximado de 10 a 100 miligramos en condiciones controladas de sanidad de temperatura y alimentación se lleva aquí hasta los 500 miligramos con el propósito de fortalecerla durante esta etapa de su desarrollo. Una vez que se llega a los 500 miligramos en la maternización la larva de camarón es transferida hacia los estanques (o liners), usando tinas que cuentan con aireación y difusión de oxigeno para asegurar que no sufran estrés.

RESULTADO DE APRENDIZAJE Que el Alumno: 1 Determine los materiales y equipos necesarios para llevar a cabo la aclimatación, maternización y engorda de la postlarva de camarón. 2 Lleve a cabo la aclimatación, maternización y engorda de la postlarva de camarón. 3 Aplique las medidas de seguridad necesarias en el manejo de sustancias y ambientes tóxicos. 4 Implemente las medidas de protección al ambiente requeridas, según las normas internacionales.


Maquinaria y equipo

Tanque con Oxígeno, Termómetro, Microscopio, Lupa estereoscópica o manual, pHímetro, Refractómetro, Medidor de amonio, Nauplios de Artemia.


Mangueras, Piedras difusoras, Vaso de precipitado de 250 ml, Botas de hule, Guantes de hule, Cofia, Tapaboca, Tanques de cultivo.


Larva de camarón, alimento para larvas en diferentes estadíos


No aplica


No aplica

Vestuario, Batas para Laboratorio

51

DESARROLLO Llegada de la Postlarva de camarón al lugar de siembra

1. Cuando llegue el transporte, abra cada bolsa que contenga post larva. 2. Inmediatamente mida y anote la temperatura y concentración de oxígeno. 3. Evalúe visualmente cada bolsa: huela el agua, observe la actividad, y estime la mortalidad. 4. Si observa mortalidad en las bolsas, anote el porcentaje aproximado. 5. Tome nota de mortalidades masivas. 6. Bombee oxígeno al agua dentro de las bolsas de transporte hasta que se sature o alcance una

lectura mínima de 12 mg/l. 7. Algunos laboratorios recomiendan el simple uso de aire burbujeado. 8. La saturación de oxígeno depende directamente de la temperatura y salinidad. 9. Llevar a cabo el análisis de calidad (ver Guía de Práctica 5). 10. Hay que registrar el pH, salinidad, Oxígeno y Temperatura en una Hoja de Aclimatación.

Siembra en el tanque de aclimatación de la postlarva de camarón

1. Deposite en el tanque (cubeta), de aclimatación el contenido de la bolsa, previamente evaluada. 2. Tan pronto se haya transferido la post larva, bombee suavemente oxígeno a la columna de agua

para reducir los niveles de amonio. 3. Riegue aproximadamente 50 g de carbón activado en cada tanque. 4. Una vez hecho el conteo, se debe proceder al llenado de los tanques (cubeta) de aclimatación. 5. Una vez que a todos los tanques o cubetas han sido transferidos las Pl´s se iniciara la aclimatación

y para esto se les agregará lentamente agua de los estanques de engorda o tanques de maternizaciónde la postlarva de camarón para su mezcla e igualación.

6. Al mismo tiempo que se llenan, se sifonean: para esto, prepare un tubo de 2” de PVC, que llegue hasta el fondo del recipiente, colóquele una malla fina en el extremo sumergido, de 300 micras o algo similar.

7. Siempre debe mantenerse la aireación. 8. Durante la aclimatación deben hacerse pruebas de comportamiento cada 15 minutos.

Ajustes paramétricos 1. El pH debe ajustarse a razón de 0.3 unidades/hora; mídase cada 30 minutos 2. La temperatura a razón de 1.5 Grados/hora; mídase cada 30 minutos 3. Se recomienda dar pequeñas cantidades de alimento concentrado o Nauplios de Artemia cada

uniformes y blancos


APERTURA Anexo a esta guía de prácticas, el instructor te facilitará un documento titulado “Buenas Prácticas de Manejo para el Cultivo de Camarón en Costa Rica” que te permitirá adquirir los conocimientos básicos sobre la aclimatación, maternización y engorda de la postlarva de camarón. Una vez que lo hayas leído, refiérete al Cuestionario que acompaña la presente guía más adelante. En este documento encontrarás los siguientes temas: 1 Condiciones de monitoreo de agua 2 Alimento y plan de alimentación 3 Fertilizante 4 Procedimientos sanitarios

52

2 horas.

Ajustes de la salinidad

Salinidad Tasa (ppm/min) Tasa (ppm/hora)

34-25 1 ppm/30 min 2 ppm/hora



15-10 1 ppm/40 min

10-5 1 ppm/45 min

5-0 1 ppm/50 min

Siembra de la Postlarva de camarón en tanques de maternización 1. Una vez igualadas las condiciones del tanque de aclimatación y del tanque de maternización, se

procederá a sembrar las Pl´s de camarónen este último a una densidad de 2,000 a 2,500 por tanque con volumen de agua de 0.5 m

3 y 0.3 m de columna de agua.

2. La alimentación puede empezar a la par con la aclimatación siempre y cuando los conteos volumétricos hayan concluido.

3. Para la alimentación se sugieren los nauplios de Artemia, yema de huevo (cocida), una dieta de hojuela comercial, y Artemia congelada u otro alimento para el caso.

Alimentación con Artemia 1. Alimenta con nauplios de Artemia será por 8 días, iniciando con 160 nauplios por post larva por día

durante los 2 primeros días, y reduciendo la cantidad a la mitad hasta llegar a 20 nauplios de Artemia por post larvade camarón por día en el día 8.

2. Retira la Artemia gradualmente y suspende su aplicación completamente para el día 11. Manejo del alimento artificial en tanques de membrana (liners) de 28 m

2

Las necesidades alimenticias, considerando Biomasas, Tasas alimenticias y Densidades de siembra, se ajustarán a las siguientes Tablas de Nutrición. Es importante resaltar que la mejor guía para dosificar alimento serán las cajas o charolas de alimentación que uses para aplicar el alimento dentro del tanque de membrana. Calidad de agua en las instalaciones de aclimatación y mantenimiento 1. El nivel máximo aceptable de amonio (NH3-N), que también reduce el crecimiento en 1-2%, es 0.1 ppm.

El agregar oxígeno puro para conservarlo a saturación también ayudará a reducir los problemas de amonio.

2. El nitrato debería medirse ocasionalmente para asegurar que su nivel esté < 1 mg/L. 3. El sulfuro de hidrógeno es considerada indeseable, dado que concentraciones de 0.01-0.05 mg/ de H2S

pueden ser letales, y su olor a huevos podridos es reconocido fácilmente aún a concentraciones bajas. 4. La aclimatación y mantenimiento involucran el uso de EDTA como agente quelante* a 2 ppm o más.

Éste ayuda a controlar desechos adhiriéndose a la extremidades del camarón e incrementa la disponibilidad de metales trazas en agua de mar.

*Un quelante, o secuestrante, o antagonista de metales pesados, es una sustancia que forma complejos con iones de metales pesados. A estos complejos se los conoce como quelatos, palabra que proviene de la palabra griega chele que significa "garra". Una de las aplicaciones de los quelantes es evitar la toxicidad de

http://es.wikipedia.org/wiki/Metal_pesado

http://es.wikipedia.org/wiki/Complejo_(qu%C3%ADmica)

http://es.wikipedia.org/wiki/Cation

53

los metales pesados para los seres vivos.

Características de la postlarva de camarón. MEDICION DE POSTLARVA DE CAMARÓN:

1. Utilizar un micrómetro de fábrica o construirlo usando un trozo de papel milimétrico pegado a un portaobjetos. La reglilla deberá hacer mediciones de 0.0 a 10.0 mm.

2. Se mide del ojo al final de urópodos. 3. Colocarlas con el final de los Urópodos a partir de la Línea Negra 4. Obtener el coeficiente de variación (Desviación Estándar/ Longitud Promedio)

TABLAS DE NUTRICIÓN

TABLA 1 (PREENGORDE)


ALIMENTO DIAS

1 2 3 4 5 6 7

Tipo: Api-

Camarón

Intensivo 40 %

migaja 1

Etapa: Pl12 – Pl19

Área: 28 m2

B=7,000 Pls

Total alimento

requerido= 5,710

gr

Tamaño de

partícula <0.59

mm

M=0.16

M acumulada

= 0.0

Tasa alimenticia

= 100

Peso= 0.1 gr

N= 7,000

Biomasa=700 gr

Alimento por

tanque=700 gr

Densidad = 250

m2

M=0.16

M acumulada

= 0.16

Tasa alimenticia

= 80

Peso= 0.15 gr

N= 6989

Biomasa=1,048 gr

Alimento por

tanque=838 gr

Densidad = 249 m2

M=0.16

M acumulada

= 0.32

Tasa alimenticia

= 65

Peso= 0.20 gr

N=6,977

Biomasa=1,395 gr

Alimento por

tanque=907 gr

Densidad = 249 m2

M=0.16

M acumulada

= 0.48

Tasa alimenticia

= 50

Peso= 0.25 gr

N=6,966

Biomasa=1,741 gr

Alimento por

tanque=870 gr

Densidad = 248 m2

M=0.16

M acumulada

= 0.64

Tasa alimenticia

= 45

Peso= 0.30 gr

N=6,955

Biomasa=2,086 gr

Alimento por

tanque= 939 gr

Densidad = 248 m2

M=0.16

M acumulada

= 0.80

Tasa alimenticia

= 30

Peso= 0.40 gr

N=6,943

Biomasa=2,777 gr

Alimento por

tanque=833 gr

Densidad = 248 m2

M=0.16

M acumulada

= 0.96

Tasa alimenticia

= 20

Peso= 0.45 gr

N=6,933

Biomasa=3,119

Alimento por

tanque=623 gr

Densidad = 247 m2

ALIMENTO DIAS

1 2 3 4 5 6 7

Tipo: Api-

Camarón

Intensivo 40 %

Migaja 2

Etapa: Pl19- Pl25

a 910 mg

Tasa

Área: 28 m2

Total alimento

requerido=

10,806 gr

M=0.16

M acumulada

= 1.56

Tasa alimenticia =

25

Peso= 0.561 gr

N=6,888

Biomasa=3,864

Alimento por

tanque=966 gr

Densidad = 246 m2

M=0.16

M Acumulada

= 2.16

Tasa alimenticia =

25

Peso=0. 694 gr

N=6,832

Biomasa=4,741 gr

Alimento por

tanque=1,185

Densidad = 244

m2

M=0.16

M Acumulada

= 2.32

Tasa alimenticia

= 25

Peso= 0.759

N=6,837

Biomasa=5,189

Alimento por

tanque=1,297

Densidad = 244

m2

M=0.16

M acumulada

= 2.48

Tasa alimenticia =

20

Peso= 1.0 gr

N=6,804

Biomasa=6,804

Alimento por

tanque=1,360 gr

Densidad = 243 m2

M=0.16

M acumulada

= 2.64

Tasa alimenticia =

20

Peso= 1.21 gr

N=6,804

Biomasa=8,232 gr

Alimento por

tanque=1,646 gr

Densidad = 243 m2

M=0.16

M acumulada

= 2.80

Tasa alimenticia=

20

Peso= 1.43 gr

N=6,804

Biomasa=9,729 gr

Alimento por

tanque=1,945 gr

Densidad = 243 m2

M=0.16

M acumulada

= 2.96

Tasa alimenticia=

20

Peso= 1.67 gr

N=6,776

Biomasa=11,315 gr

Alimento por

tanque= 2,263 gr

Densidad = 242 m2

54


TABLA 4 (ENGORDE)

ALIMEN

TO

DIAS

1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14

Tipo:

Api-

Camaró

n

Intensivo

40 %

Micropel

let

Etapa:1.

67gr a

3.6 grs.

Área: 28

m2

Aliment

o

requerid

o=

30,899

grs

M=0.16

M

acumul

ada =

3.56

Tasa

aliment

icia =

20

Peso=

1.67 gr

N=6,77

6

Biomas

a

=11,31

5

gr

Alimen

to por

tanque

=

2,263

gr

Densid

ad =

241 m2

M=0.16

M

acumul

ada =

3.88

Tasa

aliment

icia =

19

Peso=

1.81 gr

N=6,72

8

Biomas

a

=

12,178

gr

Alimen

to por

tanque

=

2,311

gr

Densid

ad =

240 m2

M=0.16

M

acumul

ada =

4.08

Tasa

aliment

icia =

18

Peso=

1.95 gr

N=6,69

2

Biomas

a

=

13,049

gr

Alimen

to por

tanque

= 2,348

gr

Densid

ad =

239 m2

M=0.16

M

acumul

ada =

4.20

Tasa

aliment

icia =

17

Peso=

2.09 gr

N=6,70

6

Biomas

a

=

14,015

gr

Alimen

to por

tanque

= 2,377

gr

Densid

ad =

239 m2

M=0.16

M

acumul

ada =

4.36

Tasa

aliment

icia =

16

Peso=

2.24 gr

N=6,69

4

Biomas

a

=14,99

6

gr

Alimen

to por

tanque

= 2,398

gr

Densid

ad =

239 m2

M=0.16

M

acumul

ada =

4.52

Tasa

aliment

icia =

15

Peso=

2.38 gr

N=6,68

3

Biomas

a

=15,90

6

gr

Aliment

o por

tanque

=

2,386

gr

Densid

ad =

238 m2

M=0.16

M

acumul

ada =

4.68

Tasa

aliment

icia =

14

Peso=

2.52 gr

N=6,67

2

Biomas

a

=16,81

4

gr

Aliment

o por

tanque

= 2,353

gr

Densid

ad =

238 m2

M=0.16

M

acumul

ada =

4.84

Tasa

aliment

icia =

13

Peso=

2.67 gr

N=6,66

1

Biomas

a

=17,78

5

gr

Aliment

o por

tanque

= 2,312

gr

Densid

ad =

237 m2

M=0.16

M

acumul

ada =

5.00

Tasa

aliment

icia =

12

Peso=

2.81 gr

N=6,65

0

Biomas

a

=

18,686

gr

Aliment

o por

tanque

=

2,242

gr

Densid

ad =

237 m2

M=0.16

M

acumul

ada =

5.16

Tasa

aliment

icia =

11

Peso=

2.95 gr

N=6,63

8

Biomas

a

=20,47

9

gr

Aliment

o por

tanque

= 2,252

gr

Densid

ad =

237 m2

M=0.16

M

acumul

ada =

5.32

Tasa

aliment

icia =

10

Peso=

3.09 gr

N=6,62

7

Biomas

a

=20,44

4

gr

Aliment

o por

tanque

=

2,044gr

Densid

ad =

236 m2

M=0.16

M

acumul

ada =

5.48

Tasa

aliment

icia = 9

Peso=

3.24 gr

N=6.61

6

Biomas

a

=21,47

8

gr

Aliment

o por

tanque

=

1,929

gr

Densid

ad =

236 m2

M=0.16

M

acumul

ada =

5.64

Tasa

aliment

icia = 8

Peso=

3.38 gr

N=6,60

5

Biomas

a

=22,32

4

gr

Aliment

o por

tanque

=

1,785

gr

Densid

ad =

236 m2

M=0.16

M

acumul

ada =

5.80

Tasa

aliment

icia = 8

Peso=

3.60 gr

N=6,59

4

Biomas

a

=23,73

8

gr

Aliment

o por

tanque

=

1,899

gr

Densid

ad =

235 m2

ALIME

NTO

SEMANAS

4 5 6 7 8 9 10 12 13 14 15 16

Tpo:

Api-

Cama

rón

Intens

ivo 35

%

Etap

a: 3.6

a 1 5

grs.

Área:

28 m2

Total

alime

nto

reque

rido=

M=0.16

M

acumulad

a = 6.92

Tasa

alimentici

a = 8

Peso= 3.6

gr

N=6,437

Biomasa

=23,173

gr

Alimento

por

tanque=

1,876

gr/día

13,135gr/

semana

M=0.16

M

acumulad

a = 8.04

Tasa

alimentici

a = 8

Peso= 4.6

gr

N=6,437

Biomasa

=29,611

gr

Alimento

por

tanque=

2,368

gr/día

16,582gr/

semana

M=0.16

M

acumulad

a = 9.16

Tasa

alimentici

a = 7

Peso= 5.6

gr

N=6,356

Biomasa

=35,593

gr

Alimento

por

tanque=

2,477

gr/día

17,343gr/

semana

M=0.16

M

acumulad

a = 10.28

Tasa

alimentici

a = 7

Peso=6.6

gr

N=6,272

Biomasa

=41,395

Alimento

por

tanque=

2,897

gr/día

20,283gr/

semana

Densidad

M=0.

16

M

acum

ulada

= 11.4

Tasa

alime

nticia

= 6

Peso=

7.6 gr

N=6,1

88

Biom

asa

=42,7

02 gr

Alime

nto

M=0.16

M

acumulad

a = 12.52

Tasa

alimentici

a = 6

Peso= 8.6

gr

N=6,104

Biomasa

=52,494

gr

Alimento

por

tanque=

3,149

gr/día

22,043gr/

semana

M=0.

16

M

acum

ulada

=

13.64

Tasa

alime

nticia

= 5

Peso=

9.6 gr

N=6,0

48

Biom

asa

=58,0

60 gr

Alime

M=0.16

M

acumula

da =

14.76

Tasa

alimenti

cia = 5

Peso=

10.6 gr

N=5,964

Biomasa

=63,218

gr

Aliment

o por

tanque=

3,160

gr/día

22,126/s

M=0.

16

M

acum

ulada

=

15.88

Tasa

alime

nticia

= 4

Peso=

11.6

gr

N=5,8

80

Biom

asa=

68,20

8 gr

M=0.16

M

acumula

da =

17.0

Tasa

alimenti

cia = 4

Peso=

12.6 gr

N=5,796

Biomasa

= 73,029

Aliment

o por

tanque=

2,921

gr/día

20,448/s

emana

M=0.16

M

acumula

da =18.2

Tasa

alimenti

cia = 4

Peso=

13.6 gr

N=5,712

Biomasa

= 77,683

Aliment

o por

tanque=

3,107

gr/día

21,749/s

emana

Densida

M=0.

16

M

acum

ulada

=

19.24

Tasa

alime

nticia

= 4

Peso=

14.6

gr

N=5,6

28

Biom

asa=

82,16

8

55

IMÁGENES

247,6

17 gr

Densidad

= 232 m2

Densidad

= 230 m2

Densidad

= 227 m2

= 224 m2 por

tanqu

e=

2,989

/día

20,92

3

gr/se

mana

Densi

dad =

221

m2

Densidad

= 218 m2

nto

por

tanqu

e=

2,903

gr/día

20,32

1

gr/se

mana

Densi

dad =

216

m2

emana

Densida

d = 213

m2

Alime

nto

por

tanqu

e=

2,728

gr/día

19,09

8

gr/se

mana

Densi

dad =

210

m2

Densida

d = 207

m2

d = 204

m2

Alime

nto

por

tanqu

e=

3,366

gr/día

23,56

7

gr/se

mana

Densi

dad =

201

m2

DESARROLLO BRANQUIAL Y FORMULA ROSTRAL

PL6, espinas 3/0, 5.5mm


56


PL12, espinas 4-5/0-1, 8.0mm

Identificación de Epibiontes

Montaje en fresco de muestra tomada de la superficie

del exoesqueleto. Se obserVa Zoothamnium sp. con la

estructura basal de anclaje.

Montaje en fresco de branquia de juvenil de

camarón género Litopenaeus sp. mostrando

infestación de Leucotrix mucor y otras

bacterias filamentosas.

57


No aplica No aplica Para el caso de los cadáveres de los camarones, estos se depositarán en un incinerador o enterrados a 30 cm de profundidad en el suelo de tierra y recubiertos con una ligera capa de cal y tierra encima.


El Alumno: 1 Participa activamente en la práctica.

El alumno se expresa con libertad, eligiendo tu forma de trabajar en un ambiente de igualdad y

3 Montaje en fresco de infestación en Grado G4 de

lamelas por L. mucor


a) Componentes Bióticos y Abióticos del Ecosistema

b) Condiciones ambientales óptimas para la vida de los organismos c) Ajustes fisiológicos ante nuevas condiciones del ambiente

2 Mencione porqué es importante desde el punto de vista económico tanto del productor de la larva, como del comprador llevar a cabo:

a) La aclimatación de la postlarva de camarón b) La Maternización de la postlarva de camarón c) La engorda de la postlarva de camarón

58

2 Discute con sus compañeros cual es la mejor forma de desarrollar la práctica. 3. Participa con sus compañeros en los análisis, conclusiones y discusiones de la información generada en la práctica.

equidad, colaborando y ayudando a sus compañeros de equipo analizando, resumiendo, presentando y defendiendo las tareas señaladas por el Instructor en relación con …


El alumno responderá a cuestionamientos relacionados con la aclimatación, maternización y engorda de la postlarva de camarón


INSTRUMENTOS Y CRITERIOS DE EVALUACIÓN: Lista de cotejo donde se refleje que el alumno puede llevar a cabo y de forma sistemática a cabo la aclimatación, maternización y engorda de la postlarva de camarón.

g. Bibliografía

1 Bryand D, Kadilak L, Pani S. Buenas Prácticas de Manejo para el Cultivo de Camarón en Costa Rica WPI:CONPESCA; 2008. 64 p. 2 Cuéllar-Anjel, J., C. Lara, V. Morales, A. De Gracia y O. García Suárez. 2010. Manual de buenas prácticas de manejo para el cultivo del camarón blanco Penaeus vannamei. OIRSAOSPESCA, C.A. pp. 132. 3 Haws M, Boyd C, Green B. 2001. Buenas prácticas de manejo en el cultivo de camarón en HONDURAS. Asociación Nacional de Acuicultores de Honduras (ANDAH): Centro de Recursos Costeros de la Universidad de Rhode Island: Universidad Auburn, Departamento de Pesquerías y Acuicultura. 101 pp. 4 Cultivo de crustáceos II: Engorda y cosecha. 2009. Dirección General de Educación en Ciencia y Tecnología del Mar. México. 72 pp. 5 Cultivo de crustáceos I: Produccion de Postlarvas. 2006. Dirección General de Educación en Ciencia y Tecnología del Mar. México. 38 pp.

59

PRÁCTICA 9: EFECTO DEL AMBIENTE SOBRE LOS CAMARONES

a. Identificación




GRUPO(S): TAAM III DURACIÓN: 3 Meses










TEMA INTEGRADOR

Componentes Abióticos

Efectos Fisiológicos de los componentes abióticos


El Medio ambiente





de sustancias, instrumentos y equipo en la realización de actividades de su vida

PROFESIONALES 1 Interpreta tablas, gráficas, mapas, diagramas y textos con símbolos matemáticos y científicos. 2 Obtiene, registra y sistematiza la información para responder a la pregunta de carácter científico, consultando fuentes relevantes y realizando experimentos pertinentes. 3 Explicita las nociones científicas que sustentan los procesos para la solución de problemas cotidianos. 4 Valora la fragilidad de la biosfera y los efectos de la relación hombre – naturaleza.

60

cotidiana. 5 Aplica normas de seguridad en el manejo de sustancias, instrumentos y equipo en la realización de actividades experimentales.

PRÁCTICA 9: EFECTO DEL AMBIENTE SOBRE LOS CAMARONES CULTIVADOS

INTRODUCCIÓN Aparte de la larva, el manejo de los parámetros físico-químicos son importantes para el éxito del cultivo intensivo. No es en si la toma de parámetros la parte difícil, sino la interpretación de las lecturas y la toma decisiones. Los métodos de medición son variados y depende más del costo que del mismo método la selección del mismo.

RESULTADO DE APRENDIZAJE Que el Alumno: 1 Determine los materiales y equipos necesarios para determinar el efecto del ambiente sobre los camarones cultivados. 2 Determine el efecto del ambiente sobre los camarones cultivados. 3 Aplique las medidas de seguridad necesarias en el manejo de sustancias y ambientes tóxicos. 4 Implemente las medidas de protección al ambiente requeridas, según las normas internacionales.


Maquinaria y equipo

Medidor de Oxigeno, Salinómetro, Medidor de pH, Medidor de alcalinidad, Disco Secchi, Medidor de Amonio no ionizado y Nitritos, Termómetro de inmersión.


Botas de hule, Guantes de hule, Mandiles de hule, Tanques de cultivo.


Camarones para engorda, alimento para engorda


No aplica


No aplica




APERTURA

Anexo a esta guía de prácticas, el instructor te facilitará un documento titulado “ cultivo intensivo del camaron blanco” que te permitirá adquirir los conocimientos básicos sobre cómo afecta del ambiente a los camarones cultivados. Una vez que lo hayas leído, refiérete al Cuestionario que acompaña la presente guía más adelante. En este documento encontrarás los siguientes temas: 1 Siembra 2 Parámetros fisicoquímicos

61

3 Alimentación

DESARROLLO Oxigeno y Aireación 1. Para mantener una concentración mínima de 4 ppm de oxígeno disuelto, se requieren hasta 18.0 y 36.0

HP/ha. 2. La aireación se incrementa paulatinamente durante el cultivo para mantener el nivel mínimo de

oxigeno. 3. Cuando la biomasa es alta se mantienen algunos aireadores prendidos las 24 horas para mantener el

flujo de agua evitando la aglomeración de camarones (que les produce lesiones) y fomentar el continuo desplazamiento del camarón.

4. Una buena aireación se puede evaluar por el tamaño de las burbujas. 5. Cuanto más pequeñas las burbujas, es mejor la tasa de intercambio de oxígeno. 6. De acuerdo a la disminución en la concentración promedio de oxígeno disuelto el ajuste de la ración de

alimento debe ser el siguiente: a) 2.8 a 3.0 mg/l :Reducir la ración en 25% b) 2.5 a 2.7 mg/l :Reducir la ración en 50% c) < de 2.5 mg/l :No alimentar.

Temperatura 1. La temperatura óptima de cultivo debe fluctuar entre 26 a 28º C. 2. Por debajo de este rango el crecimiento es lento y arriba de 31º C el animal pierde peso por alto

metabolismo necesitando consumir más alimento balanceado. 3. Durante los meses de Noviembre a Febrero normalmente se suspenden los cultivos porque la

temperatura del agua baja a 20° C en promedio. 4. La temperatura tiene un pronunciado efecto sobre la frecuencia de alimentación. 5. El consumo de alimento es óptimo entre 27 y 29

oC.

6. Cuando la temperatura cae por debajo de los 25 oC, el L. vannamei permanecerá en el fondo del liner por periodos de tiempo en el día y por consiguiente la tasa de consumo de alimento declinará alrededor de un 50% como resultado de la disminución de su metabolismo.

7. Cuando la temperatura del agua cae bajo los 20 oC, la alimentación se detiene.

8. Esto se puede presentar durante la transición de la estación lluviosa a la seca, y durante varios días y noches de la estación seca, por lo que el esquema de alimentación debe ser ajustado a estos cambios.

9. De acuerdo a la disminución de la temperatura, las recomendaciones para Litopenaeus vannamei es que a 22-24 °C hay que reducir la ración en 50% y a < 22 °C no alimentar.

Salinidad 1. El nivel mínimo de salinidad para una producción arriba de los 18.0 TM/ha es 4.0 ‰. 2. Si la salinidad es menor, se siembra a menos de 60.0 larvas/ m² para una menor producción. 3. Se prefieren los cultivos arriba de 4.0 ‰ de salinidad para alcanzar productividades altas sin problemas,

debido a que cuando se siembra a menores salinidades se presentan problemas por falta de minerales. pH 1. En la literatura científica se menciona que el rango óptimo de pH para el cultivo de camarón es de 7.5

en la mañana y 8.5 en la tarde. 2. El porqué de esta afirmación se hace a continuación:

a) Los iones más temidos en el cultivo son el amonio no ionizado (NH3) y el ácido sulfhídrico (H2S)

b) Para mudar el camarón tiene que bajar el pH de su cuerpo para lograr disolver las sales pegadas a su caparazón y así puedan ser reabsorbidas por el nuevo caparazón. c) Si el pH es alto el camarón no puede mudar.

d) Los iones de Carbono a diferente pH tienen diferentes efectos en el camarón:

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3. Los iones de amonio se presentan de dos formas dependiendo del pH. Así tendremos NH4 (amonio ionizado) a pH bajo sin causar toxicidad en el agua.

4. A pH alto (más de 8.5) se presenta en su forma toxica el NH3 (amonio no ionizado). Ácido Sulfhídrico o Sulfuro de Hidrógeno El H2S en pH debajo de 7.2 se transforma en H2SO4 (ácido sulfúrico) por eso el pH debe mantenerse encima de 7.5 para evitar la toxicidad acídica durante la muda del camarón. Alcalinidad

1. La alcalinidad se ve influenciada por el ion bicarbonato (HCO3), que facilita la fotosíntesis y que está en relación el pH como sigue:

a) La alcalinidad de 80-100 ppm refleja un pH entre 7.5 y 8.5 b) Con alcalinidad > 80 ppm, entonces tendremos un pH > 7.5 c) Con alcalinidad < 80 ppm, entonces tendremos un pH < 7.5

2. Si la alcalinidad es menor de 40 ppm, el camarón tendrá problemas para mudar y si el pH es menor a 7.5 es posible que se pueda observar algo de mortalidad en el cultivo.

3. El rango optimo de alcalinidad está entre 80 y 100 ppm. 4. Si la alcalinidad es alta (200 – 300 ppm) y el pH es mayor de 8.5, el camarón tampoco podrá mudar. 5. Para recuperar los niveles de alcalinidad hay que aplicar cal. 6. También la alimentación incrementa la alcalinidad por la producción de iones de Carbono.

Amonio y Nitrificación 1. El medir la cantidad de amonio total en el agua no nos dice nada ya que puede estar en cualquiera

de sus siguientes formas: NH3 ↔ NH4 → NO2 → NO3 2. Se deben medir las formas tóxicas del los iones nitrogenados como el NH3 (el amonio no ionizado) y

el NO2 (nitrito). 3. La concentración alta de oxigeno y las bacterias nitrificantes son esenciales para que la nitrificación

produzca su forma benigna el Nitrato (NO3).


d) El Medio ambiente

e) Componentes Abióticos f) Efectos Fisiológicos de los componentes abióticos

2 Mencione la importancia de medir e interpretar los valores de una medición para llevar a cabo un buen cultivo.

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No aplica Los residuos de la medición de Amonio no ionizado y Nitritos, serán depositados en un contenedor de plástico y enviados para su almacenaje a una empresa especializada para ello.

Para el caso de los cadáveres de los camarones, estos se depositarán en un incinerador o enterrados a 30 cm de profundidad en el suelo de tierra y recubiertos con una ligera capa de cal y tierra encima.



El alumno se expresa con libertad, eligiendo tu forma de trabajar en un ambiente de igualdad y equidad, colaborando y ayudando a sus compañeros de equipo analizando, resumiendo, presentando y defendiendo las tareas señaladas por el Instructor en relación con el efecto del ambiente sobre los camarones cultivados.


El alumno responderá a cuestionamientos relacionados con el efecto del ambiente sobre los camarones cultivados.


INSTRUMENTOS Y CRITERIOS DE EVALUACIÓN: Lista de cotejo donde se refleje que el alumno puede llevar a cabo y de forma sistemática la evaluación del l efecto del ambiente sobre los camarones cultivados.

g. Bibliografía

1 Bryand D, Kadilak L, Pani S. Buenas Prácticas de Manejo para el Cultivo de Camarón en Costa Rica WPI:CONPESCA; 2008. 64 p. 2 Cuéllar-Anjel, J., C. Lara, V. Morales, A. De Gracia y O. García Suárez. 2010. Manual de buenas prácticas de manejo para el cultivo del camarón blanco Penaeus vannamei. OIRSAOSPESCA, C.A. pp. 132. 3 Haws M, Boyd C, Green B. 2001. Buenas prácticas de manejo en el cultivo de camarón en HONDURAS. Asociación Nacional de Acuicultores de Honduras (ANDAH): Centro de Recursos Costeros de la Universidad de Rhode Island: Universidad Auburn, Departamento de Pesquerías y Acuicultura. 101 pp. 4 Sonnenholzner S. Calidad del agua para acuacultura. 2011. CENAIM-ESPOL. 94 pp.

5 Limsuwan C. Cultivo intensivo del camaron blanco. ALICORP. Edición Octubre - Diciembre 2005 NICOVITA. 3 pp.

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PRACTICA 10: MANEJO DE LAS CHAROLAS PARA ALIMENTACIÓN DEL CAMARÓN

a. Identificación




GRUPO(S): TAAM III DURACIÓN: 3 MESES










TEMA INTEGRADOR

Técnicas de alimentación

Factor de condición alimenticia


Nutrición animal






PROFESIONALES 1 Interpreta tablas, gráficas, mapas, diagramas y textos con símbolos matemáticos y científicos. 2 Obtiene, registra y sistematiza la información para responder a la pregunta de carácter científico, consultando fuentes relevantes y realizando experimentos pertinentes. 3 Explicita las nociones científicas que sustentan los procesos para la solución de problemas cotidianos. 4 Valora la fragilidad de la biosfera y los efectos de la relación hombre – naturaleza. 5 Aplica normas de seguridad en el manejo de

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PRACTICA 10: MANEJO DE LAS CHAROLAS PARA ALIMENTACIÓN DEL CAMARÓN

INTRODUCCIÓN El comedero es un dispositivo diseñado para contener alimento, su tamaño puede variar entre 0,50 y 0,80 m de diámetro, debiendo permitir el fácil y completo acceso de los camarones. Cada comedero debe reunir ciertas características básicas que permitan su adecuado manejo, entre las principales tenemos: maniobrabilidad para una rápida medición del alimento sobrante y un peso adecuado que posibilite su monitoreo (Felix, 1998). Los comederos para el manejo del alimento en liners se usan directamente y posterior a la maternización. Son el método más usado para suministrar alimento, evaluar el crecimiento, determinar el consumo de alimento, Identificación de enfermedades, etc. Penaeus vannamei no necesita tanta proteína otras especies de camarón. Si se suministra un alimento con alta proteína se va a producir un exceso de nitritos; Inicie con un 45% y termine con 38% de proteína. Evite la sobrealimentación para que el camarón consuma parte del alimento natural de los estanques de cultivo; muchas de las proteínas necesarias para el crecimiento del camarón se encuentran en el plancton.

RESULTADO DE APRENDIZAJE Que el Alumno: 1 Determine los materiales y equipos necesarios para llevar a cabo el manejo de las charolas para alimentación del camarón. 2 lleve a cabo el manejo de las charolas para alimentación del camarón. 3 Aplique las medidas de seguridad necesarias en el manejo de sustancias y ambientes tóxicos. 4 Implemente las medidas de protección al ambiente requeridas, según las normas internacionales.


Maquinaria y equipo

Lupa manual, Lupa estereoscópica, Balanza granataria o electrónica.


Flexómetro, Botas de hule, Guantes de huele.


Cajas Nestier o fruteras, Hilo de polietileno negro, Aguja para coser Tubo de PVC ¾” a 1”, Tubo de PVC de 1 ¼” a 1 ½”, Pegamento para PVC, Malla mosquitera o nitex de 1 mm

2, Papel aluminio o charolas para

pesaje, Alimento para engorda de camarón para diferentes etapas Camarones para engorda.


No aplica


No aplica



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APERTURA Anexo a esta guía de prácticas, el instructor te facilitará un documento titulado “Cultivo intensivo del camaron blanco” que te permitirá adquirir los conocimientos básicos sobre el manejo de las charolas para alimentación del camarón. Una vez que lo hayas leído, refiérete al Cuestionario que acompaña la presente guía más adelante. En este documento encontrarás los siguientes temas: Alimentación

a) Alimento Natural vs. Alimento Balanceado b) Concentración de Proteína en el alimento c) Uso de Comederos

DESARROLLO METODOLOGÍA Construcción de Charolas de alimentación Modelo Taiwanés

1. Se construyen a partir de una Caja Nestier, comúnmente utilizada en ostricultura. 2. Con paño plástico mosquitero cubra por dentro la caja y sujete con hilo negro de polietileno. 3. Instale tirantes a partir de cada esquina (40-50 cm de longitud). 4. Junte los tirantes en un solo punto y amárrelos a una pequeña boya con un hilo de unos 60 cm de

longitud. 5. Para ayudarla a sumergirse en el momento de su instalación, coloque unas piedras medianas a

chicas (unos 500 gr por cuadrante), sobre la charola. 6. También puede hacer el lastre con bolas de plomo amarradas en cada esquina. 7. Por debajo, amarre dos trozos de PVC de 1 ¼” a 1 ½” para evitar el contacto directo con el fondo

del liner. Modelo Ecuatoriano

1. Utilice un doble marco de tubo de PVC de 0.5 m. de lado, ¾” a 1”, relleno de arena para darle capacidad de hundimiento.

2. A este marco cosa una malla preferentemente plástica, como la mosquitera o Nitex. El diámetro del ojo de malla comúnmente usada es de 1 mm para todo el ciclo productivo.

3. Coloque tirantes de modo semejante al modelo Taiwanés. 4. Los comederos opcionalmente pueden llevar un objeto pesado (piedra) para hacer más fácil su

inmersión. 5. Igualmente instale algún aditamento para evitar su contacto con el fondo.

Cantidad de alimento y número de charolas 1. Refiérase a la guía de práctica 8, específicamente a las tablas de alimentación. Inicie con la Tabla 1

(Preengorde). 2. Para cada Liner construya unos 6 comederos. 3. Divida la cantidad de alimento entre los 6 comederos. 4. No confunda la cantidad de alimento al día con el número de dosis a suministrar. 5. Para la Maternización se recomiendan 12 dósis al día. Por ejemplo: para la tabla 1 la cantidad de

alimento para el día 1 será de 700 gr para un solo liner con 7,000 Pl´s (ajuste en su caso). En cada dosis se suministrará, 58.3 gr de alimento granulado.

6. La corrección de la dosis se realiza de un día para el otro si el consumo va en aumento, pero si el

consumo va en descenso, se debe corregir de una dosis a otra ya sea suspendiendo la ración o bajándola.

Análisis visual del tipo de alimento que está consumiendo el camarón

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Extrae una charola del liner 30 minutos antes de dar alimento. De los camarones que se arrastren al jalón, obtén una muestra y revisa corporalmente lo siguiente: 1. Si el tracto está oscuro, significa que el camarón está consumiendo alimento natural 2. Si el tracto está de color marrón indica que está consumiendo alimento balanceado. 3. Si 30 minutos antes de aplicar la ración de alimento se observa un color oscuro en el intestino, es

necesario alimentar con alimento balanceado de inmediato. 4. Si está marrón, se debe esperar hasta que el intestino esté parcialmente oscuro para dar la dosis de

alimento correspondiente. 5. Cuando los intestinos parecen continuamente oscuros en todas las raciones, entonces se debe

aumentar la dosis diaria de alimento. 6. Si aparecen siempre marrones, entonces se debe bajar la dosis.

Ajuste de la ración 1. MEDIANTE TABLAS DE ALIMENTACIÓN: Se obtienen mediante muestreos de los camarones que se

obtienen al levantar las charolas. Por ejemplo en la tabla siguiente (Clifford, 1992), la columna superior horizontal nos indica la unidad de cultivo (tanque, estanque), y la vertical izquierda, el tamaño que pueden llegar a tener los camarones, en esa unidad de cultivo. Si obtienes el promedio (16.0 + 11.7…+ 2.4 = 91.1 y 91.1/18=5.06), encontrarás que será de 5.06. Si conoces la cantidad de camarones que tienes, entonces podrás conocer la Biomasa. Si ya tienes idea de cuál tasa alimenticia usarás, podrás estimar la cantidad de alimento a usar.

No existen tablas de alimentación ''universales'', estas deben ser ajustadas de acuerdo a las condiciones de cada granja y hasta de cada estanque.

2. DE ACUERDO AL CONSUMO APARENTE

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3. CRITERIOS PARA EL AJUSTE DE LA ALIMENTACIÓN 4. CONSUMO EN EL TIEMPO Este método consiste en proporcionar la alimentación que los animales pueden ingerir en dos horas, que es el tiempo máximo en que el alimento mantiene manejable y el nivel de lixiviación puede causar problemas. Para esto, es importante que en la granja se examine el comedero y estime el consumo después de este período lo cual permita establecer la ración para próxima alimentación. 5. DE ACUERDO A LA CONCENTRACIÓN DE O2 La alimentación debe realizarse si se cuenta con los niveles de oxígeno y temperatura adecuados, cuyos rangos son: 6 a 8 ppm o más de oxígeno y 26 a 28 °C de Temperatura.

IMAGENES

Comparación de tractos intestinales. El intestino de

la izquierda muestra alimento natural y el de la

derecha muestra consumo de alimento

balanceado.

Charola Brasileña

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Charolas industriales manufacturadas de tubos de

PVC o polipropileno

Charola con borde retráctil y a la derecha, una

charola con la abertura automática de la tapa en el

momento del contacto con el suelo.

Secuencia de alimentación utilizando un tubo de PVC para colocar la ración en las charolas. Finca

Experimental Yakult/UFSC. Cono de PVC de 150 mm de diámetro, con un lastre de plomo en su parte

inferior para llevar la ración al fondo del estanque conjuntamente con la charola.

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Agua de desecho del cultivo: tratamiento mediante oxidación en fosa.

No aplica




El alumno se expresa con libertad, eligiendo tu forma de trabajar en un ambiente de igualdad y equidad, colaborando y ayudando a sus compañeros de equipo analizando, resumiendo, presentando y defendiendo las tareas señaladas por el Instructor en relación con el manejo de las charolas para alimentación del camarón.


El alumno responderá a cuestionamientos relacionados con el manejo de las charolas para alimentación del camarón.



g. Bibliografía

1 Bryand D, Kadilak L, Pani S. Buenas Prácticas de Manejo para el Cultivo de Camarón en Costa Rica WPI:CONPESCA; 2008. 64 p. 2 Cuéllar-Anjel, J., C. Lara, V. Morales, A. De Gracia y O. García Suárez. 2010. Manual de

B. Resultados (por el alumno). C. Análisis y discusión (por el alumno). CIERRE A. Conclusiones (por el alumno). B. Cuestionario Explique los siguientes conceptos:

g) Nutrición animal h) Técnicas de alimentación i) Factor de condición alimenticia

2 Mencione la importancia de llevar un buen control de la alimentación de los camarones cultivados, desde el punto de vista económico, de la calidad del agua y de la salud de los mismos.

71

buenas prácticas de manejo para el cultivo del camarón blanco Penaeus vannamei. OIRSAOSPESCA, C.A. pp. 132. 3 Haws M, Boyd C, Green B. 2001. Buenas prácticas de manejo en el cultivo de camarón en HONDURAS. Asociación Nacional de Acuicultores de Honduras (ANDAH): Centro de Recursos Costeros de la Universidad de Rhode Island: Universidad Auburn, Departamento de Pesquerías y Acuicultura. 101 pp. 4 Sonnenholzner S. Calidad del agua para acuacultura. 2011. CENAIM-ESPOL. 94 pp.

5 Limsuwan C. Cultivo intensivo del camaron blanco. ALICORP. Edición Octubre - Diciembre 2005 NICOVITA. 3 pp.

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PRACTICA 11: COSECHA DE CAMARÓN CULTIVADO

a. Identificación




GRUPO(S): TAAM III DURACIÓN: 2 Horas










TEMA INTEGRADOR

Extracción del producto terminado

Sistema de análisis de peligro y puntos críticos








PROFESIONALES 1 Interpreta tablas, gráficas, mapas, diagramas y textos con símbolos matemáticos y científicos. 2 Obtiene, registra y sistematiza la información para responder a la pregunta de carácter científico, consultando fuentes relevantes y realizando experimentos pertinentes. 3 Explicita las nociones científicas que sustentan los procesos para la solución de problemas cotidianos. 4 Valora la fragilidad de la biosfera y los efectos de la relación hombre – naturaleza. 5 Aplica normas de seguridad en el manejo de

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PRACTICA 11: COSECHA DE CAMARÓN CULTIVADO

INTRODUCCIÓN El procedimiento de cosecha debe planearse detalladamente y con tiempo ( quién, cuándo, cómo y dónde deben cumplirse las actividades de la operación, personal), materiales y equipo. Adicionalmente, es muy importante que la cosecha se realice de manera higiénica para que la calidad del producto sea apropiada para el consumo. Para ello es recomendable contar con un sistema de análisis de peligro y puntos críticos de control (HACCP = APPCC) para la engorda y cosecha del camarón en liners. La mayoría de las granjas en Sonora deciden tener solo un ciclo de siembra por año con esperanzas de poder prevenir enfermedades tales como el Virus del Síndrome de la Mancha Blanca, el cual se puede dar en la época de verano por las condiciones estresantes del agua. Por esta razón, muchos productores solo tienen un ciclo por año teniendo sus cosechas parciales a partir de Junio o Julio y una principal entre los meses de Agosto y Noviembre, dependiendo del tamaño del camarón que quieran cosechar. Los beneficios de las cosechas parciales son:

a) La densidad por metro cuadrado disminuye, mientras crece el camarón. b) Disminuyen los niveles de estrés. c) El camarón es menos susceptible a enfermedades y es más saludable en general. d) Incremento en ritmos de crecimiento. e) El porcentaje total de supervivencia se incrementa f) El tamaño final del camarón puede ser más grande, entonces el camarón se puede vender a mejor

precio. El camarón se debe cosechar de noche cuando este más activo y las condiciones son menos estresantes. Adicionalmente, una luz se puede usar en la noche para atraer al camarón a las áreas de cosecha en estanques grandes. Se deberá contactar la planta de proceso al menos 3 días antes de la cosecha para pedir el transporte, lo mismo que la planta de hielo. La cantidad de hielo que se pida debe ser aproximadamente igual al peso total del camarón que se está cosechando.

RESULTADO DE APRENDIZAJE Que el Alumno: 1 Determine los materiales y equipos necesarios para llevar a cabo la cosecha de camarón cultivado. 2 Lleve cabo la cosecha de camarón cultivado. 3 Aplique las medidas de seguridad necesarias en el manejo de sustancias y ambientes tóxicos. 4 Implemente las medidas de protección al ambiente requeridas, según las normas internacionales.


Maquinaria y equipo

Balanza, Microscopio compuesto.


Cubetas, Taras, Red de cuchara grande, Guantes de hule, Botas de hule, Cofias, Tapabocas.


Hielo, Camarones de tamaño comercial.


Cloro líquido, Metabisulfito de Sodio.


No aplica

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Mandil de hule


APERTURA Anexo a esta guía de prácticas, el instructor te facilitará un documento titulado “Buenas Prácticas de Manejo para el Cultivo de Camarón en Costa Rica” que te permitirá adquirir los conocimientos básicos sobre la cosecha de camarón cultivado. Una vez que lo hayas leído, refiérete al Cuestionario que acompaña la presente guía más adelante. En este documento encontrarás el siguiente tema: 1 Cosecha

DESARROLLO Antes de cosechar determine siete días antes lo siguiente:

1. Si cuenta con un tamaño apropiado: 12-14gr, 20-25gr, 30-38gr. 2. Buen estado sanitario (ausencia de enfermedades en ese momento): Enviar muestra de 40

camarones a un Laboratorio, para determinar metales pesados, residuos químicos, Infecciones bacterianas tales como salmonela o Escherichia coli, otras enfermedades o infecciones y cualquier otro residuo peligroso

3. Características organolépticas apropiadas: una situación que afecta la calidad del camarón, son las altas concentraciones de bacterias y algas, principalmente las cianobacterias (Oscillatoria, Anabaena, Microcystis, entre otras) y actinobacterias (Actinomycetes, Streptomyces y Nocardia). Estos agentes producen mal olor y sabor al camarón (a “choclo”), problemas durante el cocido como hepatopáncreas oscuros o reventados y, cabezas flojas.

4. Condiciones físicas aceptables según las exigencias del mercado: Tomar una muestra de 30 camarones por tanque. Determine lo indicado en la siguiente Tabla de Valoración Para Cosecha:

% Duros

Cantidad % Flácidos

Cantidad

% Blandos

(mudados)

Cantidad % Manchados Cantidad

Criterios: El % de duros no debe ser menor a 75 , el % de blandos no debe ser superior al 15, y el % de camarón manchado no debe ser mayor al 5.

Antes de cosechar compruebe 2 días antes lo siguiente: 1. Si el producto fue aprobado por la empacadora. 2. Que el equipo y los instrumentos se encuentran limpios y desinfectados con cloro u otra sustancia

desinfectante, así como todo lo que vaya a ser usado durante la cosecha. 3. Que el camarón no presenta problemas de olores o sabores. 4. Que dejó de alimentar hasta dos días antes de la cosecha. Esto evita que los camarones coman

sedimentos disminuyendo la repleción gástrica por alimento en descomposición dentro del camarón luego de la cosecha y que esto cause problemas en el hepatopáncreas durante el procesamiento.

Antes de cosechar haga el mismo día lo siguiente: 1. Por la mañana vuelva a realizar el muestro de mudas al liner que esté programada para ese día. 2. Si está bien de dureza se procede a la confirmación de la cosecha y al pedido de materiales.

75

3. Disminuya el nivel del tanque a la mitad con mangueras para desagüe de 1 ½ pulgadas de diámetro y malla de 0.5 cm en la entrada.

4. Utilice redes grandes de cuchara para extraer el camarón. 5. Inspeccione el camarón y tome medidas correctivas de ser necesario. Considere la siguiente tabla

de Calidad para el Camarón Cosechado:

Consideraciones de calidad Observaciones Medidas preventivas

APARIENCIA Manchas negras Uso apropiado de sulfito

Maltrato y daño Apropiado manejo y colocación en

hielo

Decoloración debido al calor Colocación a tiempo del producto

en hielo

Cabezas caídas (camarón con

cabeza)

Manejo apropiado del producto en

hielo solamente

Cabezas rojas Parar alimentación 48 horas antes

de la cosecha

Cáscaras suaves (camarón con

cabeza o colas (shellon))

Cosecha en el tiempo apropiado

basado en chequeos periódicos

Coloración amarillenta Uso apropiado de sulfitos

Cáscaras picadas o arenosas Uso apropiado de sulfitos

Camarones con apariencia lechosa Extracción de la cosecha

Especies mezclada Separación de especies en

la planta

OLOR/SABOR Descomposición Colocación inmediata del

producto en hielo

Cloro Utilice concentración y tiempo de

exposición apropiados

Olor Petroquímico Prevenga la contaminación con

aceite, diesel, etc.

Olor a Choclo o Tierra, y Cabeza

Amarga

Prueba sensorial antes de la

cosecha

TEXTURA Textura esponjosa o suave Ración apropiada de hielo y

camarón y su colocación a tiempo

DEFECTOS DERIVADOS

DEL PROCESO

Bajo peso Chequeos rutinarios de las

especificaciones apropiadas

Conteo inexacto

Uniformidad

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Deshidratación Glaseado y empaque apropiado

Materiales extraños Extracción apropiada

6. Coloque el camarón inmediatamente en agua con hielo para matarlos por shock termal. La calidad

del hielo usado en las cosechas y plantas de proceso, debe cubrir los estándares internacionales de agua potable establecidos por la FAO y la OMS. Los camarones cosechados deben ser enhielados de forma inmediata y en la medida en que van saliendo del estanque, de manera que éstos mueran por choque térmico. Con este proceso se dará inicio a la Cadena de Frío, la cual no debe ser interrumpida bajo ninguna circunstancia hasta que el producto sea consumido

7. Por cada 400 lts. de agua use 50 Kg de Metabisulfito de Sodio y 70 Kg de hielo. Esta formulación nos servirá para remover manchas negras del cuerpo del camarón y tratar unos 1,400 Kg de camarón cosechado en dos tantos de 700 Kg cada uno.

8. Usando los restos de la primera formulación, agregue unos 12 Kilos de Meta Bisulfito de Sodio y 50 Kg de hielo, por cada 340 Kg de camarón cosechado posteriormente hasta el final de la cosecha.

9. El tiempo de inmersión del camarón en el tratamiento es de 12 a 15 minutos 10. Se los saca y dejar escurrir por 1 minutos, se pesa y enhiela en taras de 50 Kg. 11. Por cada 40 taras pesadas se realiza un muestreo de calidad (dureza). Si las condiciones lo exigen

aunque se tenga mucha biomasa por cosechar, se procede a suspender la cosecha. 12. Cuando el liner ha sido drenado totalmente y salido todo el camarón, se da por concluida la

cosecha. 13. Transportar el camarón a la planta de proceso o al cliente lo más rápido posible para que el

camarón no se descomponga. Medidas de Bioseguridad

1. Es muy importante que toda la gente use ropa limpia, botas de hule, tengan buena salud, y practiquen buena higiene durante la cosecha.

2. Durante el proceso de cosecha, es de gran importancia tener personal con experiencia y entrenado para dirigir las acciones, que no presente condiciones de salud deteriorada (heridas, infecciones respiratorias o digestivas y otras infectocontagiosas).

3. Llevar registros adecuados por cada recipiente de cosecha, con respecto a la cantidad de hielo, cantidad de camarón, tiempo de llenado, tiempo de captura por cada alzada y cantidad de metabisulfito. Estos registros son parte de la rastreabilidad (trazabilidad) y permitirán hacer correcciones oportunas en caso de pérdida de la calidad del producto.

Medidas de Protección al Ambiente

1. Las dosis de metabisulfito de sodio deben estar basadas en los requerimientos de los mercados. 2. Cuando se utilice metabisulfito u otro preservante durante la cosecha, los mismos deben manejarse

de manera adecuada y responsable, a fin de cumplir con los requisitos exigidos por los países importadores.

3. Se deben utilizar las cantidades indicadas por la planta de proceso para el producto que se esté utilizando.

4. En cuanto a la degradación del metabisulfito en el ambiente, los métodos para determinación de biodegradabilidad no son aplicables para sustancias inorgánicas.

5. De acuerdo con la ficha técnica del producto, no es de esperarse una bioacumulación en el ambiente, aunque puede tener un efecto perjudicial sobre organismos acuáticos.

6. En cuanto a su eliminación, no hay establecidas pautas homogéneas sobre cómo proceder con el producto.

7. No se deben reutilizar restos usados así como tampoco los envases y embalajes utilizados para su empaque y transporte. Dichos recipientes deben ser dispuestos para su desecho lejos de los liners y de las fuentes de agua.

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Depósitos del Hipoclorito de Sodio y Metabisulfito de Calcio o Sodio: Colocarlos ya enjuagados en los contenedores para basura.,

Hipoclorito de Sodio: Para el caso del procesamiento del camarón Metabisulfito de Sodio: Bloquear con Carbonato de calcio o sodio o diluir a menos del 25%.




El alumno se expresa con libertad, eligiendo tu forma de trabajar en un ambiente de igualdad y equidad, colaborando y ayudando a sus compañeros de equipo analizando, resumiendo, presentando y defendiendo las tareas señaladas por el Instructor en relación con la cosecha de camarón cultivado.

8. El metabisulfito sódico es considerado por la Unión Europea como una “sustancia peligrosa para la salud o el medio ambiente” de acuerdo con la Directiva 67/548/CEE, en concentraciones iguales o superiores a 25%.

9. Las soluciones con metabisulfito de sodio que han sido utilizadas en camarones así como las que han quedado sin utilizarse, deben ser neutralizadas antes de su descarte.

10. Las puedes tratar con Carbonato de Sodio como neutralizante, de acuerdo con las dosis de manejo que han sido establecidas por el fabricante.

11. También se puede neutralizar el metabisulfito de sodio utilizando 0.34 kg de carbonato de calcio (CaCO3) por cada kg de metabisulfito presente en la solución.

12. Por otro lado, se puede bajar a valores inferiores a 25% la concentración del metabisulfito de sodio antes de descartarlo, mediante la dilución con agua en el recipiente con el producto.


j) Control de la Producción k) Extracción del producto terminado l) Sistema de análisis de peligro y puntos críticos

2 Mencione la importancia de llevar un buen control durante la cosecha del camarón cultivado, desde el punto de vista de su comercialización y de la salud pública.

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El alumno responderá a cuestionamientos relacionados con la cosecha de camarón cultivado.


INSTRUMENTOS Y CRITERIOS DE EVALUACIÓN: Lista de cotejo donde se refleje que el alumno puede llevar a cabo y de forma sistemática la cosecha de camarón cultivado.

g. Bibliografía

1 Bryand D, Kadilak L, Pani S. Buenas Prácticas de Manejo para el Cultivo de Camarón en Costa Rica WPI:CONPESCA; 2008. 64 p. 2 Cuéllar-Anjel, J., C. Lara, V. Morales, A. De Gracia y O. García Suárez. 2010. Manual de buenas prácticas de manejo para el cultivo del camarón blanco Penaeus vannamei. OIRSAOSPESCA, C.A. pp. 132. 3 Haws M, Boyd C, Green B. 2001. Buenas prácticas de manejo en el cultivo de camarón en HONDURAS. Asociación Nacional de Acuicultores de Honduras (ANDAH): Centro de Recursos Costeros de la Universidad de Rhode Island: Universidad Auburn, Departamento de Pesquerías y Acuicultura. 101 pp.

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