Estrategias de alimentación en la etapa de engorda del camarón

Estrategias de Alimentación en la Etapa de Engorda del

Editores:Cesar Molina-PovedaHumberto Villarreal-Colmenares

C a m a r ó n

PROYECTO II.8 Optimización de alimentos y estrategias de

alimentación para una Camaronicultura Sustentable

La Paz, B.C.S, México, 2008.

D.R. © 2008 Centro de Investigaciones Biológicas del Noroeste, S.C.Mar Bermejo #195, Col. Playa Palo de Santa Rita, La Paz, Baja California Sur, México, CP. 23000

Derechos reservados conforme la ley

Impreso y hecho en México

Prohibida su reproducción total o parcial de la obra sin la autorización de los editores.

Primera edición

SH 380.6 E88 2008Estrategias de alimentación en la etapa de engorda del camarón. Cesar Molina- Poveda y Humberto Villarreal- Colmenares, eds. La Paz, B.C.S. : CIBNOR, S.A. , CYTED y PRONACA, 2008. xiv, 110 p. : il. col.; 24 cm. Incluye bibliografía. ISBN:

1. Camarones-alimentación 2. Camarones-cultivo II. Molina -Poveda, Cesar, ed. II. Villarreal- Colmenares, Humberto, ed.

Diseño Gráfico en Portada DG. Adriana Landa BlancoDiseño Editorial: DG. Gerardo R. Hernández García

De nacionalidad Ecuatoriana es Doctor en Química otorgado por la Universidad de Guayaquil de Ecuador con maestría en “Shellfish, Biology, Fisheries and Culture” en la Universidad de Wales del Reino Unido (1998) y Diplomado en “Educación Superior” en la Escuela Superior Politécnica del Ejercito (Ecuador, 2007). Ha realizado cursos de postgrado en la Universidad de Mie y en el Instituto Nacional de Investigación de Acuacultura (Japón, 1994) sobre Nutrición Acuícola y en la Artemia Referent Center de la Universidad de Ghent (Bélgica, 2002) relacionado a Tecnologías de Información y actualización del conocimiento.

Trabajó desde 1991 en el Centro Nacional de Acuicultura e Investigaciones Marinas (CENAIM) como responsable del Laboratorio de Nutrición. Durante el periodo 1998-2004 fue el Investigador principal, encargado de planificar y desarrollar el programa de investigación en el tópico de Nutrición Acuícola. Fue co-autor del programa de Nutrición para el Curso de Maestría en Acuicultura Marina desarrollado por la Universidad de Ghent (Bélgica) y la Escuela Superior Politécnica del Litoral (ESPOL, Ecuador). Ha sido profesor de pregrado y postgrado de la ESPOL, catedrático de la Universidad Península de Santa Elena y profesor adscrito de las Universidades Ciencias Aplicadas y Nacional de Colombia. Ha dirigido alrededor de 15 tesis de Licenciatura y Maestría relacionado a Nutrición de camarones, publicado mas de 40 artículos en Revistas científicas y técnicas, co-autor de manuales y libros, y ponente en Congresos y Seminarios nacionales e internacionales. Fue Jefe del Subproyecto II.8.3 “Estrategias de alimentación y manejo de la productividad natural en estanques para camarón”, auspiciado por el programa de Ciencia y Tecnología para el Desarrollo (CYTED) organismo que reúne a investigadores de la región Iberoamericana. Adicionalmente, ha tenido la oportunidad de revisar y asesorar el plan de investigación y desarrollo, y Laboratorios de Control de Calidad de fábricas de alimentos balanceados.

César Molina-Poveda

De los editores

I

Entre 2004 y 2007 fue Gerente de Investigación y Desarrollo de Empacadora Nacional C.A. (ENACA) compañía que estuvo dedicada a la producción y exportación de camarón y tilapia y que fue parte de la Corporación PRONACA. Actualmente se desempeña como Gerente Zonal de la Línea Acuícola de PRONACA dando Asistencia Técnica a productores de camarón y tilapia en Ecuador y brindando soporte técnico en la formulación de los balanceados de camarón y tilapia que comercializa PRONACA. Miembro de la World Aquaculture Society (WAS) y Tesorero electo del Capítulo Latinoamericano y del Caribe de la WAS.

POSICIÓN ACTUAL:Dr. César Molina-PovedaGerente Zonal Línea AcuícolaNegocio PecuarioProcesadora Nacional de Alimentos C.A. (PRONACA) Km 6,5 vía Duran TamboMóvil +593-9-9092371 o +593-9-6010318E-mail: [email protected] o [email protected] - Ecuador

II

Estrategias de Alimentación en la Etapa de Engorda del Camarón

De nacionalidad Mexicana, obtuvo el grado de Ingeniero Bioquímico con mención honorífica por parte del Instituto Tecnológico y de Estudios Superiores de Monterrey (1982) (México). Estudió su Maestría y Doctorado en el Departamento de Zoología de la Universidad de Queensland, Australia (1989). Para dichos estudios, recibió becas del “Australian International Development Assistance Bureau” (Australia) y del Consejo Nacional de Ciencia y Tecnología (CONACYT) (México). Desde 1989, es miembro del Sistema Nacional de Investigadores (Nivel II) y cuenta con más de 66 publicaciones internacionales, así como aproximadamente 90 participaciones en congresos internacionales. También, ha publicado varios libros, capítulos de libro, así como un manual para la transferencia del cultivo de langosta de agua dulce. El Dr. Villarreal es integrante de diferentes comisiones editoriales de revistas, tales como Ciencias Marinas, Hidrobiología, “Aquaculture”, “Aquaculture Research”, “Journal of the World Aquaculture Society”, Hidrobiológica y “Freshwater Crayfish”. Ha dirigido 13 tesis de doctorado, 7 de maestría, así como 13 de licenciatura. Por otro lado, ha impartido diversos cursos a nivel postgrado y licenciatura en diferentes instituciones de educación superior, como profesor titular o invitado. También, ha sido evaluador del Programa Nacional de Postgrado (2006). Es actualmente miembro de la Academia Mexicana de Ciencias, A.C., de la “World Aquaculture Society” (WAS), así como del Capítulo Latinoamericano y del Caribe de la WAS.

El Dr. Villarreal se ha especializado en la nutrición de crustáceos y cultivo de langosta de agua dulce; sin embargo, colabora activamente sobre temas tales como los esquemas de producción y la fisiología de especies acuáticas. Para el desarrollo de sus investigaciones, ha recibido financiamiento de varias agencias (CONACYT, IFS, CYTED). Entre 2002 y 2006, fue coordinador del Proyecto de

Humberto Villarreal- Colmenares

De los editores

III

Investigación II.8 “Optimización de alimentos y estrategias de alimentación para una camaronicultura sustentable” (Ciencia y Tecnología para el Desarrollo, CYTED). Durante los últimos años, ha participado en la transferencia de conocimiento al sector productivo en México y países como Australia, Panamá, Nicaragua y Ecuador. Recientemente, fue coordinador del Plan Rector Nacional de Acuacultura para la República Mexicana.

Actualmente, el Dr. Villarreal es coordinador del Programa de Acuicultura del Centro de Investigaciones Biológicas del Noroeste, S.C. en México.

IV


1. Luís Rafael Martínez Córdova Universidad de Sonora DICTUSBlvd. Luis Encinas y Rosales s/n, Hermosillo, Sonora, 83000(662)[email protected]

2. Walter QuadrosUniversidad Federal de Santa CatarinaLaboratorio de Camarones MarinosCEP88062-601 Florianopolis (SC)C.P.10.136(48) [email protected]

3. César Molina PovedaProcesadora Nacional de Alimentos C.A. (PRONACA)K,. 6.5 via Duran Tambo([email protected]

4. David Villarreal CavazosUniversidad Autónoma de Nuevo León.Facultad de Ciencias Biológicas, Programa Maricultura, Cd. UniversitariaAp. F56, San Nicolás de los Garza, Nuevo León 66450(8)[email protected]

De los autores

V

5. Nelson Montoya

6. Héctor Nolasco SoriaCentro de Investigaciones Biológicas del Noroeste, S.C.Mar Bermejo 195, Col. Playa Palo de Santa Rita, 23090, La Paz,B.C.S(612)123-84-84 ext. [email protected]

7. Fernando VegaUniversidad de GuadalajaraCentro Universitario de la CostaDepartamento de Ciencias Médicas y BiológicasAv. Universidad No.203 Delegación Ixtapa, 48280 Puerto Vallarta, Jalisco(322)[email protected]

8. Ramón Casillas HernándezInstituto Tecnológico de Sonora5 de febrero 818 sur, Cd. Obregón Sonora(644)410-09-00 ext. 2107rcasillas @itson.mx

9. Olimpia CarrilloFacultad de BiologíaUniversidad de La HabanaCalle 25 No. 455, Vedado. Cd. de la Habana, Cuba(537)8321321

10. Tsai García GalanoCentro de Investigaciones Pesqueras5ta ave y 248, Barlovento, Cd. de La Habana, Cuba(537)[email protected]

11. Iliana FragaCentro de Investigaciones Pesqueras5ta ave y 248, Barlovento, Cd. de La Habana, Cuba(537)2097875

12. Carlos H. Lechuga Devéze Centro de Investigaciones Biológicas del Noroeste, S.C.Mar Bermejo 195, Col. Playa Palo de Santa Rita, 23090, La Paz,B.C.S

VI


(612)123-84-84 ext. [email protected]

13. Francisco Javier Magallón BarajasCentro de Investigaciones Biológicas del Noroeste, S.C.Mar Bermejo 195, Col. Playa Palo de Santa Rita, 23090, La Paz,B.C.S(612)123-84-84 ext. [email protected]

14. Humberto Villarreal ColmenaresCentro de Investigaciones Biológicas del Noroeste, S.C.Mar Bermejo 195, Col. Playa Palo de Santa Rita, 23090, La Paz,B.C.S(612)123-84-84 ext. [email protected]

VII

César Molina-Poveda, Humberto Villarreal-Colmenares Editores

Prólogo

IX

Originalmente, la engorda de camarón se realizaba en sistemas extensivos y semi-intensivos donde los organismos, además de consumir el alimento balanceado suministrado, también utilizan el aporte substancial que hace la biota del estanque para su nutrición. En los últimos años se han desarrollado sistemas más intensivos, involucrando el desarrollo de dietas con mejor composición nutricia, que requieren un mejor manejo del alimento y la alimentación, y de nuevas estrategias como es el uso de floculaciones ó “flocs” bacterianos.

Actualmente, las fórmulas alimenticias y los esquemas de alimentación deben satisfacer los requerimientos nutricionales de la especie, considerando el aporte que realiza la productividad natural. Una mejor comprensión de las preferencias alimenticias y de la utilización del alimento es esencial para optimizar el uso de nutrientes y reducir la contaminación ambiental. Considerando que el alimento balanceado representa alrededor de 50% de los costos de producción, es cada vez más importante diseñar estrategias encaminadas a mejorar la eficiencia del uso del alimento balanceado a fin de incrementar la rentabilidad del cultivo y reducir el impacto que tiene sobre el ambiente.

En Latinoamérica existe un enorme potencial de crecimiento para la producción de peces y mariscos de alta calidad, que cumplan con los estándares ambientales y sanitarios más exigentes. Para ello, es importante reconocer que la innovación tecnológica impulsa el crecimiento económico y genera ventajas competitivas en una economía globalizada. En el caso de la camaronicultura, la caída de precios, el incremento en el costo de los insumos y la competencia con otras industrias para el uso de bienes y servicios, conduce a la necesidad de elaborar estrategias ecoeficientes (World Business Council for Sustainable Development, WBCSD, 1995) basadas en el conocimiento científico, que preserve el medio ambiente y garantice la sustentabilidad de la industria a largo plazo.

En el 2006, mis colegas de CYTED, los Drs. Edemar Andreatta y Carlos Rosas, reflexionaban en su análisis sobre Perspectivas de la Investigación en Nutrición de Camarones Cultivados del libro sobre el Estado Actual y Perspectivas de la Nutrición de los Camarones Penéidos Cultivados en

X

Iberoamérica (Rosas, Carrillo, Wilson y Andreatta, eds.) que “la situación actual de la industria del cultivo de camarón impone retos que deberán ser superados aprovechando la infraestructura científica de los países productores”. De ahí que en la Red II-C del Subprograma II: Acuicultura de CYTED, nuestro coordinador y amigo, el Dr. Manuel Murillo propuso generar documentos de referencia en temas relevantes a la nutrición del camarón de cultivo, a fin de ofrecer información de utilidad al sector productivo de Iberoamérica. Para ello, mi labor de coordinación del Proyecto de Investigación Cooperativa II.8, “Optimización de alimentos y estrategias de alimentación para una camaronicultura sustentable” buscó conjuntar a líderes latinoamericanos y mundiales en este campo, para cumplir la tarea. Con la guía del Dr. Murillo en el Subprograma y del Dr. Andreatta, en la Red, y posteriormente con la dirección del Dr. José Luis Solleiro, en el área de Agroalimentación de CYTED, nos dimos a la tarea de cumplir el reto.

Como resultado, en el Proyecto se establecieron tres Subproyectos, cada uno con la tarea de generar un documento de referencia. El Subproyecto 1: “Estandarización de métodos químicos y biológicos para el análisis de los alimentos y sus efectos en la nutrición de camarones cultivados”, editó un documento que presenta las diferentes técnicas para determinar la digestibilidad in vivo e in vitro de insumos y dietas para camarón, y que será referencia obligada para todos aquellos que quieran formular adecuadamente sus raciones balanceadas. Por otro lado, el Subproyecto 2: “Evaluación de fuentes alternativas y aditivos empleados en la elaboración de alimentos para camarón”, ofrece información relevante sobre la calidad nutricia de un gran número de insumos y aditivos, en uso actual y con potencial de uso en la industria, así como estrategias de proceso y niveles de inclusión recomendados en dietas para camarón. Sin duda, esta información será de gran relevancia para la industria.

El Subproyecto 3: “Estrategias de alimentación y manejo de la productividad natural en estanques para camarón” destinó su esfuerzo a elaborar un documento que revisa procedimientos encaminados a la optimización del uso del balanceado en estanques para camarón.

Junto con mi colega editor, Dr. César Molina Poveda, y los investigadores participantes en este esfuerzo, esperamos que la información generada en este Manual sea de utilidad para Ustedes.

Dr. Humberto Villarreal ColmenaresCoordinador, Programa de Acuacultura

Centro de Investigaciones Biológicas del Noroeste, S. C.Agosto de 2008, La Paz, B.C.S., México.


ÍNDICE

1

2

2

3

5

5

56

9

9910

1112

1313

De los editores César Molina-Poveda Humberto Villarreal- ColmenaresDe los autoresPrólogoINDICE1. Introducción.

Luís Martínez-Córdova1.1. Importancia del alimento natural y artificial en el cultivo

del camarón1.2. Breve historia sobre los alimentos y alimentación

camaronicola1.3. Hábitos alimenticios de los organismos cultivados

2. Productividad natural. Walter Quadros, Luís Martínez-Córdova2.1. Caracterización y cuantificación de comunidades

fitoplanctónicas, zooplanctónicas y bentónicas.

2.1.1. Fitoplancton2.1.1.1. Caracterización y cuantificación del

Fitoplancton en los Estanques. 2 .1 .1 .1 .1 . Determinación de la b iomasa

fitoplanctonica2.1.1.1.2. Evaluación de la clorofila

2.1.2. Zooplancton.2.1.2.1. Caracterización y Cuantificación del

Zooplancton.2.1.3. Bentos.

2.1.3.1. Caracterización y evaluación del bentos en estanques.

2.2. Manejo de la productividad natural.2.2.1. Preparación de los Estanques y Promoción de

IIIIVIXXI

XII

Fitoplancton.2.2.2. Fertilizantes recomendados2.2.3. Régimen de fertilización.2.2.4. Cuando Fertilizar

2.3. Inductores de la productividad natural.2.3.1. Promoción del Zooplancton2.3.2. Promoción del Zoobentos.2.3.3. Promoción de la Comunidad Bacteriana.

3. Alimento artificial3.1. Características del alimento adecuado

César Molina-Poveda3.1.1. Composición nutricional 3.1.2. Consistencia, granulometría, tamaño y flotabilidad

del alimento3.2. Requisitos de validación del alimento artificial en granja

César Molina-Poveda, David Villarreal-Cavazos, Nelson Montoya

3.2.1. Finos3.2.2. Hidroestabilidad

3.2.2.1. Opción 1. Agitación horizontal3.2.2.2. Opción 2. Inmersión en agua.

3.2.3. Digestibilidad3.2.4. Índice de rancidez

3.2.4.1. Extracción y purificación de lípidos (Método de Bligh & Dyer)

3.2.4.2. Determinación del índice de peroxido (IP)3.2.4.3. Determinación del valor de anisidina en aceites

3.2.5. Micotoxinas3.2.6. Drogas Autorizadas y Prohibidas para su uso en

Medicina Veterinaria para Especies Acuícolas.3.2.6.1. Regulaciones de la FDA3.2.6.2. Regulaciones de la EMEA

3.3. Factores que afectan el consumo César Molina-Poveda, Héctor Nolasco-Soria, Fernando Vega, Ramón Casillas-Hernández, Olimpia Carrillo, Tsai García-Galano, Luís Martínez-Córdova

3.3.1. Características del alimento artificial3.3.1.1. Atractabilidad3.3.1.2. Palatabilidad3.3.1.3. Textura

23232527

3131

3132

34

34343535363738

38414247

4749

53

53535354

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XIII

3.3.2. Condiciones fisiológicas del camarón 3.3.2.1. Ciclo de Muda

3.3.2.1.1. Identificación de los estadios de Muda3.3.2.1.2. Manejo de la alimentación con base en el

ciclo de muda.3.3.2.2. Ritmo Circadiano

3.3.2.2.1. Preparación de los extractos enzimáticos.3.3.2.2.2. Clarificación de los extractos de

hepatopáncreas.3.3.2.2.3. Determinación de proteínas.3.3.2.2.4. Determinación de actividad proteolítica.3.3.2.2.5. Construcción de la curva de ritmo

circadiano de proteasas digestivas del camarón.

3.3.2.3. Talla3.3.3. Condiciones ambientales del estanque

3.3.3.1. Oxígeno disuelto3.3.3.2. Temperatura3.3.3.3. ph

3.4. Dosificación y distribución del balanceado en granja César Molina-Poveda, Walter Quadros, Luís Martínez-Córdova, Iliana Fraga

3.4.1. Formas de suministro del balanceado3.4.1.1. Al boleo: Manual o mecánica3.4.1.2. Comederos o charolas de alimentación

3.4.1.2.1. Instalación, localización y número de comederos.

3.4.1.2.2. Operación de comederos3.4.1.2.3. Mejoras en el Manejo y en el diseño de las

charolas.3.4.1.2.4. Perspectivas y discusión

3.4.2. Ajuste de la ración3.4.2.1. Mediante tablas de alimentación

3.4.2.1.1. Estimación de la biomasa en el estanque3.4.2.2. De acuerdo al consumo aparente

3.4.2.2.1. Criterios para el ajuste de la alimentación3.4.2.3. De acuerdo a la disponibilidad del alimento

natural3.4.3. Frecuencia

3.5. Impacto del alimento y de la alimentación en el sistema de cultivo y cuerpos receptores Carlos Lechuga, Francisco Magallón

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César Molina-Poveda, Humberto Villarreal-Colmenares Editores

XIV

3.5.1. Procedimiento3.5.2. Interpretación de resultados3.5.3. Capacidad de intercambio de agua.3.5.4. Capacidad de proceso de N y P. 3.5.5. Capacidad de incorporación de N y P a la cadena

trófica. 3.5.6. Capacidad de carga del sistema acuático receptor. 3.5.7. Recomendaciones

4. Planificación y administración del uso del balanceado en granja. Iliana fraga4.1. Abastecimiento de insumos y balanceado4.2. Almacenamiento4.3. Planillas de control

5. Perspectivas de la nutrición y alimentación en sistemas de cultivo. Humberto Villareal-Colmenares, César Molina-Poveda5.1 Nutrición, genómica funcional y selección5.2 Fuentes alternas de proteína 5.3 Prebióticos y Probióticos5.4 Contribución del alimento y la productividad natural al

requerimiento nutricional5.5 Alimentos menos contaminantes5.6 Alimentación y Ambiente5.7 Alimento orgánicos y de finalización

Referencias

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89

898991

95959595

979899

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101

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La acuacultura de camarón enfrenta algunos retos importantes para consolidarse como una actividad económicamente viable y ecológicamente sustentable. Entre los más importantes destaca el de maximizar la eficiente utilización de los nutrientes en las dietas mediante la formulación de alimentos cada vez mejores, así como la implementación de adecuadas prácticas de manejo del alimento y de la alimentación.

El alimento y la alimentación son importantes porque representan entre 30 y 40% del total de costos operativos de la actividad y además constituye la principal fuente de deterioro de la calidad del agua, lo cual repercute en una pobre respuesta productiva de los organismos en cultivo y en la rentabilidad económica del mismo. La carga orgánica para producir 1.000 kg de camarón puede ir desde 500 hasta 1.625 kg dependiendo si factor de conversión alimenticia se incrementa desde 1 hasta 2,5. En la misma proporción aumenta aproximadamente la concentración de nitrógeno y fósforo en la descarga.

Una buena cantidad del carbón orgánico que se introduce al sistema a través del alimento no es aprovechado directamente por el camarón, pero puede serlo cuando éste pasa a formar parte de los detritos, que son una buena fuente de alimentación para la mayoría de las especies comerciales de camarón. También puede ser aprovechado indirectamente a través de diferentes organismos de la cadena trófica de los estanques. El aprovechamiento de la productividad natural en los sistemas de cultivo es una de las estrategias más ampliamente recomendadas para minimizar la necesidad de alimento formulado y disminuir el impacto ambiental de los efluentes. La contribución del alimento natural, puede llegar a ser de hasta un 70% de los requerimientos del camarón en los sistemas menos intensivos y va

1Introducción

1.1. Importancia del alimento natural y artificial en el cultivo del camarón

Luís Martínez-Córdova

disminuyendo a medida que aumenta la intensificación del sistema (Tabla 1). En sistemas semiextensivos o semiintensivos, la productividad natural puede soportar la alimentación de la población en cultivo hasta por aproximadamente 30 días a partir de la siembra de postlarvas (entre el 20 y el 30% de la duración de un ciclo típico), dependiendo de la densidad de siembra. Se calcula que la biomasa crítica se ubica entre 100 y 300 kg/ha, después de lo cual será necesaria la utilización de alimento complementario. En sistemas intensivos e hiperintensivos, como se manejan hasta hoy, la contribución de la productividad natural es prácticamente nula, sin embargo ya algunos de estos sistemas están manejando la productividad bacteriana en la nutrición del camarón, como se detalla en secciones posteriores.

Tabla 1. Aporte de de la productividad natural y alimento artificial a la alimentación del camarón de acuerdo a la intensidad del cultivo.

Cultivo

Alimento Natural Alimento Artificial

Extensivo

xxx

x

Semintensivo

xx

xx

Intensivo x xxx

1.2. Breve historia sobre los alimentos y alimentación camaronicola

En los inicios de la camaronicultura, la engorda se llevaba a cabo en sistemas extensivos, y posteriormente en semi-extensivos y semi-intensivos. De ahí se empezaron a desarrollar sistemas de mucha mayor intensificación. El manejo del alimento y la alimentación en este tipo de sistemas, han variado significativamente a través del tiempo, tanto en lo referente al tipo de alimento como a las estrategias de alimentación. En principio se utilizaron alimentos formulados en las propias granjas, en base a subproductos agrícolas. Posteriormente se fabricaron dietas simples similares a las utilizadas para aves y mamíferos, con baja estabilidad en el agua y formulaciones poco específicas. Poco a poco estas dietas se fueron modificando para su utilización en ambientes acuáticos, así como para cubrir los requerimientos específicos del camarón en general. Sin embargo, por algún tiempo se siguieron utilizando dietas similares para todas las etapas, especies y sistemas de cultivo. Posteriormente el avance en el conocimiento de los requerimientos nutricionales de diferentes especies de camarones comerciales y en sus diferentes etapas de desarrollo, llevaron a la formulación de dietas mucho más específicas. En la actualidad las dietas no solamente contemplan el contenido de nutrimentos en general como proteínas, lípidos, carbohidratos, etc. sino que ya se contemplan los requerimientos de aminoácidos o de ácidos grasos específicos para cada una de las especies y situaciones de cultivo.

2


Con el devenir del tiempo y ante la presión de ser menos contaminantes con el medio ambiente, ha cobrado fuerza la tendencia de formular alimentos balanceados que cubran los requerimientos para un desarrollo óptimo del organismo en cultivo, con el menor impacto posible al ambiente, denominándose a éstos, alimentos “amigables”. En la formulación de estos alimentos se consideran ingredientes de alta digestibilidad y se utilizan atractantes muy efectivos de tal manera que el alimento sea consumido y digerido en el menor tiempo posible, minimizando de esta manera la pérdida de nutrientes por lixiviación, disolución o degradación bacteriana.

1.3. Hábitos alimenticios de los organismos cultivados

La mayoría de las especies que se cultivan en el mundo, tienen hábitos alimenticios omnívoros, basando su alimentación en elementos de origen vegetal, animal, bacteriano o detritos. Los juveniles de camarones peneidos utilizan en su alimentación material vegetal, ya sea directamente, a través de las presas o en los detritos. Las algas epifitas son la principal fuente de carbón orgánico para algunas especies de camarón. Sin embargo existen marcadas diferencias respecto a la preferencia que cada especie tiene por algún tipo de alimento en particular. De las especies cultivadas en América, Litopenaeus stylirostris tiene mayor preferencia carnívora que Litopenaeus vannamei el cual consume sin problemas alimentos de origen vegetal o detritus. Estas preferencias tienen que ver con la composición del alimento suplementario que se le debe proporcionar a estas especies. Así, L. stylirostris no se desarrolla bien con dietas cuyo contenido proteico sea menor de 35%. En cambio L. vannamei puede crecer adecuadamente con alimentos comerciales de 25% de proteína con una relación proteína animal:vegetal de 1:1 (Lawrence y Houston, 1993) e inclusive menores cuando hay una buena productividad natural (Martinez-Cordova et al. 1998; Martínez-Córdova., 2002; Martínez-Córdova et al. 2003).

3

Introducción Luís Martínez-Córdova

2Productividad natural

2.1.Caracterización y cuantificación de comunidades fitoplanctónicas, zooplanctónicas y bentónicas

El objetivo fundamental de este capítulo es orientar a los encargados de granjas de cultivo de camarón, particularmente extensivas y semi-intensivas, sobre la manera de manejar adecuadamente tanto el alimento natural como el formulado, a fin de lograr una mayor producción y una mejor calidad del agua tanto en los estanques como en los efluentes.

Los principales productores primarios en cualquier ecosistema acuático, incluyendo por supuesto sistemas de cultivo, son: las bacterias autótrofas y heterótrofas, el fitoplancton, el fitobentos y las macrofitas. El fitoplancton es en la mayoría de los casos, la comunidad que tiene una aportación más importante en cuanto a biomasa, aunque las bacterias pueden llegar a representar una contribución significativa, cuando son manejadas adecuadamente. 2.1.1. Fitoplancton

Es la comunidad formada por pequeños organismos heterótrofos (generalmente microscópicos), que pudiendo tener movimientos propios, su distribución esta mayormente influenciada por los movimientos de la masa de agua (oleaje, mareas, etc.).

El mantener un florecimiento vigoroso de fitoplancton desde antes de la siembra del camarón y durante el ciclo completo de cultivo, contribuirá eficientemente a mantener una adecuada calidad del agua en los estanques, a través de diferentes mecanismos tales como: incremento del oxígeno, abatimiento de metabólitos, regulación del pH, prevención del desarrollo de algas filamentosas y aumento del apetito del camarón (Wyban y Sweeney, 1991)

No cualquier tipo de microalga es adecuada en un estanque de cultivo de camarón. Las diatomeas y algunas flageladas son considerados organismos

Walter Quadros, Luís Martínez-Córdova

deseables. Sin embargo otras como las cianofitas, se consideran especies indeseables ya que algunas son tóxicas para los organismos cultivados o les dan olores y sabores indeseables.

A continuación se dan algunos valores de densidades deseables de diferentes grupos de microalgas.

Componente del fitoplancton Células/mlMínimo Máximo

Bacillariophytes y Chrysophytes (diatomeas)

20.000

Chlorophytes (algas verdes)

50.000

Cyanophytes (algas azul-verde)

10.000

40.000

Dinophytes (dinoflagellates)

---------- 500

Total de células en el fitoplancton 80.000 300.000

Tabla 2. Densidades deseables de fitoplancton (células/ml) en estanques de cultivo semiintensivo de camarón (adaptado de Clifford, 1994).

2.1.1.1. Caracterizacion y cuantificación del Fitoplancton en los Estanques

Es muy importante conocer que especies de fitoplancton están presentes en nuestro sistema de cultivo y en que cantidades o biomasas.

Para la caracterización es necesario llevar a cabo la siguiente rutina:

a) Toma de muestras. Las muestras pueden ser tomadas de diferentes maneras dependiendo del propósito, abundancia y el tamaño de los estanques:

a. Directamente del agua del estanque en botellas de 250ml cuando hay abundancia de fitoplancton o en botellas de 2.000 ml cuando es escasa en fitoplancton.

b. Con la Botella Van-Dorn horizontal o vertical a media columna de agua ó en diferentes niveles de la columna de agua si se quiere realizar alguna determinación en particular.

c. O con redes de arrastre, con o sin medidor de flujo, para estanques grandes y con baja concentración de fitoplancton.

b) Fijación. Cuando las muestras no van a ser analizadas de inmediato, es necesario preservarlas. Para ello se utiliza una solución formol al 5 % o de lugol al 10%, que a la vez sirve para la tinción de las células. La solución de lugol se prepara de la siguiente manera:Disolver en 300 ml de agua destilada 50 g de Iodo (I ), 100 g Ioduro de potasio 2

(KI) y 100 g de ácido acético (CH COOH), seguidamente enrasar a un litro con 3

6


Figura 1. Cámara Sedwick-Rafter

agua destilada. La solución preparada deber ser almacenada en botella de vidrio ámbar y mantenida en la oscuridad.

c) Identificación. Para propósitos prácticos no es necesario identificar hasta especie ni género sino al nivel de grupo mayor como clase (Cloroficeas, Dinoficeas, etc.). Para ello son útiles las claves de identificación de Hendey (1964); Tomas et al. (1993); Tomas y Throndsen (1993) y Tomas (1996, 1997); Hasle y Syvertsen (1997).

d) Evaluación. La evaluación de esta comunidad se puede hacer por la cuantificación del número de células o por estimación de la biomasa fitoplanctónica.

La muestra tomada como se mencionó anteriormente, se concentra por 5sedimentación en probeta cuando la densidad no es superior a los 10

células/ml o es necesario diluir con agua de mar filtrada cuando la muestra 8 6contiene más de 10 células/ml, para tener una densidad aproximada a 10 .

Para el conteo se pueden utilizar las cámaras Sedwick Raffter (Fig. 1) o los hematocitómetros o cámara Neubauer (Fig. 2). En la Cámara Sedwick Raffter las células que pueden ser contadas son aquellas que midan mayor a 30 micras con densidades entre 30 y 10,000 células/ml, con los objetivos de 10 x o 20 x.

7

Productividad natural Walter Quadros, Luís Martínez-Córdova

Base de la cámara

Cubre hematocitómetro

Base de la placa

Rejillas cuadriculadas

Borde exterior

Figura 2. Hematocitómetro o Cámara Neubauer

Para la cuantificación se cuentan las células depositadas en el fondo de 10 a 30 campos de la cámara, que incluirían entre el 90 y 95 % de las especies presentes.

El cálculo para el conteo es el siguiente:3No. Cél/ml = (N*1.000 mm )/(A*P*C)

Donde:N = número de células contadas por campo

3A = área del campo (mm )P = profundidad de la cámara (1 mm)C = Número de campos contados

Otra forma de cuantificar es multiplicando el numero total de células contadas por el factor a continuación descrito y dividiendo para el numero de campos contados.

Factor= Área del rectángulo de la cámara / Área del objetivo

Después de haber contado en los campos se realiza un barrido de toda la cámara tomando en cuenta solo los organismos que no fueron contados en los campos. La cantidad contada de organismos como copépodos, rotíferos se multiplican por un factor de 1.

El uso de la cámara Neubauer de 0,1 mm con capacidad de 1,8 µl es recomendable cuando se quiere cuantificar algas de un tamaño inferior a 30 micras

5 6y densidades celulares de 0,5 x 10 hasta 10 x 10 células/ml. Los conteos se realizan en los 4 cuadros de las esquinas, los cálculos se llevan a cabo con la siguiente fórmula:

No. Células/ml = C / 4 * 10.000 Donde C = Número de células contadas en los 4 cuadros

8


El resultado final de células por ml presentes en la muestra de agua se lo obtiene de la suma del barrido y conteo de los 10 a 30 campos de la cámara Sedwick-Rafter, y de lo cuantificado en cámara Neubauer

2.1.1.1.1. Determinación de la biomasa fitoplanctonica

Se recomienda seguir la rutina que se detalla a continuación:•Secar los filtros GFC de 47 mm a peso constante (70 ºC)•Filtrar un volumen conocido (con bomba de vacío).•Secar los filtros con las microalgas en estufa a 85 ºC durante 8 horas y pesar. •Incinerar seguidamente los filtros en una mufla a 490-500 °C por 12 horas y pesar de nuevo.

Cálculo de biomasa fitoplanctónica por diferencia de peso

Biomasa = Peso de filtro con microalgas secado – Peso de filtro incinerado

2.1.1.1.2. Evaluacion de la clorofila

Es necesario llevar a cabo los siguientes pasos:•Filtrar un volumen conocido a través de filtros GFC de 47 mm.•Congelar a –60°C•Adicionar de 10-12 ml de acetona al 90%•Macerar en tubo cónico y centrifugar a 3.000 rpm•Aforar con acetona a 15 ml y refrigerar por 12 horas•Centrifugar 10 min a 3.000 rpm.•Leer en un espectrofotómetro o colorímetro la absorbancia (A) a 665, 645 y 630 nm. El blanco es solamente acetona al 90 % y se lee a 750 nm

•Clorofila a = 11.6 (A665) – 1.31 (A645) – 0.14 (A630)••Clorofila b = 20.7 (A645) – 4.42 (A630) – 4.34 (A665)••Clorofila c = 55 (A630) – 4.64 (A665) – 16.3 (A645)

3Las concentraciones de clorofila se reportan en µg/L o mg/m , que son equivalentes.

En ecosistemas acuícolas los productores secundarios están representados principalmente por el zooplancton y el zoobentos.

2.1.2. Zooplancton

Esta comunidad está conformada por una extensa variedad de organismos, que incluyen estadios larvales, juveniles y adultos de prácticamente todos los grupos zoológicos acuáticos.

9


De acuerdo a su tamaño el zooplancton se clasifica de la siguiente manera:

Microzooplancton: < 0,2 mmMesozooplancton pequeño: 0,2 a 1 mmMesozooplancton grande: Colectado por mallas de 1 mmMacrozooplancton: Entre 2 y 10 cm

Las tres primeras categorías pudieran ser de mayor importancia como parte del alimento del camarón. Para postlarvas, el microzooplancton sería el elemento importante. Para juveniles el mesozooplancton sería de mayor utilidad.

Los principales organismos del zooplancton utilizados como alimento por el camarón son: nauplios de copépodos, copépodos adultos, larvas de poliquetos, larvas de insectos chironomidos y rotíferos.

Existen recomendaciones de abundancia de zooplancton para obtener un real beneficio como alimento del camarón cultivado. La tabla 3 presenta un promedio de varias recomendaciones.

Grupo Abundancia recomendada (org/ml)

Copépodos

2 a 50

Rotíferos

2 a 50

Protozoarios 10 a 150

Larvas de poliquetos 2 a 20

Tabla 3. Promedio de organismos del zooplancton recomendados en estanques de cultivo de camarón.

2.1.2.1 Caracterización y Cuantificación del Zooplancton

Toma de Muestras. Para tomar muestras representativas de zooplancton en estanques de cultivo, se pueden utilizar dos métodos. El primero, generalmente utilizado para estanques pequeños (<2ha) consiste en utilizar una cubeta de 10 a 20 L, con una ventana de malla plástica de 0,1 mm de abertura. Esta cubeta se introduce hasta la mitad de la columna de agua y se toma por la boca de la cubeta la muestra en al menos tres puntos del estanque. El filtrado se hace pasar por una serie de tamices de 64, 193 y 341 micras, cada una de las fracciones se coloca en botellas de plástico de 1 L.

El segundo método (para estanques >5ha), consiste en utilizar un muestreador de arrastre con la misma abertura de malla y hacer un recorrido en zigzag por todo el estanque. Posteriormente se recoge el filtrado y se le da el mismo tratamiento que en el caso anterior.

10


Preservación. Para la preservación de los organismos se puede utilizar formalina al 4% neutralizada o bien alcohol etílico o isopropílico al 70%.

Tinción. Para una mejor visualización de los organismos al microscopio es útil realizar una tinción que puede ser a base de rosa de bengala. La cantidad a añadir depende de la estimación de la biomasa de organismos en la muestra; normalmente unos 50 mg/L son suficientes

Identificación. Para la identificación se toma una submuestra representativa, lo cual se puede hacer mediante un fraccionador Folsom (Fig. 3). El número de subdivisiones será de acuerdo a la concentración de organismos. La submuestra se coloca en una placa de conteo o se puede utilizar también la cámara Sedwick-Raffter o bien una caja de Petri cuadriculada. La observación y conteo de organismos se realiza con la ayuda de un microscopio estereoscópico. Para muestras muy concentradas se eligen algunas de las cuadrículas y se obtiene el promedio y se multiplica por el número de cuadrículas totales. Para la identificación de los organismos se recomienda utilizar las claves de Newell y Newell (1963) y Smith (1977).

Figura 3. Fraccionador Folsom.

2.1.3. Bentos

Dentro del bentos se encuentran organismos de grupos taxonómicos muy diferentes, desde bacterias hasta peces. Estos organismos están implicados en la mayoría de los procesos físicos y químicos que ocurren en el ecosistema.

No se ha encontrado en la literatura recomendaciones específicas sobre las densidades o biomasas deseables de organismos bentónicos en los estanques de

11


cultivo, sin embargo diversos autores han reportado que densidades tan altas 2 2como 10.000 org/m y biomasas de hasta 5 g/m pueden ser encontradas sin

problemas aparentes para el camarón, incluso con efectos positivos sobre su crecimiento.

2.1.3.1. Caracterización y evaluación del bentos en estanques

Muestreo

Para el muestreo del epibentos se puede utilizar una pala manual cuadrada con agujeros que permitan la filtración del agua o bien un muestreador de arrastre como se muestra en la figura 4.

Para muestrear los organismos de la infauna se utiliza un nucleador (core sampler), el cual puede ser de una marca comercial o fabricado artesanalmente con PVC, tal como se muestra en la figura 5. Con este muestreador se extrae el sedimento de varios puntos del estanque hasta una profundidad de 10 a 15 cm, y posteriormente se lleva a cabo la rutina siguiente:

•Pasar por una serie de tamices de 0,5, 1 y 5 mm•Lavar•Separar los organismos•Depositar en botellas de plástico•Añadir alcohol o formalina•Añadir Rosa de Bengala

Figura 4. Muestreador de epibentos.

Figura 5. Nucleador artesanal de bentos

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La identificación se lleva a cabo visualmente, utilizando un microscopio estereoscópico para organismos muy pequeños. Son útiles las claves de Brusca (1972) y Keen (1971) para la identificación.

2.2. Manejo de la productividad natural

2.2.1. Preparación de los Estanques y Promoción de Fitoplancton

Para lograr un adecuado desempeño del camarón en el cultivo, es necesaria una rutina de manejo de estanques que incluyen actividades tales como: preparación y acondicionamiento del fondo, fertilización y llenado. El objetivo de este manejo es establecer y mantener las condiciones ambientales óptimas para las postlarvas y juveniles, eliminar predadores y competidores, provocar el menor estrés posible y la promoción y manejo de la productividad natural.

La preparación y acondicionamiento del fondo incluye:1. El arado que tiene como propósito el secado y oxidación de la materia

orgánica residual de cultivos anteriores y eventualmente para eliminar organismos indeseables que hayan quedado enterrados.

2. El encalado, que se utiliza para ajustar el pH a niveles de 7-8, así como la dureza y alcalinidad. El uso de cal debe ser cuidadosamente evaluado ya que bajo algunas circunstancias puede ser no recomendable por presentar problemas para el desarrollo del fitoplancton entre otras cosas.

Para el encalado se utilizan diversos materiales tal como se indica en la tabla 4.

País Producto Valor de neutralización (%)

Eficiencia de neutralización (%)

Estados Unidos Cal agrícola

CO3Ca

91 53

Cal agrícola

peletizada

100 -

Cal hidratada

Ca(OH)2

142 142

Ecuador Cal agrícola 98 74

México Cal agrícola 82 56

Cal comercial

131

83

Tailandia Cal agrícola 97 98

Cal comercial 125 80

Tabla 4. Productos utilizados para ajuste del pH del suelo en diferentes países en estanques de cultivo de camarón.

13


El producto calcáreo a escoger para el encalado debe estar en función de

su valor neutralizante y su tamaño de partícula. El primero determina la cantidad

de acido que puede ser neutralizado por una determinada cantidad de cal,

mientras que el segundo dicta la velocidad de disolución para neutralizar la

acidez. Las cantidades a utilizar dependen del pH presente y del tipo de suelo del

estanque tal como se especifica en la tabla 5.

3. La fertilización, que tiene como objetivo fundamental, proveer los

nutrientes necesarios para el desarrollo de una comunidad fitoplanctónica sana,

vigorosa y en fase de crecimiento acelerado, con especies deseables como

diatomeas. A partir de esta comunidad se desarrollarán una extensa gama de

organismos que el camarón puede utilizar como fuente de alimentación.Aunque la fertilización orgánica de estanques con excretas de animales

terrestres reduce los cotos de producción, su disponibilidad y composición es

variable. La fertilización con sales minerales facilita el ajuste de los niveles de cada

nutriente y con ellos no hay problema de eutrofización o posible contaminación. En la fertilización es muy importante tomar en cuenta la proporción

nitrógeno:fósforo, ya que de ella depende en gran medida el tipo y la

concentración de microalgas que se van a desarrollar. Tasas de 5:1 favorecen el

florecimiento de dinoflagelados y flageladas y 15-20:1 promueven mayormente el

desarrollo de diatomeas; en tanto que mayores proporciones de nitrógeno

incrementan la producción de cianofitas.Para el desarrollo de diatomeas, que son las microalgas mayormente deseadas en

el cultivo, se recomienda que el fósforo reactivo este siempre por arriba de 0,1

mg/L; no agregar fertilizante nitrogenado cuando haya suficiente; cuando el

nitrógeno esté alto agregar fósforo para balancear la relación y aplicar sílice

cuando esté por debajo de 1 mg/L.

Kg de CaCO3/hapH de suelo

Arcilloso Arcillo-arenoso Arenoso

< 4

14.320

7.160 4.475

4,0-4,5

10.780

5.370 4.475

4,6-5,0

8.950

4.470 3.580

5,1-5,5

5.370

3.580 1.790

5,6-6,0

3.580

1790 896

6,1-6,5

1.790

1790 0

> 6,5 0 0 0

Tabla 5. Cantidad de cal recomendada de acuerdo al pH y tipo de sueloFuente: Boyd (1990)

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Nutrientes Concentración (mg/l) NITRÓGENO TOTAL

2 – 4

Amonio

< 1.0

Nitratos

~ 2.0

FÓSFORO TOTAL

~ 1.0

Fosfato reactivo

~ 0.4

SILICE > 1.0

Tabla 6. Niveles de nutrientes totales recomendados para los estanques de camarón.

2.2.2. Fertilizantes recomendados

Entre los fertilizantes que se recomienda estan la urea como fuente de nitrógeno (N) por ser barato, efectivo y tener poco impacto en el ambiente. En el caso del fósforo (P) es importante tomar en cuenta la solubilidad de la fuente, aunque el precio también influye. Por ejemplo, el ácido fosfórico es muy efectivo pero es caro.

El superfosfato triple (SPT) es menos soluble y sin embargo el más usado.El fosfato diamónico y monoamónico se disuelven más rápido y además

aportan nitrógeno. Como fuente de sílicio (Si), se utilizan el metasilicato de sodio líquido o anhidro aunque por su alto costo se recomienda aplicar solo cuando es absolutamente necesario.

2.2.3. Régimen de fertilización

No existe un régimen de fertilización que pueda ser utilizado de manera universal, ya que la eficiencia de la fertilización depende de numerosos factores tales como: características del estanque (incluyendo el tipo de suelo), estacionalidad (vgr. temporada de lluvia y sequía), características del agua de abasto, densidad de siembra, época del año, variables ambientales, entre otros. De acuerdo a esto, cada granja deberá determinar cual es el régimen de fertilización que mejor funciona para cada época y para cada situación (e inclusive en ocasiones para cada estanque).

La tabla 7 presenta la composición de los fertilizantes comerciales más comúnmente utilizados para acuacultura.Con esta información, es posible calcula el aporte de nutrientes (N, P, Si) de acuerdo al fertilizante utilizado, de la siguiente manera:

15


Porcentaje

Fertilizante N P2O5 (P) K2O

Urea

45

0

0

Nitrato de calcio

15

0

0

Nitrato de sodio

16

0

0

Nitrato de amonio

33-35

0

0

Sulfato de amonio

20-21

0

0

Superfosfato triple (SPT)

0

44-54

(19-24) 0

Fosfato monoamónico

12

48

(12)

0

Fosfato diamónico

18

48 (24)

0

Metafosfato de cálcio

0

62-64

0

Nitrato de potasio

13

0

44

Sulfato de potasio 0 0 50

Tabla 7. Contenido de nitrógeno, fósforo y potasio presente en los principales fertilizantes usados en camaronicultura.

Porcentaje de nitrógeno (N) proveniente del amonio (NH )4

Masa molecularN = 14 x 1 = 14H = 1 x 4 = 414 + 4 = 1814 x 100 / 18 = 77,8%

Nivel (%) de nitrógeno presente en el nitrito (NO )2

Masa molecularN = 14 x 1 = 14O = 16 x 2 = 3214 + 32 = 4614 x 100 / 46 = 30,4%

Porcentaje de nitrógeno proveniente del nitrato (NO )3

Masa molecularN = 14 x 1 = 14O = 16 x 3 = 4814 + 48 = 6214 x 100 / 62 = 22,6%

16


Nivel (%) de nitrógeno presente en el nitrato de calcio (Ca(NO ) )3 2

Masa molecularCa = 40 x 1 = 40N = 14 x 2 = 28O = 16 x 6 = 9640 + 28 + 96 = 16428 x 100 / 164 = 17.1%

Nivel (%) de fósforo (P) presente en el ortofosfato (PO )4

Masa molecularP = 31 x 1 = 31O = 16 x 4 = 6431 + 64 = 9531 x 100 / 95 = 32.6%

Porcentaje de fósforo proveniente del SPT (46% P O )2 5

Masa molecularP = 31 x 2 = 62O = 16 x 5 = 8062 + 80 = 14262 x 100 / 142 = 43,7%43,7% de 46% = 20,1% de P

Porcentaje de silicio (Si) proveniente de la sílica (SiO )2

Masa molecularSi = 28,1 x 1 = 28,1O = 16 x 2 = 3228,1 + 32 = 60,128,1 x 100 / 60,1 = 46,8%

Porcentaje de silicio del silicato de sodio alcalino (32% SiO )2

Masa molecularSi = 28,1 x 1 = 28,1O = 16 x 2 = 3228,1 + 32 = 60,128,1 x 100 / 60,1 = 46,8%46,8% de 32% = 15% de Si

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Ejemplo Hipotético

Análisis de espectrofotometría efectuada en 11/04/2005 en una muestra de agua de un estanque de la granja Yakult en Brasil.

1-Amônio (NH ): 1,00 mg/L41-Nitrito (NO ): 0,10 mg/L21-Nitrato (NO ): 1,00 mg/L3

3-Ortofosfato (PO ): 0,10 mg/L44-Silicato (SiO ): 1,00 mg/L4

Cantidad de nitrógeno del amonio = 0,77 mg/LCantidad de nitrógeno del nitrito = 0,03 mg/LCantidad de nitrógeno del nitrato = 0,23 mg/LCantidad de fósforo del ortofosfato = 0,03 mg/LCantidad de silicio del silicato = 0,47 mg/L

Profundidad media del estanque = 1 metroÁrea del estanque = 10.000 metros cuadradosVolumen del estanque = 10.000 metros cúbicos

Cantidad ideal de nitrógeno en el estaque: 2,00 mg/LCantidad ideal de fósforo en el estanque: 0,20 mg/LCantidad ideal de silicio en el estanque 0,90 mg/L

Cantidad a ser adicionada de nitrógeno = 2,00 – 0,77 – 0,03 – 0,23 = 0,97 mg/LCantidad a ser adicionada de fósforo = 0,20 – 0,03 = 0,17 mg/LCantidad a ser adicionada de silicio = 0,90 – 0,47 = 0,43 mg/L

Cálculo

Valor a ser adicionado (mg/L) x volumen del estanque (litros) / por el porcentaje del ingrediente activo del producto / por 1.000.000 para pasar a valor de miligramos por kilogramos

Nitrato de calcio: 0,97 x 10.000.000 / 17,1% / 1.000.000 = 56,725 kgSuper fosfato triple: 0,17 x 10.000.000 / 20,1% / 1.000.000 = 8,458 kgSilicato de sodio alcalino: 0,43 x 10.000.000 / 15% / 1.000.000 = 28,667 kg

2.2.4. Cuando Fertilizar

Para propósitos prácticos es común utilizar la turbidez del agua medida con el disco de Secchi para determinar la productividad de un estanque. Sin embargo

18


esto no es suficiente, ya que es necesario conocer si esa turbidez es debida a sólidos suspendidos u otra causa, por lo que es conveniente realizar una evaluación de la

Lectura Secchi Comentario

< 20 cm

Estanque muy turbio = problemas con O2 disueltoCuando la turbidez es por partículas en suspensión, la productividad será baja

20-30 cm

La Turbidez empieza a ser excesiva

30-45 cm

Si la Turbidez es por Fitoplancton, buena condición

45-60 cm

El Fitoplancton comienza a ser escaso

> 60 cm Agua muy clara, Productividad inadecuada

comunidad fitoplanctónica tal como se estableció en la sección correspondiente. A continuación se presentan criterios basados en las lecturas del disco de Secchi.

En la tabla 8 se presentan estrategias de fertilización cuando se tienen transparencias mayores de 45 cm.

Fuente: Jory (2001).

CR= Canal reservorioCD= Canal de descarga

Nutriente Nivel Acción

Nitrato

< 8 ppm en CR

Agregar fertilizante nitrogenado

> 9 ppm

No aplicar fertilizante con N

> 13 ppm

Doblar la aplicación de fósforo

Fosfato

< 0,2 ppm en CR y CD

Siempre agregar fertilizante con P

> 1,0 ppm

No agregar P

Sílice > 1,0 ppm No adicionar Sílice

Nutriente Nivel Acción

Nitrato

>

15 ppm en CR y CD

No agregar fertilizante nitrogenado

> 10 ppm

Ración de mantenimiento de Fósforo (P)

Fosfato

< 0,2 ppm en CR y CD

Aplicar ración de mantenimiento de P

Sílice < 1,0 en CR y CD Agregar fertilizante con Sílice

CD= Canal de descarga CR= Canal reservorio

Tabla 8. Estrategias de fertilización cuando se tienen transparencias mayores de 45 cm.

Tabla 9. Estrategias de fertilización cuando la transparencia es menor de 45 cm.

19


En cambio cuando se tiene lecturas de disco secchi menor a 45 cm se sugiere seguir las siguientes acciones descritas en la tabla 9.

Una vez realizada la fertilización, es necesario evaluar el desarrollo de la comunidad fitoplanctónica a través de observaciones visuales (Fig. 6) y análisis al microscopio como se mencionó en la sección anterior. La coloración del agua depende del tipo de pigmentos encontrados en los grupos de microalgas predominantes. Las algas verdes (clorofíceas) y verdes-azuladas (cianobactérias), darán al agua una coloración verdosa. Las diatomeas y dinoflagelados harán que el agua se vea de color marrón (es importante no confundir esta coloracion con el color marrón debido al exceso de sólidos suspendidos). De igual manera, los organismos de color rojizo como el ciliado autotrófico Mesodinium rubrum, o ciertos dinoflagelados tornan el agua de color rojizo. El desafío es favorecer el desarrollo de microalgas que mejoren la calidad del agua tales como diatomeas y clorofitas.

20


Figura 6. Diferentes algas que comúnmente se encuentran en estanques acuícolas.Oliveira (2004)

21


...Diferentes algas que comúnmente se encuentran en estanques acuícolas.Oliveira (2004)

22


2.3. Inductores de la productividad natural

2.3.1. Promoción del Zooplancton

Debido a que el camarón es un consumidor activo de zooplancton, es difícil mantener abundancias elevadas de éstos durante todo el ciclo de cultivo, dependiendo exclusivamente de la fertilización y promoción de fitoplancton. Actualmente se han implementado algunas prácticas para promover y mantener el zooplancton en altas concentraciones.

Un promotor de zooplancton consiste básicamente de un sustrato (por ejemplo, un atado de alfalfa o sorgo) enriquecido con fuentes de carbohidratos, lípidos y vitaminas en donde se desarrolla una comunidad microbiana (levaduras, bacterias), que son base del alimento de las comunidades de protozoarios, que a su vez son consumidos por organismos zooplanctónicos como rotíferos, copépodos, larvas de poliquetos, larvas de moluscos entre otros.

Aunque existen promotores de zooplancton en el mercado, estos se pueden fabricar fácilmente en la misma granja, siguiendo los pasos que a continuación se describen:

1.- Preparar una solución con 50 L de agua marina, 3 kg melaza, 300 g de levadura de pan, 900 ml de emulsión Scott (aceite de hígado de bacalao y vitaminas) y 10 g de ácido ascórbico.

2.- Introducir en un recipiente de 200 L, 30 kg de alfalfa seca (procurando que conserve el color verde)

3.- Bañar la alfalfa con la solución descrita en 1

4.- Dejar fermentar 3 o 4 días

5.- Colocar manojos de 3 a 4 kg en sacos arpilleros (cebolleros) o bolsas de red mosquitera, atándolos adecuadamente para evitar pérdidas

6.- Poner de 3 a 4 inductores por hectárea, flotando en el agua pero atados para que no se orillen

7.- Cambiar los inductores cada 15 días.

También se puede adicionar zooplancton cultivado fuera de los estanques del cultivo. En este sentido se han utilizado además de la Artemia, rotíferos, copépodos, cladóceros, etc (Fig. 7). Aunque no es una práctica muy común, el u de Artemia en forma de quistes, nauplios o juveniles, se ha utilizado exitosamente

23


para incentivar el crecimiento y la producción del camarón. Para estanques de preengorda o engorda, se utilizan aproximadamente 350g/ha/día de quistes de Artemia eclosionados, en los primeros días de cultivo. El valor nutricional de algunos de estos organismos es muy bueno, ya que contienen altas cantidades de proteína, así como lípidos que incluyen ácidos grasos poliinsaturados (PUFA) o altamente insaturados (HUFA), los cuales juegan un papel importante en diversas funciones metabólicas de los organismos en cultivo.

Figura 7. Diferentes grupos de organismos zooplanctónicos utilizados como alimento natural exógeno en el cultivo del camarón.

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2.3.2. Promoción del Zoobentos

Es difícil mantener densidades adecuadas de zoobentos durante el ciclo completo de cultivo, ya que la depredación por parte del camarón se intensifica conforme transcurre el cultivo y su demanda de alimento se incrementa. La fertilización orgánica e inorgánica incentivan el fitoplancton, el cual tiene un efecto directo sobre la abundancia del zooplancton y el zoobentos. Sin embargo la productividad primaria es insuficiente cuando la biomasa del camarón supera 1 ton/ha.

Se han evaluado diversas estrategias para incentivar las densidades de organismos bentónicos. Algunas de ellas consisten en la utilización de desechos orgánicos (estiércol de vaca, cerdo o aves, cascarilla de arroz, etc.) que se coloca dentro de empalizadas en las orillas de los estanques para promover la proliferación de gusanos y otros organismos que se incorporan luego a la columna de agua o sedimento del estanque y sirven de alimento al camarón. La fertilización orgánica puede ser con vacaza líquida obtenida mediante

2digestores anaerobios suministrando semanalmente 80 L/1000 m (Porras, 1981).Otra estrategia es colocar encierros de malla plástica con una superficie del 2 al 3% del área total del estanque. Estos encierros se fertilizan con vacaza 10mg/L (Dorado y Salazar, 1993) para permitir la proliferación de organismos bentónicos. Después de 2 o 3 semanas los encierros se abren para permitir el pastoreo del camarón y colocarlos en otro sitio. Esta estrategia permitirá incrementar la producción entre un 20 y un 25% y disminuir el FCA en alrededor de 15%, en comparación con los estanques en donde no se aplica

Existen otras formas de aumentar la disponibilidad de organismos bentónicos como fuente de alimento natural en los estanques de cultivo de camarón. Una de estas practicas, utilizada en China, consiste en el cultivo, transplantación y propagación de microcrustáceos bentónicos (como Corophium spp.) ó poliquetos (como Nereis spp.). Otra técnica consiste en sembrar varias especies de microcrustáceos, especialmente anfípodos a densidades de 150-300 kg/ha, durante la preparación del estanque. En Brasil se han utilizados bolas de redes pesqueras en el fondo de los estanques, para proveer un substrato adicional para el establecimiento de comunidades de varios organismos bentónicos (especialmente anfípodos), lo cual estimula significativamente la producción en los estanques.

Actualmente existen substratos artificiales fabricados con polímeros de alto grado para proveer una superficie compleja y específica para colonias de bacterias, algas, y otro tipo de microfauna, que posteriormente sirve como alimento para otros organismos de la cadena trófica. Los fabricantes de substratos artificiales sostienen que éstos pueden tener los siguientes beneficios en los estanques de camarón:

•Mejoran la productividad en 25-30% al aumentar la biomasa crítica, sinmenoscabo del crecimiento.

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•Mejoran la calidad del agua y reducen la necesidad de recambio.•Incrementa la productividad natural y por consecuencia reducen el FCA.•Vida útil de alrededor de 4 años.

Los sustratos artificiales pueden ser utilizados durante la maternización, precría y engorda del camarón y pueden ubicarse tanto en el fondo del tanque o estanque en forma flotante, o a manera de pared. La cantidad se sustratos sugeridos de acuerdo al fabricante se indican en la figura 8.

Los principales tipos de organismos que proliferan en los sustratos son: amfípodos, isópodos, poliquetos, hidrozoarios, macroalgas.

•Recomendaciones para la operación y mantenimiento de los substratos artificiales:

•Se colocan al llenar el estanque•Trabajan con las prácticas comunes de alimentación incluyendo charolas•No interfieren con el régimen de fertilización••No requieren ser removido en la cosecha•Entre ciclos (menos de 30 días) pueden colocarse fuera de los estanques,

y preferiblemente bajo cubierta.•Para evitar reinfección cuando se presentan enfermedades en el estanque, los sustratos se esterilizan con hipoclorito de sodio al 4% por 2 horas, entre ciclos.

Producción Actual (Ton/ha)

25

75

125

175

225

275

0 0,25 0,5 0,75 1 1,25 1,5 1,75 2 2,25 2,5 2,75 3 3,25 3,5 3,75 4

Nú

me

rod

eU

nid

ad

es

Figura 8. Cantidad de sustratos artificiales recomendados de acuerdo al nivel de producción (ton/ha) esperada en estanques de producción de camarón.

26


2.3.3. Promoción de la Comunidad Bacteriana

Actualmente varias camaroneras utilizan un sistema de cultivo heterotrófico

basado en la promoción de flóculos bacterianos. Este sistema conocido como

“sistema aireado de reutilización microbiana con C:N balanceado” o sistema

heterotrófico recicla los nutrientes presentes en el detritus orgánico (agregados de

partículas orgánicas) y el amonio del agua convirtiéndolos en proteína microbiana

(Avnimelech, 1999). La adición de material carbonado al agua permite modificar el

balance C:N hasta alcanzar una relación que permite una producción consistente

de proteína microbiana, la cual contribuye a controlar la acumulación de nitrógeno

inorgánico. Las bacterias aeróbicas heterotróficas colonizan las partículas de residuo

orgánico y absorben del agua N, P y otros nutrientes. Este proceso mejora la

calidad del agua y recicla residuos en los detritos enriquecidos por bacterias. Este

flóculo bacteriano puede ser utilizado por los organismos dependiendo de su

habilidad para cosechar la bacteria así como de su capacidad para utilizar y digerir

la proteína microbiana como una fuente de alimento.Los puntos claves para el establecimiento de un sistema heterotrófico son:

1) alta biomasa de camarón; 2) aireación adecuada para proveer el movimiento de

agua en los tanques, mantener los sólidos en suspensión y niveles de oxígeno

adecuados y 3) materia orgánica suficiente para alimentar tanto a los camarones

como a las poblaciones bacterianas y un correcto balance de la relación C:N del

substrato orgánico. La tabla 10 presenta un análisis de la composición de flóculos

microbianos en un cultivo de camarón.Algunas investigaciones demuestran que la relación ideal C:N para

formación del flóculo microbiano debe estar entre 14 y 30:1. Esto significa que por

cada parte de nitrógeno es necesario contar con 14 a 30 partes de carbono, (siendo

expresado generalmente en peso). Con ello se estimula el crecimiento de bacterias

heterotróficas las cuales son capaces de utilizar la materia orgánica disponible

(inclusive cuando se encuentra disuelta) e incorporarla a la trama alimenticia del

estanque de cultivo, generando una fuente adicional de alimento para los

camarones.Diversas fuentes de C están disponibles en el mercado, como la melaza de

caña de azúcar y algunas harinas vegetales. Para estimar la relación C:N se pueden utilizar métodos sofisticados y

precisos (carbón orgánico total TOC, analizador NHC, entre otros) pero son

costosos y de disponibilidad limitada. Una manera sencilla de estimar la relación

C:N es a través de la composición de ingredientes y fertilizantes utilizados,

estimando sus valores de carbono y nitrógeno. De acuerdo a Avnimelech (1999), la

cantidad de carbohidratos (CC) a adicionar a un balanceado para reducir la

27


Nutriente Intervalo Promedio

Floc microbiano en suspensión (mg/l) 87,2-200,8 157

Humedad (%) 5,9-7,3 6,6

Proteína bruta (NX6,25) (%) 29,2-34,3 31,2

Lípido bruto (%) 2,5 -2,6 2,6

Colesterol (mg/kg) 470-490 480

Cenizas (%) 25,5-31,8 28,2

Energía bruta (MJ/kg) 10,3-12,8 12

Minerales

Sodio (%)

0,41-4,31

2,75

Calcio (%) 0,56-2,86 1,70

Fósforo (%)

0,36-2,12

1,35

Potasio (%)

0,13-0,89

0,64

Magnesio (%)

0,12-0,45

0,26

Zinc (mg/kg) 78,3-577,9 338

Hierro (mg/kg)

170,8-521,0 320

Manganeso (mg/kg)

8,9-46,8

28,5

Boro (mg/kg)

8,8-45,7

27,3

Cobre (mg/kg)

3,8-88,6

22,8

Aminoácidos esenciales (%)

Metionina + Cistina

0,86-0,93

0,89

Fenilalanina + Tirosina

2,41-2,54

2,48

Isoleucina 1,21-1,26 1,24

Leucina 1,78-1,97 1,87

Histidina

0,43-0,45

0,44

Treonina

1,44-150

1,47

Lisina 0,90-0,96 0,93

Valina 1,66-1,80 1,73

Arginina

1,46-1,63

1,54

Triptófano

0,18-0,22

0,20

Total de aminoácidos esenciales 24,5-26,3 25,4

Fuente: Tacon et al. (22002)

Tabla 10. Composición nutricional de los flóculos (floc) microbianos

28


concentración de nitrógeno inorgánico en sistemas de cultivo intensivo se puede

calcular siguiendo la siguiente ecuación:

CC= (A x B x C) / (D x E) (1)

Donde:A = Contenido de nitrógeno en un balanceado (%) = %Proteína x 0.16B = Nitrógeno amoniacal disponible para reciclar después de la excreción = 50%C = Tasa C:N del tejido microbiano = 4D = Concentración de carbono en carbohidratos = 50%E = Eficiencia microbiana de conversión a proteína = 40%CC = Cantidad de carbohidratos a añadir

Así por ejemplo para un camarón alimentado con 30% proteína, seria necesario adicionar carbohidratos en un 48% del peso del balanceado para manejar el amonio producido vía bacterias heterotrófica, de acuerdo a la ecuación (1) de Avnimelech (1999).

CC = [(30 x 0.16) x 0.50 x 4] / (0.50 x 0.40) CC = 48%

Otra aproximación diferente de Avnimelech (1999) para reducir la concentración de nitrógeno inorgánico en sistemas intensivos es estimar la cantidad de carbohidratos a adicionar.

DC = CH x D x E (2)mic

DC = Cantidad de carbono asimilado por los microorganismosmic

CH = Cantidad de carbohidratos para inmovilizar el amonio excretadoD = Concentración de carbono en carbohidratos = 50%E = Eficiencia microbiana de conversión a proteína = 40%

Considerando que la cantidad de nitrógeno (DN) necesario para la producción de nuevo material celular depende de la tasa C:N en la biomasa microbiana la cual es cercano a 4.

DN = DC / (C:N) (3)mic

Si reemplazamos DC en la ecuación 3 por lo descrito en la ecuación 2 tenemos:mic

DN = (CH x D x E) / (C:N)Reemplazando por los valores correspondientes DN = (CH x 0.50 x 0.40) / 4DN = 0.05 CH

29


La cantidad de carbohidratos a adicionar se puede determinar a partir de la siguiente formula:

CH = DN / 0.05 (4)

Donde el DN disponible se puede calcular a partir de la carga de nitrógeno total amoniacal (TAN) generado por día en producción acuícola, basado en la tasa de alimentación (Timmons et al., 2002):

P = F x PC x 0.092 (5)TAN

•P = Tasa de Producción de nitrógeno total amoniacal (kg/day) TAN

•F = Tasa de alimentación (kg/day) •PC = Contenido de proteína en el alimento (valor decimal)

La constante 0.092 en la ecuación de generación de TAN resulta de la multiplicación de una serie de asunciones y aproximaciones.

0.092 = 0.16 x 0.80 x 0.80 x 0.90

16% contenido de nitrógeno en la proteína80% del nitrógeno es asimilado por el camarón80% del nitrógeno asimilado es excretado90% de nitrógeno excretado es TAN Nitrógeno en heces y alimento no consumido es removido constantemente del sistema por sedimentación o filtración.

En cambio para sistemas de producción sin recambio de agua basados en bacterias heterotróficas, esta formula necesita ser modificada para reflejar que los sólidos no son removidos y no hay un biofiltro. De esta manera todo el nitrógeno excretado, TAN y urea, esta disponible para la comunidad bacteriana. Así la formula para camarón marino de acuerdo a Ebeling et al. (2006) cambia a:

P = F x PC x 0.144 (6)TAN

Volviendo al ejemplo anterior para un kilogramo de balanceado con 30% de proteína se puede asumir que alrededor de 43.2g de nitrógeno amoniacal será generado de acuerdo a la ecuación 6. Al dividir por 0.05, la CH a adicionar será de 864g de carbohidratos. Es importante señalar que si bien bajo la promoción de la comunidad bacteriana se puede convertir el nitrógeno amoniacal en proteína microbiana, es probable que debido a la alta biomasa y por consiguiente incremento de proteína en el alimento, la suplementación de carbono se incrementara por lo que en un momento dado del cultivo un sistema de remoción de sedimentos puede ser necesario.

30


3Alimento artificial

3.1. Características del alimento adecuadoCésar Molina-Poveda

3.1.1. Composición nutricional

Los camarones comen hasta cubrir sus requerimientos nutricionales. Dietas con un alto contenido energético reducen la ingestión de alimento y que cuando la relación energía/proteína es demasiado alta, el consumo puede ser limitado y en

Ingrediente P. monodon L. stylirostris L. vannamei Fen. chinensis

Harina de pescado 36 20 10 20

Harina camarón 7 10 10 10

Desecho de calamar 3 -- -- 5

CPSP G*

1

--

2 ---

Levadura

5

5

-- 5

Harina de soya

10

15

25 15

Gluten de trigo

5

5

-- --

Harina de trigo

26

37

45 39

Aceite de pescado

2

3

2.5 2

Lecitina de soya

1

1

1 0.5

Colesterol

--

--

0.5 0.5

Mezcla de vitamina

1

1

1 1

Mezcla de mineral

2

2

2 1

Aglutinante

1

1

1 1

*Concentrado proteico soluble de pescado.

Fuente: Guillaume et al. (2001)

Tabla 11. Formulas de balanceados para diferentes especies de camarón (%).

consecuencia disminuye el crecimiento. Un método simple para promover un nivel adecuado de energía en alimentos para camarón es mantener la tasa de proteína : lípidos en 6:1.

El nutriente que más atención recibe en el caso de alimentos balanceados

para camarones es la concentración de proteína. Existe una gran variedad de

composiciones nutricionales disponibles en alimentos balanceados, por lo que se

sugiere suministrar para producciones de 600kKg/ha, 800 - 1.000 kg/ha y 1.000 -

1.200 kg/ha balanceados que contengan 20-22%, 25% y 35% de proteína cruda,

respectivamente. Para producciones mayores a 1.200 kg/ha, se requieren dietas

completas que suministren todos los macro- y micro-nutrientes que el animal

necesita para su desarrollo. A continuación se presenta una tabla con las diferentes

formulas generales de balanceados para algunas especies de camarón.

3.1.2. Consistencia, granulometría, tamaño y flotabilidad del alimento

La apariencia física del alimento es importante desde el punto de vista de control

de calidad. Un color no uniforme indica que hubo problemas en la molienda o en el

mezclado de los ingredientes, tiempo de cocción en la peletizadora irregular, mala

distribución del agua al momento de peletizar o con el baño de aceite de pescado

que se da por lo general al final de la peletización. Un color muy oscuro en el

alimento puede ser producto de un doble baño de aceite o la señal de que esté sobre

cocinado y, por lo tanto, que la disponibilidad de los nutrientes como vitaminas y

amino ácidos se vean afectado. El diámetro requerido del pelletizado varía dependiendo del tamaño del

camarón. Postlarvas y camarones de hasta 2g son demasiado pequeños para comer

un pellet completo por lo que éstos son inicialmente alimentados con un alimento

que ha sido molido y pasado a través de una serie de tamices (zarandas) para

obtener partículas de alimento de diámetro uniforme y clasificados de acuerdo al

tamaño del camarón (Tabla 12). A medida de que se hace la transición desde un

tamaño de pelletizado hacia el próximo, es conveniente alimentar con una mezcla

Peso del camarón (g) Diámetro del pellet

0,002 – 0,02

400 – 600 ìm

0,02 – 0,08

600 – 850 ìm

0,08 – 0,25 850 – 1200 ìm

0,25 – 1,0 1200 – 1800 ìm

1,0 – 2,5 3/32” (2,4 mm)

>2,5 1/8” (3,2 mm)

Tabla 12: Diámetro recomendado del alimento pelletizado de acuerdo al tamaño del camarón.

32


de los dos tamaños por una semana, para permitir que el camarón se adapte al

balanceado con pellets más grande antes de discontinuar el alimento más

pequeño. La medición de la longitud del pellet es una forma de monitorear la

calidad del alimento durante la fabricación y manejo hacia la granja. Siendo la relación 2 x 1 (longitud x diámetro) la generalmente aceptada para pellets de camarón.

La determinación de diámetro y longitud se la realiza después de cuantificar el número de pellets por gramo. El procedimiento se lo realiza por triplicado para lo cual se pesa exactamente 1g y se cuenta el número de pellets presente y seguidamente con un calibrador vernier se mide el diámetro y la longitud. El coeficiente de variación ([desviación estándar x 100]/promedio) de cualquiera de estos tres parámetros debe estar por debajo del10%.

El tamaño de los ingredientes que conforman el balanceado es verificado con el objetivo de determinar su uniformidad, la cual consecuentemente afecta la estabilidad y flotabilidad del balanceado. Mientras más pequeño el tamaño de partícula de los ingredientes, más compactos serán los pelletizados. Para esto se puede tomar aleatoriamente de varios sacos alrededor de 10 gramos de alimento pelletizados se maceran y colocan sobre una lamina de papel filtro para observarlo

Figura 9. Visualización del tamaño de partícula de los ingredientes posterior a la molienda.

al esteromicroscopio (Fig. 9). Lo adecuado es que no se observen grandes diferencias de tamaño entre los ingredientes y que no sea factible identificar la presencia de ingredientes como soya, maíz, arroz, etc.

Otro de los parámetros físicos que se deben revisar frecuentemente es la flotabilidad, la cual se define como la capacidad que tienen los pellets de mantenerse en la superficie de agua debido a su menor peso específico con respecto al agua. La forma de estimarla es mediante la toma de muestras aleatorias de varios sacos. Adicionar a lo largo de la superficie de agua de un acuario, 100g de balanceado después de 5 minutos se recogen y pesan los pellets flotantes para determinar el porcentaje de flotabilidad. Otra alternativa consiste en adicionar 100 pellets de similar tamaño y longitud en un recipiente de boca ancha que contenga 500ml de agua. Después de 5 min se cuentan el numero de pellets flotantes lo que

33

Alimento artificial

equivale al porcentaje de flotabilidad. Un balanceado es adecuado con menos del 0,1% de flotabilidad ya que aquellos pellets que flotan no van a ser aprovechados por los camarones e incrementan el nivel de contaminación del sistema de cultivo.

El tipo de fabricación del balanceado, tipo de carbohidratos y aglutinantes, el volumen del pellet así como la salinidad, temperatura y concentración de materia orgánica del agua afectan en forma directa la flotabilidad de los pellets.

3.2. Requisitos de validación del alimento artificial en granjaCésar Molina-Poveda, David Villarreal-Cavazos, Nelson Montoya

3.2.1. Finos

Los alimentos peletizado, producen de 1% a 2% de finos durante su manejo, mientras que los alimentos extruídos producen menos de 1%. Entre más finos presenta un balanceado, se produce más desperdicio y ocurre una mayor contaminación del agua y el fondo de estanques. La presencia de finos depende del procesamiento del alimento y su manejo.

La manera de estimar la cantidad de finos en los sacos de balanceados requiere de la toma de muestras aleatorias de varios sacos. Los sacos deben ser volteados varias veces para que los finos se repartan por todo el saco; seguidamente, se coloca aproximadamente 0,5kg de alimento sobre un tamiz con malla de 1000 um y se mueve de manera continua para que los finos que acompañan el balanceado se separen, pasen a través de la malla, sean colectados y pesados. Se estima el porcentaje de finos en relacion a la cantidad de alimento en el tamiz.

3.2.2. Hidroestabilidad

Los balanceados acuícolas difieren de otros alimentos por requerir un alto nivel de gelatinización de los almidones para asegurar su estabilidad en el agua, lo cual se logra con una molienda de los ingredientes en un tamaño de partículas más fino, y con la acción de temperaturas >90 ºC propias del procesamiento. La correcta selección de ingredientes y las condiciones de procesamiento óptimos pueden no ser suficientes para obtener un pelletizado satisfactorio. Como previamente se menciono, un factor que incide sobre la estabilidad del balanceado en el agua es el tamaño de partícula de los ingredientes. En trabajos de Obaldo et al. (1998), Obaldo y Tacon (2001) realizados en camarones juveniles de Litopenaeus vannamei y Fenneropenaeus indicus se observa que a medida que se reduce el tamaño de partícula de los ingredientes, desde 603 hasta 124 micras, se incrementaba la hidroestabilidad, el grado de gelatinización de los almidones dietéticos, la digestibilidad y el crecimiento. El costo requerido para reducir los ingredientes de 603 a 69 micras se incrementa exponencialmente, requiriendo 2,3 kWh/tm para

34


obtener un tamaño de partícula de 272 micras. De ahí que los aglutinantes pueden ser necesarios para reducir el costo de fabricación de balanceado dado que ellos retardan la desintegración del pellet, reducen la lixiviación de nutrientes solubles en agua, disminuyen la producción de finos durante la manipulación por embalaje y transporte del balanceado, minimizan el riesgo de contaminación del ambiente de cultivo y algunos promueven la atracción y la aceptabilidad de las dietas por parte de los camarones.

La hidroestabilidad de las dietas puede ser establecida mediante uno de los siguientes protocolos:

3.2.2.1. Opción 1. Agitación horizontal

La estabilidad de las dietas puede ser establecida empleando la agitación horizontal mediante la utilización de un termoagitador ajustado a 70 rpm y 28 ºC. En 12 frascos de 250 ml se vierte 100 ml de agua de mar a 35 ppt y se agregan 2 g de alimento peletizado. Después de 60 minutos de agitación, el contenido de tres frascos es extraído y filtrado individualmente en papel Whatman No. 3 (5 m) usando un aparato Buchner de filtración con ayuda de una bomba de vacío de laboratorio. Este mismo procedimiento se repite en otros frascos a 90, 120 y 180 minutos. Los sólidos colectados en cada uno de los tiempos son secados en una estufa a 60 ºC por 24 horas. La prueba de estabilidad debe ser realizada por triplicado y expresada como porcentaje de materia seca retenida.

3.2.2.2. Opción 2. Inmersión en agua

La estabilidad y la pérdida de nutrientes hidrosolubles se puede estimar de manera sencilla poniendo en contacto 10g de pellet con 100 ml de agua clara del estanque observando cada 20 minutos como se comportan los pellets, estableciendo si se disgregan (Fig. 10) y parten al presionar con una punta

Figura 10. Observación macroscópica de pellets peletizados provenientes de dos empresas comerciales, después de 3 horas de haber estado sumergidos en agua de mar.

35

Alimento artificial

Figura 11. Pérdida de nutrientes por lixiviación en cinco distintos balanceados comerciales peletizados después de 3 horas de estar en contacto con agua de mar.

redondeada o por el contrario se hinchan sin perder la forma cilíndrica. Además de los pellets, se debe observar el agua, si se mantiene clara o se vuelve de algún color en particular producto de la pérdida de nutrientes hidrosolubles y en que tiempo ocurre (Fig. 11). Balanceados que mantienen su estructura entre 2 y 4 horas son los adecuados para estanques de cultivo que se alimentan 2 veces al día. El problema que existe en una valoración siguiendo la opción 2 es que su evaluación no es cuantitativa y esta basada en la estructura o forma del pellet, que se debe mantener lo más intacta posible al ponerlo en agua durante 2 horas como mínimo. Lo conveniente es realizar la evaluación de tal manera que se pueda determinar la hidroestabilidad por diferencia de peso entre la cantidad de balanceado que se

puso en contacto con el agua y aquella parte de balanceado que se recupera después de un intervalo de tiempo (Opción 1). De esta manera se puede calcular el porcentaje de pérdida de materia seca del balanceado. Como se muestra en la figura 10 dependiendo del origen del balanceado se puede tener comportamientos distintos.

Evaluaciones físicas pueden ser conducidas de manera relativamente rápida ofreciendo un método que ayuda a dar una idea aproximada del nivel de desperdicio que se puede generar por el uso de un determinado alimento balanceado.

3.2.3. Digestibilidad

Para obtener buenas tasas de crecimiento se necesita que una dieta no sólo supla los requerimientos cualitativos y cuantitativos de nutrientes, sino que también debe ser ingerida, digerida y absorbida en la cantidad adecuada. Por lo tanto, la biodisponibilidad de nutrientes o energía en los alimentos para organismos acuáticos puede definirse principalmente en términos de digestibilidad la cual representa la fracción del nutriente en el alimento ingerido que no es excretado en las heces.

Existen dos métodos para determinar la digestibilidad de los ingredientes o dietas usadas en acuacultura: in vivo o in vitro.

El método in vivo consiste en alimentar animales con las dietas a ser ensayadas y colectar las heces para el análisis del contenido de los nutrientes de interés.

36


La colecta de heces generalmente se realiza por sifóneo con un tubo de vidrio y una manguera de plástico. La principal dificultad que se presenta con este método es asegurar la ausencia de residuos de alimento en el material sifoneado y la lixiviación del material fecal.

Por la dificultad que encierra colectar en un medio acuático todas las heces excretadas y determinar exactamente cuanto balanceado fue consumido por el camarón, los estudios de digestibilidad en acuacultura se basan en un método indirecto. Esta técnica se basa en el empleo de un “marcador inerte” que puede ser endógeno o exógeno al balanceado, marcador que permite evaluar las cantidades de nutrientes que se incorporan y se excretan por el organismo. Entre los diferentes tipos de marcadores usados para evaluar la digestibilidad de organismos acuáticos, se encuentra el óxido de cromo (Cabanillas, 1996).

El método analítico más interesante propuesto para la evaluación de la digestibilidad de dietas para organismos acuáticos, es la técnica in vitro de digestión enzimática (Ezquerra et al., 1998). Este método ofrece la posibilidad de reducir significativamente el tiempo y los requerimientos económicos. Existen diferentes métodos in vitro que pueden ser distinguidos por el tipo y número de enzimas, las condiciones de hidrólisis, el método de separación de los residuos y la determinación de los productos de la hidrólisis (Hard, 1993).

Dentro de los métodos de medición de la tasa inicial de hidrólisis se encuentran dos variantes, pHdrop (caída de pH) y pHstat (pH estático) (Ezquerra et al., 1997). Su principio se basa en que durante la proteólisis hay liberación de protones, producto de la ruptura de los puentes péptidos, lo cual provoca una disminución en el pH de la suspensión. Midiendo el cambio de pH se logra evaluar indirectamente la digestibilidad proteica.

La determinación de la digestibilidad in vivo o in vitro de un balanceado requiere de análisis en laboratorio. Estas metodologías son descritas a profundidad en el libro sobre “Métodos de digestibilidad in vivo e in vitro de ingredientes y alimentos para camarón (Eds: Cruz-Suárez, L.E., Villarreal Colmenares, H., Ricque-Marie, D., Nieto-López, M.G. y Tapia-Salazar, M. Universidad Autónoma de Nuevo León / Cyted, Subproyecto II-8.2)”. La digestibilidad de diferentes ingredientes utilizados se resume en la tabla 13.

3.2.4. Índice de rancidez

Asociado con los beneficios nutricionales de usar aceite de pescado para cubrir los requerimientos de ácidos grasos esenciales (EFA) de muchas especies (Castell, 1979) tenemos el incremento de la sensibilidad de las dietas a desarrollar rancidez oxidativa, dado el alto contenido de ácidos grasos insaturados; estos cambios oxidativos resultan en la formación de compuestos carbonados de bajo peso molecular, los cuales van a dar origen al mal sabor en los aceites de pescado rancios; así también reaccionan con otros ingredientes dietéticos (vitaminas, proteínas y otros lípidos) reduciendo su valor biológico y digestibilidad (Tacon,

37

Alimento artificial

Ingrediente

Digestibilidad Aparente de

Autor

Materia Seca Proteina Energia

Harina de Maiz 71 78 Davis y Arnold, 1995

Harina de Maiz, extruido seco 73 83 Davis y Arnold, 1995Harina de Maiz, extruido humedo 51 66 Davis y Arnold, 1995

Almidon de Maiz

68

81

Akiyama et al., 1989

Grano de Sorgo 91 58 Davis y Arnold, 1995

Grano de Sorgo, extruido seco 66 Davis y Arnold, 1995Grano de Sorgo, extruido humedo 61 83 Davis y Arnold, 1995

Arroz bran 40 78 Akiyama et al., 1989

Harina de Arroz 86 94 Davis y Arnold, 1995

Harina de Arroz, extruido seco 65 74 Davis y Arnold, 1995Harina de Arroz, extruido humedo 84 93 Davis y Arnold, 1995Concentrado de proteina de soya 84 96 Akiyama et al., 1989

Harina de soya 56 90 Akiyama et al., 1989

Trigo entero 82 87 Davis y Arnold, 1995

Trigo entero, extruido seco 67 81 Davis y Arnold, 1995

Trigo entero, extruido humedo 67 77 Davis y Arnold, 1995

Gluten de trigo 85 98 Akiyama et al., 1989

Almidon de trigo 51 71 Davis y Arnold, 1993

Harina Pescado, menhaden 64 81 Akiyama et al., 1989

Harina de Subproducto de Aves 90 76 Tan y Yu, 2002

Harina de Carne y Hueso 82 69 Tan y Yu, 2002

Harina cabeza de camaron 57 75 Akiyama et al., 1989

Harina de calamar 69 80 Akiyama et al., 1989

Tabla 13. Digestibilidad aparente de Materia seca, Proteína y energía de materias primas usadas en alimentos balanceados para camaron Litopenaeus vannamei.

1985). La tolerancia de los animales a la rancidez varía de acuerdo a la especie, edad y tamaño.

Son variados los métodos empleados para determinar el deterioro de una grasa, entre éstos tenemos, la acidez libre que mide el grado de descomposición lipolítica (hidrólisis); el índice de iodo que determina el grado de insaturación de la fracción lipídica de la harina; el índice de peróxidos indica el número de miliequivalentes (Meq) de oxígeno combinado en forma de peróxidos o de compuestos peroxídicos y permite conocer la magnitud de la autooxidación; el acido tiobarbitúrico (TBA) el cual al producirse la oxidación de la fracción lipídica ya sea de alto o de bajo peso molecular originará el malonhaldehído y sus tautómeros, oxiacroleina y epihidrinal (Frankel, 1998). En algunos de los métodos que se emplean para ésta determinación, los valores de oxidacion empiezan a declinar al llegar a la maxima oxidacion (Tarladgis y Watts, 1960; Viswanathan et al.,1979; Wyatt y Day, 1963), por ello es necesario realizar por lo menos dos analisis diferentes para evaluar la calidad oxidativa, particularmente si el contenido de ácidos grasos libres es alto.

38


3.2.4.1. Extracción y purificación de lípidos (Método de Bligh & Dyer, 1959)

1) Agregar a un tubo para centrifuga 10 g de muestra (dieta o harina)2) Agregar cloroformo-metanol-agua en proporción (2:2:1.8) con 1ppm de

Butilhidroxi tolueno (BHT) como antioxidante disuelto en el cloroformo.3) Homogenizar a un centímetro del fondo con un homogenizador de tejidos a

alta velocidad durante 30 segundos.4) Enjuagar el homogenizador con 5 ml de la mezcla cloroformo-metanol en el

mismo recipiente de la muestra.5) Centrifugar durante 10 minutos a 4500 r.p.m.6) Recuperar la fase liquida en un embudo de separación esmerilado. Con la

muestra centrifugada, hacer una a dos veces los pasos de 2-6.7)Tapar el embudo de separación con un tapón esmerilado y agitar ligeramente

dejando escapar los gases.8) Dejar reposar hasta que se formen las tres fases.9) Tener un matraz bola previamente tarada en estufa a 130 °C por 30 minutos.

10) Recuperar en el matraz bola, la fase de cloroformo acumulada en el fondo de embudo pasándola a través de un filtro hidrofóbico (1 PS).

11) Enjuagar el embudo de separación con 10 ml de cloroformo y volver a decantar la fase de cloroformo y recuperarla en matraz bola.

12) Poner el matraz bola en un rotovapor a una temperatura de 50-60 °C bajo vacío y el agua de refrigeración lo más fría posible, hasta obtener lípidos puros.

13) Colocar el matraz en la estufa nuevamente hasta perder la humedad ganada (15 min). Pesarlo y por diferencia obtener la cantidad de lípidos.

3.2.4.2. Determinación del índice de peroxido (IP)

El método (AOAC, 2002 Sec. 965.33) determina todas las sustancias que se oxidan con Ioduro de potasio (IK) bajo condiciones de la prueba.

Reactivos (se utiliza agua destilada previamente hervida)

- Antioxidante BHT- Solución ácido acético-cloroformo (3:2) que deberá ser almacenada en el refrigerador.- La solución saturada de ioduro de potasio (IK) debe ser almacenada en frasco ámbar y en la oscuridad. Se prueba diariamente tomando 0,5ml de solución acético-cloroformo y 2 gotas de almidón. Si se forma una coloración azul, la solución se descarta y se vuelve a preparar.- Almidón al 1%: se prepara con agua destilada caliente, una vez disuelto el almidón es almacenada en un frasco ámbar en el refrigerador.

39

Alimento artificial

- Solución de tiosulfato de sodio 0,1N si se sospecha que la muestra problema esta oxidada, de lo contrario se utilizara una concentración de 0,01N. La estandarización de esta solución se realiza de la siguiente manera:

- Pesar en un matraz de 250ml de 0,01 a 0,22 de dicromato de potasio (k Cr 0 ) y agregar 25ml de agua destilada. Agitar hasta que se disuelva2 2 7

- Agregar 5ml de ácido clorhídrico (HCl) concentrado- Agregar 20ml de solución saturada de Ioduro de potasio- Agitar y reposar en oscuridad por 5 min- Agregar 100 ml de agua destilada hervida y fría- Titular con tiosulfato de sodio hasta la aparición de color verde limón- Continuar titulando hasta que el color azul desaparezca

N= ( 20,394) (peso del K Cr 0 )2 2 7

ml de tiosulfato de sodio

Procedimiento

•Pesar 5g de muestra lípidos extraídos del balanceado por el método de Bligh y •Dyer en un matraz erlenmeyer de 250ml.

•Agregar 30 ml de solución ácido acético-cloroformo y agitar hasta que se disuelva.

•Añadir 0,5 ml de solución saturada de IK con una pipeta de 1ml.•Mantener en agitación constante por 10min y a oscuridad•Añadir agua destilada previamente hervida y agitar (se formara una

bicapa)•Mediante una bureta de 50ml titular con el tiosulfato de sodio agitando

vigorosamente hasta que desaparezca el color amarrillo de la fase superior. Es importante enfocar la atención en el vire de la capa superior ya que al agitar puede haber confusión; por lo que debe titular pausadamente hasta esperar la separación de ambas fases

•Adicionar 3.0 ml de solución indicadora de almidón aparecerá color azul continuar la titulación hasta que el color desaparezca. Si la titulación con tiosulfato de sodio 0,1N requiere menos de 0,5ml repita la titulación en otra prueba con tiosulfato de sodio 0,01N

•El índice de peroxido se calcula con la siguiente formula:

IP(Meq/kg)= (S-B) x N x 1.000 Peso muestra (g)

B: titulación del blancoS: titulación de la muestraN: normalidad de la solución de tiosulfato de sodio

40


La presencia de oxigeno disuelto conduce a resultados erróneos en el índice de peroxido. Este método que determina el valor de peroxido de los lípidos en la muestra es empírico y cualquier cambio en el procedimiento puede ocasionar variación en los valores.

3.2.4.3. Determinación del valor de anisidina en aceites

Es recomendable utilizar ésta prueba al evaluar oxidación, ya que puede ocurrir que un aceite muy oxidado presente un bajo índice de peróxido por haber pasado la mayor parte de éstos a aldehídos, al proseguir la oxidación. Mediante este método se determina la concentración de aldehídos presentes en los lípidos, los cuales se forman por oxidación de los peróxidos.

El valor de p-anisidina se define por convención como 100 veces la densidad óptica medida en una celda de 1 cm, a una longitud de onda de 350 nm, de una solución que contiene 1g del aceite en 100mL de un mezcla de solvente y reactivos.

p-anisidina + Malonaldehído ----ácido acético Complejo Amarillo

Reactivos:

•Iso-octano (2,2,4-trimetilpentano) ópticamente claro.•Ácido acético glacial (con humedad menor al 0.1%).•P-anisidina (R.A) solución de 2.4g/L en ácido acético glacial.

Procedimiento:

1) La muestra debe estar perfectamente seca y limpia.2) Pesar entre 0,5 y 4 g (con precisión de 0,1mg) de muestra lípidos extraídos del

balanceado por el método de Bligh y Dyer (1959), en un matraz volumétrico de 25 mL. Aforar con iso-octano.

3) Pipetear con una pipeta automática 5 mL de la solución de grasa en un tubo de ensayo 18 X150 y 5 mL de iso-octano en un segundo tubo de ensayo. Adicionar 1mL de solución de p-anisidina a cada tubo, tapar y agitar.

4) Mantener los tubos en oscuridad por 10 min a 24 oC5) Medir la absorbancia (As) a 350 nm de la solución del primer tubo de ensayo

utilizando el iso-octano del segundo tubo de prueba como blanco en las celdas de referencia.

Cálculos:

Vp-A = 25[1.2 (As-Ab) ] / Pm

41

Alimento artificial

donde:As= Absorbancia de la solución grasa.Ab= Absorbancia del blancoPm= peso de la muestra.

3.2.5. Micotoxinas

Aflatoxinas pueden ser producidas principalmente por Aspergillus flavus, A. parasiticus y A. nomius. A. flavus produce solamente aflatoxinas B, mientras las otras dos especies producen ambos tipos de aflatoxinas B y G. Los principales ingredientes contaminados por aflatoxinas son el maíz, trigo, harina de semilla de algodón, entre otros. Deoxinivalenol (DON, vomitoxina) es una micotoxina producida por Fusarium graminearum y F. culmorum, que pertenece a los tricotecenos tipo B. Las Fumonisina B , B , B y B son las principales fumonisinas 1 2 3 4

las cuales predominan en granos como trigo, maíz, sorgo, arroz, cebada y avena. Los hongos Penicillium verrucosum y Aspergillus ochraceus son los mas importantes productores de Ochratoxina que afecta principalmente al maíz, trigo, cebada, centeno y café. La Toxina T-2 es una micotoxina perteneciente a los trichothicenos tipo B producidos por los hongos Fusarium sporotrichioides, F. poae, F. equiseti y F. acuminatum. Al igual que la Zearalenona que es producida por Fusarium spp., estas dos micotoxinas son encontradas en cereales como maíz, cebada, trigo, arroz, sorgo y avena.

El almacenamiento de las materias primas en las fabricas de balanceado y el alimento balanceado en las granjas de camarón en condiciones que generalmente promueven el desarrollo de hongos como son alto nivel de humedad y temperatura, pueden ser la principal causa de presencia de micotoxinas. Hay varios estudios que han evaluado el efecto de varios tipos de micotoxinas sobre el estado de salud y rendimiento de los camarones. En las tablas 14-15 (resumidas por Villarreal-Cavazos et al., 2004) se presentan varios de los resultados reportados por algunos autores.

42


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46


Las técnicas para determinar la concentración de las micotoxinas se realizan en su mayoría usando kits comerciales de Electro Inmuno Ensayo Ligado a Enzima (ELISA) AgraQuant, de la compañía Romer Labs Utilizando un lector de micro-placas ELISA marca LabSystems Multiskan EX.

El procedimiento involucra tres pasos principales: 1) Extracción:- se pesa 20g de cada muestra de materia prima o balanceado y se mezcla con metanol al 70% en un vaso y licuar por 3 minutos. 2) Purificación.- el contenido es filtrado, utilizando un filtro Wathman #1 y con una columna de tierra de diatomeas utilizando una bomba de vacío, colectando el filtrado. 3) Determinación.- se utilizan los siguientes kits comerciales: AgraQuant aflatoxin rango de 1-20 ppb para Aflatoxinas totales, AgraQuant Fumonisin para rango de 0.0-2.5 ppm de Fumonisinas totales, AgraQuant Deoxynivalenol rango de 0.0-5.0 ppm para Doexinivalenol, AgraQuant Toxin T-2 rango de 0-500 ppb para Toxina T-2, AgraQuant Ochratoxin para rango de 0.0-40 ppb de Ocratoxina y Ridacreen r-biopharm ELISA para Zearalenona.

3.2.6. Drogas Autorizadas y Prohibidas para su uso en Medicina Veterinaria para Especies Acuícolas

Si bien, la prohibición legal que pueda existir para el uso de alguna droga o sustancia química en la producción o cultivo de especies productoras de alimentos en los EE.UU. o en Europa, no se extiende para nuestra industria dentro de la legislación nacional, esta influye significativamente en el manejo que debe dársele al fármaco por parte de los productores y exportadores.

La lista de drogas autorizadas para su uso en acuacultura por la FDA (Food and Drug Administration) y EMEA (European Agency for the Evaluation of Medicinal Products) dentro del territorio norteamericano y europeo respectivamente, brindan una guía a los países productores que dependen de estos mercados para comercializar sus productos. Por ejemplo, antibióticos prohibidos (cloranfenicol, nitrofuranos y quinolonas) por la FDA y EMEA para su empleo en cualquier industria de especies productoras de alimentos, no deberían ser utilizados en vista de las drasticas consecuencias que podría tener el hallazgo de residuos de estos medicamentos en sus productos.

3.2.6.1. Regulaciones de la FDA

La FDA establece que es ilegal utilizar una droga no autorizada en medicina veterinaria, a menos que esté calificada como una “nueva droga para investigación animal” (INAD, por sus siglas en inglés). Esta excepción se aplica tan solo durante el tiempo empleado para generar la información necesaria y obtener la aprobación del fármaco bajo la supervisión de la FDA. Una vez completados los requisitos, se obtiene la denominada “aprobación para una nueva droga animal” (NADA, por sus siglas en inglés).

47

Alimento artificial

Al momento, solo nueve drogas cuentan con aprobación NADA para su aplicación en acuacultura y que están comercialmente disponibles. Cuatro de los productos aprobados son antibióticos: Oxitetraciclina-HCL, Florfenicol, Sulfamerazina (no disponible) y una combinación Sulfadimetoxina y Ormetoprim. Cabe recalcar, que estas drogas no son aprobadas para todos los propósitos y/o especies acuicolas. Esto es, en la actualidad no existe ningún antibiótico autorizado para ser empleado en laboratorios y granjas camaroneras norteamericanas. La tabla 16 muestra las especificaciones de aprobación para las drogas descritas.

Tabla 16. Drogas Aprobadas para su uso en acuacultura por la FDA (Fuente: FDA web site, www.fda.gov/cvm, última revisión de la página web Mayo 2008)

Nombre Comercial Especies Indicaciones Régimen(Tiempos de Retiro)

Salmónidos ulceración, furunculosis, septicemia hemorragica bacteriana e infeccion por Pseudomonas

2,5-3,75g/100 lb de animal/10 días (21 días)

Pez gato (bagre) septicemia hemorragica bacteriana e infeccion por Pseudomonas

2,5-3,75g/100 lb de animal/10 días (21 días)

Terramycin ™ 200

Langosta Control de gaffkemia por Aerococus viridan 1g/1 lb de animal/5 días (30 días)

Sufamerazine in Fish Grade

Trucha Control de furuncolosis en salmonidos por Aeromonas salmonicida

10g/100 lb de animal/10 (21 días)

días

Salmónidos Control de furuncolosis en salmonidos por Aeromonas salmonicida

50mg/kg de animal/5 días (42 días)

Romet ™ -30

Pez gato (bagre) Control de septicemia enterica causada por Edwardsiella ictaluri


Pez gato (bagre) Control de enfermedad columnaris por Flavobacterium columnare.


Florfenicol

Salmónidos Control de furuncolosis en salmonidos por Aeromonas salmonicida

10mg/kg de animal/10 días

Huevos de Salmón/Trucha

Control de protozoarios 1-2 ml/L

Pez gato (bagre), Agalla azul, corvina boca grande

Control de protozoarios 0,015-0,250 ml/L (dependiente de temperatura, especie y tipo de piscina)

Formalin-F

Salmónidos Control de protozoarios 0,015-0,250 ml/L (dependiente de temperatura, especie y tipo de piscina)


Control de hongos (familia Saprolegniaceae)

1-2 ml/L

Pez gato (bagre), Agalla azul, corvina boca grande


Salmónidos


Paraside-F


Control de protozoarios externos 1-2 ml/L

Otros peces

Control de protozoarios externos 0,015-0,250 ml/L (dependiente de temperatura, especie y tipo de piscina)

Parasite-S ™

Camarón

Control de hongos (familia Saprolegniaceae) en huevos de todas las especies

0,025-0,100 ml/L

Huevos de peces agua dulce

Control de hongos (familia Saprolegniaceae) en huevos de peces agua dulce

500 a 1000mg/L/15 min

Salmónidos

Control de enfermedad branquias asociada con Flavobacterium branchiophilum

Perox-AID 35%

Peces de agua dulce fría y pez gato del canal

Control de enfermedad por Flavobacterium columnare (Flexibacter columnaris).

Finquel

Peces

Anestésico

0,015-0,330 g/L (21 días)Tricaine-S

Peces

Anestésico

0,015-0,330 g/L (21 días)

Chorulon ®

Peces reproductores macho y hembra

Ayuda en mejorar funcion de desove 50 a 510 UI/lb machos67 a 1816 UI/lb hembras

48


La FDA igualmente reconoce que existen patologías para las cuales no hay tratamientos aprobados. Para estos casos, se estipuló una legislación (Guía Política de Complacencia, 7125.06) que permite la aplicación de una droga autorizada de una forma diferente a la indicada en su respectiva NADA. Esta excepción puede ser solo empleada por un veterinario registrado y para los casos en que los animales tengan una alta probabilidad de morir.

Sin embargo, se pueden encontrar casos en los que la oxitetraciclina ha recibido la aprobación federal, seguramente amparada en alguna de las excepciones que facultan la aplicación de una droga en acuacultura (Guía Política de Complacencia, 7125.06) .

Basados en el conocimiento de la presencia de resistencia bacteriana, el posible riesgo de la transmisión de esa resistencia al hombre y la toxicidad demostrada por algunos de los antibióticos usados en acuacultura, la FDA ha establecido un listado, descrito a continuación, de drogas cuyo uso en medicación veterinaria (Fuente: FDA web site, www.fda.gov/cvm, Abril 2003) es totalmente prohibido.

o Cloranfenicol o Clenbute rol o Dietilestrilbestrol (DES) o Dimetridazol o Pronidazol o Otros Nitroimidazoles o Furazolidona o Nitrofurazona o Sulfonamidas (excepto sulfadimetoxina) o Fluoroquinolonas (Enrofloxacina, Sarafloxacina) o Glicopéptidos (Vancomicina)

3.2.6.2. Regulaciones de la EMEA

La EMEA establece que no podrá autorizarse la puesta en el mercado de un medicamento veterinario, con excepción de los inmunológicos, para ser administrado a animales cuya carne o productos sean destinados al consumo humano si no tiene establecido el correspondiente LMR (LMR: contenido máximo de residuos resultante de la utilización de un medicamento veterinario autorizado en la UE como admisible en un producto alimenticio) tal y como está previsto en el Reglamento CEE 2377/90 del Consejo de 26 de Junio de 1990.

El Reglamento CEE 2377/90 determina la inclusión de los medicamentos veterinarios en uno de cuatro anexos:

49

Alimento artificial

Esta normativa entró en vigor a partir del 1 de Enero de 1997, quedando desde entonces prohibido el uso de medicamentos veterinarios que contengan sustancias farmacológicamente activas que no estén mencionadas en los anexos I, II o III, en especies productoras de alimentos. Esta misma normativa es aplicable a los productos de acuacultura.Así, la situación de los principios activos para los que se ha establecido un LMR en salmónidos y otros peces queda como se aprecia en las siguientes tablas (Fuente: EMEA web site, www.emea.eu.int/).

Anexo I : Sustancias farmacológicas para las que hay un LMR establecido.

Anexo II : Sustancias para las cuales no es necesario establecer un LMR.

Anexo III : Sustancias farmacológicas con LMR provisionales.

Anexo IV : Sustancias farmacológicas para las que no puede establecerse un

LMR y por ende queda prohibida su administración a animales

productores de alimentos.

50


Sustancia Especie animal LMR

Amoxicilina

Todas las especies productoras de alimentos

50 µg/kg: músculo, hígado, riñón, grasa 4 µg/kg: grasa

Ampicilina


50 µg/kg: músculo, hígado, riñón, grasa 4 µg/kg: grasa

Clortetraciclina


600 µg/kg riñón

300 µg/kg hígado

100 µg/kg músculo, leche200 µg/kg huevos

Danofloxacina


100 µg/kg músculo

50 µg/kg grasa

200 µg/kg hígado, riñón

Difloxacina


300 µg/kg músculo

100 µg/kg grasa

800 µg/kg hígado

600 µg/kg riñón

Enrofloxacina


100 µg/kg músculo, grasa200 µg/kg hígado, riñón

Eritromicina


200 µg/kg músculo, grasa, hígado, riñón 40 µg/kg leche

150 µg/kg huevos

Florfenicol


Peces

100 µg/kg músculo

200 µg/kg grasa

2000 µg/kg hígado

300 µg/kg riñón

1000 µg/kg músculo + piel

Flumequina

Salmónidos


Oxitetraciclina


600 µg/kg riñón

300 µg/kg hígado

100 µg/kg músculo, leche200 µg/kg huevos

Sarafloxacina

Salmónidos


Sulfonamidas Todas las especies productoras de alimentos

100 µg/kg músculo, hígado, riñón, grasaLa combinación de residuos del grupo de sulfamidas no debe superar 110 µg/kg.

Tiamfenicol Peces 50 µg/kg músculo + piel

Trimetoprim Todas las especies productoras de alimentos

50 µg/kg músculo, grasa, hígado, riñón, leche

Anexo I. Sustancias farmacológicas para las que hay un LMR establecido

51

Alimento artificial


Formaldehído Todas las especies productoras de alimentos

No hace falta establecerlo

Glutaraldehido Todas las especies productoras de alimentos


Peróxido de hidrógeno Todas las especies productoras de alimentos


Yodo y compuestos yodados



Sulfato de Magnesio



Cloruro sódico

Todas las especies productoras

de alimentosNo hace falta establecerlo

Cloruro de benzalconio Todas las especies productoras de alimentos

Para uso como excipiente, hasta una concentración de 0.05%


Levamisol


Provisional:10 µg/kg músculo, hígado, riñón, grasa, leche.

Tetraciclinas


Provisional: 600 µg/kg riñón, 300 hígado, 200 huevos, 100 músculo, 100 leche (suma de droga original y su epímero 4).

Acido Oxolínico En estudio

Anexo II: Sustancias para las cuales no es necesario establecer un LMR

Anexo III: Sustancias farmacológicas con LMR provisionales

Anexo IV: Sustancias farmacológicas PROHIBIDASo Nitrofuranos: Furazolidona, nitrofurazona…o Cloranfenicolo Dimetridazolo Clorpromazinao Metronidazol

Las técnicas para la determinación de los diferentes antibióticos no se presentan en este manual por su complejidad y la necesidad de laboratorios especializados.

52


3.3. Factores que afectan el consumoCésar Molina-Poveda, Héctor Nolasco-Soria, Fernando Vega, Ramón Casillas-Hernández, Olimpia Carrillo, Tsai García-Galano, Luís Martínez-Córdova

Para la mayoría de especies cultivadas la ingesta de alimento varía primariamente

con el tipo de alimento, tamaño del camarón, temperatura del agua, condiciones

climáticas, densidad de cultivo y salud. Los productores de camarón deben tomar

todo estos factores en consideración para maximizar la eficiencia del programa de

alimentación. Es por lo tanto fundamentalmente importante que los periodos

preferidos de ingesta de alimento sean determinados y las cantidades apropiadas

de alimento sean suministradas a saciedad.

3.3.1. Características del alimento artificial

3.3.1.1. Atractabilidad

Los crustáceos a diferencia de los peces tiene una alta capacidad de recepción

sensorial a distancia mediante el uso de quimiorreceptores y una baja capacidad de

recepción sensorial por efecto de la visión (Heinen, 1980). Por lo tanto, la

telorrecepción o identificación del estímulo químico a distancia es clave para que

los crustáceos puedan identificar el alimento o la fuente alimenticia. El propósito

de este método es determinar el tiempo de reacción del camarón frente al

balanceado como una manera de estimar la atractabilidad que éste produce. Para la determinación de la atractabilidad se puede seguir el método

ensayado por Álvarez (2007) para evaluar la capacidad de atracción, incitación y

estimulación al consumo del alimento, consiste en colocar 5 camarones 0,5g en

acuarios y mantenerlos en ayuno por 24h. Después del ayuno los camarones se

desplazan a un extremo del acuario con una barrera de vidrio o de malla, antes de

colocar en el centro del extremo opuesto 1g de alimento a evaluar. Se levanta la

estructura divisoria (tiempo cero) y se cuantifica el número de camarones que

acuden al alimento (atracción) a los 2, 5 y 10 min. El comienzo de la alimentación

(incitación) y permanencia en la ingestión (estimulación) se la observa hasta el

minuto 30.La velocidad del desplazamiento puede ser comparada con la producida

por otros balanceados, para definir cual tiene mejor atractabilidad.

3.3.1.2. Palatabilidad

Se han descrito varias modalidades para medir el comportamiento alimenticio en

diversas especies. Las pruebas de estimulación alimenticia de posibles atractantes

se evalúa la ingestión o consumo de la fuente de estimulación mediante el uso de

disco de agar, pelets de agar, pelets de almidón o dietas purificadas y

53

Alimento artificial

semipurificadas, (Adams y Johnsen, 1986; Costero y Meyers, 1993 ; Hidaka et al.,

2000).Una forma adecuada de determinar el grado de aceptabilidad de un balanceado es a través de la determinación del consumo de alimento. Para esto en un acuario se pueden colocar unos 10 camarones de peso conocido (4-5g), y se los alimenta dos veces al día con una cantidad conocida de balanceado. Dos horas después se colecta el alimento no consumido con un sifón, sobre canastas con ojo de malla de 500 pesadas y rotuladas previamente. El pelet recogido sin materia fecal debe ser

osecado a 60 C por 24 horas, pasado este tiempo las mallas conteniendo el pellet seco son pesadas. Los cálculos para determinar el consumo de alimento porcentual se realizan en base seca mediante la siguiente fórmula:

100 xP

P -PPingestióndeTasa

animal

sobrantedado=

Donde: P = Balanceado suministradodado

P = Balanceado no consumidosobrante

P = Peso del camarónanimal

3.3.1.3. Textura

Mantener la integridad física de un alimento, con mínima desintegración y lixiviación de nutrientes en el agua no es tarea fácil, especialmente para especies bentónicas como el camarón que posee hábitos lentos de consumo y requieren roer el alimento antes de la ingestión. En vista de esto, se ha tratado de controlar los factores que se relacionan con la estabilidad del alimento en el agua. Los aglutinantes se han estudiado debido a que tienen efecto además de la hidroestabilidad sobre la textura. Aglutinantes artificiales tienen menor capacidad de retener agua dentro del pellet sin disgregarse mientras que los aglutinantes naturales como el agar, alginato, gluten de trigo, almidón de yuca, entre otros no presentan esta desventaja. De ahí que dependiendo del tipo de aglutinante usado en la fabricación se pueda formar un pelet esponjoso o elástico y suave, o un alimento duro difícil de roer, proporcionando poco o ningún beneficio nutricional al camarón.

Para tener una aproximación del comportamiento del balanceado en presencia de agua y que tanto se consumiría por parte del camarón, se toma una muestra aleatoria de diferentes sacos equivalente a unos 100g, y se le sumerge en agua por un tiempo inferior al establecido por el análisis de hidroestabilidad.El porcentaje de absorción de agua se calcula por diferencia gravimétrica entre el peso registrado del alimento en cada tiempo de inmersión evaluado y el peso inicial del pellet expresando el resultado de acuerdo a la siguiente formula:

x100PI

PI-Pb-PD=rción%Hidroabso

di

54


Donde: PD = Peso de la dieta después de X minuto de inmersióndi

Pb = Peso del recipiente. PI = Peso inicial de la dieta.

Mientras más agua absorba sin desintegrarse más fácil será para el camarón triturarlo y consumirlo mejor.

3.3.2. Condiciones fisiológicas del camarón

3.3.2.1. Ciclo de Muda

Si bien es cierto que actualmente existen métodos ya tradicionales de calcular la cantidad de alimento que se debe agregar a un estanque de producción, estos se basan principalmente en la biomasa total que se calcula basándose en biometrías periódicas de los organismos del estanque en cuestión. No obstante, aún y cuando este es un método que efectivamente permite conocer la cantidad de alimento a agregar diariamente (y que es un porcentaje determinado en base a la biomasa total), es necesario hacer notar que dentro de la población de camarones no todos se encuentran en las mismas condiciones fisiológicas a la vez. Esto debido a los ritmos biológicos propios de cada especie los que han sido estudiados por diversos autores (Díaz-Granda, 1997; Molina et al., 2000; Nolasco et al., 1997). Uno de estos ritmos biológicos es el fenómeno de la muda, el cual tiene una relación directa con el proceso de alimentación del camarón en cultivo.

La muda o ecdisis representa para los crustáceos la posibilidad de llevar a cabo los procesos normales de crecimiento. Esto ocurre de forma cíclica cada vez que el organismo está preparado para aumentar de talla y peso. El viejo exoesqueleto es liberado rápidamente y es producida una nueva capa quitinosa que tenderá a endurecerse hasta adquirir la consistencia y dureza del exoesqueleto anterior. Durante este proceso el cuerpo del camarón ha absorbido agua y la división celular se ve favorecida provocando el incremento de volumen y peso del animal (Drach, 1939; Van Wormhoudt y Bellon-Humbert, 1996).

Drach y Tchernigovtzeff (1967) definieron en Palaemon serratus cinco estadios principales, los cuales se encuentran también en el resto de los crustáceos. Presentados de una manera resumida son:

Estadio A. 2.5 % del la duración del ciclo: Postmuda.Exosqueleto muy blando, sedas llenas de matriz protoplásmica. En un paso siguiente inmediato la matriz se retrae hacia la mitad de la seta.

Estadio B. 16.5% de la duración: Postmuda. El exoesqueleto muestra una consistencia apergaminada. Se comienza a formar

un estuche cónico en la base de la seta.

55

Alimento artificial

Estadio C. 21% de la duración: Intermuda.El exoesqueleto está completamente formado y es resistente. El estuche cónico de

la seta está terminado.

Estadio D. 60% de la duración: Premuda.El epitelio se desprende de la cutícula, principio de la formación de la seta. Inicio de

secreción de nuevas capas cuticulares. Formación de la nueva seta (ganchos,

bárbulas), coloración de la nueva cutícula. Reabsorción del antiguo exoesqueleto.

Apertura del surco de dihesencia. Estadio E. 0.5% de duración: Muda o exuviación.

Expulsión del tegumento; el animal sale de su antiguo exoesqueleto y lo abandona. Esquemáticamente el ciclo de muda del camarón y los crustáceos en

general es el siguiente.

MUDA>> POSTMUDA>> INTERMUDA >> PREMUDA>> MUDA (E) (A, B) (C1-4) (D0-4) (E)

Este ciclo se repite a todo lo largo de la vida del camarón y disminuye su frecuencia según el organismo se vaya haciendo mas viejo.

3.3.2.1.1.Identificación de los estadios de Muda

Los estadios de muda en los camarones pueden ser identificados por inspección visual una vez que se ha adquirido la suficiente práctica para esto. En un principio se deberá contar con un microscopio estereoscopio que permita al interesado comenzar a analizar los urópodos a través del aparato y comparar sus hallazgos con una simple inspección visual.

El método más práctico es el que involucra las señales de cambio de color asociadas con la formación del nuevo caparazón e indican de igual manera el tiempo aproximado en que ocurrirá la muda. A medida que el camarón avanza en el proceso de premuda el nuevo caparazón formado comienza a ser visible bajo el caparazón duro. Para visualizar el nuevo caparazón se utilizan las partes más delgadas del caparazón duro. La experiencia práctica indica que el borde de los urópodos es la mejor zona de reconocimiento. Lo anterior debido a que son apéndices aplanados y translúcidos por lo que el nuevo exoesqueleto es fácilmente identificable (Fig. 12).

Las señales visuales se limitan a la aparición de líneas de diversos grosores y transparencias y en ciertos casos de tonalidades particulares. Estas líneas apenas se aprecian en el estadio de intermuda (Fig. 15). En las fases tempranas de la

56


Figura 12. Urópodos de reproductor de L. vannamei . Las flechas indican la región donde se realiza la inspección visual

a

Figura 13. a) Acercamiento de los urópodos en los cuales se ha marcado deliberadamente la región donde aparece la separación del viejo exoesqueleto y que permite reconocer los estadios de premuda. b) Fotografía microscópica que muestra la formación de las nuevas setas en el estadio de premuda. En este estadio disminuirá el consumo.

57

Alimento artificial

Figura 14. a) Acercamiento de los urópodos donde no se observa separación alguna entre el viejo y el nuevo exoesqueleto, el organismo se encuentra en postmuda. b) Fotografía microscópica que permite ver la no formación de nuevas estructuras y la ausencia de separación de las zonas cuticulares.

Figura 15. Imagen microscópica que permite observar la zona del urópodo con la formación incipiente del nuevo exoesqueleto. El organismo está pasando de intermuda a premuda. En los urópodos a simple vista solo se observa una delgada línea transparente, casi imperceptible.

a b

58


premuda aparece una banda blanca apenas perceptible entre dos líneas más oscuras, en el borde mencionado. Esto no es sino la separación del antiguo caparazón con respecto al nuevo que se forma (Fig. 13).

A medida que avanza la premuda las líneas oscuras se separan y la banda blanca se hace más evidente siguiendo el mismo borde de los urópodos. En ocasiones los urópodos adquieren tonalidades más intensas que en los otros estadios.

Finalmente la banda blanca se ensancha aún más y las líneas oscuras que la bordean se hacen más evidentes. El camarón se encuentra en premuda avanzada y mudará en breve. En este momento los urópodos pueden adquirir una consistencia “acolchonada”, fácilmente identificable con una ligera presión de los dedos.

Durante el ciclo de la muda, los camarones acumulan en la glándula digestiva reservas nutrientes que son utilizadas mayormente en la construcción del futuro exoesqueleto y en la síntesis de nuevos tejidos. Estas reservas son movilizadas de una manera diferente según el estadio de muda. Los estadios extremos, premuda tardía (D3 y D4) y postmuda (A, B) son caracterizados por una ausencia en el consumo de alimento y en la absorción de grandes cantidades de agua (Drach, 1939; Fernández, 1997).

A pesar de que muchos autores han demostrado el cese parcial o total de la alimentación en determinados estadios de muda de diversos crustáceos (Williams,

1982; Brito-Perez y Diaz-Iglesia, 1983; Harpaz et al., 1987; Shin y Chin, 1994), muy poco se ha hecho en la aplicación de este conocimiento en la alimentación de especies de interes comercial. A esta conducta cíclica de no-alimentación se le ha denominado “ayuno fisiológico” y se ha sugerido que puede deberse al hecho de que en el proceso de despojarse del exoesqueleto, algunas estructuras como la boca, el esófago y parte del estómago dejan de ser funcionales. Estos órganos poseen una capa de quitina que es una continuación de las capas externas. Esta cubierta quitinosa en el momento de la muda, se desprende junto con el antiguo exoesqueleto impidiendo que se sigan realizando las funciones normales de prensión, tránsito y molienda del alimento (Ceccaldi, 1997). De hecho las mismas branquias quedan inutilizadas por la misma causa y el camarón no volverá a respirar normalmente hasta que estas vuelvan a adquirir la rigidez necesaria. Asimismo, después de la muda, las estructuras digestivas reblandecidas no serán funcionales hasta varias horas después. Estos estudios y otros de igual relevancia nos permiten sugerir que no solo existe una imposibilidad física que impide los procesos normales de alimentación durante los estadios críticos del ciclo de muda, sino que existen de igual manera cambios metabólicos importantes en los procesos bioquímicos nutricionales que modifican la conducta alimenticia del animal (Casillas et al., 2002).

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Alimento artificial

3.3.2.1.2. Manejo de la alimentación con base en el ciclo de muda.

Un hecho comprobado es que dentro de un estanque de cultivo, siempre tendremos camarones en diferente estadio del ciclo de muda. Por lo tanto un porcentaje importante de estos camarones estarán en los estadios de premuda, muda y postmuda, donde no consumen alimento. Si esto es un hecho, entonces la pregunta es la siguiente: ¿por que calcular la ración diaria de alimento con base a una biomasa de camarones que no comerán en un cien por ciento? Las tablas de ajuste de las raciones no consideran a la muda dentro de sus cálculos y seguramente una parte del alimento que se está agregando al estanque no esta siendo consumido ni aprovechado por los camarones. El costo de esta sobrealimentación puede ser altísimo. Como ejemplo consideremos que en un sistema de estanques el 30% de la población se encuentra en estadios de premuda tardía, muda y postmuda temprana (incapacitados para comer); tenemos entonces que el 30% del alimento diario se está agregando sin razón alguna; esa cantidad de alimento multiplicada por los días de alimentación y el número de estanques representará una cantidad asombrosa de dinero que prácticamente se estará aplicando sin necesidad alguna. Más aún, el costo ambiental tanto interno como externo de agregar este material orgánico a los estanques debe ser considerado. En la medida que la materia orgánica no utilizable dentro del sistema de producción se incrementa la demanda (química) de oxígeno aumenta y más altas serán las probabilidades de que estos nutrientes sean utilizados como caldo de cultivo para bacterias y parásitos, mismos que incrementan la demanda (bioquímica) de oxígeno, propician enfermedades en el cultivo, disminuyen el rendimiento y en casos extremos provocan la muerte de los camarones.

El objetivo de este tema es conocer el ciclo de muda y utilizarlo para optimizar el manejo de la alimentación en el cultivo de camarón. Molina et al. (2000) reporto una reducción en el FCA de 2,1 siguiendo una tabla de alimentación versus 1,2 obtenido al suministrar la cantidad de alimento en función del estadio de muda de los animales. Para lograr tal resultado se requirió de realizar la identificación del estadio de muda en cada una de las semanas que duro estudio. En este sentido Fernández-Luna (1998) desarrolló técnicas que permiten el cálculo de la cantidad de alimento a ser agregado en el estanque con base en los estadios de muda de la población de camarones Litopenaeus schmitti en cultivo, como a continuación se describen:

1)Muestreo de 100 animales cada dos días, en cinco puntos del estanque (cuatro a los extremos y uno al centro).

2)Determinar los camarones que se encuentran en postmuda precoz y premuda tardía utilizando como referencia los patrones fenotípicos de la porción distal de los urópodos bajo el estereoscopio. Cuando el técnico esté familiarizado la observación podrá ser hecha a simple vista.

3)Determinar la biomasa real a alimentar (en kg). Ejemplo:

60


Biomasa total 4504 kg, % de muda= 15% (estadios B0, B1, D3, D4) biomasa real a alimentar= 3828 Kg.

4) Consultar las tablas de referencia para alimentación (ver Tabla 21).5) Alimentar según la biomasa real a nutrir (siguiendo el ejemplo

anterior). Para 3282 Kg de biomasa real (15% de muda), 4,5% (tabla de alimentación), peso 5-10g se requieren 172,26 kg de alimento (Sin tomar en cuenta la determinación de la muda se hubieran requerido 202,68 kg).

6) Alimentar de acuerdo a los horarios establecidos para la especie (en el caso de L. schmitti) la autora menciona los horarios establecidos por Díaz-Granda (1997) con base en los ritmos circadianos de actividad enzimática digestiva que son: 10h00, 18h00 y 02h00.

7) Determinación del FCA cada semana.8) Como el comportamiento de los animales durante la muda es cíclico, se

pueden seguir dos ciclos completos de muda, (alrededor de 10 días en función del peso) y después continuar dando la misma proporción de alimento por día hasta el cambio de peso (según la tabla de referencia).

Las estrategias operativas del manejo de la ración diaria de alimento con base al ciclo de muda para una población de camarones L. vannamei en estanquería, sugieren que el manejo debería ser el siguiente (Vega-Villasante et al., 2000):

1)Realizar muestreos de los camarones dos veces por semana. En el caso de que la alimentación sea llevada a cabo por el método de charlolas, los camarones nunca deberán ser colectadas de estas, pues el estado fisiológico de los camarones que se encuentran ahí, no necesariamente corresponde con el de la población total.

2)Determinar el estadio de muda en un número no menor de 30 animales por estanque, basándose en la identificación de los patrones de intermuda, premuda y postmuda en los urópdos de los camarones muestreados,

3)Calcular el porcentaje de animales que no están en condiciones de comer (ayuno fisiológico),

4)Ajustar la ración en base al porcentaje de la biomasa que esta en posibilidad de alimentarse.

5)Alimentar en los horarios establecidos para L. vannamei, con base en los picos máximos circadianos de actividad enzimática digestiva (10h00-12h00 y 18h00-20h00).

Para implementar estas estrategias de ajuste de la ración se requiere de personal capacitado. Las variaciones en las dimensiones de los estanques y extensión total de la granja requerirán de estrategias de muestreos particulares. Además deberá

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Alimento artificial

considerarse el gasto en recursos humanos estimando el costo beneficio de esta estrategia particularmente en granjas, con grandes extensiones de cultivo. Dada la sincronización fisiológica de los organismos en los estanques de cultivo, es posible reducir los muestreos agrupando piscinas en función de la fecha de siembra y de esta manera muestrear una piscina por grupo rotando cada una por semana. Es importante recordar que los patrones luz-oscuridad son determinantes para desencadenar la muda y son constantes y estables durante las diferentes estaciones del año. Por ello en granjas de gran extensión se sugiere el muestreo de un número representativo de estanques que permita extrapolar los resultados a toda la granja. Por ejemplo: En una granja que cuente con 20 estanques (>5 ha ha), se realiza el muestreo inicial de todos ellos para determinar los estadios de la muda de los organismos. Si en la mayoría de los estanques los organismos se encuentran con porcentajes similares para los diferentes estadios de muda, se seleccionan solo cinco estanques para ajustar la tasa de alimentación.

3.3.2.2. Ritmo Circadiano

Se ha dicho que en el cultivo del camarón el alimento juega un papel importante, especialmente la ración, la frecuencia y el horario de alimentación. Se han evaluado diversas frecuencias y horarios de alimentación en el crecimiento del camarón. Los resultados de estos estudios indican una considerable variación al respecto y sugieren la importancia de considerar factores bióticos (actividad enzimática) y abióticos (fotoperiodo) como efectores en el comportamiento alimentario del camarón. Estudios recientes señalan que los horarios de alimentación pueden ajustarse considerando la actividad circadiana de los organismos. Ya se mencionó el efecto cíclico del fotoperíodo sobre el consumo de alimento. En particular, la variación de las enzimas digestivas ha sido reconocida como parte importante de la fisiología y el comportamiento alimentario del camarón. Por esta razón, la determinación de la variación circadiana de las enzimas digestivas y el tiempo de inducción de la actividad enzimática resulta importante en el establecimiento de frecuencias y horarios de alimentación. La aplicación de la tecnología de ajuste de los horarios de alimentación en el cultivo de camarón blanco, ha demostrado su efecto positivo al incrementar la tasa de crecimiento hasta en un 35%. Esta sección permite, conocer las técnicas para determinar la variación circadiana de las proteasas digestivas y la determinación de los horarios de alimentación para el camarón blanco, L. vannamei, en cultivo semi-intensivo.

El objetivo es hacer el ajuste de los horarios de alimentación del camarón blanco, L. vannamei, en cultivo con base en la variación circadiana de las enzimas digestivas (proteasas).

Para determinar el ritmo circadiano de enzimas digestivas de los organismos en cultivo se requiere realizar las siguientes acciones:

1.Colocar en el estanque jaulas de aislamiento de 1-2 metros cuadrados

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para el pre-acondicionamiento de los organismos (Figura 16).2.Colocar 60 organismos en intermuda por cada jaula de aislamiento,

de acuerdo a Oliva et al. (1989) (Figuras 12-15).3.Mantener a los organismos sin alimentar con balanceado por 24

horas.4.Hacer muestreos, al azar, de 5 camarones en intermuda, cada 2 horas,

por un periodo de 24 horas.5.Realizar la disección de la glándula digestiva de los 5 camarones,

hacer un pool de las mismas, pesarlas y guardarlas en congelación en un vial cerrado.

6.Preparar los extractos enzimáticos, mediante la homogeneización de las glándulas digestivas con 2 volúmenes de amortiguador a pH 7,5 mediante el uso de un homogeneizador de tejidos, un potter o un mortero.

7.Clarificar los extractos enzimáticos por centrifugación.8.Determinar el contenido de proteína de los extractos.9.Determinar la actividad proteolítica de los extractos enzimáticos.10.Determinar la actividad específica por muestra.11.Graficar actividad específica por hora de muestreo12.Identificar los picos de actividad proteolítica (horas del día con

mayor actividad específica).13.Determinar los horarios de alimentación, restando 1 a 2 horas a los

horarios de aparición de los picos de actividad enzimática.

Figura 16. Jaula utilizada para mantener los camarones L. vannamei y determinar el ritmo circadiano de la actividad proteolítica.

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Alimento artificial

En la figura 17 se aprecian picos y valles que representan las horas del día con mayor y menor actividad proteolítica digestiva de los organismos en cultivo, respectivamente.

El protocolo técnico así como los análisis químicos incluidos en el presente protocolo y son de bajo costo y pueden ser realizados por laboratorios comerciales o instituciones educativas o de investigación que den este servicio.

3.3.2.2.1. Preparación de los extractos enzimáticos

Los organismos muestreados se pueden anestesiar en hielo, previa la disección de la glándula digestiva (hepatopáncreas). El conjunto de hepatopáncreas (HP) (5 para cada uno de los 12 muestreos tomados) se pesa y se homogeniza con dos volúmenes de amortiguador Tris-HCl 50 mM (pH 7,5) en baño frío usando un homogenizador Potter o utilizando un mortero mantenido frío en un baño de hielo.

3.3.2.2.2. Clarificación de los extractos de hepatopáncreas

Cada extracto enzimático se centrífuga (14.000 rpm, 5 minutos, 5C). El sobrenadante se recupera y se guarda en un vial cerrado. Esta fracción es

Horas del día

5

10

15

18:00 20:00 22:00 00:00 02:00 04:00 06:00 08:00 10:00 12:00 14:00 16:00Act

ivid

ad

esp

ecí

fica

(u

/mg

pro

teín

a)

Figura 17. Ejemplo de la variación circadiana de la actividad enzimática digestiva (proteasas) de L. vannamei, en estanques de cultivo de Sonora, México (Casillas-Hernández el at., 2006).

Picos de actividad proteolitica Horarios de alimentación

Hora del dia

10h00

20h00

02h00

08h00

18h00

00h00

Tabla 17. Ejemplo de ajuste de los horarios de alimentación en función del ritmo circadiano de enzimas digestivas

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considerada como el extracto crudo enzimático, que incluye a las proteasas digestivas del camarón. Los extractos enzimáticos serán guardados en congelación (-20C) o en baño de hielo, hasta su uso para la determinación de proteínas y de actividad proteolítica.

3.3.2.2.3. Determinación de proteínas

La determinación de proteína de los extractos enzimáticos de glándula digestiva se realiza por el método de Bradford (1976). La mezcla de reacción consiste en 8 L de extracto enzimático, 792 L de agua destilada y 200 L de reactivo de Bradford para proteínas. Se agita en el vortex y posteriormente se lee la absorbancia a 595 nm en el espectrofotómetro. Se debe utilizar una curva estándar de albúmina bovina (Sigma, Chem.) para la cuantificación de proteína. Como método alternativo se puede utilizar el protocolo de Lowry (1951).

3.3.2.2.4. Determinación de actividad proteolítica

La actividad digestiva de proteasas en los extractos enzimáticos se determina utilizando azocaseína como substrato. La mezcla de reacción consiste en 20 L de extracto enzimatico, 230 L de TRIS-HCl (50 mM; pH 7,5), se inicia la reacción con 500L del substrato azocaseína (al 1% en TRIS-HCl, 50 mM, pH 7,5). La mezcla se incuba durante 30 minutos a temperatura ambiente. La reacción es detenida con 500L de ácido tricloroacético (TCA) al 20%. Posteriormente, se centrifuga la mezcla reacción 14.000 rpm, durante 5 minutos a una temperatura ambiente. Se lee la absorbancia del sobrenadante a 440 nm, utilizando un espectrofotómetro. Una unidad de proteasa es definida como la cantidad de enzima requerida para incrementar 0.01 unidades de absorbancia a 440 nm, por minuto. La actividad específica es expresada como unidades de enzima por miligramo de proteína (U/mg).

Si no se cuenta con el substrato de azocaseina, se puede sustituir por caseína (al 1% en TRIS-HCl, 50 mM, pH 7,5) usando el mismo protocolo antes descrito. La absorbancia del sobrenadante se lee a 280 nm, en lugar de 440 nm

3.3.2.2.5. Construcción de la curva de ritmo circadiano de proteasas digestivas del camarón

La curva de ritmo circadiano de enzimas digestivas se construye generando el gráfico donde en el eje de las ordenadas (Y) se tenga a la actividad proteolítica (actividad especifica) y en el eje de la abscisas (X) se tenga la hora del día, donde fue realizado el muestreo.

Es importante considerar las condiciones de fotoperiodo de cada granja por lo que es recomendable la aplicación de esta técnica en al menos una granja de

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Alimento artificial

cada zona o región donde se establece el cultivo, considerando los ciclos y periodos de cultivo establecidos. La aplicación de esta tecnología para ajustar los horarios de alimentación, esta diseñada para granjas que utilizan sistemas de cultivo semi-intensivos y sistemas de alimentación al boleo con charolas usadas como indicadores. Para sistemas de alimentación exclusiva en charolas, debe considerarse el costo beneficio y la factibilidad práctica de hacer las alimentaciones en los horarios establecidos. Por otro lado, es necesario evaluar la actividad enzimática en las diferentes etapas del cultivo, para lo cual se puede utilizar la talla del camarón. Se recomienda muestrear organismos en intermuda considerando los intervalos 2-5, 5-10, 10-15, 15-20, etc.

3.3.2.3. Talla

Una correlación entre el cambio ontogenético en la actividad enzimática y la variación en el patrón alimenticio en camarones peneidos ha sido ampliamente aceptada (Fang y Lee, 1992; Ribeiro y Jones, 2000). La importancia de conocer la variabilidad de la actividad enzimática relacionada con el proceso ontogenético radica en el hecho de que ésta relación se puede usar como un índice del estado trófico para estimar la fase de desarrollo en las cuales las formulaciones de las dietas deben ser modificadas (Cuzon et al., 1980).

La dieta de los camarones cultivados en sistemas extensivos y semi-intensivos está total o mayoritariamente compuesta de alimento natural debido a que los fondos de estos estanques son orgánicamente ricos y ofrecen una variedad de fuentes alimenticias presentes naturalmente (Nunes et al., 1997). Es así que en el estudio llevado a cabo en piscinas camaroneras con animales muestreados a los 2, 4, 6, 8, 10 y12g para determinar contenido estomacal y actividad enzimatica (Gamboa-Delgado et al., 2003), se observo que en los camarones de 6 g y mayores, el material vegetal aportó una contribución mayor al 30% del contenido estomacal total. Fue notable el aporte de fragmentos de plantas macrofitas ya que estuvieron presentes en un 65 y 74% del total de los estómagos de camarones en 8 y 10 g, respectivamente. No se observaron plantas macrofitas acuáticas creciendo en el estanque, pero en cambio, se observó una gran cantidad de plantas herbáceas y arbustivas alrededor de este. Por lo tanto los fragmentos observados en los contenidos estomacales de los camarones de 6, 8 y 10 g pudieron haberse derivado de tales plantas y probablemente fueron transportados por el viento u otras acciones mecánicas hacia el estanque. La marcada disminución en la proporción del alimento artificial en el contenido estomacal a partir de los 6 g de peso puede estar relacionada con la observación realizada por Uribe y Posada (1999) en la que se indica que el consumo de alimento artificial aumenta semana a semana y tiende a estabilizarse hasta que los camarones alcanzan los 7 u 8 g. Molina y Piña (1999) también encontraron un pico máximo de consumo entre los 8 y 11 g, posteriormente observaron una disminución; sin embargo, la tasa de crecimiento se mantuvo ascendente.

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Gamboa-Delgado et al. (2003) también observo que a mayor peso corporal una mayor preferencia por alimento natural posiblemente porque los organismos buscan nutrientes más apropiados para la subsiguiente etapa reproductiva. Una adaptación digestiva ante nuevas preferencias alimenticias podría estar ocurriendo porque aparentemente en los estadíos de vida más tardíos, las enzimas digestivas de L. vannamei se ajustan a sustratos con menor contenido proteínico (disminución de la actividad de las proteasas) y con mayor contenido de carbohidratos y lípidos (mantenimiento o aumento de la actividad amilasa y lipasa). La disminución en el consumo de alimento artificial determinada a partir de los 8 g de peso en el presente y otros trabajos (Uribe y Posada, 1999; Molina y Piña, 1999) puede estar en relación directa a la disminución de la actividad de las enzimas proteasas y la tripsina, mientras que por otro lado, el mantenimiento de la actividad amilasa podría representar una respuesta fisiológica ante el mayor consumo de material vegetal y de otros elementos de la productividad natural.

El cambio en la composición del contenido estomacal puede soportar que una diferente preferencia alimenticia esta ocurriendo a medida que el camarón crece. La estimación de las tendencias en las actividades enzimáticas y la evaluación de la preferencia alimenticia deben ser consideradas para al mejoramiento de los esquemas de alimentación y de formulación para camarones en específicos estadios de vida.

3.3.3. Condiciones ambientales del estanque

Nuevas tendencias en el ajuste de la ración están relacionadas por un lado con las condiciones ambientales como oxígeno disuelto, temperatura y pH, y por otro lado con la especie en cultivo (Elovaara, 2001), como a continuación se detalla.

3.3.3.1. Oxígeno disuelto

De acuerdo a la disminución en la concentración promedio de oxígeno disuelto el ajuste de la ración de alimento debe ser el siguiente:

2.8 a 3.0 mg/L Reducir la ración en 25%2.5 a 2.7 mg/L Reducir la ración en 50%< de 2.5 mg/L No alimentar.

3.3.3.2. Temperatura

La temperatura tiene un pronunciado efecto sobre la frecuencia de alimentación. oEl consumo de alimento es óptimo entre 27 y 31 C. Cuando la temperatura cae por

odebajo de los 25 C, el L. vannamei se enterrará en el lodo del fondo de la piscina por periodos de tiempo en el día y por consiguiente la tasa de consumo de alimento declinará alrededor de un 50% como resultado de la disminución de su

ometabolismo. Cuando la temperatura del agua cae bajo los 20 C, la alimentación se

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Alimento artificial

detiene. Esto se puede presentar durante la transición de la estación lluviosa a la seca, y durante varios días y noches de la estación seca, por lo que el esquema de alimentación debe ser ajustado a estos cambios. De acuerdo a la disminución de la temperatura, las recomendaciones para seis importantes especies comerciales son las siguientes:

Litopenaeus vannamei y Penaeus monodon:22-24 °C. Reducir la ración en 50%< 22 °C. No alimentar

Litopenaeus stylirostris:20-22 °C. Reducir la ración en 50%< 20 °C. No alimentar.

Fenneropenaeus penicillatus:15-18 °C. Reducir la ración en 50%< 15 °C. No alimentar

Marsupenaeus japonicus:13-15 °C. Reducir la ración en 50%< 13 °C. No alimentar

Fenneropenaeus chinesis10-13 °C. Reducir la ración en 50%< 10 °C. No alimentar

3.3.3.3. pH

Respecto a la elevación del pH, para todas las especies se recomienda lo siguiente:9.0 a 9.5 Reducir la ración en 25%9.5 a 10 Reducir la ración en 50%> 10 No alimentar.

3.4. Dosificación y distribución del balanceado en granjaCésar Molina-Poveda, Walter Quadros, Luís Martínez-Córdova, Iliana Fraga

3.4.1. Formas de suministro del balanceado

3.4.1.1. Al boleo: Manual o mecánica

Respecto a la manera de poner el alimento a disposición de los organismos en cultivo, las dos formas más comunes hasta ahora, son 1) la alimentación al boleo, es

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decir esparciendo éste sobre el estanque, distribuido lo más homogéneamente posible, y 2) la de proporcionarlo en charolas de alimentación. Respecto a la primera forma, esta se puede llevar a cabo manual o mecánicamente. Para la alimentación al boleo de forma manual se puede hacer desde la orilla del estanque en carretillas o carros, o se pueden utilizar pequeñas lanchas, que hacen recorridos en zigzag, por todo el estanque, cambiando el recorrido en el siguiente suministro, para alcanzar a cubrir la mayor superficie del estanque y evitar así que se acumule en ciertas áreas. En el segundo caso, el suministro se lleva a cabo desde la orilla utilizando carros con alimentadores capaces de enviar y dispersar el alimento hasta distancias considerables.

A continuación se describen las ventajas y desventajas de la alimentación mecánica y manual:

Ventajas de la alimentación Mecánica:

•La posibilidad de alimentar una superficie de 100 hectáreas con solo 3 empleados (la forma tradicional en lancha ocupa una persona por cada 4 hectáreas.

•El costo de un alimentador mecánico, es poco menor que dos botes con sus motores, que servirían para alimentar 100 hectáreas,

•La frecuencia y logística de alimentación se pueden optimizar. •Una camioneta pick up puede carga el alimento y el alimentador. •El costo del combustible es 50% más bajo.

Desventajas de la alimentación mecánica:

•Se requieren accesos y muros en buen estado.•No es efectiva en estanques demasiado grandes (alcance de 30 m).•El viento puede restringir la alimentación a solo un lado del estanque.•El alimento se puede concentrar en ciertas áreas con efectos negativos al

fondo del estanque.•En períodos lluviosos se dificulta la alimentación.

Ventajas de la alimentación manual:

•El alimento puede ser distribuido eficientemente en estanques de cualquier tamaño.

•La competencia por el alimento se reduce al mejorar la distribución (comprobado con charolas).

•El viento y la lluvia no interfieren.

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Alimento artificial

Desventajas de la alimentación manual:

•Se requiere una supervisión muy eficiente.•El costo laboral es 12% superior y el de combustible 50% más alto que en

la alimentación mecánica. •La bioseguridad es más problemática debido al movimiento de equipo y

personal, de un estanque a otro.

3.4.1.2. Comederos o charolas de alimentación

El comedero es un dispositivo diseñado para contener alimento, su tamaño puede variar entre 0,50 y 0,80 m de diámetro, debiendo permitir el fácil y completo acceso de los camarones (Fig. 18). Cada comedero debe reunir ciertas características básicas que permitan su adecuado manejo, entre las principales tenemos: maniobrabilidad para una rápida medición del alimento sobrante y un peso adecuado que posibilite su monitoreo (Felix, 1998).

Salame (1993) define dos tipos de comederos: el modelo Taiwanes (cuadrado) y el modelo modificado para el medio ecuatoriano (circular), este último es construido con uno o con doble marco de tubo de PVC (cloruro de poli vinilo) de 3/4 de pulgada o 1 pulgada relleno de arena para darle capacidad de hundimiento, a este marco se cose una malla preferentemente plástica, el diámetro del ojo de malla comúnmente usada es de 1 mm para todo el ciclo productivo (ver Fig. 18).

Los comederos opcionalmente pueden llevar un objeto pesado (piedra) para hacer más fácil su inmersión, antes de lo cual se sujetan por medio de cordeles a una estaca (2,5 m de longitud), debe tenerse en cuenta colocar la estaca en sitios pre - establecidos (suelo en buenas condiciones) para facilitar y hacer más efectiva esta operación. Aunque también puede prescindirse de la estaca y usarse pequeñas boyas que tienen un cordel atado al comedero, con el fin de poder

Figura 18. A la izquierda, la charola más utilizada en el Brasil y a la derecha, una charola luego de la pesca de un estanque.

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ubicarlos. Para una rápida localización en los turnos de alimentación nocturna se recomienda numerar o pintar la estaca, la vida útil promedio de los comederos es de 5 ciclos, y su mantenimiento es mínimo por ser de fácil limpieza. En el Brasil, predominan charolas circulares y el material empleado son la parte interna de neumáticos de automóviles Figura 2.

3.4.1.2.1. Instalación, localización y número de comederos

La instalación de los comederos difiere con relación al sistema de producción empleado, para los cultivos intensivos se recomienda instalarlos a partir del primer muestreo de crecimiento (Zendejas-Hernández, 1994), generalmente entre los 20 o 30 días posteriores a la siembra. En los cultivos semi – intensivos es común la instalación mas temprana de los comederos, de acuerdo a experiencias que demuestran que el camarón juvenil a de acostumbrarse más rápido al consumo de alimentos peletizados. Jory (1995) indica que al ubicar los comederos deberían evitarse las áreas o zonas con alto nivel de materia orgánica, como canales interiores de drenaje hacia la compuerta de salida donde se han acumulado la mayor cantidad de sedimentos anaeróbicos. Se considera también una distribución de los comederos de acuerdo a la dinámica del estanque, colocando un mayor número en las zonas con una profundidad de por lo menos 80 cm lo cual es indicado como aceptable (Viacava, 1995; Rivas, 1997).

La cantidad de comederos utilizados puede aumentar dependiendo de la habilidad que tenga el productor para suministrar el balanceado, recomiendan en sistemas semi-intensivos que se utilicen de 15 a 20 por ha incrementándose conforme aumenta la biomasa hasta 30/ha. Aunque también se recomienda utilizar una cantidad de 8 - 10 comederos por ha en piscinas pequeñas (< 1 ha) (Clifford, 1992). Otro criterio usado empíricamente es que las charolas deben ser introducidas en el estanque de forma equidistante en número proporcional a las densidades de cultivo de camarón (1 charola para cada 10.000 camarones) (Nunes, 2003). En cambio cuando los comederos son usados para monitorear el consumo de alimento se recomienda un mínimo de 2/ha independientemente del tamaño de la misma (Akiyama y Polanco, 1995).

3.4.1.2.2. Operación de comederos

Los comederos en determinada cantidad pueden ser manejados por una sola persona y para su adecuado control es necesario contar con canoas de fibra de vidrio, remos y un dosificador de alimento por cada operario, se recomienda establecer una ruta para cubrir todos los comederos de la piscina teniendo en cuenta la dirección del viento.

Según Viacava (1995) y Felix (1998) un operario puede revisar cerca de 200 comederos en un período de 6 horas o por ración diaria, adicionalmente estos

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Alimento artificial

autores indican que no se debe cambiar de puesto continuamente al operario ya que esto provoca desconcierto y el trabajo con los comederos pierde continuidad, generándose un mal manejo e información errática. Bador (1998) recopiló para los

Cantidad promedio (%) de alimento remanente en el comedero

Ajuste de la tabla dealimentación

0

Incrementar 10%

< 10%

Mantener la misma ración

10 - 25%

Reducir 10%

25 - 40%

Reducir 20%

> 40% Suspender la ración

Cantidad promedio (%) de alimento remanente en el comedero

Ajuste de la tabla dealimentación

0

Aumentar 20 – 30%< 5 %

Mantener la misma ración

> 5 % Reducir 5%Requerimiento fuerte Aumentar 40%

Tabla 18. Ajustes recomendados a la tasa de alimentación basados en el promedio de alimento sobrante en el comedero (Bador, 1998).

Tabla 19. Ajustes recomendados a la tasa de alimentación basados en el promedio de alimento sobrante en el comedero (Akiyama y Polanco, 1995).

sistemas semi - intensivos un método preciso y cuantificado en cuanto a las reglas de ajustes de la alimentación total en comederos, pero que es riesgoso si el personal no capta el nivel de precisión requerido (Tabla 18).

Akiyama y Polanco (1995) indican que el ajuste de alimentación en cultivos intensivos puede efectuarse tomando en consideración población, crecimiento y estado del camarón examinado en el sitio (Tabla 19). Las raciones al inicio del cultivo son pequeñas, especialmente en casos de siembra directa. Normalmente no se alimenta en comederos las dos primeras semanas ya que estudios con diferentes especies de camarón demuestran que habiendo fertilizado correctamente la piscina (orgánica o inorgánica) las larvas tienen suficiente alimento en el plancton y bentos presente (Allan et al., 1995; Hernandez et al., 1995).

3.4.1.2.3. Mejoras en el Manejo y en el diseño de las charolas

Factores antes ignorados, asociados al manejo y al diseño de las charolas, están siendo ahora considerados puntos críticos para mejorar los niveles de conversión

72


alimenticia. La perdida de ración en el momento de alimentar ocurre cuando es colocado el alimento en la charola y ocurre también durante el trayecto de la charola, es decir desde que es soltada en la superficie del agua hasta llegar al fondo del estanque (Nunes, 2003). Experimentos realizados en laboratorio demostraron

Perdidas (%)Cantidad de ración

(g) por comedero

Sin Boya

Con Boya

500

1.000

1.500

2.000

8,0

61,5

73,1

83,4

Cero

2,0

4,0

9,0

Tabla 20. Perdidas de ración proporcionadas en comederos con boya y sin boya.Fuente: CINA - Compañía Noreste de Acuicultura yAlimentación, Fortim -CE, Brasil

que la velocidad ideal para el descenso de los comederos es de 10 cm/seg (Amaral et al., 2003). El uso de comederos sin la segunda boya, apropiada al peso de la charola, proporciona perdidas de ración que varían en torno de 8,0% a 83,4 % del peso colocado en la misma (Tabla 20).

Tales porcentajes varían en función de la profundidad del estanque, la velocidad de sumergida del comedero, el choque con el suelo, la densidad del agua, la cantidad de ración colocada, la velocidad de levantamiento de la charola y otros como suciedad en los comederos y la sumergida irregular (Amaral et al., 2003). La caída de la ración de la charola puede llevar al funcionario a concluir que todo el alimento ofrecido está siendo consumido, generando sobre estimaciones de consumo y excesos en la alimentación. La expulsión de la ración de la charola es resultado de innumerables factores, la mayoría por falla humana. Puede ser utilizado también el uso de pedazos de madera para que el comedero no toque el fondo, lo que reduce tanto las suciedades como la misma posibilidad de aplastar camarones (Nunes, 2003).

Con el objetivo de disminuir perdidas, algunos productores utilizan un cono de PVC de 150 mm de diámetro, con un lastre de plomo en su parte inferior para llevar la ración al fondo del estanque conjuntamente con la charola (Fig. 19).

La aplicación de este método combinado entre alimentación para 2 horas y la utilización del tubo de PVC proporciono una reducción en la conversión alimenticia significativa de 1,7:1 para 1,4:1 en el último ciclo de cultivo realizado en la granja experimental Yakult/UFSC. En la granja Cunhamar, nordeste del Brasil, el método de alimentación a través de charolas, utilizando el tubo de PVC genero una reducción de 1,7:1 para 1,5:1 en la conversión alimenticia.

Los comederos tradicionales vienen siendo equipados con pertrechos que varían desde los bordes más elevados en los costados, pies de PVC y/o madera

73

Alimento artificial

fijadas en la base hasta boyas dobles en las cuerdas. La suma de estas mejoras tiene como objetivo impedir la salida de ración, amortiguar el impacto de la charola con el fondo, reducir la velocidad de bajada y propiciar un mejor equilibrio horizontal del comedero en el momento del hundimiento.

Con esto, comenzaron también a prosperar innumerables ideas de nuevos diseños para las tradicionales charolas de alimentación, algunos cuestionables en relación a su eficiencia, otros más persuasivos. Recientemente han surgido charolas industriales manufacturadas de tubos de PVC o polipropileno (Fig. 20), y

Figura 19. Secuencia de alimentación utilizando un tubo de PVC para colocar la ración en las charolas. Finca Experimental Yakult/UFSC.

Figura 20. A la izquierda, la charola con borde retráctil y a la derecha, una charola con la abertura automática de la tapa en el momento del contacto con el suelo.

74


algunas de estas ya contemplan algunas mejoras alcanzadas en granjas camaroneras (Nunes, 2003).

3.4.1.2.4. Perspectivas y discusión

Una preocupación en cuanto al manejo alimenticio a través de las charolas, seria la competencia que existiría entre los animales que se alimentan en la misma charola. Para ejemplificar esto, tomaremos en cuenta un estanque de 1 ha, con 30

2charolas, poblado con 30 camarones/m con una supervivencia estimada de 70 %. Considerando que los animales en el estanque presentan un comportamiento de distribución homogéneo, lo que no es una realidad, correspondería a una población de 7000 animales alimentándose en cada charola. Por este motivo, es importante que el control de la alimentación sea efectuado en cada charola, utilizándose para esto los marcadores. De la misma forma, es de suma importancia elevar el número de charolas en las áreas del estanque donde ocurre un mayor consumo de alimento durante el ciclo de cultivo.

De forma resumida, algunos aspectos importantes para garantizar el éxito en la utilización de los comederos:

•Todos los funcionarios encargados de la alimentación tienen que estar bien entrenados e incentivados.

•Es necesario una buena concentración para evitar la alimentación en exceso.

•Es necesario la supervisión constante del desempeño de los funcionariosencargados de la alimentación.

•El costo de la implementación y del trabajo se paga con el ahorro de ración, del renovación de agua y de la aireación.

3.4.2. Ajuste de la ración

El determinar la cantidad de alimento que se va a proporcionar al camarón, debe tomar en cuenta diferentes factores que intervienen en el proceso de producción. Los más comúnmente utilizados hasta ahora y las nuevas tendencias, se detallan a continuación.

3.4.2.1. Mediante tablas de alimentación

Internacionalmente son escasos los informes sobre tablas de alimentación en la literatura especializada, la mayoría de los datos sobre esta temática se encuentran en propagandas de compañías productoras de alimentos balanceados que establecen diferentes criterios, basados en el nivel de proteína del mismo y el comportamiento del crecimiento de las especies de camarones peneidos más estudiados.

75

Alimento artificial

Las tablas de alimentación establecen tasas de acuerdo a un porcentaje de la biomasa de camarones en el estanque, que se va reduciendo a medida que los animales aumentan de talla, de ahí la importancia de los muestreos poblacionales y de crecimiento para su correcta y eficiente utilización, los que deben realizarse con una frecuencia quincenal y semanal respectivamente.

Las tablas de alimentación deben variar de acuerdo a la composición del alimento utilizado, disponibilidad de alimento natural, calidad del agua (concentración de oxígeno disuelto y temperatura del agua), así como de las especies de camarones, su edad, densidad de siembra y carga.

Tamaño (g) 1 2 3 4 5 6

1 16.0

6.0

-

10.0

15.0

12 2 11.7

4.8

5.5

8.0

13.0

6 3 8.6

4.2

4.7

6.0

10.0

6

4 7.2

3.8

4.2

4.0

9.0

5

5 6.2

3.4

3.9

3.8

8.0

5

6 4.8

3.2

3.6

3.6

7.0

5

7 4.4

2.9

3.3

3.4

6.0

4

8 4.0

2.8

3.0

3.2

5.5

4

9 3.9

2.7

2.9

3.0

5.0

4

10 3.6

2.6

2.8

2.8

4.5

4

11 3.5

2.4

2.6

2.6

4.0

3

12 3.3

2.3

2.6

2.5

3.8

3

13 3.1

2.2

2.5

2.4

3.5

3

14 3.0

2.1

2.4

2.3

3.3

3

15 2.9

2.0

2.3

2.2

3.0

3

16 2.7

1.9

2.3

2.1

2.8

2

17 2.5

1.9

2.2

2.1

2.6

2

18 2.4

1.8

2.1

2.0

2.5

-

19 -

1.7

2.0

2.0

2.4

-

20 - 1.7 2.0 2.0 2.3 -21 - 1.7 1.9 - - -22 - 1.6 1.8 - - -

Tabla 21. Tablas de alimentación publicadas para camarón peneido. Las cifras son el porcentaje del peso corporal alimentado diariamente. Después de Clifford III (1992).

No existen tablas de alimentación ''universales'', estas deben ser ajustadas de acuerdo a las condiciones de cada granja y hasta de cada estanque (piscina). Fuentes:1. Zendejas-Hernández (1994); juveniles, densidad de siembra sin especificar.

22. Villalón (1991); 6.5 – 9 juveniles/m23. Villalón (1991); 12.5 – 18.5 Pl/m24. Akiyama y Chuang (1989); 5/m

25. Akiyama y Chuang (1989); 10/m26. Jaime et al. (1994); 4/m

76


El empleo de jaulas dentro de los estanques para establecer las tasas y esquemas de alimentación que promueven los mejores resultados ha sido desarrollado con resultados satisfactorios (Fig. 21). Tacon (1989), Clifford (1994), Jory (2001) y Fraga et al. (2003) dan algunos ejemplos sobre tasas de alimentación que se han empleado.

Figura 21. Foto de las jaulas utilizadas para evaluar las tasas y esquemas de alimentación a escala piloto, confeccionadas de malla raschel de 5 mm de luz de malla y una superficie de 1 m2 y con sustrato del fondo de los estanques para simular las condiciones del cultivo.

3.4.2.1.1. Estimación de la biomasa en el estanque

Para realizar un ajuste adecuado de la ración a suministrar es imprescindible hacer un estimado de la biomasa lo más cercano posible a la realidad. El primer muestreo se debe realizar a los 30 días de iniciado el cultivo, realizando 4 lances de atarraya por hectárea en puntos equidistantes del estanque, respetando las cuadrículas virtuales. Para ello se debe garantizar un personal entrenado para los muestreos, el atarrayador debe ser siempre el mismo con el propósito de evitar errores en los cálculos. Al finalizar el ciclo de engorde se verificará la confiabilidad de los muestreos permitiéndose un margen de error de ± 150 kg con relación a la biomasa final.

El cálculo de la supervivencia por la atarraya se estima siguiendo los siguientes puntos.

21) Se determina el área de la atarraya por la ecuación: A = πr . El radio se mide con la atarraya extendida.

2) Se realizan 4 lances por hectárea y se promedia el número de camarones entre el número de lances.

77

Alimento artificial

23) Se obtiene un número por m que se puede llevar a la dimensión que tiene el estanque.

4) Se aplica el factor de corrección. Cada granja camaronera en particular y aún más cada estanque, tiene un factor de corrección. Este factor corrige el cálculo del número de camarones al suponer que la atarraya cae al 100 % abierta (lo cual es falso).

Algunos utilizan el factor 1.78 y otros el factor 2.50. En otros casos se utiliza una corrección previa al área de la atarraya y que puede ser 0.25, 0.45 o 0.5 dependiendo de la eficiencia que se haya obtenido para cada estanque en particular.

Se debe tener en cuenta que no hay un método 100 % confiable por sí mismo y depende mucho de la experiencia del técnico responsable de la finca.

Ejemplo práctico:La atarraya de supervivencia responde a las siguientes característica• Radio = 1.85 metros•Luz de malla = ¼ pulg (0.6 cm).• Libras de plomo = 8 lb (3.6 kg)

En el muestreo se hicieron 70 lances y se sumaron un total de 1585 camarones. Para saber el promedio de camarones por lance se divide el número total de camarones entre el número de lancesCamarones por lance = 1585 / 70 = 22.64.Se ha determinado el área de la atarraya como:

2 2A = πr A = 3.1416 (1.85)r = 1.85 m A = 3.1416 x 3.42

2π= 3.1416 A = 10.75 m

•Algunos realizan su corrección basada en:

-La profundidad del estanque-Velocidad del viento-Acción del atarrayador-Ensayos de muestreos.

2•Otros utilizan el área completa. Si la atarraya tiene 10.75 m y hay 22.64 camarones por lance tengo:

2 2Camarones /m = 22.64 / 10.75 = 2.1 cam /m

Luego se aplica el factor de corrección (F.C.)22.1 x F.C. = 2.1 x 1.78 = 3.73 camarones /m

78


3.4.2.2. De acuerdo al consumo aparente

La alimentación de acuerdo al consumo aparente es una alternativa a la tabla de alimentación. Con este sistema el suministro de balanceado es ajustado dependiendo de la actividad del camarón. En cada alimentación la persona que alimenta estima la cantidad de balanceado que el camarón puede consumir entre raciones. Esta aproximación asegura que la tasa de alimentación será la apropiada de acuerdo a la demanda. En sistemas de cultivo de camarón donde el agua tiene una alta carga de materia orgánica que imposibilita ver la cantidad de alimento no consumido, el uso de comederos o charolas de alimentación es necesario. Este método se basa en el consumo aparente, estimado al recolectar después de dos horas el excedente de balanceado no consumido lo cual servirá para el cálculo de la siguiente ración. Los ajustes de las veces que serán alimentados son hechos individualmente para cada punto de alimentación y para cada intervención, considerando las sobras observadas junto con la tabla de corrección de las tasas de alimentación (Tabla 22).

Con la práctica del uso de las charolas, se observó en los estanques que el consumo de ración en las charolas no era igual para todos los puntos, había lugares en donde los camarones consumían más y otros menos. Los lugares de mayor consumo eran normalmente: cerca de la entrada de agua, durante la renovación; cerca de los aireadores funcionando; en las charolas ubicadas en el centro del estanque durante el día, en las que se encuentran cerca de los taludes en la noche y también conforme a la calidad del fondo de los estanques. Debido a este comportamiento fue elaborado un sistema de argollas que permiten un control individual de la alimentación, para cada charola y por lo tanto en los distintos lugares del estanque (Fig. 22). El sistema informa al siguiente alimentador cuanto balanceado fue dado en cada charola, de la siguiente manera: en la media luna externa existen 10 anillos marcadores de color rosado y verde que equivale a 100g cada uno. En tanto que en la media luna interna cada uno de los dos anillos vale 500g. Por ejemplo, cuando es aplicado 600g de ración, en el lado cuadriculado debe estar un anillo externo (100g) y un anillo interno (500g).

AjusteSobrante

Procedimiento

Reducción Aumento

Mucho

Retirada del alimento residual

50 % -

Mitad


20 % -

Poco


- -

Ninguna Incremento en la cantidad de ración - 20 %

Tabla 22. Ajustes diarios en la alimentación de acuerdo con las sobras en las charolas.

79

Alimento artificial

Figura 22. A la izquierda, un marcador actual con argollas utilizado para cada charola de alimentación y a la derecha un marcador en la estaca de apoyo.

3.4.2.2.1. Criterios para el ajuste de la alimentación

Recientemente han sido adoptadas tablas de alimentación restrictivas (Tabla 16), conocidos como bandas. En estas, son estipulados límites máximos de oferta de ración en relación al peso del camarón, con la expectativa de una reducción del factor de conversión alimenticia (FCA) (Amaral et al., 2003). Algunas granjas ya establecieron un tope de alimentación diario que no puede ser traspasado, independiente que el camarón esté consumiendo todo el alimento. Esta estrategia alimentaria está demostrando resultados favorables, pues aparte de minimizar costos de producción, ha disminuido también el FCA. Para camarones, los límites de oferta deben ser referidos teniendo en cuenta el apetito y la capacidad máxima de ingestión de ración de la especie. Sin embargo, restricciones en la oferta de la ración pueden llevar a un efecto negativo, generando condiciones de sub-alimentación y deficiencia nutricional, en particular en los sistemas intensivos sujetos a estrés, deficiencia de alimento natural y expuestos a un mayor grado de infecciones (Nunes, 2003). Por esto el uso de bandas es válido para la identificación de excesos a la hora de alimentar, establecimientos de metas

Peso Máxima alimentación diaria permitida (%biomasa)

0,3 g

5-6 %

3 – 5 g 3,5 %

5 – 10 g

2 – 3 %

11 – 15 g

1 %

Tabla 23. Orientación para el ajuste de las tasas de alimentación, con base en proporcionar ración exclusivamente en charolas.

80


y para el auxilio de los ajustes semanales. La base teórica para la aplicación de la tabla es el consumo por encima de la capacidad digestiva de los camarones, lo que caracterizará el consumo de lujo. Como ejemplo, considerando la disponibilidad de alimento natural, la banda adoptada en la "Finca Experimental Yakult- UFSC", en el sur de Brasil sigue la estrategia mostrada en la tabla 23.

Otro método que está siendo utilizado con el objetivo de disminuir el exceso de alimentación en las granjas, es el uso de charola como monitoras del apetito. Este método consiste en proporcionar la alimentación que los animales pueden ingerir en dos horas. Para esto, es importante que en la granja se examine el comedero y estime el consumo después de este período lo cual permita establecer la ración para próxima alimentación.

3.4.2.3. De acuerdo a la disponibilidad del alimento natural

Como ya ha sido establecido, una buena parte de la nutrición del camarón es cubierta por el alimento natural del estanque (Martínez et al., 2002). Esto es más significativo al principio del cultivo, pero esta contribución va disminuyendo paulatinamente a medida que la demanda de los organismos en cultivo es mayor, y la capacidad de reproducción del alimento natural no alcanza sostenerla.

Hay varias experiencias llevadas a cabo donde se ha ajustado la ración alimenticia en base a la biomasa de alimento natural presente en el sistema de cultivo (Martínez et al., 1998). Para calcular la biomasa de alimento natural en el estanque se consideraran aquellos organismos del zooplancton y del zoobentos que el camarón pudiera eventualmente consumir. En el caso del zooplancton se toman muestras en una cubeta de 10 L con una malla lateral de 60 mm. La porción remanente en la cubeta se pasa a un fraccionador Folsom para tomar una parte proporcional (0.5, 0.25 o 0.125 según la abundancia aparente). Esta fracción se limpia de material no vivo, se escurre y se pesa en una balanza digital. El cálculo de

2la biomasa por m de estanque se realiza considerando que los estanques tienen en 3 promedio 1m de profundidad y por lo tanto 1 de m agua

2Biomasa (g/ m ) = (peso de la muestra / fracción tomada) x 100La cuantificación de zoobentos se realiza tomando muestras con un muestreador de PVC de 10cm de diámetro que luego se pasan por tamices con mallas de 10, 5 y 1mm. Los organismos son recogidos de todas las mallas eliminando aquellos que el camarón no puede consumir como gatropodos, almejas, etc.; y una vez

2 escurridos son pesados en una balanza digital. La biomasa de zoobentos por m se calcula de la siguiente manera.

2Biomasa (g/m ) = peso de la muestra x 128.54Aquí se consideraron únicamente aquellos organismos que por su tamaño y tipo, los camarones pueden ingerir. Los resultados arrojan las siguientes recomendaciones:

81

Alimento artificial

Biomasa de alimento natural Alimento a proporcionar (en base a la biomasa en cultivo)

3Más de 40 g/m 3%3Entre 20 y 40 g/m 4%

3Menos de 20 g/m 5%

3.4.3. Frecuencia

Debido a que la producción comercial se desarrolla en piscinas relativamente poco profundas, la actividad de camarón durante la mañana es significativamente reducida. Durante este tiempo, la población migra a áreas más profundas de la piscina y parcialmente se entierra en el lodo del fondo. De ahí que alimentar durante periodos de incremento de actividad como tarde y noche podría resultar en un mejor consumo de alimento y conversión alimenticia (FCA). Por lo tanto, para una más eficiente utilización del alimento se requiere del suministro de varias raciones durante este periodo cuando la actividad del camarón es la mas alta. Sin embargo, en operaciones comerciales de gran escala esta estrategia no es práctica ni costo-efectiva. Detallada supervisión es muy difícil realizar en la noche debido a la limitada visibilidad. Por esta razón, es mas practico alimentar durante las horas de luz y cuando el camarón presenta mayor actividad esto es, la mayoría de esquemas de alimentación tienen que ser cambiados a un periodo entre cerca del mediodía y cerca del atardecer. Horas del día en que también se produce la mayor cantidad de oxígeno en los estanques.

Una frecuencia alimenticia es un punto básico del manejo alimentario de los camarones marinos. La lixiviación de los nutrientes de la ración a las pocas horas de su inmersión en el agua (Cuzon et al., 1982), el corto tracto digestivo de los camarones (Nunes, 1996), o por que llega a saciedad rápidamente, sugiere que la ración debe ser ofrecida en cantidades próximas a la capacidad máxima de consumo del camarón y en mayores frecuencias diarias. Además, el número de alimentaciones por día esta determinado por la estabilidad del balanceado y la tasa en la cual el alimento es consumido, digestado y metabolizado por el camarón. Animales pequeños como las postlarvas metabolizan su alimento mas rápido que los grandes, por lo que generalmente requiere que la alimentación sea repartida varias veces al día, espaciadas entre 2 o 3 horas, por que intervalos mas amplios pueden causar canibalismo. A medida que los camarones crecen la frecuencia de alimentación puede decrecer. Según Jory (1995), un incremento de la frecuencia alimenticia tiene beneficios inmediatos sobre el cultivo de camarones marinos, incluyendo un aumento del consumo alimenticio y del crecimiento de los animales. Adicionalmente a estas ventajas, Villalón (1991) indica que un aumento de la frecuencia reduce la perdida por lixiviación de nutrientes y mejora la conversión alimenticia.

82


La utilización de una determinada frecuencia alimenticia en una finca no debe ser aplicada directamente a otra, por las variaciones ecológicas de los estanques, principalmente lo que se refiere a cantidad y calidad de la biota natural (Marques, 1997). Clifford III (1992), indica que una óptima tasa de alimentación y frecuencia alimenticia deben ser determinadas para cada finca, a través de la comparación de los resultados de crecimiento, supervivencia y FCA, en las diversas fases del ciclo de vida de los camarones, tomando en consideración las variaciones estaciónales de los factores ambientales. Jory (1995), cita que en Asia un gran número de fincas aplica frecuencias de alimentación alrededor de seis veces por día, en tanto que en América Latina es común trabajar con una a dos alimentaciones diarias.

Es por lo tanto importante señalar que, bajo condiciones donde fuentes de nutrientes externas al alimento artificial aporta muy poco a la dieta del camarón, ya sea por que no se promueve la productividad natural o debido a la intensificación del cultivo, la tasa de crecimiento del camarón debería incrementarse por un aumento a 4 o más raciones diarias de la frecuencia de alimentación. Sin embargo como ha sido mencionado, no es práctico alimentar piscinas grandes de engorde más frecuentemente que dos veces al día. Un mejor rendimiento del alimento artificial puede ser obtenido a través de un mejor entendimiento de la productividad natural en la nutrición del camarón que vía incremento de la frecuencia de alimentación.

Es por lo tanto crítico que el alimento sea aplicado en las cantidades y frecuencias correctas a través del periodo de cultivo, ajustando las tasas de alimentación constantemente de acuerdo a la tasa de crecimiento, mortalidad y apetito.

3.5. Impacto del alimento y de la alimentación en el sistema de cultivo y cuerpos receptoresCarlos Lechuga, Francisco Magallón

La aplicación de diferentes procedimientos de alimentación en el cultivo de camarón se refleja en distintas respuestas del medio ambiente que recibe los efluentes. Estas respuestas pueden traducirse en una modificación parcial o total de la cadena trófica del sistema llevándolo a una eutrofización con sus consecuencias hacia una mayor probabilidad de aparición de enfermedades. Un manejo deficiente del medio ambiente que rodea a los sistemas de cultivo, aumenta el riesgo de epidemias y disminuye la posibilidad de ejercer una actividad acuícola sostenible.

De esta manera, los impactos ambientales asociados al cultivo de camarón emergen de la eficiencia de consumo del alimento y uso del agua, cuyos productos de transformación que son vertidos al ambiente como excesos de alimento no ingerido y heces fecales, han participado en el colapso de la camaronicultura de diferentes países en el mundo.

83

Alimento artificial

El alimento artificial proporciona la mayor parte del nitrógeno (N),

fósforo (P) y materia orgánica (MO) del estanque de cultivo. Solo una fracción de

N y P son transformados en biomasa de camarón (alrededor del 23 al 47%). El resto

es acumulado en el estanque o eliminado como heces fecales. Durante los procesos

de recambio de agua una gran proporción de N, P y MO es vertida en el sistema

acuático receptor, aumentando la disponibilidad de alimento a los productores

primarios, pero también aumentando la demanda biológica de oxígeno y

disminuyendo la transparencia del agua. Si este sistema acuático receptor no es

capaz de asimilar los excesos, empieza su deterioro por un aumento considerable

de fósforo, nitritos, amonio, sulfuros, que a su vez, si la granja depende de este

suministro de agua para su producción, el factor de éxito de cultivo disminuye

significativamente. En esta parte del manual, se señalan los procedimientos requeridos para

identificar la capacidad de carga inicial del sistema acuático del cual dependen los

estanques de cultivo y su respuesta de transformación por los efluentes que le son

vertidos. La aplicación periódica de este procedimiento, permitirá conocer la

variabilidad temporal (mensual, estacional) de sus principales:

•procesos físicos, con la estimación de los volúmenes de intercambio de

agua entre el cuerpo de agua que recibe el efluente y cuerpos de agua

adyacentes (estero-laguna, estero-mar, laguna-mar, bahía-mar). Esta es

una indicación de la dinámica del sistema y de su capacidad de

autodepuración. Conociendo los volúmenes de intercambio de agua y el

volumen del sistema, permiten conocer el tiempo de renovación total del

agua del sistema.

•procesos químicos, basado en que los volúmenes de agua que se

comparten entre cuerpos de agua adyacentes, intercambian también

diferentes concentraciones de nitrógeno y fósforo. Estas

concentraciones, naturalmente, deben mantener una proporción

adecuada para que el sistema no las acumule. Cualquier alteración de

esta proporción, inestabiliza al sistema y lo vuelve más frágil.

•procesos biológicos, consistentes en la estimación de las cantidades de N

y P que son incorporados a la cadena trófica por la vía de la fotosíntesis y

determinar si existen excesos (elevada producción primaria) capaces de

desestabilizar el sistema y transformarlo en un sistema eutrófico.

84


Para la adecuada aplicación de este procedimiento, requiere de:

a. Un plano (escala menor a 1:25.000) donde se localicen las granjas que dependen del sistema acuático (estero, laguna o bahía) y su conexión con el mar.

b. Delimitación física del sistema acuático receptor de los efluentes y el sistema acuático adyacente (generalmente por restricciones naturales de flujo de agua como estrechos o bocas).

2c. Estimación de la superficie (km ) y profundidad media (m) del sistema acuático que recibe el efluente.

d. Identificación de otros aportes de agua ajenos a la granja (ríos, drenes, otros efluentes) con descarga en el mismo sistema acuático receptor, con cálculo o estimación de su flujo diario y obtención o medición de sus contenidos en N y P.

e. Acceso a información diaria de precipitación pluvial (mm) y evaporación (mm) generada por la estación meteorológica del Organismo Meteorológico más cercano a la granja camaronícola.

3.5.1. Procedimiento

En el mapa que se genere identificando los sistemas acuáticos receptor y adyacente a la granja, distribuir de 3 a 5 puntos de muestreo en el área acuática receptora y 1 a 2 puntos de muestreo en el área acuática adyacente. Los puntos de muestreo del sistema acuático receptor deben representar sus características ambientales generales; los puntos de muestreo del sistema adyacente son indicativos de características ambientales diferentes impuestas por la restricción natural del flujo de agua.

Realizar un muestreo periódico superficial para medición de salinidad, nitratos, nitritos, amonio y ortofosfatos:

Semanalmente, si se quiere conocer la variabilidad mensual, estacional y anual.

Mensualmente, si se requiere conocer la variabilidad estacional y anualVerter los datos generados en las hojas de cálculo interactivas que se anexa en el soporte digital de este documento.

Los datos semanales se promedian (4 por mes) para obtener la capacidad de carga mensual del sistema acuático receptor.

Los datos mensuales (4 por mes) se promedian para cada estación del año para conocer la capacidad de carga del sistema receptor para cada estación del año. La decisión de conocer la capacidad de carga mensual o estacional, dependerá de las necesidades del productor y de su compromiso para llevar a cabo el muestreo periódico.

85

Alimento artificial

3.5.2.

La interpretación de los resultados de las hojas de cálculo interactivas (mensual, estacional), requiere de una capacitación inicial del responsable y de la colaboración opcional del experto. Algunas consideraciones generales pueden ser aquí definidas:

3.5.3. Capacidad de intercambio de agua

Los volúmenes de agua que se vierten en el sistema acuático receptor, aquellos que se pierden principalmente por evaporación y la mezcla de agua con el sistema acuático adyacente, tienen su efecto final en el tiempo de renovación de agua. Mientras menor tiempo requiera el sistema receptor para renovar su agua, más dinámico es el sistema y menos las posibilidades de eutrofización (1 ~ 10 días).

3.5.4. Capacidad de proceso de N y P

Con los volúmenes de agua que se intercambian, es importante que el cuerpo acuático adyacente tenga menor carga de N y P que el cuerpo acuático receptor, con el fin de que con un tiempo corto de renovación del agua, la mayor parte de los aportes de N y P sean dispersados.

3.5.5. Capacidad de incorporación de N y P a la cadena trófica

Parte del N y P que se agregan al cuerpo receptor y adyacente, son utilizados por el fitoplancton. Los excesos provocan elevados valores de producción primaria (…) que pueden conducir a un sistema biológicamente inestable. Resultados con signo negativo, indican que el sistema consume mas oxígeno del que produce, por lo tanto corre el riesgo de una eutrofización.

3.5.6. Capacidad de carga del sistema acuático receptor

La variabilidad mensual o estacional de los flujos de agua (lluvia, estiaje, cosecha, etc.), de los aportes mensuales o estaciónales de N y P (escurrimientos pluviales, recambio de agua, cosecha, etc.), se reflejarán en una variabilidad en la producción primaria. Generalmente el sistema acuático receptor no excede su capacidad de carga si la producción primaria permanece con signo positivo. En caso de exceder la capacidad de carga el signo será negativo. Una tendencia hacia la eutrofización del sistema podrá ser temporal o permanente si los signos negativos dominan durante un ciclo anual.

Interpretación de resultados

86


3.5.7. Recomendaciones

El procedimiento para conocer la capacidad de carga de estos sistemas acuáticos, aunque indicativo, permite tomar acciones de control y hacer recomendaciones para reducir los aportes de N y P. La recuperación del sistema, una vez tomadas esas acciones, se observará con la continuación del monitoreo y aplicación de la hoja de cálculo interactiva.Los alimentos balanceados son un excelente medio para el crecimiento microbiano y cuando las condiciones se hacen propicias puede ocurrir una multiplicación exponencial de los hongos, bacterias y levaduras, creándose condiciones para iniciar su deterioro. Una planificación y administración adecuada del uso del balanceado permitirá que este mantenga todas sus propiedades alimentarías y que no constituya un vehículo patológico para los organismos en cultivo.

87

Alimento artificial

Planificación y administración del uso del balanceado en granja4

4.1. Abastecimiento de insumos y balanceado

Dado que los alimentos están compuestos de nutrientes lábiles, esto implica que el periodo de almacenamiento debe ser corto y que se deban proporcionar las condiciones de almacenaje adecuadas, para prevenir los cambios deteriorativos que ocurren en la composición de nutrientes a través del daño oxidativo y/o a través de la infestación con microbios, insectos o roedores.Se recomienda adquirir alimentos para periodos cortos, siempre y cuando se tenga la certeza de su disponibilidad constante. El alimento balanceado no debe ser almacenado por un periodo superior a 3 meses, contados a partir de su fecha de fabricación. La calidad de las vitaminas y de los lípidos se deteriora con el tiempo. Idealmente, los alimentos deben ser comprados, entregados y utilizados mensualmente. Cuando llega un envío de alimento a la granja, es recomendable inspeccionarlo para evaluar su calidad.

4.2. Almacenamiento

Los factores ambientales más importantes que gobiernan el tiempo de almacenaje o la vida de estantería de un pienso son la temperatura y la humedad; estos dos factores dictan la tasa en la cuál se realizan los cambios químicos. Una de las plagas más importantes de alimentos almacenados en climas cálidos y húmedos, son las infestaciones microbianas con hongos filamentosos o mohos. Las consecuencias del crecimiento de mohos en el deterioro de alimentos almacenados se pueden resumir como sigue:

•Reducción del valor nutricional de los alimentos almacenados: el crecimiento de los mohos resulta en la pérdida de lípidos (a través de la destrucción o

Iliana Fraga

digestión enzimática), aminoácidos (los más afectados son la lisina y la arginina) y vitaminas. Los hongos favorecen el desarrollo de rancidez cetónica de los lípidos y el obscurecimiento no enzimático.

•Se afecta adversamente el sabor y la apariencia: el crecimiento de mohos puede causar que se agrupen en forma de grumos o pelotas, que cambie la consistencia, el color y el sabor, y en general ser menos apetecible.

•Producción de micotoxinas: ciertas especies de hongos y en particular Aspergillus flavus, producen metabolitos tóxicos o micotoxinas, de la cual la

aflatoxina B es la más tóxica. Se han identificado cerca de 200 micotoxinas, 1

cada una exhibiendo una toxicidad y sintomatología específica entre los animales que las ingieren.

•Los insectos también pueden causar daños considerables a los alimentos almacenados, ya sea a través del consumo directo de los alimentos, su contaminación (con excrementos, telarañas, partes del cuerpo, olores indeseables y bacterias patógenas como la Salmonella), o indirectamente, produciendo calor e incrementando el contenido de humedad de los alimentos y con ello, proporcionando condiciones favorables para el crecimiento de los mohos.

A continuación, algunas directrices para conservar la calidad del alimento durante el almacenamiento:

1) Los alimentos deben ser almacenados en un lugar seco, con temperatura fresca y buena ventilación. La bodega debe contar con espacio suficiente que permita almacenar el alimento requerido para quince días de alimentación de los animales, de acuerdo con el plan de producción propio de cada granja o de acuerdo al plan de producción de la fábrica.

2) Los pisos y paredes de las áreas de almacenamiento deben ser impermeabilizados, no debe haber presencia de goteras o cualquier tipo de humedad, de la misma manera el espacio debe permitir una adecuada ventilación; el aire caliente, húmedo y estático permite la proliferación de hongos y agrada a los insectos.

3) Los alimentos no deben ser almacenados directamente sobre el piso de concreto ni deben estar en contacto con las paredes. Por lo general, las superficies de concreto están más frías que el aire que rodea a los sacos. Esta diferencia de temperatura hace que la humedad contenida en el alimento migre hacia el área fría. Por lo tanto, el área en donde los sacos entran en contacto con la pared de concreto acumulará humedad, lo que estimula el crecimiento de hongos y el consiguiente deterioro.

90


4) La iluminación debe ser buena sin que permita la entrada directa de los

rayos de sol. Los alimentos balanceados no deben almacenarse a la luz

directa del sol. Esto crea cambios de temperatura en el alimento (día vs.

noche), lo que estimula la descomposición del mismo. La luz directa del sol

afecta adversamente la calidad de las vitaminas y los lípidos.5) No debe mantener altas temperaturas, en especial si se trata de almacenajes

en zonas tropicales, para el caso de granjas es importante conocer que los

edificios de madera, pintados de blanco, con techos de metal reflectivo

proporcionan una mayor protección del calor y la incidencia de los rayos del

sol.6) La bodega debe permanecer completamente limpia.7) Los alimentos balanceados deben ser almacenados sobre paletas de madera

(espaciadores) a no más de 5 sacos de altura, agregue otra paleta de madera

si va a aumentar la altura a más de 10 sacos (Fig. 23). Entre el alimento, las

paredes y las estibas debe mantenerse una distancia de por lo menos 50 cm.

Lo anterior asegura una adecuada circulación de aire entre los sacos, a fin de

mantener unos niveles constantes de humedad y temperatura además de

permitir la limpieza y la colocación de trampas contra plagas.8) El alimento descompuesto o viejo no debe ser utilizado. Suministrar a los

camarones dicho alimento, causa pérdidas económicas aún mayores que

prescindir del mismo.9) Es importante mantener una buena rotación del alimento e insumos y nunca

permitir que bultos con fechas cercanas al vencimiento queden al final de las

estibas. Siga el principio de “el primero que llego es el primero que se usa”.10) Mantenga diferentes alimentos separados y claramente marcados o

rotulados. Sea particularmente cuidadoso de no colocar juntas bolsas o

costales de alimentos medicados y sin medicar.

4.3. Planillas de control

Cuando llega un envío de alimento a la finca, es recomendable inspeccionarlo para

evaluar su calidad. Debe realizarse un control físico de la mercancía que debe venir

acompañada de un certificado de calidad sanitaria (Salmonella, aerobios mesófilos,

coliformes totales, hongos y levaduras) y de un documento que avale la

correspondencia de los alimentos con las especificaciones técnicas (Tabla 24) para

el fin que fueron presupuestados. Hay diferentes criterios para evaluar la calidad

del alimento que incluye sus características físicas tales como tamaño de pelet,

apariencia, integridad, porcentaje de finos, estabilidad en el agua y atractabilidad.

Los criterios y maneras para la evaluación de los piensos varían de finca en finca.

Muchos fabricantes de alimentos balanceados suministran información a sus

clientes sobre como manejar y guardar el alimento.

91

Planificación y administración del uso del balanceado en granja Iliana Fraga

El pienso debe presentarse libre de materias extrañas, insectos y roedores; envasado en sacos de 20 – 50 kg, debidamente etiquetados, la etiqueta debe estar cosida al saco con las especificaciones del producto que contenga, fecha de fabricación, propósito y relación de ingredientes que lo conforman.

Es de conocimiento de todo el sector productivo camaronicultor que la ración usada en el sistema de cultivo intensivo y semi intensivo es responsable por el 50 a 60 % de los costos de producción (Seiffert, 2004). De esta manera, todo el sector productivo está en una constante búsqueda de dietas de calidad reconocida así como también de métodos de manejo de la alimentación, que sirvan para disminuir el factor de conversión alimenticia. Un alimento de alta calidad que es ofrecido erróneamente a los animales de cultivo, puede traer como resultados: bajo crecimiento, alto índice de conversión alimenticia, baja supervivencia, contaminación del agua y enfermedades lo que lo convertiría en un producto de baja calidad (Amaral et al., 2003). Un estudio efectuado por el Consejo de Cultivo de Camarones de Asia mostró una relación directa entre el FCA y la carga de contaminantes que aporta el balanceado hacia el sistema (Tabla 25).

En este sentido, dietas altamente digestibles y con estabilidad adecuada para los camarones, puede contribuir significativamente a la disminución de los índices de la conversión alimenticia así como también la disminución de la carga de nutrientes hacia los efluentes originados por las granjas de camarón. Desde el punto de vista de la sustentabilidad ambiental, la calidad de los efluentes en el

Figura 23. Esquema del modelo de estibas y la forma de colocar los bultos en las bodegas de almacenamiento.

Separación pared (50 cm) Separación entre lotes (50 cm)

92


CRITERIO ESTÁNDAR

Diámetro (mm)

1.8 – 2.4

Longitud (cm)

0.5 – 1.0

Integridad

Sin fracturas y rugosidadesApariencia

Uniforme, nunca varios tonos% de finos

No mayor de 1 %Humedad

10 – 11.5 %Proteína

± 1 %

Grasa

± 1%

Ceniza

Max. 12%

Estabilidad en agua

Hasta 4 horasFlotación (% después de 1 minuto)

0 %

Atractabilidad (minutos a consumo)

< 5

Olor

A pescado, nunca rancioÍndice de acidez

2%,

Índice de peróxido < 10 mili equivalentes O2 /kg.

Tabla 24. Especificaciones recomendadas en balanceados para camarón.

cultivo de camarones está relacionada con el manejo alimentario y con el empleo de dietas de calidad. El sector gubernamental puede contribuir a través de implantación de normas que obliguen a mantener los niveles de contaminación hacia los cuerpos costeros por debajo manteniendo una mayor fiscalización y control de la calidad de las raciones empleadas comercialmente y haciendo seguimiento de los efluentes.

93

Planificación y administración del uso del balanceado en granja Iliana Fraga

5Perspectivas de la nutrición y alimentación del camarón marino en sistemas de cultivoHumberto Villarreal-Colmenares y César Molina Póveda

La producción eficiente de camarón requiere de un alimento nutricionalmente balanceado, de acuerdo al tamaño del organismo y tipo de cultivo, así como de estrategias adecuadas para una alimentación sustentable desde el punto de vista ambiental, técnico y económico. Para ello, se debe generar información básica y aplicada que permita superar las limitaciones actuales de conocimiento. A continuación se analizan algunos de los puntos críticos más importantes.

5.1 Nutrición, genómica funcional y selección

Avances recientes en la investigación indican que los nutrientes modifican la expresión de los genes, pueden alterar el metabolismo y afectar el estado de salud. Sin embargo, aun es necesario ampliar la información que permita entender los factores nutricionales que afectan la salud del camarón y la susceptibilidad a enfermedades. Para ello, es importante utilizar herramientas modernas, como marcadores genéticos, y desarrollar técnicas de diagnóstico rápido para la evaluación in situ de la calidad fisiológica del organismo ante variaciones en las condiciones ambientales y la presencia de enfermedades.

Desde el punto de vista de la selección de características específicas en la especie, es prioritario desarrollar un programa de mejoramiento genético para camarón, dirigido al aprovechamiento eficiente del alimento natural y las raciones balanceadas para el crecimiento. Nutrigenómica es la ciencia que estudia el impacto de la nutrición en la expresión de los genes, que plantea la conveniencia de que en este proceso se utilicen herramientas moleculares modernas de genómica funcional, como los microarreglos, para definir la respuesta del organismo a diferentes raciones balanceadas, en función de efectores abióticos diversos, como

temperatura, salinidad, saturación de oxígeno en el agua, etc. La evaluación de la respuesta potencial a la selección puede evaluarse a través de la estimación de parámetros genéticos como heredabilidad y correlaciones genéticas, asociadas a características productivas. De existir una interacción genotipo/ambiente altamente significativa, se deberá pensar en la conformación de pies de cría específicos por ambiente, que estén mejor preparados para aprovechar eficientemente los nutrientes del balanceado. También será necesario considerar el desarrollo de dietas específicas para cultivo monosexual de hembras de camarón.

5.2 Fuentes alternas de proteína

Durante los últimos 25 años la producción de harina de pescado se ha mantenido entre 5 y 7 millones TM/año. En ese lapso, la acuacultura ha crecido a un ritmo del 9% anual, por lo que la disponibilidad, precio y calidad de la harina de pescado para incorporarla en los balanceados son cada vez más inciertos. Por ello, la industria acuícola mundial se ha interesado cada vez más por las fuentes proteicas vegetales.

Por otro lado, es necesario considerar la presión alcista en el costo de insumos por las restricciones legales para utilizar sub-productos de origen animal en muchos países, el uso cada vez mayor de granos en balanceados acuícolas y en la producción de biocombustibles, y el incremento en la demanda de alimentos asociada al crecimiento poblacional y del poder adquisitivo en países en desarrollo (vgr. China e India).

Ante esta problemática es necesario continuar la búsqueda de nuevas fuentes proteicas vegetales que puedan ser incorporadas en los balanceados acuáticos. Esto requiere generar considerable información nutricional que incluya la caracterización del ingrediente de origen vegetal, digestibilidad, palatabilidad, utilización del nutriente y funcionalidad, con el fin de reducir los costos en la elaboración del balanceado, disminuir la dependencia en la harina de pescado y tener alternativas a las fuentes vegetales tradicionalmente utilizadas. Además, se deben valorar e incorporar moléculas que mejoren la atractabilidad y palatabilidad del balanceado a medida que se reduce la inclusión de harina de pescado. Adicionalmente, algunos métodos deben ser desarrollados para obtener concentrados proteicos (>60%) de fuentes vegetales, necesarios en fórmulas de balanceados que contienen mas de 30% de proteína.

5.3 Prebióticos y Probióticos

Los prebióticos son ingredientes dietéticos no digeribles que estimulan el crecimiento y/o la actividad de algunas bacterias benéficas como Lactobacillus spp. (Chung y Day, 2004), para volverlas dominantes en la comunidad bacteriana del tracto gastrointestinal y limitar el desarrollo de bacterias patógenas. Algunos de

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los prebióticos mas comúnmente utilizados son los fructo-oligosacaridos, transgalacto-oligosacaridos, manano-oligosacaridos e inulina (Vulevic et al., 2004). Por otro lado, el uso de probióticos, suplemento alimenticio a base de microorganismos vivos que afectan benéficamente el balance microbial del organismo huésped (Gatesoupe, 1999), ha sido investigado en la última década. En animales terrestres, los probióticos que son estimulados por los prebióticos, han demostrado jugar un rol integral en la disponibilidad de nutrientes, crecimiento, inmunidad y resistencia a enfermedades (Patterson y Burkholder, 2003). Si estas respuestas son puestas de manifiesto en el camarón, entonces los prebióticos pueden potencialmente incrementar la eficiencia y sustentabilidad de la camaronicultura. Por ello, su uso en cultivos comerciales de camarón se ha incrementado durante los últimos 5 años, aunque no se han establecido relaciones consistentes con la producción, por lo que su impacto sigue siendo cuestionado. Por consiguiente, se requiere una extensa investigación para caracterizar la microflora intestinal y su respuesta a diferentes prebióticos en diversas condiciones de cultivo, a fin de correlacionarla con los índices productivos.

5.4 Contribución del alimento y la productividad natural al requerimiento nutricional

La presión ejercida en el cultivo de camarón por el incremento del costo de insumos prioritarios para la formulación de raciones balanceadas (soya, trigo, harina de pescado), demanda la identificación de fuentes alternativas de proteína y lípidos para sustituirlos. Sin embargo, es también necesario tener un mejor entendimiento de los factores que influencian la eficiencia de uso de la productividad natural en sistemas a base de microalgas y en sistemas heterotróficos, De manera similar, la relación de esta eficiencia con el movimiento de agua y la aireación en sistemas intensivos, debe establecerse. En este sentido, uno de los temas de investigación que aun requiere atención es la determinación de requerimientos de nutrientes dietéticos, tales como los amino ácidos esenciales, en varias especies de penéidos, como es el caso del L. vannamei. Además de establecer los requerimientos para el funcionamiento rutinario del organismo, es necesario llevar a cabo trabajos que determinen los requerimientos nutricionales durante la reproducción, mejoren la respuesta inmune, promuevan la salud y brinden al organismo resistencia a enfermedades.

Se reconoce que la productividad natural provee nutrientes durante el desarrollo del camarón. Por lo tanto, se requiere mejorar el entendimiento del aporte de nutrientes que dan al camarón el alimento balanceado y la productividad natural. La respuesta es crítica para obtener un balanceado efectivo y de costo adecuado. Por ello es importante desarrollar estudios que permitan valorar la contribución de la productividad natural y del alimento balanceado al requerimiento nutricional durante el cultivo. Como los camarones consumen

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Perspectivas de la nutrición y alimentación del camarón marino en sistemas de cultivoHumberto Villarreal-Colmenares y César Molina-Póveda

lentamente el balanceado, muchos de los nutrientes son liberados hacia el estanque, volviéndose inaccesibles para el camarón, pero disponibles para las bacterias. Además, el alimento balanceado no utilizado sirve de sustrato para el desarrollo de bacterias heterotróficas (flóculos bacterianos), que son utilizadas como alimento por los camarones. Aunque los fertilizantes inorgánicos han sido tradicionalmente aplicados para incrementar la producción de fitoplancton y organismos zooplanctónicos, estos tienen una incidencia limitada sobre la biomasa bacteriana. El manejo de la relación C:N ha demostrado en los sistemas acuícolas controlar el nitrógeno inorgánico y promover la utilización de los desechos orgánicos por parte de las bacterias a través de la síntesis de proteína microbiana. Así, el incremento de la biomasa bacteriana sirve de una fuente importante de proteína para los camarones (Avnimelech, 1999). Líneas de investigación futura incluyen el diseño de balanceados que sirvan tanto para el camarón como a la comunidad bacteriana y estrategias de alimentación que potencien el manejo y utilización de los flóculos bacterianos en sistemas con aireación. Estos sistemas de producción son atractivos porque ofrecen una oportunidad práctica para reducir costos por el uso de balanceados con menor contenido de proteína, (lo que propicia la reducción del uso de harina de pescado), y están menos expuestos a fluctuaciones de calidad de agua y al ingreso de metabolitos, moléculas toxicas, así como a la proliferación de cianobacterias causantes de mal sabor. La reducción en el flujo de recambio propicia una mayor bioseguridad y eficiencia por el reciclaje de la materia orgánica en el mismo estanque de cultivo, lo que reduce significativamente la carga de nutrientes liberados hacia el medio ambiente.

5.5 Alimentos menos contaminantes

En un entorno de manejo ecoeficiente, el sector productivo está en búsqueda de dietas de alta calidad así como métodos de manejo de alimentación que permitan disminuir el factor de conversión alimenticia (FCA) y de esa manera reducir el desperdicio de alimento y limitar el impacto en el ambiente (Villarreal, 2005), tal como lo demostró el estudio efectuado por el Consejo de Cultivo de Camarones de Asia (Tabla 25). Un alimento de alta calidad que es ofrecido erróneamente a los animales en cultivo, puede resultar en bajo crecimiento, alto FCA, baja supervivencia, enfermedades y contaminación del agua y suelo (Amaral et al., 2003).

Desde el punto de vista productivo y de sustentabilidad ambiental, es prioritario desarrollar dietas altamente digestibles con muy poca lixiviación y adecuada hidroestabilidad, que puedan contribuir significativamente a disminuir el FCA y consecuentemente la carga de nutrientes en los efluentes de las granjas de camarón.

98


5.6 Alimentación y Ambiente

La expectativa hacia el futuro es que el cultivo tenga que intensificarse a fin de poder responder mejor a las presiones de competencia por el uso de suelo, el control de enfermedades, y el incremento de la competencia en el mercado. Por ello, se plantea la necesidad de desarrollar sistemas inteligentes de alimentación automatizada, y en ciertos casos operados a distancia, que permitan optimizar la producción intensiva en sistemas controlados y monitoreados frecuentemente. Esto contribuirá a un mayor control de la bioseguridad y a acercar la producción a los centros de consumo, al eliminar barreras tecnológicas que limitan la viabilidad económica actual de estos sistemas.

La optimización tecnológica de la camaronicultura moderna debe estar

Tabla 25. Relación entre diferentes factores de conversión alimenticia y carga de contaminantes originada por cada tonelada de camarones producido (descrito en Tacon, 2002).

Factor deconversiónalimenticia

Materiaorgánica

(kg)

Cantidad deNitrógeno

(kg)

Cantidad defósforo

(kg)

1.01.52.02.5

500875

1,2501,625

265687117

13212838

fundamentada en el conocimiento científico orientado a lograr la sustentabilidad ambiental, social y económica. Por ello, es deseable que los productores de camarón establezcan criterios de autorregulación del cultivo, basados en el uso de servicios y bienes ambientales de cada cuerpo de agua (Magallón et al., 2008) antes de que se exijan por parte de los países consumidores. De esta manera, se plantea la necesidad de generar procesos con licencias para la siembra, manejo y cosecha de camarón, en función a la calidad de las descargas de agua. La adopción de un sistema de licencias anuales de operación, podrá condicionar la operación de las granjas a la adopción de una plataforma tecnológica determinada, programas de capacitación del personal, programas de operación de buenas prácticas de manejo del alimento y un sistema de monitoreo regulado por el propio sector. Dado que algunas capacidades de carga son variables, dependientes de otros factores y su uso tiende a modificarse con el desarrollo y la eficiencia tecnológica, se requiere monitorear regularmente el uso de los recursos ambientales para mantener la capacidad de carga dentro de los límites aceptados por las instituciones gubernamentales encargadas de atenuar el impacto ambiental de los efluentes sobre los cuerpos receptores.

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Perspectivas de la nutrición y alimentación del camarón marino en sistemas de cultivoHumberto Villarreal-Colmenares y César Molina-Póveda

5.7 Alimento orgánicos y de finalización

Un factor importante se relaciona con la necesidad de generar valor agregado para el producto a fin de mantener viabilidad económica en un entorno globalizado. En este sentido, se han realizado esfuerzos orientados a la producción orgánica de camarón, para lo cual es importante contar con raciones balanceadas que cumplan los requerimientos de certificación. Aunque no hay cifras oficiales sobre la producción de acuacultura orgánica, se estima que en el 2000 fue de alrededor de 0,01% de la producción mundial (Bergleiter, 2001) y que en el 2030 alcance el 0,6% (El-Hage Scialabba y Hattam, 2002). Nuevas fuentes de alimento deben ser investigadas y certificadas para contribuir a esa producción. En este sentido, se han venido realizando esfuerzos orientados a la producción orgánica de camarón, para identificar fuentes de nutrientes y contar con raciones balanceadas que cumplan los requerimientos de certificación establecidos y que se aplican en países como Japón, Nueva Zelanda, Australia, Chile y Ecuador.

Existen otras áreas de la nutrición que han sido poco exploradas, como la generación de dietas que pueden utilizarse al final del cultivo para mejorar la composición del camarón (i.e. perfil de ácidos grasos, vitaminas liposolubles, colesterol, sabor), y que se relaciona con la necesidad de generar valor agregado al producto, a fin de tener una mayor penetración en un mercado cada vez mas globalizado y exigente en términos de calidad y seguridad alimentaria.

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Considerando que el alimento balanceado representa alrededor de 50% de los costos de producción, es cada vez mas importante diseñar estrategias encaminadas a mejorar la eficiencia de su uso, a fin de incrementar la rentabilidad del cultivo y reducir el impacto que tiene sobre el ambiente. En el caso de la camaronicultura, la caída de precios, el incremento en el costo de los insumos y la competencia con otras industrias para el uso de bienes y servicios, conduce a la necesidad de elaborar estrategias ecoeficientes basadas en el conocimiento científico que garanticen la sustentabilidad de la industria a largo plazo.

En CYTED, se propuso generar documentos de referencia en temas relevantes a la nutrición del camarón de cultivo, a fin de ofrecer información de utilidad al sector productivo de Iberoamérica. Para ello, el Proyecto de Investigación Cooperativa II.8, “Optimización de alimentos y estrategias de alimentación para una camaronicultura sustentable”, bajo la conducción del Dr. Humberto Villarreal, buscó conjuntar a líderes latinoamericanos y mundiales en este campo, para cumplir la tarea. Con la guía del Dr. Manuel Murillo en el Subprograma II: Acuicultura, del Dr. Andreatta, en la Red II-C, y posteriormente con la dirección del Dr. José Luis Solleiro, en el área de Agroalimentación, nos dimos a la tarea de cumplir el reto. Como resultado, el Proyecto estableció tres Subproyectos, cada uno generando un documento de referencia.

El Subproyecto 1: “Estandarización de métodos químicos y biológicos para el análisis de los alimentos y sus efectos en la nutrición de camarones cultivados”, generó un documento que presenta las diferentes técnicas para determinar la digestibilidad in vivo e in vitro de insumos y dietas para camarón, y que será referencia obligada para todos aquellos que quieran formular adecuadamente sus raciones balanceadas.

El Subproyecto 2: “Evaluación de fuentes alternativas y aditivos empleados en la elaboración de alimentos para camarón”, ofrece información relevante sobre la calidad nutricia de insumos y aditivos, en uso actual y con potencial de uso en la industria, así como procesos y niveles de inclusion recomendados en la dieta.

El Subproyecto 3: “Estrategias de alimentación y manejo de la productividad natural en estanques para camarón” destinó su esfuerzo a elaborar un documento que revisa procedimientos encaminados a la optimización del uso del balanceado en estanques de cultivo.

Esperamos que la información generada en este documento sea de utilidad para Ustedes.

Documents

Estrategias de alimentación en la etapa de engorda del camarón