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UNIVERSIDAD MAYOR DE SAN SIMON
FACULTAD DE ODONTOLOGIA
¨Estudio comparativo in vitro de la efectividad de las
soluciones irrigantes intraconducto”
Hipoclorito de sodio al 2%, lechada de cal y Gluconato de Clorhexidina al 0.12% sobre
Enterococcus spp aislados de Pulpas Necróticas de Dientes Deciduos en Niños de 4 a 11
años en la Clínica de Odontopediatría de la Facultad de Odontología- UMSS Gestión
II/2015
Presentado por: Encinas Valencia José Gonzalo
Figueredo Piérola Remi Sehúl
Montaño Valdez Gabriela Veronica
Pérez Sanjinés Andrea Verónica
Tutor temático: Dra. Siles Rocío
Dra. Trujillo Aidee
Tutor metodológico: Dra. Montaño Sandra
Noviembre, 2015
COCHABAMBA - BOLIVIA
I
EN MEMORIA DE NUESTRO AMIGO DIEGO SORBI FALLECIDO 02/NOVIEBRE/2015
II
COMPOSICION DEL TRIBUNAL:
Mgr. Ana María Carrasco
Dra. María Teresa Ibañez
Ph.D. Nancy Gómez
III
DEDICATORIA
Dedico a DIOS forjador de mi camino
el que siempre me acompaña.
A mi madre por estar siempre a mi lado,
su apoyo incondicional.
Gonzalo
Dedicado a mis padres pilares fundamentales de mi
vida. A mis hermanos que los quiero mucho y los llevo
siempre en mi corazón.
Remi
A DIOS quien supo darme fuerzas para seguir adelante
y no desmayar en los problemas que se presentaron.
A mi madre y a mi hermana Nikhol que me apoyaron y alentaron para continuar
cuando parecía que me iba a rendir.
A mi padre y hermanos por estar siempre presentes acompañándome
para poder realizarme.
Gabriela
Dedicado a mis dos angelitos por todo su
amor: A mí papa por ser mi ejemplo de
vida y a Diego por enseñarme a vivirla.
Andrea
Dedicado especialmente a la DRA. ROCIO SILES por su esfuerzo y dedicación. Sus
conocimientos, sus orientaciones, su manera de trabajar, su persistencia, su paciencia y su motivación
que han sido fundamentales para nuestra formación.
A su manera, ha sido capaz de ganarse nuestra lealtad y admiración, así como sentirnos en deuda con
ella por todo lo recibido durante el periodo de tiempo que ha durado esta investigación.
IV
AGRADECIMIENTO
A DIOS por las oportunidades brindadas en nuestro camino.
A nuestros padres con todo el amor y el respeto que se merecen por habernos
brindado su apoyo y cariño inmensurable a lo largo de toda nuestra vida, ya que
sin su sacrificada ayuda, no hubiéramos logrado culminar nuestra profesión.
A nuestros hermanos por haber compartido valiosos momentos a lo largo de
nuestra formación.
A nuestros seres queridos por el amor comprensión y consejos que nos brindaron
para superarnos cada día.
A nuestros amigos por su ayuda incondicional y desinteresada que estimularon la
culminación de nuestra carrera.
A nuestros docentes que contribuyeron en nuestra formación profesional al haber
compartido sus conocimientos y por inculcarnos el deseo de ser alguien en la vida.
A nuestra querida Facultad de Odontología- UMSS a la cual debemos nuestra
formación.
A nuestros tutores Dra. Rocío Siles, Dra. Aidee Trujillo, Dra. Sandra Montaño que
nos impartieron sus conocimientos en forma ejemplar y que nos ayudaron a lograr
nuestros objetivos.
A nuestro querido Dr. Neil Gamarra por su colaboración ya que sin su apoyo no
hubiéramos culminado esta investigación.
A los Doctores Gino Pozzi Rodriguez y Fatima Funnes por su colaboración en el
análisis microbiológico de nuestras muestras.
Al Economista Rodrigo Quispe por su ayuda en los análisis estadísticos de nuestra
investigación.
A las doctoras de la catedra de Odontopediatria por su colaboración en el trabajo
de investigación
V
RESUMEN
Varios estudios han determinado que las especies bacterianas como el Enterococcus spp. y
particularmente Enterococcus. faecalis, se han reportado en alta prevalencia y resistencia en
infecciones endodónticas que afectan a los niños y es una causa frecuente de infección del sistema
de conductos radiculares. Aunque se reconoce el papel que tiene la preparación mecánica sistema
de conductos radiculares, a través de instrumentos manuales y/o rotatorios, como método primario
para el desbridamiento de los conductos, es fundamental el papel coadyuvante de la irrigación, a
través del empleo de diversas soluciones químicas, para asegurar la eliminación bacteriana y la
disolución de tejido orgánico remanente, que no pudieran ser removidos solamente con la
instrumentación.
El presente estudio ha evaluado la efectividad IN VITRO de hipoclorito de sodio al 2% y lechada
de cal que son empleadas como protocolo de irrigación en la clínica de Odontopediatría de la
Facultad de Odontología-UMSS versus las mismas adquiridas de la farmacia “Boliviana” y
gluconato clorhexidina 0,12%, a diferentes intervalos de tiempo 30 segundos, 10 minutos y 20
minutos respectivamente para la eliminación de Enterococcus spp, mismo que fue aislado de
pulpas necróticas de dientes deciduos e identificado laboratorialmente en medios de cultivo de
agar sangre, BHI acondicionado con cloruro de sodio al 6.5% y bilis esculina. De 19 muestras
obtenidas en 5 se identificaron Enterococcus spp, sobre dichas muestras y en la cepa ATCC 29212
utilizada como control positivo, la sensibilidad obtenida con el empleo del hipoclorito de sodio al
2% de la farmacia “Boliviana” obtuvo una efectividad del 100%, hipoclorito obtenida de la
facultad y clorhexidina 83%, lechada de cal 50%, todos a los 30 segundos de exposición y a los
10 minutos se obtuvo el 100% de efectividad de estas soluciones irrigantes excepto de lechada de
cal de ambas procedencias que alcanzaron una efectividad del 83%, y a los 20 minutos se obtuvo
un 100% de efectividad de todas las soluciones irrigantes estudiadas.
Palabras Claves: Enterococcus, Soluciones Irrigantes, Hipoclorito de Sodio, Lechada de Cal,
Clorhexidina, Dientes Deciduos, Agar Bilis Esculina.
VI
ABSTRACT
Several studies have determined that the bacterial species such as Enterococcus spp, and
particularly Enterococcus faecalis, have been reported with high prevalence and resistance in
endodontic infections that affect children, and is a frequent infection cause of the radicular
conducts. Even though the role that the mechanical preparation of the radicular conducts is
recognized, through manual and/or rotating instruments as the primary method for the conduct
debridement, the co-helping role of irrigation is fundamental, through the use of different chemical
solutions, to ensure the bacterial removal and the remaining organic tissue dilution, that was not
removed just with the use of instruments.
The current study has tested the effectiveness of 2% sodium hypochlorite IN VITRO and lime
water, that are used as irrigation protocol at the pediatric dentistry clinic, at the faculty of dentistry
at UMSS versus the same acquired from “Farmacia Boliviana” and 0.12% chlorhexidine
gluconate, in different 30 second, 10 minute, and 20 minute intervals accordingly for the
Enterococcus spp removal, the same that was isolated from necrotic pulp of deciduous teeth and
identified by lab subcultivated on blood agar, BHI conditioning with 6.5% sodium chloride and
bile esculin. From 19 samples gathered, on 5 Enterococcus spp was identified, on such samples
and on the ATCC 29212 strain used as positive check, the sensitivity obtained with the 2% sodium
hypochlorite from “Farmacia Boliviana” obtained a 100% effectiveness, hypochlorite acquired at
the faculty, and 83% chlorhexidine, 50% lime water, all of these at 30 seconds after exposure and
after 10 minutes 100% effectiveness was obtained from these irrigating solutions, except for the
lime water, from either source, that reached 83% effectiveness, and after 20 minutes the result was
100% effectiveness from all the irrigating solutions studied.
Key words: Enterococcus, irrigating solutions, sodium hypochlorite, chlorhexidine, deciduous
teeth, bile esculin agar.
VII
TABLA DE CONTENIDO
DEDICATORIA .......................................................................................................................................... III
AGRADECIMIENTO ................................................................................................................................. IV
RESUMEN ................................................................................................................................................... V
ABSTRACT ................................................................................................................................................. VI
TABLA DE CONTENIDO ......................................................................................................................... VII
ÍNDICE DE FIGURAS ................................................................................................................................. X
ÍNDICE DE TABLAS ................................................................................................................................. XI
1. Introducción ...................................................................................................................................... 1
1.1. Planteamiento del Problema.......................................................................................................... 2
2. Justificación ...................................................................................................................................... 3
3. Objetivos ........................................................................................................................................... 4
3.1. Objetivo General ........................................................................................................................... 4
3.2. Objetivos Específicos .................................................................................................................... 4
4. Hipótesis ........................................................................................................................................... 5
5. Marco Teórico ................................................................................................................................... 6
5.1. Dentición Primaria o decidua ........................................................................................................ 6
5.2. Peculiaridades de los Dientes Deciduos ........................................................................................ 7
5.3. Función de los Dientes Deciduos .................................................................................................. 8
5.4. Pulpa ............................................................................................................................................. 8
5.4.1. Funciones de la Pulpa ............................................................................................................... 9
5.4.2. Pulpa en dentición temporal .................................................................................................... 10
5.5. Patología Pulpar .......................................................................................................................... 10
5.5.1. Factores Etiológicos ................................................................................................................ 10
5.5.1.1. Bacterias .............................................................................................................................. 11
5.5.1.2. Traumatismos ...................................................................................................................... 11
5.5.1.3. Iatrogenia ............................................................................................................................ 11
5.6. Vías de Invasión Bacteriana ........................................................................................................ 12
5.6.1. Túbulos Dentinarios ................................................................................................................ 12
5.6.2. Defectos en el sellado marginal .............................................................................................. 12
5.6.3. Infección periodontal .............................................................................................................. 13
5.6.4. Traumatismos .......................................................................................................................... 13
VIII
5.6.5. Otras Vías de Infección ........................................................................................................... 13
5.7. Clasificación de la patología pulpar ............................................................................................ 14
5.7.1. Exposición Pulpar Asintomática ............................................................................................. 14
5.7.2. Pulpitis Clínica ........................................................................................................................ 15
5.7.3. Necrosis Pulpar ....................................................................................................................... 15
5.7.3.1. Características Clínicas de la Necrosis Pulpar .................................................................... 16
5.7.3.2. Características Biológicas de la Necrosis Pulpar ................................................................ 17
5.8. Microbiología de los Conductos Radiculares en las Necrosis Pulpares ...................................... 17
5.9. Enterococcus spp. ....................................................................................................................... 19
5.9.1. Morfología .............................................................................................................................. 20
5.9.2. Patogenecidad ......................................................................................................................... 20
5.9.3. Virulencia ................................................................................................................................ 21
5.10. Toma de Muestras Para el Estudio de la Microbiota en Conductos Radiculares .................... 22
5.10.1. Condiciones Para Arribar al Diagnóstico Etiológico .............................................................. 22
5.10.1.1. Condiciones Para Establecer un Diagnostico Presuntivo .................................................... 23
5.10.1.2. Consulta con el Laboratorio ................................................................................................ 23
5.10.1.3. Instrumental y Elementos Necesarios ................................................................................. 24
5.10.1.4. Muestras Representativas .................................................................................................... 24
5.10.1.5. Solicitud de Diagnostico ..................................................................................................... 25
5.10.1.6. Envió de la Muestra ............................................................................................................ 25
5.10.1.6.1. Correcto Envió del Material ............................................................................................ 25
5.11. Laboratorio .............................................................................................................................. 26
5.11.1. Interpretación .......................................................................................................................... 26
5.11.2. Diagnósticos de Laboratorio ................................................................................................... 26
5.11.3. Causas de Fracaso ................................................................................................................... 28
5.11.4. Causas de Rechazo de las Muestras ........................................................................................ 28
5.12. Medios de Cultivo ................................................................................................................... 28
5.12.1. Condiciones que Debe Reunir ................................................................................................. 28
5.12.2. Constituyentes Habituales ....................................................................................................... 29
5.12.3. Agar Bilis Esculina ................................................................................................................. 30
5.13. Irrigación ................................................................................................................................. 31
5.13.1. Objetivos de Irrigación ............................................................................................................ 31
5.13.2. Propiedades de una Solución Irrigante .................................................................................... 32
IX
5.13.3. Hipoclorito de Sodio ............................................................................................................... 33
5.13.4. Clorhexidina ............................................................................................................................ 35
5.13.5. Hidróxido De Calcio En Agua (Agua De Cal) ........................................................................ 37
6. Marco Metodológico ....................................................................................................................... 39
6.1. Consideraciones éticas ................................................................................................................ 39
6.2. Materiales y Métodos .................................................................................................................. 40
6.2.1. Material ................................................................................................................................... 40
6.2.2. Pacientes y toma de muestras .................................................................................................. 42
6.2.2.1. Pacientes ............................................................................................................................. 42
6.2.2.2. Toma de muestras ............................................................................................................... 43
6.2.3. Elección de los Irrigantes Intraconducto ................................................................................. 44
6.3. Procesamiento de muestras y Análisis Microbiológico (prueba de crecimiento de Enterococcus
spp) 44
6.4. Prueba de Sensibilidad IN VITRO de Enterococcus spp frente a las Soluciones Irrigantes
Intraconducto Seleccionadas ................................................................................................................... 45
6.4.1. Análisis Estadístico de los Resultados .................................................................................... 46
7. Resultados ....................................................................................................................................... 47
7.1. Aislamiento de Enterococcus spp de pulpas necróticas en medios de cultivo ............................ 47
7.2. Prueba de confirmación In vitro de Enterococcus spp. con la cepa ATCC 29212 de
Enterococcus faecalis .............................................................................................................................. 49
7.3. Prueba de efectividad in vitro de las soluciones irrigantes intraconducto, hipoclorito de sodio al
2% (procedencia facultad de odontología y farmacia boliviana) lechada de cal (provenientes de la
facultad de Odontología y farmacia boliviana) y gluconato de clorhexidina sobre Enterococcus spp y
cepa ATCC 29212 de Enterococcus faecalis .......................................................................................... 50
7.4. Análisis estadístico de los Resultados ......................................................................................... 53
8. Conclusiones ................................................................................................................................... 56
9. Recomendaciones ........................................................................................................................... 57
Bibliografía ............................................................................................................................................. 58
X
ÍNDICE DE FIGURAS
Figura1: Denticion Decidua .......................................................................................................................... 7
Figura 2: Pulpa Radicular ............................................................................................................................. 8
Figura 3: Funciones de la pulpa .................................................................................................................... 9
Figura 4: Sistema De Conductos Radiculares De Molares Deciduos ......................................................... 10
Figura 5: Presentación Esquemática De Lesión De Caries Afectando El Tejido Dentinario ..................... 12
Figura 6: Exposición Pulpar ........................................................................................................................ 14
Figura 7: Pulpitis Clínica ............................................................................................................................ 15
Figura 8: Necrosis pulpar de la pieza 54 ..................................................................................................... 15
Figura 9: Segundo molar temporal con necrosis pulpar .............................................................................. 16
Figura 11: Enterococcus facecalis .............................................................................................................. 19
Figura 12: Toma de muestra de fondo de conducto radicular con aislamiento relativo ............................. 23
Figura 13: Conos de papel, medios de transporte, tubo de ensayo y mechero ............................................ 23
Figura 14: Examen clínico. ......................................................................................................................... 27
Figura 15: Clasificación de medios de cultivo ............................................................................................ 30
Figura 16: las soluciones irrigantes pueden alcanzar aquellas zonas inaccesibles a las líneas
especialmentes en conductos elípticos. ....................................................................................................... 32
Figura 17: hipoclorito de sodio al 2% ......................................................................................................... 33
Figura 18: clorhexidina al 0.12% ................................................................................................................ 35
Figura 19: Hidroxido De Calcio Y Suero Fisiológico ................................................................................ 37
Figura 20: Material Utilizado en la Clínica de Odontopediatría Para la Toma de Muestras ...................... 41
Figura 21: Medio de transporte caldo enriquecimiento BHI ...................................................................... 42
Figura 22: Agar Bilis Esculina .................................................................................................................... 42
Figura 23: Toma de muestras en la Clínica de Odontopediatria ................................................................. 43
Figura 24: Soluciones irrigantes ................................................................................................................. 44
Figura 25: A. Prueba de sensibilida en la subtancias irrigantes .................................................................. 46
B. Agar bilis esculina identificado y dividido en diferesntes intervalos de tiempo .................................... 46
Figura 26: Resultados de crecimiento de las muestras, en tres medios de cultivos diferentes ................ 48
Figura 27: Resultados del crecimiento de Enterococcus spp provenientes de tres de las 9 muestras de
pulpas necróticas en medios de cultivo de bilis esculina ............................................................................ 49
Figura 28: Crecimiento Cepa certificada ATCC 29212 de Enterococcus faecalis en agar bilis esculina. 49
Figura 29: Crecimiento de Enterococcus spp proveniente de pulpas necróticas ........................................ 50
Figura 30: A. Tubo de ensayo con las diferentes subtancias irrigantes. B. Cutivos de Enterococcus spp.
Listos para ser sometidos a la diferentes subrancias irrigantes ................................................................... 50
Fig.31: Resultados de las pruebas de sensibilidad de las sustancias irrigantes sobre Enterococcus spp y
Enterococcus faecalis. ................................................................................................................................ 51
Figura 32: Porcentaje de identificación de Enterococcus faecalis de 19 muestras tomadas de pulpas
necroticas en niños de 4 a 11 años de la clínica de Odontopediatria de la Facultad de Odontologia- UMSS
Gestión II/20115 ......................................................................................................................................... 53
Figura 33: Resultdos a los 30 segudos de exposición a las difererentes subtancias irrigantes sobre
Enterococcus spp ........................................................................................................................................ 54
Figura 34: Resultados a 10 minutos de exposición a soluciones irrigantes sobre Enterococcus spp. ........ 54
Figura 35: Resultados a 20 minutos de exposición de soluciones irrigantes sobre Enterococcus spp. ...... 55
XI
ÍNDICE DE TABLAS
Tabla 1: Clasificación De La Patología Pulpar ........................................................................................... 14
Tabla 2: Bacterias aerobias y anaerobias aisladas en necrosis pulpares ..................................................... 18
Tabla 3: Formula en gramos por litro de agua destilada. ............................................................................ 31
Tabla 4: Estudios De La Acción De La Clorhexidina En La Desinfección De Canales Radiculares. ........ 36
Tabla 5: Instrumentos, material y vestimenta. ............................................................................................ 40
Tabla 6: Medios de transporte y cultivos. ................................................................................................... 40
Tabla 7: Soluciones Irrigantes..................................................................................................................... 41
Tabla 8: Distribución de los tubos de ensayo.............................................................................................. 45
Tabla 9: Intervalos de tiempo de exposición a las soluciones irrigantes .................................................... 46
Tabla 10: Cuadro resumen desarrollo de Enterococcus spp. ...................................................................... 47
Tabla 11: Resultados de identificación de gérmenes. ................................................................................. 48
Tabla 12: Resultados prueba de crecimiento de sustancias irrigantes intraconducto cultivo 1. ................. 51
Tabla 13: Resultados prueba de crecimiento de sustancias irrigantes intraconducto cultivo 2. ................. 51
Tabla 14: Resultados prueba de crecimiento de sustancias irrigantes intraconducto cultivo 5. ................. 52
Tabla 15: Resultados prueba de crecimiento de sustancias irrigantes intraconducto cultivo 10. ............... 52
Tabla 16: Resultados prueba de crecimiento de sustancias irrigantes intraconducto cultivo 11. ............... 52
Tabla 17: Resultados prueba de crecimiento de sustancias irrigantes intraconducto cultivo ATCC. ......... 53
1
1. Introducción
Los dientes primarios funcionan como guías para la erupción de la dentición permanente y
contribuyen al desarrollo de los maxilares, al proceso de masticación, a la preparación de alimentos
para la digestión y a la asimilación de nutrientes; son importantes para la infancia. La pérdida
prematura de los dientes deciduos puede producir cambios en la guía de erupción de los dientes
permanentes, pueden causar disturbios en la fonética y hábitos orales nocivos, tales como la
interposición de la lengua, y diferentes consecuencias estéticas (Fabris “et al”,2014).
Los microorganismos bucales son la causa más frecuente de infección pulpar. La complejidad de
una infección endodóntica depende de las propiedades de las especies microbianas infectantes, de
las condiciones de los tejidos de la pulpa y de los factores de defensa del hospedador. Se reconocen
entre quinientos hasta setecientos géneros y especies microbianas diferentes que colonizan la
cavidad bucal humana. Parte de esa numerosa microbiota puede infectar la cámara pulpar cuando
los tejidos duros del diente o los de soporte pierden su integridad. (Negroni, 2009).
La necrosis pulpar significa la muerte de la pulpa con el cese de los procesos metabólicos de ese
órgano y, como consecuencia la pérdida de su vitalidad, estructura y defensas naturales. (Assed,
2008).
Las especies bacterianas como el Enterococcus faecalis se han reportado en alta prevalencia y
resistencia en infecciones endodónticas que afectan a los niños y es una causa frecuente de
infección del sistema de conductos radiculares en dientes con fracaso en el tratamiento
endodóntico.
La irrigación en la endodoncia consiste en la introducción de una o más soluciones en los conductos
radiculares con el fin de eliminar bacterias, restos de dentina, restos necróticos que pueden
permanecer en el conducto aun después de una adecuada preparación biomecánica, por lo que es
una fase muy importante en el tratamiento endodóntico (Lasala 1992).
Dentro de este contexto y ante la necesidad de conocer si existe la presencia Enterococcus spp, el
presente estudio en un primer momento pretende aislar e identificar a esta bacteria de infecciones
endodónticas primarias en piezas deciduas con pulpas necróticas en niños de 4 a 11 años, en la
clínica de Odontopediatría de la facultad de odontología UMSS, utilizando medios de cultivo para
tal propósito.
En un segundo momento una vez aislado Enterococcus spp, se estudiara la eficacia de soluciones
irrigantes tales como el hipoclorito de sodio, lechada de calcio y gluconato de clorhexidina,
soluciones comúnmente utilizadas para las terapias pulpares necróticas en la clínica de dicha
facultad y adicionalmente se realizara una prueba con Enterococcus faecalis (ATCC) cepa
certificada como control de calidad.
2
1.1. Planteamiento del Problema
¿Cuál es la efectividad del Hipoclorito de Sodio al 2%, Lechada de Cal, (obtenidas de la
Facultad de Odontología y la farmacia “Boliviana”) y Gluconato de Clorhexidina al 0.12%,
sobre Enterococcus spp. aislados de Pulpas Necróticas de Dientes Deciduos en Niños de 4 a
11 años en la Clínica de Odontopediatría de la Facultad de Odontología- UMSS Gestión II/2015
y sobre el Enterococcus faecalis certificado?
3
2. Justificación
La dentición primaria, efectúa una función muy importante en el desarrollo del niño, que va desde
la estética, fonación, masticación y estimula el crecimiento de los huesos de la cara. Asimismo,
guarda el espacio para la erupción de los dientes permanentes. Por lo que se podrá entender que su
permanencia en boca hasta la etapa de recambio es vital.
La exposición del tejido pulpar al medio ambiente oral por caries penetrante permite que los
microorganismos orales tengan acceso a la cámara, produciendo necrosis. El tratamiento de la
necrosis pulpar, en particular en dientes primarios, es muy complejo debido a sus características
anatómicas y fisiológicas, haciendo que el acceso se dificulte al o a los conductos radiculares.
La microbiología de diagnóstico proporciona una base racional para el tratamiento de la infección,
los medios de cultivo en ese sentido resultan ser una herramienta de cómodo acceso, económica,
confiable, eficaz y que facilitara el aislamiento de especies bacterianas de interés.
Las especies bacterianas como el Enterococcus spp. y particularmente Enterococcus faecalis, se
han reportado en alta prevalencia y resistencia en infecciones endodónticas que afectan a los niños
y es una causa frecuente de infección del sistema de conductos radiculares en dientes con fracaso
en el tratamiento endodóntico, ya que tiene la capacidad de sobrevivir y crecer en microambientes
que pudieran ser tóxicos para otras bacterias, en condiciones en las que el pH es similar o superior
a 11.5. Por otro lado se conoce de su alta virulencia y patogenia para el desarrollo de infecciones
y por su condición anaerobia podría sobrevivir periapicalmente, aun después de una preparación
biomecánica.
Aunque se reconoce el papel que tiene la preparación mecánica del sistema de conductos
radiculares, a través de instrumentos manuales y/o rotatorios, como método primario para el
desbridamiento de los conductos, es fundamental el papel coadyuvante de la irrigación, a través
del empleo de diversas soluciones químicas, para asegurar la eliminación bacteriana y la disolución
de tejido orgánico remanente, que no pudieran ser removidos solamente con la instrumentación
Por todo lo expuesto, este estudio pretende identificar a la solución irrigante intraconducto de
mayor efectividad in vitro, frente a los microorganismos aislados, Enterococcus spp de pulpas
necróticas, y una cepa certificada de Enterococcus faecalis. Toda vez que estas especies son
consideradas más resistentes en relación a otras, concomitantemente a un estudio paralelo en el que
se ha tomado en cuenta las soluciones irrigantes comúnmente empleadas en la facultad de
odontología versus las mismas soluciones irrigantes certificadas y adquiridas de farmacia. De esta
manera brindar al operador los resultados obtenidos para que pueda aplicarlo en su práctica clínica
y ahorrar grandemente los tiempos operatorio, coadyuvando al éxito de la preparación
intraconducto deseada
4
3. Objetivos
3.1. Objetivo General
Determinar la efectividad In vitro del Hipoclorito de Sodio al 2%, Lechada de Cal, (obtenidas de la Facultad
de Odontología y la farmacia “Boliviana”) y Gluconato de Clorhexidina al 0.12%, sobre Enterococcus spp.
aislados de pulpas necróticas de dientes deciduos en niños de 4 a 11 años de la clínica de Odontopediatría
y Enterococcus faecalis certificado a diferentes tiempo
3.2. Objetivos Específicos
Contar con muestras de Pulpas necróticas obtenidas de dientes deciduos en niños de 4 a 11 años
escogidos de manera aleatoria de la clínica de Odontopediatría, a objeto de aislar cepas de
Enterococcus spp.
Identificar laboratorialmente a Enterococcus spp.
Utilizar la cepa ATCC 29212 de Enterococcus faecalis como control positivo
Establecer el tiempo de exposición y volumen de las soluciones irrigantes obtenidas de la Facultad
de Odontología a concentraciones conocidas versus soluciones obtenidas de la “Farmacia
Boliviana” sobre Enterococcus spp. aislado y Enterococcus faecalis certificado.
Determinar estadísticamente la efectividad de las soluciones irrigantes sobre Enterococcus
spp. a través de una análisis de los resultado
5
4. Hipótesis
El Hipoclorito de Sodio al 2% ha demostrado ser más efectivo sobre las cepas de Enterococcus
spp. en relación a lo demás irrigantes presentados en este estudio.
6
5. Marco Teórico
5.1. Dentición Primaria o decidua
El grupo de dientes que aparece en primer término durante el proceso de evolución del
organismo humano, ha sido denominado de diferentes maneras, lo cual conduce
frecuentemente a interpretaciones erróneas que redundan en perjuicio de la conservación
saludable de estos órganos. El uso de estas nomenclaturas inadecuadas provoca confusiones
lamentables. Lista de algunos nombres dados a la primera dentición que deben ser eliminados
a pesar de su arraigo general.
Dientes de leche, antiguamente se les llamó de esta manera debido al color lechoso y además
porque salen en la época de la lactancia. Dientes mamones, porque en ocasiones provocan en
el niño ciertos pruritos que lo obligan a chupar, mamar o morder cuanto encuentra a mano.
Dientes caducos, porque al cumplir el tiempo normal de su función, se mudan por
los permanentes. Dientes deciduos (del latín decidere, caer) muy frecuentemente llamados de
esta manera en el idioma inglés.
Dientes Temporales: este nombre es el más inconveniente de todos los de esta
inocente dentadura infantil porque da idea de provisionalidad, de poca importancia o de que
no deben tomarse en cuenta. Algunas veces se ha llegado a designarla dentición provisional,
tan inadecuada como la anterior. Lo impropio de estas denominaciones es que su interpretación
hace suponer entre el público, que tiene en realidad menor tiempo de actuación y esta primera
dentadura carece de importancia por el hecho de que serán reemplazados por dientes de la
segunda dentición, o sea los dientes de adulto.
Es lógico pensar que si se les nombra Temporales, es porque tienen muy corta la vida de
trabajo y pronto serán repuestos en su función; de todos modos el nombre que se ha enseñado,
vulgarizado y por negligencia permitido al público usar, para designar a la dentadura
infantil, da lugar a que a menudo se encuentran niños con dientes afectados por caries, que
convierten su boca en un verdadero foco de infección, capaz de poner en peligro hasta la vida.
Si a la ignorancia, negligencia y falta de higiene, se suma la desorientación que causa el nombre
inadecuado, se tiene como consecuencia un resultado negativo y agresivo a la salud. La
dentadura infantil o algunas unidades de ella, alcanzan hasta diez años de vida en funciones, y
este es un lapso que cubre por completo la edad infantil, por lo que no es correcto nominar a
estos pequeños órganos dentarios que han servido toda esta época, como Temporales.
Dientes infantiles o fundamentales es la nominación correcta de las unidades de esta pequeña
dentadura formada en la primera dentición.
Además de la condición de aparecer en primer término y constituir el aparato masticatorio del
niño, son comunes a los dientes de la primera dentición otras características, tales como
tamaño, color y forma. Estos pequeños dientes coinciden armónicamente con el tamaño de la
boca, con los huesos y con todo el conjunto anatómico durante el período de vida en que
cumplen su función [1].
7
Figura1: Denticion Decidua
La dentición decidua, primaria, temporal, efectúa una contribución importante en el desarrollo
del niño, que va desde la estética, fonación, masticación, incluso estimular el crecimiento de
los huesos de la cara. Asimismo, guarda el espacio para la erupción de los dientes permanentes,
ya que si alguno se pierde muy anticipadamente, los dientes permanentes pueden erupcionar en
mala posición, si una pieza dentaria temporaria se pierde por caries antes del período de
recambio, y no se coloca algún aparato para mantener el espacio abierto, las piezas que quedan
a los lados del espacio vacío, migraran cerrando el espacio, y cuando sea época de que la pieza
dentaria permanente erupcione, no tendrá espacio para acomodarse, lo que traerá como
consecuencia un apiñamiento. Esa idea de que los dientes deciduos no se tienen que obturar,
porque se van a cambiar, es errónea; imagínese un niño de 3 años con una pieza dentaria
temporaria cariada; los molares deciduos se cambian como a los 9 años, por lo tanto, dicho
molar estará en boca por lo menos unos 6 años más, por lo que es preferible obturarla para
prevenir que la caries avance, provocando dolor y molestias al niño [2].
5.2. Peculiaridades de los Dientes Deciduos
Los dientes deciduos se diferencian morfológicamente y fisiológicamente de los dientes
permanentes: la capa de material duro es más delgada, por lo que la pulpa se ve afectada cuando
se producen fracturas coronales o caries. La reacción de la pulpa de los dientes deciduos a
estímulos externos es difícil prever. Por un lado, está en condiciones de producir dentina
terciaria, lo cual constituye una reacción reparadora, y por otro tiene una gran potencia de
regresión y de reabsorción, que son propiedades muy importantes para el recambio fisiológico
dentario. Las infecciones o las medidas odontológicas pueden desencadenar una reabsorción
interna prematura.
Cuando se produce un absceso en la dentición temporal, el cuadro clínico se asemeja a menudo
al de un absceso periodontal, debido a que los restos infectados de la pulpa coronal están en
estrecha relación con el espacio interradicular a través de conductos accesorios [3].
8
5.3. Función de los Dientes Deciduos
Además de su función masticatoria y de su valor posicional estético, los incisivos de la
dentición temporal tienen una importancia muy significativa en el desarrollo del habla,
especialmente para los sonidos sibilantes. Este hecho justifica que a veces, sea conveniente
tratar un incisivo de un niño muy pequeño para preservar la función fonética.
En cambio, la función de mantenimiento de espacio de los incisivos deciduos es casi
inexistente. Esta corresponde a los molares deciduos y a los caninos que solo pueden realizarla
cuando están intactos en su dimensión mesiodistal. Los dientes deciduos muy deteriorados o
los restos de raíces no contribuyen al mantenimiento de espacio y hay que extraerlos [3].
Los dientes deciduos sirven para:
La masticación de los alimentos en la época de mayor crecimiento y desarrollo del niño
El correcto desarrollo de la autoestima
El aprendizaje de la pronunciación de los fonemas
Favorecer el crecimiento y desarrollo de las estructuras craneofaciales óseas y
musculares
Guiar el recambio dentario y la oclusión definitiva.
Para poder ejercer estas funciones los dientes deciduos deben ocupar su lugar en la arcada en
una posición muy definida, estableciendo una interrelación entre ellos y con la articulación
temporomandibular que se está desarrollando [4].
5.4. Pulpa
Figura 2: Pulpa Radicular
La pulpa es el órgano vital y sensible por excelencia. Es un tejido conectivo especializado,
delicado, que contiene vasos sanguíneos de pared delgada, nervios y terminaciones nerviosas
encerradas dentro de la dentina. Cada pulpa se abre en el interior del tejido que rodea el diente,
el periodonto, a través del ápice del conducto radicular. En el ápice del diente puede haber
conductos accesorios. [5]
La pulpa posee células especializadas como son los odontoblastos, los cuales se encuentran
dispuestos periféricamente en contacto directo con la matriz de la dentina. La relación que se
establece entre los odontoblastos y la dentina es lo que se denomina complejo dentino-pulpar
9
y es una de las razones por las cuales la pulpa y la dentina se deben considerar una unidad
funcional [6].
Tiene una porción coronaria y otra radicular, las cuales presentan diferencias en forma
dependiendo de la pieza dental. La porción coronaria o pulpa coronal presenta, techo con
cuernos pulpares según las cúspides de la pieza, también tiene un piso, con uno, dos o tres
conductos radiculares, cada uno termina en un orificio denominados foramen apical, ápice
radicular por donde ingresan y salen los vasos sanguíneos y nervios propios del diente.
Es mucho más grande que la pulpa radicular y tiene una estructura diferente de la del tejido
radicular. En general, la pulpa coronal sigue el contorno de la superficie externa de la corona.
En la región cervical la pulpa coronal se une a la pulpa radicular. Con la edad la pulpa coronal
disminuye de tamaño debido a la formación continua de dentina.
La pulpa radicular de los dientes anteriores es única, mientras que los dientes posteriores tienen
pulpas radiculares múltiples. La pulpa radicular es afilada o cónica.
La pulpa se relaciona apicalmente con el tejido conjuntivo periapical del ligamento periodontal
en el espacio indiferenciado de Black o periápice. Es una zona llena de conductos y estructuras
fibrilares por lo que deja poco espacio para la variedad celular, notándose menor cantidad de
células transitorias [5].
5.4.1. Funciones de la Pulpa
Las principales funciones de la pulpa son:
Formativa al elaborar la dentina primaria, secundaria y terciaria.
Inductora de producción de esmalte, ya que en el inicio de la formación de la
dentina, se liberan soluciones que generan acción productora de los
ameloblastos.
Nutritiva al servir de soporte vital y reguladora de homeostasis dental.
Sensitiva debido a las conexiones nerviosas que presenta.
Defensa al formar la dentina terciaria y obliterar conductos con riesgo de
infección o exposición directa al ambiente, además de poder inducir respuestas
de defensa localizadas. [7]
Figura 3: Funciones de la pulpa
10
5.4.2. Pulpa en dentición temporal
La pulpa temporal es básicamente igual a la del diente permanente, el desarrollo del órgano
dentinopulpar temporal es más rápido debido a que su tiempo de vida es corto; la
calcificación ocurre en meses, en vías de maduración es muy vascularizado, en la etapa de
la rizólisis el tejido pulpar deciduo inicia una etapa de envejecimiento, esto significa una
disminución tanto en la vascularización como en el número de células, así como un aumento
en el número de fibras, por lo tanto el órgano dentinopulpar va perdiendo su capacidad de
respuesta reparativa.[8]
La pulpa dentaria es un órgano vital y sensible, en los dientes primarios ésta es más grande
que la de los permanentes, los cuernos pulpares mesiales de los dientes primarios se
extiende más cerca de la superficie externa de los dientes en comparación con los
permanentes, y por tanto, quedan expuestas más fácilmente a la caries o por un
traumatismo, además de presentar conductos accesorios en el piso de la cámara pulpar de
dientes primarios que conducen directamente al espacio intraradicular. [2]
Figura 4: Sistema De Conductos Radiculares De Molares Deciduos
5.5. Patología Pulpar
5.5.1. Factores Etiológicos
Los estímulos capaces de producir la inflamación y necrosis de la pulpa, así como sus
complicaciones periapicales, son múltiples. Pueden clasificarse de la manera que se expone
a continuación.
11
5.5.1.1. Bacterias
La inflamación pulpar y periapical puede iniciarse en respuesta a agentes bacterianos,
físicos o químicos, pero los estudios experimentales demuestran que la presencia de
bacterias es esencial para la progresión y perpetuación del proceso inflamatorio.
Pueden llegar a la pulpa por varias vías.
Caries
Periodonto
Traumatismos
Filtración marginal
Anomalías de desarrollo
Circulación sanguínea
5.5.1.2. Traumatismos
Los traumatismos que producen una exposición pulpar o dentinaria causan la
inflamación de la pulpa por posibilitar la llegada de las bacterias a la misma. Cuando el
traumatismo no ocasiona una comunicación de la pulpa con la cavidad bucal, pero sí la
necrosis pulpar, las bacterias pueden llegar por anacoresis.
5.5.1.3. Iatrogenia
La generación de calor y la desecación de los túbulos de la dentina en procedimientos
restauradores pueden lesionar el tejido pulpar, produciendo alteraciones vasculares e
iniciando una inflamación por liberación de neuropéptidos y citocinas. Diversos
productos que se utilizan para desinfectar la dentina (nitrato de plata, fenoles) pueden
causar inflamación pulpar. Sin embargo, muchos de los materiales de restauración
dental, que habían sido considerados tóxicos para la pulpa, no lo son de forma directa,
sino por permitir la filtración de bacterias a través de los márgenes de la restauración.
En ocasiones puede producirse patología pulpar como consecuencia de un raspado
periodontal, al seccionarse una arteriola que transcurre por un conducto lateral, y por
movimientos ortodóncicos demasiado bruscos.
12
5.6. Vías de Invasión Bacteriana
Figura 5: Presentación Esquemática De Lesión De Caries Afectando El Tejido Dentinario
Las bacterias pueden utilizar diversas puertas de entrada hacia la cavidad pulpar. En función
de su magnitud y proximidad, la patología se instaura rápidamente o de forma prolongada.
5.6.1. Túbulos Dentinarios
Los túbulos dentinarios miden, aproximadamente, entre 0,5-1m de diámetro en la
periferia y hasta 3-5 m cerca de la pulpa, un calibre suficiente para permitir el
paso de bacterias (el tamaño medio de las bacterias es de 1 m, y el de las menores,
de 0,3�m). Conviene recordar que cerca de la pulpa hay de 50.000 a 60.000
túbulos dentinarios por mm2. Las bacterias, en el interior de los túbulos, avanzan
más por división que por desplazamiento autónomo; su progresión puede facilitarse
por la presión ejercida durante la inserción de determinados materiales de
obturación o con la utilización de materiales de impresión. Este mecanismo de
invasión es la causa más frecuente de afectación pulpar
5.6.2. Defectos en el sellado marginal
Determinados materiales de restauración pueden facilitar, si no se utilizan
correctamente, la filtración de bacterias a través de la interfase material-diente. Así,
los microorganismos procedentes de la cavidad oral pueden acceder a la pulpa a
través de los túbulos dentinarios subyacentes a la restauración. Una de las
principales causas del fracaso del tratamiento de los conductos radiculares es la
filtración coronal, ya sea por el retraso en restaurar definitivamente la cavidad de
acceso o por la fractura de la restauración.
13
5.6.3. Infección periodontal
El tejido conectivo pulpar tiene su continuación en el tejido conectivo periodontal
a través del foramen apical principal y por conductos laterales presentes en distintas
zonas de la raíz.
Esta relación anatómica entre la cavidad pulpar y el periápice permite el trasvase,
en ambos sentidos, de bacterias desde un espacio anatómico al otro. Así, una
infección pulpar puede conformar una infección periodontal secundaria y una
infección de la pulpa puede tener su origen en una patología periodontal. Sin
embargo, la vía más común de migración microbiana desde el periodonto hacia la
cavidad pulpar se produce a través de las foraminas laterales o los conductos
accesorios. Esta puerta de entrada es de menor tamaño que el foramen apical y,
consecuentemente; el efecto inducido es menos activo.
5.6.4. Traumatismos
Los traumatismos dentales agudos tienen su mayor incidencia entre la población
infantil. Presentan diferentes formas clínicas, y los de mayor importancia, desde la
perspectiva microbiológica, son los traumatismos que cursan con fractura del
diente y, especialmente, los que causan fractura coronaria. Cuando la fractura de
la corona afecta al esmalte y la dentina, en las proximidades de la cavidad pulpar,
la exposición de los túbulos dentinarios puede resultar una vía de entrada de los
microorganismos presentes en la cavidad oral. Esta posibilidad cobra mayor
importancia en niños y pacientes jóvenes, puesto que presentan túbulos de mayor
calibre que en los adultos y en los pacientes de edad avanzada. No obstante, las
manifestaciones clínicas de la infección pulpar pueden hacerse patentes a medio o
largo plazo.
5.6.5. Otras Vías de Infección
Grandes lesiones periapicales pueden llegar a dañar el paquete vasculonervioso
de un diente vecino y provocar la necrosis de la pulpa. Si bien esta vía es más rara, debería
tenerse presente como explicación a la pérdida progresiva de la vitalidad pulpar de un diente
adyacente a otro que presente una gran lesión periapical radiolúcida. De sobras es conocido
que las bacteriemias transitorias pueden producirse por diversas razones: extracciones
dentales, traumatismos, procedimientos periodontales y sobreinstrumentación de los
conductos radiculares.
14
5.7. Clasificación de la patología pulpar
En el niño la patología pulpar, no tiene un diagnóstico preciso para determinar si la pulpa está
afectada reversible o irreversiblemente ya que ninguno de los medios auxiliares de diagnóstico
es absolutamente preciso, en un intento de clasificar la patología pulpar con propósitos de
tratamiento tenemos:
5.7.1. Exposición Pulpar Asintomática
Figura 6: Exposición Pulpar
En este tipo de patología pulpar la inflamación afecta a una parte o a la totalidad de la pulpa
coronaria, la pulpa radicular no presenta alteraciones inflamatorias irreversibles, no refiere
dolor lancinante, ni persistente, no existe hipersensibilidad a la palpación y percusión, el
tejido pulpar expuesto es de color rojo y sangra moderadamente.
PULPITIS
REVERSIBLES HIPERSENSIBILIDAD
HERIDA PULPAR (iatrogénica)
IRREVERSIBLES
SINTOMATICAS SEROSA
PURULENTA
ASINTOMATICA
HIPERPLASICA (pólipo
pulpar)
ULCERADA
NECROSIS
PARCIAL ASEPTICA
SEPTICA
TOTAL ASEPTICA
SEPTICA
DEGENERACIONES
ATROFICA
CALCIFICACION
REABSORCION DENTINARIA INTERNA
PULPARES
OTRAS
GRASAS
HIALINA
FIBROSA
METAPLASIA
Tabla 1: Clasificación De La Patología Pulpar [10]
15
5.7.2. Pulpitis Clínica
Figura 7: Pulpitis Clínica
El diente presenta síntomas como: dolor punzante o persistente, hipersensibilidad a la
percusión y se denomina pulpitis crónica total es decir afecta tanto a la pulpa coronaria
como radicular.
5.7.3. Necrosis Pulpar
Esta se presenta con signos clínicos de degeneración pulpar como abscesos, fístula o
movilidad patológica, con signos radiológicos de radiolucidez perirradicular o
interradicular. [8]
Significa la muerte de la pulpa, con el cese de los procesos metabólicos de ese órgano y,
como consecuencia, la pérdida de su vitalidad, estructura y defensas naturales.
El tejido pulpar en descomposición y desintegración, permitirá el libre acceso de
microorganismos al interior del conducto radicular, los cuales tendrán condiciones
favorables para la multiplicación, proliferación y propagación, ocasionando un cuadro de
gangrena pulpar.
En ese momento, prevalece una microbiota Gram positiva, compuesta sobre todo por
microorganismos aeróbios, con el predominio de cocos sobre los bacilos y los
microorganismos filamentosos. [11]
Figura 8: Necrosis pulpar de la pieza 54
16
Es la descomposición séptica o no (aséptica), del tejido conjuntivo pulpar que cursa con la
destrucción del sistema microvascular y linfático de las células y, en última instancia, de las fibras
nerviosas. Se observa un drenaje insuficiente de los líquidos inflamatorios debido a la falta de
circulación colateral y la rigidez de las paredes de la dentina, originando un aumento de la presión
de los tejidos y dando lugar a una destrucción progresiva hasta que toda la pulpa se necrosa. La
flora microbiana presente en las pulpitis irreversibles asintomáticas, de respiración aerobia
y anaerobia facultativa, se va transformando en un medio de respiración anaerobia estricta a medida
que disminuye el potencial de óxido-reducción hístico lo que, al dificultar los procesos fagocíticos,
facilita el desarrollo y multiplicación microbiana, especialmente de bacterias anaerobias. Las
bacterias Gram-negativas anaerobias estrictas tienen una elevada capacidad proteolítica y colágeno
lítica, por lo que contribuyen en gran medida a la desestructuración de tejido conjuntivo pulpar.[10]
Es la muerte de la pulpa, con el cese de todo metabolismo y, por tanto, de toda capacidad
reactiva. Se emplea el término necrosis cuando la muerte pulpar es rápida y aséptica, y se
denomina necrobiosis si se produce lentamente como resultado de un proceso degenerativo
o atrófico.
En relación a lo anterior Leonardo (2005) clasifica la necrosis pulpar en dos tipos:
Necrosis tipo I: se presenta en aquellas piezas dentarias con procesos infecciosos que son
de corta data y sin presencia de lesión apical.
Necrosis tipo II: se presenta en aquellas piezas dentarias con procesos infecciosos de larga
data y presencia de lesión apical. [21]
5.7.3.1. Características Clínicas de la Necrosis Pulpar
Figura 9: Segundo molar temporal con necrosis pulpar
La necrosis pulpar es totalmente asintomática, siempre y cuando no afecte a los tejidos
periapicales. En estos casos, la existencia de sintomatología ya no dependerá
propiamente del proceso pulpar, sino del periapical.
Con respecto a la intensidad y duración de la odontalgia, se ha señalado que cuando no
está presente, es probable que exista necrosis del tejido pulpar. Por otra parte, la
presencia de tumefacción de la mucosa sobre la región apical del diente y la presencia
de una fístula indican que la pulpa ha experimentado una necrosis. Por lo común, hay
una falta de respuesta ante la prueba eléctrica cuando la pulpa está necrótica, pero esto
no es infalible. Si además, hay una falta de respuesta a las pruebas térmicas, es muy
probable que el diagnóstico sea de necrosis. Cierto cambio de color de la corona puede
acompañar a la necrosis pulpar en los dientes anteriores pero este signo diagnóstico no
17
es fiable. La descomposición del tejido pulpar y la hemólisis condicionan la aparición
de este cambio de color. [20]
5.7.3.2. Características Biológicas de la Necrosis Pulpar
Histológicamente, la necrosis pulpar parcial muestra una zona de licuefacción, rodeada
por leucocitos polimorfonucleares vivos y muertos. Las porciones del remanente de
tejido pulpar coronal se convierten en tejido de granulación rico en macrófagos,
linfocitos y células plasmáticas. Es probable la presencia de linfocitos y células
plasmáticas como signo de una reacción antígeno-anticuerpo localizada. En este
momento, el tejido pulpar radicular sucumbe y el tejido de granulación se encuentra en
la porción apical del conducto radicular y también en el ligamento periodontal [21].
5.8. Microbiología de los Conductos Radiculares en las Necrosis Pulpares
La mayoría de hábitats de microorganismos anaerobios tienen baja tensión de oxígeno
y potencial de oxidorreducción disminuido. Como resultado de la actividad metabólica de los
microorganismos que consumen oxígeno, el microclima se transforma progresivamente en
anaerobio.
La mayor parte de las necrosis pulpares obedecen a infecciones polimicrobianas y mixtas que
incluyen aerobios estrictos, anaerobios facultativos o microaerofílicos como microorganismos
concomitantes. Estos últimos, y los aerobios estrictos, disminuyen la tensión de oxígeno y el
potencial deoxidorreducción en los tejidos. De este modo, proporcionan las condiciones
favorables para que se desarrollen las bacterias estrictamente anaerobias. En los conductos
necrosados se aíslan un promedio de 6 especies bacterianas, aunque en una infección aguda
pueden aislarse de 12 a 15 especies. A pesar de que se han realizado pocas determinaciones
cuantitativas de la cantidad de bacterias presentes en un conducto radicular infectado, se estima
que pueden alcanzar cifras comprendidas entre las 102 y 108 bacterias por miligramo de
contenido radicular. Al igual que el grado de destrucción hística condiciona la prevalencia de
mayor o menor porcentaje de bacterias anaerobias en el interior del conducto, las características
clínicas de la corona de los dientes necrosados también contribuyen a ello. En dientes con
amplias comunicaciones entre la cavidad oral y el conducto radicular suelen presentarse entre
el 60% y el 70% de bacterias estrictamente anaerobias, mientras que en dientes cerrados se
alcanzan resultados cercanos al 95%. Fabricius y Cols. Observaron que la proporción de
anaerobios estrictos se incrementa con el tiempo. Las condiciones biológicas locales del
conducto radicular condicionan la presencia o ausencia de elementos nutricionales (presentes
en los fluidos hísticos o en los componentes celulares del tejido conectivo pulpar en vías de
degeneración) necesarios para el crecimiento y el desarrollo bacteriano. Los estudios de Nair
acerca de la localización de las bacterias en la cavidad pulpar, mediante microscopia
electrónica, han permitido observar que la mayoría colonizan la luz del conducto. Se agrupan
sobre el tejido pulpar necrosado, en la trama de fibras y restos hísticos. Asimismo, pueden
adherirse a la dentina radicular. Cocos y bacilos constituyen pequeños nichos ecológicos que
pueden constituirse en la fina trama de conductillos del tercio apical. Igualmente, y
dependiendo de su tamaño, pueden penetrar por los túbulos dentinarios. Love demostró que
18
Streptococcus gordonii puede invadir la dentina radicular en profundidad, alcanzando los 200
m en los tercios cervical y medio y los 60m en el tercio apical. Los Estreptococos
viridans, las especies de los géneros Peptostreptococcus, Fusobacterium, Prevotella u
Porphyromonas representan el grupo de microorganismos más ampliamente aislados en los
conductos infectados. En las necrosis pulpares también se aísla Mitsoukelladentalis. La mayor
parte de los estudios muestran la presencia de V. parvula, Actinomyces spp y Lactobacillus spp.
Habitualmente las bacterias aisladas de los conductos infectados no son móviles, aunque se han
descrito C. rectus, E. corrodens y Capnocytophaga spp que se localizan en el tercio apical del
conducto. [9]
BACTERIAS AEROBIAS Y ANAEROBIAS FACULTATIVAS
AISLADAS EN LAS NECROSIS PULPARES
Forma Tinción Genero Especie
Cocos Grampositivos
Streptococcus
Mitis
milleri
Oralis
intermedius
morbiliorum
constellatus
mutans
sanguis
Mitior
Enterococcus faecalis
faecium
Staphylococcus aureus
epidermidis
Bacilos
Grampositivos
Corynebacterium xerosis
Lactobacillus catenaforme
minutus
Actinomyces
odontolyticus
naeslundii
israelii
meyeri
viscosus
Propinobacterium acnes
propionicus
Gramnegativos
Eikenella corrodens
Capnocytophaga ochracea
Actinobacillus Spp
Campylobacter
rectus
sputorum
curyus
Levaduras Candida
albicans
glabrata
guillermona
Tabla 2: Bacterias aerobias y anaerobias aisladas en necrosis pulpares [9]
19
Las especies bacterianas dentro del sistema de los conductos radiculares pueden variar
considerablemente. Algunos muestran el predominio de cocos y bacilos. Otros estudios exaltan
la presencia de filamentos y espiroquetas.
En los conductos radiculares necróticos se han identificado espiroquetas por de medio de
campo oscuro y microscopio de transmisión.
El sistema de conductos radiculares está en comunicación con los tejidos periradicualres
(ligamento periodontal, cemento y hueso alveolar). Las enzimas, las toxinas y otros productos
metabólicos difunden a través del tejido pulpar a los tejidos perirradiculares desencadenando
la respuesta inflamatoria (periodontitis periapical).
La enfermedad perirradicular inducida por microorganismos, por lo general comienza con una
inflamación de tipo crónico y se manifiesta histopatológicamente como un granuloma.
En la composición microbiana apical y perirradicular de los dientes con caries coronarias una
cantidad mucho menor de anaerobios estrictos (≤70%).
En los conductos y el periápice de dientes tratados con endodoncia convencional, que muestran
alteraciones radiológicas postrataminento, se han encontrado por medio de microscopia
electrónica de transmisión, predominantemente filamentos Grampositivos, bacilos y cocos.
Hay un renovado de interés por los microorganismos extrarradiculares. Se han recuperado,
entre otros Enterococcus faecalis y Candida albicans de sitios extrarradiculares, en lesiones
inflamatorias periapicales asintomáticas, refractarias al tratamiento endodóntico. [12]
5.9. Enterococcus spp.
Figura 11: Enterococcus facecalis
Los Enterococcus son anaerobios facultativos, cocos Gram-positivo, y parte de la flora normal
en la cavidad oral y el tracto gastrointestinal. Los Enterococcus poseen un número de factores
de virulencia como la sustancia agregación, proteínas de la superficie de Enterococcus,
gelatinasa, la producción de superóxido extracelular, polisacáridos capsulares y determinante
de resistencia antibiótica. Son reconocidos como potenciales patógenos humanos que causan
20
el 12% de las infecciones nosocomiales. De las especies de Enterococcus, Enterococcus
faecalis es la especie más frecuentemente aislados de infecciones endodónticas [14]
Es un microorganismo relacionado con infecciones endodónticas pos-tratamiento, posee una
amplia variedad de factores de virulencia, entre los que se influyen: la agregación; producción
extracelular de superóxido, gelatinasa y citolisinas toxicas; capacidad para el intercambio de
materia genético y penetrar de los túbulos dentinarios. [12]
Enterococcus faecalis reaccionan con antisueros grupo D. forman parte de la flora intestinal.
Debido que el antígeno del grupo D es un ácido teicoco, no es un marcador adecuado desde el
punto de vista antígeno y en general los Enterococcus se identifican por otras características.
La mayor parte no dan hemolisis y en ocasiones son alfa hemolíticos. Su reacción con PYR es
positiva. Proliferan en presencia de bilis e hidrolizan la esculina (positivos bilis-esculina).
Pueden crecer en NaCl al 6.5% son más resistentes a la penicilina G que los Estreptococos y
algunos aislados tienen plásmidos que codifican una beta-lactamasa. [13]
5.9.1. Morfología
El género Enterococcus es una especie de conjunto semejante a los estreptococos las más
frecuentes aisladas en clínica son el Enterococcus faecalis (80-90%) y Enterococcus
faecium (5-10%). El Enterococcus faecalis es un coco Gram positivo, anaerobio
facultativo, inmóvil y no esporulado. El tamaño de cada célula oscila entre 0.5 y 0.8 m.
La temperatura óptima de crecimiento in vitro este microorganismo 35ºC, no obstante, se
ha observado crecimiento entre 10ºC y 45ºC. Todas las cepas pueden crecer en medio de
cultivo que contengan esculina, la cual hidrolizan en presencia de sales biliares al 40%
(medio agar bilis-esculina). Casi todas las cepas son homofermentativas, siendo el ácido
láctico el producto final principal de la fermentación de la glucosa, no producen gas y no
contienen enzimas citocrómicas. El Enterococcus faecalis posee una pared celular con
antígenos del grupo D, el cual es un ácido lipoteicoico que se encuentra asociado con la
membrana citoplasmática de la bacteria y que contiene residuos de glicerol. Además posee
una gran cantidad de mureina y ácido teicoico. [15]
5.9.2. Patogenecidad
Una característica notable del Enterococcus faecalis la constituye su capacidad para
sobrevivir y crecer en microambientes que pudieran ser tóxicos para muchas bacterias en
particular en zonas con altas concentraciones de sales (6,5 de cloruro de sodio),
temperaturas extremas (15-60ºC) y puede resistir además a la acción de los colorantes como
azul metileno al 0,1%. Esta capacidad de resistencia por parte de Entorococcus faecalis en
microambientes tóxicos está relacionada con su capacidad de supervivencia en conductos
radiculares de dientes que han sido sometidos a tratamientos endodónticos y en los cuales
los nutrientes son limitados, añadiéndose a esta situación el que hecho de que algunos
agentes antimicrobianos pudieran influir en que esta especie permanezca en los conductos
de los dientes afectados. Algunas investigaciones ha reportado la presencia de biopéliculas
(biofilms) de Enterococcus faecalis en el sistema de conductos de dientes monoradiculares
extraídos y que habían sido obturados con cemento a base de hidróxido de calcio. La
formación de la biopélicula constituye una evidencia contundente de que Enterococcus
faecalis puede colonizar los conductos radiculares medicados. Cuando esta especie crece
21
en las biopéliculas, puede ser más resistente hasta mil veces a la acción de los
antimicrobianos que cuando se halla como bacteria planctónica (suspendida en un medio
líquido y no adherida a ninguna superficie). Si la formación de biopéliculas que contienen
Enterococcus faecalis ocurre in vitro, ello pudiera considerarse como un mecanismo que
permite a este microorganismo resistir al tratamiento antimicrobiano. [15]
5.9.3. Virulencia
También se han realizado otras investigaciones dirigidas a aclarar el papel que juegan los
factores de virulencia de Enterococcus faecalis en la colonización de esta bacteria en un
medio tan pobre de nutrientes como el conducto radicular medicado. La adhesión a la
superficie de la dentina constituye un paso esencial que determina el potencia patógeno de
este microorganismo en el conducto radicular medicado, puesto que la dentina contiene
colágeno y otras proteínas, se sugiere que las proteasas sintetizadas por Enterococcus
faecalis, así como la proteína de unión al colágeno (Ace) pudieran participar o por lo menos
en la adhesión bacteriana, y por lo tanto permitir que la bacteria colonice el conducto
radicular. [15]
Enterococcus faecalis posee un gran número de factores de virulencia que le permiten la
colonización del hospedero y de la matriz extracelular, la competencia con otros
microorganismos, resistencia en contra de los mecanismos de defensa del hospedero y la
producción de cambios patológicos generados directamente a través de la producción de
enzimas toxicas o indirectamente a través de la inflamación.
Entre los factores de virulencia de Enterococcus faecalis más importantes se encuentran:
Sustancia de agregación (adhesina bacteriana que convierte la superficie de la bacteria
donadora en una superficie adherente potencial para células receptoras, causando
agregación), adhesinas o proteínas de superficie (Esp y Ace, ambas relacionadas con la
formación de biopéliculas y con la adherencia del microorganismo a las proteínas de la
matriz extracelular y al colágeno tipo I y IV), feromonas sexuales (péptidos que promueven
la transferencia conjugativa de plásmido de ADN entre las cepas) ácido lipoteicoico
(polímeros asociados a la pared celular que estimulan a los leucocitos a liberar mediadores
de la respuesta inflamatoria), superóxido extracelular (radicales de oxígeno altamente
reactivos relacionados con el daño tisular y celular), gelatinasa (metaloproteinasa
extracelular que hidroliza gelatina, colágeno, fibrinógeno, caseína, hemoglobina e inulina),
hialuronidasa (enzima que degrada el ácido hialurónico) y hemolisina (codificada por
plásmidos, la cual es producidas por cepas b-hemolíticas de Enterococcus faecalis y
produce lisis total de los eritrocitos, además de destruir polimorfonucleares neutrófilos y
macrófagos). Gracias a la presencia de estos factores, Enterococcus faecalis es capaz de
sobrevivir en medios con pocos o escasos nutrientes, así como invadir espacios o
aberraciones anatómicas donde acciones como la preparación biomecánica, la colocación
de medicación intraconducto el uso de irritantes no son capaces de actuar y eliminarlo. [15]
Enterococcus faecalis es capaz de sintetizar una amplia variedad de proteínas cuando se
expone a condiciones ambientales adversas, como son un ambiente con un pH alto o la
exposición a hipoclorito de sodio (irrigante utilizado en endodoncia). Si la falta de
nutrientes, la exposición a solución de hipoclorito de sodio o al hidróxido de calcio inducen
a Enterococcus faecalis a generar una respuesta de estrés, entonces esta puede conferir
protección cruzada para ésta bacteria cuando se ve expuesta posteriormente, por ejemplo, a
22
una nueva medicación con hidróxido de calcio, mecanismo que podría explicar en parte su
resistencia.
Estudios han demostrado que a un pH 11,5 o mayor, Enterococcus faecalis no puede
sobrevivir; sin embargo, sí puede hacerlo a concentraciones menores. Debido al efecto
buffer de la dentina, es poco probable que el pH alto del hidróxido de calcio alcance los
túbulos dentinarios, donde Enterococcus faecalis tiene la capacidad de penetrar
profundamente. Aunque el pH de las pastas de hidróxido de calcio utilizado en endodoncia
generalmente es 12,3 en la dentina radicular, la alcalinidad alcanzada no excede al pH 10,3
después de cubrirse los canales con hidróxido de calcio; 21 este valor puede caer incluso a
pH 8,5- 9,0 dentro del sistema de canales radiculares debido al efecto de taponamiento de
la dentina, valor que no es lo suficientemente alto como para erradicar a Enterococcus
faecalis. Por otra parte, dado que el tratamiento endodóntico en general incluye el uso
alternado de medicamentos en diversas etapas de la instrumentación radicular,
Enterococcus faecalis se expone frecuentemente a un pH alcalino «subletal», lo que podría
hacer que las células bacterianas generen una respuesta de estrés que mejore su
supervivencia. Así, la exposición repetida de Enterococcus faecalis a la solución de
hipoclorito de sodio e hidróxido de calcio podrían inducir mecanismos de resistencia frente
a la exposición subsiguiente, incluso a niveles que podrían ser letales. Además de la
respuesta adaptativa en un pH alcalino y la síntesis de proteínas inducida por el estrés,
también se ha descrito la existencia en estas bacterias de una bomba de protones con la
capacidad de acidificar el citoplasma, mecanismo que sería clave para la supervivencia de
Enterococcus faecalis a pH alto, siendo incluso más importante que los mecanismos
adaptativos señalados anteriormente. El mecanismo de funcionamiento de esta bomba de
protones consiste básicamente en una respuesta de la bacteria a la penetración de iones
hidroxilo al citoplasma bacteriano, los cuales elevarían el pH intracelular. Ante esto, la
bomba de protones se activa y responde enviando iones potasio (cargados positivamente)
hacia el citoplasma bacteriano, logrando así su acidificación e impidiendo la ocurrencia de
la inhibición enzimática0. [16]
5.10. Toma de Muestras Para el Estudio de la Microbiota en Conductos Radiculares
El conducto radicular no debe haber sido tratado con agentes antimicrobianos antes de la toma
y debe estar aislado para evitar la contaminación con saliva que se conduciría a resultados
erróneos.
El material se recoge con conos de papel estéril introducidos dentro del conducto radicular. Los
conos se extraen y se sumergen en condicione asépticas en un medio transporte que se envía al
laboratorio no más de dos horas después de haber recogido la muestra.
La lectura permitirá evaluar la prevalencia de microorganismos y su posterior aislamiento e
identificación. [12]
5.10.1. Condiciones Para Arribar al Diagnóstico Etiológico
1. Un buen diagnóstico clínico presuntivo.
2. Una consulta con el laboratorio al que piensa remitirse la muestra.
3. Instrumental y elementos para recolección estériles y adecuados.
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4. un material representativo obtenido en condiciones de asepsia y remitido según las
normas de bioseguridad.
5. Una detallada solicitud del diagnóstico.
6. Un correcto envió del espécimen.
7. Un laboratorio con capacidad para procesar el pedido.
8. La interpretación de los resultados para lograr la orientación terapéutica.[12]
Figura 12: Toma de muestra de fondo de conducto radicular con aislamiento relativo
5.10.1.1. Condiciones Para Establecer un Diagnostico Presuntivo
Para cumplir con la primera premisa se debe recordar que en la boca conviven cerca de
setecientos géneros y especies de microorganismos que en general no son patógenos, pero
dificultan la obtención de cultivos puros.
El conocimiento de la ecología bucal, de los signos y los síntomas de las distintas
enfermedades infecciosas y de la epidemiologia de estas, así como la evaluación del estado
del hospedador, son condiciones primordiales para poder establecer un diagnostico
presuntivo. [12]
5.10.1.2. Consulta con el Laboratorio
La consulta previa al laboratorio que piensa remitirse el material es imprescindible para
confirmar si lo pueden recibir, que grado de identificación puede realizar y si el horario
en el que aceptan los pedidos coincide con el momento en que va obtenerse la muestra.
Es conveniente averiguar si el laboratorio proporciona los envases para la remisión del
material obtenido o si cuenta con normas escritas para tal fin. [12]
Figura 13: Conos de papel, medios de transporte, tubo de ensayo y mechero
24
5.10.1.3. Instrumental y Elementos Necesarios
Los elementos necesarios para extraer muestras generalmente están disponibles en
todos los consultorios e incluyen instrumental estéril, compuesto por espejo, pinza,
bisturí, explorador, curetas, tijeritas de cirugía, agujas para suturas, jeringas carpule
con agujas, puntas de papel absorbente, jeringas descartables de 10 ml, agua destilada
y solución fisiológica estériles, antiséptico, desinfectante algodón y gasas;
excepcionalmente puede necesitarse catéteres u otros elementos.
Los hisopos, los tubos, los diversos envases y los porta objetos pueden adquirirse,
estériles o no, en comercios o farmacias. Si estos elementos se compran sin esterilizar,
deben ser sometidos al ciclo de esterilización junto con el instrumental. Es preciso
disponer de algún envase protector para el traslado, de etiquetas para rotular y de
solicitudes de pedido las que en, muchos laboratorios ya tienen impresas. [12]
5.10.1.4. Muestras Representativas
Lo primero que debe recordarse para lograr muestras representativas es que el paciente
no debe estar con tratamientos antimicrobiano, durante como mínimo 72 horas previas,
si no se trata de un agente de liberación lenta.
En el caso de los materiales que van a obtenerse por vía bucal habrá que minimizar la
contaminación por microorganismos comensales y para ello habrá que practicar una
buena asepsia local.
Se utilizaran buches con antiséptico y agua destilada estéril, se facilitara el arrastre
mecánico de la microbiota indígena con el auxilio de gasa estéril o lavajes a presión,
según los casos, y por último se procederá a realizar un aislamiento relativo o absoluto.
Como ya se advirtió acerca de la variedad de microorganismos presentes en la zona, es
muy importante efectuar dos o más extendidos sobre portaobjetos desengrasados y
estériles con la primera porción del material extraído. Estos extendidos
convenientemente ejecutados deben ser protegidos con otro porta objeto aunque algo
separados a fin de que se forme una camarita de aire, y deben remitirse sin fijar con el
resto de la muestra a estudiar. Si la localización es extraoral, el problema es menor y
solo debe practicarse una buena antisepsia de la zona.
Es aconsejable arrastrar el exceso de antiséptico con un profuso lavado con agua
destilada o solución fisiológica.
Para extraer muestras periapicales puede accederse a través del conducto radicular. Se
respetaran las normas de asepsia, se practicara un aislamiento absoluto y se procederá
a colocar dos puntas absorbentes que se dejaran embeber durante 20 a 30 segundos, se
retirara y se introducirá en un medio de transporte adecuado. Otra posibilidad consiste
en recurrir a una punción transósea, la que se llevara a cabo en forma similar a otras
punciones con los elementos adecuados para hueso.
Una vez que se han extraído las muestras, en el momento de colocarlas en los envases
debe procederse con las mismas maniobras que se utilizarían para una siembra, es decir,
debe trabajarse al lado de un mechero bunsen para flamear la boca de los frascos o los
tubos al destaparlos y antes de volver a taparlos.
25
El tapón debe sostenerse entre el meñique y la palma de la mano para evitar que su
parte interior toque alguna superficie no estéril.
El recipiente donde se coloca el material obtenido generalmente es de vidrio (tubo de
ensayo o frasco), pero sería aconsejable que fuera de plástico resistente (estéril). Una
vez desinfectada su superficie exterior, se lo ubica en el interior de otro envase con un
cierre bien hermético y que sea resistente. Finalmente, se coloca el conjunto en el
recipiente de envió, que debe ser bien rígido (de telgopor, cartón o madera), y lo ideal
es que entre ambos haya algún material amortiguador (algodón u otro). Todo debe estar
bien identificado. [12]
5.10.1.5. Solicitud de Diagnostico
En general, se le presta poca atención a esta etapa que es tan importante como las
anteriores.
La solicitud de diagnóstico debe estar confeccionada de una manera que oriente al
laboratorista hacia lo que desea investigarse. En ella deben consignarse el nombre del
paciente, el sexo, la edad, la residencia habitual o pasada, la ocupación, los hábitos y
los antecedentes farmacológicos (pasados y recientes), el estado general y bucal, los
síntomas y signos actuales, la evolución, el sitio preciso de la toma, como se la realizo
y en la que se la envía, la fecha y la hora, si se la indicaron otros estudios y resultados,
el número de historia clínica ( si la tiene), el diagnostico presuntivo y los datos
completos del profesional solicitante. Esta solicitud se coloca en el interior de un sobre
que acompañara al dispositivo con el material obtenido, pero nunca deberá colocarse
dentro del envase que contiene la muestra.
Lamentablemente es común recibir una muestra sin protección y acompañada de un
“papelito” en el que solo figura el nombre del enfermo y la inscripción “cultivo y
antibiograma”.
El antibiograma no suele ser necesario. En términos generales debe conocerse el
microorganismo causante y, a nivel de las manifestaciones orales, por el momento son
poquísimos los agentes infecciosos que podría ser resistentes a la terapéutica
especifica. Además en una gran mayoría son bacterias anaerobias u hongos, para los
que no hay métodos bien estandarizados para establecer la sensibilidad a los
antimicrobianos. [12]
5.10.1.6. Envió de la Muestra
5.10.1.6.1. Correcto Envió del Material
Esto requiere sobre todo celeridad, pero además prolijidad e identificación. Lo ideal
sería que las extracciones se realizaran en el mismo laboratorio. Sin embargo, es
difícil que se cuente con instalaciones adecuadas o con personal suficiente para
ejecutar ambas prácticas.
Es necesario tomar conciencia de que en la actualidad es imprescindible trabajar en
equipo.
26
Los tapones deben estar bien ajustados: si fuera posible, tendrían que ser
reemplazados por tapones de goma estériles o, mojaduras si se mantienen los
tapones de algodón.
En la parte exterior debe colocarse una etiqueta con el nombre del paciente y una
flecha que indique cual es la parte superior del envase, que debe ser conservado en
esa posición, debe llevar el logotipo de bioseguridad. [12]
5.11. Laboratorio
El laboratorio idóneo es aquel que cuenta con la aparatología mínima necesaria y el personal
entrenado para realizar las distintas etapas del diagnóstico. Este personal debe poseer ciertos
conocimientos clínicos para interpretar los datos del pedido y, además, conocer la ecología
bucal.
Por lo tanto, el odontólogo solicitante debe poseer esos conocimientos.
Debe respetarse la identificación de las muestras y darles de inmediato un número de entrada.
Deben seguir las normas universales de bioseguridad para estas áreas a fin de evitar
contaminaciones en esta etapa y preservar la salud de los profesionales y técnicos.
La tipificación de especies, en general, es un proceso largo y costoso que solo resulta útil con
fines epidemiológicos o de investigación.
Actualmente existen avíos comerciales que simplifican el proceso de tipificación de gran
cantidad de microorganismos. [12]
5.11.1. Interpretación
A veces el laboratorio interpreta resultados, pero en otras oportunidades se requiere una
interconsulta entre el equipo clínico y el de diagnóstico.
Los casos más sujetos a error son aquellos en las que las tomas se han realizado por vía
bucal, y es allí donde se tornan más necesarios los conocimientos en los que se hacen más
énfasis. [12]
5.11.2. Diagnósticos de Laboratorio
Los diagnósticos pueden ser directos e indirectos.
Los diagnósticos directos incluyen exámenes microscópicos con distintas técnicas, según
la muestra y lo que desee hallarse. Esto permite ver la morfología, afinidad tintorial y
movilidad, también podría realizarse alguna prueba de inmunofluorescencia.
En microbiología oral el examen directo es más importante que los cultivos, en los que
pueden desarrollar cualquier microorganismo de cavidad bucal; además posee ventaja de
la rapidez, ya que en escasos minutos u horas puede disponerse del primer resultado, es
27
económico y bastante orientador. Sirve para hacer movilidad, morfología y afinidad
tintorial y predominio de tipos bacterianos o elementos micóticos.
No obstante se practican cultivos en aerobiosis y anaerobiosis, en medios comunes y
diferenciales enriquecidos a distintas temperaturas según los casos y durante periodos que
duran entre os 24 y los 30 días de acuerdo con el agente infectante.
En cuanto al antibiograma, en casos en los que sea indispensable se los realizara cuando
ya se tenga el microorganismo bien aislado.
Los métodos indirectos consisten en las reacciones serológicas o pruebas de inmunobilidad
celular, que en muchos casos permite identificar el daño a saber en qué etapa evolutiva se
encuentra la enfermedad.
Figura 14: Examen clínico. [12]
28
5.11.3. Causas de Fracaso
Las causas de fracaso incluyen:
Mal diagnostico presuntivo
Paciente medicado con antimicrobianos
Material insuficiente
Toma imprecisa
Envió extemporáneo o mal conservado
Falta de antecedentes del enfermo
Contaminación con la biota oral
Contaminación en el laboratorio. [12]
5.11.4. Causas de Rechazo de las Muestras
Las cusas de rechazo de las muestras pueden deberse a los siguientes motivos:
Espécimen desecado o sumamente escaso
Demasiado transcurrido desde la toma
Pedido de cultivos para anaerobios en una muestra que no contiene medio de transporte
Material incluido en formol
Envase dañado
Envase incorrecto
Pedido mal formulado
Falta de observación de las normas de bioseguridad. [12]
5.12. Medios de Cultivo
Un medio de cultivo es una solución equilibrada de todos los nutrientes y factores de
crecimiento necesarios para el desarrollo y la multiplicación de los microorganismos en el
laboratorio. El objetivo es aislar las diversas especies proceder a identificarlas o llevar a
estudios complementarios.
La diversidad de los gérmenes es enorme; hay bacterias que pueden crecer satisfactoriamente
en cualquier medio de cultivo; otras necesitan medios especiales y, por último, algunas no
crecen en ninguno de los medios desarrollados hasta el momento. Por tal motivo, no existe un
medio de cultivo universal para todas ellas. [12]
5.12.1. Condiciones que Debe Reunir
Para promover el desarrollo microbiano, los medios de cultivo deben reunir ciertos
requisitos:
Contener nutrientes adecuados
Poseer humedad suficiente
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Tener un pH ajustado
Estar estéril inicialmente
Existen en el comercio especializado, una gran variedad de medios disponibles para el
cultivo de microorganismos en el laboratorio; la mayor parte de ellos traen sus
componentes previamente mezclados, deshidratados o liofilizados y solo se necesitan la
adición de agua para su preparación. [12]
5.12.2. Constituyentes Habituales
Agua: es una de los componentes básicos y universales para la vida de los
microorganismos. Se la utiliza para disolver los demás constituyentes del medio.
Generalmente, se emplea agua destilada o desionizada y no debe contener cloro, plomo ni
detergente.
Extractos: son pulverizados de órganos o de tejidos animales y vegetales (ej. cerebro,
carne, semillas, etc.) que brindan hidratos de carbono compuesto nitrogenado, vitaminas
hidrosolubles compuestos azufrados y sales.
Peptona: es obtenida como producto de la digestión de soluciones proteicas y sirve como
fuente de carbono, nitrógeno y energía.
Hidratos de carbono: por medio de su degradación enzimática los glúcidos otorgan
energía, oxigeno, hidrogeno y carbono a los microorganismos. El más utilizado es la
glucosa pero también se emplea fructuosa, sacarosa, lactosa y almidón.
Cloruro de sodio (sal): no es imprescindible, pero su adición regula sus propiedades
osmóticas del medio con el fin de evitar los fenómenos de plasmólisis.
Líquidos corporales: a menudo se añaden a los medios de cultivo sangre entera, plasma o
suero sanguíneo estériles, tanto de orígenes humanos o animal; estos líquidos aportan
factores de crecimiento esenciales.
Sistemas amortiguadores: consisten en sales, como fosfatos bisodicos o bipotasicos, que
son incorporados a los medios de cultivo para mantener el pH dentro del espectro de
crecimiento microbiano y como fuente de fosforo.
Indicadores de pH: se incorporan a los medios de cultivo para dar prueba visual de las
variaciones del pH.
Agentes reductores: se agregan con el fin de crear atmosferas óptimas para el crecimiento
de gérmenes microaerofilos, anaerobios facultativos y estrictos. Como ejemplo podemos
citar la cisteína y el tioglicolato de sodio.
Agentes selectivos: el cristal violeta, las sales biliares, el telurito de potasio, los
antibióticos, etc., agregados al medio lo pueden convertir en selectivo para determinados
microorganismos.
Agar: agregado al 1-2% otorga solidez a los medios de cultivo; se lo obtiene de ciertas
algas marinas y no es un nutriente, porque resulta resistente a la hidrolisis microbiana. El
30
agar es insoluble en agua fría, funde entre los 80°C y los 100°C, y se mantiene en este
estado hasta los 45°C, temperatura por debajo de la cual comienza a solidificar.
Figura 15: Clasificación de medios de cultivo
5.12.3. Agar Bilis Esculina
Uso para la investigación preliminar de Enterococcus del grupo D a partir de diferentes
mucosas
Principio.- La peptona especial y el extracto de carne actúan como fuente de aminoácidos,
carbono y nitrógeno. La bilis de buey inhibe notablemente a bacterias acompañantes en la
muestra problema, en tanto que los Enterococcus la toleran y pueden multiplicarse sin
problema. Los Enterococcus hidrolizan la esculina transformándola en glucosa y
esculetina, ésta con el citrato férrico forma un complejo de color verdoso hasta oscuro
alrededor de las colonias hidrólisis positiva.
31
Sembrar el material de ensayo en la superficie del medio por estría cruzada para obtener
colonias aisladas. Incubar hasta 3 días a 35°C. Cuando se encuentran Enterococcus en la
muestra, se observa a las 24 h una coloración oscura del medio de cultivo alrededor de las
colonias; cuando son abundantes y llegan a confluir el oscurecimiento puede llegar a
afectar prácticamente a todo el medio de cultivo.
Si después de 3 días de incubación no se ha producido oscurecimiento en el medio de
cultivo, se da por negativo el cultivo para Enterococcus.
Para la investigación preliminar de Enterococcus del Grupo D a partir de diversas
muestras.[21]
Agar 15.0 Esculina 1,0
Bilis de buey 40.0 Extracto de carne 3.0
Citrato férrico 0.5 Peptona especial
5.0
Tabla 3: Formula en gramos por litro de agua destilada.
5.13. Irrigación
La instrumentación de los conductos radiculares, sea cual sea la técnica empleada, solo elimina
parte de su contenido. Los instrumentos no pueden alcanzar las múltiples irregularidades de la
anatomía interna radicular, que han permitido acuñar el término sistema de conductos
radiculares para evidenciar su complejidad. Ni la instrumentación rotatoria continua ni la
recíproca asimétrica aumentan la limpieza de las paredes, que depende más de las soluciones
de irrigación empleadas. La limpieza y desinfección de las paredes de los conductos y de todos
los conductos laterales y accesorios, especialmente frecuentes en la zona apical, es una tarea
reservada a la irrigación.
5.13.1. Objetivos de Irrigación
La irrigación tiene 4 objetivos básicos:
1. Disolución de los restos pulpares vitales o necróticos.
2. Limpieza de las paredes de los conductos para eliminar los residuos que las cubren y
que taponan la entrada de los túbulos dentinarios y de los conductos accesorios.
3. Destrucción de las bacterias y neutralización de sus productos y componentes
antigénicos.
4. Lubricar los instrumentos para facilitar su paso y su capacidad de corte.
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Un objetivo complementario es prevenir el oscurecimiento de la corona dental por la
sangre y diversos productos que puedan haber penetrado por los túbulos dentinarios de la
cámara pulpar.
Figura 16: las soluciones irrigantes pueden alcanzar aquellas zonas inaccesibles a las líneas
especialmentes en conductos elípticos.
Capa residual.- La capa residual, o smear layer, también llamada capa de barro dentinario,
fue descrita por McComb y Smithen 1975. Tapiza las paredes de los conductos que han
sido instrumentadas y ocluye la entrada de los túbulos de la dentina y de los conductos
accesorios. Las paredes que no han padecido la acción de corte de las limas pueden
presentar restos pulpares, pero no capa residual. Está formada por una mezcla de restos de
la dentina cortada y residuos de tejido pulpar, con presencia de bacterias en los casos de
dientes infectados. Su espesor es de 1-5 mm, y puede penetrar en el interior de los túbulos
hasta 40 mm de profundidad. Los túbulos de la dentina se inician en la pared de la misma
y se extienden hasta la proximidad del cemento, con numerosas anastomosis entre sí que
atraviesan la dentina intertubular y que pueden actuar como reservorio de las bacterias.
Durante tiempo se produjo una controversia acerca de la conveniencia o no de eliminar la
capa residual. A favor de su mantenimiento se esgrimieron argumentos como el de que
podía retardar la penetración bacteriana en los túbulos; sin embargo, aunque se pueda
retardar su penetración, las bacterias acaban por alcanzar la luz de los túbulos con bastante
facilidad y se pueden desarrollar en ellos. Otros autores afirmaron que su eliminación
aumentaría la permeabilidad de la dentina, con lo que se facilitaría la progresión de las
bacterias, recomendando en todo caso efectuar todo el tratamiento en una sesión, para
evitar la posible contaminación entre sesiones.
Actualmente hay un amplio consenso a favor de su eliminación mediante soluciones
queilantes, con lo que disminuye la permeabilidad de la dentina por precipitar las sales
minerales, tras la des- mineralización ácida, en el interior de los túbulos, disminuye el
número de bacterias adheridas a las paredes del conducto, aumenta el número de conductos
laterales y accesorios obturados y mejora el sellado apical al posibilitar una mejor adhesión
del cemento sellador a las paredes de la dentina.
5.13.2. Propiedades de una Solución Irrigante
Las propiedades deseables en una solución irrigante se pueden resumir en las siguientes:
1. Capacidad para disolver los tejidos pulpares vitales y necróticos, tanto en la luz de
los conductos principales como en todos los recovecos del sistema de conductos, en
33
los istmos y, de forma especial, en los conductos accesorios que se abren al
periodonto. 2. Baja tensión superficial para facilitar el flujo de la solución y la humectación de las
paredes de la dentina.
3. Escasa toxicidad para los tejidos vitales del periodonto, lo que entra en contradicción
con capacidad disolvente de los restos pulpares y con su acción antibacteriana. Si
alcanza el periápice, puede interferir en los mecanismos inflamatorios implicados en
la reparación posterior al tratamiento. 4. Capacidad para desinfectar la luz y las paredes de los conductos, destruyendo las
bacterias, sus componentes y cualquier sustancia de naturaleza antigénica.
5. Lubrificación para facilitar el deslizamiento de los instrumentos y mejorar su
capacidad de corte. Capacidad para eliminar la capa residual de las paredes del
conducto instrumentadas.
6. Capacidad antibacteriana residual o sustantividad.[9]
5.13.3. Hipoclorito de Sodio
Figura 17: hipoclorito de sodio al 2%
La asociación americana de endodoncistas ha definido el hipoclorito de sodio como un
líquido claro, pálido, verde-amarillento, extremadamente alcalino y con fuerte olor clorino,
que presenta una acción disolvente sobre el tejido necrótico y restos orgánicos y además
es un potente agente antibacteriano.
Dentro del amplio espectro de sus propiedades biológicas, el Hipoclorito de sodio ha
demostrado ejercer una acción antimicrobiana eficiente, es antifungal y viricida, posee una
potente acción disolvente tanto de los tejidos vitales como necróticos, y su poder de
disolución se incrementa progresivamente a medida que aumenta su concentración. A
pesar de que otras soluciones irrigantes han sido sugeridas con los mismos propósitos,
Zehnder (2006) ha demostrado que no resultan ser tan efectivas como el Hipoclorito de
sodio para la irrigación y desinfección de los conductos radiculares.
El hipoclorito es un agente antimicrobiano eficaz que sirve también como lubricante
durante la instrumentación biomecánica y disuelve los tejidos vitales o no vitales. Los
investigadores no se ponen de acuerdo respecto a la concentración y el método de
34
administración adecuada para usar ya que este irrigante al extruírse hacia los tejidos
perirradiculares, por una inyección accidental, causa daño celular.
El hipoclorito presenta las siguientes propiedades:
Baja tensión superficial: esto facilita su penetración a través de las irregularidades
del conducto.
Neutraliza los productos tóxicos en un tiempo corto: durante la preparación del
conducto radicular.
Poder antibacteriano efectivo: ya que libera oxígeno y cloro al entrar en contacto con
el tejido pulpar.
Favorecen la instrumentación: ya que los instrumentos húmedos pueden penetrar
mejor al conducto.
Disolvente de tejido orgánico: ya que los halógenos son las soluciones que más
facilitan la disolución del tejido pulpar.
Acción irritante escasa: cuando son utilizados a concentraciones bajas.
Acción detergente.
Acción rápida, desodorizante y blanqueante.
Además tiene un pH alcalino, 11.8, lo que neutraliza el medio ácido presente en los
conductos radiculares, dificultando el desarrollo bacteriano.
Cabe resaltar que el aumento de temperatura del Hipoclorito de sodio, aumenta el efecto
bactericida, mejora el desbridamiento, sin afectar la estabilidad química de la solución,
aunque solo se mantiene estable por 4 horas. Las concentraciones de hipoclorito de sodio
de baja y mediana concentración (0.5%, 1%, 2.5%), son las más indicadas en tratamientos
de dientes vitales, si se usa en otras concentraciones puede ser muy citotóxico, puede
causar síntomas graves como dolor, sensación de quemadura, edema, sangrado profuso,
hematomas, entre otros.
Vianna et al. (2006) analizaron la reducción de la población bacteriana obtenida luego de
la instrumentación biomecánica de conductos radiculares de humanos que presentaban
pulpas necróticas cuando utilizaron Hipoclorito de sodio o gel de clorhexidina para la
irrigación de éstos. Los autores evaluaron el material recogido de los conductos por medio
de una técnica cuantitativa específica de reacción de polimerasa en cadena y por medio de
cultivos bacterianos. Los resultados demostraron que en los dientes tratados con
Hipoclorito de sodio la reducción bacteriana fue significativamente superior.
Existe una variación considerable en la literatura sobre el efecto antibacteriano de NaOCl.
En algunos artículos se informa la capacidad del hipoclorito para matar a los
microorganismos diana en cuestión de segundos, incluso a bajas concentraciones, aunque
otros informes han publicado tiempos considerablemente más largos de la muerte de la
misma especie.
Se ha demostrado in vivo que la presencia de materia orgánica (exudado inflamatorio,
restos de tejido, la biomasa microbiana consume Hipoclorito de sodio y debilita su efecto.
Por lo tanto, la irrigación continua y el tiempo son factores importantes para la eficacia de
hipoclorito. [18]
35
5.13.4. Clorhexidina
Figura 18: clorhexidina al 0.12%
El gluconato de clorhexidina es una bisbiguanida catiónica, compuesta de dos anillos
clorofenólicos, y dos grupos de biguanida conectados a un hexametileno, con cargas positivas
a los extremos
La solución de Gluconato de clorhexidina se utilizó por primera vez en Gran Bretaña en 1954,
como antiséptico para heridas de piel, y en odontología en 1959 como Gluconato de
clorhexidina; inicialmente se usó para la desinfección de la cavidad oral; y a partir de 1970
gracias a los estudios realizados por Loe y Schiott, se popularizó el uso de la clorhexidina como
enjuague bucal capaz de inhibir la neoformación de placa y el desarrollo de la gingivitis.
El uso de la clorhexidina fue aprobado en septiembre de 1986 en la Food and Drug
Administration (FDA) y el Council on Dental Terapéutica of American Dental Association.
La clorhexidina se ha propuesto por varios autores como irrigante de conductos radiculares por
su acción bactericida, compatibilidad y por su liberación gradual prolongada; así como
medicamento intraconducto.
Como irrigante endodóntico es utilizado al 0.12% o 2%, demostrando propiedades
antibacterianas como el hipoclorito de sodio, pero a diferencia de este, continua su liberación
por un periodo de 48 a 72 horas posterior a la instrumentación, tanto así que puede servir como
medicación intraconducto.
Leonardo y col. (1999) irrigaron con clorhexidina al 2% durante la instrumentación de 22
conductos radiculares de incisivos y molares, confirmando la actividad antimicrobiana de esta
solución y sus efectos residuales 48 horas después de la instrumentación [9]
Propiedades de la clorhexidina.- Entre las principales propiedades para su aplicación en
Endodoncia se destacan:
Efecto bactericida, en altas concentraciones la clorhexidina induce la precipitación o
coagulación del citoplasma celular. La actividad antimicrobiana de la clorhexidina se debe a
que es absorbida por la pared celular causando rotura y pérdida de los componentes celulares.
Efecto bacteriostático: en bajas concentraciones, soluciones de bajo peso molecular, como el
potasio y el fósforo pueden disgregarse ejerciendo un efecto bacteriostático. Este efecto ocurre
debido a la lenta liberación de la clorhexidina. Se ha dicho que el efecto bacteriostático de la
clorhexidina es de mayor importancia que el efecto bactericida.
Actividad antimicrobiana de amplio espectro, es activa contra un amplio rango de organismos
36
Gram +, Gram -, levaduras, hongos, anaerobios facultativos, y aerobios. Los estafilococos,
Estreptococos mutans, salivaris y la Escherichia coli son altamente susceptibles a la
clorhexidina; el Estreptococo sanguis posee susceptibilidad intermedia y la klebsiella baja
susceptibilidad. También afirman que la clorhexidina tiene la capacidad de desnaturalizar los
Proteus y las Seudomonas.
Sustantividad (capacidad antimicrobiana a largo plazo). El gluconato de clorhexidina es
adsorbido por la hidroxiapatita de la superficie dental y las proteínas salivales y es
subsecuentemente liberado cuando disminuye la cantidad del mismo en el medio bucal.
Mecanismo de acción: Su acción es el resultado de la absorción de Gluconato de Clorhexidina
dentro de la pared celular de los microorganismos produciendo filtración de los componentes
intracelulares; también daña las barreras de permeabilidad en la pared celular, originando
trastornos metabólicos de las bacterias. La cantidad de absorción de la Gluconato de
Clorhexidina depende de la concentración utilizada, otra de sus acciones consiste en la
precipitación proteica en el citoplasma bacteriano, inactivando sus procesos reproductivos y
vitales.
Debido a las propiedades catiónicas de la Gluconato de Clorhexidina, ésta se una a la
hidroxiapatita del esmalte dental, a la película de la superficie del diente, a proteínas salivales,
a bacterias y polisacáridos extracelulares de origen bacteriano. La Gluconato de Clorhexidina
absorbida gradualmente es liberada durante más de 24 horas, por eso se cree que reduce la
colonización bacteriana en la superficie de los dientes. [18]
Tabla 4: Estudios De La Acción De La Clorhexidina En La Desinfección De Canales Radiculares.
37
5.13.5. Hidróxido De Calcio En Agua (Agua De Cal)
Figura 19: Hidroxido De Calcio Y Suero Fisiológico
El hidróxido de calcio es un polvo blanco, que se obtiene por calcinación de carbonato
cálcico. Este polvo granular, amorfo y fino posee marcadas propiedades básicas, su pH es
muy alcalino, aproximadamente de 12,4, lo cual le confiere propiedades bactericidas. Su
densidad es de 2,1, puede disolverse ligeramente en agua y es insoluble es alcohol, con la
particularidad de que al aumentar la temperatura disminuye su solubilidad. Al combinarse
con el anhídrido carbónico del aire tiene la tendencia de formar carbonato cálcico de nuevo,
por lo que se recomienda tener bien cerrado el recipiente que lo contiene, siendo preferible
guardarlo en envases de vidrio y de color ámbar.
Esta solución presenta un elevado poder bactericida y gracias a su pH puede neutralizar
medios ácidos. De gran poder hemostático, inhibe la hemorragia sin provocar
vasoconstricción, eliminando la posibilidad de hemorragia tardía. Encuentra su principal
indicación en las biopulpectomías en molares, donde no se consiguió un ensanchamiento
de los conductos radiculares hasta una lima No 30, por la dificultad de llevar en hidróxido
de calcio durante la obturación, con la ayuda de una jeringa especial.
Maisto y Amadeo, citados por Lasala recomendaron como irrigador una solución saturada
de hidróxido de calcio en agua, la cual denominaron lechada de cal, y que podría alternarse
con el agua oxigenada, empleando como último irrigador la lechada de cal, que debido a su
alcalinidad incompatible con la vida bacteriana, favorecería la reparación apical, por lo cual
ha sido recomendada en dientes con ápices abiertos.
Los efectos antimicrobianos de las preparaciones acuosas de hidróxido de calcio han
quedado demostrados en los estudios de Safavi y col. El hidróxido de calcio, cuando se
disolvió en agua, se disoció en iones de calcio y de hidróxido. La presencia de iones
hidróxido en una solución, la tornan antimicrobiana. El uso de vehículos no acuosos, como
la glicerina, podrían impedir la efectividad del hidróxido de calcio.
En los estudios de Peters y col el hidróxido de calcio disuelto en solución salina limitó, pero
no previno totalmente el crecimiento de bacterias endodónticas cuando se lo utilizó como
solución irrigante.
El hidróxido de calcio es fuertemente alcalino, y su pH no cambia cuando se agregan ácidos
38
débiles o álcalis en las suspensiones acuosas. La disolución del polvo de hidróxido de calcio
en otras soluciones irrigantes como la clorhexidina, el hipoclorito de sodio o yodo, no
producen un incremento del efecto antimicrobiano comparado con el Agua de Cal
convencional. [19]
39
6. Marco Metodológico
Tipo de enfoque utilizado
o Cualitativa.
o Transdisciplinario
o Experimental.
Área de estudio
o Microbiología, Endodoncia, Odontopediatría
Universo
o Los niños registrados en la clínica de Odontopediatría gestión II/2015
(aproximadamente 1400).
Muestra:
o 19 niños escogidos de manera aleatoria.
o 1 control positivo con la cepa ATCC 29212, de Enterococcus faecalis.
Criterios de inclusión:
o Niños y niñas de 4 a 11 años, piezas deciduas con necrosis pulpar.
Criterios de exclusión
o Niños y niñas que tengan alguna enfermedad sistémica, o que hayan sido
sometidos a tratamiento antimicrobiano sistémico hasta 72 horas antes de la
muestra, menores a 4 años y mayores a 11 años que no presentan pulpas
necróticas.
Variables dependientes
o Tiempo de exposición y concentración de las soluciones irrigantes.
Variables independientes
o Enterococcus spp. y Enterococcus faecalis. (ATCC 29212)
6.1. Consideraciones éticas
Se tomaron en cuenta las consideraciones éticas del Código de CIOMS, en cuanto a estudios
en poblaciones infantiles, para ello se realizó tanto el consentimiento informado como el
asentimiento informado.
40
6.2. Materiales y Métodos
6.2.1. Material Material para la toma de muestras
INSTRUMENTAL MATERIAL VESTIMENTA
Bandeja Mechero Uniforme exigido por la
clínica de Odontopediatría
Cucharetas Algodón (Torundas y motitas) Barbijos
Pinza Gasas Guantes
Espejo Agujas Estériles Campos
Explorador Vasos Dapen Baberos
Jeringa Carpule Hisopos
Limas Hedström Sustancias Antimicrobianas:
DG-6
Lisoform
Suero Fisiológico
Yodopovidona
Tabla 5: Instrumentos, material y vestimenta.
Material de laboratorio (medios de trasporte y cultivos)
MEDIOS DE TRASPORTE MEDIOS DE CULTIVO
Caldo de enriquecimiento BHI
Agar Sangre
BHI adicionado con Cloruro de sodio al 6.5%
Agar Bilis Esculina
Tabla 6: Medios de transporte y cultivos.
41
Soluciones Irrigantes
Facultad de Odontología-
UMSS
Farmacia “Boliviana” Gluconato de Clorhexidina
0,12%
Hipoclorito de sodio al 2% Hipoclorito de sodio al 2%
Lechada de Cal Lechada de Cal
Tabla 7: Soluciones Irrigantes.
Figura 20: Material Utilizado en la Clínica de Odontopediatría Para la Toma de Muestras
42
Medios de cultivo
Medios de transporte provistos por los laboratorios: caldo de enriquecimiento BHI.
Figura 21: Medio de transporte caldo enriquecimiento BHI
Medios de cultivo: Agar sangre, BHI acondicionado con cloruro de sodio al 6.5%, Agar
Bilis Esculina.
Figura 22: Agar Bilis Esculina
Soluciones irrigantes: hipoclorito de sodio al 2%, gluconato de clorhexidina al 0,12% y
lechada de cal.
6.2.2. Pacientes y toma de muestras
6.2.2.1. Pacientes
Se procedió a realizar la historia clínica, consentimiento informado respectivo y toma
de muestras a 19 pacientes niños de 4 a 11 años que presentaban necrosis pulpar, fueron
escogidos aleatoriamente de un universo de aproximadamente 1400, que asistieron a la
clínica de Odontopediatría de la facultad de odontología UMSS Gestión II/2015.Las
43
muestras que fueron recogidas de dos áreas anatómicas de acuerdo al siguiente detalle:
10 de fistulas y 9 de pulpas necróticas expuestas.
6.2.2.2. Toma de muestras
Para realizar la toma de muestras en primer lugar se solicitó a los pacientes realizar una
buchada con DG6, posteriormente se realizó el aislamiento relativo de aquellas piezas
identificadas con necrosis pulpar.
Las primeras 10 muestras se hicieron directamente de piezas que presentaban fistulas,
previo a ello se realizó la asepsia de la misma, con una torunda de algodón embebida
con yodopovidona, seguidamente se realizó la presión del proceso fistuloso con gasas
y se obtuvo de esta manera material purulento que fue recogido con un hisopo.
Las restantes 9 muestras fueron tomadas directamente del sistema de conductos
radiculares con pulpa necrótica, utilizando para tal fin limas Hedström y tomando los
recaudos anteriormente descritos con respecto a los pasos preoperatorios a la toma.
Figura 23: Toma de muestras en la Clínica de Odontopediatria
Todo el material utilizado fue esterilizado siguiendo los protocolos de esterilización
asepsia y antisepsia.
La boca de los tubos de ensayo fueron sometidos a la llama directa que emanaba del
mechero de alcohol, antes y después de introducir el hisopo o las limas que contenían
los especímenes evitando de esta manera la contaminación cruzada por gérmenes
ambientales, finalmente se procedió a tapar el tubo de ensayo respectivo.
Se remitieron las 10 primeras muestras al “LABORATORIO ASISTENCIAL DE
ANALISIS CLINICO- MICROBIOLOGIA de la Facultad de Bioquímica y Farmacia
44
antes de transcurridas 2 horas desde la toma de muestra. Y las 9 muestras restantes se
remitieron al Instituto de Patología del Dr. Gino Pozzi Rodriguez.
6.2.3. Elección de los Irrigantes Intraconducto
El criterio de elección de los irrigantes intraconducto se basó en aquellos que son más
utilizados en la Facultad de Odontología particularmente en la Clínica de Odontopediatría.
Se solicitó al encargado de suministros odontológicos se nos proporcione los 2 irrigantes
más empleados que fueron el hipoclorito de sodio al 2% y lechada de calcio con la
dosificación preparada en la facultad.
Para realizar el estudio comparativo se procedió a la adquisición de los mismos irrigantes
con las concentraciones ya indicadas de la farmacia “Boliviana” de la ciudad de
Cochabamba.
El gluconato de clorhexidina que no es proporcionado por la unidad facultativa se lo
adquirió directamente de farmacias a una concentración de 0,12%, directo para su uso
clínico.
Figura 24: Soluciones irrigantes
6.3. Procesamiento de muestras y Análisis Microbiológico (prueba de crecimiento de
Enterococcus spp)
Se solicitó a los laboratorios el aislamiento e identificación de Enterococcus spp. Se
remitieron para tal fin las 19 muestras de pulpas necróticas en medios de transporte y
recolección caldo de enriquecimiento BHI.con la finalidad de mantener la viabilidad
bacteriana y favorecer su desarrollo.
Del caldo BHI se realizaron siembras en diferentes medios de cultivos con diferentes
propósitos. Agar Sangre para el desarrollo general de todos los microorganismos, Caldo BHI
45
adicionado con cloruro de sodio al 6.5%: medio selectivo para el desarrollo de familias de
Enterococcus spp y eventualmente Staphylococcus spp y finalmente Agar Bilis Esculina para
Aislar selectivamente e identificar la presencia de Enterococcus spp.
Las pruebas remitidas al “LABORATORIO ASISTENCIAL DE ANALISIS CLINICO-
MICROBIOLOGIA” fueron un total de 10: 6 muestras en una primera etapa identificadas
como: A,B,C,D,E,F y cuatro muestras en una segunda etapa identificadas como: G,H,I,J. de
las cuales D y H resultaron positivas mismas que fueron conservadas en el laboratorio de
biología molecular a menos 70°C
Las pruebas remitidas al Instituto de Patología del Dr. Gino Pozzi Rodríguez fueron
identificadas como: 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9. Y las 2 cepas reconstituidas del LABORATORIO
ASISTENCIAL DE ANALISIS CLINICO- MICROBIOLOGIA asignándole la numeración 10
y 11 respectivamente.
Como prueba de control positivo se cultivó la cepa ATCC 29212 de Enterococcus faecalis
certificado
6.4. Prueba de Sensibilidad IN VITRO de Enterococcus spp frente a las Soluciones
Irrigantes Intraconducto Seleccionadas
Una vez obtenido el crecimiento de Enterococcus spp. en el agar bilis esculina se procedió a
realizar la segunda parte del estudio, consistente en el análisis comparativo In vitro, sobre la
efectividad de las soluciones irrigantes más empleadas en la clínica de Odontopediatría durante
la preparación quimiomecánica del sistema de conductos, para ello se prepararon 30 tubos de
ensayo que contenían las soluciones irrigantes motivo de estudio y se los distribuyeron de la
siguiente manera:
Números
de tubo de
ensayo
Nombre de la solución irrigante
6 Hipoclorito de sodio de la facultad
6 Hipoclorito de sodio de la farmacia
6 Lechada de cal de la facultad
6 Lechada de calcio de la farmacia
6 Gluconato de clorhexidina
Tabla 8: Distribución de los tubos de ensayo.
46
A los tubos así distribuidos, se les agrego una alícuota de los Enterococcus spp. que
desarrollaron previamente en el agar bilis esculina, dejando a estos sometidos a tres intervalos
de tiempo:
Primer tiempo 30 segundos
Segundo tiempo 10 minutos
Tercer tiempo 20 minutos
Tabla 9: Intervalos de tiempo de exposición a
las soluciones irrigantes
Al cabo de cada tiempo y de cada tubo se extrajo nuevamente otra alícuota y se la sembró en
agar de bilis esculina el cual fue previamente identificado y dividido según los tiempos y las
soluciones irrigantes ya nombradas, procediéndose seguidamente a su incubación en estufa
de cultivo a 37 ̊C por 18 a 24 horas
Figura 25: A. Prueba de sensibilida en la subtancias irrigantes
B. Agar bilis esculina identificado y dividido en diferesntes intervalos de tiempo
6.4.1. Análisis Estadístico de los Resultados
Los resultados fueron procesados con el software STATA versión 13, se estableció como
aceptable un nivel de significancia de 0,05.
47
7. Resultados
7.1. Aislamiento de Enterococcus spp de pulpas necróticas en medios de cultivo
El primer paso para realizar este estudio, fue la obtención de las muestras de pulpas necróticas
de dientes deciduos de niños comprendidos dentro las edades de 4 a 11 años de la clínica de
Odontopediatria de la Facultad de Odontología- UMSS Gestión II/2015.
Se obtuvieron en una primera instancia 10 muestras de pulpas necróticas con fistulas que se
remitieron al “LABORATORIO ASISTENCIAL DE ANALISIS CLINICO-
MICROBIOLOGIA” de la Facultad de Bioquímica y farmacia-UMSS. Llegando a los
resultados que figuran en el siguiente cuadro:
MUESTRA DESARROLLO DE Enterococcus spp.
A NEGATIVO
B NEGATIVO
C NEGATIVO
D POSITIVO
E NEGATIVO
F NEGATIVO
G NEGATIVO
H POSITIVO
I NEGATIVO
J NEGATIVO
TOTAL = 11 Positivos: 2
Tabla 10: Cuadro resumen desarrollo de Enterococcus spp. “ASISTENCIAL DE ANALISIS CLINICO-
MICROBIOLOGIA”
En una segunda instancia se obtuvieron 9 muestras de tejido necrótico extraídos de los conductos
radiculares de dientes deciduos y para su procesamiento se remitieron al Instituto de Patología del
Dr. Gino Pozzi Rodriguez, más las dos cepas positivas del laboratorio “ASISTENCIAL DE
ANALISIS CLINICO-MICROBIOLOGIA”, mismas que fueron conservadas a menos 70C y que
48
no fueron sembradas en agar bilis esculina, motivo por el cual se enviaron para terminar de
identificar su condición de Enterococus spp. Los resultados de este último proceso se presentan a
continuación:
Muestra
Agar
Sangre Agar EMB Agar Bilis
Esculina
Microorganismo
identificado
1 Desarrollo Sin desarrollo POSITIVO Enterococcus spp.
2 Desarrollo Sin desarrollo POSITIVO Enterococcus spp.
3 Desarrollo Sin desarrollo NEGATIVO Estreptococo viridans
4 Desarrollo Sin desarrollo NEGATIVO Estreptococo viridans
5 Desarrollo Sin desarrollo POSITIVO Enterococcus spp
6 Desarrollo Sin desarrollo NEGATIVO Estreptococo viridans
7 Desarrollo Sin desarrollo NEGATIVO Estreptococo viridans
8 Desarrollo Sin desarrollo NEGATIVO Estreptococo viridans
9 Desarrollo Sin desarrollo NEGATIVO Estreptococo viridans
10 Desarrollo Sin desarrollo POSITIVO Enterococcus spp
11 Desarrollo Sin desarrollo POSITIVO Enterococcus spp ATCC
29212* Desarrollo Sin desarrollo POSITIVO Enterococcus faecalis
Positivos
Tabla 11: Resultados de identificación de gérmenes. * Cepa reconstituida de laboratorio “ASISTENCIAL DE ANALISIS CLINICO- MICROBIOLOGIA”
* Cepa control positivo
Figura 26: Resultados de crecimiento de las muestras, en tres medios de cultivos diferentes (agar
sangre, BHI, EMB y bilis esculina)
49
Figura 27: Resultados del crecimiento de Enterococcus spp provenientes de tres de las 9 muestras de pulpas
necróticas en medios de cultivo de bilis esculina
Como se podrá evidenciar del total de 19 las muestras enviadas a ambos laboratorios
respectivamente, cinco dieron positivas para Enterococcus spp.
7.2. Prueba de confirmación In vitro de Enterococcus spp. con la cepa ATCC 29212 de
Enterococcus faecalis
Una vez aisladas las cepas de Enterococcus spp en agar bilis esculina se procedió a realizar la
prueba comparativa de crecimiento con el control positivo utilizando la cepa certificada ATCC
29212 de Enterococcus faecalis. Los resultados de esta prueba confirmaron que si se trataba de
la familia de Enterococcus.
Figura 28: Crecimiento Cepa certificada ATCC 29212 de Enterococcus faecalis en agar bilis
esculina.
50
Figura 29: Crecimiento de Enterococcus spp proveniente de pulpas necróticas
7.3. Prueba de efectividad in vitro de las soluciones irrigantes intraconducto, hipoclorito
de sodio al 2% (procedencia facultad de odontología y farmacia boliviana) lechada
de cal (provenientes de la facultad de Odontología y farmacia boliviana) y gluconato
de clorhexidina sobre Enterococcus spp y cepa ATCC 29212 de Enterococcus
faecalis
Una vez obtenidas, desarrolladas e identificadas las cepas de Enterococcus spp y la cepa control
de Enterococcus faecalis en los medio de agar bilis esculina, se sacó una alícuota y se las
sometió a -las soluciones irrigantes, que previamente fueron distribuidas e identificadas en 30
tubos de ensayo.
Figura 30: A. Tubo de ensayo con las diferentes subtancias irrigantes. B. Cutivos de Enterococcus
spp. Listos para ser sometidos a la diferentes subrancias irrigantes
Al cabo de cada tiempo y de cada tubo se extrajo otra alícuota y se la sembró en agar de bilis
esculina el cual fue previamente identificado y dividido según los tiempos y las soluciones
irrigantes ya nombradas, procediendo a su incubación en estufa de cultivo a 37 ̊C por 18 a 24
horas.
51
Fig.31: Resultados de las pruebas de sensibilidad de las sustancias irrigantes sobre Enterococcus spp
y Enterococcus faecalis.
Pasadas las 24 horas se obtuvieron los siguientes resultados:
RESULTADO PRUEBA DE CRECIMIENTO DE SUSTANCIAS IRRIGANTES INTRACONDUCTO
Cultivo 1 Sustancias Irrigantes
Tiempo Hipoclorito
de Sodio al
2%
Hipoclorito
de sodio de la
facultad
Lechada de
Cal
Certificada
Lechada de
cal facultad
Gluconato de
Clorhexidina
30 seg. -NEGATIVO NEGATIVO - NEGATIVO - NEGATIVO - NEGATIVO
10 min - NEGATIVO NEGATIVO - NEGATIVO - NEGATIVO - NEGATIVO
20 min - NEGATIVO - NEGATIVO - NEGATIVO - NEGATIVO - NEGATIVO
Tabla 12: Resultados prueba de crecimiento de sustancias irrigantes intraconducto cultivo 1.
Cultivo 2 Sustancias Irrigantes
Tiempo Hipoclorito
de Sodio al
2%
Hipoclorito
de sodio de la
facultad
Lechada de
Cal
Certificada
Lechada de
cal facultad
Gluconato de
Clorhexidina
30 seg. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
10 min NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
20 min NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
Tabla 13: Resultados prueba de crecimiento de sustancias irrigantes intraconducto cultivo 2.
52
Cultivo 5 Sustancias Irrigantes
Tiempo Hipoclorito
de Sodio al
2%
Hipoclorito
de sodio de la
facultad
Lechada de
Cal
Certificada
Lechada de
cal facultad
Gluconato de
Clorhexidina
30 seg. NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO POSITIVO NEGATIVO
10 min NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO NEGATIVO
20 min NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
Tabla 14: Resultados prueba de crecimiento de sustancias irrigantes intraconducto cultivo 5.
Cultivo 10 Sustancias Irrigantes
Tiempo Hipoclorito
de Sodio al
2%
Hipoclorito
de sodio de la
facultad
Lechada de
Cal
Certificada
Lechada de
cal facultad
Gluconato de
Clorhexidina
30 seg. NEGATIVO POSITIVO POSITIVO POSITIVO POSITIVO
10 min NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
20 min NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
Tabla 15: Resultados prueba de crecimiento de sustancias irrigantes intraconducto cultivo 10.
Cultivo 11 Sustancias Irrigantes
Tiempo Hipoclorito
de Sodio al
2%
Hipoclorito
de sodio de la
facultad
Lechada de
Cal
Certificada
Lechada de
cal facultad
Gluconato de
Clorhexidina
30 seg. NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
10 min NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
20 min NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
Tabla 16: Resultados prueba de crecimiento de sustancias irrigantes intraconducto cultivo 11.
53
Cultivo
ATCC
Sustancias Irrigantes
Tiempo Hipoclorito
de Sodio al
2%
Hipoclorito
de sodio de la
facultad
Lechada de
Cal
Certificada
Lechada de
cal facultad
Gluconato de
Clorhexidina
30 seg. NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO POSITIVO NEGATIVO
10 min NEGATIVO NEGATIVO POSITIVO NEGATIVO NEGATIVO
20 min NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO NEGATIVO
Tabla 17: Resultados prueba de crecimiento de sustancias irrigantes intraconducto cultivo ATCC.
7.4. Análisis estadístico de los Resultados
Figura 32: Porcentaje de identificación de Enterococcus faecalis de 19 muestras tomadas de pulpas necroticas en
niños de 4 a 11 años de la clínica de Odontopediatria de la Facultad de Odontologia- UMSS Gestión II/20115
Se determinó que Enterococcus. Spp fue aislado en 5 de las 19 muestras (26 %) obtenidas de
pulpas necróticas en dientes deciduos. Particularmente de las 10 primeras muestras de fistulas,
2 dieron positivas lo que represento el 20% y de las restantes 9 muestras extraídas de pulpas
necróticas intraconducto, 3 resultaron positivas (33.33%) a la detección de Enterococcus spp.
26%
74%
Positivo Negativo
54
Figura 33: Resultdos a los 30 segudos de exposición a las difererentes subtancias irrigantes sobre
Enterococcus spp
A los 30 segundos se determinó que sobre Enterococcus spp.
Hipoclorito al 2% certificado, obtenido de la farmacia “Boliviana” tiene una efectividad del
100%.
Hipoclorito al 2%, obtenido de la Facultad de odontología UMSS y gluconato de clorhexidina al
0,12% tienen una efectividad de 83%.
Lechada de cal certificada, obtenido de la farmacia “Boliviana” y Lechada de cal adquirida de la
facultad tienen una efectividad de 50%.
Figura 34: Resultados a 10 minutos de exposición a soluciones irrigantes sobre Enterococcus spp.
17
%
50
%
50
%
17
%
10
0%
83
%
50
%
50
%
83
%
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
No
Si
17%
17%
100%
100%
83%
83%
100%
0% 20% 40% 60% 80% 100%
NaCl_cer_10min
NaCl_fac_10min
Ca_OH2_10min
Ca_OH2_fac10min
CHX_10min
SI NO
55
A los 10 minutos se determinó que sobre Enterococcus spp. :
Hiploclorito de sodio al 2% certificado, hipoclorito de sodio al 2% de la facultad y gluconato de
clorhexidina al 0,12% tienen una efectividad de 100%.
Lechada de cal certificada y lechada de cal de la facultad tienen una efectividad de 83%.
Figura 35: Resultados a 20 minutos de exposición de soluciones irrigantes sobre Enterococcus spp.
A los 20 minutos se determinó que sobre Enterococcus spp:
Todas las soluciones irrigantes aplicadas en el estudio tienen un 100% de efectividad.
0%
10%
20%
30%
40%
50%
60%
70%
80%
90%
100%
56
8. Conclusiones
Se contó con 19 muestras de Pulpas necróticas obtenidas de dientes deciduos en niños de 4 a
11 años de la clínica de Odontopediatría escogidos de manera aleatoria, cinco de las cuales
dieron positivo al aislamiento de las cepas de Enterococcus spp.
Se ha logrado aislar laboratorialmente al género de Enterococcus spp. Mediante el empleo de
los siguientes cultivos: agar Sangre para el desarrollo general de los microorganismos presentes
en pulpa necrótica, BHI adicionado con Cloruro de sodio al 6.5% medio selectivo para el
desarrollo de familias de Enterococcus spp y eventualmente Staphylococcus spp. y agar Bilis
Esculina para desarrollo de Enterococcus spp. propiamente dicho.
Se ha utilizado la cepa ATCC 29212 correspondientes a Enterococcus faecalis, para
corroborar el desarrollo de Enterococcus spp.
Se establecieron tres tiempos de exposición In vitro a las soluciones irrigantes intraconducto
30 segundos, 10 minutos y 20 minutos, cada tubo de ensayo fue distribuido con 2 ml de
solución irrigadora: hipoclorito de sodio al 2%, lechada de cal obtenidas tanto en la Facultad
de Odontología como obtenidas en la “Farmacia Boliviana” y gluconato de clorhexidina al
0,12% sobre Enterococcus spp. previamente aislado y Enterococcus faecalis certificado.
Siendo el hipoclorito de sodio al 2% obtenido de farmacia, el que ha conseguido una
efectividad del 100% a los 30seg, 10min, y 20min de exposición respectivamente.
Seguidamente en orden de sensibilidad a los 30 segundos de exposición se evidenció que tanto
el hipoclorito de sodio al 2% utilizado en la Facultad de Odontología y la clorhexidina al 0,12%
tienen la misma efectividad del 83% para eliminar a Enterococcus spp y Enterococcus faecalis.
Finalmente se demostró que la lechada de calcio tuvo un 50% de efectividad sobre las mismas
Por su parte la lechada de cal a los 10 minutos de exposición mejoro su efectividad alcanzando
al 83%, en relación a las demás soluciones irrigantes que alcanzaron un 100%de efectividad
Por último se concluye que a los 20 minutos todas las soluciones irrigantes objeto de estudio
alcanzaron 100% de efectividad
Se determinó estadísticamente la efectividad de las soluciones irrigantes estudiadas sobre
Enterococcus spp. con un análisis estadístico con el paquete de software STATA versión 2013
cuyos resultados se pueden apreciar en el acápite correspondiente a este aspecto.
De esta manera se ha logrado determinar la efectividad In vitro del hipoclorito de sodio al 2%, lechada de
cal, obtenidas de la facultad de odontología y la farmacia “Boliviana” y gluconato de clorhexidina al 0.12%,
sobre Enterococcus spp. y Enterococcus faecalis certificado. Siendo el hipoclorito de sodio al 2% obtenido
de farmacia, el que ha conseguido una efectividad del 100% a los 30seg, 10min, y 20min de exposición
respectivamente.
57
9. Recomendaciones
1. Se recomienda utilizar el hipoclorito de sodio al 2% preparado en farmacia o laboratorio; o en su
defecto se sugiere que el procesamiento de preparación del hipoclorito de sodio al 2% de la facultad
sea sometido a controles de calidad.
2. Se recomienda tomar en cuenta el tiempo de irrigación intraconducto para todas las soluciones
irrigantes utilizadas en la Clínica de Odontopediatría, mismo que deberá ser superior a los 15min.
con los intervalos de irrigación que requiera la preparación biomecánica de acuerdo a los resultados
obtenidos en el presente estudio
3. Se recomienda el uso del gluconato clorhexidina a una concentración al 2% para obtener un
efectividad óptima.
4. Recomendamos la continuidad del presente trabajo y que se realice los estudios de identificación
definitiva del Enterococcus faecalis por medio de la fermentación de azúcar arabinosa o la
identificación molecular con PCR ( Reacción en cadena de la Polimerasa)
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