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UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE BAJA CALIFORNIA SUR
ÁREA DE CONOCIMIENTO DE CIENCIAS DEL MAR DEPARTAMENTO ACADÉMICO DE BIOLOGÍA MARINA
TESIS
EVALUACIÓN DE UN EXTRACTO ALCALINO DEL ALGA Macrocystis pyrifera, (L.) C. AGARDH, SOBRE EL
CRECIMIENTO DE VEGETALES TERRESTRES.
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE:
BIÓLOGO MARINO
PRESENTA:
IVÁN HERNÁNDEZ ALARCÓN
DIRECTOR: DR. GUSTAVO HERNÁNDEZ CARMONA
LA PAZ, BAJA CALIFORNIA SUR, FEBRERO DE 2014
UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE BAJA CALIFORNIA SUR
ÁREA DE CONOCIMIENTO DE CIENCIAS DEL MAR DEPARTAMENTO ACADÉMICO DE BIOLOGÍA MARINA
TESIS
EVALUACIÓN DE UN EXTRACTO ALCALINO DEL ALGA Macrocystis pyrifera, (L.) C. AGARDH, SOBRE EL
CRECIMIENTO DE VEGETALES TERRESTRES.
QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE:
BIÓLOGO MARINO
PRESENTA:
IVÁN HERNÁNDEZ ALARCÓN
DIRECTOR: DR. GUSTAVO HERNÁNDEZ CARMONA
LA PAZ, BAJA CALIFORNIA SUR, FEBRERO DE 2014
DICTAMEN DE APROBACIÓN DEL TRABAJO TERMINADO
DEDICATORIA:
“Y una tarde cualquiera, sentirás que te has ido
y un soplo de ceniza regará tu jardín
y aprenderás entonces, que el tiempo y el olvido
son las únicas cosas que nunca tienen fin.”
José Ángel Buesa
AGRADECIMIENTOS
Agradecer ante todo a mi director de tesis Doctor Gustavo Hernández Carmona por su
enorme paciencia y su inexorable apoyo. Gracias.
Agradecer a mis revisores Dr. Rafael Riosmena Rodríguez, Dr. Juan Manuel López
Vivas, Dr. Jorge Manuel López Calderón y M. en C. Yoloxóchitl Elizabeth Rodríguez
Montesinos por su tiempo, comentarios y sus atenciones para la realización de este
trabajo.
A Miguel Ángel Villa Arce y Luis Carlos Cejudo Licéa por su cooperación, trabajo y
consejos.
Agradecer a mi familia por toda la confianza.
A todos mis compañeros de laboratorio.
A la empresa Laboratorios Agroenzimas (LASA), por la colaboración en este trabajo.
ÍNDICE DE CONTENIDO
Introducción………………………………………………………………………………..1
Antecedentes………………………………………………………………………………5
Justificación…………………………………………………………………………...…...9
Objetivos…………………………………………………………………………………..10
Hipótesis………………………………………………………………………………..…11
Metodología……………………………………………………………………………….12
Resultados……………………………………………………………………………..…19
Discusión……………………………………………………………………………….…34
Conclusiones……………………………………………………………………………..40
Recomendaciones……………………………………………………………………….40
Bibliografía………………………………………………………………………………..41
ÍNDICE DE FIGURAS Y TABLAS
Figura 1. Efecto de ELA en la longitud de tallos en semillas de
rábano…………………………………………………………………… 21
Figura 2. Efecto de ELA en la longitud de raíz sobre semillas de
rábano…………………………………………………………………… 22
Figura 3. Efecto en el peso fresco de germinados de rábano tratadas con
ELA líquido y a partir de sólidos
totales……………………………………............................................
23
Figura 4. Efecto de la aplicación del ELA 1h-ROH disuelto en solución
hidropónica sobre la longitud de tallo en plantas de
rábano…………………………………………………………………...
24
Figura 5. Efecto de la aplicación del ELA 1h-ROH disuelto en solución
hidropónica sobre la longitud de raíz en plantas de
rábano……………………………………………………………………
25
Figura 6. Peso fresco en las diferentes concentraciones del ELA 1h-ROH
disuelto en solución hidropónica…………….................................. 25
Figura 7. Efecto del ELA 1h-ROH sobre la longitud de tallo en plantas de
rábano en un sistema hidropónico NTF mediante aplicación foliar. 26
Figura 8. Efecto en la longitud de raíz de plantas de rábano por aplicación
foliar de ELA……………………………………………………………. 27
Figura 9. Rendimiento de sólidos totales obtenidos de los ELA después de
evaporar el agua ……………………………………………………
28
Figura10. Efecto en la longitud del tallo en plantas de rábano por la aplicación
de ELA a partir de sólidos totales……………………… 29
Figura11. Efecto en longitudes de raíces de extractos a partir de sólidos
totales……………………………………………………….…………… 30
Tabla I. Tasa de germinación y longitudes promedio de tallo de las mezclas
de sustrato comercial con tierra de diatomeas residual…
19
Tabla II. Mediciones de los experimentos realizados en hidroponía……….. 27
Tabla III. Valores promedio de mediciones de las semillas de rábanos
expuestas a ELA...…………………………………………………… 31
Tabla IV. Análisis de comparación de medias por DMS de Fisher para
cantidad de tubérculos en Papa, var, Fianna, ciclo Otoño-Invierno
2011-2012. UEM, Laboratorios Agroenzymas S.A. de C.V……….. 32
Tabla V. Análisis de comparación de medias por DMS de Fisher para
características de elote en Maíz Dulce var Abbot&Cobb YR 007,
ciclo Otoño-Invierno 2011-2012……………………………………… 33
RESUMEN
Se examinó el efecto del residuo de tierra de diatomeas de la producción de alginatos
como fertilizante para sustratos. Con altas proporciones de tierra de diatomeas se
redujo el desarrollo de plántulas, pero en proporción de 25% tierra de diatomeas y 75%
sustrato comercial se obtuvo un porcentaje de germinación significativamente mayor
(91%). Se analizaron cuatro extractos líquidos del alga (ELA) Macrocystis pyrifera
producido con diferentes tiempos de extracción (1 y 2 horas) y ausencia/presencia de
alcohol etílico, en experimentos de cultivos hidropónicos NFT, pruebas de germinación
y en campo experimental abierto, sobre el crecimiento de vegetales terrestres. Los
ELA que fueron disueltos en la solución hidropónica produjeron una sobrepoblación de
hongos y materia orgánica en el líquido recirculante provocando la muerte de las
plantas de rábano (Raphanus sativus L.). La aplicación foliar produjo mayores tamaños
promedio en longitud de tallo, raíz y peso fresco pero estadísticamente similares al
control. En germinación de semillas de rábano, todas las semillas tratadas con ELA
presentaron resultados positivos en cuanto a tamaño de raíz, tallo y peso fresco. En
experimentos de germinación tratamientos con alcohol tuvieron mayores tallos (0.14
cm diferencia), mayores raíces (2.47 cm diferencia) y menor peso fresco (23%
diferencia) que tratamientos sin alcohol. Tratamientos de 2 horas tuvieron mayores
tallos (diferencia de 0.04 cm), mayores raíces (diferencia de 2.5 cm) y mayores pesos
frescos (diferencia de 0.13 g) que tratamientos de 1 hora, siendo estadísticamente
semejantes. El mejor tiempo de proceso de extracción fue una hora sin alcohol (1h-
ROH). Los sólidos totales contenidos en el ELA fueron estadísticamente iguales para
todos los tratamientos (29.97-36.7 g L-1). En los experimentos de campo abierto, el
extracto 1h-ROH mostró los mejores resultados a una concentración de 0.5 L ha-1 en
etapa de estoloneo en papas (Solanum tuberosum L.); y a una concentración de 1.5 L
ha-1 en etapas V6 y V9 para maíz (Zea mays L.). El ELA producido fue similar o mejor
en comparación con cuatro extractos de alga comerciales (Stimplex®, Vitalex®,
Algaenzims® y Norkelp®).
Palabras clave: Algas, Macrocystis, Extractos, Bioestimulantes, Hidroponía, NTF,
Germinación
ABSTRACT
We examined the effect of the residual diatomaceous earth from the alginates
extraction process as substrate fertilized. High proportions of diatomaceous earth
reduced seedling development, but when using the proportion 25 % diatomaceous
earth and 75% commercial substrate, the germination percentage was significantly
higher. Seaweed liquid extract alga (SLE) from the giant kelp Macrocystis pyrifera were
produced with different extraction times (1 and 2 hours) and the absence / presence of
ethyl alcohol. The SLE were applied in hydroponics experiments (NFT), in seedling
tests, and experimental fields on terrestrial plant growth. The SLE that were dissolved
in the hydroponic solution produced an overpopulation of fungi and organic matter in
the recirculating liquid, leading to the death of radish plants (Raphanus sativus L.).
Foliar application produced longer average stems, roots and higher, fresh weight, but
statistically equal to the control. In radish seed germination, all seeds treated with SLE
showed positive results in terms of size of root, stem and fresh weight. In seedling
experiments the alcohol treatments were larger in stems (0.14 cm difference) and roots
(2.47 cm difference), but lower in fresh weight (23% difference) than treatments without
alcohol. Treatments of two hours have larger stems (difference of 0.04 cm), larger roots
(2.5 cm gap) and higher fresh weights (difference of 0.13 g) nevertheless 1 hour
treatments were statistically similar. The best extraction process time was one hour,
without alcohol (1h-ROH). Total solids content in the SLE were statistically the same
for all treatments (29.97 - 36.7 gL- 1). The extract 1h-ROH produced the best results at
a concentration of 0.5 L ha-1 in the stolon stage of potatoes (Solanum tuberosum L.),
and at a concentration of 1.5 L ha-1 in V6 and V9 stages for maize (Zea mays L.). The
SLE was similar or better when compared with four commercial seaweed extracts
(Stimplex®, Vitalex®, Algaenzims® and Norkelp ®). The bio stimulants developed from
M. pyrifera could be a productive alternative.
Keywords: Seaweeds, Macrocystis, Extracts, Biostimulants, Hidroponics, NFT,
Germination.
1
INTRODUCCIÓN
Las algas forman parte integral del ecosistema marino. Se estima que hay 9,000
especies de macroalgas clasificadas en 4 grupos principales basados en sus
pigmentos accesorios: Cianophyta, Ochrophyta, Rhodophyta y Chlorophyta; o azul-
verdes, cafés, rojas y verdes, respectivamente. Las algas rojas son el grupo más
abundante, ya que de ellas se conocen cerca de 4,000 especies, después se
encuentran las algas cafés, que comprenden alrededor de 2,000 especies (Khan et
al., 2009).
La abundancia y diversidad de macroalgas, ha permitido su uso en áreas como
alimentación humana y animal, medicinas, producción de biocombustibles, entre otras.
Como fertilizantes, las algas marinas se han usado desde hace siglos y en grandes
cantidades como acondicionadores de suelos y fuente de materia orgánica en
superficies de cultivos, debido a que contienen macro y micro elementos nutricios,
aminoácidos, vitaminas, citoquininas y auxinas, que actúan contra plagas y agentes
quelantes. Incluso en algunos procesos de elaboración de extractos, los
microorganismos asociados con ellas permanecen en estado viable, potenciando su
acción (Canales-López 1999). Particularmente las algas cafés, contienen gran
cantidad de polisacáridos, tales como alginatos y fucoidanos. Entre los usos indirectos
de las algas se encuentran los residuos del proceso de producción de alginatos, ya
que pueden ser utilizados como fertilizantes. Actúan como estabilizador de arcillas y
forma agregados en el suelo (Blunden, 1991; Hernández-Carmona et al., 2012). Sin
embargo, la utilización de algas como fertilizante se limitaba a regiones agrícolas
limítrofes con líneas de costa; hasta que a partir del siglo pasado, las algas fueron
utilizadas como productos transportables (Craigie et al., 2007). Recientemente el uso
de extractos derivados de las algas para la agricultura y la horticultura se ha
incrementado de manera importante (Zodape et al., 2011). Según la FAO en 2006 se
producían más de 15 millones de toneladas por año de productos procedentes de
algas (Khan et al., 2009). Si bien inicialmente las algas fueron comercializadas como
2
composta, a partir de 1950 se desarrolló el comercio de productos derivados de los
extractos líquidos de algas, ya que sus efectos benéficos se presentan con mayor
rapidez que la composta (Stephenson, 1974). Actualmente estos extractos
comerciales que se venden tienen diferentes características de color, olor y viscosidad.
Extractos de algas
Los extractos de algas no son considerados como fertilizantes, sino clasificados como
un producto bioestimulante vegetal, ya que las diluciones con agua durante su
preparación (1:1000) no permite que se adicionen cantidades significativas de
nutrientes (Briceño-Domínguez, 2011). Los extractos se definen como un producto no
nutricional, que promueve el crecimiento de plantas cuando es aplicado en pequeñas
cantidades; o como potenciadores de crecimiento (Zhang y Schmidt, 1997). Los
bioestimulantes no suplen todos los nutrientes en las cantidades necesarias, sin
embargo incrementan la absorción de minerales, logrando un mejor uso de nutrientes;
debido a la presencia de hormonas vegetales reguladoras del crecimiento de los
cultivos (Schmidt et al., 2003; Briceño Domínguez, 2011). En la década de los 50s, los
extractos líquidos fueron utilizados para la producción orgánica de cultivos, así como
fórmulas secas para aplicaciones foliares (Sharma et al., 2011). En los últimos 20 años
se ha documentado su efecto en la formación de la raíz, la estimulación del crecimiento
y la toma de minerales durante condiciones de estrés. Recientemente las fórmulas
comerciales se utilizan ampliamente en regiones tropicales para mejorar el estrés
abiótico (alta temperatura, alta salinidad y déficit de agua) ayudando a obtener una
mejor cosecha (Spinelli et al., 2010).
3
Agricultura hidropónica
El concepto de agricultura hidropónica se ha desarrollado de manera importante desde
la década de los 30s y ha cobrado auge a nivel mundial. La hidroponía, [hydros (agua)
y ponos (cultivo)], es un método de cultivo de plantas que utiliza soluciones nutritivas
en sustitución de un suelo agrícola. Los cultivos hidropónicos surgen como una
alternativa a la agricultura tradicional, su principal objetivo es eliminar o disminuir los
factores limitantes asociados a la característica del suelo. Es utilizada en países con
limitaciones serias de suelo, agua y otros recursos, ya que reduce los costos de
producción y no necesita de maquinaria agrícola (Castañeda, 1997).
El proceso es independiente del clima natural de una región, el manejo de cultivo es
llevado con limpieza y permite la posibilidad de obtener varias cosechas al año
(Sánchez-del-Castillo, 2010). La hidroponía se realiza básicamente en tres métodos:
en sustrato sólido inerte, aeroponia y medio líquido. Sin embargo debido a la pérdida,
tanto de agua como de fertilizantes, se ha enfocado el interés por sistemas que
involucran un reciclado de lixiviado, como es el sistema de película de nutrientes (NTF,
por sus siglas en inglés, Nutrient Film Technique) donde los elementos requeridos para
el desarrollo de las plantas, son incluidos en una solución nutritiva que se recircula por
el sistema (Jaques-Hernández y Hernández, 2005).
La hidroponia, como técnica de producción de alimentos, especialmente de hortalizas
de alta sanidad y calidad, está siendo también considerada en distintos países de
América Latina como una alternativa tecnológica. En 2010, México contaba ya con
quince mil hectáreas de invernaderos hidropónicos en todo el país (Sánchez-del-
Castillo, 2010). Sin embargo existen muy pocos estudios sobre el efecto que pueda
tener la utilización de extractos de algas sobre los cultivos hidropónicos.
4
Macrocystis pyrifera como recurso potencial en México.
En México se han identificado alrededor de 210 especies de alga cafés, en costas del
océano Pacífico y el Golfo de México. El sargazo gigante (Macrocystis pyrifera (L.)
C.Agardh, 1820) se encuentra distribuido a lo largo de la costa oeste de la península
de Baja California, desde Tijuana, B.C. hasta Bahía Asunción, B.C.S. (Hernández-
Carmona et al., 1991). Se caracteriza por ser el alga de mayor tamaño en el mundo,
alcanza longitudes superiores a los 30 metros y posee la tasa de crecimiento record
de hasta 50 cm diarios (North, 1971). Se estima que la biomasa cosechable de estas
poblaciones varía estacionalmente entre 30 mil t en invierno y 100 mil t en verano
(Hernández-Carmona et al., 1991). Con una cosecha en la península de Baja California
actual menor a las 1,000 t frescas por año, este recurso se puede considerar en estatus
de subutilizado, de tal manera que la cantidad de algas disponible permite una
explotación sustentable (Briceño-Domínguez, 2011).
5
ANTECEDENTES
A través de los años se han descrito formas generales para obtener extractos de algas
marinas para la realización de extractos. La especie más explotada es el alga café
Ascophyllum nodosum (L.) Le Jolis 1863, (Blunden et al., 1997). La mayoría de los
productos líderes en el mercado (Maxicrop® y Acadian®) producen extractos de esta
alga mediante hidrólisis alcalina con hidróxidos o carbonatos, ya sea de sodio o de
potasio, principalmente porque estos reactivos son permitidos en la normatividad de
producción orgánica (Briceño-Domínguez, 2011). Poco se ha descrito sobre las
condiciones de producción de los extractos de algas, la mayoría de las publicaciones
informan sólo de los resultados obtenidos a partir de la aplicación, debido a la
importancia comercial que estos tienen, así como la protección de las patentes.
Se ha descrito los resultados de una aplicación del extracto comercial “Maxicrop®” para
un cultivo hidropónico de cebada, durante 6 semanas. Se incorporaron dos
tratamientos, uno en la solución hidropónica y otra asperjada en las plantas.
Encontraron que sin importar el modo de aplicación las plantas tratadas con Maxicrop®
crecieron más rápido que plantas control. Las plantas con extracto incorporado a la
solución mostraron un incremento de 56-63% sobre el control. En el tratamiento de
extracto asperjado, el efecto fue menos pronunciado, incrementando 35-38% más que
el control (Steveni et al., 1992).
El procedimiento para realizar un extracto a partir del alga roja Kappaphycus alvarezii
Basson & Moe 1996, consiste en: (1) un lavado para quitar impurezas a las algas, (2)
secado de alga a temperatura ambiente, (3) trituración con un molino y (4) extracción.
El sobrenadante se consideró como la concentración al 100% y se utilizó agua para
realizar diluciones para los tratamientos. La evaluación se llevó a cabo variando las
concentraciones (2.5, 5, 7.5, 10, 12.5 y 15 %) sobre un cultivo de soya (Glycine max
6
(L.) Merrill 1917, obteniendo más plantas y más altas conforme la concentración
aumentaba, obteniendo el crecimiento máximo con 15% (Rathore et al., 2009).
El proceso de producción de un fertilizante líquido de algas obtenido a partir de
Sargassum polycystum C. Agardh 1924 fue evaluado, usando como planta modelo
guandú o frijol de palo, (Cajanus cajan L. Millsp), una leguminosa cultivada en la India.
El proceso consistió en: (1) deshidratar el alga al sol durante 40 horas, (2) triturar el
alga en un molino, (3) mezclar el alga en polvo con agua destilada a una proporción
de 1:20 (p/v), (4) calentarla con autoclave a 120°C y 20 lb de presión durante 1 hora,
(5) filtrarla a través de tela y (6) centrifugar el sobrenadante y deshidratar a 60°C
durante 48 horas. El producto seco se disolvió a diferentes concentraciones usando
como disolventes agua y alcohol etílico. La evaluación del extracto mostró que el tipo
de disolvente no tuvo efecto significativo sobre los parámetros de crecimiento de las
plántulas, sólo la concentración del extracto. La mayor concentración (15%) presentó
valores significativamente más bajos que el control, indicando que a esta
concentración los efectos empiezan a ser negativos. La concentración más baja (0.5%)
presentó resultados significativamente más elevados que el control (Erulan et al.,
2009).
Se han elaborado extractos de cinco especies de algas (Ascophyllum nodosum, Fucus
serratus (L.) 1753, Fucus vesiculosus (L.) 1753, Laminaria hyperborea (G.) 1884 y
Sargassum muticum (Y.) 1955) con la siguiente metodología: (1) lavado del alga con
agua de la llave, (2) molienda en un molino, (3) homogeneización con agua destilada,
(4) ajuste del pH con ácido acético, o hidróxido de potasio a 6.5, (5) filtrado al vacío.
El filtrado se consideró como la concentración al 100%. La evaluación se llevó a cabo
sobre plántulas de frijol mungo (Vigna radiata (L.) Wilczek) con soluciones diluidas a
0.1; 0.03; 0.003; 0.001; y 0.0003 con agua destilada. Plántulas de 10 días fueron
7
colocadas en viales con estas concentraciones, durante 10 días. Obteniendo como
resultado una diferencia significativa (p<0.001) favorable para todos los extractos en
relación al control. El alga café F. vesiculosus fue la que arrojó valores más altos,
comparados con las otras algas. También se evaluaron extractos de algas en tubos
hidropónicos con la técnica NFT, con aplicaciones foliares. Colocaron plántulas de frijol
mungo de 14 días de germinadas y asperjándolas cada semana, durante 4 semanas
con cinco diferentes extractos en dos diluciones 1:100 y 1:30, ajustando el pH a 5.5,
con solución ácida. Las plantas con aplicación foliar presentaron una diferencia
significativamente mayor en su crecimiento vegetal, para ambas soluciones (Sharma
et al., 2011).
Se han realizado evaluaciones del extracto de alga café M. pyrifera con un tratamiento
basado en el proceso de extracción de alginatos (Hernández-Carmona et al., 1999,
2001) con la siguiente metodología: (1) extraer el alga, (2) molerla, (3) hidratarla con
agua y (4) realizar una hidrólisis alcalina variando la temperatura (40, 60 y 80°C) y el
pH (8, 9, 10, 11 y 12) durante 2 horas, (5) centrifugar y ajustar el pH final a 6.5. La
evaluación del extracto se llevó a cabo sobre semillas de jitomate (Lycopersicum
esculentum (P.) Mill) en cajas de Petri con factores controlados. A cada caja de Petri
se le adicionaron 10 mL de los extractos a probar a una concentración del 1% y se
utilizó agua como control. En este estudio se obtuvo un efecto significativamente mayor
con todos los extractos, en la longitud del tallo y el peso fresco con respecto al control.
En la aplicación foliar sobre plántulas de jitomate con tres aplicaciones semanales no
se observó un efecto estadísticamente significativo en longitud de tallo, raíz ni peso
fresco, pero sí en el peso de los frutos (Briceño-Domínguez, 2011).
Se han preparado extractos líquidos a partir de 4 especies de algas; dos verdes
(Ulva lactuca (L.) 1753 y Caulerpa sertularioides (S.G. Gmelin) 1905) y dos cafés
8
(Padina gymnospora (Kützing) Sonder 1971 y Sargassum liebmannii (J.Agardh)
1847) con las siguientes etapas: (1) recolección de algas en la zona intermareal, (2)
lavado para remover sales, (3) secadas en un horno por 72 h a 60°C, (4) molidas a
partículas menores de 0.50 mm con un molino eléctrico, (5) sometidas a una
digestión ácida; (6) a cada 100 g de muestra se le agregó un litro de agua destilada,
(7) se introdujeron a un autoclave a 121°C durante 1 h a 1.21 Kg cm-2 de presión, (8)
se filtraron a través de papel filtro Whatman® número 4. Los experimentos de
germinación se realizaron en grupos de 100 semillas de jitomate previamente
esterilizadas con hipoclorito de sodio, durante 12 días con observaciones diarias.
También se evaluó en invernadero con plántulas de 15 días, sobre perlita, roca
volcánica y sustrato comercial Sunshine Mix 3®. Fueron irrigadas cada semana con
50 mL del extracto líquido; durante 7 semanas. Los métodos de irrigación fueron:
aspersión foliar y mezclado en el sustrato; con diferentes concentraciones (0.2, 0.4 y
1.0%). Se encontró que en germinación de semillas las concentraciones altas (0.4 y
1.0%) disminuyen el porcentaje de germinación. Todos los extractos presentaron un
efecto estimulatorio en la longitud de plúmula en comparación con el control, siendo
los más altos U. lactuca y P. gymnospora al 1.0% de concentración. En las
mediciones de longitud de radícula, el extracto del alga C. sertularioides tuvo un
efecto de inhibición en cualquier concentración. Las mayores longitudes se
encontraron en las otras especies con la menor concentración (0.2%). Para las
plántulas de invernadero la aspersión foliar y la mezcla en el sustrato presentaron
mayor crecimiento que el control. Las mayores tallas se encontraron con la mezcla
en el sustrato. Los tratamientos de U. lactuca y P. gymnospora a 0.2% mostraron
mayor longitud de raíz. También se observó un efecto positivo en el peso fresco con
P. gymnospora en todas las concentraciones (Hernández-Herrera et al., 2013).
9
JUSTIFICACIÓN
Se ha mencionado que los residuos de la filtración durante la extracción de alginatos
pudieran utilizarse como fertilizantes (Hernández-Carmona et al., 2012), por lo que el
aprovechamiento de este recurso podría resultar en un mejoramiento en la
metodología y re-utilización de insumos.
Los extractos utilizados en los otros estudios (Erulan et al., 2009) no fueron obtenidos
por hidrólisis alcalina y a pesar de eso, presentaron actividad como estimulante en las
plantas; también los tiempos de extracción varían según las metodologías. Es de
interés para la industria acortar los tiempos de extracción así como reducir los insumos
para la producción de extractos de calidad, para maximizar la producción. Surge
entonces la pregunta, ¿es posible obtener un extracto de calidad con menor tiempo de
preparación y evitando reactivos costosos como el alcohol? Por otra parte, el 60% de
los invernaderos de hidroponía que se han instalado en el país han fracasado debido
a la falta de capacitación de técnicos y de mercado (Sánchez-del-Castillo, 2010). Por
lo que fortalecer la cultura hidropónica así como dar información sobre nuevas
estrategias tiene una importancia social remarcable al ser una alternativa de
producción.
10
OBJETIVOS
General
Mejorar la eficiencia de la metodología para la producción de un extracto líquido
obtenido a partir del alga Macrocystis pyrifera (L.) C. Agardh y evaluar su
actividad como estimulante del crecimiento vegetal.
Específicos
Evaluar la tierra de diatomeas residual de la producción de alginatos como
sustrato estimulante para plántulas de rábano.
Evaluar el efecto del tiempo de extracción de un extracto líquido de algas (ELA)
sobre su actividad como bioestimulante en un cultivo hidropónico tipo NFT.
Evaluar el efecto del uso de alcohol en el proceso de producción del ELA sobre
su actividad como bioestimulante en un cultivo hidropónico tipo NFT.
Evaluar el rendimiento de los componentes de extracto mediante la
determinación de los sólidos totales disueltos en el ELA
Comparar el efecto del ELA desarrollado sobre cultivos de papa (Solanum
tuberosum L. var: Fianna) y maíz dulce (Zea mays L. var: rugosa), comparado
con el efecto de extractos comerciales en un campo experimental.
11
HIPÓTESIS
La tierra de diatomeas residuales tendrá un efecto positivo en la germinación
y/o crecimiento de plantas de rábano
Los extractos líquidos de algas, producidos con menor tiempo de extracción
(una hora) tendrán iguales o mejores efectos sobre el crecimiento vegetal, que
los extractos obtenidos en dos horas.
Los extractos de algas elaborados sin alcohol, tendrán el mismo efecto
estimulante de crecimiento vegetal, que los extractos con alcohol.
El rendimiento de los sólidos totales disueltos en los extractos algales estará
relacionado con los efectos benéficos del ELA.
El ELA desarrollado tendrá un efecto benéfico igual o mejor que otros extractos
comerciales, aplicados en campo abierto.
12
METODOLOGÍA
Evaluación de tierra de diatomeas residual de la producción de alginatos como
sustrato estimulante para plántulas de rábano (Raphanus sativus (L.) G. Beck)
La tierra de diatomeas fue obtenida como un subproducto del proceso de producción
de alginatos. Se procesaron 10 kg de alga seca M. pyrifera, previamente molida en un
molino de martillos convencional a un tamaño aproximado de 6 mm. El alga se tamizó
para remover la mayor cantidad de arena y polvo de alga y se colocó en un tanque de
acero inoxidable de 90 L. Se trataron con solución de formaldehido al 0.1% durante 12
horas, con una proporción de 1:9 respecto al alga seca y cantidad de agua.
Posteriormente se drenó y en el mismo tanque se adicionaron 100 L de agua y se
agregó ácido clorhídrico hasta obtener un pH de 4 en la solución. Se agitó durante 15
minutos a temperatura ambiente y se drenó la solución ácida residual. A continuación
las algas se lavaron durante 15 min con 100 L de agua, se transportaron por bombeo
a una marmita de acero y se añadieron 166 L de agua, se calentó a 80 °C y se ajustó
el pH a 10 agregando carbonato de sodio en polvo, con agitación constante durante 2
h. Después de la extracción la pasta de alginatos se bombeó a un tanque de fibra de
vidrio con un serpentín en el interior para mantenerla caliente, se acopló un motor de
1 HP y un agitador tipo propela, con velocidad de agitación de 1,750 rpm a una
temperatura de 75°C. Se ajustó la viscosidad a 45 mPa.s utilizado aproximadamente
500 L de agua. Esta solución se bombeó hacia un filtro rotatorio al vacío marca Alar
utilizando como medio filtrante la tierra de diatomeas.
Con el residuo de tierra de diatomeas y algas, se realizaron 4 mezcla de sustratos a
diferentes concentraciones: 1) 100% tierra de diatomeas, 2) 75% tierra de diatomeas
y 25% sustrato comercial Sunshine®; 3) 50% tierra de diatomeas y 50% sustrato
13
comercial Sunshine®; y 4) 25% tierra de diatomeas y 75% sustrato comercial
Sunshine®. Se tomó como control sustrato comercial al 100% de la marca Sunshine®
y un testigo de sustrato de 100% tierra de diatomeas no residual (sin haberse usado
para la extracción de alginatos). Con cada mezcla, se sembraron en almácigos 20
semillas de rábano, cada mezcla se realizó por triplicado. Después de tres semanas
se midieron los parámetros de longitud de tallo y porcentaje de germinación.
Preparación de Extractos Líquidos de Algas (ELA)
El procedimiento utilizado para la obtención de los extractos fue adaptado del proceso
desarrollado para la obtención de alginatos a partir de M. pyrifera (Hernández-
Carmona et al., 1999, 2001). El fundamento consistió en la extracción de alginatos y
otros componentes, convirtiéndolos en sales solubles en agua y eliminar los residuos
a través de una centrifugación. Se utilizó el alga M. pyrifera recolectada de un manto
de Ensenada, Baja California. El alga se trituró en un molino de martillos a 2,800 rpm.
Para la preparación de cada extracto se tamizaron 200 g de alga con un tamiz número
20 (19.05 mm de luz de malla) y se hidrataron en 1,800 mL de agua purificada durante
toda la noche y se filtró al día siguiente. Después se colocó en un recipiente de acero
inoxidable a baño maría con 1,500 mL de agua purificada a 80°C con agitación
constante externa (tipo paleta). Se ajustó el pH a 11 agregando carbonato de potasio
(K2CO3), realizando la medición del pH cada 15 minutos.
Se dejó el tiempo requerido según el tratamiento variando entre 1 hora y 2 horas. El
segundo factor que se varió fue la adición de alcohol durante el proceso.
Para efectos posteriores en el presente trabajo, la clave asignada a los extractos
fueron: 1h+ROH (1 hora y adicionando alcohol); 1h-ROH (1 hora y sin adicionar
14
alcohol); 2h+ROH (2 horas y adicionando alcohol); 2h-ROH (2 horas y sin adicionar
alcohol).
Se midió el volumen obtenido de extracto y se agregó el doble de volumen de agua
purificada, previamente calentada para diluirlo y reducir la viscosidad. Para la
separación de las algas residuales, se empleó una centrifuga continua (Alfa-Sharples®,
modelo PV10104-1) operada a 5,000 rpm. Se neutralizó el pH del extracto con ácido
fosfórico (H2PO4) al 2% agregándolo por goteo con ayuda de una pipeta, teniendo
especial cuidado en evitar la formación de coágulos, por lo que el extracto se mantuvo
en agitación. Los extractos se envasaron y se etiquetaron.
Evaluación del efecto del tiempo de extracción y el efecto del uso de alcohol en
el proceso de producción del ELA sobre la actividad bioestimulante en la
germinación de semillas de rábano.
Para la evaluación de los extractos obtenidos, se esterilizaron 300 semillas de rábano
con solución de hipoclorito de sodio al 1%, manteniendo una agitación constante en
un agitador magnético durante 10 minutos y se secaron con papel. Se colocaron 10
semillas de rábano en cajas de Petri (10 cm de diámetro) esterilizadas, con un fondo
de papel filtro Watham® No. 4. Cada extracto se acidificó con ácido fosfórico (H2PO4)
al 5% hasta obtener un pH de 6. Se tomó 1 mL y se diluyó en un vaso de precipitado
con 30 mL de agua destilada para obtener una concentración al 3%. De esta solución
se adicionaron 10 mL en cada caja de Petri con semillas, se etiquetó y se selló con
plástico Parafilm®. Para el tratamiento control, se preparó una muestra a la que se
adicionaron 10 mL de agua destilada. Cada muestra se realizó por duplicado. Las cajas
Petri se colocaron en obscuridad total durante 3 días para su germinación. Después
se incubaron en un cuarto de cultivo a 27ºC, 100 µmol quanta m-2 s-1 y fotoperiodo de
15
16 h luz y 8 h obscuridad. Después de 10 días, se midieron los parámetros: porcentaje
de germinación, longitud tallo, longitud de raíz y peso fresco.
Evaluación del efecto del tiempo de extracción y el efecto del uso de alcohol en
el proceso de producción del ELA sobre la actividad bioestimulante en un
cultivo hidropónico tipo NFT.
Evaluación del ELA extracto disuelto en solución hidropónica
Se instaló un sistema hidropónico NFT en un invernadero. El sistema se componía de
4 líneas con capacidad de 20 plantas cada una, con un sistema de recirculación de
una capacidad de 60 L de nutrientes. Cada línea se fertilizó con Nutrisol® en relación
de 0.7 g L-1. Se colocaron en el sistema hidropónico NTF plántulas de rábano de 20
días germinación. En los contenedores de cada línea del sistema hidropónico NTF se
agregaron los extractos en las concentraciones 0.5%, 1%, 2%. El control consistió en
una solución nutritiva sin extracto. El sistema se mantuvo en operación durante cuatro
semanas. Al finalizar se midieron los parámetros de longitud de tallo, longitud de raíz,
longitud total y peso fresco.
Evaluación del ELA por aplicación foliar
En el sistema hidropónico NTF se colocaron plántulas de rábano de 20 días de
germinación. Se realizaron evaluaciones del mejor extracto obtenido en la germinación
de semillas (1h-ROH) asperjándolo a una concentración de 1 g L-1 mezclado con 1 mL
L-1 de adherente foliar (Surface®), una vez por semana, durante 4 semanas a 10
plantas por línea, seleccionadas al azar. Cada línea se fertilizó con Nutrisol® en
relación de 0.7 g L-1. Al finalizar, se midieron los parámetros de longitud de tallo,
longitud de raíz, longitud total y peso fresco.
16
Evaluación del rendimiento de los componentes de extracto mediante la
determinación de los sólidos totales disueltos en el ELA.
De cada extracto obtenido se colocó una muestra de 200 mL en un matraz abierto. Se
deshidrataron en un horno a 70°C durante una semana. Se determinó La
concentración de sólidos totales por la diferencia de pesos, restando el peso del matraz
al peso final obtenido y se realizaron los cálculos para expresar la cantidad en términos
de g L -1.
Con lo sólidos totales de cada extracto se realizó una evaluación del efecto de la
actividad bioestimulante en la germinación de semillas de rábano. En un vaso de
precipitado con 30 mL de agua destilada se agregó 0.1 g del extracto sólido y se agitó
en un agitador magnético hasta que estuviera completamente disuelto. La solución se
agregó en cajas de Petri bajo los mismos parámetros y condiciones que el extracto
líquido; al finalizar se midió porcentaje de germinación, longitud de tallo, longitud de
raíz y peso fresco.
Comparación del efecto de ELA sobre el cultivo de papa y maíz dulce con el
efecto de extractos comerciales en un campo experimental.
Se realizaron evaluaciones del mejor extracto obtenido (1h-ROH), en los campos
experimentales ubicados en Los Mochis, Sinaloa, propiedad de la empresa
AGROENZYMAS. Para evaluar los resultados obtenidos con el extracto de M. pyrifera
(1h-ROH) se comparó con el efecto de la aplicación de los extractos comerciales
Stimplex®, Vitalex®, Algaenzims® y Norkelp®. Las concentraciones de aplicación de
los extractos comerciales fueron según las recomendaciones de los fabricantes.
17
Evaluación del extracto 1h-ROH y extractos comerciales aplicados en 2 etapas
de desarrollo del cultivo de Papa (Solanum tuberosum (L.) 1753) var: Fianna.
La siembra se realizó a hilera sencilla, con una densidad de 7-8 semillas por metro
lineal y una separación entre camas de 0.90 m, con una fertilización fraccionada en
diferentes etapas del cultivo. Los tratamientos se distribuyeron en bloques al azar, con
tres repeticiones cada uno. Los tratamientos aplicados fueron: testigo, extracto 1h-
ROH en dosis de 0.5, 1.0 y 2.0 L ha-1. Stimplex® 0.75L ha-1, Vitalex® 2.0 L ha-1,
Algaenzims® 0.5 L ha-1, Norkelp® 1.5 L ha-1. Los extractos se aplicaron al inicio de
estoloneo y se repitieron en la etapa de tuberización. Los parámetros que se midieron
fueron: números de tubérculos cosechados, diámetro y longitud de tubérculos.
Evaluación del extracto 1h-ROH y extractos comerciales en factores de
rendimiento y en la calidad del Maíz Dulce (Zea mays L.) Var: Rugosa
La siembra se realizó con una marca de 1.50 m entre surcos, sembrando a doble hilera
de 30 cm de separación con la cinta de goteo al medio. Los tratamientos fueron:
testigo, 1h-ROH en dosis de 0.5, 1.0 y 2.0 L ha-1. Stimplex® 0.75 L ha-1, Vitalex® 2.0
L ha-1, Algaenzims® 0.5 L ha-1, Norkelp® 1.5 L ha-1; que se aplicaron en la etapa de
V6 y V9. Se establecieron en un diseño de bloques al azar con 3 repeticiones. Los
parámetros que se midieron fueron: peso de mazorca (g), peso de los granos por elote
(g), diámetro de elote (mm), longitud de elote (cm), peso de 250 granos (g) y
rendimiento (t ha-1).
18
Análisis estadísticos
Los datos fueron sometidos a pruebas de normalidad de Kolmogorov-Smirnov con la
corrección de Lilliefords y a la prueba homogeneidad de varianzas (homocedasticidad)
de Levene, como paso previo a realizar el análisis estadístico. En aquellos casos en
los cuales los datos no cumplían con los criterios de normalidad, se aplicó la prueba
de análisis estadísticos no paramétricos de Kruskal-Wallis. Para la comparación de
dos grupos (Tratamiento vs. Control) se utilizó la prueba de t-student. Para la
comparación de medias se realizó el análisis diferencia mínima significativa de Fisher.
Para la comparación de varios grupos o tratamientos, se realizó la prueba estadística
de análisis de varianza (ANDEVA) y la prueba de comparación múltiple de diferencias
mínimas significativas de Tukey usando un α=0.05. Así como la prueba de múltiples t
pareados.
Para todas las pruebas estadísticas se utilizó el programa libre R Development Core
Team (2008). R: A language and environment for statistical computing.
19
RESULTADOS
Evaluación de tierra de diatomeas residual de la producción de alginatos como
sustrato estimulante para plántulas de rábano.
El uso de los sustratos mostró que el máximo porcentaje de germinación (91%) se
presentó en la mezcla con 25% de tierra de diatomea residual y 75% de sustrato
Sunshine®; y el mínimo (2.2%) en el tratamiento con 100% de tierra de diatomea
residual. El valor promedio más alto de longitud de tallo se encontró en el control con
28.6 cm y en 25% de tierra de diatomeas, con 24.1 cm. Presentando una tendencia a
mayor tierra de diatomeas residual, menor longitud de tallos (Tabla I).
Tabla I. Tasa de germinación y longitudes promedio de tallo de las mezclas de sustrato comercial con tierra de diatomeas residual.
Tratamiento (porcentaje de tierra de diatomeas residual)
Porcentaje de Germinación
Longitud Tallo Promedio (mm)
Testigo (Tierra diatomeas no residual) 8.80% 8
Control (sustrato comercial) 77.70% 28.6
25% 91.10% 24.1
50% 73.30% 19.3
75% 8.80% 6.2
100% 2.20% 1
20
Evaluación del efecto del tiempo en la actividad como bioestimulante del ELA
en la germinación de semillas de rábano.
Estadísticamente, las semillas tratadas con ELA presentaron longitudes de tallo
mayores que el control. (X²=24.038; gl=2; P<0.05). Entre los tratamientos de tiempos
de una y dos horas no se encontraron diferencias significativas.
En longitud de raíz y peso fresco se presentó el mismo patrón, las semillas expuestas
a extractos presentaron raíces más largas que el control (X²=25.464; gl=2; P<0.05) y
no fue significativamente diferente al tratamiento con ELA. En relación al peso fresco,
los mayores valores se encontraron en tratamientos de 1 y 2 horas, pero sin presentar
diferencias estadísticas entre tiempos.
Evaluación del efecto del uso de alcohol en la actividad como bioestimulante
de ELA en la germinación de semillas de rábano.
Se encontraron resultados diferentes entre longitudes de tallos en semillas tratadas
con ELA y el control (X²=26.26; gl=2; P<0.05). El tratamiento con alcohol presentó
longitudes mayores (diferencia de 0.14 cm) que el tratamiento sin alcohol, pero sin
diferencias significativas. En longitud de raíz, las mayores longitudes se encontraron
en el tratamiento con alcohol (X²=20.49; gl=2; P<0.05), con una diferencia de 2.47 cm.
Los tratamientos con alcohol presentaron un peso fresco 41% mayor que el control y
los tratamientos sin alcohol un peso 64% mayor, presentando diferencias estadísticas
entre tratamientos.
21
Figura 1. Efecto ELA en la longitud de tallos en semillas de rábano. Diferentes letras en cada punto indican diferencias estadísticamente significativas (α=0.5; P<0.005)
a a
a
a
b
Interacción entre tiempo y alcohol.
El porcentaje de germinación no tuvo valores estadísticamente diferentes entre
tratamientos y control (α=0.5; P>0.1). Los mayores porcentajes de germinación se
encontraron en los tratamientos 2h-ROH y control, con 85%. El más bajo fue en 1h-
ROH con 81.6%.
Todas las semillas tratadas con ELA presentaron longitudes promedio de tallo
mayores que el control con una diferencia de 0.67 cm. (α=0.5; X²=28.22; gl=4;
P<0.001). Los extractos entre sí no mostraron diferencias estadísticas significativas
(Fig.1).
22
Figura 2 Efecto de ELA en la longitud de raíz sobre semillas de rábano. Diferentes
letras indican diferencias estadísticas significativas (P<0.05)
a
c
c
a ab
b
La mayor longitud promedio de raíz se obtuvo en el extracto 2h+ROH con 9.98 cm. El
mínimo en 1h-ROH con 5.22 cm. Siendo éstas estadísticamente diferentes (α=0.5;
X²=43.43; gl=4; P<0.05) (Fig. 2).
Todas las semillas tratadas con ELA presentaron pesos estadísticamente mayores que
el control (agua) (α=0.5; X²=75.03; gl=4; P<0.05). El tratamiento 2-ROH presentó los
mayores promedios de pesos frescos (≈2.89 g) (Fig. 3).
23
Figura 3.Efecto en el peso fresco de germinados de rábanos tratadas con ELA líquido y a
partir de sólidos totales.
0
0.5
1
1.5
2
2.5
3
3.5
Control 1h+ROH 2h+ROH 1h-ROH 2h-ROH
Pes
o f
resc
o d
e tr
atam
ien
tos
(g)
Peso Líquido
Peso Sólido
Evaluación del efecto del tiempo de extracción y el uso de alcohol en el
proceso de producción del ELA sobre la actividad bioestimulante en un cultivo
hidropónico tipo NFT.
Para evaluar los extractos 1h+ROH, 1h-ROH, 2h+ROH y 2h-ROH, fueron disueltos en
solución hidropónica en concentraciones de 3%, 5% y7 %. Este tratamiento no fue
exitoso, ya que las raíces sufrieron un proceso de descomposición y la totalidad de
las plantas (excepto el tratamiento control) murieron. Por este motivo se seleccionó el
mejor extracto del experimento de germinación (1h-ROH) para su evaluación en el
sistema hidropónico y la concentración se disminuyó a 0.5 %, 1% y 2%.
24
Evaluación de ELA disuelto en solución hidropónica
Las mayores longitudes de tallo se encontraron en las plantas control (X²=14.49; gl=3;
P<0.05) con un promedio de 4.67 cm Las concentraciones entre sí no presentaron
diferencias estadísticas (P>0.1). (Fig. 4).
El mayor valor promedio de longitud de raíz (16.15 cm) se presentó en la concentración
2%. Los tratamientos control, 0.5 y 1% presentaron raíces estadísticamente más cortas
(α=0.05; N= 76; gl=3; X²= 40.635; P<0.05). (Fig. 5).
a
a
a
b
Figura 4.Efecto de la aplicación del ELA 1h-ROH disuelto en la solución hidropónica sobre la longitud de tallo en plantas de rábano. Diferentes letras indican diferencias estadística significativa (P<0.05)
25
b
b
a
b
Figura 5.Efecto de la aplicación del ELA 1h-ROH disuelto en solución hidropónica sobre la longitud de raíz en plantas de rábano. Diferentes letras indican diferencias estadística significativa (P<0.05)
Figura 6.Peso fresco en las diferentes concentraciones del ELA1h-ROH disuelto en solución hidropónica. Diferentes letras indican diferencias estadística significativa (P<0.05)
a
d c
b
Para el peso fresco, todas las concentraciones presentaron valores diferentes
(P<0.05). El valor promedio mínimo se presentó en la concentración 0.5% con 22.8 g
y el mayor en el tratamiento control con 79 g. (Fig 6).
26
Figura 7 Efecto del ELA 1h-ROH sobre la longitud de tallo en plantas de rábano en un sistema hidropónico NTF mediante aplicación foliar. Las letras indican que no hubo diferencias estadísticas significativas.
a
a
Lo
ng
Ta
llo (
cm
)
Evaluación mediante aplicación foliar del ELA.
En cuanto a las longitudes de tallo, el valor promedio más alto se encontró en el
tratamiento asperjado (9.24 cm), mientras que el control presentó un valor promedio
menor (8.57 cm), sin embargo estadísticamente no presentaron una diferencia (α=0.5;
P>0.05). (Fig. 7)
Las mayores longitudes de raíz se presentaron en las plantas que fueron asperjadas
con ELA (25.42 cm). Sin embargo no mostró una diferencia significativa respecto al
control (24.63 cm). (Fig. 8).
27
Figura 8 Efecto en la longitud de raíz de plantas de rábano por aplicación foliar de ELA.
Las letras indican que no hubo diferencias estadísticas significativas.
a a
Las plantas asperjadas con ELA presentaron mayor peso (α=0.5; P<0.05) con una
diferencia de 15.9 g. Sin embargo en la producción se encontraron rábanos de
mayores dimensiones en tratamientos asperjados (Tabla II).
Tabla II. Mediciones de los experimentos realizados en hidroponía.
Tratamiento Concentración Longitud de Tallo (cm)
Longitud de Raíz (cm)
Peso Fresco (g)
Disuelto
Control 4.675 11.8 79.05
0.50% 2.305 5.44 22.83
1% 2.07 6.63 44.55
2% 2.64 16.15* 48.84
Asperjado Control 8.57 24.63 171.46
Asperjado 9.24 25.42 187.36* Nota: medias con * son significativamente diferentes al control
28
Evaluación del rendimiento de los componentes de extracto mediante la
determinación de los sólidos totales de ELA.
En cuanto a la cantidad promedio de sólidos totales, el análisis de varianza determinó
que no se presentaron diferencias estadísticas (P>0.1), el tratamiento cuyo valor
promedio de sólidos totales fue más alto correspondió a 1h+ROH (36.7 g L-1), seguido
de 1h-ROH (33.0 g L-1); 2h+ROH (30.7 g L-1) y 2h-ROH (29.9 g L-1) (Fig. 9).
El porcentaje de germinación más alto se registró para 2h+ROH (96%) y los más bajos
para 1h+ROH (66%), pero estadísticamente no fueron diferentes (P<0.05).
Todas las semillas tratadas con la dilución de los sólidos del ELA presentaron mayores
tallos que el control (α=0.5; X²=31.03; gl=4; P<0.05).
Figura 9. Rendimiento de sólidos totales obtenidos de los ELA después de evaporar el
agua. Las letras indican que no hubo diferencias estadísticas significativas.
a
a a a
Solid
os
tota
les
g L-1
29
Los extractos entre sí no mostraron diferencia estadísticas; sin embargo la solución a
partir de los sólidos de ELA obtenidos sin alcohol tuvieron tallos mayores que ELA con
alcohol (Fig. 10).
Las semillas tratadas con ELA tuvieron raíces más largas que las plantas control. Sin
embargo sólo los tratamientos 2h+ROH y 1h-ROH presentaron raíces
estadísticamente mayores que el control (Fig. 11).
Figura 10 Efecto en la longitud del tallo en plantas de rábano por la aplicación de ELA a partir de sólidos totales. Diferentes letras indican diferencias estadísticas significativas (P<0.05).
a
a
a
ab
b
30
El ELA preparado con 2 horas de tiempo de extracción, tuvo plantas con pesos 100%
mayores que el control (diferencia 0.722g). Las plantas con ELAs líquidos presentaron
valores estadísticamente mayores en peso fresco (P<0.005) que los ELAs preparados
a partir de la dilución de los sólidos totales. (Tabla III).
Figura 11 Efecto en longitudes de raíces de extractos a partir de sólidos totales.
Diferentes letras indican diferencias estadísticas significativas (P<0.05)
ab
a a
ab
b
31
Tabla III. Valores promedio de mediciones de las semillas de rábanos expuestas a ELAs. Valores de significancia: **P<0.001. *P<0.05 en relación al control.
Extracto Porcentaje de
Germinación
Longitud de
tallo (cm)
Longitud de
Raíz (cm)
Longitud
total(cm)
Peso Total seco
(g)
Modo de
aplicación
Líquido Sólido Líquido Sólido Líquido Sólido Líquido Sólido Líquido Sólido
(Control) 85% 95% 1.25 1.71 5.54 3.60 6.29 5.31 1.69 0.72
1h+ROH 82% 66% 2.18** 2.52 8.55 6.44 10.73* 8.96 2.35** 1.30**
2h+ROH 88.3% 96% 2.11** 2.66* 9.98* 6.64* 12.09** 9.30* 2.42** 1.44**
1h-ROH 81.6% 88.3% 1.93* 2.96** 5.22 7.14** 7.15 10.10** 2.65** 1.38**
2h-ROH 85% 90% 2.07** 3.15** 8.49 5.94 10.56* 7.09* 2.90** 1.44**
Nota: medias con * son significativamente diferentes al control
Evaluación del extracto 1h+ROH y extractos comerciales aplicados en dos
etapas de desarrollo del cultivo de papa (S. tuberosum L.) var: Fianna.
La aplicación de los extractos de algas coincidieron con un efecto negativo en la
cantidad de tubérculos, pues no llegaron a superar al testigo, pero la aplicación del
extracto 1h-ROH en dosis de 0.5 L Ha-1 aplicada en la etapa de estoloneo obtuvo los
valores más altos en cuanto al número de tubérculos, superando al testigo por un 2.45
%. (Tabla IV).
32
Tabla IV. Análisis de comparación de medias por DMS de Fisher para cantidad de tubérculos en papa, var, Fianna, ciclo otoño-invierno 2011-2012. UEM, Laboratorios Agroenzymas S.A. de C.V.
TRATAMIENTO Tub.1°/ha Tub. 2° /ha Tub.3°/ha Tuber/ha
Testigo 24815 B 93333 A 123333 AB 241481 AB
1h-ROH (0.5 L Ha-1), Estoloneo 21481 B 91481 AB 134444 AB 247407 A
1h-ROH (1.0 L Ha-1), Estoloneo 23333 B 78148 AB 138889 A 240370 ABC
1h-ROH (2.0 L Ha-1), Estoloneo 21852 B 82963 AB 112593 AB 217407 ABC
1h-ROH (0.5 L Ha-1), Estoloneo y Tuberización 21111 B 92222 A 128889 AB 242222 AB
1h-ROH (1.0 L Ha-1), Estoloneo y Tuberización 12963 B 81481 AB 97778 AB 192222 C
1h-ROH (2.0 L Ha-1), Estoloneo y Tuberización 24074 B 86296 AB 84444 B 194815 BC
Algaenzims (0.5 L Ha-1), Estoloneo 17778 B 90741 AB 122593 AB 231111 ABC
Algaenzims (0.5 L Ha) -1, Estoloneo y
Tuberización 27778 A 83333 AB 98148 AB 209259 ABC
Norkelp (1.5 L Ha-1), Estoloneo 22963 B 61481 B 140000 A 224444 ABC
Norkelp (1.5 L Ha) -1, Estoloneo y Tuberización 19259 B 92963 A 100741 AB 212963 ABC
Vitalex (2.0 L Ha-1), Estoloneo 11481 B 87037 AB 101481 AB 200000 ABC
Vitalex (2.0 L Ha-1), Estoloneo y Tuberización 18889 B 79630 AB 125926 AB 224444 ABC
*Las medias con una letra diferente, representan diferencias estadísticamente significativas
Evaluación del extracto 1h-ROH y extractos comerciales en factores de
rendimiento y en la calidad del Maíz Dulce (Zea mays (L.) Var: Rugosa)
El extracto 1h-ROH tuvo mejor efecto en las características del elote en las
aplicaciones realizadas en etapa V6 y repetidas en etapa V9. Destaca la aplicación de
1.5 L ha-1 en etapa V6 y V9, pues obtuvo el mejor peso de elote y fue significativamente
mayor en cuanto al peso de granos. Aun cuando el testigo tuvo mejores rendimientos,
el extracto 1h-ROH aplicado en etapa V6 y V9, en dosis de 1 y 1.5 L Ha-1, presentó
mejores rendimientos respecto a los productos comerciales (Tabla V).
33
Tabla V. Análisis de comparación de medias por DMS de Fisher para características de elote
en Maíz Dulce var Abbot&Cobb YR 007, ciclo otoño-invierno 2011-2012.
TRATAMIENTOS PESO ELOTE (g)
DIAMETRO (mm)
LONGITUD (cm)
PESO DE GRANOS (g)
TESTIGO 196.13 A 43.03 AB 16.95 A 73.53 AB
1h-ROH (0.5 L/ha), V6 182.60 A 46.02 A 17.05 A 70.13 ABC
1h-ROH (1.0 L/ha), V6 188.93 A 45.96 A 17.42 A 70.87 ABC
1h-ROH (1.5 L/ha), V6 176.83 A 46.15 A 16.50 A 63.40 BC
1h-ROH (0.5 L/ha) V6+V9 191.30 A 47.08 A 16.88 A 69.00 ABC
1h-ROH (1.0 L/ha) V6+V9 195.33 A 45.56 AB 16.98 A 74.00 AB
1h-ROH (1.5 L/ha) V6+V9 212.10 A 43.04 AB 17.62 A 78.10 A
Algaenzims(0.5 L/ha) V6 170.77 A 40.70 B 16.15 A 60.27 C
Norkelp (1.5 L/ha) V6 211.17 A 42.55 AB 17.93 A 75.10 AB
Algaenzims (0.5 L/ha) V6+V9 174.70 A 40.73 B 16.72 A 59.40 C
Norkelp (1.5 L/ha) V6+V9 174.70 A 40.73 B 16.72 A 59.40 C
* Medias con una letra común no son significativamente diferentes.
34
DISCUSIÓN
Durante el proceso de extracción de alginatos, se ha reportado que los residuos
puedan ser utilizados como fertilizantes, ya que contienen un tipo de bacteria,
Gracilibacilus (A7), que degrada los alginatos a oligosacáridos durante el proceso de
composta (Tang et al., 2009). También porque los residuos de alginatos están
altamente enriquecidos en azúcares como manitol y laminarina (Hernández-Carmona
et al., 2012). Durante el experimento con tierra de diatomeas residual se observó que
a altas concentraciones disminuye significativamente el porcentaje de germinación y
el tamaño de tallo. Esto puede deberse a que la tierra de diatomeas por su cualidad
filtradora arregla sus partículas de tal forma (compactado), que deja muy poco espacio
intersticial para la aireación de raíces, así como para un adecuado dren del agua. A
concentraciones bajas (25% tierra de diatomeas) el porcentaje de germinación es
significativamente mayor y también el tamaño del tallo aumenta. Esto puede deberse
a que al combinarse con un sustrato con mucha materia orgánica (sustrato comercial),
la tierra de diatomea residual puede proveer un aporte de nutrientes y carbohidratos
en lugar de un mecanismo de sustrato. Por lo que la tierra de diatomea no es un
mecanismo de sustrato eficiente pero sí un estimulante de crecimiento vegetal; la
combinación sinérgica de un sustrato comercial resulta adecuada para cultivos.
También se evaluó la metodología para la producción de un extracto con base en el
alga marina Macrocystis pyrifera; a través de adición/no adición de etanol y el tiempo
de extracción durante su producción, para determinar su actividad como
bioestimulante en vegetales terrestres. Se aplicó en sistemas hidropónicos por ser éste
un sistema de cultivo prometedor para mejorar las cosechas. Partiendo de la premisa
que los mayores componentes de un extracto de alga son polisacáridos; el
procedimiento de extracción de un extracto de alga comparte etapas con la extracción
35
de alginatos y fucoidanos.
Los disolventes orgánicos más utilizados para los procesos de extracción son hexano,
éter, cloroformo, acetonitrilo, benceno y etanol, utilizados en diferentes proporciones
con agua. Estos disolventes se emplean para la extracción de compuestos tanto
polares como no polares. Algunos de estos disolventes pueden ser tóxicos para
humanos (Starmans y Nijhuis, 1996; Plaza et al., 2010). Se ha mencionado que
diferentes solventes brindan diferentes rendimientos; los solventes alternativos
resultan regularmente con menos recuperación debido a la afinidad entres solvente y
soluto. Wang y Weller (2006) mencionan que solventes alternativos como isopopanol
o incluso el agua se ha incrementado debido a términos de salud mediambiental y
contaminación. Sin embargo no mencionan rendimientos. En este trabajo, la
adición/ausencia de etanol, no presentó diferencias significativas, en el desarrollo de
tallo o raíz, lo cual indica que los compuestos que promueven el crecimiento de los
vegetales no precisan un disolvente como el etanol, lo cual facilitaría y reduciría el
costo de producción al no tener que implementar un apartado de separación de este
disolvente.
Los resultados sugieren que el extracto obtenido con menor tiempo de tratamiento
alcalino (1 hora) contiene los elementos bioestimulantes suficientes que promueven el
crecimiento en plantas de rábano. A mayor tiempo de extracción, la actividad de los
extractos se ve reducida. Posiblemente debido a los cambios estructurales de sus
componentes, debido a las temperaturas empleadas durante el proceso de extracción
más prolongado (Kim et al., 2005; Papetti, 2012). Actualmente nuevas metodologías
en extracción son estudiadas y practicadas; como Soxhlet, ultrasonido y extracción por
microondas con el fin de obtener mejores rendimientos (Szentmihályi et al., 2002).
36
En trabajos sobre la extracción de alginatos, se menciona que el tiempo de
procesamiento es un factor que tiene influencia en la cantidad y calidad final de
alginatos. Para M. pyrifera se obtuvo el mayor rendimiento (27.48%) a los 120 min
(Hernández-Carmona et al., 1996); sin embargo para este extracto se puede reducir el
proceso a 1 hora sin perder las ventajas que muestra como bioestimulante.
Un extracto de algas, cualquiera que sea su forma de producción, estará compuesto
por dos grandes fracciones, la fracción de los componentes orgánicos en la cual se
encuentran las hormonas vegetales, polisacáridos, péptidos, polifenoles, entre otros y
la fracción que contiene las sales minerales, K, Ca, Mg, Fe, entre otros. Ambas
fracciones pueden presentar un efecto en el crecimiento vegetal, ya sea actuando
como moléculas señal; las cuales actúan coordinando la actividad celular para el
correcto funcionamiento del organismo con señales que ejercen respuestas
fisiológicas; como nutrientes o bien actuar de manera sinérgica (Briceño-Domínguez,
2011). El incremento de la raíz puede ser atribuido a la presencia de hormonas como
auxinas y citocininas en los extractos (Crouch y Van-Staden, 1992), por lo que la
presencia de hormonas vegetales como las citocininas, pueden estar presentes en los
extractos obtenidos en este estudio. Sin embargo se ha documentado que la actividad
de los extractos de algas marinas como promotores del crecimiento vegetal puede no
ser únicamente debida a los componentes de bajo peso molecular, como las hormonas
vegetales, sino que los principales agentes activos pueden ser los componentes
mayores, como polisacáridos (alginato, fucoidan y laminaran) o bien los polifenoles
(Craigie, 2010).
La mayoría de los extractos obtenidos en este estudio incrementaron la elongación de
los tallos de plántulas de rábano. El incremento en el área foliar, peso fresco de la
planta y peso fresco de plántulas de jitomate ha sido documentado en aplicaciones
37
tanto foliares como al riego de extractos de E. máxima a concentraciones de 0.4 y 1
% (Crouch y Van Staden, 1992).
Conocer la composición del alga utilizada como materia prima, podría ayudar para
estimar la concentración de los nutrientes en el extracto, sin embargo, es insuficiente,
ya que el uso de álcalis durante su procesamiento pueden afectar la complejidad
química (Craigie, 2007).
La cantidad de sólidos totales en los extractos comerciales varían según reportes:
Maxicrop 8% (Whapham et al., 1993), Acadian seaplant LTD 14.4%; y Ocean Organics
8% (Briceño-Domínguez, 2011) para los extractos evaluados durante este trabajo los
resultados resultaron inferiores (alrededor de 3%). La determinación de sólidos totales
mide específicamente el total de residuos filtrables (pudiendo ser sales y residuos
orgánicos). Para incrementar la cantidad de sólidos totales se puede implementar un
segundo procesamiento de alga o bien concentrar el producto por evaporación (Booth,
1969).
Los experimentos en el sistema de cultivo hidropónico utilizando rábano como modelo,
mostraron que en la fase de solución disuelta en el sistema no se aprovechan los
componentes del ELA en las plantas de rábano. La densidad de microalgas en
sistemas hidropónicos NFT son aproximadamente 4,500 cel mL-1 siendo la especie
Chlamydomonas (Ehrenberg, 1833) las dominantes en sistemas hidropónicos
cerrados pudiendo limitar a otras especies (Schwarz y Krienitz, 2005). Las
Chlamydomonas spp. producen mucilago extracelular (Allard y Tazi, 1993), por lo que
bajo esta perspectiva se esperaría una estimulación en el crecimiento de la planta. Sin
embargo el exceso de polisacáridos producidos por estas microalgas, podría haber
afectado a las raíces directamente en la toma de agua y nitrógeno. Un indicador de
esto son las raíces cortas. Sin embargo podrían tratarse de otros compuestos además
38
de los polisacáridos los que afectaron a las raíces (Schwarz y Krienitz, 2005). La
reducción de las plántulas puede ser debido a la competencia con las microalgas. Los
patógenos como Fusarium (Link ex Grey, 1821) y Pythium spp. son comunes y
capaces de infectar sistemas hidropónicos y causar devastaciones severas en las
cosechas, incluso peores de las que puedan ocasionar en cosechas cultivadas en
suelos (Bagnall, 2007). Por lo que se puede suponer que los resultados negativos no
fueron únicamente debido a las características de los extractos per se. En un sistema
hidropónico (no NTF) la aplicación de un extracto comercial con plantas de cebada
produjo un incremento mayor cuando fue disuelto en el agua, que cuando fue
asperjado en las hojas; en el experimento el agua fue removida cada semana,
volviendo a introducir nutrientes (Steveni et al., 1992). En el presente trabajo no se
desarrolló de esa manera, pudiendo ser esa una razón del empobrecimiento en la
calidad del agua, pues se observó que las raíces se debilitaban y prosperaban hongos
y bacterias en ellas, conforme aumentaban el tiempo en el sistema NTF. Sin embargo
se recomienda llevar a cabo estudios similares con diferentes vegetales terrestres.
Cuando se realizó el experimento a través de aspersión foliar no se encontró diferencia
estadística entre plantas no asperjadas. En otros estudio, se menciona que plantas de
jitomate durante la aplicación foliar no tuvieron efecto significativo en el crecimiento y
la aplicación foliar durante el desarrollo vegetativo sólo estimula el desarrollo de los
frutos (Crouch y Van-Staden, 1992). En algunos tratamientos asperjados se producen
plantas más pequeñas y al tratar de asperjar elementos traza, los resultados pueden
se negativos (Steveni et al., 1992). Los tratamientos foliares son mejores cuando se
aplica temprano en el día y se desarrollan en dos tomas, la primera es rápida y luego
se detiene; y la segunda que toma lugar 1-2 horas antes de la puesta del sol (Booth,
1969). Las aplicaciones foliares realizadas durante este experimento se desarrollaron
solamente en la mañana, y únicamente una vez por semana. La búsqueda y
39
optimización de horarios podría llevar a una mejora en las tomas, de acuerdo a cada
planta.
Los resultados de la evaluación en cultivos abiertos sobre maíz y papá presentaron
resultados positivos. En otros estudios se ha encontrado que aplicando foliarmente, el
maíz dulce incrementa un 56% la cosecha; las plantas tratadas a la primera aplicación
incrementan la altura un 25% y tenían hojas más anchas y verdes (Canales-López,
1999). Esto corrobora los resultados en nuestro experimento, ya que se presentaron
efectos significativamente positivos en el cultivo de elote y logró incrementar el
rendimiento y mejorar su calidad. En cuanto al peso de elote, a mayor concentración
de aplicación del ELA, se obtuvieron mayores pesos, siendo incluso mayores que con
los extractos comerciales. En otro estudio se evaluó un extracto sobre cultivo de papas,
al aplicar foliarmente en la etapa de floración, se encontró un incremento del 36% de
cosecha y se menciona que la calidad de fruto mejoró notablemente (Canales-López,
1999). El extracto evaluado durante este trabajo produjo el mayor número de
tubérculos por hectárea en la etapa de estoloneo en la concentración más baja 0.5 L
ha-1.
Los resultados obtenidos en este estudio, sugieren que los extractos elaborados con
el alga M. pyrifera son favorable para el desarrollo de plantas terrestres. Algunos
estudios coinciden que esto se debe a la capacidad que tienen los extractos para
incrementar la absorción de minerales (Rathore et al., 2009; Pise y Sabale, 2010);
otros estudios comentan que se debe a las hormonas asociadas al crecimiento vegetal
(Steveni et al., 1992; Erulan et al., 2009); otros los describen como un beneficio en sus
sistemas de defensa (Demir et al., 2006; Spinelli et al., 2010). Se sugiere que los
efectos se deben a una interacción entre los compuestos extraídos y el contenido
nutrimental de M. pyrifera.
40
CONCLUSIONES
A bajas concentraciones (25%) la tierra de diatomeas residual puede favorecer
cultivos en suelos.
La disminución del tiempo de extracción a una hora y la eliminación de la adición
de alcohol no afecta el efecto bioestimulante del extracto.
En cultivos a campo abierto el extracto tiene efectos significativos en el tamaño
de los tubérculos, ya sea en longitud y/o diámetro, y logra aumentar el
rendimiento y su calidad.
RECOMENDACIONES
Evaluar los extractos 2h-ROH, 2h+ROH y 1h+ROH disuelto en solución
hidropónica en otras plantas terrestres.
Durante la fase de experimentación, incluir pesticidas para controlar la
materia orgánica y observar el efecto bioestimulante.
Establecer horarios de aspersión foliar mañana y tarde.
41
BIBLIOGRAFÍA
Allard B., y A. Tazi. 1993. Influence of growth status on composition of extra-
cellular polysaccharides from two Chlamydomonas species. Phytochemistry
32:41-47.
Bagnall R. 2007. Control of Pythium wilt and root rot of hydroponically grown
lettuce by means of chemical treatment of the nutrient solution. University of
Pretoria Biological Journal. 4-24
Blunden G. 1991. Agricultural Uses of Seaweeds and Seaweed Extracts, 66-81.
En Guiry M.D. y Blunden G (Eds) Seaweed Resources in Europe: Uses and
Potential. John Wiley & Sons Ltd, Reino Unido, 432pp.
Blunden G., T. Jenkins y Y. Liu. 1997. Enhanced leaf chlorophyll levels in plant
treated with seaweed extract. J. Appl. Phycol. 8:535-543.
Booth E. 1969. The manufacture and properties of liquid seaweed extracts.
Proceedings of the International Seaweed Symposium 6: 655-662.
Briceño-Domínguez R. 2011. Producción y Evaluación de Extractor Líquidos
Obtenidos a Partir del Alga Gigante Macrocystis pyrifera (L.) C. Agardh, Como
Estimulantes del Crecimiento Vegetal. Tesis de Maestría. CICIMAR-IPN. La
Paz, B.C.S. México. 86pp.
42
Canales-López B. 1999. Enzimas-Algas: Posibilidades De su Uso Para
Estimular La Producción Agrícola y Mejorar los Suelos. Tierra. Vol.3 271-276.
Castañeda F. 1997. Manual Técnico de hidroponia popular (cultivo sin tierra).
INCAP. Guatemala. 67pp.
Craigie J. 2010. Seaweed extract stimuli in plant science and agriculture, J.
Appl.Phycol. 23: 371–393.
Craigie J., S. MacKinnon y J. Walter. 2007. Liquid seaweed extracts identified
using 1HNMR profiles. J. Appl. Phycol. 22(4):489–494.
Crouch I. y J.Van-Staden .1992. Effect of seaweed concentrate on the
stablishment and yield of greenhouse tomato plants. J. Appl Phycol. 4: 291-296.
Demir N., B. Dural y K. Yildirim. 2006. Effect of Seaweed Suspensions on Seed
Germination of Tomato, Pepper and Aubergine. J. Biol Sci 6:1130-1133.
Erulan V., P. Soundarapandian, G. Thirumaran y G. Ananthan. 2009. Studies
on the Effect of Sargassum polycystum (C. Agardh, 1824) exctract On the
Growth and Biochemical Composition of Cajanus cajan (L.) Mill Sp. American-
Eurasian J. Agric & Environ. Sci. 6(4): 392-399
Hernández-Carmona G., D. Arvizu-Higuera y Y. Rodríguez-Montesinos. 1996.
Efecto de la temperatura y tiempo de extracción en el proceso de obtención de
alginato de sodio a partir de Macrocystis pyrifera. Cienc. Mar., 22(4): 511-521.
43
Hernández-Carmona G., D. McHugh, D. Arvizu-Higuera y Y. Rodríguez
Montesinos. 1999. Pilot plant scale extraction of alginate from Macrocystis
pyrifera. Part 1. The effect of pre-extraction treatments on the yield and quality
of alginate. J. Appl. Phycol. 10(6): 507-513.
Hernández-Carmona G., D. Robledo y E. Serviere-Zaragoza. 2001. Effect of
Nutrient Availability on Macrocystis pyrifera Recruitment and Survival near Its
Southern Limit off Baja California. Botanica Marina Vol. 44: 221-229.
Hernández-Carmona G., Y. Rodríguez-Montesinos D. Arvizu-Higuera, R.
Reyes-Tisnado, I. Murillo-Álvarez y M. Muñoz-Ochoa. 2012. Avances
tecnológicos en la producción de alginatos en México. Ingenieria Investigación
y Tecnología, 13:2. 155-168.
Hernández-Carmona G., Y. Rodríguez-Montesinos, M. Casas-Valdez, M.
Vilchis y M. Sánchez-Rodríguez. 1991. Evaluation of the beds of Macrocystis
pyrifera in the Baja California Peninsula, Mexico III. Summer 1986 and seasonal
variation. Ciencias Marinas, 17. 121-145.
Hernández-Herrera M., F. Santacruz-Ruvalcaba, M. Ruiz-López, J. Norrie y G.
Hernández-Carmona. 2013. Effect of liquid seaweed extracts on growth of
tomato seedlings (Solanum lycopersicum L.). J. of Appl. Phycol. 25:4.
44
Jaques-Hernández C. y J. Hernández. 2005. Valoración productiva de lechuga
hidropónica con la técnica de película de nutrientes (NTF). Naturaleza y
Desarrollo Vol. 3:1. 11-16
Khan W., U. Rayirath, S. Subramanian, M. Jithesh, P. Rayorath, D. Hodges, A.
Critchley, J. Craigie, J. Norrie y B. Prithiviraj. 2009. Seaweed Extracts as
Biostimulants of Plant Groth and Development. Springer Science+Business
media. 28:386-399.
Kim Y., D. Kim, O. Chun, D. Shin, H. Jung, C. Lee y D. Wilson. 2005. Phenolic
extraction from apple peel by cellulases from Thermobifida fusca. J. Agric. Food
Chem., 53(24): 9560–9565.
North W. 1971. Introduction and background. In: North W. Ed. The Biology Of
Giant Kelp Beds (Macrocystis) in California. J. Creamer, Leher. pp. 97
Papetti A. 2012. Isolation and characterization of antimicrobial food
components. Curr. Opin. Biotechnol. 23(2): 168–73.
Pise N. y A. Sabale. 2010. Effect Of Seaweed Concentrates on The Growth and
Biochemical Constituents of Trigonella foenum-graecum L. Journal of Phytology
2(4): 50-56.
Plaza M., S. Santoyo, L. Jaime, R. García-Blairsy, M. Herrero, F. Señoráns y E.
Ibáñez. 2010. Screening for bioactive compounds from algae. J. Pharm.
Biomed. Anal., 51(2):450-455.
45
R Development Core Team (2008). R: A language and environment for
statistical computing. R Foundation for Statistical Computing, Vienna, Austria.
ISBN 3-900051-07-0.
Rathore S., D. Chaudhary, G. Boricha, A. Ghosh, B. Bhatt, S. Zodape y J.
Patolia. 2009. Effect of seaweed ectract on the growth, yield and nutrient uptake
of soybean (Glycine max) under rainfed conditions. South African Journal of
Botany 75: 351-355
Sánchez-Del-Castillo F. 2010. Sistemas Alternativos de Producción Hidropónica
de Jitomate Bajo Invernadero. Memorias del Cuarto Simposio Internacional de
Invernaderos. Vol 1. 24-37
Schmidt R., E. Ervin y X. Zang. 2003. Questions and answers about
biostimulants. Golf Course Manage, 71: 91-94
Schwarz D. y L. Krienitz. 2005. Do algae cause growth-promoting effects on
vegetables grown hydroponically? Institute for vegetable and ornamental crops.
Grossbeeren, Germany. Draff. ipi proceeding fertigation symposium. China.
161-170.
Sharma S., G. Lyons, C. McRoberts, D. McCall, E. Carmichael, F. Andrews, R.
Swan, R. McCormack y R. Mellon. 2011. Biostimulant activity of brown seaweed
species from Strangford Lough: compositional analyses of polysaccharides and
46
bioassay of extracts using mung bean (Vigno mungo) and pak choi (Brassica
rapa chinensis L.) J. Appl. Phycol. 24:1081-1091
Spinelli F, G. Fiori, M. Noferini, M. Sprocatti y G. Costa. 2010. A novel type of
seaweed extract as a natural alternative to the use of iron chelates in strawberry
production. Sci Hortic 125: 263–269
Starmans D. y H. Nijhuis. 1996. Extraction of secondary metabolites from plant
material: a review. Trends. Food Sci. Technol. 7(6).191-197.
Stephenson W. 1974. Seaweed in Agriculture and Horticulture. Bargyla and
Gylver Rateaver, California, 241 pp.
Steveni C., J. Norrington-Davies y S. Hankins.1992 Effect of seaweed
concentrate on hydroponically grown spring barley. J. Appl. Phycol. 4:173-180
Szentmihályi K., P. Vinkler, B. Lakatos, V. Illés y M. Then. 2002. Rose hip (Rosa
canina L.) oil obtained from waste hip seeds by different extraction methods.
Biol. Tech., 82(2): 195-201.
Tang C., H. Taniguchi, H. Chu, Q. Zhou y S. Nagata. 2009. Isolation and
Characterization of Alginate Degrading Bacteria for Disposal of Seaweeds
Waste. Letters in Applied Microbiology 48: 38-43.
Whapham C., G. Blunden, T. Jenkins y S. Wankins 1993. Significance of
betainines in the increased chlorophyll content of plants treated with seaweed
extract. J. Appl Phycol 5: 231-234.
47
Zhang X. y E. Ervin. 2008. Impacts of seaweed extract-based cytokinins and
zeatin riboside on creeping bentgrass heat tolerance. Crop Sci. 48:364-370.
Zhang X. y R. Schmidt. 1997. The impact of growth regulators on the α-
tocopherol status in water-stressed Poa pratensis L. Int Turfgrass Res J 8: 1364-
1373.
Zodape S., A. Gupta, S. Bhandari, R. Rawat, D. Chaudhary, K. Eswaran y J.
Chikara. 2011. Foliar aplication of Seadweed sap as biostimulant for
enhacement of yield and quality of tomate (Lycopersicon esculentum Mill).
Journal of Scientific & Industrial Research. Vol.70. 215-219
