Fpta 21. Fijación de nitrógeno por cianobacterias y fertilización en … compartidos/18429130709161940.pdf · de arroz y, dentro de ellas, las formadoras de heterocistossonlasmásubicuas(Vaishampayan

FIJACIÓN DE NITRÓGENOPOR CIANOBACTERIAS Y

FERTILIZACIÓN EN ARROZ

Pilar Irisarri*Susana Gonnet*Jorge Monza*

Autores:

* Laboratorio de Bioquímica. Dpto. Biología Vegetal. Facultad de Agronomía.

Título: FIJACIÓN DE NITRÓGENO POR CIANOBACTERIAS Y FERTILIZACIÓN EN ARROZ

Autores: Pilar IrisarriSusana GonnetJorge Monza.

Serie: FPTA Nº 21

© 2008, INIA

ISBN: 978-9974-38-254-1

Editado por la Unidad de Comunicación y Transferencia de Tecnología del INIAAndes 1365, Piso 12. Montevideo - UruguayPágina Web: http://www.inia.org.uy

Quedan reservados todos los derechos de la presente edición. Este libro no se podrá reproducir total aparcialmente sin expreso consentimiento del INIA.

Instituto Nacional De Investigación Agropecuaria

Integración de la Junta Directiva

Ing. Agr., Dr. Dan Piestun -

Ing. Agr., Dr. Mario García -

Presidente

Vicepresidente

Ing. Ind. Aparicio Hirschy

Ing. Agr. José Bonica

Ing. Agr. Rodolfo M. Irigoyen

Ing. Agr. Mario Costa

FONDO DE PROMOCIÓN DE TECNOLOGÍA AGROPECUARIA

El Fondo de Promoción de Tecnología Agropecuaria (FPTA) fue instituido por el artículo 18º de la ley16.065 (ley de creación del INIA), con el destino de financiar proyectos especiales de investigacióntecnológica relativos al sector agropecuario del Uruguay, no previstos en los planes del Instituto.

El FPTA se integra con la afectación preceptiva del 10% de los recursos del INIA provenientes delfinanciamiento básico (adicional del 4o/oo del Impuesto a la Enajenación de Bienes Agropecuarios ycontrapartida del Estado), con aportes voluntarios que efectúen los productores u otras instituciones, ycon los fondos provenientes de financiamiento externo con tal fin.

EL FPTA es un instrumento para financiar la ejecución de proyectos de investigación en forma conjuntaentre INIA y otras organizaciones nacionales o internacionales, y una herramienta para coordinar laspolíticas tecnológicas nacionales para el agro.

Los proyectos a ser financiados por el FPTApueden surgir de propuestas presentadas por:a) los productores agropecuarios, beneficiarios finales de la investigación, o por sus instituciones.b) por instituciones nacionales o internacionales ejecutoras de la investigación, de acuerdo a temasdefinidos por sí o en acuerdo con INIA.c) por consultoras privadas, organizaciones no gubernamentales o cualquier otro organismo concapacidad para ejecutar la investigación propuesta.

En todos los casos, la Junta Directiva del INIA decide la aplicación de recursos del FPTA para financiarproyectos, de acuerdo a su potencial contribución al desarrollo del sector agropecuario nacional y delacervo científico y tecnológico relativo a la investigación agropecuaria.

El INIA a través de su Junta Directiva y de sus técnicos especializados en las diferentes áreas deinvestigación, asesora y facilita la presentación de proyectos a los potenciales interesados. Las políticasy procedimientos para la presentación de proyectos son fijados periódicamente y hechos públicos através de una amplia gama de medios de comunicación.

El FPTA es un instrumento para profundizar las vinculaciones tecnológicas con instituciones públicas yprivadas, a los efectos de llevar a cabo proyectos conjuntos. De esta manera, se busca potenciar el usode capacidades técnicas y de infraestructura instalada, lo que resulta en un mejor aprovechamiento delos recursos nacionales para resolver problemas tecnológicos del sector agropecuario.

El Fondo de Promoción de Tecnología Agropecuaria contribuye de esta manera a la consolidación de unsistema integrado de investigación agropecuaria para el Uruguay.

A través del Fondo de Promoción de Tecnología Agropecuaria (FPTA), INIA ha financiado numerososproyectos de investigación agropecuaria a distintas instituciones nacionales e internacionales. Muchosde estos proyectos han producido resultados que se integran a las recomendaciones tecnológicas querealiza la institución por sus medios habituales.

En esta serie de publicaciones, se han seleccionado los proyectos cuyos resultados se consideracontribuyen al desarrollo del sector agropecuario nacional. Su relevancia, el potencial impacto de susconclusiones y recomendaciones, y su aporte al conocimiento científico y tecnológico nacional einternacional, hacen necesaria la amplia difusión de estos resultados, objetivo al cual se pretendecontribuir con esta publicación.

PRÓLOGO

El sistema de producción de arroz en el Uruguay presenta características particulares, que le distinguen anivel internacional. Una de las más importantes es la alternancia en el uso del suelo con la producciónganadera. Se produce arroz durante 2 o 3 años consecutivos en un determinado lugar, el que esposteriormente utilizado para la producción vacuna y/o lanar por un período en general de mayorduración. La producción de forraje que sustenta la ganadería, se hace en base a pasturas naturalesregeneradas o por siembra de praderas introduciendo mezclas de gramíneas y leguminosas de mayorcalidad.

En el período agrícola, el arroz es sembrado sobre suelo drenado, ya sea en líneas o al voleo. Si seproducen déficits hídricos en forma posterior a la siembra se realizan riegos temporarios, inundándose elcultivo en forma definitiva 40-45 días después de la siembra. De acuerdo a este manejo del agua, elcultivo presenta 2 fases contrastantes en relación al estado del suelo, aerobia en el inicio y anaerobia enla parte final, lo que tiene efectos importantes en la dinámica poblacional de los microorganismos delsuelo y en la disponibilidad de los nutrientes.

La producción de arroz en el país se ha incrementado en forma muy importante en los últimos 25 años,no sólo debido a un aumento en el área sembrada, sino también a una elevada productividad. Si bien fuemuy significativo el aumento del rendimiento promedio por unidad de superficie, la suba en el uso defertilizantes nitrogenados no ha sido de igual magnitud. Varios factores han incidido en ello, entre los quese deben mencionar la siembra de nuevas variedades seleccionadas en el país y la adopción de mejoresprácticas de manejo del cultivo, que tienen una incidencia muy importante en la eficiencia de utilizacióndel nitrógeno.

Por otro lado, se debe destacar que las cantidades de fertilizante nitrogenado aplicadas en el país, sonconsiderablemente menores a las utilizadas en general en otros países productores de arroz en elmundo. Ello estaría sugiriendo que en nuestro sistema de producción existen fuentes adicionales denitrógeno para las plantas, que están interviniendo en forma positiva en el logro del balance necesarioentre la demanda y el suministro del nutriente. Cuando se incluye la siembra de leguminosas en elperíodo donde no se cultiva arroz, existe sin duda una fuente de fijación biológica que aporta nitrógeno alsistema. No obstante, también se obtienen muy buenas productividades en el cultivo sin realizar altasaplicaciones de nitrógeno, luego de situaciones de producción de pasturas sin siembra de praderas.

En base a estas evidencias, se comenzó el estudio del uso alternativo de recursos orgánicos que puedansatisfacer, al menos una parte, de la demanda nitrogenada del cultivo. A fines del siglo XIX ya existíanreportes en el país de la presencia de (pequeño helecho que vive en simbiosis con la cianobacteria

). En 1996 el Programa Arroz de INIA inició en Paso de la Laguna trabajos de evaluación deefectos de introducción de cianobacterias no nativas en parcelas con arroz y más adelante se aunaronesfuerzos con técnicos de otras instituciones, utilizando las mismas situaciones de chacra para distintostrabajos.

Esta publicación presenta los estudios realizados en el Proyecto INIA-FPTA 108, relativo a la fertilizacióny mineralización de cianobacterias, ejecutado por el equipo de investigadores del Laboratorio deBioquímica, Departamento de Biología Vegetal, de la Facultad de Agronomía (UdelaR). Constituye unaporte al conocimiento científico y tecnológico de la situación, y sugiere pautas de investigación pordonde transitar en el futuro en referencia al tema.

Deseamos destacar y agradecer la dedicación y esfuerzos de los autores y la voluntad de trabajar enconjunto. Este tipo de complementación de trabajos en red desde el campo hasta el laboratorio, permitela ejecución de estudios con participación de equipos interdisciplinarios e interinstitucionales, que hacemás eficiente el uso de los recursos del país.

AzollaAnabaena

Ing. Agr., M. Sc., Enrique DeambrosiContraparte INIA

Programa Nacional de Investigaciónen Producción de Arroz

Ing. Agr., M. Sc., Pedro BlancoDirector Programa Nacional de

Investigación en Producción de Arroz

INDICE GENERAL

1. INTRODUCCIÓN . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 11

2. ANTECEDENTES Y OBJETIVO . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 12

2.1 Biodiversidad de cianobacterias fijadoras de nitrógeno . . . . . . . . . . . 13

2.2 Densidad de cianobacterias . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 14

2.3 Actividad fijadora de nitrógeno . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 15

2.4 Objetivo . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16

3. ESTRATEGIA EXPERIMENTAL . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16

3.1 Ensayos a campo . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16

Zafra 2000-01 y 2001-02 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 16

Zafra 2002-03 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 17

3.2 Ensayo de invernáculo . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 18

3.3 Ensayo de laboratorio . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 18

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 18

4.1 Densidad de cianobacterias en suelo durante el desarrollo del cultivo18

4.2 Actividad fijadora de nitrógeno . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 19

4.3 Incorporación del N al sistema suelo-planta . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 20

4.4 Aplicación de fertilizante fraccionado . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 21

4.5 Tiempo de mineralización de las cianobacterias . . . . . . . . . . . . . . . . . 22

5. CONCLUSIONES Y CONSIDERACIONES FINALES. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 24

6. BIBLIOGRAFÍA . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 25

AGRADECIMIENTOS . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 27

15

localizaciónprofunda

localizaciónsuperficial

aplicaciónsuperficial

7

NH3agua de riego

suelo oxidado

suelo reducido

7

1

3

3 33

2

2

3

44

44

664

intercambiable fijado

Suela de arada

subsuelo

4

8

1

8

oxidadoreducido

materia orgánica delsuelo

1 hidrólisis 2 inmovilización/mineralización 3 difusión 4 desnitrificación

5 fijación 6 lixiviación 7 volatilización 8 nitrificación pérdidas

M

O

S

3

1. INTRODUCCIÓN

El nitrógeno es un nutriente que puede limitar elcrecimiento de la planta de arroz, de manera quecualquier forma de aumentar su aporte al sistemao de disminuir sus pérdidas, es importante desdeel punto de vista ecológico y económico.

La dinámica del nitrógeno en el cultivo de arrozinundado es compleja y en la figura 1 se resumenlos principales procesos involucrados. En losarrozales inundados, si bien la disponibilidad de Nes mayor que en suelos secos, tiene lugar unasecuencia de transformaciones químicas ymicrobiológicas que es necesario conocer aefectos de optimizar el manejo de los nutrientes.

Aunque el aporte de nitrógeno puede condicionarla productividad del arroz, los arrozalesinundados tienen una baja eficiencia derecuperación del fertilizante aplicado, entre un 30y un 40% (Cassman et al., 1998) porque el

nitrógeno se pierde por desnitrificación,volati l ización de NH o lixiviación. Ladesnitrificación y volatilización de NH causanpolución por producción de gases con efectoinvernadero (N O y NH ) mientras que lalixiviación puede causar contaminación de aguassuperficiales.

Debajo de la lámina de agua de inundación hayuna capa fina de suelo de unos 5-10 mm quepermanece oxidada por difusión del oxígenodesde el agua. A su vez abajo de la capa oxidada,el suelo está en estado reducido y es allí dondeestán la mayor parte de las raíces del arroz, hastala suela de arada. En el suelo reducido existetambién una capa delgada alrededor de lasraíces, oxidada por la excreción radicular de Oproveniente de los tallos vía aerénquima(Dobermann y Fairhurst, 2000).

3

3

2 3

2

Figura 1.

-

Esquema de lastransformacionesque sufre el fertilizante nitrogenadoen e l a r roza l(modificado deD o b e r m a n n yFairhurst, 2000).

PROYECTO INIA-FPTA Nº 108Estimación del nitrógeno incorporado al cultivode arroz con laboreo reducido:Fertilización y mineralización de cianobacterias.Período de ejecución: 2000 - 2003

Pilar Irisarri*Susana Gonnet*Jorge Monza*

* Laboratorio de Bioquímica.Dpto. Biología Vegetal. Facultad de Agronomía.

FIJACIÓN DE NITRÓGENOPOR CIANOBACTERIAS YFERTILIZACIÓN EN ARROZ

Las transformaciones que sufrirá el fertilizantenitrogenado en el arrozal dependen de la forma ymomento de su aplicación. En Uruguay se usageneralmente una fórmula binaria (NP) en lasiembra y luego se aplica urea en cobertura enuna o dos oportunidades (Gamarra, 1996). Lafigura 1 muestra las transformaciones del N delfertilizante en un suelo inundado. Cuando elfertilizante se aplica en cobertura el N puedeperderse como amoníaco por volatilización o losiones NH pueden difundir en el suelo oxidado yser absorbidos por la planta directamente o previanitrificación. El NH también puede serinmovilizado temporalmente en la materiaorgánica del suelo. El NO producto de lanitrificación puede ser tomado por las raíces opasar a la zona reducida donde pordesnitrificación se pierde como N O o N . A suvez, los iones NH que difunden a la capareducida pueden ser absorbidos por el arroz,adsorberse al complejo de intercambio, o serinmovilizados.

Los arrozales inundados son nichos apropiadospara la fijación biológica de nitrógeno (FBN) yposeen una variedad de sistemas fijadores denitrógeno (figura 2), heterótrofos o autótrofos, quese encuentran tanto en el suelo, asociados a laplanta de arroz, en vida libre o como endófitos(Roger, 1995). La inundación lleva a ladiferenciación de varios macro y micro ambientescon distinto potencial redox, estatus lumínico,propiedades físicas y fuentes de nutrientes parala microflora.

3

2 2

-

4

4

4

+

+

+

12 FIJACIÓN DE NITRÓGENO POR CIANOBACTERIAS Y FERTILIZACIÓN EN ARROZ

Se ha encontrado que las cianobacteriasdiazotrofas son las principales contribuyentes a lafijación de nitrógeno fotodependiente en el cultivode arroz y, dentro de ellas, las formadoras deheterocistos son las más ubicuas (Vaishampayanet al., 2001).

El hecho de que las cianobacterias seanorganismos fijadores de nitrógeno capaces degenerar su propio fotosintato las haceespecialmente atractivas para ser usadas comobiofertilizante. Los primeros ensayos deinoculación de arroz con cianobacterias serealizaron cuando se creía que las cianobacteriasformadoras de heterocistos eran escasas enarrozales (Watanabe y Yamamoto, 1971), perodesde hace varios años se conoce su abundanciaen suelos cultivados con arroz (Roger, 1995). Detodos modos, se han seguido utilizando parainocular cultivos de arroz en varios países aunquecon resultados dispares. En algunos casos seobservaron fracasos en la sobrevivencia delinoculante (Reddy et al.,1986), pero también seencontraron aumentos significativos en elrendimiento del arroz inoculado (Yanni, 1996) yesto posiblemente se debe a que la eficacia de lainoculación depende de las condiciones locales.El aporte de nitrógeno por FBN en cultivos dearroz se estima entre 8 y 30 kg de N/ ha por ciclode cultivo (Quesada et al.,1997). En Egipto, lainoculación de arroz produjo aumentos de hasta30% en el rendimiento (Yanni y Sehli, 1991),mientras que ensayos en España demostraronque la inoculación permitiría un ahorro de 50% delfertilizante nitrogenado recomendado (Carrereset al., 1996). El nitrógeno fijado por lascianobacterias puede ser liberado al medio yquedar disponible para la planta de arroz a partirde la autolisis y descomposición de las células y,en algunas especies, excretado en forma deamonio o pequeños polipéptidos en la etapavegetativa (Sinha y Häder, 1996).

La mayoría de la información sobrecianobacterias en arrozales proviene de paísesdonde el cultivo se realiza con inundaciónpermanente y sin rotar con otros cultivos. Hastahace pocos años para Uruguay se desconocíanlos datos al respecto, aunque se sabía que elcultivo de arroz utiliza más nitrógeno del que seaporta como fertilizante (Deambrosi et al., 2000).Durante los años 1997 y 1999 se realizaronensayos en la Unidad Experimental Paso de laLaguna de INIA Treinta y Tres para conocer la

2.ANTECEDENTES Y OBJETIVO

Figura 2. Ubicación de los principales fijadores de nitrógenoen el ecosistema arrozal inundado:1. asociadas con la raíz, 2. en el suelo, 3 y 8. epífitas sobre elarroz, 4 y 9. epífitas sobre malezas, 5. en la interfase suelo-agua, 6. libres, 7. en la interfase agua-aire, 10. asociadas conAzolla (Roger y Watanabe, 1986).

13FIJACIÓN DE NITRÓGENO POR CIANOBACTERIAS Y FERTILIZACIÓN EN ARROZ

abundancia, diversidad y capacidad fijadora denitrógeno de cianobacterias con heterocisto(Irisarri et al., 1999). Los ensayos que serealizaron durante tres ciclos consecutivos decultivo fueron financiados por CSIC, IFS,Rizobacter Argentina y el INIA Treinta y Tres eincluyeron tratamientos con urea, sulfato decobre, inoculado con un inoculante comercial(Rizobacter Argentina) y un testigo sin fertilizar.Los resultados de estos ensayos se resumen acontinuación.

2.1 Biodiversidad de cianobacteriasfijadoras de nitrógeno

El 90% de las cianobacterias formadoras deheterocistos encontradas pertenecían a losgéneros y y el 10% restante alos géneros , (figura3), , , , y

. Se encontró además abundancia decianobacterias unicelulares y filamentosas sinheterocistos, cuya capacidad fijadora de

Nostoc AnabaenaCalothrix Cylindrospermum

Nodularia Scytonema TolypothrixGleotrichia

Figura 3.Cianobacterias aisladasde suelo cultivado conarroz en Paso de laLaguna (INIA Treinta yTres).A. Morfología de lascolonias crecidas enplaca observadas almicroscopio estereoscó-pico (x 4) yB. observaciones conmicroscopio óptico(x 40: 1, 2 y 4; x 20: 3).1. sp.2. sp.3. sp.4. sp.

NostocAnabaenaCalothrixCylindrospermum

1A

2A

3A

4A

1B

2B

3B

4B

nitrógeno es reducida en comparación con lasformadoras de heterocistos. La composición degéneros encontrada es similar a la de otrosarrozales de diferentes lugares del mundo,incluso los tropicales (Vaishampayan et al.,2001).

Todos los años, aproximadamente a las 12semanas después de inundado el cultivo, seobservaron afloramientos macroscópicosformados mayoritariamente por cianobacteriasdel género y a veces , que 4semanas después habían desaparecido. Estascianobacterias estaban, en general, asociadasfísicamente a hojas secas de arroz y malezas(figura 4) y exhibieron en el laboratorio, tasas defijación de nitrógeno muy altas, del orden de 18

g de peso fresco delafloramiento.

La abundancia de cianobacterias de los génerosy que forman colonias

mucilaginosas, se explicaría porque el mucílagoles confiere resistencia a la sequía y a predadorescomo caracoles.

En todos los tratamientos se encontró unaevoluc ión simi lar en la densidad decianobacterias medida como unidadesformadoras de colonias (UFC), con un máximo alas 8 semanas después de la inundación (fig. 5).

Gleotrichia Anabaena

Nostoc Gleotrichia

μmol de etileno h-1 -1

2.2 Densidad de cianobacterias


Figura 4.Afloramientos de cianobacterias del género a las11 semanas después de la inundación.A. sobre el agua y B. enraíces no enterradas de plantas acuáticas.

Gleotrichia

El mayor número de cianobacterias (1.6 x 10UFC.m ) se observó en el tratamiento testigo,pero fue menor al de otras regiones arroceras delmundo (Roger et al., 1987). La baja densidadobservada puede deberse a que el suelo,ligeramente ácido, favorece el desarrollo de algasverdes (eucariotas) y malezas acuáticas quecompetirían por la luz con las cianobacterias.Además del pH, tampoco es favorable para elcrecimiento de las cianobacterias el manejoagronómico del cultivo en Uruguay, que suponeuna primera etapa en suelo seco y una historiaprevia de cultivo diferente a la de otras zonas.

El agregado de fertilizante nitrogenado, realizadocuando se sembró el cultivo, produjo una

5

-2

1

2

3

4

5

2 4 8 12

semanas después de la inundación

log

UFC

.cm

-2su

elo

inoculado

testigo

urea

cobre

Figura 5. Dinámica de las poblaciones de cianobacteriascon heterocisto a lo largo del ciclo del cultivo.Tratamientos: inoculado (Rizobacter Agentina), testigo sinfertilizar, fertilizado con 50 kg ha de urea y agregado deCuSO como alguicida.

-1

4

A. B.

Cianobacterias conheterocistob(UFCx102cm suelo-2)

Actividad nitrogenasa(µmolC2H4 m-2h-1)c

Estadioa

año 1

año 2

año 3

2

3

2

3

2

3

0

17,6

12,0

160,0

28,5

19,4

21,5

7040,0

6,1

100,0

6,5

6,4

1,7

7035,9

71,8

2,9

4,8

2,8

6,4

N kg ha -1

0

6387 ± 55

8324 ± 381

6718 ± 240

70

7658 ± 728

7939 ± 195

8686 ± 224

08,5

78,3

8,7

6,9

66,0

5,9

N kg ha -1N kg ha -1

disminución de la población de cianobacterias,como se ve en la figura 5 y en el cuadro 1. Eltratamiento con CuSO , que se realizó paraimpedir el crecimiento de cianobacterias y serusado como control, no tuvo efecto seguramentea consecuencia de la dilución de la dosis inicialagregada ocasionada por lluvias y riego.

Por otra parte el tratamiento inoculado con unadosis de inoculante seco superior al doble de larecomendada, presentó una densidad decianobacterias baja (figura 5) posiblementedebido a problemas de adaptación de las cepas,aunque también el tiempo puede no haber sidosuficiente para que las bacterias pasaran a suforma vegetativa.

La actividad reductora de acetileno (ARA) dainformación sobre la actividad nitrogenasa y, porlo tanto, sobre la FBN. La ARA se determinósegún Quesada et al. (1989) y para ello seemplearon dispositivos como el que se ve en laFigura 6.

Los mayores valores de actividad nitrogenasa seencontraron, todos los años, promedialmente 12semanas después de realizada la inundación.Estos valores permiten estimar que por ciclo decultivo ingresa al sistema aproximadamente 1 kgde nitrógeno por hectárea (Irisarri et al., 2001).Está subestimado debido a que los dispositivosse instalaron donde no había afloramientos, de

4

2.3Actividad fijadora de nitrógeno

a 2: embarrigado; 3: floraciónLa población de cianobacterias con heterocisto fue diferente entre tratamientos ( = 0,03) y entre estadosfisiológicos del arroz ( 0,001)sin diferencias significativaslos datos corresponden a las medias desvío estándar. Los rendimientos de los tratamientos con N sonsignificativamente diferentes ( 0,05) a los sin N

pp =

±p<

b

c

d

manera que no se consideró la entrada de Nconsecuencia de la actividad nitrogenasa deéstos y tampoco la de las cianobacterias epífitas.Respecto a los afloramientos, como no cubrentoda la superficie del agua y desaparecen luegode pocos días, es difícil estimar cuánto nitrógenofijan por hectárea y ciclo de cultivo.

No se observaron diferencias entre la actividadfijadora de nitrógeno del tratamiento fertilizado yel control sin nitrógeno (cuadro 1), lo que permitesuponer que la fijación de nitrógeno en estearrozal depende de otros factores además de lafertilización. Como el fertilizante se aplicó en una

Figura 6. Dispositivo para medir actividad nitrogenasa insitu. La cámara de material transparente cuenta en laparte superior con un motor a pila para mover una héliceque facilita la difusión de gases. Un tapón de gomapermite extraer las muestras de gas en tubos con vacío.


Cuadro 1. Efecto de la fertilización con urea sobre la densidad de cianobacterias, actividad nitrogenasay rendimiento del arroz (Irisarri , 2001)et al.

Rendimiento (t ha )-1 d


dosis a la siembra y el nitrógeno del suelo vuelveen unos pocos días a la concentración de unsuelo sin fertilizar, la fertilización no sería unalimitante para la actividad fijadora.

Por otra parte, la falta de correlación entre laactividad nitrogenasa y el rendimiento del arroz(cuadro 1) indicaría que el nitrógeno fijado fueescasamente usado por el cultivo. También hayque señalar que, si bien el ARA se usa paraestimar la FBN, esta técnica tiene limitaciones(Watanabe y Roger, 1984). Como no se observóinhibición de la actividad nitrogenasa por elagregado de fertilizante en condiciones decampo, se realizó un ensayo en laboratorio conaislamientos de BI42 y BI46(Irisarri et al., 2001) para determinar laconcentración de nitrógeno inhibitoria. Losresultados mostraron que con dosis bajas deamonio (0.05mM) comenzaba la inhibición y auna concentración de 1mM la inhibición de laactividad nitrogenasa a las 24 h de aplicado elamonio, fue del 90%. En el arrozal, sólo almomento de aplicar el fertilizante puedenencontrarse concentraciones de amoniosimilares o mayores a 1mM. Si la fertilización es ala siembra las cianobacterias pueden estar enformas no vegetativas y de esta forma no seafectaría la FBN.

También se midió en el laboratorio la actividadnitrogenasa de los mismos aislamientos enpresencia de los herbicidas quinclorac y propanil,para estudiar si las dosis recomendadas para elcampo afectan la FBN. Solamente el agregado de1mg.L de propanil afectó la fotosíntesis medidacomo producción de oxígeno, y la actividadnitrogenasa disminuyó más del 40% (Irisarri et al.,2001).

Nostoc Anabaena

-1

2.4 Objetivo

3.1 Ensayos a campo

Los resultados que anteceden analizados en suconjunto, parecían indicar que la inoculaciónpodría ser una buena alternativa para aumentar elnúmero de cianobacterias en estadios del cultivoanteriores a los de mayor requerimiento denitrógeno y, por lo tanto, permitir que su nitrógenose mineralizara y fuera aprovechado por la planta.

Este proyecto INIA-FPTA se propuso comoestudiar la contribución de la inoculación

con cianobacterias en asociación con una fuentequímica de nitrógeno, a la nutrición y elrendimiento del arroz.

Los experimentos en condiciones de campo serealizaron en la Unidad Experimental Paso de laLaguna en un suelo solod melánico (cuadro 2) enparcelas al azar fertilizadas con sulfato de amoniomarcado con N, en tratamientos inoculados y sininocular. La fertilización fosfatada y la aplicaciónde herbicidas fue igual para todos lostratamientos. El inoculante fue preparado a partirde cianobacterias de los géneros ,

y aisladas del propio arrozal.

objetivo

3. ESTRATEGIAEXPERIMENTAL

15

NostocAnabaena Calothrix

Cuadro 2. Propiedades de los suelos en las distintas zafras

Zafra pH(H2O) M.O.% P Bray ppm K meq/100g2000-01 5,4 2,71-3,26 6,4-7,12001-02 5,4-5,5 2,41-2,81 5,6-6,52002-03 5,1-5,2 2,64-3,21 7,3-9,1

0,22-0,230,22-0,230,27-0,29

Zafra 2000-01 y 2001-02.Los ensayos se realizaron en parcelas (de 6 mzafra 2000-01 y 12 m en la zafra 2001-02) paraevaluar rendimiento y en microparcelas de 1mfertilizadas con (NH ) SO marcado con N, paradeterminar el enriquecimiento isotópico en paja ygrano.

El diseño fue de parcelas al azar con tresrepeticiones y la siembra en microparcelas serealizó en cajones de plástico enterrados en elsuelo (figura 7) de forma de recibir el riego normal.Los dos años se fertilizaron las microparcelas a lasiembra (10 kg N.ha ) con (NH ) SO con 30%átomos en exceso (a.e.) de N, se inoculó 40 días

2

2

2

15

-1

15

4 2 4

4 2 4

Figura 7. Ensayo con N en cajones de la zafra 2000-01.Cuatro cajones, con un área de 1 m , conforman unamicroparcela.

15

2

Figura 8. Producción del inoculante en el laboratorio.Cada matraz contenía medio de cultivo sin fuente decarbono que se incubó a la luz y gaseó a efectos demantener una concentración de CO en agua suficientepara realizar la fotosíntesis.

2


después de la siembra sobre suelo inundado y lavariedad de arroz usada fue El Paso 144. Lasparcelas de rendimiento se fertilizaron sin N. Lamitad de las parcelas y microparcelas no seinocularon, y como control se usaron parcelas sinfertilizar.

15

Para preparar el inoculante se cultivaron en ellaboratorio las cianobacterias en medio BGII,gaseado, a 25ºC y con una iluminación de 150

E. m .s (figura 8). Se agregó bentonita a loscultivos para facilitar la centrifugación, elprecipitado se secó en estufa (a 40ºC) para suconservación y se revivió en medio BGII previo asu aplicación. La inoculación se realizó con unaconcentración de cianobacterias del orden de 2 x10 UFC.m , de las que 80% pertenecía al género

.Se tomaron muestras de suelo y plantas en lacosecha y la actividad nitrogenasa se midió in situel primer año a las 5, 10 y 14 semanas luego de lainoculación.

El contenido de nitrógeno de muestras vegetalesy de suelo se cuantificó por el método de Kjeldalhy el N se midió por espectrometría de masa.La técnica de dilución isotópica permiteevidenciar cuánto nitrógeno se transfiere a laplanta desde el fertilizante. Si las bacteriasaportadas como inoculante fijan nitrógenoatmosférico y éste es posteriormentemineralizado, deberían encontrarse diferenciasentre los tratamientos inoculados y sin inocular.

Para los cálculos del porcentaje de nitrógeno enla planta derivado del fertilizante (%Nddf) yeficiencia de uso del fertilizante (EUF) seutilizaron las siguientes fórmulas (OIEA, 1990):

Durante la zafra 2000-01 se evaluó larecuperación del fertilizante por un cultivo, deraigrás Estanzuela 284 que se sembró sobre elrastrojo a razón de 20 kg ha .

En base a los resultados de los dos primerosaños, el tercer año se fertilizó con sulfato deamonio en tres momentos: a la emergencia delarroz, al macollaje y al primordio, agregando encada oportunidad 10 kg N. ha . El fertilizantemarcado con 5% a.e. de N se agregó en lasdistintas parcelas según se indica en el cuadro 3.Este diseño permite medir la eficiencia del usoparcial de los 10 kg N. ha de fertilizante en cadaoportunidad, sin ningún efecto de interacciónplanta-fertilizante.

-2 -1

6 -2

15

-1

-1

15

-1

Nostoc

%Nddf = % N a.e. en la muestra vegetal x 100% N a.e. en el fertilizante marcado

EUF= kg de Nddf x 100dosis de N

15

15

Zafra 2002-03

Cuadro 3. Forma de aplicación de la fertilización con 30 kg N. ha-1

momento de aplicación del fertilizantetratamiento emergencia macollaje primordio

1 sin inocular 10* 10 101 inoculado 10* 10 102 sin inocular 10 10* 102 inoculado 10 10* 103 sin inocular 10 10 10*3 inoculado 10 10 10*

*fertilizante enriquecido con 15N


Se utilizó la variedad de arroz INIA Tacuarí y lasiembra se realizó en microparcelas con taipasindividuales, que fueron regadas en formaindependiente (figura 9). El inoculante se preparóen el invernáculo, en bandejas que conteníansuelo del arrozal y agua según Roger (1996), paraevitar problemas de adaptación de lascianobacterias al campo. Esta forma depreparación del inoculante permitió, sin embargo,el desarrollo de muchas bacterias unicelulares sinheterocisto y algas eucariotas y la población decianobacterias con heterocisto en el inoculantefue dos órdenes menor a la de los dos añosanteriores.

Se tomaron muestras de suelo y plantas enmacollaje, primordio y a la cosecha y se cuantificóel nitrógeno total por Kjeldahl y el N se midió porespectrometría de emisión óptica.

15

Figura 9. Microparcelas con taipas individualesfertilizadas con N en la zafra 2002-03.15

3.2 Ensayo de invernáculo

Se realizó un ensayo de invernáculo en cajonesque se inocularon con cianobacteriasenriquecidas con N simultáneo al ensayo de15

campo en la zafra 2001-2002. Para esto secultivaron aislamientos de los géneros ,

y en medio BGII con sulfatode amonio enriquecido con N. Para preparar elinoculante se centrifugó el cultivo y las células selavaron para eliminar el N no incorporado. Elinoculante se aplicó al inundar en una dosisequivalente a 0,9 kg N.ha (9 x 10 UFC.m ) y elenriquecimiento fue de 38% a.e. Se cosecharonmuestras de planta a los 25 y 55 días después dela inoculación y a la cosecha.

Para estudiar el tiempo necesario para lamineralización de las cianobacterias setamizaron 50 g de suelo del ensayo de Paso de laLaguna y se colocaron en frascos cubiertos conagua que se mantuvieron a 25º C y humedadcontrolada. La mitad de los frascos se inocularoncon cianobacterias y la otra mitad no se inoculó.Cada 7 días durante 6 semanas se analizó elcontenido de nitrógeno mineral y N total de 3frascos.El nitrato se midió por el método de Cataldo et al.(1975) y el amonio se cuantificó según Mulvaney(1996).

La densidad de cianobacterias fijadoras denitrógeno formadoras de heterocisto para laszafras 2000-01 y 2001-02 se presenta en elcuadro 4.

El análisis estadístico se realizó transformandolos valores a sus logaritmos correspondientes. La

NostocAnabaena Calothrix

15

15

-1 7 -2

3.3 Ensayo de laboratorio

4.1 Densidad de cianobacterias en suelodurante el desarrollo del cultivo

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN


Cuadro 4. Densidad de cianobacterias en suelo (UFC x 10 cm )a distintos tiempos luego de la inundación

2 -2

tratamiento semanaszafra 2000-01 5 10 14fertilizado 8.1 663.1 b 55.5 b

inoculado 31 713.4 b 1036.7 a

fertilizado+inoculado 55.3 2333.2 a 65.3 b

control 40.3 165.1 c 63 b

zafra 2001-02fertilizado <0.2 10.7 9 c

inoculado <0.2 4.5 454.7 a

fertilizado+inoculado <0.2 5.4 659.1 a

control <0.2 9.6 33.3 b

Letras distintas dentro de cada columna y zafra representan diferencias significativassegún LSD con 0.05p<

cantidad de cianobacterias del primer centímetrode suelo en el primer muestreo no presentódiferencias signif icat ivas entre ningúntratamiento, ninguno de los dos años. A las 10semanas luego de la inundación el tratamientoinoculado y fertilizado presentó mayor número decianobacterias (cuadro 4) en la zafra 2000-01. Sinembargo, 14 semanas después de la inundaciónel tratamiento inoculado de la zafra 2000-01 y,tanto el tratamiento inoculado como el inoculado yfertilizado de la zafra 2001-02, fueronsignificativamente diferentes a los otrostratamientos (p<0.05). Es posible que el efectoaño se deba a que en la segunda zafra hubomenor heliofanía y más días de lluvia. Se debeconsiderar que el método de dilución y plaqueo alemplear un determinado medio de cultivo asícomo condiciones artificiales de crecimiento,puede resultar en la selección de algunas cepas yno representar exactamente el número decianobacterias presentes en el campo.

El inoculante fresco utilizado se preparó a partirde cepas aisladas del arrozal como forma deeliminar el período de latencia y los problemas deadaptación a las condiciones de campo. A pesarde esto, las cianobacterias del inoculante tuvierondificultades para multiplicarse ya que recién a las14 semanas de la inundación, es decir cerca delfinal del ciclo del cultivo, se observarondiferencias entre los tratamientos inoculados y sininocular. Probablemente la dificultad en lamultiplicación se deba, entre otras causas, a queel pH del suelo en el momento de la inoculaciónpodría representar un problema para laadaptación de las cianobacterias del inoculanteque fueron seleccionadas en medio de cultivoBGII a pH 7.6 (Wilson y Alexander, 1979). Esinteresante observar que el pH inicial del sueloaumenta con la inundación y alcanza valorescercanos a 7.0 a partir de los 30 días después dela misma (Gamarra, 1996), lo que mejoraría en

ese momento las condiciones para el crecimientode las cianobacterias.

Uno de los métodos utilizados para medir la FBNes la actividad reductora de acetileno (ARA) queconsiste en cuantificar el etileno producido por laenzima nitrogenasa, responsable de la fijación denitrógeno, a partir de acetileno. Para cuantificar insitu la fijación de N se utilizó como cámara deincubación una botella transparente de polietilenode 5 L de capacidad que se insertó en el suelo(figura 6) . En la cámara se instaló un sistema deagitación formado por una varilla de acero conuna hélice movida por un motor externoalimentado con dos pilas de 1.5 V. De estedispositivo se extrajo el 10% de aire con unabomba manual y se inyectó el mismo volumen deacetileno. El motor se encendió durante 5 minutosantes de tomar las muestras para homogeneizarla atmósfera interior de la cámara. Las muestrasse tomaron a tiempo 0 y a las 4 horas después dela inyección de acetileno en tubos con vacío(Vacutainer ®) de 10 ml y el etileno producido secuantificó por cromatografía de gases.

El cuadro 5 muestra la FBN fotodependientemedida como actividad reductora de acetileno(ARA).

Si bien los tratamientos inoculados tenían mayornúmero de cianobacterias hacia el final del cultivo(cuadro 4), la actividad fijadora de nitrógeno no seincrementó (cuadro 5). Posiblemente, la cantidadde luz que incide en el suelo en esta etapa delcultivo, cuando las plantas están desarrolladas,no es suficiente para obtener la energía querequiere la fijación de nitrógeno.

4.2 Actividad fijadora de nitrógeno

2


Cuadro 5. Efecto de la inoculación sobre la actividad nitrogenasa en lazafra 2000-01

ARA ( moles de etileno m-2 h-1) *tratamiento semanas después de la inoculación Promedio

5 10 14inoculado 0.68 0.18 0.61sin inocular 0.51 0.04

0.950.40 0.32

* Las diferencias entre los tratamientos no son significativas.

Cuadro 6. Productividad, nitrógeno en la planta y eficiencia de uso del fertilizante (EUF)

zafra Tratamientosrendimiento engrano (kg.ha-1)

kg N en la planta(grano+paja).ha-1

kg Nddf *en laplanta.ha-1

% Nddf en laplanta EUF%

2000-01 inoculado 7276 921 127.5 2.2 1.7 21.8sin inocular 7858 219 135.8 2.1 1.6 21.5

-2001 02 inoculado 6401 381 135.3 1.6 1.2 17.2sin inocular 6250 226 127.0 1.3 1.0 14.0

*Nddf: N derivado del fertilizante (determinado en microparcelas)Los tratamientos no presentan diferencias significativas en ninguno de los parámetros

Cuadro 7. Porcentaje de nitrógeno recuperadopor el sistema suelo-planta en la zafra 2000-01

N del suelo (10 cm superficiales)

inoculado 4.2 2.2 64.1sin inocular 2.2 2.1 43.4

tratamiento kg Nddf enel suelo. ha-1

%Nrecuperado

kg Nddf enla planta. ha-1

Por otro lado, la escasa presencia inicial decianobacterias respecto a la presente en paísesdonde el suelo permanece inundado, hace que suaumento en el tratamiento inoculado no seasuficiente para producir afloramientos casipermanentes, característica que se observa enarrozales con niveles altos de fijación denitrógeno.

El nitrógeno incorporado por un cultivo que creceen un suelo fertilizado tiene un doble origen, el delfertilizante y el que proviene de la mineralizaciónde la materia orgánica del suelo. Mediante lautilización de un fertilizante enriquecido ennitrógeno marcado ( N), se puede determinar lacantidad de nitrógeno del cultivo que proviene delfertilizante y la que proviene del suelo.

El cuadro 6 muestra el rendimiento del cultivo y laeficiencia de uso del fertilizante en las zafras2000-01 y 2001-02 para tratamientos inoculadosy sin inocular.

No se observaron diferencias significativas entreel rendimiento de los tratamientos inoculados ysin inocular en los dos años analizados. Tampocose encontraron diferencias en la cantidad denitrógeno derivado del fertilizante en la plantaentre los tratamientos (cuadro 6). Si el aporte denitrógeno fijado por las cianobacterias hubiera

4.3 Incorporación del N al sistema suelo-planta

15

15

sido relevante, debería haberse recuperadomenos nitrógeno proveniente del fertilizante enlos tratamientos inoculados. La falta dediferencias no significa, sin embargo, ausencia deFBN sino que la inoculación no logró aumentarsignificativamente la cantidad de nitrógeno quelos microorganismos del suelo inundado fijannormalmente.

La recuperación del nitrógeno del fertilizanteaplicado a la siembra fue baja y del orden del20%, valor que concuerda con otrasdeterminaciones realizadas en suelos cultivadoscon arroz bajo inundación (De Datta et al., 1987,Sheehy et al., 2004). Cuando la dosis defertilizante aplicada es sólo de 10 kg ha , por lomenos el 98% del nitrógeno utilizado por la plantaproviene del suelo como se deduce del cuadro 6.

El N del fertilizante recuperado por el sistemasuelo-planta a la cosecha para la zafra 2000-01se muestra en el cuadro 7.

-1

La diferencia entre tratamientos respecto alnitrógeno remanente en el suelo después del

En el rastrojo de las microparcelas de la zafra2000-01 se sembró raigrás para ver si elnitrógeno fijado por las cianobacterias, yposteriormente mineralizado, era aprovechadopor el cultivo siguiente. El cuadro 8 muestra laeficiencia de uso del fertilizante aplicado a lasiembra del arroz medida luego del segundocultivo; incluye, por lo tanto, la eficiencia de usopor el arroz y por el raigrás.

Los resultados indican que no hubo diferencia enla recuperación del nitrógeno del fertilizante porparte del raigrás plantado en un suelo con historiaprevia de arroz inoculado y concuerdan con laausencia de efecto de la inoculación sobre laactividad fijadora de nitrógeno, aún después delcultivo siguiente.

La aplicación de fertilizante fraccionado en tresdosis, una de las cuales contenía N (cuadro 3),permitió calcular cuánto nitrógeno del fertilizantefue aprovechado por la planta (cuadro 9) en cadamomento de aplicación (emergencia, macollaje oprimordio).

No se encontró diferencia en el rendimiento entreel tratamiento inoculado y sin inocular cuando el

4.4Aplicación de fertilizante fraccionado

15


en la paja

kgNddf.ha-1

kg N.ha -1

tratamientomomento deaplicación

rendimiento(kg ha -1)*

índice decosecha

en laplanta

kg Nddf .ha-1

en el grano%Nddf enla planta

EUF%parcial

inoculado emergencia 10692.7 2176.4 57.4 195.7 0.73 1.29 1.00b 20.1macollaje 10712.7 1274.4 55.4 183.3 1.21 1.50 1.51a 27.1primordio 10727.3 963.7 58.7 156.2 0.14 0.24 0.24c 3.8

Sin inocular emergencia 10406.2 837 57.4 162.9 0.40 0.70 0.65b 11.1macollaje 11171.5 1073.4 56.4 184.3 0.85 1.28 1.15a 21.3primordio 12505.0 3235.3 60 200.5 0.15 0.57 0.37c 7.2

* medido en microparcelas de 1mNo se encontró interacción significativa entre inoculación y momento de aplicación del fertilizante.Las medias en la misma columna seguidas por letras diferentes fueron significativamente diferentes (p<0.01).

2

Cuadro 9. Efecto de la inoculación sobre el rendimiento y del momento de aplicación del fertilizantemarcado sobre la recuperación parcial del nitrógeno del fertilizante en la zafra 2002-03

Cuadro 8.Eficiencia de uso del fertilizante aplicado despuésde cosechado el raigrás

inoculado 2.2 2.2 64.1sin inocular 2.1 2.1 43.4

tratamiento kg Nddf enel arroz

kg Nddf enel raigrás

EUF%

cultivo es significativa con 0.08. En eltratamiento inoculado la mayor parte delfertilizante fue recuperada por el suelo y no fueincorporada a la planta de arroz. Considerandoque el nitrógeno proveniente del fertilizante en lasplantas no presenta diferencias entretratamientos, las diferencias que aparecen en elsuelo permiten plantear como hipótesis que en eltratamiento inoculado fue mayor la inmovilizaciónde nitrógeno por microorganismos. Roger (1996)comunicó que la biomasa fotosintética en elarrozal evita las pérdidas de nitrógeno alinmovilizarlo transitoriamente como nitrógenoorgánico en el suelo.

Las pérd idas de n i t rógeno por esteagroecosistema se deben a los procesosnitrificación-desnitrificación, volatilización deamonio y lixiviación (Dobermann y Fairhurst,2000). La información disponible sobre sueloscultivados con arroz indica que las pérdidasgaseosas derivan mayoritariamente de lavolatilización de amonio que ocurre en mayorproporción a pH básico (Fillery et al., 1986).Además del aumento de pH que se produce conla inundación, hay un aumento diurno debido alconsumo de CO por los organismosfotosintéticos acuáticos. Las pérdidas denitrógeno por el sistema podrían deberse,entonces, tanto a la volatilización de amoniocomo a la desnitrificación-nitrificación. Estosprocesos contribuyen de distinta forma según elsuelo se encuentre o no inundado.

En la zafra 2000-01 el nitrógeno total del suelo a lasiembra (0,16%) no disminuyó a la cosecha(0,16%) para ningún tratamiento a pesar de que laplanta tomó la mayor parte del nitrógeno del sueloy no del fertilizante (cuadro 6). Esto indicaría quela FBN aporta nitrógeno al ecosistema.

p<

2


Figura 10.e

Eficiencia parcial de uso del fertilizante aplicadon tres momentos: 1. emergencia, 2. macollaje y 3. primordio.

0

5

10

15

20

25

30

EU

F(%

)

1 2 3

momento inoculación

inoculado

sin inocular

0

50

100

150

200

250

0 50 100 150 200

días

Nto

tala

bs

orb

ido

(Kg

.ha-1

)

inoculado

no inoculado

Figura 11. Nitrógeno absorbido por la planta desde laemergencia a la cosecha (kg ha ) para el tratamientoinoculado y el sin inocular cuando el fertilizante se aplicó entres dosis. Los resultados corresponden al promedio de 3repeticiones y las barras representan los desvíos estándar.Estadios del cultivo: macollaje a los 31 días y primordio a los60 días.

-1

0

1

2

3

4

0 100 200

días

15N

dd

f(k

gh

a-1)

inoculado

sin inocular

Figura 12. N derivado del fertilizante (kg ha ) absorbido porla planta desde la siembra a la cosecha para el tratamientoinoculado y el sin inocular cuando el fertilizante marcado10 kg

N ha se aplicó a la emergencia. Los resultadoscorresponden al promedio de 3 repeticiones y las barrasrepresentan los desvíos estándar. Estadios del cultivo:macollaje a los 31 días y primordio a los 60 días.

15 -1

15 -1

nitrógeno se aplicó fraccionado, tal como ocurrióal aplicar todo el fertilizante a la siembra (cuadro6). Tampoco se encontraron diferenciassignificativas en la cantidad de nitrógeno derivadadel fertilizante para un mismo momento deaplicación entre el tratamiento inoculado y sininocular. Sin embargo las diferencias en cantidadde Nddf fueron significativas entre los 3momentos de aplicación (p<0.01) y la absorciónparcial de nitrógeno fue mayor cuando elfertilizante se agregó al macollaje (figura 10), deacuerdo a lo comunicado por Norman et al. (1992)y Wilson et al. (1989). El N derivado del fertilizanteaplicado al primordio fue el menor para losdistintos momentos de aplicación (figura 10).

La recuperación total del nitrógeno del fertilizante,obtenido de la suma de las recuperacionesparciales (cuadro 9), fue del 51% para las plantasinoculadas y del 40% para las no inoculadas.

La figura 11 muestra la evolución del contenido denitrógeno total absorbido por la planta de arroz alo largo del ciclo del cultivo para los dostratamientos, cuando el fertilizante se aplicófraccionado en tres dosis.

El máximo contenido de nitrógeno provenientedel fertilizante se detectó en la planta al primordio,tanto cuando la fertilización marcada se realizó ala emergencia (figura 12) como cuando se realizóal macollaje (datos no mostrados). Por lo tanto lamayor parte del nitrógeno del fertilizante debió serabsorbida previo a este estadio de la planta.

Figura 11

La eficiencia de uso del fertilizante por la plantafue mayor cuando el fertilizante se aplicófraccionado en lugar de en dosis única a lasiembra, aunque debe considerarse que lavariedad de arroz empleada fue distinta en losdos casos.

Con el objetivo de conocer si el nitrógenopresente en las cianobacterias, previamineralización, puede ser aprovechado por lasplantas durante un ciclo del cultivo, se realizó unensayo en invernáculo. El cuadro 10 muestra laeficiencia de recuperación del nitrógeno delbiofertilizante (cianobacterias) en distintosestadios del cultivo.

4.5 Tiempo de mineralización de lascianobacterias

Cuadro 10


0

50

100

150

200

250

0 2 4 6semanas después de la inoculación

pp

mN

min

era

l

inoculado

sin inocular

Figura 13. Evolución del nitrógeno mineral (amonio másnitrato) en el suelo después de la inoculación concianobacterias. Los resultados corresponden a promediosde 3 repeticiones y las barras representan los desvíosestándar.

Cuadro 10. Eficiencia acumulada de recuperacióndel N de las cianobacterias en distintos momentosdel ciclo del cultivo.

díasdespués de lainoculación

estadiodel cultivo

g Nddf(cianobacterias)

a EUF %

25 primordio 45 ± 9 5,055 floración 60 ± 16 6,7

100 cosecha 105 ± 22 11,7alos valores son media de 4 repeticiones ± desvío estandar

A los 25 días después de la inoculación, que serealizó simultáneamente con la inundación, ya sedetectó en la planta nitrógeno proveniente de lascianobacterias (cuadro 10). El tiempo demineralización de las cianobacterias fueentonces corto y, por tanto, suficiente para que elnitrógeno que eventualmente proviene de la FBN,sea utilizado por la planta durante el ciclo decultivo.

La eficiencia de recuperación del nitrógeno de lascianobacterias a la cosecha fue del 12% (cuadro10), del orden de la eficiencia parcial obtenida enel campo con fertilizante químico aplicado a laemergencia (cuadro 9) y la obtenida cuando todoel fertilizante se aplicó a la siembra (cuadro 6). Sinembargo, estos resultados no son comparablesya que la cantidad de N aplicado fue diferente yesto pudo tener efectos sobre el crecimiento delas plantas (diferencias en la absorción de Ndebidas a diferentes desarrollo radicular yexploración del suelo). Hay que considerarademás, que en la fertilización con cianobacteriashay un período de descomposición durante elcual el nitrógeno se hace gradualmentedisponible para la planta mientras que en lafertilización química la disponibilidad esinmediata. Por otro lado, los cultivos se realizaronen condiciones diferentes porque en elinvernáculo se inoculó con mayor cantidad decianobacterias que a campo, había abundantesafloramientos, no se agregó fertilizante químico yno se observó la presencia de malezas acuáticas.En estas condiciones, la mayor parte del Nabsorbido por la planta provino de otras fuentesdel suelo y no del inoculante.

El ensayo de laboratorio con suelos incubados atemperatura controlada y sin plantas mostró, apartir de las 5 semanas, mayor contenido denitrógeno mineral en el tratamiento inoculado(p<0.05) que en el sin inocular (figura 13). Lasvariaciones en el contenido de N mineral en elsuelo a lo largo del ciclo de cultivo son el resultadode varios procesos que interactúan e incluyen

mineralización-inmovilización y pérdidas de N(Gosh & Saha 1997). Dependiendo de lascondiciones de campo, las cianobacteriaspueden asimilar N y protegerlo para que no sepierda o ser promotoras de su volatilización comoamonio al aumentar el pH diurno del agua deinundación. Las cianobacterias pueden tambiéncausar pérdidas de N al estimular los procesos denitrificación-desnitrificación por ser productorasde O y afectar la profundidad de la capa aeróbicadel suelo (Mandal et al. 1999).

Los resultados de la figura 13 además de lospresentados en el cuadro 10, indicarían que eltiempo de mineralización no sería limitante paraque el nitrógeno de las cianobacterias seincorpore a la planta durante el ciclo de cultivo.Sin embargo, la mineralización del nitrógeno delas cianobacterias se produjo mayoritariamenteen una etapa del cultivo posterior al primordio,cuando la planta ya había absorbido buena partedel nitrógeno que necesita y la recuperación del Nde las cianobacterias por la planta fue baja aún encondiciones controladas.

2

5. CONCLUSIONES YCONSIDERACIONES FINALES

La inoculación de arroz con aislamientos decianobacterias formadoras de heterocistosrealizada a la inundación, produjo aumento de ladensidad de cianobacterias recién al final del ciclode cultivo, pero la actividad fijadora de nitrógenono se incrementó.

La inoculación no produjo un aumento en elrendimiento del arroz ni disminuyó el nitrógenoabsorbido por la planta derivado del fertilizanteaplicado, lo que indica que la FBN del inoculanteno realizó un aporte significativo a la nutrición dela planta. La recuperación del fertilizante por elsistema suelo-planta determinada después de lacosecha del arroz no varió con la inoculaciónaunque con p=0,08 fue mayor en el tratamientoinoculado.

La eficiencia del uso del fertilizante aplicado a lasiembra se situó en el orden del 20%, por lo tantola mayor parte del nitrógeno incorporado a laplanta provino del suelo. El nitrógeno total delsuelo no disminuyó luego de la cosecha lo queindicaría que la FBN aportó nitrógeno alecosistema.

Cuando el fertilizante se aplicó fraccionado lacantidad de nitrógeno derivado del fertilizante enla planta (40%) fue mayor que cuando fueaplicado en dosis única a la siembra. La eficienciaparcial de uso de fertilizante fraccionado aplicadoal macollaje fue del orden de la eficiencia de usototal cuando se aplicó unicamente a la siembra.La máxima absorción de nitrógeno por la plantaproveniente del fertilizante aplicado en tres dosisde 10 kg ha fue anterior al primordio en lavariedad Tacuarí.

La mineralización del nitrógeno de lascianobacterias medida en condicionescontroladas fue rápida ya que a los 25 días sedetectó nitrógeno proveniente de ellas en laplanta y a los 35 días, coincidente con la etapa delprimordio, el suelo sin plantas e inoculadopresentó más nitrógeno mineral que el noinoculado.

Si bien los resultados de este trabajo noevidenciaron ventajas comparativas de lainoculación con cianobacterias, su empleo comobiofertilizante debería estudiarse en otros suelosutilizados para el cultivo de arroz, antes degeneralizar las conclusiones.

-1

Como forma de obtener mejores resultadospodría considerarse, entre otros factores, eladelanto del momento de inoculación y, como noparece razonable inocular en suelo seco, en esecaso habría que manejar alternativas deinundación más temprana. Deben estudiarsetambién qué condiciones ambientales facilitan lamineralización del biofertilizante y atender alefecto de las cianobacterias sobre otraspropiedades del suelo además del contenido denitrógeno. Si bien la producción de unbiofertilizante creciendo las cianobacterias enbandejas con suelo y agua es una tecnología debajo costo, habría que considerar los problemasde escala. Los biofertilizantes como opción debentenerse en cuenta por lo menos cuando se piensaen el cultivo de arroz orgánico (Irisarri, 2005).

Todos los esfuerzos para comprender mejor elagroecosistema y sacar un mayor provecho de laFBN y por lo tanto reducir el uso de fertilizantequímico, redundarán en obvios beneficioseconómicos y ambientales.


6. BIBLIOGRAFIA

Carreres, R.; Gonzalez-Tomé, R.; Sendra, J.; Ballesteros, R.; Fernández-Valiente, E.;Quesada, A.; Nieva, M. y Leganés, F. 1996. Effect of nitrogen rates on rice growth andbiological nitrogen fixation. J.Agric. Sci. 127:295-302.

Cassman, K.; Peng, S.; Olk, D.C.; Ladha, J.K.; Reichardt, W.; Dobermann,A. y Singh, U.1998. Opportunities for increased nitrogen-use efficiency from improved resourcemanagement in irrigated rice systems. Field Crop Res. 56: 7-39.

Cataldo, D.; Haroon, M.; Scharader, L. y Youngs, V. 1975. Rapid colorimetricdetermination of nitrate in plant tissue by nitration of salicylic acid. Com. Soil Sci. PlantAnnal. 6:71-80.

De Datta, S.; Obcemea, W.; Chen, R.; Calabio, J. y Evangelista, R. 1987. Effect of waterdepth on nitrogen use efficiency and nitrogen-15 balance in lowland rice. Agron. J.79:210-216.

Deambrosi, E.; Méndez, R. y Avila, S. 2000. Fertilización. En: Arroz, Resultadosexperimentales 1999-2000, Capítulo 5, INIATreinta y Tres.

Dobermann, A. y Fairhurst, T. 2000. Nutrient management En: Rice: Nutrient disordersand nutrient management. Ed. IRRI and PPIC, Los Baños, Philippines. pp 191.

Fillery, I.R.P.; Roger, P.A. y De Datta, S.K. 1986. Ammonia volatilization from nitrogensources applied to rice fields: II. Floodwater properties and submerged photosyntheticbiomass. Soil Sci. Soc.Am. J. 50: 86-91.

Gamarra G., 1996. En Arroz, Manual de producción. Hemisferio Sur (Ed.), Montevideo,Uruguay.

Gosh TK y Saha KC 1997. Effects of inoculation of cianobacteria o nitrogen status andnutrition of rice (Oryza sativa L.) an Entisol amended with chemical and organic sourcesof nitrogen . Biol Fertil Soils 24:123-128.

Irisarri, P. 2006. Role of cyanobacteria as biofertilizers, potentials and limitations. En: AHand book of Microbial Biofertilizers. The Haworth Press Inc, USA. Chapter16. pp 417-430.

Irisarri, P.; Gonnet, S. y Monza, J. 2001. Cyanobacteria in uruguayan rice fields: diversity,nitrogen fixing abilty and tolerance to herbicide and combined nitrogen. J. Biotech.91:95-103.

Irisarri, P.; Gonnet, S.; Deambrosi, E. y Monza, J. 1999. Diversidad de cianobacteriascon heterocistos en suelos cultivados con arroz.Agrociencia 3:31-37.

Mandal B, Vleck PLG y Mandal LN. 1999. Benefitial effects of blue-green algae andAzolla, excluding supplying nitrogen on wetland ricefields: a review. Biol Fertil Soils 28:329-342.

Mulvaney, R.L. 1996. Nitrogen - inorganic forms. En: Methods of Soil Analysis. Part 3.Chemical Methods. D.L. Sparks et al. (Eds.)ASAand SSSA, Madison WI. p 1123-1184.

Norman, RJ; Guindo, D; Wells, BR y Wilson, CE 1992 Seasonal accumulation andpartitioning of nitrogen-15 in rice. Soil Sci SocAm J 56: 1521-1527.

Organismo Internacional de Energía Atómica. 1990. Empleo de técnicas nucleares enlos estudios de la relación suelo-planta. Ed. G. Hardarson, Viena pp 311.


Quesada, A.; Leganés, F. y Fernández-Valiente, E. 1997. Environmental factorscontrolling N2 fixation in mediterranean rice fields. Microb. Ecol. 34:39-48.

Quesada,A.; Sánchez-Maeso, E. y Fernández-Valiente, E. 1989. New incubation devicefor in situ measurements of acetylene-reducing activity in rice fields. J. Appl. Phycol.1:195-200.

Reddy, P.; Roger, P.; Ventura, W. y Watanabe, I. 1986. Blue-green algal treatment andinoculation had no significant effect on rice yield in an acidic wetland soil. Phil. Agric.69:629-632.

Roger, P.A. 1995. Biological N2-fixation and its management in wetland rice cultivation.Fert. Res. 42: 261-276.

Roger, PA 1996. Biology and management of the floodwater ecosystem in wetlandricefields. International Rice Research Institute, Manila, Philippines; ORSTOM, Paris.250pp.

Roger, P.A. y Watanabe, I. 1986. Technologies for utilizing biological nitrogen fixation inwetland rice: potentialities, current usage and limiting factors. Fert. Res. 9: 39-77.

Roger, P.A., Santiago-Ardales, S., Reddy, P.M. y Watanabe, I. 1987. The abundance ofheterocystous blue-green algae in rice-soils and inocula used for application in ricefields. Biol. Fertil. Soils 5: 98-105.

Sheehy, J.; Mnzava, M.; Cassman, K.; Mitchell, P.; Pablico, P.; Robles, R. y Samonte, H.2004. Temporal origen of nitrogen in the grain of irrigated rice in the dry season: theoutcome of uptake, cycling, senescence and competition studied using 15N-pointplacement technique. Field Crop Res. 89: 337-348.

Sinha, R. y Häder, D. 1996. Photobiology and ecophysiology of rice field cyanobacteria.Photochem. Photobiol. 64:887-896.

Vaishampayan, A, Sinha, R. , Häder, D., Dey, T., Gupta, A., Bhan, U. y Rao, L. 2001.Cyanobacterial biofertilizers in rice agriculture. Bot. Rev. 67:453-516.

Watanabe I. y Roger P.A. 1984.Nitrogen fixation in wetland rice fields. En: Currentdevelopment in biiological nitrogen fixation. Ed. S. Rao, Oxford and IBH Pub Co. pp. 237-276.

Watanabe, A. y Yamamoto, Y. 1971. Algal nitrogen fixation in the tropics. Plant Soil(Special issue): 403-413.

Wilson, J. y Alexander, M. 1979. Effect of soil nutrient status and pH on nitrogen-fixingalgae in flooded soils. Soil Sci. Soc.Am. .J. 43:936-939.

Wilson, CE; Norman, RJ y Wells, BR 1989 Seasonal uptake patterns of fertilizer nitrogenapplied in split applications to rice. Soil Sci SocAm J 53: 1884-1887.

Yanni, Y.G. 1996. Contribution of cyanobacterization to rice growth and performanceunder different field stand densities and levels of combined nitrogen. En: Biologicalnitrogen fixation associated with rice production. Rahnan M., Kumar A., van Hove C.,Begum Z.N.T.,Heulin T. And Hartmann A. Eds. Kluwer Academic Publishers,Dorchdrecht, pp 133-139.

Yanni, Y.G. y Sehly, M.R. 1991. Rice performance and natural infection with blast(Pyricularia oryzae Cav.) under different algalization techniques and rates of fertilizernitrogen. World J. Microbiol. Biotechnol. 7: 43-47.


AGRADECIMIENTOS

Atodo el personal de la Unidad Experimental Paso de la Laguna del INIATreinta y Tres yespecialmente al Ing.Agr. R. Méndez cuya colaboración fue muy importante, al Prof. deFertilidad C. Perdomo por la ayuda en la orientación y corrección de este trabajo, a la Lic.V. Berriel que realizó las determinaciones de N total y N en el Centro deAplicaciones deTecnología Nuclear en Agricultura Sostenible de la Facultad de Agronomía y aGoyenola y O. Otegui (DINATEN).

A la UdelaR que con la concesión del año sabático a P. I. permitió terminar elprocesamiento de los resultados, a IFS (C2747-1 y 2) por el proyecto concedido a P.Irisarri y a PROBIDES que colaboró en la financiación de los becarios M. Rovella, F.Lussich, B. del Campo, C. Fernández yA. Nopitsch.

15

R.


Impreso en Mayo de 2008 en

Olegario Andrade 4710/12MONTEVIDEO - URUGUAYTelefax: 359 0706 - 357 5550

Dep. Leg. 344.939

RUSCONI

retiro CONTRATAPA

INIA LA ESTANZUELA

INIA LAS BRUJAS

INIA TACUAREMBO

INIA TREINTA Y TRES

INIA SALTO GRANDE

INIA DIRECCION NACIONAL

COLONIAC.C. 39173

Tel. 0574 8000Fax 0574 8012

LAS PIEDRASC.P. 90200

Tel. 02 367 7641Fax 02 367 7609

TACUAREMBOC.C. 78086

Tel. 0632 2407Fax 0632 3969

TREINTA y TRESC.C. 42

Tel. 0452 5703Fax 0452 5701

SALTOC.C. 68033

Tel. 0733 5156Fax 0732 9624

MONTEVIDEOANDES 1365 P. 12

C.P. 11100Tel. 02 902 0550Fax 02 902 3633

CONTRATAPA

Documents

Fpta 21. Fijación de nitrógeno por cianobacterias y fertilización en … compartidos/18429130709161940.pdf · de arroz y, dentro de ellas, las formadoras de heterocistossonlasmásubicuas(Vaishampayan