GUIA PREPARACIÓN DE MUESTRAS HEMATOLÓGICAS · En un tubo de ensayo 13x75, ... porque estudia las alteraciones de los elementos ... • Cuando un paciente está quemado y no tiene

CURSO DE ASISTENTE DE LABORATORIO CLÍNICO

Instructoras: Dra. Gladys Becerra Depablos, Lcda. Senaida Dávila, Lcda. Luz Yadira Orozco

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PREPARACIÓ� DE MUESTRAS HEMATOLÓGICAS

Sangre: La sangre es un líquido rojo, ligeramente viscoso, ligeramente salado, con olor característico que circula por el sistema vascular (arterias, venas y capilares).

Composición: está formada por el plasma, que es un líquido incoloro, que a su vez está formado por el suelo, el fibrinógeno y los elementos en suspensión: glóbulos blancos (leucocitos), glóbulos rojos (eritrocitos o hematíes) y plaquetas. La parte solida representa un 45% y la parte liquida un 55%. La parte gaseosa contiene oxígeno, nitrógeno y ácido carbónico. Parte solida: está formada por: Glóbulos rojos: son discos bicóncavos de seis a ocho micras de diámetro y de 1.5 a 2.5 micras de espesor, en frotis teñidos se presentan como corpúsculos circulares de borde neto y liso, el color es menos intenso en el centro, donde la célula es más delgada que en la región periférica. El glóbulo rojo está lleno de hemoglobina y esta es la principal transportadora de oxígeno. Los glóbulos rojos constituyen aproximadamente el 96% de los elementos figurados. Su valor normal (conteo) en la mujer promedio es alrededor de 4.800.000 x mm3 y en el varón de aproximadamente 5.400.000 hematíes x mm3.

Funciones de los glóbulos rojos:

� Transportar oxígeno por medio de la hemoglobina. � Transportar el dióxido de carbono (CO2) � Mantener la viscosidad de la sangre



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Glóbulos Blancos o leucocitos: son células nucleadas, blandas, frágiles, se lesionan fácilmente, pueden tener formas irregulares, la mayoría son redondos u ovalados, con bordes lisos; los leucocitos más pequeños son un poco más grandes que los glóbulos rojos. Hay dos variedades:

� Granulocitos (eosinófilos, basófilos y neutrófilos). � Agranulocitos (linfocitos y monocitos).

Los leucocitos se producen en la medula ósea, baso y tejido linfático. Los granulocitos presentan gránulos en el citoplasma y dependiendo del color que tomen se llamarán eosinófilos (coloración naranja), basófilos (azul oscuro) y neutrófilos (azul claro).

Funciones de los glóbulos blancos:

� Defender el organismo de las infecciones � Intervienen en la inmunidad, por ser células formadoras de anticuerpos.

Plaquetas o Trombocitos: son pequeñas células anucleadas redondas que se producen en la médula ósea, en menor cantidad que los glóbulos rojos y blancos.



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Funciones de las plaquetas o trombocitos:

� Intervienen en la coagulación de la sangre (agregación plaquetaria). � Ayudan a regenerar los tejidos, es decir intervienen en la formación de cicatrices.

Sangre Total: Está formada por todos los elementos, y se obtiene con la adición de un anticoagulante. Parte liquida: Está formada por: Plasma sanguíneo: El plasma sanguíneo es la fracción líquida y acelular de la sangre. Está compuesta por agua en 90% y múltiples sustancias disueltas en ella. De estás las más abundantes son las proteínas, también contienen glúcidos y lípidos, así como los productos de desecho del metabolismo. Es de color amarillo pálido, casi trasparente y está formado esencialmente por fibrinógeno que se libera por la acción del anticoagulante. Es salado arenoso. Además de transportar los elementos formes, mantiene diferentes sustancias en solución, la mayoría de las cuales son producto del metabolismo celular. La viscosidad del plasma sanguíneo es 1.5 veces mayor a la del agua. Suero: es el remanente, una vez consumidos los factores hemostáticos por la coagulación de la sangre, obteniéndose un líquido de color amarillo tenue opaco, que se utiliza para realizar la mayoría de los exámenes de química sanguínea, serología, inmunología, hormonas, etc.



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Obtención de Sangre Total en el laboratorio: En un tubo de ensayo 13x75, se colocan una o dos gotas de anticoagulante, para 3ml (mililitros) de sangre, se mezcla por inversión suavemente, tres o cuatro veces, y esta sangre es la que se utiliza para realizar hematología completa. Obtención del Plasma en el laboratorio: La sangre total se centrifuga de cinco a diez minutos a 2.500 rpm, luego se extrae con una pipeta o gotero el sobrenadante, que es el plasma, y se coloca en otro tubo limpio.



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Obtención del Suero en el laboratorio: Se obtiene colocando en un tubo 13x100 SECO (es decir sin anticoagulante), se deja coagular espontáneamente dejándola aproximadamente 10 minutos en reposo, el coagulo formado se despega suavemente de las paredes del tubo con un palillo de madera y luego se pone a centrifugar. (Está comprobado que está técnica no es la recomendable, porque si se manipula mucho el coagulo produce hemolisis). Se centrifuga 10 minutos a 2.500 rpm, y después se trasvasa el sobrenadante a otro tubo limpio. DIFERE�CIA E�TRE SUERO Y PLASMA:

� El plasma tiene fibrinógeno que se libera con el anticoagulante. � El suero �O TIE�E FIBRINOGENO.

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HEMATOLOGIA

Es la ciencia que estudia la sangre des el punto de vista morfológico, fisiológico y patológico. Morfológico: porque estudia la forma de los elementos celulares. Fisiológico: porque estudia el cuerpo humano a través de la sangre. Patológico: porque estudia las alteraciones de los elementos celulares, es decir, las enfermedades que producen dichas anormalidades, por ejemplo: anemia, leucemia, etc. Parámetros que conforman la hematología: Hemoglobina (Hb): Es una proteína conjugada de color rojo, contiene eritrocitos (entre un 31 a 41%, hierro en estado ferroso), al que corresponde al función fisiológica del transporte de oxígeno (O2) anhídrido carbónico o dióxido de carbono (CO2). Valores normales:

Mujer de 12 a 14 g%

Hombre de 14 a 16 g% Hematocrito: Es el volumen de la masa de glóbulos rojos preferida a 100 ml de sangre. Valores normales:

Mujer de 36 a 42 %

Hombre de 42 a 45 %



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Glóbulos Blancos:

Valores normales de 5.000 a 10.000 x mm3 Glóbulos Rojos: Valores normales:

Mujer de 4 millones a 5 millones x mm3 Hombres de 4.5 millones a 5.5 millones x mm3

Formula Leucocitaria o Hemograma de Schilling: Tiene la siguiente proporción de elementos:

• Basófilos 0 – 1 % • Eosinófilos 2 – 4 % • Mielocitos 0 % • Metamielocitos 0 – 1 % • Núcleo encayado 3 – 5 % • Núcleo Segmentado 51 – 67 % • Linfocitos 20 – 35 % • Monocitos 4 – 8 %

Glóbulos Rojos:

Valores normales de 140.000 a 440.000 x mm3

PU�CIO� DE SA�GRE O FLEBOTOMIA La punción es la extracción de sangre venosa, arterial o capilar. La venosa es la más utilizada en el laboratorio clínico, para obtener una muestra sanguínea y se puede realizar de manera accesible en la mayoría de los pacientes ambulatorios, de consulta externa y en algunos pacientes hospitalizados. Todo paciente debe ser atendido, no importa su condición. Selección del material: Los materiales a utilizar deben considerar la toma segura para el paciente y garantizar la integridad de la muestra, así como la seguridad, facilidad del manejo del flebotomista y el procesamiento de la muestra. Guantes, inyectadoras, tubos con y sin anticoagulante, torniquetes, antisépticos, gasa, algodón.



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PU�CIO� ARTERIAL Debe ser realizada por personal capacitado (Medico, Bioanálista y Enfermeras). Las arterias más utilizadas son: la femoral, la humeral, y la radial; son pocas las arterias utilizadas para este fin, debido a su localización profunda, sin embargo en ocasiones es necesario recurrir a ellas. Ejemplo:

• Para obtención de gases arteriales. • Cuando un paciente está quemado y no tiene venas accesibles para realizar a punción. • No es una punción de rutina.

PU�CIO� CAPILAR La sangre capilar se obtiene por punción de la yema de los dedos anular o medio preferiblemente, o del lóbulo de la oreja. En niños pequeños (recién nacidos) puede hacerse del dedo gordo del pie o del talón. Tiene gran uso en el laboratorio cuando se necesitan pequeñas cantidades de sangre (pocos exámenes). Ejemplo:

� Hemoglobina y Hematócrito. � Cuenta y formula. � Frotis de sangre periférica.

� Grupo sanguíneo (tipiaje). � Plaquetas � Reticulositos



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LANCETAS DISPOSITIVO AUTOMATICO DE PUNCION

Antes de la toma de muestra capilar:

1. Preparar el material. 2. Identificar el paciente. 3. Posición del paciente. 4. Verificación de la condición del paciente (restricción de dieta, tiempo de ayuno, medicamentos,

etc.). 5. Lavarse las manos y colocarse los guantes. 6. Limpieza del sitio de punción (uso de antiséptico). 7. Colocar la lanceta o el dispositivo de manera firme, esto disminuirá la resistencia natural de la piel 8. Realizar la punción. 9. Desechar la primera gota. 10. Proceder a la recolección de la muestra (tubos capilares).



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Procedimiento:

1. Antes de realizar la punción, asegúrese de que dispone de todo el material que va a necesitar, no puede buscar el material después de hecha la punción, pues da a lugar, a que se cierre.

2. Realice la asepsia de la región a punzar, frotando con algodón impregnado con alcohol, secando luego con gasa.

Este paso es importante porque la sangre al fluir, forma una gota redonda y si la zona está húmeda la sangre se deslizará por las caras laterales del dedo.

3. Destape la lanceta por la parte superior, de manera que la punta permanezca todo el tiempo estéril. 4. Tome el dedo del paciente entre sus dedos pulgar e índice de la mano izquierda, sujetándolo

firmemente para que el paciente no retire la mano bruscamente al momento de la punción. 5. Tome la lanceta a manera de lápiz y proceda a realizar la punción con movimiento rápido,

enérgico y decidido. 6. Espere que fluya la primera gota y séquela con una gasa seca. 7. Comience a tomar muestras a partir de la segunda gota, si esta no fluye de manera espontánea, se

hace presión sobre las caras laterales del dedo, a cierta distancia de la herida a fin de obtener una gota redonda, pero esta presión no debe ser excesiva.

8. Debe recordar que está trabajando con sangre capilar, si se tarda mucho la herida se cierra. 9. Al terminar coloque una gasa en el sitio de la punción e indíquele al paciente que la sostenga hasta

que cese el sangramiento.

PU�CIO� VE�OSA

Constituye el tipo de extracción más comúnmente empleado. El lugar de elección es la región venosa antecubital (antebrazo a la altura del pliegue del codo), la cual posee piel fina, móvil, venas de un grueso calibre y relativamente superficiales. Las venas indicadas son: la cefálica, la mediana cefálica, la mediana basílica, etc.; por poseer las siguientes características:

1. Son fácilmente accesibles 2. Son venas generalmente fijas, por lo que no se deslizan al pincharlas 3. Generalmente son visibles y palpables. 4. Es el sitio menos sensible a la punción, en relación a otros.

Las venas del miembro superior se dividen en dos grupos:

a) Venas Profundas: Estas siguen exactamente la trayectoria de la arteria, tienen sus mismos límites e igual nombre.



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b) Venas superficiales o subcutáneas: Estas se encuentran debajo del panículo adiposo, es decir, debajo de la piel, son venas solitarias, no van acompañadas de ninguna arteria, estas venas son: las venas de la región del codo, área antecubital anterior. Allí existen tres venas, la radial, la cubital y la mediana, esta última se ramifica en dos: la mediana basílica interna y la mediana cefálica externa.

Nota: de estas venas las más utilizadas son: la mediana cefálica y mediana basílica, que forman parte de la “M” venosa del codo.

En algunos casos se emplean las venas del dorso de la mano, no por ser las mejores, sino por necesidad, estas venas son muy delgadas y fácilmente se rompen con mayor probabilidad de formar hematomas.

Existen también las venas del miembro inferior (la safena interna); y a nivel del cuello la vena yugular interna y externa, ambas deben ser tomadas por el médico.



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I�STRUME�TOS UTILIZADOS PARA LA TOMA DE MUESTRA

� Inyectadoras o jeringas, agujas de flebotomía: son los instrumentos utilizados para realizar la extracción de sangre; pueden ser de vidrio o plásticas; las de vidrio están en desuso, se utilizan las de plástico, por ser desechables y estériles (el contenido se garantiza estéril, mientras que el empaque permanezca cerrado y sin alteraciones). Existen de diferentes capacidades: 3 ml, 5 ml, 10 ml, 20 ml, etc.

� Agujas: estas deben ser estériles, de diversa longitud y calibre. Las más utilizadas en el laboratorio son de 20 o 21 mm de longitud por 1 o 1½ de calibre.



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PU�CIO� VE�OSA CO� VACUTAI�ER O VE�OJECT

Se utilizan tubos comerciales o preparados en el laboratorio, camisa y aguja Vacutainer. Técnica de uso de equipo Vacutainer o Venoject:

� La aguja se enrosca en la camisa � Se realiza la asepsia del sitio de la toma � Se introduce la aguja en la vena � Introducir el tubo dentro de la camisa y se presiona con el dedo pulgar, para que la aguja atraviese

la goma, perdiendo el vacío y así penetre la sangre dentro del tubo � Introducir la cantidad de tubos que necesite

Para finalizar, realizar lo siguiente:

� Sacar primero el tubo y luego la camisa con la aguja � Colocar un algodón en el sitio de la punción � Colocar nuevamente la tapa de la agujas y descartar

Tubos de ensayo (Vacutainer): Los tubos de ensayos se identifican internacionalmente por el color del tapón, según su uso:



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Se deben utilizar agujas Vacutainer y camisas especiales

Equipo alado de recolección de sangre al vacío: Se utiliza en pacientes con venas delicadas, en pacientes que se muevan durante la venopunción, en pacientes hospitalizados, pacientes oncológicos con endurecimiento venoso, pacientes infantiles y pacientes obesos.

La muestra se toma en el dorso de la mano o en los tobillos.

Materiales para la toma de muestra:

• Alcohol • Gradillas • Gasas • Torundas de algodón

• Lancetas • Laminillas • Tubos capilares • Tubos con y sin anticoagulante.



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Materiales Personales:

• Lápiz • Lapicero • Marcador

• Corrector • Torniquete • Guantes

Antes de tomar la muestra de sangre venosa:

� Realizar la anamnesis (verificar todos los datos del paciente, enfermedades, medicamentos que ingiere, etc.)

� Chequear todos los materiales de toma de muestra; deben dejarse preparados el día anterior. � Leer muy bien la solicitud de exámenes, rotular la boleta y los tubos que se van a utilizar. � Verificar que el paciente esté en posición adecuada, con el brazo apoyado de tal manera que se

mantenga inmóvil. � L asistente debe permanecer frente al paciente, al fin de tener libertad en sus movimientos. � No usar inyectadoras que tengan roto el protector, estas se deben abrir delante del paciente en el

momento de la toma de muestra. � Verificar que la aguja se encuentre bien, aspirando y expulsando aire varias veces, si al expulsar

hay alguna resistencia indica que la aguja no está permeable y se debe descartar. � Mantener la aguja tapada hasta el momento de la extracción.

Procedimiento: Aplicación del torniquete, este puede ser: una banda plana elástica o de forma tubular elástico, que se utiliza para aumentar la presión o éxtasis venoso, lo que hace que la vena sea más prominente por lo tanto más visible y palpable.

� El torniquete se debe colocar aproximadamente cinco centímetros por encima del pliegue del codo (más o menos cuatro dedos).

� Si la extracción se va a realizar en el dorso de la mano, coloque el torniquete aproximadamente a quince centímetros de la muñeca, se debe colocar sin pellizcar al piel del paciente, la lazada debe realizarse de tal manera que se liberen ambos extremos con una mano.

Selección de una vena: La vena debe palparse para saber la dirección que tiene, estas pueden ser: palpables y visibles, palpables y no visibles y, no visibles y no palpables. Para que la vena se haga más visible, se recomienda al paciente que abra y cierre la mano sucesivamente, o mediante un masaje o golpecitos sobre la vena.



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Asepsia de la piel: Una vez seleccionada la vena se pasa el algodón impregnado de antiséptico (alcohol), luego se seca con gasa, para quitar el exceso de alcohol y evitar que al paciente le arda al momento de la punción. Inserción de la aguja en la vena: Debe indicársele al paciente que cierra la mano, con el pulgar de la mano izquierda se debe inmovilizar la vena a la piel, por debajo del sitio de la punción; introduzca la aguja en dirección a la vena con el bisel hacia arriba y la escala del cilindro frente a usted. Se introduce primero en la piel y luego en la pared de la vena, penetrándola aproximadamente un centímetro; si estamos en la vena la sangre fluirá espontáneamente en el pivote de la aguja y se procede a la extracción. Extracción: Retire suavemente el embolo hacia atrás, al estar en la vena la sangre fluirá fácilmente, cuando tenga aproximadamente un (1) ml, indíquele al paciente que abra la mano e inmediatamente retire el torniquete. �OTA: NUNCA RETIRE LA AGUJA CON EL TORNIQUETE PUESTO, PORQUE LE SALDRÁ UN CHORRO DE SANGRE, LA REGLA ES:

1. QUITAR EL TORNIQUETE

2. RETIRAR LA AGUJA

Para determinaciones de: electrolitos, calcio, fósforo, se usa el torniquete solo para palpar, y se coloca no muy apretado.

Remoción de la aguja: coloque sobre el sitio de la punción una gasa o algodón seco y retire suavemente la aguja, presionando inmediatamente el sitio de la punción con la gasa.

Indíquele al paciente que doble el brazo por unos minutos o que con la otra mano se haga presión para que cese totalmente el flujo de sangre.

Trasvasar la muestra: inmediatamente retire la aguja de la jeringa, descártela en un envase plástico que contenga agua y cloro, oprima el embolo lentamente y distribuya la sangre necesaria por las paredes del tubo, con el siguiente orden:

a) Primero tubo para hematología (con anticoagulante, tapón morado) de inmediato mezcle suavemente tres o cuatro veces para que se una el anticoagulante con la sangre.

b) Segundo tubo para TP y TPT (tiempos de coagulación, tubo tapa azul o celeste) de inmediato mezcle suavemente tres o cuatro veces para que se una el anticoagulante con la sangre.



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c) Tercero tubo para química clínica (tapa roja o amarilla SIN ANTICOAGULANTE) �O

MEZCLAR.

d) Por último antes de retirarse el paciente, verificar que éste no esté sangrando.

Complicaciones inmediatas a la extracción de sangre: Como consecuencia de una extracción venosa dificultosa o complicada, se puede formar:

� Hematomas: esto puede ocurrir en los siguientes casos:

• Cuando la punción ha sido difícil y se ha traumatizado la vena. • Cuando se ha olvidado soltar el torniquete, antes de sacar la aguja de la vena. • Por punciones sucesivas a una misma vena • Cuando se traspasa la vena.

� Hemorragias prolongadas: en estos casos mantenga presión con una gasa sobre la herida.

� Mareos y desmayos: Si el paciente está sentado, doblarlo hacia adelante colocándole la cabeza

sobre las rodillas y se le indica que respire profundo

�OTAS IMPORTA�TES:

� Si la sangre NO fluye dentro de la inyectadora, cuando hale el embolo indica que no está en vena o que la atravesó.

� Con el dedo índice de la mano izquierda trate de palpar la punta de la aguja, si siente que no ha llegado a la vena, introduzca la aguja un poco más.

� Si siente que la vena se desvió a la derecha o a la izquierda, mueva la aguja sin sacarla del todo. � Si atravesó la vena, saque la aguja lentamente halando la camisa, teniendo cuidado de NO

SACAR la aguja totalmente

A�TICOAGULA�TES

Son compuestos orgánicos, que actúan como bloqueadores de la coagulación o de la agregación plaquetaria, y preservan el estado natural o fisiológico de la sangre. Se utilizan para romper el trombo o bien para prevenir la formación de estos. Ejemplo: Previene que se produzca un ACV (Accidente Cerebro Vascular).



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Clases o tipos de anticoagulantes:

� EDTA � HEPARINA � CITRATO DE SODIO � OXALATO DE SODIO

EDTA (Ácido etilendiamino-tetra-acético): Pueden ser sales dipotásicas (sodio y potasio) y disódicas (sodio y calcio), estas últimas preferidas por ser más soluble, Se comporta como poderoso anticoagulante. Es el de elección para la hematología, se utiliza al 10%.

Ventajas:

� No afecta la morfología de las células hemáticas � No modifica la velocidad de sedimentación globular (V.S.G.)

Desventajas:

� NO se debe usar en las pruebas de coagulación, porque afecta los valores intrínsecos de la coagulación.

Se debe utilizar una gota de anticoagulante por tres ml de sangre. El EDTA debe permanecer a temperatura ambiente, debe taparse el tubo una vez colocada la sangre en el tubo SUAVEMENTE.

HEPARI�A: Se utiliza tanto como in vivo como in vitro.

In vivo: porque es el anticoagulante natural que se forma en el organismo y mantiene la viscosidad de la sangre.

In Vitro: porque se utiliza en el laboratorio

Se utilizan una o dos gotas de heparina por tres ml de sangre.

Desventajas:

� No conserva la morfología de los glóbulos blancos, por lo tanto no se puede usar en recuentos diferenciales.



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CITRATO DE SODIO: se utiliza en concentraciones de 3.8% y 5%, utilizándose más el de 3.8% en

pruebas de coagulación (TP y TPT). Su proporción es 0.5ml de anticoagulante y 4.5% ml de sangre o 0,25 ml de anticoagulante y 2,25 de sangre.

OXALATO DE SODIO: Se utiliza para pruebas de coagulación, en la misma proporción de citrato de sodio. Debe conservarse en nevera.

PRESERVACIO� DE LA SA�GRE

� Se deben mantener a temperatura ambiente todas las muestras que se vayan a analizar inmediatamente, así como también la Sangre Total y el Suero.

� Se debe refrigerar (4 – 6 °C), suero, plasma y muestras que no se vayan a analizar antes de cuatro horas.

� Se deben congelar, a -20°C suero y plasma, que se vayan a analizar a largo plazo. En ocasiones se precisa la utilización de conservadores.

GRUPO SA�GUI�EO (TIPIAJE)

En 1900 Landsteiner descubrió la aglutinación que se produjo al mezclar los glóbulos rojos de un sujeto con los de otro, esto llevo a este científico a aceptar la existencia de tres grupos sanguíneos, y un cuarto grupo que fue descubierto en 1902; estas cuatros calificaciones se les denomina grupo ABO. Un grupo

sanguíneo, es una forma de agrupar ciertas características de la sangre que dependen de los antígenos presentes en la superficie de los glóbulos rojos y en el suero de la sangre.

Las dos clasificaciones más importantes para describir grupos sanguíneos en humanos son: los antígenos y el facto Rh. En la membrana de los glóbulos rojos existen unas proteínas que son diferentes en todas las personas, así que no siempre un individuo puede tolerar la transfusión de sangre de otro, ya que existen reacciones del sistema defensivo que intenta protegerse ante estas proteínas que le son extrañas, formando anticuerpos, y la sangre del receptor produce una reacción que puede ser mortal.

Factor Rh: es una proteína integral de la membrana que está presente en todas las células. Un 85% de la población tiene en esa proteína una estructura dominante que corresponde en lenguaje común a los denominados Rh+.

Rh-, es tener la misma proteína pero con modificaciones en ciertos aminoácidos, que determinan diferencias significativas en la superficie de los glóbulos rojos y hacen a los humanos Rh-.



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Materiales Para Realizar Grupo Sanguíneo

Técnica en lámina

� Laminas � Aplicadores � Muestra de Sangre Total o sangre capilar � Reactivos: suero anti A, suero anti B, suero anti AB, suero anti D (Rh).

Estos sueros deben conservarse en nevera.

Procedimiento en lámina:

• Utilice cuatro láminas rotuladas, cada una en el extremo superior con una de las siguientes letras: A, B, AB, Rh; y en el extremo inferior el número del paciente.

• En el centro de cada lámina agregue una gota de sangre.

• A la lámina rotulada con A, se le agrega una gota de suero anti A

• A la lámina rotulada con B, se le agrega una gota de suero anti B

• A la lámina rotulada con AB, se le agrega una gota de suero anti AB

• A la lámina rotulada con Rh, se le agrega una gota de suero anti Rh

• Mezcle con un aplicador diferente cada una de la láminas, y se lo entrega al Bioanálista.



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Técnica en tubo:

� Tubos de 13x75 � Sueros anti A, B, AB, D, C. � Suero control (albúmina bovina) � Muestra (Sangre Total) � Gotero o pipeta

Procedimiento en tubo:

• En un tubo 13x75 agregue dos gotas de sangre total y realice un lavado de la siguiente manera: o Agregue solución salina hasta faltar un dedo por debajo de la boca del tubo o Centrifugue por tres minutos a tres mil rpm o Descarte el sobrenadante y mezcle el paquete de glóbulos rojos.

• Realice una suspensión de glóbulos rojos de 3 a 5% de la siguiente manera: o Agregue 0.5 ml de solución salina fisiológica (SSF), a las dos gotas de glóbulos rojos

previamente lavados, suspenda (mezclar), complete a 2 ml, es decir agregue 1.5 ml de SSF.

o Tape con papel parafilm y mezcle por inversión.

• Marque cinco tubos A, B, AB, Rh y C, agregue una gota de la suspensión de glóbulos rojos a cada tubo.

• Al tubo A, se le agrega una gota de anti A.

• Al tubo B, se le agrega una gota de anti B

• Al tubo AB, se le agrega una gota de anti AB

• Al tubo Rh, se le agrega una gota de anti D

• Al tubo C, se le agrega una gota de albumina bovina.

• Mezcle y centrifugue por cinco segundos

• Colóquelos en una gradilla y entréguelos al Bioanálista.

FROTIS SA�GUI�EO

Es el extendido de una gota de sangre, sobre una lámina o laminilla; la muestra utilizada puede ser sangre total o sangre capilar.

Preparación del material:

1. Las láminas o laminillas deben estar pulidas, sin restos de grasa o polvo, para que la sangre se pueda extender uniformemente.



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2. Se deben manipular solo por los extremos

Finalidad: Un frotis permite realizar un recuento diferencial o formula leucocitaria, también permite

observar si hay parásitos sanguíneos (plasmodium).

Técnica en laminilla:

1. Tome una laminilla por las esquinas adyacentes, entre los dedos pulgar e índice de la mano derecha, esto le permitirá tener la otra mano libre para regular el tamaño de la gota (por punción capilar), toque la gota de sangre con la laminilla, (sin permitir que esta toque el dedo), adhiriendo esta gota a la laminilla. Si se utiliza sangre total, mézclela muy bien y agregue con el tubo capilar (color azul) la gota a la laminilla.

2. Tome una segunda laminilla por las esquinas adyacentes con la mano izquierda. 3. Superpóngala o colóquela sobre la laminilla que tiene la gota, de manera que forme una estrella de

ocho picos, si las laminillas están bien pulidas, la sangre se extenderá libremente sobre las dos superficies.

Laminillas formando estrellas de ocho picos

4. Una vez que la sangre se extiende, separe las laminillas con un movimiento rápido y horizontalmente. Cualquier movimiento brusco sobre las laminillas, provocará la ruptura de un gran número de células, y en consecuencia obtendrá un mal extendido.

5. Deje secar los frotis o extendidos a temperatura ambiente. 6. Rotule la laminilla con un lápiz, con la punta de una aguja o con un aplicador sobre la sangre. 7. Colorear con Gienza o Wrigth, y dejar secar. 8. Invierta la laminilla sobre una lámina porta objeto que tenga previamente una gota de aceite de

inmersión. �OTA: la lámina se debe rotular.

9. Entregue los frotis al Bioanálista ordenados en un soporte.

Precauciones en la elaboración del frotis en laminilla:

• Vigile el tamaño de la gota de sangre, para que el frotis no sea ni muy grueso, ni muy delgado.

• Evite hacer una presión fuerte entre las dos laminillas, para no romper las células.



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• El movimiento de separación debe ser paralelo, para que las células se distribuyan uniformemente.

• El frotis debe ocupar la 2/3 partes de la laminilla, es decir un poco más de la mitad. Si la técnica se realizó bien obtendrá dos frotis delgados y uniformes.

Ventajas:

1. Se obtiene una distribución uniforme de las células. 2. Se obtienen dos frotis al mismo tiempo

Desventajas:

1. Las laminillas son muy frágiles y tienden a romperse fácilmente. 2. Son más difíciles de rotular.

Si se desea preservar el frotis por un tiempo prolongado, selle los bordes de la laminilla con parafina o brillo de uñas, para evitar que se seque la preparación.

Técnica en lámina:

1. Coloque una gota de sangre en el extremo de la lámina (figura 2)

2. Tome otra lámina con la mano derecha y colóquela delante de la gota de sangre formando un

ángulo de 45° (figura 3)

3. Desplace la lámina sobre la gota y deje que se extienda en el borde (figura 4 y 5)

4. Con un movimiento suave y rápido deslice la lámina hacia el otro extremo, sin levantarla hasta

que se agote gradualmente (figura 6)

5. Déjela secar y rotúlela (figuras 7 y 8)

6. Coloréela

7. Entréguesela al Bioanálista de la siguiente forma: se debe colocar una o dos laminillas sobre la

preparación, con una gota de aceite de inmersión, o se coloca el aceite directamente sin la

laminilla.



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DEFECTOS DE U�A EXTE�SIÓ�:

• Excesiva longitud y escaso grosor o escasa longitud y excesivo grosor. Esto se debe a un inadecuado tamaño de la gota de sangre o/y a un error en la velocidad o/y a un fallo en el ángulo de extensión de la misma.



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• Presencia de escalones o estrías. Esto está ocasionado por una falta de uniformidad en el deslizamiento de la gota.

• Existencia de abundantes zonas redondeadas que carecen de sangre. Esto se produce por la presencia de restos de grasa o de suciedad en la lámina.

• Extremo final excesivamente dentado.



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COLORACIO� DE WRIGHT Y GIE�SA

Coloración de Wright: Está formada por una mezcla de azul de metileno que le proporciona el color

azul al frotis y eosina que le da el color rosado. Contiene entre sus componentes un alcohol fijador, por lo tanto no es necesario fijar el frotis antes de su coloración.

Procedimiento:

� Coloree las láminas cuando el frotis este seco y rotulado � Coloque en una bandeja de coloración, las láminas o laminillas, con el frotis hacia arriba, sobre

tapones de goma invertidos. � Cubra la lámina o laminillas con el colorante Wright, déjelo actuar por un minuto / en esta etapa

se fija el frotis a la laminilla) � Añada unas gotas de agua hasta cubrir el frotis e inmediatamente sople suavemente, hasta que se

forme un brillo metálico sobre la superficie del colorante (se sopla para que se mezcle el agua con el colorante y se evita que éste se precipite).

� Inclinar la laminilla o lámina para escurrirla, lave con agua de chorro.

Al terminar la coloración, los frotis pueden quedar con un color azul fuerte, debido a un lavado insuficiente, a un tiempo de coloración excesivo, o a un frotis muy grueso.

Pueden quedar con un color rojo debido, a un lavado muy prolongado, o a una coloración insuficiente.

Coloración de Giensa:

Preparación de la solución de trabajo:

1 ml de agua destilada ------------- 2 gotas de Giensa

Técnica:

1. Fijación: Se colocan las láminas o laminillas con el extendido hacia arriba, sobre tapones invertidos, se cubre con metanol por 5 minutos, teniendo la precaución de no dejar que el metanol (alcohol) se evapore, si esto sucede agregue más metanol y escurra a los cinco minutos sin lavar.

2. Coloración: Cubra las láminas o laminillas con solución diluida de Giensa, y déjela actuar por cinco minutos, lave con agua de chorro, déjela secar a temperatura ambiente y entréguela al Bioanálista de forma correcta.



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COAGULACIÓ�

Es un proceso de formación de un coagulo, como resultado de la transformación del fibrinógeno (proteína plasmática soluble) en fibrina que es insoluble.

Pruebas de coagulación de uso más común:

� TP: tiempo de protrombina � TPT: tiempo parcial de tromboplastina

� TC: tiempo de coagulación

� TS: tiempo de sangría

� Dosificación de fibrinógeno

� Retracción del coagulo

� Plaquetas

Obtención y manejo de la muestra:

� La muestra para estudios de coagulación debe ser tomada sin traumas, es decir, sin dificultades. � El uso de anticoagulante debe ser en proporción adecuada y debe mezclarse por inversión de

forma adecuada. � El tubo para coagulación debe llenarse de segundo o tercero, para evitar tomar tromboplastina

tisular � Una vez que la sangre se ha mezclado con el anticoagulante se centrifuga y se debe preparar

inmediatamente el plasma, es decir no dejarlo sobre el paquete de glóbulos rojos. � El plasma puede o no conservarse en la nevera, por un tiempo no mayor a 2 horas, si se guarda en

la nevera sebe sacarse unos minutos antes para que tome la temperatura ambiente. � Los anticoagulantes usados son: citrato de sodio de 3-8% y oxalato de sodio de 3-8% � No deben utilizarse plasmas hemolizados, ni lipemicos.

Realización de pruebas de TP y TPT:

• Muestra = sangre venosa (plasma)

• Proporción: � 0.5 ml de anticoagulante – 4.5 ml de sangre � 0.25 ml de anticoagulante – 2.25 ml de sangre

• Tubos Vacutainer de 10 x 65 (tapón azul)

• Tiempo de centrifugación: 10 minutos a 2.500 rpm-

Se entrega al Bioanálista de la siguiente manera: se separa inmediatamente el plasma y se coloca en un tubo de 13 x 75 o directamente en la copa de muestra, previamente rotulado.



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Rotulación de tubos:

� Debe tener el número del paciente � Debe tener la abreviación de TP o TPT según el caso. � Se reporta en segundos, de la siguiente manera:

TP = 13’’ TPT = 30’’

C= 12’’ C= 30’’

I�R (Relación �ormalizada Internacional): Cuando en la orden de exámenes, se observa esta abreviatura debe tomarse el TP, tener un suero control y el ISI, además se debe preguntar al paciente si toma anticoagulante.

ISI (Índice Internacional de Sensibilidad): Es un índice que cada fabricante asigna para

cualquier factor tisular que fabrican.

El ISI, está generalmente entre 1.0 y 2.0

ISI

TP PACIENTE

INR =

TP C.TOTAL

El valor normal del INR = 0.9 – 1.3

Valores mayores a 1.3 indican que existe mayor posibilidad de sangrado. Valores menores a 0.9 indica que existe mayor posibilidad de tener un coagulo.

Tiempo de Sangría:

Método de Ducke: Consiste en medir el tiempo que tarda en detenerse el flujo de sangre de una herida, provocada artificialmente en el lecho capilar. Mide la interacción de las plaquetas y los vasos sanguíneos, y la posterior formación del tapón



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Materiales:

• Lámina

• Lanceta

• Papel filtro

• Cronómetro

• Algodón

• Alcohol

• Gasa

Técnica:

� Realice la asepsia del lóbulo de la oreja, por ambos lados y seque con una gasa. � Coloque detrás del lóbulo de la oreja, una lámina y mantenga estirado el lóbulo sobre la lámina. � Tomando la lanceta igual que un lápiz, realizar con un movimiento rápido y enérgico, un pinchazo

al lóbulo (si la punción ha sido bien hecha, se debe sentir que la punta de la lanceta choca con la lámina, de lo contrario esta no ha sido suficiente para provocar la salida espontanea de la sangre).

� Inmediatamente de realizada la punción se pone en marcha el cronómetro. � Sin tocar la herida se toma cada 30” con el papel filtro la gota de sangre que fluye, hasta que cese

la salida de la sangre de la herida. � De acuerdo a los toques que hizo se determina el tiempo

Valores normales: 1 – 6 minutos

Recomendaciones:

� La técnica no debe ser modificada, utilizando instrumentos diferentes a una lanceta para realizar la punción.

� En caso de que el tiempo de sangría sea prolongado (más de 6 min), debe repetirse en la otra oreja, ya que al hacer la punción, se pudo romper alguna vénula, dando un tiempo de sangría falsamente prolongado.

Retracción del Coagulo: Se coloca 2 cc de sangre en un tubo de ensayo y se lleva a baño de maría a 37° por una hora.

Se reporta retracción completa una hora, si se despega totalmente el coagulo de las paredes del tubo.

Se reporta retracción incompleta, si no se ha despegado totalmente.



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Velocidad de Segmentación Globular (VSG): Es el proceso donde los eritrocitos se depositan gradualmente en el fondo del tubo en un tiempo determinado.

Materiales:

� Muestra de sangre total. � Cánula � Soporte de Wintrobe o de Westergreen � Tubos de Wintrobe o de Westergreen. � Inyectadoras.

Técnica de Wintrobe:

� Con la cánula insertada en una inyectadora, aspire 1½ cc de sangre.

� Descarte una o dos gotas. � Introducir la cánula en el fondo del tubo, ir llenando suavemente hasta llegar a la marca superior

izquierda cero. � Retire la cánula lentamente, evitando sacar la punta de la cánula de la sangre mientras llene el

tubo, con esto evitará la formación de burbujas dentro del tubo. � Coloque el tubo en el soporte para asegurar su verticalidad y marque en un reloj de laboratorio una

hora. � Leer exactamente a la hora en la escala de la izquierda, el número de milímetros que ha

descendido la columna de glóbulos rojos. � El resultado se expresa en mm x hora (Método de Wintrobe)

Valores +ormales:

Hombres: hasta 15 mm/h

Mujeres: hasta 20 mm/h

Niños: hasta 10 mm/h

Recién nacidos: 0 – 2 mm/h

Mujer embarazada: 40 mm/h a 45 mm/h



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Corrección de la Velocidad:

Una vez cumplida el tiempo (1 hora) se observa el menisco:

� Si está por arriba de cero (0) debe restársele a la lectura el número de rayitas que se pasa de cero. � Si está por debajo de cero (0), debe sumársele a la lectura el número de rayitas que esté por

debajo de cero.

Factores que afectan la VSG:

� El anticoagulante debe conservar las proporciones, entre la sangre y el anticoagulante, cualquier alteración afectará los glóbulos rojos.

� Cualquier grado de alteración respecto a su verticalidad acelera la velocidad, por tanto se deben utilizar los soportes.

� Temperatura: las variaciones extremas, pueden afectar la velocidad; por tanto la sangre total debe estar a temperatura ambiente, cualquier cambio acelera la velocidad.

� El tiempo: hay que montar la prueba, antes de las 2 horas de haber sido tomada la muestra y debe leerse inmediatamente al cumplirse la hora para dar el valor verdadero.

� El paciente debe estar en ayunas, porque hay influencia de los alimentos en los lípidos de la sangre.

Soporte de Wintrobe

Técnica de Westergreen:

Materiales:

• Tubo de Westergreen

• Soporte de Westergreen

• Sangre Total

• Gasa



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Técnica:

� Se utiliza la pipeta de Westergreen, está es una pipeta graduada de 0 – 200 mm, correspondiendo a 200 la parte inferior del tubo, se llena la pipeta por aspiración de la sangre.

� El anticoagulante usado en este método es una solución de citrato de sodio al 3.8%, en una proporción de 0.2 cc de anticoagulante por cada 0.8 cc de sangre.

� Los tubos se colocan en un sedimentador de Westergreen, y se hacen dos lecturas, la primera a la hora y la segunda a la hora siguiente.

}

Valores �ormales:

1 hora 2 horas

Hombres 3 – 5 mm 7 – 15 mm Mujeres 4 – 7 mm 12 – 17 mm

Índice de Katz:

Lectura de la 1ra hora + Lectura de la 2

da hora

Índice de Katz = 2

Soporte Westergreen



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Preparación de muestra para hematocritos (Hm): Hematocritos: Es la expresión porcentual (%) del volumen ocupado por los eritrocitos, en un volumen dado de sangre. Cuando se centrifuga la sangre a un determinado tiempo y a elevadas revoluciones por minuto, el espacio ocupado por los eritrocitos (glóbulos rojos) agrupados, se denomina hematocrito y se expresa en porcentaje (%). Materiales:

• Tubos capilares (con heparina, si se procesa con sangre capilar; sin heparina si se procesa con

sangre total). • Plastilina (se recomienda de color blanco o un color claro, que contraste con el color rojo de la

sangre). • Gasa • Tabla lectora

Procedimiento:

1. Utilizando sangre por punción capilar o sangre total bien mezclada, introduzca la punta del capilar y deje que se llene por capilaridad las ¾ partes del tubo, manteniendo el tubo casi horizontal para facilitar la entrada de la sangre.

2. Con una gasa limpie el extremo por donde se llenó. 3. Incline el tubo de un lado a otro para mezclar la sangre. 4. Selle con plastilina uno de los extremos del tubo, es decir por el extremo por donde se llenó, con

el dedo índice tape el extremo contrario y proceda a sellar. 5. Coloque el capilar en una de las ranuras de la microcentrifuga por cinco minutos a 3.000 rpm. 6. Léalo en la tabla lectora.

Tubos capilares plastilina Tabla Lectora



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Cómo utilizar la Tabla Lectora:

1. Sostenga el tubo capilar frente a la escala de manera que el fondo de la columna de eritrocitos, quede exactamente al mismo nivel dela línea horizontal cero (0).

2. Desplace el tubo a través de la escala, hasta que la línea marcada con el número 100, quede a nivel del tope de la columna del plasma, vigile que el fondo de la columna de eritrocitos continúe sobre la línea cero (0), igualmente verifique que el tubo se encuentre en posición vertical.

3. La línea que pasa a nivel del tope de la columna de eritrocitos, indicará el nivel del hematocrito.

Valores �ormales:

Recién nacidos: 50 – 62 %

Hombres: 42 – 52 %

Mujeres: 36 – 46 %

Técnica para determinar Hemoglobina (Hb):

Método Cianometahemoglobina:

Materiales:

• Muestra: sangre total o capilar.

• Tubos de 13 x 100

• Reactivo de Drabkin (5 ml)

• Gasa

• Papel parafilm

• Torniquete

• Boquilla

• Pipeta de salhi

• Pipetas serológicas o Volumétricas.

Procedimiento para montar Hemoglobina:

1. En un tubo de ensayo 13 x 100 limpio y seco, agregue 5 ml de Drabkin con pipeta serológica o volumétrica, rotulando el tubo con el número del paciente.

2. Con pipeta de Salhi, tome 20 ul (landa) de sangre capilar o sangre total previamente mezclada. 3. Limpie el extremo de la pipeta con una gasa. 4. Agregue la sangre en el tubo que contiene Drabkin, depositándola en el fondo del tubo y luego

lavar la pipeta con el líquido que se encuentra en la parte superior, aspirando y expulsando el líquido del tubo para lavar el resto de sangre que queda en la pipeta.

5. Coloque un trozo de papel parafilm al tubo u mézclelo por inversión varias veces. 6. Deje en reposo a temperatura ambiente por 10 minutos. 7. Entregue al Bioanálista para que realice la lectura.



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Valores �ormales:

Mujeres: 12 – 14 g% (gramo por ciento)

Hombres: 14 – 16 g%

Causas de error:

• La inexactitud en la medida del Drabkin y en la medida de la sangre con la pipeta de salhi.

• No mezclar la sangre total.

• No limpiar con la gasa la punta de la pipeta de salhi.

• Cuando la columna de sangre dentro de la pipeta no es continua (presenta espacios vacíos o burbujas).

• Cuando no se mezcla por inversión y no se diluye la sangre con el Drabkin.

• Cuando no se deja reposar 10 minutos.

Técnica para determinación de Glóbulos Blancos: Método Pipeta de Thomas: Materiales:

• Pipeta de Thomas

• Liquido de dilución de Turk al 3%.

• Torniquete con su boquilla

• Gasa.

• Muestra; sangre total o sangre capilar.

• Cámara de Neubauer con su cubre hematímetro.

Procedimiento: Si utilizamos sangre total, se debe mezclar muy bien para asegurar la distribución uniforme de las células.

1. Coloque el tubo con la sangre en posición casi horizontal e introduzca la punta de la pipeta, aspire hasta la marca 0.5 enrazando exactamente.

2. Limpie la punta de la pipeta con una gasa, procurando no absorber la muestra de sangre. 3. Coloque la pipeta en posición vertical dentro del líquido de Turk y aspire hasta la marca 11,

girando la pipeta entre los dedos pulgar e índice mientras aspira el líquido (este enrase debe ser exacto, no debe quedar sangre en el tallo de la pipeta).



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4. Saque la pipeta del líquido y mantenga en posición horizontal. 5. Tape la punta de la pipeta con el dedo pulgar, para evitar la entrada de aire y pérdida de líquido,

retire el torniquete y tape la otra punta con el dedo medio. 6. Coloque la pipeta en el agitador mecánico por un minuto, de no contar con el agitador mecánico

en el laboratorio, agite enérgicamente y de manera ininterrumpida de 1 a 3 minutos. 7. Descarte 2 o 3 gotas en una gasa y proceda a llenar la cámara de Neubauer por uno de sus

extremos sin permitir que se rebose la cámara, si esto sucede limpiar y comenzar de nuevo. 8. Por último se entrega al Bioanálista para que procese el examen.

Errores técnicos:

• Hematímetros y pipetas sucias o húmedas.

• No limpia el exceso de sangre en la punta de la pipeta

• Mal llenado de la pipeta.

• Contaminar el líquido de Turk con sangre.

• Agitación inadecuada.

• Mal llenado de la cámara de Neubauer.

Técnica de dilución: Materiales:

• Pipeta de salhi

• Torniquete con boquilla

• Tubo de 13 x 75

• Gasa

• Liquido de Turk

• Sangre total o capilar.

• Pipeta serológica o automática.

• Cámara de Neubauer.

Procedimiento:

1. En un tubo de 13 x 75 agregue 0.38 ml de Turk (380 ul) (landa), si se está trabajando con pipeta automática.

2. Agregue 20 ul de sangre con la pipeta de salhi o con pipeta automática, limpiando la punta con la gasa.

3. Mezcle golpeando el fondo del tubo con la mano repetidamente. 4. Proceda a llenar la cámara de Neubauer con un capilar.



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Técnica para Plaquetas: Se utilizan viales comerciales, uno para cada paciente, estos poseen un capilar para llenar con la sangre total o capilar, se mezcla y se deja en reposo por 10 minutos. Procedimiento:

1. Llene la cámara de Neubauer con el capilar del vial. 2. Tape en cámara húmeda de 10 a 15 minutos. 3. Déselo al Bioanálista para leer.

Los viales más utilizados son marca: UNOPETTE y DIAGNOPETTE. Retículocitos: Son glóbulos rojos inmaduros, que emigran de la médula ósea al torrente sanguíneo. La cantidad de Retículocitos que se encuentran en la sangre, indicará la actividad de la médula ósea. Técnica: Se utilizan dos colorantes supravitales:

1. Azul de cresil brillante. 2. Nuevo azul de metileno (Método de Brecher).

Método de Azul de Cresil Brillante: Materiales

• Dos láminas. • Laminillas

• Reactivo (Azul de Cresil Brillante) • Sangre Total o capilar.

Procedimiento:

1. Limpie y pula las dos láminas. 2. Coloque en el centro de la lámina una gota de azul de cresil brillante, realice un frotis, obteniendo

así dos láminas con una película de azul de cresil brillante, déjelas secar (se pueden conservar en una caja oscura).

3. Coloque sobre la laminilla una gota de sangre, e inviértala sobre la lámina coloreada, para que la sangre se extienda por capilaridad, se puede ayudar con una ligera presión para que quede un frotis delgado.



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4. Selle la preparación con parafina o con esperma de vela, espere 10 o 15 minutos para que los Retículositos se coloreen.

5. Entregue al Bioanálista para que lea. Técnica con el nuevo Azul de Metileno (método de Brecher): Procedimiento:

1. En una lámina coloque una gota de nuevo azul de metileno recién filtrado y una gota de sangre. 2. Colóquele encima una laminilla y presiones con cuidado. 3. Deje en reposo por 10 minutos. 4. Entregue al Bioanálista para que lea.

Valores Normales de los retículocitos: 0.5% - 1.5%

Drepanocitos: Se denominan también Hematíes falciformes, ya que debido a un proceso de polimerización hemoglobínica, los hematíes se alargan y adquieren una forma de hoz o media luna. Técnica:

1. Por método directo. 2. Por un agente reductor (metabisulfito de sodio)

Método directo: Materiales:

• Láminas • Laminillas

• Parafina • Sangre Total o capilar.

Procedimiento:

1. Coloque una gota de sangre en una laminilla e inviértala sobre una lamina 2. Realice una ligera presión para que se extienda por capilaridad 3. Repita los mismos pasos con otra laminilla 4. Selle los bordes de la laminilla con parafina, de esta manera hemos realizado una preparación de

medio anóxico (si aire)



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Método por un agente reductor: Materiales:

• Láminas • Laminillas • Parafina

• Sangre Total o capilar.

• Agente reductor (metabisulfito de sodio) Procedimiento:

1. En una lámina coloque una gota de sangre más una o dos gotas del agente reductor. 2. Coloque una laminilla sobre la preparación y realice una ligera presión a fin de formar una capa

fina. 3. Quite el exceso con una gasa. 4. Selle los bordes con parafina.

Causas de error:

• Deterioro del agente reductor (que no se ha preparado el mismo día o que no esté bien tapado). • Sellado inadecuado, quedando aire dentro de la preparación.

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GUIA PREPARACIÓN DE MUESTRAS HEMATOLÓGICAS · En un tubo de ensayo 13x75, ... porque estudia las alteraciones de los elementos ... • Cuando un paciente está quemado y no tiene