Guia Tecnica Heliconias

7/29/2019 Guia Tecnica Heliconias

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Enfermedades limitantes de la producciónde heliconias en los departamentos deCaldas, Risaralda y Quindío

1 IA. Contratista ICA Seccional Caldas

2 IA. MSc. Coordinador Diagnóstico Vegetal. ICA. Manizales3 IA. MSc Fitopatología y MA en Protección de cultivos, Coordinador de Grupo Control y Erradicación deRiesgos Fitosanitarios

Nelly Patricia Villegas Urbano 1

John Jairo Alarcón Restrepo 2

José Roberto Galindo 3



ISBN: 958-8214-45-9

© Publicación del Instituto Colombiano Agropecuario, ICA Tipo de publicación: Boletín TécnicoCódigo: 07.02.36.06Edición: Grupo Transferencia de Tecnología

Tiraje: 1.000 ejemplares

PRODUCCIÓN EDITORIAL

Diagramación, impresión y encuadernación

www.produmedios.comTel.: 288 5338 - Bogotá, DC

El contenido de esta publicación es propiedad intelectual del Instituto Colombiano Agropecuario,ICA. Prohibida su reproducción con fines comerciales.

Impreso en ColombiaPrinted in Colombia



DEPARTAMENTOS DE CALDAS, RISARALDA Y QUINDÍO

3

Contenido

Pág.

Introducción ...................................................................5

Materiales y métodos ....................................................6

Resultados y discusión ...................................................8Identificación de Nematodos ................................... 17

Virus .................................................................... 18

Conclusiones .................................................................21

Referencias ...................................................................22






5

Introducción

En el orden Zingiberales existen aproximadamente 90 géneros y 2000especies agrupadas en ocho familias, la mayoría de las cuales secultivan como plantas ornamentales; dentro de ellas las de mayor

importancia en este orden están: la familia Zingiberaceae, que cuenta conmás de 45 géneros y cerca de 1000 especies, cultivadas en especial en el

viejo mundo; y la familia Heliconiaceae, con unas 200 a 225 especies que sedistribuyen en forma natural en las regiones tropicales del mundo, en especialColombia, siendo el país con más especies, aproximadamente un centenar,que se distribuyen por toda la geografía nacional, con notable preferencia porla región Andina, en donde están presentes cerca del 75%.

La mayoría de las especies de Heliconias se encuentran en ambienteshúmedos y lluviosos, pero algunas pocas se pueden hallar en zonas secas.

Muchas de ellas habitan sitios abiertos, o con crecimiento secundario a lolargo de carreteras, o influenciados por la dinámica de ríos o aberturas dentrode los bosques. Se ha estimado que las Heliconias son más abundantes enelevaciones inferiores a los 500 m, pero hay una mayor diversidad de especiesentre 500 y 1.400 m, son muy pocas las especies que crecen por encima de los2.000 m de altitud (15).

A medida que aumentan las superficies sembradas de heliconias con finescomerciales, se ha incrementado la presencia de enfermedades producidas

por diversos microorganismos, con pérdidas hasta de un 30% en el materialcultivado (10). Las investigaciones se han enfocado en temas diversos comoinventarios, taxonomía, ecología, distribución y clasificación de heliconiasque habitan en el país; careciendo de información e investigación precisasobre los microorganismos patogénicos que afectan las especies de estegénero, estas limitaciones ocasionan pérdidas económicas, incremento en loscostos de producción y cierre de mercados internacionales.



ENFERMEDADES LIMITANTES DE LA PRODUCCIÓN DE Heliconias

6

Materiales y métodos

El trabajo de reconocimiento de enfermedades en el orden Zingiberalesen algunas especies de las familias Musáceae, Strelitziaceae,

Zingiberaceae y Heliconiaceae, se realizó en los departamentosde Caldas, Risaralda y Quindío, en explotaciones comerciales de la zona.Se analizó un total de 350 muestras en el laboratorio de fitopatología delInstituto Colombiano Agropecuario ICA, en Manizales. La toma de muestrasse llevó a cabo mediante la recolección de material vegetal de hojas, raíces,inflorescencias, seudotallos, rizomas y muestras de raíz y suelo; para laevaluación de nematodos y las pruebas de virus se realizó un muestreo basadoen síntomas externos, con comprobación a través de la técnica de Elisa.

El reconocimiento de enfermedades se realizó en las siguientes especiesdel orden Zingiberales: H. wagneriana cv Cream, H. wagneriana cv Red, H.

wagneriana cv Peterson, H. rostrata, H. bihai cv Red, H. bihai cv Lobster Claw, H. orthotricha cv Red, H. orthotricha cv She, H. orthotricha cv Colombia, H. stricta cv Lone lover , H. caribaea cv Jacquinni, H. stricta cv Las Cruces, H. stricta cv Dwart Jamaican, H. stricta cv Fire Bird, H. caribaea cv Purpúrea, H. caribaea cv Vulcano, H. caribaea cv Barbados, H. griggsiana, H. chartacaeacv Sexy Pink, H. chartacaea cv Sexy Scarlet , Calathea crotalifera, Musa

coccinea, Alpinia purpurata, Strelitzia reginae y Alpinia pink.

Para la identificación de hongos se utilizó la metodología de Castaño- Zapata

y Del Río, (7); una vez observado el crecimiento de estructuras y micelio seprocedió a realizar la identificación de los hongos comparando las característicasde las estructuras observadas con las descritas por Barnett y Hunter (3).

Para el diagnóstico de bacterias, se tomó material vegetal enfermo, se montóen un portaobjetos y se observó el flujo bacterial en el microscopio, luego seprocedió a la tinción de Gram y el material restante se sometió a cámarahúmeda. Las bacterias obtenidas de los medios de cultivo se sometieron adiferentes pruebas bioquímicas utilizando la metodología de Shaad (23),

además para ratificar la presencia de Moko ( Ralstonia solanacearum) seutilizó el kit de Agdia y pruebas de patogenicidad en diferentes variedades.




7

Para la evaluación de nematodos se utilizó la metodología de Araya y Chávez (2), tomando muestras de suelo y raíces a una profundidad de 20cm y a una distancia entre 20 cm del seudotallo; la extracción de nematodosse realizó mediante la metodología de Castaño – Zapata y Del Río (7). Para

la cuantificación poblacional de nematodos se utilizó la metodología deFigueroa (13).

Para el diagnóstico de virus en la familia Heliconiaceae y algunas especiesde las familias Musaceas, Strelitzias y Zingiberáceas, se empleó la pruebaserológica (DAS-ELISA) “Ezyme linked inmunoasorbent”, adaptada debanano y plátano (Musa AAA y Musa AAB) con los kit de Elisa, realizandoel análisis por medio de espectrofotometría a 405 nm, en la cual se tomancomo positivas aquellas muestras que registran el doble de la media de

A 405 de los controles negativos. Teniendo como referencia tres controlesnegativos por placa, se evaluó la presencia de tres virus así: virus del rayadodel banano (BSV), virus del mosaico del pepino (CMV) y virus de las brácteasdel banano (BBrMV).




8

Resultados y discusión

Los microorganismos identificados en las muestras analizadas seencuentran en el Tabla 1. Los hongos con mayor incidencia en elmuestreo fueron: Fusarium sp., Pestalotia sp., Helminthosporium sp.

y Colletotrichum sp., mientras que Hendersonia sp. sólo se identificó en unainflorescencia de H. wagneriana cv Red.

Tabla 1. Microorganismos patógenos encontrados en materialvegetal de especies de Heliconias , Musáceas , Zingiberáceas yStrelitzias .

Especie Rizoma Pseudotallo Inflorescencia Hojas

H. bihai cv Red Fusarium sp. Curvularia sp.

H. bihai Aurea Virus BSV

H. bihai cv Lobster

ClawErwinia sp. Erwinia sp.

Fusarium sp.

Pestalotia sp.

Colletotrichum sp.

Rhizoctonia sp.

Botrytis sp.

Cordana sp.

H. caribaea cv

Jacquinni

Rhizoctonia sp.

Curvularia sp.

Colletotrichum sp.

Helminthosporium sp.

H. wagneriana cv

Red

Fusarium sp.

Pseudomona

sp.

Fusarium sp.

Pseudomona sp.

Fusarium sp.

Rhizoctonia sp.

Hendersonia sp.

Colletotrichum sp.

Rhizoctonia sp.

Phomosis sp.

Diplodia sp.

Drechslera sp.

Curvularia sp.

H. wagneriana cv

Peterson

Fusarium sp.

Rhizoctonia sp.

Fusarium sp.

Dreslera sp.

Nigrospora sp.

Pestalotia sp.


Diplodia sp.

continúa...




9


H. wagneriana cv

Cream

Ralstonia

solanacearum

Fusarium sp.

Erwinia sp.

Fusarium sp.Pestalotia sp.

Drechslera sp.

Nigrospora sp.

Colletotrichum sp.

Alternaria sp.

Curvularia sp.Bipolaris sp.

Septoria sp.


Rhizoctonia sp.

H. stricta cv Lone

Lover

Colletotrichum sp.

Nigrospora sp.

Rhizoctonia sp.

Colletotrichum sp.

Giberella sp.

Glomerella sp.

Fusarium sp.

H. stricta cv Las

Cruces

Rhizoctonia sp.

Nigrospora sp.Pestalotia sp.

H. stricta cv Dwart

Jamaican

Fusarium sp.

Nigrospora sp.

Aspergillus sp.

Diplodia sp.

Pestalotia sp.

Xanthomona sp.

H. stricta cv Tagami Virus BSV

H. orthotricha cv

She

Pseudomona

sp.

Erwinia sp.

Nigrospora sp.

Rhizoctonia sp.

Chaetomium sp.Fusarium sp.

Cordana sp.

H. orthotricha cv

Red

Ralstonia

solanacearumPseudomona sp.

Colletotrichum sp.

Nigrospora sp.

Fusicladium sp.

Giberella sp.


H. orthotricha cv

Colombia

Fusarium sp.

Fusicladium sp.

H. rostrata Rhizoctonia spRalstonia

solanacearum

Fusarium sp.

Rhizoctonia sp.

Colletotrichum sp.Glomerella sp.

Cladosporium sp.

Fusarium sp.

Diplodia sp.

Rhizoctonia sp.

Glomerella sp.

Chaetomium sp.Bipolaris sp.


Colletotrichum sp.

Cercospora sp.

Virus BSV

H. caribaea cv

Purpurea

Ralstonia

solanacearumErwinia sp.

Rhizopus sp.

Fusarium sp.

Mycosphaerella

musicola

Virus CMV

H. caribaea cv

Vulcano

Ralstonia

solanacearumErwinia sp. Fusarium sp.

continúa...

...sigue




10


H. chartaceae

Pestalotia sp.

Colletotrichum sp.

Coniotyrium sp.

H. burleanaColletotrichum sp.

Pestalotia sp.

H. psittacorum cv

Golden TorchVirus BSV

H. griggsianaRalstonia

solanacearum

Colletotrichum sp.

Pestalotia sp.

Rhizoctonia sp.

Mycosphaerella

musicola

BSV

Alpinia purpurata

Fusarium sp.

Alternaria sp.

Curvularia sp.

Cercospora sp.

Alpinia pink Colletotrichum sp. Cordana sp.

Strelitzia reginae Fusarium sp. Erwinia sp. Botrytis sp.

Pestalotia sp.

Capnodium sp.

Alternaria sp.

Calathea crotalifera Fusarium sp. Fusarium sp. Alternaria alternataEtlinger elatior Fusarium sp.

Musa coccineaRalstonia

solanacearum

Colletotrichum sp.

Fusarium sp y CMV

...sigue

Teniendo en cuenta los resultados obtenidos se puede considerar a Heliconiawagneriana cv Cream, H. wagneriana cv Red y Heliconia rostrata las mássusceptibles al ataque de hongos, tanto en follaje como en inflorescencias.

El hongo Helminthosporium sp. según Maza, (19) causa la mancha de ojo(Eyespot), se encontró afectando principalmente a H. wagneriana cv Peterson,

H. rostrata y H. orthotricha cv Red, destruye la superficie de la hoja y parte delpseudotallo, lo que produce pérdidas considerables en la producción. La sinto-matología producida por el patógeno consistió en manchas irregulares de colorcafé oscuro y con un halo clorótico de aproximadamente un milímetro de diá-metro, que se amplían al coalescer, observándose lesiones con centro necróticocon un borde grueso café oscuro y con halo clorótico (Figura 1) Stover (26).

Hongos como Pestalotia sp. y Colletotrichum sp., se encontraron asociadosocasionando daños en el follaje y en las inflorescencias de Heliconia burleana




11

y Heliconia griggsiana. Los mayores daños en inflorescencias en Heliconia stricta cv Lone Lover y Heliconia orthotricha cv Red fueron asociados con elhongo Colletotrichum sp., produciendo manchas irregulares y deprimidas decolor negro, con halo de apariencia húmeda y con distribución en las brácteasde la inflorescencia (Figura 2), igualmente el hongo afecta a las hojas produ-ciendo manchas de color marrón, primordialmente en la nervadura principalde la hoja. Colletotrichum sp. ha sido reportado afectando en mayor propor-ción a Heliconia wagneriana y H. orthotricha cv Fucsias, sobre todo cuandoestán a libre exposición solar y con deficiente nutrición.

El Mal de Panamá causado por el hongo Fusarium oxysporum f. sp cubenseSmith, se encontró afectando rizomas de Alpinia purpurata y Etlinger elatior

Figura 1. Lesiones en hojas de Heliconia wagneriana cvPeterson causadas por el hongo Helminthosporium sp.

Figura 2. Daño en inflorescencias de Heliconia latispata y H.wagneriana cv Cream , afectadas por el hongo Colletotrichum sp.




12

(bastón del emperador). Se reconocen cuatro razas de este hongo, siendo laraza 3, la que afecta especies del género Heliconia (21). Este hongo penetra através de las raicillas y rizomas dañados, propagándose de los haces vascularesa otros sitios del rizoma y luego traslocándose a partes aéreas de la planta

(6). La diseminación del patógeno ocurre a través de la siembra de rizomasinfectados, movimiento de suelo, hojas contaminadas, raíces que crecenalrededor de plantas enfermas, siendo el agua de escorrentía y riego el principaldiseminador entre áreas cercanas. El hongo sobrevive en su fase saprofítica enel suelo, siendo favorecidos por alta humedad y lluvias frecuentes, situación quepermite al hongo sobrevivir indefinidamente en el suelo. Los órganos internospresentan coloraciones amarillas, rojizas o púrpuras en los haces vasculares,apareciendo los primeros síntomas en la vaina más externa del pseudotallo,la cual se extiende hacia la vaina más interna (Figura 3). Los daños se vanacentuando progresivamente, siendo las hojas internas o nuevas, las últimasque lo manifiestan (20). Es muy común observar el daño en inflorescencias por

Fusarium luego de presentarse un daño mecánico o una herida en brácteas,siendo un factor predisponente para la colonización del hongo (Figura 4).

Figura 3. A. Rizoma de Heliconia bihai cv Lobster . B. y C.Rizomas de Etlinger elatior afectados por Fusarium sp.

Alternaria sp. se encontró afectando a Heliconia wagneriana, presentándosenumerosas manchas de color blanco en los bordes de las hojas, que a medidaque avanzó la enfermedad se tornaron redondas o concéntricas, con márgenesirregulares de color café oscuro de diferentes tamaños, rodeadas de un halo clo-rótico, las cuales al final coalescen, tomando un aspecto de quemazón (Figura5A). Este hongo se observó solo en hojas con deficiencias de magnesio.

Botrytis sp. es un hongo parásito facultativo, con numerosos hospedantesincluyendo malezas, es quizás uno de los hongos que causa más dificultades

en ornamentales, especialmente en poscosecha y está ampliamente distribuidoen diversos cultivos. El ataque del hongo es favorecido por temperaturas




13

bajas, humedad relativa alta y duración del agua sobre la superficie de lostejidos. Las conidias se desarrollan en la noche y se diseminan por el viento

y el agua en la mañana, cuando las temperaturas suben y la humedad baja.Las esporas que han germinado rara vez penetran directamente los tejidos,pero lo hacen a través de heridas (Elad, 1996).

Las inflorescencias de las heliconias afectadas por este hongo, presentanmanchas de diferentes tamaños, con bordes indefinidos y de color café oscuroa negro, con necrosis en el centro de la lesión, distribuidos por toda el área dela inflorescencia (Figura 5B).

Figura 5. A. Manchas producidas por Alternaria sp. en hojas de

Heliconia wagneriana cv Cream . B. Botrytis sp. en H. bihai cv Lobster Claw

Figura 4. Inflorescencia de Heliconia wagneriana cv Cream ,con manchas ocasionadas por Fusarium sp.




14

Mycosphaerella musicolao sigatoka amarilla se presentó en hojas de Heliconia caribaea y H. platystachys, resultado que coincide con los de Madriz y colabo-radores (17). El hongo produce manchas en forma oval con borde definido, cen-tro de color marrón a negro, con un halo amarillo. Los síntomas varían según el

hospedante, edad de la planta y estadio de desarrollo de la enfermedad (Figura6). La duración del ciclo de vida del agente causal de la Sigatoka amarilla varíaen función del hospedante y de las condiciones climáticas. Los factores climá-ticos que más inciden en la germinación de los conidios son: la presencia depelículas de agua, mientras que las ascosporas lo pueden hacer en humedadesrelativas superiores al 95%. La germinación ocurre en 1-6 horas, dependiendode la temperatura, siendo la óptima 28 ºC, y a medida que aumenta la precipi-tación, aumenta el grado de infección en las hojas (4).

Figura 6. Hojas de H. platystachys y H. caribaea cv Purpurea ,afectadas por Mycosphaerella musicola

Cordana sp., se encontró afectando los follajes de Heliconia bihai Lobster , H. orthotricha She y Alpinia pink. La presencia del patógeno es favorecidapor la alta humedad relativa, deficiente nutrición y altas temperaturas,siendo el viento y el agua los principales diseminadores de las conidias. Lasintomatología observada en el follaje consistió en manchas de forma oval, lascuales inicialmente tienen una coloración castaño claro con zonas concéntricas

y borde marrón, que con el tiempo aumentan de tamaño hasta unirse unas conotras y ocasionar el secamiento parcial o total del limbo (Figura 7).

La bacteriosis producida por Erwinia paradisiaca (11), se encontró afectandopseudotallos y rizomas de Heliconia caribaea. En daños iniciales se observa




15

una quemazón en el borde de las hojas más viejas, similar a la ocasionadapor deficiencia de potasio o fósforo que avanza a toda la lámina foliar y produce un amarillamiento general de la hoja (Figura 8A). La sintomatologíainicial en los pseudotallos consistió en manchas acuosas, translúcidas, decolor amarillo y finalmente rojizo a castaño oscuro, que afectan la partebasal de la planta y producen volcamiento de algunas partes del sitio o todassegún la diseminación de la enfermedad (Figura 8B), con el tiempo la lesiónproduce un olor fétido característico que atrae insectos, en especial picudosque distribuyen la enfermedad en el cultivo (Figura 8C). Según Salazar (22),

Aranzazu y colaboradores (1), la principal causa de la enfermedad en plátano y banano es un desequilibrio nutricional, especialmente la carencia de potasio y boro, y entre los factores que aumentan la severidad de la enfermedad estánlos largos períodos de sequía alternados con fuertes lluvias (11).

Figura 7. Hojas de H. bihai con lesiones por el hongoCordana sp.

Figura 8. Síntomas típicos de Erwinia en Heliconia caribaea

cv Vulcano : A. Clorosis de hojas. B. Volcamiento de seudotallo.C. Pudrición basal




16

La bacteria Ralstonia solanacearum E. F. Smith raza 2 se presentó enseudotallos y rizomas de H. caribaea Vulcano, H. caribaea Purpurea, H.

griggsiana, H. orthotricha, H. rostrata, H. wagneriana Cream y Musa coccinea, observándose en las variedades a lo largo del seudotallo líneas de

color marrón producto del taponamiento de los haces vasculares, síntomassimilares a los producidos en plátano y banano (Figura 9A); que en la medidaque avanza pudre o seca la hoja bandera (Figura 9B); en cuanto al daño en elrizoma se produce un necrosamiento interno, algunas veces con producciónde exudado espeso y sin olor (Figura 9C).

Figura 9. Síntomas de moko Ralstonia solanacearum E. F.Smith. en H. caribaea: A. Líneas de color marrón a lo largo delseudotallo. B. Pudrición interna de la hoja bandera. C. Dañointerno en rizoma con necrosamiento

La bacteria puede permanecer viable en el suelo hasta 18 meses, deacuerdo con las condiciones ecológicas y flora prevalente en cada área.Su diseminación puede ocurrir por nematodos, insectos como picudos,

Apis, Trigona y Polystes, de igual manera, por el uso de herramienta sindesinfestar provenientes de lotes afectados a plantas sanas, sin embargo,los principales medios de transmisión de la enfermedad han sido lassemillas provenientes de plantas afectadas y las corrientes de agua. Entrelos hospedantes asintomáticos se tiene a Emilia sonchifolia (Diente leónrojo), Solanum nigrum (Hierba mora), Bidens pilosa (Amor seco), Browalia

americana (Teresita azul), Commelina sp. (Siempre viva) y Phyllantus corcovadensis (Viernes santo) (20).




17

Identificación de Nematodos

En Colombia hay pocos estudios de reconocimiento y poblaciones querealizan daño económico en Heliconias, sin embargo, se toman de referencia

las especies y poblaciones identificados en plátano y banano por perteneceral orden zingiberales.

Los nemátodos que se identificaron en las muestras de suelo y raícesfueron: Meloidogyne sp., Helicotylenchus sp., Rotylenchus sp. y Tylenchus sp., presentándose las mayores poblaciones de Meloidogyne sp. en Heliconia

bihai con 6000 nem/100 g de raíz y Helicotylenchus sp. en H. psittacorumGolden torch con 4000 nem/100 g de raíz reportados por Speijer y De. Waele,(25), como nematodos dañinos en cultivos de Musaceas (Tabla 2). En ninguno

de los muestreos se encontró Radopholus sp., considerado el nematodo queocasiona los daños más severos en cultivos de plátano y banano. Es de resaltarque se presentaron poblaciones muy altas de nematodos saprofitos debido alas altas aplicaciones de materia orgánica en las explotaciones evaluadas.

ESPECIESUELO RAÍZ

20 cm 40 cm 20 cm 40 cm

H. wagneriana 8000 saprofitos Negativo 2000 saprofitos *

H. bihai 6000 saprofitos Negativo Negativo *

H. bihai 6000 Meloidogyne Negativo Negativo *

H. wagneriana Negativo Negativo Negativo *

H. stricta6000 Rotylenchus

2000 saprofitosNegativo Negativo *

H. wagneriana Cream 8000 saprofitos Negativo 8000 saprofitos *

H. psittacorum Golden torch 4000 Helicotylenchus 2000 saprofitos - *

H. caribaea Amarilla

2000 Helicotylenchus

2000 Tylenchus

2000 saprofitos

2000 Tylenchus Negativo *

H. orthotricha 2000 Helicotylenchus * 2000 saprofitos *

Alpinia purpurata (Ginger) 6000 saprofitos * * *

Etlinger elatior (Bastón del

emperador)2000 Rotylenchus sp. * *

H. caribaea Gold 4000 Helicotylenchus * 6000 saprofitos *

H. chartacea Sexy pink 6000 Tylenchus * *

H. caribaea Llimon 2000 Helicotylenchus * *

* ausencia




18

Según Davide (9), los parámetros de umbral económico para Meloidogynesp., están en 5000 nematodos en 100 g de raíz, y las poblaciones de la zonafueron de 4400 a 7400 nemátodos en 100 g de raíz. Es necesario implementarestrategias de manejo al cultivo, ya que el ataque de este nematodo puede

ocasionar deformaciones y pérdida en producción, una de las medidas decontrol es el arreglo que se realiza en las raíces de los cormos antes de lasiembra (12).

Sikora y Schlosser (24) reportan en plátano para el género Helicotylenchus daño con poblaciones superiores a 50.000. En el muestreo evaluado laspoblaciones fueron de 4.000 nematodos/100 g de raíz. El riesgo es queadicionalmente al daño directo causado por el nematodo y el debilitamientodel sistema radicular, crea un ambiente propicio para que ocurra el ataque dehongos como Fusarium sp., y bacterias como Erwinia sp., Ralstonia sp., lascuales tienen la capacidad de afectar la región vascular de la raíz y ocasionarla muerte de las plantas (25) (19).

Virus

Los resultados fueron los siguientes: se encontraron ocho muestras positivasde 50 analizadas para BSV en Heliconia shumaniana, H. griggsiana, H.

rostrata, H. stricta Tagami, H. bihai cv Aurea, H. psittacorum cv Golden Torch y H. stricta Quito Gold. Los rangos de diferencia respecto a la lectura de loscontroles negativos se presentan en la siguiente tabla:

MuestraLectura de absorbancia a

405 nmDiferencia respecto a los

controles negativos 0.461–X

H. shumaniana 0.748 0.287

H. griggsiana 0.665 0.204

H. stricta cv Tagami 0.579 0.118H. stricta Quito Gold 0.663 0.202

H. rostrata 1.893 0.914

H. latispatha 1.728 0.773

H. psittacorum cv Golden Torch 1.309 0.222

H. bihai cv Aurea 1.809 0.857

La diferencia más alta se encontró en Heliconia rostrata, quien superó a loscontroles negativos en 0.914 nm.




19

Dos virus son actualmente reconocidos como problemas significativos enplátano y banano en la región: virus del rayado del banano (Banana streak

virus, BSV y el virus del mosaico del pepino (Cucumber mosaic virus, CMV).Existen reportes de otros virus, pero estos aún no han sido caracterizados (14).

De los virus encontrados en el orden de las zingiberales están: el BSV (BananStreak Virus) que es transmitido entre plantas por el insecto Planococcus citri, conocido como “cochinilla” o “chinche harinosa” de los cítricos. En lasplantas infectadas se observó un rayado clorótico, el cual inicialmente formarayas pequeñas y aisladas que adquieren distintas tonalidades desde amarillopálido hasta anaranjado y luego produce necrosis en las hojas; los síntomas

varían fuertemente durante el transcurso del año. Una o dos hojas puedenemerger con síntomas pronunciados, seguido por una sucesión de hojas consíntomas inconspicuos o sin ellos, las cuales contienen niveles detectablesde partículas virales. Esta periodicidad en la expresión de síntomas estárelacionada con las fluctuaciones de la temperatura y los síntomas sonmás fáciles de observar en plantaciones localizadas en áreas con marcadosperiodos de variación de temperatura, que en áreas donde este factor climáticopermanece constante a través de todo el periodo de desarrollo del cultivo (18)(Figura, 10). Este virus solo se transmite a través de la semilla y mediantepropagación vegetativa (5). La presencia del virus BSV en Heliconias es elprimer reporte a nivel regional.

Para el análisis de CMV resultó positiva la muestra de Musa coccinea, lacual presentó una diferencia promedio de 0.404, muy alta con respecto a losotros valores, lo que indica elevada concentración de partículas virales. Lainfección ocasionada por este virus produce la pérdida de color de la hoja porparches, mosaico foliar, amarillamiento, pudrición del seudotallo y necrosisde la última hoja. A medida que la enfermedad progresa, las hojas emergendeformadas, tanto que las márgenes foliares en lugar de ser curvadas,

Figura 10. A. Heliconia shumaniana . B. H. caribaea . C. Heliconia

caribaea chartreuse afectadas por el virus BSV




20

presentan una ondulación irregular a menudo con parches de tejido necrótico,son de carácter sistémico y originan clorosis intervenal más visible a trasluz(Figura 11). Para BBrMV y BBTV no se encontró ninguna muestra positiva enmuestras visuales ni en laboratorio.

Figura 11. Mosaico característico de CMV que se presenta enMusa coccinea

El problema de plantas infectadas con virus radica en que algunos de losmateriales producidos son utilizados como semilla en otras regiones, lo queincrementa la dispersión del patógeno en el campo; la semilla usada por el

agricultor no es seleccionada y puede transmitir el BSV a través del cormo,como lo indican Danniels y colaboradores (8) y Belalcázar y colaboradores (5).




21

Conclusiones

• Falta incentivar a los agricultores de la zona para que usen material certifica-do y establecer medidas legislativas para distribuir el material de siembra.

• Las pruebas serológicas DAS ELISA y visuales confirmaron la presencia deCMV, BSV.

• Los fitonematodos son una amenaza y representan un potencialdestructivo considerable para los cultivares comerciales, su efecto debe serobservado, evaluado y analizado con detalle en los sistemas productivos;se debe desplegar mayor uso de análisis nematológico para el manejo depoblaciones de campo.

• Las altas poblaciones de nematodos saprofitos encontrados se deben a la

materia orgánica aplicada en los cultivos.

• H. wagneriana y H. caribaea son las más susceptibles al ataque denematodos, H. wagneriana Amarilla y H. orthotricha cv Fucsias son mássusceptibles al ataque de Collettrichum sp. Alpinia purpurata (Ginger) y

Etlinger elatior (bastón del emperador) son propensas al mal de Panamá.Para la zona se encontró ataque de Moko en especies de la familiaZingiberaceae como Musa coccinea, H. caribaea, H. orthotricha y H.

griggsiana. Cercospora sp. se encontró afectando a H. rostrata y Alpinia

purpurata. La Heliconia caribaea Vulcano es la más susceptible al ataquede bacteriosis producida por Erwinia sp. Botrytis sp. afecta especialmenteen poscosecha.

• De acuerdo con las incidencias y las poblaciones de nematodos encontradosen la zona, se estima la importancia relativa de los géneros Helicotylenchus,

Meloidogyne sp. y Pratylenchus sp.

• Se deben seguir realizando estudios regionales en nematodos para poder

conocer las poblaciones que causan nivel de daño económico y así aplicarmedidas de manejo integrado en el cultivo.




22

Referencias

1. Aranzazu, H. et al . 2002. El cultivo del plátano. Manual técnico.Manizales.114 p.

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Guia Tecnica Heliconias