FACULTAD DE CIENCIAS DEL MAR

DEPARTAMENTO DE ACUICULTURA

LABORATORIO DE CULTIVO DE PECES

Herramientas para el cultivo de larvas de peces marinos

Experiencias con Paralichthys adspersus y Seriolella violacea

MSc Marcia Oliva (moliva@ucn.cl )

Dr. Alfonso Silva (asilva@ucn.cl)

MISION LABORATORIO DE PECES

Transferir conocimiento técnico-biológico a pescadores artesanales para el desarrollo de APE.

Desarrollar y transferir conocimiento científico -tecnológico a comunidad científica y productiva nacional e internacional

Contribuir a la formación y perfeccionamiento de profesionales de pre-post grado, así como también a nivel técnico en el área de cultivo de peces

LINEAS DE INVESTIGACION

Línea 1.

Reproducción de Peces Marinos en

Cautiverio

Línea 2.

Técnicas de cultivo larval de peces

marinos

Línea 3.

Pre-engorde (crecimiento) Peces Marinos de interés

comercial

Difundir conocimiento, crear paquetes tecnológicos y transferir al sector productivo nacional y latinoamericano.

CAPACIDADES

Estanque Acondicionamiento Palometa, 60 m3. Estanques Acondicionamiento Cojinoba, 10 m3.

Área Reproducción

Sala cultivo larval, 8 estanques. Sala RAS Sala incubación

Área cultivo larval

Sala Rotíferos Sala Artemia

Área alimento vivoCAPACIDADES

Área pre-engorde y engorde

Investigación, Desarrollo e Innovación (I+D+i)Programa Desarrollo tecnología de cultivo de peces marinos de alto valor comercial (1988-2017).

Objetivo: Desarrollar y evaluar tecnologías de cultivo de especies marinas nativas de valor comercial para la zona norte del país.

Proyecto 1: 1988-2000 (FINALIZADO). Factibilidad de Cultivo de peces planos en Chile (Paralichthys microps y P.Adspersus). Proyecto UCN- Empresas.

Proyecto 2: 2003-2008 (FINALIZADO). Investigación y Desarrollo de una tecnología base de cultivo, para laproducción de Cojinoba del Norte (Seriolella violacea). Proyecto FONDEF D02I1161 (UCN).

Proyecto 3: 2004 – 2007 (FINALIZADO)Nuevos productos para la industria de la alimentación larvaria de Peces:Desarrollo de nuevos métodos de producción de alimento vivo y producción de enriquecedores artificiales pararotíferos. Proyecto FONDEF AQ 04I1006.

Proyecto 4: 2009-2012 (FINALIZADO) Desarrollo e implementación de tecnologias de acondicionamiento yreproducción de peces pelágicos: Bonito (Sarda chilensis) y dorado (Seriola lalandi). Proyecto FONDEF DO7I1015(Universidad de Tarapacá-UCN).

Proyecto 5: 2009-2014 (FINALIZADO). Investigación y Desarrollo de una tecnología base de cultivo, para laproducción de Cojinoba del Norte (Seriolella violacea). Segunda Parte: Producción de juveniles y engorde en jaula.Proyecto FONDEF D02I1161 (UCN).

Proyecto 6 : 2014-2016 (FINALIZADO)Proyecto “Transferencia Tecnológica de la tecnología de cultivo de cojinobadel norte (Seriollela violacea) para el desarrollo de acuicultura de pequeña escala en la Región deCoquimbo.Proyecto Innova Chile CORFO (UCN).

Proyecto 7: 2018-2019 (EN CURSO)Levaduras autóctonas para la producción sustentable de larvas de pecesmarinos. Proyecto FONDEF IDeA ID17I10247. (U. de Chile – UCN)

Proyecto 8: 2017-2018 (EN CURSO). Programa de Transferencia tecnológica del cultivo de Cojinoba del Norte(Seriolella violacea) en balsas jaulas, para potenciar el desarrollo de la acuicultura de pequeña escala (APE) en lasáreas de manejo de la Región de Coquimbo.

Problemas/fuentes de mortalidad en el cultivo de peces marinos

Pre engorde engorde

Nutrición

Enfermedades

Parámetros ambientales

Deshabituación,

Fallas nutricionales,

Canibalismo,

Deformidades

Larvicultura.

Absorción saco vitelino.

Cultivo de rotíferos.

Variables ambientales

Inestabilidad microbiota

Incubación.

Falla en fertilización.

Falta de desarrollo.

Parámetros ambientales

Parámetros.

Morfológicos.

Ambientales.

Nutricionales

Ejemplos de investigaciones en larvas de peces chilenos

• Parámetros Morfologicos

Desarrollo Embrionario Externo de Cojinoba del Norte. (13 - 16 °C)

Primera división (1:40 hrs) Segunda división (2:20 hrs) Morula (6:00 hrs) Blastula(9:00 hrs)

Gastrulación (25:00 hrs) Neurula (33:30 hrs) Embrión 150° (49:30 hrs) Embrión 300° (60:00 hrs)

Eclosión(desde 74 hrs)

Detalle embrión formado(60 hrs)

Oliva (2014). Tesis Magister

Posición gota oleosa de larva eclosionadas de S. violacea

Se observan 5 posiciones:

• A: gota oleosa adherida en porción posteriordel saco vitelino.

• B: gota oleosa en posición posterior del sacovitelino con presencia de membrana.

• C: gota oleosa en el centro del saco vitelino ycon presencia de membrana.

• D: gota oleosa en el centro del saco vitelino y noadherida.

• E: gota oleosa adherida en porción anterior delsaco vitelino

Bustos (2012).Tesis doctoral

anterior posterior

A

B

C

D

E

1ros desoves47,05% y 93,33%

Últimos desoves64,17% y 71,53%

Sobrevivencia larval de Seriolella violacea en función de la ubicación de la gota oleosa dentro del saco vitelino

Larvas con gota oleosa en el centro del saco vitelino mayores tasas de mortalidad inicial

0

5

10

15

20

25

30

24/0

7/20

11

25/0

7/20

11

26/0

7/20

11

27/0

7/20

11

28/0

7/20

11

29/0

7/20

11

30/0

7/20

11

31/0

7/20

11

01/0

8/20

11

02/0

8/20

11

Nú

me

ro

A

B

C

D

E

anterior posterior

A

B

C

D

E

Bustos (2012).Tesis doctoral

Larvas con gotas oleosas adheridas ( posterior o anterior) menores tasas de mortalidad inicial.

Desarrollo Larval de (Seriolella violacea ) (13 - 16°C).

Larva pre-flexión 10 DPE 5,8 ± 0,12 mm Larva pre-flexión 20 DPE, 6,7 ± 0,31 mm; 3,9 mg Larva Flexión 30 DPE, 8,3 ±0,76 mm ; 9,1 mg

Pre-juvenil de 40 días, 11,67±0,62mm ;

91 mg

Pre-larva recien eclosionada 3,01 ± 0,2 mm Pre-larva 1 DPE 4,2 ± 0,19 mm Larva de 5 DPE, 5,4 ± 0,18 mm

Juvenil de 60 días, 36 mm; 800 mgLarva post-flexión 35 DPE, 9,8 ± 0,71 mm

Oliva (2014). Tesis Magister

Crecimiento en longitud total (mm) de larvas de cojinoba del norte, en las diferentes etapas de alimentación. (n=20).

Crecimiento Larval de (Seriolella violacea) (13 - 16°C).

Alveal, K. Silva, A. 2014

FISIOLOGIA DIGESTIVA: Desarrollo histológico del estómago en larvas de la cojinoba del norte Seriolella violacea.

Figuras 1 y 2. Larvas de cojinoba del norte 20 y 23 DPE respectivamente

vista longitudinal del tracto digestivo. Abreviaturas: e, esófago; h, hígado;

p, páncreas; es, estómago; bc, borde del cepillo.

Figuras 3 a 5. Larvas de la cojinoba del norte. Figura 3 vista longitudinal del

estómago 37 DPE. Figura 4 y 5 estómago pilórico y estómago glandular,

respectivamente 37 DDE. Abreviaturas: e, esófago; h, hígado; lu, lumen; ep,

estómago pilórico; ec, estómago cardiaco; mu, músculo; vb, vesícula biliar; tm,

túnica muscular; gg, glándulas gástricas.

Figuras 6 a 9. Larvas de la cojinoba del norte al término de la

transformación. Figura 6 vista longitudinal del estómago y sus

órganos asociados larva de 43 DDE. Figura 7 vista longitudinal y

sus órganos asociados larva 46 DDE. Figura 8 estómago cardiaco

46 DDE. Figura 9 corte transversal del estómago 46 DDE.

Abreviaturas: h, hígado; p, páncreas; lu, lumen; ep, estómago

pilórico; ec, estómago cardiaco; gg, glándulas gástricas.

Alveal, K., Silva, A., Viana, M. A. 2018. Aquaculture.

FISIOLOGIA DIGESTIVA Actividad de la tripsina y pepsina en larvas de la cojinoba del norte Seriolella violacea

Alveal, K., Silva, A., Viana, M. A. (….) Aquaculture (En Edición)

Actividad enzimática tipo tripsina durante el desarrollo larval de S. violacea en función de la edad.

Actividad enzimática tipo pepsina durante el desarrollo larval de S. violacea en función de la edad.

• aumento significativo en la actividad individual de todas lasenzimas,

33-35 DPE• Producion de pepsina en el Estómago

• la maduración del sistema digestivo en larvas de Seriolellaviolacea se produce en este tiempo

• Inicio de la deshabituación a partir del 35 DPE,

• Reducción, tiempo de alimento vivo

Desarrollo osteológico de la larva de Seriolella violacea

Milton F. Bohorquez CRUZ (2014). Tesis Magister

8 días post eclosión (DPE).

23 DPE.

35 DPE Vista lateral,

Cm: Cartílago de Meckel; Hsi: CartílagoHiosimpléctico; Ch-Eh: Cartílago Cerato-epihial; Cce:Cartílago coraco-escapular; Tr: Trabécula; Es:Esclerótido, Pl et: Placa etmoidea , Ih: CartílagoInterhial, Es: Esclerótido; Cbr: Ceratobranquial, Bbr:Basibranquial, Hbr: Hipobranquial,

Anomalías Craneales Durante el Cultivo Larval de Seriolella violacea

(A) (B) (C) (D)

(E) (F) (G) (H)

Estructuras craneales de larvas de Seriolella violacea en estados de Pre-flexión (A – D) y Flexión (E – H). Larvas normales (A, E) y con evidentes anomalías de la mandíbula inferior (B, C, D, G, H) y de la maxila (F). Flechas indican estructura afectada. Abreviaturas: auc, cápsula auditiva; bMc, cartílago de Meckel doblado; ch-eh, cartílago ceratohial-epihial; cl, cleitrum; Exo, exoccipital; Fr, frontal; hh, hipohial; Mc, cartílago de Meckel; ma, maxila; mo, boca; Mp, metapterigoide; Pal, palatino; Qu, cuadrado; Rc, cartílago rostral; Sc, esclerótido; Sob, supraorbital; Soc, supraoccipital; tr, trabécula. Barra = 200 m.

Arguello-Guevara, W., Bohorquez, M., Silva A. (2014). Lat.Am.J.Aquat. Res. 42(5):950-962

Ejemplo de investigaciones en larvas de peces chilenos

• Parámetros Ambientales

TEMPERATURA: ¡Crecimiento y Tasa de crecimiento (%/día) de larvas de Paralichthys adspersus entre los 10 y 25 días post-

eclosión, mantenidas a tres diferentes temperaturas!

1,8

0,9

3,1

0

1

2

3

4

14 16 18 20

Temperatura(ºC)

Ta

sa

cre

cim

ien

to

a

a

b

Sería consecuencia en parte de un mayor consumo de alimento por aumento del metabolismo basal de las larvas a mayores temperaturas, lo que resultaría en mayores crecimientos y desarrollo de las mismas.

(Inédito)

6,3

8,7

7,2

0

2

4

6

8

10

14 16 18 20 22

Temperatura(Cº)

Lo

ng

itu

d (

mm

) a

ab

Comportamiento del consumo de rotíferos por larvas de P. adspersus mantenidas por 15 horas a tres diferentes temperaturas. (Cada punto representa la media de 27 muestras)

0

2

4

6

8

10

12

0 3 5 8 10 13 15

Tiempo (Hrs.)

Den

sid

ad R

otífe

ros(

Nº/

ml)

Rotíf.20ºRotíf.18ºRotíf.16ºRotif

Fluctuación rotíferos en 15 hr

1

(9,7-10,3)

3

Consumo larva/hr(Ni - Nf)/ Nº larvas)

16ºC

0

20

40

60

80

0 2,5 5 7,5 10 12,5 15

Horas

46%

20ºC

0

20

40

60

80

0 2,5 5 7,5 10 12,5 15

Horas

01020304050607080

0 2,5 5 7,5 10 12,5 15

Horas

18ºC

Silva & Oliva (Inédito)

Evolución de estados de desarrollo (%) de larvas de Paralichthys adspersus entre los 10 y 25 días de edad,

y a tres diferentes temperaturas

72

28

89,5

66,3

10,5

33,7

0

20

40

60

80

100

16ºC 18ºC 20ºC

Temperatura ºC

% E

sta

do

s d

esarr

ollo

pre-flexionflexiónpost-flexiónmetamorfosis

A mayor temperatura, el crecimiento y desarrollo sería consecuencia en parte de un mayor consumo de alimento por aumento del metabolismo basal de las larvas!.

Silva&Oliva (Inedito)

Efecto dos temperaturas en crecimiento y supervivencia larval de Seriolella violacea

Crecimiento en longitud total y supervivencia de larvas de S. violácea cultivadas a 14ºC y 18ºC

Arguello-Guevara (2015). Tesis Doctoral

Ejemplo de investigaciones en larvas de peces chilenos

• Parámetros Nutricionales

Consumo saco vitelino: Larvas de Seriolella violacea sin alimentación, 13- 16°C

Consumo del saco vitelino en larvas de cojinoba del norte durante la alimentación endógena.

El saco vitelino a los 5 DPE, estáprácticamente absorbido.

Bustos & Silva 2011. Aquaculture Research 42:892-897

Saco vitelino reabsorbido dentro de los primeros cinco días.

No hay diferencias en la velocidad de absorción.

ARGÜELLO- GUEVARA (2015). Tesis Doctoral

Tasa del consumo del saco vitelino durante la alimentación endógena de larvas de S. violacea cultivadas a 14ºC y 18ºC.

Ácidos grasos esenciales: Efecto diferentes niveles n-3 HUFA en rotiferos en el cultivo larval de lenguado (P. adspersus)

2,7 2,8

3,7

3,2

0

1

2

3

4

5

0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9 1

% n-3 HUFA en rotíferos

Tas

a C

re

cim

ien

to(%

/día

)

19

32

24

18

0

5

10

15

20

25

30

35

0,0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9 1,0

% s

up

erv

iven

cia

% n-3 HUFA en rotíferos

7585

9892

0

20

40

60

80

100

120

0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9 1

%n-3 HUFA en rotíferos

% S

up

erv. s

tre

ss

aab c

Silva& Oliva (inédito)

Aditivos: Efecto de enriquecedor experimental (RotiNor) en el cultivo larval de palometa (Seriola lalandi)

Parámetros Productivos Larvales

Cantidad total (individuos) 19.845 12.376

Cantidad promedio (ind ∙ staq-1) 6.605 ± 846,6 a 4.125 ± 649,5 b

Supervivencia (%) 11,0 ± 1,42 a 6,9 ± 1,08 b

Peso Promedio (mg) 223,7 ± 51,29 a 79,8 ± 14,43 b

TCA= Tasa Crecimiento Absoluta (mg ∙ día-1) 1,4 ± 0,24 a 0,9 ± 0,08 b

TCE= Tasa Crecimiento Específica (% ∙ día-1) 28,1 ± 2,34 a 25,2 ± 1,07 a

Calidad de peces normales (%) 84,3 ± 5,13 a 72,3 ± 6,81 a

Protocolo A Protocolo B

RotiNor Ori-Culture Ori-Green

Humedad (%) 5 7 7

Proteinas (%) 30 54 40

Lípidos (%) 5 15 35

n-3 Hufa (mg/g DW) 12 20 105

DHA/EPA 1 3 4

Composición de los Productos

Rotinor: compuesto por levadura de cerveza, azúcares, proteínas, fosfolípidos, minerales, aceite de pescado, ácidos grasos y vitaminas

Avila (2012). Tesis Magister

Diseño: 20 larvas/lt ; 18-25°C; Agua verde; 14 hrs L-10 hrs O/ 35 díasAlimentación: 2-10 DPH Rotiferos(3-10/ml)/ 7-35 DPH Artemia(5/ml)/ 21 PelletSistema Abierto; a partir del 8 DPH 0 a 500%/día

ácidos grasos

C18:2n6 (LA) 7,70±0,08 a 19,54±0,01 b

C18:3n3 (LNA) 1,15±0,01 a 9,14±0,00 b

C20:4n6 (ARA) 0,0±0,00 0,0±0,00

C20:5n3 (EPA) 4,29±0,18 a 4,83±0,07 a

C22:6n3 (DHA) 2,79±0,06 a 7,32±0,03 b

∑HUFAs 16,52±0,35 a 43,99±0,01 b

∑ n-3 HUFA 8,60±0,25 a 23,22±0,02 b

∑ n-6 HUFA 7,93±0,11 a 20,78±0,04 b

DHA/EPA 0,65±0,01 a 1,52±0,03 b

n-6/n-3 0,92±0,01 a 0,89±0,00 a

Lipidos totales (mg) 22,30 24,10

Enriquecedores

RotiNor plus Ori-Green

ácidos grasos

C18:2n6 (LA) 5,52±0,11 a 6,76±0,11 b

C18:3n3 (LNA) 36,74±0,33 a 34,01±0,06 b

C20:4n6 (ARA) 2,10±0,00 a 1,93±0,14 a

C20:5n3 (EPA) 1,90±0,01 a 3,83±0,31 a

C22:6n3 (DHA) 0,00±0,00 a 2,16±0,25 b

∑HUFAs 47,88±0,41 a 49,93±0,84 a

∑ n-3 HUFA 39,16±0,32 a 40,84±0,58 b

∑ n-6 HUFA 8,37±0,12 a 8,69±0,23 a

DHA/EPA 0,00±0,00 a 0,56±0,02 b

n-6/n-3 0,21±0,00 a 0,21±0,00 a

Lipidos totales (mg) 52,2 68,4

Enriquecedores

Rotinor Origreen

Lípidos totales (mg /g peso seco), composición ácidos grasos (% total ácidos grasos), y relación DHA/EPA y n-6/n-3 de Artemias enriquecidas con RotiNor y Ori-Green.

Lípidos totales (mg/g peso seco), composición ácidos grasos (% total ácidos grasos), y relación DHA/EPA y n-6/n-3 de rotiferos enriquecidos con RotiNor plus y Ori-Green.

Aditivos: Efecto de emulsión experimental de artemia en el cultivo larval de cojinoba (Seriolella violacea)

Gonzalez et al (2016). J. World Aquaculture Society. Versión on line. doi: 10.1111/jwas.12375

Emulsión experimental

Emulsión control

Sobrevivencia (N°) 631±26,2 (a) 537±32,5 (b)

Long. Total (mm) 11,7±0,2 (a) 10,4±0,1(b)

DHA (mg/gr dwt) 18,4± 0,2(a) 12,6± 1,7 (b)

EPA (mg/gr dwt) 19,7±1,1(a) 19,3± 1,7 (a)

Ʃ n-3 HUFA (mg/gr dwt) 38,1±0,9(a) 31,8±3,5(b)

Astaxanthin (mg/gr dwt) 2,34±0,8(a) ND

TNF-α (fg/mg) 929±291,3(a) 647,5±303,4(a)

Aditivos: Supervivencia y tasa de crecimiento de larvas de P. adspersus de 15 días post-eclosión con diferentes concentraciones de -glucanos y manano-oligosacáridos

0

20

40

60

80

100

Control 5 mg/L 10 mg/L 15 mg/L

6 días post eclosión

15 días post eclosión

Super

viv

enci

a (%

)

a

a

ab

bb

a

bc

c

Tratamientos

0

1

2

3

4

Control 5 mg/L 10 mg/L 15 mg/L

6 días post eclosión

15 días post eclosión

Tas

a d

e C

reci

mie

nto

(%

) a

b b

cab a

b b

Tratamientos

Tasa Crecimiento.

• 5 mg/L de G MOS aumenta tasa de crecimiento en larvas de P. Adspersus.

• Concentraciones de 15 mg/L de G MOS efecto supresor

Supervivencia.

• 5 mg/L de G MOS aumenta la supervivencia.

• Larvas recién eclosionadas tiene un mayor efecto

• Concentraciones de 10 y 15 mg/L de G MOS tiene n efecto supresor en ambas etapas.

Piaget et al. (2007). Invest. Mar., Valparaíso, 35(2): 35-43

Ejemplo de investigaciones en larvas de peces chilenos

• Protocolos

Protocolos técnicos: EXPERIENCIAS DIVERSOS PROTOCOLOS CULTIVO LARVAL COJINOBA (2010 -2012)

¿Técnica agua verde o agua clara?, ¿Circuito abierto o recirculación?

Body length (mm) of larval Seriolella violacea of 28 days post hatching (dph) cultured at differenthatchery conditions. FTG = flow-through and green water treatment; FTC = flow-through and clearwater treatment; RG = recirculating and green water treatment; RC = recirculating and clear watertreatment. Bars correspond to one standard deviation. Different letters indicate significant differences(P<0.001).

Bustos (2011) (Inédito).

Protocolos técnicos: Experiencias diversos protocolos cultivo larval cojinoba (Seriolella violacea) (2010 -2012).

¿Circuito cerrado (CC) o circuito abierto(CA) inicial?

CC

Long Sobrev

3,1 100

5,4 67,8

5,8 25,7

8,0 15,1

10,2 10,2

11,0* 9,5*

7,2

CA

Long Sobrev

3,1 100

5,5 75,4

5,7 38

7,1 20,8

9,8 15,5

13,4* 11,9*

9,2

¿Agua clara (AC) o agua verde (AV) inicial?

AC/CA

Long Sobrev

3,1 100

5,5 75,4

5,7 38

7,1 20,8

9,8 15,5

13,4 11,9*

9,2

AV/CA

Long Sobrev

3,1 100

5,4 63,3

5,5 32,8

7,3 9,6

10,3 7,5

12,8 6,9*

5,6

Edad

1

10

20

30

40

50

60

¿Agua verde con o sin circuito inicial?

AV/CC

Long Sobrev

3,1 100

5,5 40,9

6,8 10,5

9 9,6

11,6 4,1

15,6* 3,7*

3,2

AV/CA

Long Sobrev

3,1 100

5,4 63,3

5,5 32,8

7,3 9,6

10,3 7,5

12,8* 6,9*

5,6Avila, Oliva, Silva (Inédito)

* Diferencia significativa

Edad

1

10

20

30

40

50

60

Edad

1

10

20

30

40

50

60

Mejoras en Protocolo Cultivo Larval (2007 – 2012)

15 30 60 120

2007 6,5 1,6 0,56 0,36

2010 22,2 8,5 3,2 1,3

2011 32,5 14 5,1 2,2

2012 33,4 15,1 7,6 4,1

0

5

10

15

20

25

30

35

40

% S

up

erviv

en

cia

Días post-eclosión

Supervivencia larvas-juveniles

2007

2010

2011

2012

2007 (700 pre-juveniles/ 0 juveniles)

2010 (13.182/5.545).- Inclusión sistema recirculación+ prueba protocolos experimentales

2011 (8.920/3.848).- Recirculación +Prueba 2 protocolos+ < densidad

2012 (9.344/5.108).- Recirculación + Protocolo base mejorado + < densidad

Nuevos desafios, 2018-

larvicultura • Estudio integral

Aspectos técnicos

Propios de sp.

• Nutrición

• Ambiente

• Relación hospedador/microorganismo

• Sistema Inmune Inmunidad larval

Ambiente patogénicamente hostil

Capacidad inmunológica limitada

¡El equipo de trabajo!

Dr Alfonso Silva - DirectorMSc Hector Flores - Área EngordeDra. © Marcia Oliva – Área cultivo larvalIng. Rodolfo Seura – Área Alimento vivoLic. Rafael Vega – Área pre-engordeTec. Sebastian Torres - Área engorde.Ing. Fernando Vargas- Area alimento vivo

-RAS.Ing. Carla Galleguillos- Alimento vivo.

Tesistas.- Dr. Luciano Amorin.- Dra. Claudia Bustos.- Dr. Wilfredo Arguello.- Dra. Katherine Alveal.- Mag. Carlos Nericci.- Mag. Milton Bohorquez.- Ing. Felipe Sepulveda.- Lic. Alberto Castillo..- Lic. Paulina López

Herramientas para el cultivo de larvas de peces marinos

Experiencias con Paralichthysadspersus y Seriolella violacea

FACULTAD DE CIENCIAS DEL MAR

DEPARTAMENTO DE ACUICULTURA

LABORATORIO DE CULTIVO DE PECES