FACULTAD DE CIENCIAS DEL MAR
DEPARTAMENTO DE ACUICULTURA
LABORATORIO DE CULTIVO DE PECES
Herramientas para el cultivo de larvas de peces marinos
Experiencias con Paralichthys adspersus y Seriolella violacea
MSc Marcia Oliva ([email protected] )
Dr. Alfonso Silva ([email protected])
MISION LABORATORIO DE PECES
Transferir conocimiento técnico-biológico a pescadores artesanales para el desarrollo de APE.
Desarrollar y transferir conocimiento científico -tecnológico a comunidad científica y productiva nacional e internacional
Contribuir a la formación y perfeccionamiento de profesionales de pre-post grado, así como también a nivel técnico en el área de cultivo de peces
LINEAS DE INVESTIGACION
Línea 1.
Reproducción de Peces Marinos en
Cautiverio
Línea 2.
Técnicas de cultivo larval de peces
marinos
Línea 3.
Pre-engorde (crecimiento) Peces Marinos de interés
comercial
Difundir conocimiento, crear paquetes tecnológicos y transferir al sector productivo nacional y latinoamericano.
CAPACIDADES
Estanque Acondicionamiento Palometa, 60 m3. Estanques Acondicionamiento Cojinoba, 10 m3.
Área Reproducción
Sala cultivo larval, 8 estanques. Sala RAS Sala incubación
Área cultivo larval
Sala Rotíferos Sala Artemia
Área alimento vivoCAPACIDADES
Área pre-engorde y engorde
Investigación, Desarrollo e Innovación (I+D+i)Programa Desarrollo tecnología de cultivo de peces marinos de alto valor comercial (1988-2017).
Objetivo: Desarrollar y evaluar tecnologías de cultivo de especies marinas nativas de valor comercial para la zona norte del país.
Proyecto 1: 1988-2000 (FINALIZADO). Factibilidad de Cultivo de peces planos en Chile (Paralichthys microps y P.Adspersus). Proyecto UCN- Empresas.
Proyecto 2: 2003-2008 (FINALIZADO). Investigación y Desarrollo de una tecnología base de cultivo, para laproducción de Cojinoba del Norte (Seriolella violacea). Proyecto FONDEF D02I1161 (UCN).
Proyecto 3: 2004 – 2007 (FINALIZADO)Nuevos productos para la industria de la alimentación larvaria de Peces:Desarrollo de nuevos métodos de producción de alimento vivo y producción de enriquecedores artificiales pararotíferos. Proyecto FONDEF AQ 04I1006.
Proyecto 4: 2009-2012 (FINALIZADO) Desarrollo e implementación de tecnologias de acondicionamiento yreproducción de peces pelágicos: Bonito (Sarda chilensis) y dorado (Seriola lalandi). Proyecto FONDEF DO7I1015(Universidad de Tarapacá-UCN).
Proyecto 5: 2009-2014 (FINALIZADO). Investigación y Desarrollo de una tecnología base de cultivo, para laproducción de Cojinoba del Norte (Seriolella violacea). Segunda Parte: Producción de juveniles y engorde en jaula.Proyecto FONDEF D02I1161 (UCN).
Proyecto 6 : 2014-2016 (FINALIZADO)Proyecto “Transferencia Tecnológica de la tecnología de cultivo de cojinobadel norte (Seriollela violacea) para el desarrollo de acuicultura de pequeña escala en la Región deCoquimbo.Proyecto Innova Chile CORFO (UCN).
Proyecto 7: 2018-2019 (EN CURSO)Levaduras autóctonas para la producción sustentable de larvas de pecesmarinos. Proyecto FONDEF IDeA ID17I10247. (U. de Chile – UCN)
Proyecto 8: 2017-2018 (EN CURSO). Programa de Transferencia tecnológica del cultivo de Cojinoba del Norte(Seriolella violacea) en balsas jaulas, para potenciar el desarrollo de la acuicultura de pequeña escala (APE) en lasáreas de manejo de la Región de Coquimbo.
Problemas/fuentes de mortalidad en el cultivo de peces marinos
Pre engorde engorde
Nutrición
Enfermedades
Parámetros ambientales
Deshabituación,
Fallas nutricionales,
Canibalismo,
Deformidades
Larvicultura.
Absorción saco vitelino.
Cultivo de rotíferos.
Variables ambientales
Inestabilidad microbiota
Incubación.
Falla en fertilización.
Falta de desarrollo.
Parámetros ambientales
Parámetros.
Morfológicos.
Ambientales.
Nutricionales
Ejemplos de investigaciones en larvas de peces chilenos
• Parámetros Morfologicos
Desarrollo Embrionario Externo de Cojinoba del Norte. (13 - 16 °C)
Primera división (1:40 hrs) Segunda división (2:20 hrs) Morula (6:00 hrs) Blastula(9:00 hrs)
Gastrulación (25:00 hrs) Neurula (33:30 hrs) Embrión 150° (49:30 hrs) Embrión 300° (60:00 hrs)
Eclosión(desde 74 hrs)
Detalle embrión formado(60 hrs)
Oliva (2014). Tesis Magister
Posición gota oleosa de larva eclosionadas de S. violacea
Se observan 5 posiciones:
• A: gota oleosa adherida en porción posteriordel saco vitelino.
• B: gota oleosa en posición posterior del sacovitelino con presencia de membrana.
• C: gota oleosa en el centro del saco vitelino ycon presencia de membrana.
• D: gota oleosa en el centro del saco vitelino y noadherida.
• E: gota oleosa adherida en porción anterior delsaco vitelino
Bustos (2012).Tesis doctoral
anterior posterior
A
B
C
D
E
1ros desoves47,05% y 93,33%
Últimos desoves64,17% y 71,53%
Sobrevivencia larval de Seriolella violacea en función de la ubicación de la gota oleosa dentro del saco vitelino
Larvas con gota oleosa en el centro del saco vitelino mayores tasas de mortalidad inicial
0
5
10
15
20
25
30
24/0
7/20
11
25/0
7/20
11
26/0
7/20
11
27/0
7/20
11
28/0
7/20
11
29/0
7/20
11
30/0
7/20
11
31/0
7/20
11
01/0
8/20
11
02/0
8/20
11
Nú
me
ro
A
B
C
D
E
anterior posterior
A
B
C
D
E
Bustos (2012).Tesis doctoral
Larvas con gotas oleosas adheridas ( posterior o anterior) menores tasas de mortalidad inicial.
Desarrollo Larval de (Seriolella violacea ) (13 - 16°C).
Larva pre-flexión 10 DPE 5,8 ± 0,12 mm Larva pre-flexión 20 DPE, 6,7 ± 0,31 mm; 3,9 mg Larva Flexión 30 DPE, 8,3 ±0,76 mm ; 9,1 mg
Pre-juvenil de 40 días, 11,67±0,62mm ;
91 mg
Pre-larva recien eclosionada 3,01 ± 0,2 mm Pre-larva 1 DPE 4,2 ± 0,19 mm Larva de 5 DPE, 5,4 ± 0,18 mm
Juvenil de 60 días, 36 mm; 800 mgLarva post-flexión 35 DPE, 9,8 ± 0,71 mm
Oliva (2014). Tesis Magister
Crecimiento en longitud total (mm) de larvas de cojinoba del norte, en las diferentes etapas de alimentación. (n=20).
Crecimiento Larval de (Seriolella violacea) (13 - 16°C).
Alveal, K. Silva, A. 2014
FISIOLOGIA DIGESTIVA: Desarrollo histológico del estómago en larvas de la cojinoba del norte Seriolella violacea.
Figuras 1 y 2. Larvas de cojinoba del norte 20 y 23 DPE respectivamente
vista longitudinal del tracto digestivo. Abreviaturas: e, esófago; h, hígado;
p, páncreas; es, estómago; bc, borde del cepillo.
Figuras 3 a 5. Larvas de la cojinoba del norte. Figura 3 vista longitudinal del
estómago 37 DPE. Figura 4 y 5 estómago pilórico y estómago glandular,
respectivamente 37 DDE. Abreviaturas: e, esófago; h, hígado; lu, lumen; ep,
estómago pilórico; ec, estómago cardiaco; mu, músculo; vb, vesícula biliar; tm,
túnica muscular; gg, glándulas gástricas.
Figuras 6 a 9. Larvas de la cojinoba del norte al término de la
transformación. Figura 6 vista longitudinal del estómago y sus
órganos asociados larva de 43 DDE. Figura 7 vista longitudinal y
sus órganos asociados larva 46 DDE. Figura 8 estómago cardiaco
46 DDE. Figura 9 corte transversal del estómago 46 DDE.
Abreviaturas: h, hígado; p, páncreas; lu, lumen; ep, estómago
pilórico; ec, estómago cardiaco; gg, glándulas gástricas.
Alveal, K., Silva, A., Viana, M. A. 2018. Aquaculture.
FISIOLOGIA DIGESTIVA Actividad de la tripsina y pepsina en larvas de la cojinoba del norte Seriolella violacea
Alveal, K., Silva, A., Viana, M. A. (….) Aquaculture (En Edición)
Actividad enzimática tipo tripsina durante el desarrollo larval de S. violacea en función de la edad.
Actividad enzimática tipo pepsina durante el desarrollo larval de S. violacea en función de la edad.
• aumento significativo en la actividad individual de todas lasenzimas,
33-35 DPE• Producion de pepsina en el Estómago
• la maduración del sistema digestivo en larvas de Seriolellaviolacea se produce en este tiempo
• Inicio de la deshabituación a partir del 35 DPE,
• Reducción, tiempo de alimento vivo
Desarrollo osteológico de la larva de Seriolella violacea
Milton F. Bohorquez CRUZ (2014). Tesis Magister
8 días post eclosión (DPE).
23 DPE.
35 DPE Vista lateral,
Cm: Cartílago de Meckel; Hsi: CartílagoHiosimpléctico; Ch-Eh: Cartílago Cerato-epihial; Cce:Cartílago coraco-escapular; Tr: Trabécula; Es:Esclerótido, Pl et: Placa etmoidea , Ih: CartílagoInterhial, Es: Esclerótido; Cbr: Ceratobranquial, Bbr:Basibranquial, Hbr: Hipobranquial,
Anomalías Craneales Durante el Cultivo Larval de Seriolella violacea
(A) (B) (C) (D)
(E) (F) (G) (H)
Estructuras craneales de larvas de Seriolella violacea en estados de Pre-flexión (A – D) y Flexión (E – H). Larvas normales (A, E) y con evidentes anomalías de la mandíbula inferior (B, C, D, G, H) y de la maxila (F). Flechas indican estructura afectada. Abreviaturas: auc, cápsula auditiva; bMc, cartílago de Meckel doblado; ch-eh, cartílago ceratohial-epihial; cl, cleitrum; Exo, exoccipital; Fr, frontal; hh, hipohial; Mc, cartílago de Meckel; ma, maxila; mo, boca; Mp, metapterigoide; Pal, palatino; Qu, cuadrado; Rc, cartílago rostral; Sc, esclerótido; Sob, supraorbital; Soc, supraoccipital; tr, trabécula. Barra = 200 m.
Arguello-Guevara, W., Bohorquez, M., Silva A. (2014). Lat.Am.J.Aquat. Res. 42(5):950-962
Ejemplo de investigaciones en larvas de peces chilenos
• Parámetros Ambientales
TEMPERATURA: ¡Crecimiento y Tasa de crecimiento (%/día) de larvas de Paralichthys adspersus entre los 10 y 25 días post-
eclosión, mantenidas a tres diferentes temperaturas!
1,8
0,9
3,1
0
1
2
3
4
14 16 18 20
Temperatura(ºC)
Ta
sa
cre
cim
ien
to
a
a
b
Sería consecuencia en parte de un mayor consumo de alimento por aumento del metabolismo basal de las larvas a mayores temperaturas, lo que resultaría en mayores crecimientos y desarrollo de las mismas.
(Inédito)
6,3
8,7
7,2
0
2
4
6
8
10
14 16 18 20 22
Temperatura(Cº)
Lo
ng
itu
d (
mm
) a
ab
Comportamiento del consumo de rotíferos por larvas de P. adspersus mantenidas por 15 horas a tres diferentes temperaturas. (Cada punto representa la media de 27 muestras)
0
2
4
6
8
10
12
0 3 5 8 10 13 15
Tiempo (Hrs.)
Den
sid
ad R
otífe
ros(
Nº/
ml)
Rotíf.20ºRotíf.18ºRotíf.16ºRotif
Fluctuación rotíferos en 15 hr
1
(9,7-10,3)
3
Consumo larva/hr(Ni - Nf)/ Nº larvas)
16ºC
0
20
40
60
80
0 2,5 5 7,5 10 12,5 15
Horas
46%
20ºC
0
20
40
60
80
0 2,5 5 7,5 10 12,5 15
Horas
01020304050607080
0 2,5 5 7,5 10 12,5 15
Horas
18ºC
Silva & Oliva (Inédito)
Evolución de estados de desarrollo (%) de larvas de Paralichthys adspersus entre los 10 y 25 días de edad,
y a tres diferentes temperaturas
72
28
89,5
66,3
10,5
33,7
0
20
40
60
80
100
16ºC 18ºC 20ºC
Temperatura ºC
% E
sta
do
s d
esarr
ollo
pre-flexionflexiónpost-flexiónmetamorfosis
A mayor temperatura, el crecimiento y desarrollo sería consecuencia en parte de un mayor consumo de alimento por aumento del metabolismo basal de las larvas!.
Silva&Oliva (Inedito)
Efecto dos temperaturas en crecimiento y supervivencia larval de Seriolella violacea
Crecimiento en longitud total y supervivencia de larvas de S. violácea cultivadas a 14ºC y 18ºC
Arguello-Guevara (2015). Tesis Doctoral
Ejemplo de investigaciones en larvas de peces chilenos
• Parámetros Nutricionales
Consumo saco vitelino: Larvas de Seriolella violacea sin alimentación, 13- 16°C
Consumo del saco vitelino en larvas de cojinoba del norte durante la alimentación endógena.
El saco vitelino a los 5 DPE, estáprácticamente absorbido.
Bustos & Silva 2011. Aquaculture Research 42:892-897
Saco vitelino reabsorbido dentro de los primeros cinco días.
No hay diferencias en la velocidad de absorción.
ARGÜELLO- GUEVARA (2015). Tesis Doctoral
Tasa del consumo del saco vitelino durante la alimentación endógena de larvas de S. violacea cultivadas a 14ºC y 18ºC.
Ácidos grasos esenciales: Efecto diferentes niveles n-3 HUFA en rotiferos en el cultivo larval de lenguado (P. adspersus)
2,7 2,8
3,7
3,2
0
1
2
3
4
5
0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9 1
% n-3 HUFA en rotíferos
Tas
a C
re
cim
ien
to(%
/día
)
19
32
24
18
0
5
10
15
20
25
30
35
0,0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9 1,0
% s
up
erv
iven
cia
% n-3 HUFA en rotíferos
7585
9892
0
20
40
60
80
100
120
0 0,1 0,2 0,3 0,4 0,5 0,6 0,7 0,8 0,9 1
%n-3 HUFA en rotíferos
% S
up
erv. s
tre
ss
aab c
Silva& Oliva (inédito)
Aditivos: Efecto de enriquecedor experimental (RotiNor) en el cultivo larval de palometa (Seriola lalandi)
Parámetros Productivos Larvales
Cantidad total (individuos) 19.845 12.376
Cantidad promedio (ind ∙ staq-1) 6.605 ± 846,6 a 4.125 ± 649,5 b
Supervivencia (%) 11,0 ± 1,42 a 6,9 ± 1,08 b
Peso Promedio (mg) 223,7 ± 51,29 a 79,8 ± 14,43 b
TCA= Tasa Crecimiento Absoluta (mg ∙ día-1) 1,4 ± 0,24 a 0,9 ± 0,08 b
TCE= Tasa Crecimiento Específica (% ∙ día-1) 28,1 ± 2,34 a 25,2 ± 1,07 a
Calidad de peces normales (%) 84,3 ± 5,13 a 72,3 ± 6,81 a
Protocolo A Protocolo B
RotiNor Ori-Culture Ori-Green
Humedad (%) 5 7 7
Proteinas (%) 30 54 40
Lípidos (%) 5 15 35
n-3 Hufa (mg/g DW) 12 20 105
DHA/EPA 1 3 4
Composición de los Productos
Rotinor: compuesto por levadura de cerveza, azúcares, proteínas, fosfolípidos, minerales, aceite de pescado, ácidos grasos y vitaminas
Avila (2012). Tesis Magister
Diseño: 20 larvas/lt ; 18-25°C; Agua verde; 14 hrs L-10 hrs O/ 35 díasAlimentación: 2-10 DPH Rotiferos(3-10/ml)/ 7-35 DPH Artemia(5/ml)/ 21 PelletSistema Abierto; a partir del 8 DPH 0 a 500%/día
ácidos grasos
C18:2n6 (LA) 7,70±0,08 a 19,54±0,01 b
C18:3n3 (LNA) 1,15±0,01 a 9,14±0,00 b
C20:4n6 (ARA) 0,0±0,00 0,0±0,00
C20:5n3 (EPA) 4,29±0,18 a 4,83±0,07 a
C22:6n3 (DHA) 2,79±0,06 a 7,32±0,03 b
∑HUFAs 16,52±0,35 a 43,99±0,01 b
∑ n-3 HUFA 8,60±0,25 a 23,22±0,02 b
∑ n-6 HUFA 7,93±0,11 a 20,78±0,04 b
DHA/EPA 0,65±0,01 a 1,52±0,03 b
n-6/n-3 0,92±0,01 a 0,89±0,00 a
Lipidos totales (mg) 22,30 24,10
Enriquecedores
RotiNor plus Ori-Green
ácidos grasos
C18:2n6 (LA) 5,52±0,11 a 6,76±0,11 b
C18:3n3 (LNA) 36,74±0,33 a 34,01±0,06 b
C20:4n6 (ARA) 2,10±0,00 a 1,93±0,14 a
C20:5n3 (EPA) 1,90±0,01 a 3,83±0,31 a
C22:6n3 (DHA) 0,00±0,00 a 2,16±0,25 b
∑HUFAs 47,88±0,41 a 49,93±0,84 a
∑ n-3 HUFA 39,16±0,32 a 40,84±0,58 b
∑ n-6 HUFA 8,37±0,12 a 8,69±0,23 a
DHA/EPA 0,00±0,00 a 0,56±0,02 b
n-6/n-3 0,21±0,00 a 0,21±0,00 a
Lipidos totales (mg) 52,2 68,4
Enriquecedores
Rotinor Origreen
Lípidos totales (mg /g peso seco), composición ácidos grasos (% total ácidos grasos), y relación DHA/EPA y n-6/n-3 de Artemias enriquecidas con RotiNor y Ori-Green.
Lípidos totales (mg/g peso seco), composición ácidos grasos (% total ácidos grasos), y relación DHA/EPA y n-6/n-3 de rotiferos enriquecidos con RotiNor plus y Ori-Green.
Aditivos: Efecto de emulsión experimental de artemia en el cultivo larval de cojinoba (Seriolella violacea)
Gonzalez et al (2016). J. World Aquaculture Society. Versión on line. doi: 10.1111/jwas.12375
Emulsión experimental
Emulsión control
Sobrevivencia (N°) 631±26,2 (a) 537±32,5 (b)
Long. Total (mm) 11,7±0,2 (a) 10,4±0,1(b)
DHA (mg/gr dwt) 18,4± 0,2(a) 12,6± 1,7 (b)
EPA (mg/gr dwt) 19,7±1,1(a) 19,3± 1,7 (a)
Ʃ n-3 HUFA (mg/gr dwt) 38,1±0,9(a) 31,8±3,5(b)
Astaxanthin (mg/gr dwt) 2,34±0,8(a) ND
TNF-α (fg/mg) 929±291,3(a) 647,5±303,4(a)
Aditivos: Supervivencia y tasa de crecimiento de larvas de P. adspersus de 15 días post-eclosión con diferentes concentraciones de -glucanos y manano-oligosacáridos
0
20
40
60
80
100
Control 5 mg/L 10 mg/L 15 mg/L
6 días post eclosión
15 días post eclosión
Super
viv
enci
a (%
)
a
a
ab
bb
a
bc
c
Tratamientos
0
1
2
3
4
Control 5 mg/L 10 mg/L 15 mg/L
6 días post eclosión
15 días post eclosión
Tas
a d
e C
reci
mie
nto
(%
) a
b b
cab a
b b
Tratamientos
Tasa Crecimiento.
• 5 mg/L de G MOS aumenta tasa de crecimiento en larvas de P. Adspersus.
• Concentraciones de 15 mg/L de G MOS efecto supresor
Supervivencia.
• 5 mg/L de G MOS aumenta la supervivencia.
• Larvas recién eclosionadas tiene un mayor efecto
• Concentraciones de 10 y 15 mg/L de G MOS tiene n efecto supresor en ambas etapas.
Piaget et al. (2007). Invest. Mar., Valparaíso, 35(2): 35-43
Ejemplo de investigaciones en larvas de peces chilenos
• Protocolos
Protocolos técnicos: EXPERIENCIAS DIVERSOS PROTOCOLOS CULTIVO LARVAL COJINOBA (2010 -2012)
¿Técnica agua verde o agua clara?, ¿Circuito abierto o recirculación?
Body length (mm) of larval Seriolella violacea of 28 days post hatching (dph) cultured at differenthatchery conditions. FTG = flow-through and green water treatment; FTC = flow-through and clearwater treatment; RG = recirculating and green water treatment; RC = recirculating and clear watertreatment. Bars correspond to one standard deviation. Different letters indicate significant differences(P<0.001).
Bustos (2011) (Inédito).
Protocolos técnicos: Experiencias diversos protocolos cultivo larval cojinoba (Seriolella violacea) (2010 -2012).
¿Circuito cerrado (CC) o circuito abierto(CA) inicial?
CC
Long Sobrev
3,1 100
5,4 67,8
5,8 25,7
8,0 15,1
10,2 10,2
11,0* 9,5*
7,2
CA
Long Sobrev
3,1 100
5,5 75,4
5,7 38
7,1 20,8
9,8 15,5
13,4* 11,9*
9,2
¿Agua clara (AC) o agua verde (AV) inicial?
AC/CA
Long Sobrev
3,1 100
5,5 75,4
5,7 38
7,1 20,8
9,8 15,5
13,4 11,9*
9,2
AV/CA
Long Sobrev
3,1 100
5,4 63,3
5,5 32,8
7,3 9,6
10,3 7,5
12,8 6,9*
5,6
Edad
1
10
20
30
40
50
60
¿Agua verde con o sin circuito inicial?
AV/CC
Long Sobrev
3,1 100
5,5 40,9
6,8 10,5
9 9,6
11,6 4,1
15,6* 3,7*
3,2
AV/CA
Long Sobrev
3,1 100
5,4 63,3
5,5 32,8
7,3 9,6
10,3 7,5
12,8* 6,9*
5,6Avila, Oliva, Silva (Inédito)
* Diferencia significativa
Edad
1
10
20
30
40
50
60
Edad
1
10
20
30
40
50
60
Mejoras en Protocolo Cultivo Larval (2007 – 2012)
15 30 60 120
2007 6,5 1,6 0,56 0,36
2010 22,2 8,5 3,2 1,3
2011 32,5 14 5,1 2,2
2012 33,4 15,1 7,6 4,1
0
5
10
15
20
25
30
35
40
% S
up
erviv
en
cia
Días post-eclosión
Supervivencia larvas-juveniles
2007
2010
2011
2012
2007 (700 pre-juveniles/ 0 juveniles)
2010 (13.182/5.545).- Inclusión sistema recirculación+ prueba protocolos experimentales
2011 (8.920/3.848).- Recirculación +Prueba 2 protocolos+ < densidad
2012 (9.344/5.108).- Recirculación + Protocolo base mejorado + < densidad
Nuevos desafios, 2018-
larvicultura • Estudio integral
Aspectos técnicos
Propios de sp.
• Nutrición
• Ambiente
• Relación hospedador/microorganismo
• Sistema Inmune Inmunidad larval
Ambiente patogénicamente hostil
Capacidad inmunológica limitada
¡El equipo de trabajo!
Dr Alfonso Silva - DirectorMSc Hector Flores - Área EngordeDra. © Marcia Oliva – Área cultivo larvalIng. Rodolfo Seura – Área Alimento vivoLic. Rafael Vega – Área pre-engordeTec. Sebastian Torres - Área engorde.Ing. Fernando Vargas- Area alimento vivo
-RAS.Ing. Carla Galleguillos- Alimento vivo.
Tesistas.- Dr. Luciano Amorin.- Dra. Claudia Bustos.- Dr. Wilfredo Arguello.- Dra. Katherine Alveal.- Mag. Carlos Nericci.- Mag. Milton Bohorquez.- Ing. Felipe Sepulveda.- Lic. Alberto Castillo..- Lic. Paulina López
Herramientas para el cultivo de larvas de peces marinos
Experiencias con Paralichthysadspersus y Seriolella violacea
FACULTAD DE CIENCIAS DEL MAR
DEPARTAMENTO DE ACUICULTURA
LABORATORIO DE CULTIVO DE PECES