МІНІСТЕРСТВО ОСВІТИ І НАУКИ УКРАЇНИ

НАЦІОНАЛЬНИЙ УНІВЕРСИТЕТ БІОРЕСУРСІВ

І ПРИРОДОКОРИСТУВАННЯ УКРАЇНИ

Кваліфікаційна наукова праця

на правах рукопису

Бокотько Роман Романович

УДК 619:602.9:611.018:616.61

ДИСЕРТАЦІЯ

РЕГЕНЕРАТИВНІ ПРОЦЕСИ У ЩИТОПОДІБНІЙ ЗАЛОЗІ ТВАРИН ЗА

ГІПОТИРЕОЗУ ТА ЇХ СТИМУЛЯЦІЯ МЕЗЕНХІМНИМИ

СТОВБУРОВИМИ КЛІТИНАМИ

16.00.02 «Патологія, онкологія і морфологія тварин»

(ветеринарні науки)

Подається на здобуття наукового ступеня кандидата наук

Дисертація містить результати власних досліджень.

Використання ідей, результатів і текстів інших авторів мають посилання на

відповідне джерело Р. Р. Бокотько

Науковий керівник:

Мазуркевич Анатолій Йосипович,

доктор ветеринарних наук, професор,

член–кореспондент НААН,

Заслужений діяч науки і техніки України

Київ – 2019

АНОТАЦІЯ

Бокотько Р. Р. Регенеративні процеси у щитоподібній залозі тварин

за гіпотиреозу та їх стимуляція мезенхімними стовбуровими клітинами. –

Кваліфікаційна наукова праця на правах рукопису.

Дисертація на здобуття наукового ступеня кандидата ветеринарних наук

за спеціальністю 16.00.02 «Патологія, онкологія і морфологія тварин» –

Національний університет біоресурсів і природокористування України,

Київ, 2019.

В дисертації експериментально обґрунтовано вплив алогенних

мезенхімних стовбурових клітин на перебіг репаративних процесів у

щитоподібній залозі щурів за експериментального гіпотиреозу, а також у собак

і котів за гіпотиреозу спонтанного походження.

Дисертаційна робота виконувалась як складова частина науково-

дослідних робіт навчально-наукової лабораторії «Центр клітинних технологій у

ветеринарній медицині» (кафедра фізіології, патофізіології та імунології

тварин) Національного університету біоресурсів і природокористування

України за темою №:110/76–Ф «Дослідити особливості коригуючої дії введених

стовбурових клітин на патологічно змінені структури і функції тканин в

організмі тварин-реципієнтів» (код і номер державної реєстрації – 00493706

№0115 U 003476, 2015–2017 рр.), наказ МОН України від 31.10.2014р. №1243.

В дослідах використано білих безпородних щурів віком 1,5 місяця з масою

тіла в середньому 100-110 г, а також собак та котів із спонтанним гіпотиреозом.

Умови утримання дослідних тварин та використання їх в експериментах

відповідали вимогам чинних вітчизняних нормативно-правових документів та

Директиви №2010/63/ЄС «Про захист тварин, що використовуються з

науковою метою».

Експериментальний гіпотиреоз у щурів моделювали щоденним

випоюванням орально замість питної води 1 % розчину перхлорату калію

впродовж 65 днів. Тварин із експериментальним гіпотиреозом розподілили в

п’ять дослідних груп. Тваринам першої групи (контрольної) вводили

ізотонічний розчин; тваринам другої, третьої і четвертої дослідних груп

вводили алогенні мезенхімні стовбурові клітини в кількості 2х106 клітин,

відповідно: у щитоподібну залозу, внутрішньовенно та в порожнину серця

(лівого шлуночка); тварини п’ятої дослідної групи отримували гормон

тироксин (традиційне лікування). Крім того, в дослідах від початку і до

закінчення знаходилась також шоста група щурів – інтактні тварини (група

порівняння).

На 20,40,60 та 90 добу після введення мезенхімних стовбурових клітин

проводили зважування тварин, фіксували прояви (клінічні ознаки) гіпотиреозу.

Основними показниками для оцінки прояву гіпотиреозу у тварин використані:

клінічні ознаки (поведінка тварин, апетит, контроль маси тіла, стан шкіри та

шерстного покриву, поява білатеральної алопеції на тілі тощо). Крім того, для

отримання проб крові для біохімічних аналізів та зразків тканин щитоподібної

залози для морфометричних і гістологічних досліджень із кожної дослідної

групи по три тварини виводили із досліду шляхом евтаназії (після глибокого

наркотизування). Отримані результати клінічних та лабораторних досліджень

реєстрували у спеціальному журналі.

За результатами комплесних досліджень встановлено позитивний вплив

алогенних мезенхімних стовбурових клітин на відновлення структури і функції

ушкодженої щитоподібної залози; визначені показники клінічних і

лабораторних досліджень, які чітко відображають інтенсивність

відновлювальних процесів у щитоподібній залозі після застосування алогенних

мезенхімних стовбурових клітин на всіх етапах відновлення її функціональної

здатності від вихідного стану (65 доба моделювання експериментального

гіпотиреозу) та впродовж 90 днів після застосування алогенних мезенхімних

стовбурових клітин.

Встановлено залежність активності відновлювальних процесів у тварин за

експериментального гіпотиреозу від способу введення мезенхімних

стовбурових клітин. Найвища активність регенеративних процесів за

показниками гормональної активності, гістологічних та біохімічних змін

спостерігається після введення мезенхімних стовбурових клітин безпосередньо

в щитоподібну залозу експериментально хворої тварини; вона нижча після

внутрішньовенного та, внутрішньосерцевого введення, а також за традиційного

методу лікування.

У щурів контрольної групи після введення ізотонічного розчину NaCl не

призводило до покращення структури щитоподібної залози. Натомість,

зареєстровано прогресування мікроскопічних змін в цьому органі.

Вміст вільного тироксину у крові щурів за експериментального

гіпотиреозу зростав від 11,7 мкмоль/л у вихідному стані (65 доба моделювання

гіпотиреозу) до 20,5–26,0 мкмоль/л (залежно від способу введення стовбурових

клітин) на 90 добу спостережень, що вірогідно у 2,03–2,57 раза вище порівняно

з цим показником у тварин контрольної групи. За традиційного методу

лікування рівень гормону достовірно перевищував лише у 1,63 раза цей

показник в контролі.

Вміст вільного трийодтироніну в сироватці крові тварин на 90 добу після

введення алогенних мезенхімних стовбурових клітин підвищився, залежно від

способу введення до 17,6–19,8 мкмоль/л, що достовірно на 31–66 % вище проти

цього показника в крові у тварин контрольної групи (14,0 мкмоль/л) та тварин

5 дослідної групи (традиційне лікування – 17,0 мкмоль/л). Вміст

трийодтироніну в сироватці крові тварин 3 групи, яким вводили мезенхімні

стовбурові клітини безпосередньо в щитоподібну залозу, був найвищим

(19,8 мкмоль/л).

Вміст тиреотропного гормону в сироватці крові щурів у вихідному стані

(65 доба моделювання гіпотиреозу) був найвищим (31,8 мкмоль/л), що

вірогідно вище у 3 раза проти його рівня в крові інтактних тварин

(10,5 мкмоль/л). На 90 добу після введення мезенхімних стовбурових клітин

рівень гормону вірогідно знижувався залежно від способу введення

мезенхімних стовбурових клітин до 20,5 – 28,9 мкмоль/л, що достовірно нижче

на 7,9–37,5 % проти цього показника в крові тварин контрольної групи

(32,8±0,7 мкмоль/л), але залишався ще високим.

Вміст кальцитоніну в сироватці крові щурів у вихідному стані (65 доба

моделювання гіпотиреозу) зареєстрований на рівні 12,0 мкмоль/л, що

достовірно нижче його рівня у інтактних тварин в 1,6 раза. На 90 добу вміст

його зростав залежно від способу введення алогенних мезенхімних стовбурових

клітин до 15,5–14,1 мкмоль/л, що вірогідно вище на 11,3–24 % проти цього

показника у тварин контрольної групи та проти цього показника у тварин

5 групи (традиційне лікування).

За експериментального гіпотиреозу встановлено достовірне підвищення

вмісту паратгормону у вихідному стані до 38,7 мкмоль/л, що вірогідно на 18 %

(32,6 мкмоль/л) вище проти цього показника у інтактних тварин. На 90 добу

після введення алогенних мезенхімних стовбурових клітин спостерігається

зниження до 35,3–36,1 мкмоль/л, що достовірно нижче проти цього показника у

тварин контрольної групи на 8,6–7,2 %. У тварин 5 групи після традиційного

лікування відмічалась лише тенденція до зниження рівня паратгормону, що

свідчить про нормалізацію функції паращитоподібної залози.

У тварин у вихідному стані (65 доба моделювання гіпотиреозу)

зареєстровано виражену гіпоглікемію, на що вказує вірогідне зниження вмісту

глюкози в крові до 7,2 ммоль/л проти 12,4 ммоль/л у інтактних тварин

(достовірна різниця в 1,67 раза). Після введення алогенних мезенхімних

стовбурових клітин рівень глюкози у тварин 1 та 4 дослідних груп, залежно від

способу введення стовбурових клітин підвищився до 8,1–9,0 ммоль/л, що на

9,9–21,6 % вище проти цього показника у тварин контрольної групи.

За експериментального гіпотиреозу у тварин розвивається

гіперхолестеринемія, на що вказує підвищення рівня холестеролу у у вихідному

стані до 4,83 ммоль/л, що у 3,69 разів перевищує цей показник у інтактних

тварин. Після застосування алогенних мезенхімних стовбурових клітин вміст

холестеролу в крові тварин 2–4 групи знижувався до 3,89–4,08 ммоль/л залежно

від способу введення, що достовірно нижче на 17,2–15,65 % проти цього

показника у тварин контрольної групи (4,82 ммоль/л).

Біохімічні зміни в крові щурів за експериментального гіпотиреозу

підтверджуються гістологічною картининою щитоподібної залози. У вихідному

стані виявлені значні деструктивні процеси в залозі, які після трансплантації

мезенхім них стовбурових клітин поступово зникали, і на 90 добу структура

залози відновлювалась. Найвищий ефект зареєстровано у групі тварин, яким

мезенхімні стовбурові клітини вводили безпосередньо у щитоподібну залозу.

Так, у вихідному стані (65 доба моделювання гіпотиреозу) встановлено

виразні зміни мікроскопічної будови щитоподібної залози щурів, яка зберігала

притаманну їй часточкову будову.

Строма залози виразно набрякла, вени, венули та капіляри – розширені й

переповнені клітинами крові, що свідчить про венозний застій. Лише поодинокі

фолікули зберігають характерну мікроскопічну будову. Проте навіть у цих

фолікулах у більшості випадків колоїд не фарбувався, що може свідчити про

значну гіперфункцію тих фолікулів, які ще були здатні продукувати притаманні

щитоподібній залозі гормони, оскільки за гіперфункції цієї залози вміст колоїда

в фолікулах зменшується.

У переважній більшості фолікулів реєструвались віддокремлення

фолікулярних клітин від базальної мембрани, а також гідропічна дистрофія

частини фолікулярних клітин та руйнування клітин, як тих, що відділилися в

просвіт фолікулу, так і частини клітин, що залишалися на базальній мембрані.

В частині випадків реєстрували некроз фолікулярних клітини, що

відокремились від базальної мембрани в просвіт фолікулу.

Руйнування та відокремлення від базальної мембрани значної кількості

фолікулярних клітин призводило до того, що клітини, які ще залишалися

інтактними та не втрачали зв’язку з базальною мембраною, витягувались

вздовж останньої, набуваючи сильно витягнутої веретеноподібної форми.

Слід підкреслити, що в переважній більшості епітеліоцитів щурів за

експериментального гіпотіреозу не виявлялися цитоплазматичних вакуолей,

характерних для клітин фолікулярного епітелію інтактних тварин. На нашу

думку, це свідчить про повне чи майже повне припинення синтезу гормонів

цими клітинами.

Одночасно реєструвались дистрофічні зміни (зерниста та гідропічна

дистрофії) та руйнування парафолікулярних клітин.

Таким чином, за експериментального гіпотиреозу виникають виразні

гістологічні зміни в щитоплодібній залозі, які призводять до значного

порушення синтезу гормонів тироксину, трийодтироніну та кальцитоніну,

оскільки майже не лишається неушкоджених клітин, здатних продукувати ці

гормони.

Вага щитоподібної залози за експериментального гіпотиреозу у

вихідному стані у 3,27 раза перевищує цей показник у інтактних тварин. Після

застосування алогенних мезенхімних стовбурових клітин вага щитоподібної

залози тварин 2–4 груп знижувалася, що достовірно нижче проти цього

показника у тварин контрольної групи на 43,9–25.5 %.

Маса тіла тварин за експериментального гіпотиреозу у вихідному стані

зафіксована на рівні 134,3 г, що у 1,54 разів нижче проти цього показника у

інтактних тварин. Після застосування алогенних мезенхімних стовбурових

клітин маса тіла тварин 2–4 груп підвищувалася до 163,0–164,0 г, що

достовірно вище проти цього показника у тварин контрольної групи.

Встановлено, що патогенез спонтанного гіпотиреозу у собак і кішок

збігається з патогенезом експериментального гіпотиреозу у щурів, на що

вказують результати дослідження клінічнх проявів та динаміки гормональних

показників.

Зокрема, в клінічних випробуваннях на 5 собаках віком 9–12 років з

середньою масою 10 кг, і 3 кішках віком 6 років із середньою масою 3,5 кг із

спонтанним гіпотиреозом досліджували ефективність застосування алогенних

мезенхімних стовбурових клітин на відновлення функціонального стану

щитоподібної залози.

У собак із спонтанним гіпотиреозом вміст вільного тироксину у сироватці

крові перед застосуванням мезенхімних стовбурових клітин був на рівні

5,8 мкмоль/л. На 90 добу після застосування алогенних мезенхімних

стовбурових клітин безпосередньо у щитоподібну залозу в кількості 6х106 цей

показник зростав до до 13,6 мкмоль/л, що достовірно вище у 2,34 рази,

порівняно з цим показником у вихідному стані.

У котів за спонтанного гіпотиреозу вміст вільного тирокину у сироватці

крові перед застосуванням лікування знаходився на рівні 10,66 мкмоль/л. На

90 добу досліду після введення алогенних мезенхімних стовбурових клітин в

кількості 4х106 безпосередньо у щитоподібну залозу цей показник зростав до

16,33 мкмоль/л, що достовірно вище порівняно із цим показником у вихідному

стані в 1,53 раза.

Таким чином, у дослідах на собаках і котах із клінічними проявами та

гормональним дзеркалом спонтанного гіпотиреозу застосування алогенних

мезенхімних стовбурових клітин стимулювало відновлення структурно-

функціонального стану щитоподібної залози, що підтверджується

гормональними показниками та клінічними ознаками до і після введення

алогенних мезенхімних стовбурових клітин.

Ключові слова: алогенні мезенхімні стовбурові клітини, щитоподібна

залоза, тироксин, трийодтиронін, тиреотропний гормон, холестерин, глюкоза.

ANNOTATION

Bokotko RM RR Regenerative processes in the thyroid gland of animals

for hypothyroidism and their stimulation with mesenchymal stem cells.-

Qualifying scientific work on the rights of manuscripts.

Dissertation for obtaining the scientific degree of the candidate of veterinary

sciences in the specialty 16.00.02 "Pathology, oncology and morphology of animals"

National University of Life and Environmental Sciences of Ukraine, Kyiv, 2019.

In the dissertation experimentally the influence of allogenic mesenchymal stem

cells on the course of reparative processes in the thyroid gland of rats under

experimental hypothyroidism, as well as in dogs and cats for hypothyroidism of

spontaneous origin was experimentally grounded.

The dissertation was performed as part of the research work of the educational-

scientific laboratory "Center of Cell Technologies in Veterinary Medicine"

(Department of Physiology, Pathophysiology and Animal Immunology) of the

National University of Bioresources and Nature Management of Ukraine on the

theme №: 110/76-Ф "To study the features of corrective the effect of injected stem

cells on pathologically altered structures and functions of tissues in the organism of

recipient animals "(code and state registration number - 00493706 number 0115 U

003476, 2015-2017), the order of the Ministry of Education and Science of Ukraine

ID 31.10.2014r. No. 1243.

In experiments, white non-breeding rats of the age of 1.5 months with an

average weight of 100-110 g, as well as dogs and cats with spontaneous

hypothyroidism, were used. The conditions for the maintenance of experimental

animals and their use in experiments complied with the requirements of the current

domestic normative legal documents and the Directive 2010/63 / EC "On the

protection of animals used for scientific purposes".

Experimental hypothyroidism in rats was caused by daily oral administration

instead of drinking water of 1% potassium perchlorate solution for 65 days. Animals

with experimental hypothyroidism were divided into five experimental groups.

Animals of the first group (control) were administered isotonic solution; Animals of

the second, third, and fourth experimental groups were administered allogenic

mesenchymal stem cells in the amount of 2x106 cells, respectively: in the thyroid

gland, intravenously and in the cavity of the heart (left ventricle); animals of the fifth

experimental group received the hormone thyroxine (traditional treatment). In

addition, in the experiments from the beginning to the end, there was also a sixth

group of rats - intact animals (a comparison group).

At 20,40,60 and 90 days after the introduction of mesenchymal stem cells,

weighed animals, fixed manifestations (clinical signs) of hypothyroidism. The main

indicators for assessing the manifestation of hypothyroidism in animals were: clinical

signs (animal behavior, appetite, body weight control, skin and wool, and the

appearance of biliary alopecia on the body, etc.). In addition, for obtaining blood

samples for biochemical analysis and specimens of thyroid tissue for morphometric

and histological studies from each experimental group, three animals were extracted

from the experiment through euthanasia (after deep narcosis). The results of clinical

and laboratory studies were recorded in a special journal.

According to the results of comprehensive studies, the positive effect of

allogenic mesenchymal stem cells on restoration of the structure and function of the

damaged thyroid gland has been established; defined indicators of clinical and

laboratory studies that clearly reflect the intensity of restorative processes in the

thyroid gland after the application of allogenic mesenchymal stem cells at all stages

of restoring its functional capacity from the initial state (65 days of experimental

hypothyroidism modeling) and 90 days after application of allogenic mesenchymal

stem cells.

The dependence of activity of restorative processes in animals on experimental

hypothyroidism on the method of introduction of mesenchymal stem cells is

established. The highest activity of regenerative processes in terms of hormonal

activity, histological and biochemical changes is observed after the introduction of

mesenchymal stem cells directly into the thyroid gland of an experimentally diseased

animal; It is lower after intravenous and intracardiac administration, as well as for the

traditional method of treatment.

In rats in the control group after the introduction of isotonic solution of NaCl

did not lead to improvement of the structure of the thyroid gland. Instead, the

progression of microscopic changes in this organ is registered.

The content of free thyroxine in blood of rats for experimental hypothyroidism

increased from 11.7 μmol / l in the initial state (65 days of hypothyroid modeling) to

20.5-26.0 μmol / L (depending on the method of insertion of stem cells) by 90 days of

observation, which is likely to be 2.03-2.57 times higher than that of control animals.

In the traditional method of treatment, the level of hormone significantly exceeded

only 1.63 times this figure in the control.

The content of free triiodothyronine in blood serum of animals at 90 days after

the introduction of allogenic mesenchymal stem cells increased, depending on the

method of administration to 17.6 - 19.8 μmol / L, which is significantly 31-66 %

higher against this indicator in the blood of control animals groups (14.0 μmol / L)

and animals of 5 experimental groups (traditional treatment - 17.0 μmol / l). The

content of triiodothyronine in the blood serum of animals in group 3, which was

injected mesenchymal stem cells directly into the thyroid gland, was the highest

(19.8 μmol / L).

The content of thyroid stimulating hormone in the blood serum of rats in the

initial state (65 days of hypothyroid modeling) was the highest (31.8 μmol / L), which

is believed to be 3 times higher than its level in the blood of intact animals

(10.5 μmol / L). At 90 days after the introduction of mesenchymal stem cells, the

level of the hormone was significantly lowered depending on the method of the

introduction of mesenchymal stem cells to 20.5 - 28.9 μmol / L, which is significantly

lower at 7.9-37.5% against this indicator in the blood of control animals group, but

remained high.

The content of calcitonin in the blood serum of rats in the initial state (65 days

of hypothyroid modeling) was recorded at 12.0 μmol / L, which is 1.6 times more

than its level in intact animals. At 90 days its content increased, depending on the

method of administration of allogenic mesenchymal stem cells to 15.5 - 14.1 μmol / l,

which is probably higher by 11.3-24 % against this indicator in animals of the control

group and against this indicator in animals 5 groups (traditional treatment).

According to experimental hypothyroidism, a significant increase in the

parathormone content in the initial state up to 38.7 μmol / L is established, which is

probably higher by 18 % (32.6 μmol / l) higher against this indicator in intact

animals. At 90 days after the introduction of allogenic mesenchymal stem cells, a

decrease was observed to 35.3-36.1 μmol / L, which is significantly lower than that in

animals in the control group at 8.6-7.2 %. In animals of the 5th group, after the

traditional treatment, there was only a tendency to decrease the level of parathyroid

hormone, indicating the normalization of parathyroid gland function.

Significant hypoglycemia was recorded in animals in the initial state (65 days

of hypothyroid modeling), indicating a probable decrease in blood glucose up to

7.2 mmol / L against 12.4 mmol / L in intact animals (a significant difference of

1.67 times) . After administration of allogenic mesenchymal stem cells, glucose

levels in animals of 1 and 4 experimental groups, depending on the method of

insertion of stem cells, increased to 8.1-9.0 mmol / l, which is 9.9-21.6 % higher

against this indicator in animals of the control group.

In experimental hypothyroidism, hypercholesterolemia develops in animals,

indicating an increase in cholesterol level in the initial state to 4.83 mmol / l, which is

3.69 times higher than that in intact animals. After application of allogenic

mesenchymal stem cells, the content of cholesterol in the blood of animals in groups

2-4 decreased to 3.89-4.08 mmol / l depending on the method of administration,

which is significantly below 17.2-15.65 % against this indicator in control animals

groups (4.82 mmol / L).

Biochemical changes in blood of rats for experimental hypothyroidism are

confirmed by the histological picture of the thyroid gland. In the initial state,

significant destructive processes in the gland were discovered, which gradually

disappeared after transplantation of the mesenchymal stem cells, and the structure of

the gland was restored to 90 days. The highest effect was recorded in the group of

animals that mesenchymal stem cells were injected directly into the thyroid gland.

Thus, in the initial state (65 days of hypothyroid modeling), distinct changes in

the microscopic structure of the thyroid gland of rats, which retained its inherent

lobular structure, were established.

The gland's stroma is distinctly swollen, veins, veins and capillaries are

enlarged and overcrowded with blood cells, indicating venous stasis. Only single

follicles retain a characteristic microscopic structure. However, even in these

follicles, in most cases, colloid was not stained, which may indicate a significant

hyperfunction of those follicles that were still capable of producing hormones

inherent in thyroid gland, because the hyperfunction of this gland decreases the

colloid content in the follicles.

In the vast majority of follicles, the isolation of follicular cells from the

basement membrane, as well as the hydrophilic dystrophy of parts of the follicular

cells and the destruction of cells, both those that were separated into the lumen of the

follicle, as well as of the cells remaining on the basement membrane, were recorded.

In a part of the cases, necrosis of follicular cells separated from the basement

membrane into the lumen of the follicle was recorded.

The destruction and separation of a significant number of follicular cells from

the basement membrane led to the fact that the cells that were still intact and did not

lose contact with the basement membrane were pulled along the latter, gaining a

highly elongated spindle shape.

It should be emphasized that in the vast majority of epitheliocytes of rats for

experimental hypothyroidism, cytoplasmic vacuoles characteristic of follicular

epithelium cells in intact animals were not detected. In our opinion, this indicates a

complete or almost complete cessation of the synthesis of hormones by these cells.

At the same time, dystrophic changes (granular and hydrophilic dystrophy) and

destruction of parafocyric cells were recorded.

Thus, for experimental hypothyroidism, there are distinct histological changes

in the thyroid gland, which lead to a significant violation of the synthesis of thyroid

hormones, triiodothyronine and calcitonin, since there are almost no unharmed cells

capable of producing these hormones.

The weight of thyroid gland for experimental hypothyroidism in the initial state

is 3.27 times higher than that in intact animals. After application of allogenic

mesenchymal stem cells, the weight of the thyroid gland of animals of 2-4 groups

decreased, which is significantly lower against this indicator in animals of the control

group at 43.9-25.5 %.

The weight of the animal body in the initial state was 134.3 g, which is 1.54

times lower than that in intact animals. After application of allogenic mesenchymal

stem cells, the body mass of animals of 2-4 groups increased to 163.0-164.0 g, which

is significantly higher against this indicator in animals of the control group.

It has been established that the pathogenesis of spontaneous hypothyroidism in

dogs and cats coincides with the pathogenesis of experimental hypothyroidism in

rats, as evidenced by the results of clinical manifestations and dynamics of hormonal

indices.

In particular, in clinical trials of 5 dogs of 9-12 years old with an average

weight of 10 kg and 3 cats aged 6 years and with an average weight of 3.5 kg with

spontaneous hypothyroidism, the effectiveness of application of allogenic

mesenchymal stem cells to the restoration of the functional state of the thyroid gland

was studied.

In dogs with spontaneous hypothyroidism, the content of free thyroxine in

serum prior to the use of mesenchymal stem cells was 5.8 μmol / l. At 90 days after

the application of allogenic mesenchymal stem cells directly into the thyroid gland in

the amount of 6x106, this figure increased to 13.6 micromoles / liter, which is

significantly higher at 2.34 times, compared to the indicator in the initial state.

In cats for spontaneous hypothyroidism, the content of free tyrokin in serum

before treatment was at 10.66 μmol / L. At 90 days of the experiment after the

introduction of allogenic mesenchymal stem cells in the number of 4x106 directly

into the thyroid gland, this figure increased to 16.33 μmol / L, which is significantly

higher in comparison with this indicator in the initial state in 1.53 times.

Thus, in experiments on dogs and cats with clinical manifestations and the

hormonal mirror of spontaneous hypothyroidism, the use of allogenic mesenchymal

stem cells stimulated the restoration of the structural and functional state of the

thyroid gland, which is confirmed by hormonal parameters and clinical signs before

and after the introduction of allogenic mesenchymal stem cells.

Key worlds: аllogenic mesenchymal stem cells, thyroid gland, thyroxin,

triiodothyronine, thyroid gland, cholesterol, glucose.

СПИСОК ОПУБЛІКОВАНИХ ПРАЦЬ ЗА ТЕМОЮ ДИСЕРТАЦІЇ

Статті у наукових фахових виданнях України:

1. Бокотько Р. Р. Морфологічні зміни щитоподібної залози щурів при

експериментально змодельованому гіпотиреозі. Проблеми зооінженерії та

ветеринарної медицини. Серія «Ветеринарні науки». 2016. № 33. Ч. 2. С. 239–

243.

2. Бокотько Р. Р. Зміни біохімічних показників сироватки крові щурів при

експериментальному гіпотиреозі. Науково-технічний бюлетень Державного

науково-дослідного контрольного інституту ветеринарних препаратів та

кормових добавок і Інституту біології тварин. 2017. Вип. 18. № 1. С. 19–23.

3. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Сердюков Я. К., Данілов В. Б.,

Малюк М. О., Харкевич Ю. О., Ковпак В. В., Кладницька Л. В. Мікроскопічні

зміни в щитоподібній залозі білих щурів за відновлення її структури шляхом

введення мезенхімних стовбурових клітин при експериментальному

гіпотиреозі. Науково-технічний бюлетень Державного науково-дослідного

контрольного інституту ветеринарних препаратів та кормових добавок і

Інституту біології тварин. 2017. Вип. 18. № 2. С. 377–382. (Здобувачем

проведено дослідження мікроскопічних змін щитоподібної залози, аналіз

отриманих результатів та підготовлено статтю до друку).

4. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Харкевич Ю. О., Данілов В. Б.

Рентгенден- ситометрія стегнових кісток білих щурів після введення

мезенхімних стовбурових клітин за експериментального гіпотиреозу. Проблеми

зооінженерії та ветеринарної медицини. Серія «Ветеринарні науки». 2017.

№ 34. С. 24–27. (Здобувачем взято участь у проведенні досліду щодо

визначення щільності стегнових кісток щурів, аналізі отриманих результатів

та написанні статті).

Статті у наукових фахових виданнях України,

включених до міжнародних наукометричних баз даних:

5. Бокотько Р. Р. Перспективи застосування стовбурових клітин за хвороб

щитоподібної залози (стан питання). Науковий вісник Національного

університету біоресурсів і природокористування України. Серія: Ветеринарна

медицина, якість і безпека продукції тваринництва. 2015. № 227. С. 34–40.

6. Бокотько Р. Р. До патогенезу експериментального дифузного

токсичного зоба в щурів. Наукові доповіді Національного університету

біоресурсів і природокористування України. 2016. № 60. Режим доступу:

http://journals.uran.ua/index.php/2223-1609/article/view/ 113247

7. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Харкевич Ю. О.,

Данілов В. Б. Динаміка вмісту гормону вТ4 в крові та вага щитоподібної залози

білих щурів із експериментальним гіпотиреозом після трансплантації

мезенхімних стовбурових клітин. Науковий вісник Національного університету

біоресурсів і природокористування України. Серія: Ветеринарна медицина,

якість і безпека продукції тваринництва. 2017. № 265.

С. 35–41. (Здобувачем взято участь у проведенні досліду щодо визначення

вмісту вТ4, аналізі отриманих результатів та написанні статті).

Стаття в іншому науковому виданні

8. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й. Зміна живої маси білих щурів після

введення стовбурових клітин за експериментального гіпотиреозу. Аграрний

вісник Причорномор’я. Серія «Ветеринарні науки». 2016. № 81. С. 10–13.

(Здобувачем проведено дослідження на білих щурах, аналізовано отримані

результати та написано статтю).

Патенти України на корисну модель:

9. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Ковпак В. В.

Данілов В. Б., Харкевич Ю. О., Кладницька Л. В. Патент України на корисну

модель № 06079 МПК G09В23/28 (2006.01). Спосіб моделювання гіпотиреозу у

щурів; заявник і патентовласник Національний університет біоресурсів і

природокористування України. № u 201706079; заявлено 16.06.2017;

опубліковано 10.01.2018. Бюл. № 1. (Здобувачем взято участь у розробленні

принципу корисної моделі, проведено експериментальні дослідження,

підготовлено матеріали до патентування).

10. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Ковпак В. В.

Данілов В. Б., Харкевич Ю. О., Кладницька Л. В. Патент України на корисну

модель № 06080 МПК G09В23/28 (2006.01). Спосіб активізації

відновлювальних процесів з відновленням структури ушкодженої щитоподібної

залози за гіпотиреозу у тварин мезенхімними стовбуровими клітинами; заявник

і патентовласник Національний університет біоресурсів і природокористування

України. № u 201706080; заявлено 16.06.2017; опубліковано 10.01.2018.

Бюл. № 1. (Здобувачем взято участь у розробленні принципу корисної моделі,

проведено експериментальні дослідження, підготовлено матеріали до

патентування).

Науково-методичні рекомендації

11. Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Харкевич Ю. О. Ковпак В. В.,

Данілов В. Б., Бокотько Р. Р. Методи видоспецифічної оцінки стовбурових

клітин та їх застосування у ветеринарній клітинній регенеративній терапії:

[науково-методичні рекомендації]. К., 2017. 34 с. (Затверджено Вченою

радою НУБіП України, протокол № 5 від 27 грудня 2017 р. Здобувачем

проведено дослідження, здійснено аналіз результатів, підготовлено

рекомендації до друку).

Тези наукових доповідей:

12. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Данілов В. Б. Динаміка вмісту

гормону вТ4 в крові та вага щитоподібної залози білих щурів із

експериментальним гіпотиреозом після трансплантації мезенхімних

стовбурових клітин. Досягнення та перспективи застосування гумінових

речовин у сільському господарстві: Міжнародна науково-практична

конференція, присвячена 95-річчю Дніпровського державного аграрно-

економічного університету та 110-річчю від дня народження професора

Л. А. Христєвої, м. Дніпро, 19–20 жовтня 2017 року: тези доповіді. 2017. С. 29–

31. (Здобувачем проведено дослідження на лабораторних щурах, здійснено

аналіз результатів, підготовлено тези до друку).

13. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Данілов В. Б. Мікроскопічні зміни

щитоподібної залози після введення мезенхімних стовбурових клітин за

експериментального гіпотиреозу в щурів. Актуальні проблеми фізіології

тварин: Міжнародна науково-практична конференція, присвяченій 120-річчю

Національного університету біоресурсів і природо-користування України,

м. Київ, 3–5 травня 2018 року: тези доповіді. 2018. С. 13. (Здобувачем проведено

мікроскопічні дослідження, здійснено аналіз результатів, підготовлено тези до

друку).

ЗМІСТ

ПЕРЕЛІК УМОВНИХ ПОЗНАЧЕНЬ, СИМВОЛІВ, ОДИНИЦЬ,

СКОРОЧЕНЬ І ТЕРМІНІВ……………………………………………….. 16

ВСТУП……………………………………………………………………....... 17

РОЗДІЛ 1 ОГЛЯД ЛІТЕРАТУРИ……………………..……………….….. 23

1.1. Гіпотиреоз у тварин………………………………………………… 23

1.1.1. Патогенез та класифікація гіпотиреозу………………………... 26

1.1.2. Етіологія гіпотиреозу…………………………………………… 29

1.1.3. Основні клінічні симптоми і синдроми гіпотиреозу………….. 35

1.1.4. Сучасні методи лікування гіпотиреозу………………………… 44

1.2. Стовбурові клітини in vivo, in vitro та після трансплантації..……. 49

1.3. Висновки до розділу 1 ……………………………………………... 57

РОЗДІЛ 2 ВИБІР НАПРЯМІВ ДОСЛІДЖЕНЬ, МАТЕРІАЛИ ТА

МЕТОДИ ДОСЛІДЖЕНЬ...………………………………………………... 59

2.1. Висновки до розділу 2……………………………………………… 74

РОЗДІЛ 3. РЕЗУЛЬТАТИ ВЛАСНИХ ДОСЛІДЖЕНЬ………………… 75

3.1. Динаміка основних клініко-біохімічних показників за

експериментального гіпотиреозу ………….……..…………………………. 75

3.1.1. Дослідження динаміки вмісту вільного тироксину…………… 76

3.1.2. Дослідження динаміки вмісту трийодтироніну……………….. 77

3.1.3. Дослідження динаміки вмісту тиреотропного гормону………. 79

3.1.4. Дослідження динаміки вмісту кальцитоніну …………………. 81

3.1.5. Дослідження динаміки вмісту паратгормону…………………. 82

3.1.6. Дослідження динаміки вмісту глюкози в крові……………...... 84

3.1.7. Дослідження динаміки вмісту холестеролу в крові…………... 86

3.2. Динаміка показників живої маси та ваги щитоподібної залози

щурів…………………………………………………………………………... 88

3.3. Особливості зміни мікроскопічної структури щитоподібної

залози………………………………………………………………………….. 92

3.4. Особливості зміни показників вмісту гормонального стану у

крові собак та котів за спонтанного гіпотиреозу до та після

трансплантації алогенних мезенхімних стовбурових клітин……………....

106

3.5. Висновки до розділу 3……………………………………………… 110

РОЗДІЛ 4 АНАЛІЗ І УЗАГАЛЬНЕННЯ ОДЕРЖАНИХ

РЕЗУЛЬТАТІВ ДОСЛІДЖЕННЯ……………............................................. 111

ВИСНОВКИ …………………………………………………………………. 118

ПРОПОЗИЦІЇ ВИРОБНИЦТВУ ………………………………………….. 122

СПИСОК ВИКОРИСТАНИХ ДЖЕРЕЛ ………………………………… 123

ДОДАТКИ …………………………………………………………………… 149

16

ПЕРЕЛІК УМОВНИХ ПОЗНАЧЕНЬ, СИМВОЛІВ, ОДИНИЦЬ,

СКОРОЧЕНЬ І ТЕРМІНІВ

RADWAG – ваги електронні лабораторні

вТ3 – вільний трийодтиронін

вТ4 – вільний тироксин

в/в – внутрішньовенно

в/м – внутрішньом'язово

г. – грам

ГЗ – гіпотиреоз

ЕСТ – ембріональна сироватка телят

ЗХС – загальний холестирин сироватки

КМ – кістковий мозок

КРТ – клітинно-регенеративна терапія

мл. – мілілітр

МО – міжнародні одиниці

МСК – мезенхімні стовбурові клітини

ПЩЗ – прищитоподібні залози

Середовище ДМЕМ – середовище Ігла модифіковане Дюльбекко

СК – стовбурові клітини

СКГ – субклінічний гіпотиреоз

Т3 – трийодтиронін

Т4 – тироксин

ТТГ – тиреотропний гормон

ФБР – фосфатно буферний розчин

ХС – холестерин

ХТГ – хронічний токсичний гіпотиреоз

ЧКМ – червоний кістковий мозок

ЩЗ – щитоподібна залоза

in vitro – біологічний процес, який відбувається поза організмом

in vivo – біологічний процес, який відбувається в організмі

17

ВСТУП

Актуальність теми. Використання досягнень біотехнології для

підвищення ефективності лікування тварин за гіпотиреозу різного походження

одне із найперспективніших завдань ветеринарної науки і практики. Якісно

новим вирішенням проблеми репаративних процесів у щитоподібній залозі

тварин є використання диференційованих чи недиференційованих клітин

автологічного або алогенного походження, отриманих з використанням

клітинних технологій . У літературі наведено результати експериментальних

досліджень щодо лікування тварин за аутоімунного тиреоїдиту шляхом

трансплантації мезенхімних стовбурових клітин [68, 69, 70, 71, 72, 73].

Застосування мезенхімних (мезенхімних, стромальных) стовбурових

клітин у ветеринарній медицині за гіпотиреозу тварин базується на достатній

науково-методичній базі. Розроблені методи відбору кісткового мозку тварин і

виділення з нього фракції мононуклеарних клітин з високою проліферативною

активністю дозволяють якнайшвидше отримати необхідну кількість

мезенхімних стовбурових клітин та використати їх з метою стимуляції

репаративних процесів у патологічно змінених тканинах та органах тварин. [36,

136, 173].

Встановлено, що останні, завдяки своїм імуномодулюючим властивостям

і здатності диференціюватися у багатьох напрямах, є найперспективнішим

джерелом клітинного матеріалу. [31, 139]. Разом з тим залишаються мало

вивченими питання клінічного використання стовбурових клітин за

гіпотиреозу, не з’ясовано особливості реакції організму реципієнта на введення

чужорідних клітин, не визначено дози та шляхи їх введення в кожному

конкретному випадку, показання та протипоказання до їх застосування. [147].

З огляду на це, вивчення біологічних властивостей мезенхімних

стовбурових клітин за їх культивування та використання для стимуляції

репаративних процесів за гіпотиреозу тварин є актуальним завданням.

Зв'язок роботи з науковими програмами, планами, темами.

Дисертацію виконано як складову частину науково-дослідних робіт кафедри

18

хірургії і патофізіології імені академіка І. О. Поваженка Національного

університету біоресурсів і природокористування України за темою «Дослідити

особливості коригуючої дії введених стовбурових клітин на патологічно змінені

структури і функції тканин в організмі тварин-реципієнтів» (номер державної

реєстрації 0115U003476, 2015–2017 рр.).

Мета та завдання дослідження. Мета дослідження – виявити

морфофункціональні зміни в організмі білих щурів, собак і котів за гіпотиреозу

за динамікою морфологічних змін у щитоподібній залозі, біохімічних,

гістологічних, та гормональних показників крові; встановити активність

відновлювальних процесів у щитоподібній залозі тварин після застосування

алогенних мезенхімних стовбурових клітин і традиційного методу лікування.

Для досягнення мети поставлено та вирішено такі завдання:

• дослідити на білих щурах із експериментальним гіпотиреозом

функціонування ушкодженої щитоподібної залози на 65 добу моделювання у

них гіпотиреозного стану (вихідний стан) та активність відновлювальних

процесів у ній через 20, 40, 60 та 90 діб після трансплантації алогенних

мезенхімних стовбурових клітин за показниками:

- клінічних проявів експериментального та спонтанного гіпотиреозу;

- вмісту вільного тироксину, вільного трийодтироніну, тиреотропного

гормону, паратгормону, кальцитоніну;

- вмісту в крові тварин глюкози та холестеролу;

- морфологічних і морфометричних змін у щитоподібній залозі;

- динаміки маси тіла досліджуваних тварин;

• порівняти ефективність впливу трансплантованих алогенних

мезенхімних стовбурових клітин на активність відновлювальних процесів у

щитоподібній залозі щурів за експериментального гіпотиреозу залежно від

способу їх застосування;

порівняти ефективність застосування мезенхімних стовбурових клітин та

традиційного методу лікування тварин за експериментального гіпотиреозу;

19

провести на собаках і котах клінічні випробування ефективності

застосування алогенних мезенхімних стовбурових клітин у лікуванні

спонтанного гіпотиреозу.

Об’єкт дослідження – відновлювальні процеси у щитоподібній залозі

тварин за гіпотиреозу та за впливу алогенних мезенхімних стовбурових клітин.

Предмет дослідження – показники морфофункціонального стану

щитоподібної залози в організмі тварин-реципієнтів до та після введення

алогенних мезенхімних стовбурових клітин.

Методи дослідження. Клінічні, біохімічні (визначення в сироватці крові

холестеролу, глюкози), гормональні (визначення рівня вільного тироксину,

трийодтироніну, тиреотропного гормону), гістологічні (виготовлення та

фарбування зрізів, мікроскопія) та статистичні.

Наукова новизна одержаних результатів. Вперше досліджено вплив

алогенних мезенхімних стовбурових клітин на перебіг репаративних процесів у

щитоподібній залозі щурів за експериментального гіпотиреозу, а також у собак

та котів за спонтанного гіпотиреозу. Вперше проведено випробування

ефективності різних методів трансплантації алогенних мезенхімних

стовбурових клітин (в порожнину серця, внутрішньовенно і безпосередньо в

щитоподібну залозу).

Використання комплексного підходу до оцінки змін в організмі тварин за

гіпотиреозу (динаміка показників гормональних та біохімічних досліджень

сироватки крові) і безпосередньо в тканині щитоподібної залози (за зміною

показників макроскопічних та гістологічних досліджень), дозволило отримати

достовірні результати для оцінки особливостей цих змін на всіх періодах

відновлення функціонального стану залози.

Встановлено, що за впливу трансплантованих алогенних мезенхімних

стовбурових клітин достовірно підвищується активність репаративних процесів

у щитоподібній залозі тварин, на що вказує в кінці досліду (90 доба

спостережень) нормалізація біохімічних (вміст глюкози, холестерину) та

20

гормональних показників (вміст гормонів вТ4, вТ3, ТТГ, паратгормону,

кальцитоніну) сироватки крові і гістологічні зміни в ушкодженій залозі.

Зокрема, за введення алогенних мезенхімних стовбурових клітин

безпосередньо в експериментально ушкоджену щитоподібну залозу процеси

відновлення на всіх етапах регенерації більш інтенсивно виражені, ніж після

трансплантації їх внутрішньовенно, в порожнину серця та традиційного методу

лікування.

Наукова новизна дисертації підтверджена патентами на корисну модель

(номер державної реєстрації 06079) «Спосіб моделювання гіпотиреозу у щурів»

та «Спосіб активізації відновлювальних процесів з відновленням структури

ушкодженої щитоподібної залози за гіпотиреозу у тварин мезенхімними

стовбуровими клітинами» (номер державної реєстрації 06080).

Практичне значення одержаних результатів. Отримані результати

можуть бути використані в експериментальній роботі для подальшого вивчення

властивостей алогенних та ксеногенних мезенхімних стовбурових клітин,

трансплантованих в організм тварин-реципієнтів, та в клінічній практиці як

один із альтернативних методів лікування тварин за гіпотиреозу.

Результати експериментальних досліджень і клінічного випробування

використовуються в навчальному процесі та наукових дослідженнях кафедр

вищих навчальних закладів України: хірургії і патофізіології імені академіка І.

О. Поваженка та анатомії, гістології і патоморфології тварин імені академіка В.

Г. Касьяненка Національного університету біоресурсів і природокористування

України; нормальної та патологічної фізіології Національного університету

ветеринарної медицини та біотехнологій імені С. З. Ґжицького; нормальної та

патологічної фізіології сільськогосподарських тварин Білоцерківського

національного аграрного університету; анатомії, нормальної та патологічної

фізіології Сумського національного аграрного університету; фізіології та

біохімії сільськогосподарських тварин Дніпропетровського державного

аграрно-економічного університету.

21

Особистий внесок здобувача. Здобувачем самостійно проведено пошук і

аналіз літературних джерел за темою дисертаційної роботи, виконано увесь

обсяг експериментальних досліджень (моделювання експериментального

гіпотиреозу у щурів, формування груп дослідних тварин для проведення

експериментів на лабораторних тваринах; випробування ефективності методу

на собаках і котах за гіпотиреозу спонтанного походження; отримання

алогенних стовбурових клітин і трасплантація їх тваринам-реципієнтам різними

шляхами; відбір зразків крові і щитоподібної залози для аналізів), проведено

статистичну обробку цифрових показників, підготовлено ілюстративні

матеріали.

Спільно з науковим керівником визначено мету, завдання роботи, схему

дослідів та способи їх вирішення, аналіз одержаних результатів і

формулювання висновків. Із результатів досліджень і публікацій із

співавторами, за їх згодою, використано лише ті результати, які одержано

особисто здобувачем. Внесок автора зазначено у наведеному списку публікацій.

Апробація результатів дисертації. Матеріали дисертації доповідалися та

отримали позитивну оцінку на: Науково-практичній конференції «Актуальні

проблеми фізіології і патофізіології тварин» НУБіП України (м. Київ, 2015 р.);

XV Всеукраїнській науково-практичній конференції молодих вчених

«Молоді вчені у вирішенні актуальних проблем біології, тваринництва та

ветеринарної медицини» (м. Львів, 2016 р.); Міжнародній науково-практичній

конференції «Досягнення та перспективи застосування гумінових речовин у

сільському господарстві», присв’яченій 95 річчю Дніпровського державного

аграрно-економічного університету та 110 річчю від дня народження

професора Л. А. Христєвої (м. Дніпро, 2017 р.); VII Міжнародній науково-

практичній конференції «Ветеринарні препарати: розробка, контроль якості та

застосування» (м. Львів, 2017 р.);

Публікації. За результатами досліджень опубліковано 13 наукових праць,

з яких 4 статті у наукових фахових виданнях України, 3 статті у наукових

фахових виданнях України, включених до міжнародних наукометричних баз

22

даних, стаття в іншому науковому виданні, 2 патенти на корисну модель,

науково-методичні рекомендації та 2 тези наукових доповідей.

Структура та обсяг дисертації. Дисертація складається з анотації, вступу,

4 розділів, 20 підрозділів, висновків, пропозицій виробництву, списку

використаних джерел і додатків. Дисертацію викладено на 169 сторінках

комп’ютерного тексту. Матеріали дисертації проілюстровані 11 таблицями, 2

схемами та 29 рисунками. Список використаних джерел містить 233 джерела, у

т. ч. 95 латиницею.

23

РОЗДІЛ 1

ОГЛЯД ЛІТЕРАТУРИ

1.1. Гіпотиреоз у тварин

Ендокринна патологія продовжує залишатися актуальною в науковому та

клінічному аспектах, так як займає одне з провідних місць у структурі загальної

захворюваності серед тварин [50, 61, 62]. Захворювання щитоподібної залози

(ЩЗ) становлять майже половину від усіх ендокринопатій, що призводить до

погіршення стану здоров'я тварин та раптової смерті [81, 82, 84].

Слід зазначити, що кінцевим результатом більшості захворювань ЩЗ –

остаточне ушкодження даного органа, яке призводить до розвитку його

гіпофункції. Загальна розповсюдженість гіпотиреозу серед собак становить біля

90 % та переважає в старшій віковій групі [49, 85, 89, 105, 107, 91]. В Україні за

останні 10 років (з 2009 по 2019 роки) кількість випадків гіпотиреозу у тварин

значно зросла, порівняно з іншими роками [29].

Гормональна функція щитоподібної залози життєво необхідна для

підтримки гомеостаза всього організму. При тривалому зниженні і активності

тиреоїдних гормонів або зниження її біологічної активності на тканинному

рівні розвивається тяжке ендокринне захворювання – гіпотиреоз

(гіпотиреоїдизм, мікседема) Термін мікседема традиційно використовується для

характеристики найбільш важких форм гіпотиреозу, означає слизовий набряк

шкіри і підшкірної клітковини [132, 149]. Kocher в 1882р. і Reverdin в 1883р.

незалежно один від одного, вперше описали це захворювання, розвиток якого

спостерігали після повного видалення патологічно зміненої щитоподібної

залози [108].

За різними літературними даними розповсюдження гіпотиреозу серед

тварин перше місце займають собаки, рідше коти, потому коні, свині, ВРХ,

кролі і екзотичні тварини, хоча ступінь і частота захворювання залежатиме від

місця проживання тварини і способу харчування. При цьому самки у 10 раз

частіше страдають від гіпотиреозу, чим самці і особливо субклінічними

формами захворювання [112, 140]. В останні роки в літературних даних

24

з'явилося ще більше публікацій про захворювання субклінічним гіпотиреозом

саме самок чим самців. Гіпотиреоз являє собою клінічний симптомокомплекс,

що викликаний дефіцитом тироксину і зумовленою цим недостатньою

активністю трийодтироніну у клітинах організму, що призводить до загального

сповільнення обмінних процесів і розвитку інтерстиціального набряку в

результаті відкладення у підшкірній клітковині, м'язах та інших тканинах

фібронектину і гідрофільних глікозаміногліканів. При вторинному і третинному

гіпотиреозі симптоми, як правило, менш виражені, ніж при первинному

гіпотиреозі, проте можуть розвиватися ознаки недостатності інших залоз

внутрішньої секреції (необхідно звертати увагу на симптоми гіпокортицизму),

симптоми нецукрового діабету або інші, безпосередньо пов'язані з

гіпопітуїтаризмом. Гіпотиреоз може виникати також як складова аутоімунного

полігландулярного синдрому [117]. Треба відмітити, що пік захворювання

приходить на період статевого дозрівання і старшого віку тварин [118]. У 95%

хворих тварин на гіпотиреоз є первинним. Він може бути природженим обо

набутим. Природжений гіпотиреоз розвивається при аплазії або гіпоплазії

щитоподібної залози внаслідок порушень внутрішньоутробного розвитку або як

результат генетичних дефектів синтезу тиреоїдних гормонів.

Таким чином, можна припустити, що тенденція росту захворюваності в

тварин гіпотиреозом різної етіології в подальшому зберігатиметься [155, 162,

205].

Первинний набутий гіпотиреоз виникає з ряду причин. На даний час

найбільш поширений гіпотиреоз внаслідок хронічної недостачі тиреоїдитної

системи. При цьому внаслідок наростання титру циркулюючих ауто антитіл до

тканини щитоподібної залози відбувається реакція з клітинними антигенами із

подальшим розвитком деструктивних і проліферативних процесів. У результаті

відбувається зниження продукції тироїдних гормонів. Як ускладнення

лікувальних заходів, після: а) оперативного лікування (субтотальної або

тотальної резекції щитоподібної залози) – складає третю частину всіх

гіпотиреозів; б) лікування дифузного токсичного зобу радіоактивним йодом;

25

в) погано контрольованого неадекватного або тривалого лікування

тиреостатиками (мерказоліл, препарти літію, тирокин); г) використання

надмірних доз йодвмістимих препаратів, зокрема рентгенконтрасних засобів;

д) променевої терапії злоякісних новоутворень органів, які розташовані на шиї;

е) тривалого прийому гормональних препаратів (глюкокортикоїдів, статевих

гормонів) або сульфаніламідів [186, 212]. Деструктивні ураження щитоподібної

залози відбуваються при доброякісних та злоякісних пухлинах, гострі та

хронічні інфекції (тиреоїдит, абсцес, туберкульоз, бруцельоз, токсоплазмоз,

актиномікоз, саркоїдоз) та внаслідок недостатнього надходження в організм

йоду. У основі розвитку вторинного гіпотиреозу лежить нестача синтезу

тиротропіну (ТТГ), а третинного – нестача утворення тирооліберина, що

призводить до зниження секреції тиротропіну [119, 137].

При гіпотиреозі у тварин будуть пригнічуватися всі види обмінів та

активність різних ферментних систем, газообмін і основний обмін,

порушується терморегуляція [113, 138, 148]. Виникають порушення білкового

обміну, які призводять до уповільненого розпаду і синтезу білка, порушення

обміну глікозаміногліканів, накопичення в тканинах глюкопротеїду муцина,

гіалуронової та хондроїтинсірчаної кислот. Їх надлишок змінює колоїдну

структуру сполучної тканини, збільшує її гідрофільність і зв'язує натрій, що в

умовах утрудненого лімфо відтоку формує мікседему [44, 80, 134]. На механізм

затримки в тканинах води і натрію може також впливати надлишок

вазопресину, продукція якого гальмується тиреоїдними гормонами [146].

Порушення ліпідного обміну виявляється зниженням синтезу і розпаду

ліпідів у тварин. Підвищується вміст холестерину, тригліцеридів, бета-

ліпопротеїдів (II – й і IV – й тип гіперліпопротеїдемії) [158].

Порушується вуглеводний обмін – сповільнюється всмоктування глюкози

в кишечнику і її утилізація в організмі [151, 164].

Дифіцит тиреоїдних гормонів гальмує розвиток тканини мозку і

пригнічує вищу нервову діяльність, такі тварини погано піддаються

дресируванню обо взагалі не піддаються будь-яким навчанням. Розвивається

26

гіпотироїдна енцефалопатія, при якій знижується розумова діяльність

біологічного організму і психічна активність, ослаблюється умовна і безумовна

рефлекторна діяльність [195].

Знижується активність інших залоз внутрішньої секреції (зокрема, кора

наднирників в умовах гіпотермії). Порушується і периферичний метаболізм

гормонів ендокринних залоз (кортикостероїдів і статевих гормонів) [86, 87, 138,

164].

1.1.1. Патогенез та класифікація гіпотиреозу

В 90-99 % випадків причин гіпотиреозу являється пошкодження самої

щитоподібної залози (первинний гіпотиреоз), а 1 % пошкодження гіпофіза або

гіпоталамуса (вторинний і третинний гіпотиреоз) і периферійний гіпотиреоз

(тканинний) гіпотиреоз [31, 51]. Гіпофункція щитоподібної залози може носити

вроджений або набутий характер. Крім цього, первинний гіпотиреоз ділиться

по ступені важкості на латентний (або субклінічний) і маніфестний

(компенсований, некомпенсований, ускладнений), який явно виражений [63,

166].

Первинний гіпотиреоз (тиреогенний) – розвивається внаслідок

ураження самої щитоподібної залози, найбільш частий варіант. Також має

властивість зменшуватися кількість функціонуючої тканини щитоподібної

залози:

1. Гіпотиреоз зумовлений порушенням ембріонального розвитку

щитоподібної залози (вроджений гіпотиреоз).

2. Післяопераційний гіпотиреоз.

3. Пострадіаційний гіпотиреоз.

4. Гіпотиреоз, обумовлений автоімунним враженням щитоподібної

залози (автоімунний тиреоїдит, результат дифузного токсичного зобу в

гіпотиреозі).

5. Гіпотиреоз, обумовлений вірусним ураженням щитоподібної

залози.

6. Гіпотиреоз на тлі новоутворень щитоподібної залози.

27

Обумовлений порушенням синтезу тиреоїдних гормонів:

1. Ендемічний зоб з гіпотиреозом ( йодна недостатність).

2. Споридичний зоб з гіпотиреозом (дефекти біосинтеза гормонів на

різних рівнях).

3. Медикаментозний гіпотиреоз (застосування тиреостатиків та багато

інших препаратів, які пригнічують чи стимулюють функціональну

напруженість щитоподібної залози).

4. Зоб і гіпотиреоз, який розвивається в результаті вживання корму,

де міститься струмогени.

Гіпотиреоз центрального ґенеза (вторинний, тритинний):

1. Гіпотиреоз гіпофізарного ґенеза.

2. Гіпотиреоз гіпоталамічного ґенеза.

3. Гіпотиреоз внаслідок порушення транспорта, метаболізма і дії

тиреоїдних гормонів (периферійний і транспортний).

Первинний гіпотиреоз – обумовлений пошкодженням самої робочої

тканини щитоподібної залози.

1. Вроджений:

a) гіпоплазія або аплазія щитоподібної залози.

b) генетично обумовлені дефекти биосинтеза тиреоїдних гормонів

(вроджені дефекти ферментних систем, дефекти біосинтеза тиреоглобуліна)

2. Набутий:

a) післяопераційний (тиреоїдектомія).

b) лікування радіоактивним йодом і іонізуючим випромінюванням

щитоподібної залози (пострадіаційний гіпотиреоз).

c) запальні захворювання щитоподібної залози (тиреоїдити особливо

автоімунний).

d) недостаттнє надходження йоду в організм (ендемічний зоб і

креатинізм).

e) дія лікарських препаратів (тиреостатиків, аміодарона).

f) неопластичні процеси в самій щитоподібній залозі.

28

Вторинний гіпотиреоз – внаслідок дисфункції гіпофіза, порушення

регулюючого і стимулюючого ефекту гіпофізарного тиротропіну, а також

зменшення секреції тиреотропіна.

a) ішемія аденогіпофіза внаслідок великої крововтрати під час родів

чи травм;

b) запальні процеси в області гіпофіза;

c) пухлина вихідна із тиреотропінпродукуючих клітин гіпофіза;

d) тиреотропні препарати (часті лікування великими дозами резерпіна,

леводопа, парлодела та іншими похідними);

e) автоімунні ураження гіпофіза.

Третинний гіпотиреоз – спостерігається при захворюваннях

гіпоталамуса і зниженням секреції тиреоліберина:

a) запальні процеси в області гіпоталамуса;

b) черепно мозкові травми;

c) пухлини головного мозку;

d) лікування препаратами серотоніна.

Периферичний гіпотиреоз – обумовлений порушенням обміном

тиреоїдних гормонів на периферії: з Т4 утворюється не активний Т3, що

являється малоактивний, реверсивний RТ3. Можливе зниження чутливості

рецепторів тканини, резистентність до тиреоїдних гормонів. Найбільш часта

причина – нефротичний синдром, цироз печінки та вагітність.

a) інактивація тиреоїдних гормонів антитілами в процесі циркуляції;

b) значне зниження чутливості рецепторів тиреоїдзалежних

периферичних тканин до тиреоїдних гормонів щитоподібної залози;

c) порушення конверсії Т4 в Т3 в печінці та нирках;

d) вибіркова резистентність до Т4 (дефект транспорта Т4 через

плазмову мембрану в цитозоль клітини).

Субклінічний гіпотиреоз – клінічний синдром, обумовлений стійким

пограничним порушенням балансу тиреоїдних гормонів в організмі, при якому

29

рівень тиреоїдних гормонів нормальний, а рівень ТТГ помірно підвищений.

Клінічні ознаки гіпотиреозу відсутні.

Транзиторний гіпотиреоз – спостерігається при тиреоїдитах – функція

щитоподібної залози спонтанно змінюється від гіпотиреозу до еутиреозу [47,

96, 99, 166, 207].

1.1.2. Етіологія гіпотиреозу

В етіології набутого первинного гіпотиреоза, як маніфестного так

субклінічного, розрізняють цілий ряд різних причин: гострі і хронічні запальні

процеси в паренхімі щитоподібній залозі, іонізуюче випромінення

(пострадіаційний гіпотиреоз), непластичний (рак, аденома, саркома) і

дегенеративний (ендемічний і спорадичний зоб, кісти, крововиливи. фіброз),

процеси в залозі, токсична дія (тиреостатики і інші медикаменти, перхлорат

калію), хірургічні операції (післяопераційний гіпотиреоз). В деяких випадках

генез залишається не відомий (ідіоматичний гіплотиреоз) [111, 198, 214].

На даний час в тварин має велике поширення автоімунне захворювання

щитоподібної залози – основна причина первинного гіпотиреоза, що

підтверджуєть в діагностованих тварин 80-90 %. В першу чергу мова йде про

автоімунний тиреоїдит або тиреоїдит Хашімото. В залежності від розмірів

щитоподібної залози і клінічної картини розрізняють атрофічний і

гіпертрофічний гіпотиреоз. Для постановки діагнозу важливо наявність у

тварини маніфестного або субклінічного гіпотиреозу, збільшення об'єму

щитоподібної залози, присутність антитіл до щитоподібної залози в

діагностичних значимих титрах або ультразвукові ознаки автоімунного

пошкодження щитоподібної залози [93, 111, 195, 207].

В ряду випадків у самок можливий розвиток післяродового тиреоїдиту

вподальшому який переходить в гіпотиреоз, частота таких випадків складає до

48 % [212].

Субклінічний гіпотиреоз у молодняку може розглядатися, як мінімальне

пошкодження (mild insult) на щитоподібну залозу, а помірне підвищення ТТГ

при відсутності зоба і клінічних проявів є як результат перебудови гомеостаза,

30

тобто утворюється новий рівень стабільної компенсації тиреоїдного статусу,

який досягається ціною хронічного підвищення ТТГ в сироватці крові

[142, 230]. Розповсюдження субклінічного гіпотиреоза спостерігається в першу

чергу в регіонах з різним рівнем йоду у продуктах харчування [4].

Різні морфологічні форми рака щитоподібної залози дуже рідко

являються причиною первинного гіпотиреоза у тварин. Разом з тим причини

розвитку раку до кінця не вивчені, але немалу роль відіграє радіоактивне

опромінення бо значний всплеск захворюваності серед тварин і людей відбувся

після аварії на Чорнобильській АЄС. В старих тварин це 88 %, а в молодих

67 %, порівняно з доаварійним періодом [3]. Також значне значення має

радикальні операції на щитоподібній залозі, які і являються частою причиною

захворювання на гіпотиреоз [79].

За результатами різних літературних даних, а особливо зарубіжних є

численні дослідження, які свідчать що серед всіх випадків первинного

гіпотиреоза не менше тритини приходиться на ятрогенний гіпотиреоз у тварин,

який розвивається після хірургічної операції щитоподібної залози або після

терапії радіоактивним йодом. Часто після видалення спостерігається гіпотиреоз

або антиреоїдний стан, який потребує пожиттєвої замінної гормонотерапії. По

дослідженнях одних авторів післяопераційний гіпотиреоз розвивається в ранні

строки після операції, а по даних інших авторів у 96 % оперованих тварин

гіпотиреоз розвивається на протязі двох років, і продовжує ускладнюватись в

подальшому, якщо не використовувати замінну гормонотерапію [57, 83, 86].

Існує припущення, що на розвиток післяопераційного гіпотиреоза

впливають два основін фактори: величина тканини щитоподібної залози після її

резекції і вираженість лімфоїдної інфільтрації тканини залози [6, 28].

В. Г. Плешков виявив чітку закономірність між об'ємом тиреоїдного

залишку і рівня тиреоїдних гормонів і ТТГ [108]. Субклінічний гіпотиреоз був

діагностований при об'ємі залишеної тиреоїдної тканини 4-7 см³ у 8 із 15

тварин. При об'ємі тиреоїдного залишку більше 7 см³ гіпотиреоз виявлений не

був, а при об'ємі культури менше 4 см³ у всіх хворих тварин розвивався

31

гіпотиреоз, тяжкість, яка залежала від величини залишеної тканини

щитоподібної залози.

В останній час в літературі як ветеринарній так медичній широко

обговорюється проблема післяопераційного гіпотиреоза, яка виникає в

результаті операційного дифузного токсичного зобу, де є системне

захворювання і розвивається внаслідок вироблення антитіл до рецептора

тиреотропного гормона. При цьому щитоподібна залоаза представляє собою

один із органів мішеней для антитіл імунної системи. У зв'язку з цим

оперетавне лікування і радіойодтерапія не являється етіотропним підходом, а

розуміється тільки видалення з організму гіперфункціонуючої щитоподібної

залози [105, 172, 174]. При видаленні всієї щитоподібної залози або значної її

частини 80–90 % то в тварин розвивається гіпотиреоз бо із організму

видаляється мішень для антитіл [175, 230].

В ряді випадків після часткового видалення щитоподібної залози у собак

може розвиватися еутиреоз, але прогнозувати такий ефект вкрай важко [120].

Таким чином доведено, що єдиним одночасно і ефективним і прогнозованим

виходом і ціллю оперативного лікування щитоподібної залози на гіпотиреоз

являється тиреодектомія або субтотальна резекція щитоподібної залози [121,

123]. Також можливий розвиток ускладнення після оперативного втручання у

вигляді ятрогенного перманентного гіпотиреоза, яке обумовлене не тільки

пошкодженням чи видаленням щитоподібної залози, але і також крововиливи в

них з розвитком фіброзного процесу в післяопераційний період [133, 172].

У зв'язку з цим необхідно зазначити, що в наш час появилась велика

кількість тварин, які страдають одночасно і післяопераційним гіпотиреозом та

гіпопаратиреозом, які є резистентними до традиційної замінної гормонотерапії,

а це потребує пошуку в сучасний наш час більш ефективних способів

компенсації гіпотиреоїдної недостатності.

При вродженому гіпотиреозі може спостерігатися дистопатія, гіпоплазія

або частіше аплазія щитоподібної залози 85–90 % випадків [163]. Генетично

обумовленими дефектами хворіють собаки в межах 5–10 %, важка йодна

32

недостатність (поступлення йоду в організм менше 25 мкг. на добу), автоімунні

захворювання щитоподібної залози в самок (із за проникнення тиреоблокуючих

антитіл через плаценту), лікування тиреотоксикоза тиреостатичними

препаратами чи радіоактивним йодом [180, 181].

Приблизно 2 % випадків вродженого гіпотиреоза в собак мають випадки

при мутації в генах ТТF -1, ТТF -2 і РАХ -8 [199]. Достатньо рідким проявом

вродженого гіпотиреозу є транзиторна гіпертиретропономія, як наслідок

десгормонізації щитоподібної залози в тварин, а також вироблення блокуючих

антитіл до рецепторів ТТГ [183]. Збільшення щитоподібної залози можна

передбачити вже при народженні, як в гуманній так і ветеринарній медицині,

але в більшості випадків розвиток зоба відстрочено [175]. Вторинний і

третинний вроджений гіпотиреоз зустрічається в собак 3–4 % випадків [161].

Патогенез більшості цих захворювань невідомий і донині [212].

Достатньо рідкою причиною гіпотиреоза у тварин є не патологія

щитоподібної залози, а захворювання гіпофіза або гіпоталамуса, які призводять

до зниженого вироблення тиротропін-релізинг-гормона або дефіциту ТТГ [183].

В інших випадках гіпофіз продукує неактивну форму ТТГ, яка не може

зв'язуватися з рецепторами щитоподібної залози [230]. Дефіцит ТТГ при цьому

може бути ізольований, але в більшості випадків він супроводжується з

порушенням секреції інших тропних гормонах гіпофіза, в таких випадках

говорять про захворювання гіпопітуїтаризмі. В етіології набутого вторинного і

третинного гіпотиреоза так званого центрального гіпотиреозу, де значну роль

відіграє аденома гіпофіза, метастатичне враження і інші пухлини селярної

області; синдром ''пустого'' турецького сідла; інфаркт і некроз гіпофіза

розвиток, який можливий при ДВС – синдромі, масових крововтрата, черепно-

мозкової травми [197].

Етіологічними факторами також можуть бути запальні захворювання

головного мозку (менінгіти, енцефаліти), хірургічні і променеві дії на гіпофіз

[150, 222].

33

Також в інших випадках до числа рідких причин слід віднести синдром

периферичної резистентності до тиреоїдних гормонів [194]. До нашого часу

описано біля 200 випадків даного синдрому в собак та котів, при цьому його

поширеність становить десь 1 випадок на 5000 тварин [101, 122].

Периферичний гіпотиреоз зв'язаний з несприйняттям до тиреоїдних гормонів на

рівні тканин організму тварин в основі, якої лежить патологія зв'язана з

гормональними рецепторами або резистентності рецепторів (пострецепторна

патологія) порушення конверсії тироксина в трийодтиронін [130].

Внормі гіпофіз продукує ТТГ, який стимулює продукцію Т4 щитоподібної

залози. В печінці Т4 перетворюється в Т3 і обоє ці гормони замикають коло

негативного зворотнього зв'язку принижуючи продукцію ТТГ. Біологічно

найбільш активний Т3 вивільняється в системний кровоток, досягає

периферійних тканин і активує свої рецептори [90, 109]. При синдромі

резистентності до тиреоїдних гормонів, внаслідок зниження чутливості гіпофіза

до останнього порушується негативний зворотній зв'язок в результаті чого

відбувається нерівномірний рівень Т4 і Т3, підвищується продукція ТТГ, який в

свою чергу додатково стимулює щитоподібну залозу, обумовлюючи

гіперпродукцію Т4 [76, 127]. Надлишок тиреоїдних гормонів в організмі на фоні

резистентності до них, призводить до того, що у тварини можуть проявлятися

ознаки захворюваності, як тиреотоксикоза так і гіпотиреоза, так, як

периферичні тканини можуть реагувати по-різному до тиреоїдних гормонів –

від повної резистентності до нормальної чутливості [59, 65].

В ветеринарній клінічній практиці описані випадки коли у тварин

діагностуються ознаки захворюваності на гіпотиреоз, незважаючи на

нормальний рівень ТТГ і тиреоїдних гормонів, що може вказувати на наявність

периферійного гіпотиреоза [58, 77]. Але до широкого впровадження в клінічну

практику надчутливих імунометричних методів говорити про причину

розповсюдження периферійного гіпотиреоза передчасно [54].

Особливо левову частину захворюваності припадає саме на самок, які

ризикують захворіти на гіпотиреоз у три раза швидше чим самці [38, 40].

34

В зарубіжній літературі описується достовірний зв'язок розвитку

синдрому гіпотиреозу у собак з цукровим діабетом першого типу, де були

виявлені антитіла до тиреоглобуліну і тиреопероксидази, а рівень ТТГ набагато

більше від норми [216]. За даними експериментальних досліджень на білих

щурах

Частий прийом йодовмісних препаратів (більше 4 місяців) і навіть

зовнішнє часте застосування йодовмісних антисептиків на рану можуть

призводити до розвитку субклінічної форми гіпофункції щитоподібної залози

[139]. Є також описані літературні дані, які вказують на можливість

виникнення гіпотиреоза внаслідок прийому більшості препаратів, що

застосовуються при аритмії серця у тварин, при цьому фіксується зниження

рівня загального трийодтироніна і підвищений рівень ТТГ, таким чином у

таких тварин рекомендується оцінювати тиреоїдний гомеостаз два рази врік

[193].

Також гіпотиреоз може розвиватися у тварин з хронічними вірусними

гепатитами і онкологічними захворюваності різної етіології [222]. В 1999 р.

описані випадки виникнення гіпотиреозу у собак при застосуванні

моноклональних антитіл (анти- СD52) [210]. Результати лабораторних

досліджень щитоподібної залози тварин можуть бути спотвореними при

застосуванні зразу декілька препаратів різної дії. Таким чином лікарські

препарати можуть провокувати розвиток істинної патології щитоподібної

залози, міняти ефективність лікування при гіпотиреозі і тиреотоксикозі в

тварин і обумовлювати отримання неадекватних результатів при діагностиці

тиреоїдної функції [185, 224].

Крім вищеперечислених причин в наш час відомо велика кількість

антропогенних і природних продуктів, органічного і неорганічного

походження, які поступаюють в організм тварин через повітря, їжу, воду і

негативно впливають на структуру і функцію щитоподібної залози [59, 225].

Серед контртиреоїдних речовин, які здатні викликати транзиторний або

маніфестний гіпотиреоз, слід відмітити такі, як: тіо- і ізотіоціанати (тютюновий

35

дим, лікарські рослини), гойтрин ( жовта ріпа), ціаногенні глікозиди (кукурудза,

солодка картопля), дисульфіди (цибуля, часник), флавоноїди (просо, бобові,

земляні горіхи), поліциклінчні ароматичні вуглеводи (забруднене повітря,

питтєва і грунтова вода, корм), йод і літій в надлишковій кількості [172].

Контртиреоїдні фактори можуть негативно впливати на три основні стадії

продукції тиреоїдних гормонів: транспорт йоду, окиснення і органіфікація,

протеоліз, секрецію і дейодування [95, 114]. В наш час ряд зарубіжних авторів

обговорюють аспекти контртиреоїдної дії на тварин електромагнітних полів

різних частот, а токож повітря приміщеня, які обладнані з надлишком

комп'ютерної техніки [41, 79].

Все це вказує на необхідність особливо уважного відношення до тварин з

гіпотиреозом для призначення і використання деяких лікарських препаратів і

корму, володіючих потенціально контртиреоїдним ефектом і здатних

погіршити перебіг захворювання.

1.1.3. Основіні клінічні симптоми і синдроми гіпотиреозу

Захворювання розвивається повільно, зазвичай вияснити перші ознаки

хвороби у тварини вкрай важко, а початкові прояви можуть характеризуватися

мізерною і неспецифічною симптоматикою, тому хворих тварин можуть

тривалий час і безуспішно лікувати з приводу різних захворювань серцево-

судинної або нервової системи. Швидкість розвитку і вираженість симптомів

гіпотиреозу в тварин залежать від причини захворювання, ступеня тиреоїдної

недостатності та індивідуальних особливостей хворих тварин (вік, порода,

стать, вид, тощо) [42, 43, 78, 110].

Тривалий і виражений дефіцит тиреоїдних гормонів призводить до

зменшого вироблення цілого ряду клітинних ферментів, що має негативний

вплив практично на всі органи і системи організму тварини у зв'язку з чим

клінічні прояви гіпотиреоза складаються із певних основних синдромів:

розвиваються тяжкі функціональні і органічні порушення зі сторони вищої

нервової діяльності, ендокринної, серцево судинної системи, травної системи та

інших систем організму [39, 41, 154]. Порушення обміну глікозаміногліканів

36

(мукополісахариди) призводить до інфільтрації слизових оболонок, шкіри і

підшкірної клітковини, м'язів, міокарда, водно електролітний дисбаланс

ускладнюється надлишком вазоприсина і недостатністю передсердного

натрійуретичного фактора [35, 170, 198].

Особливість гіпотиреоза являється, щей те, що клінічна картина хвороби

не завжди має рішуче значення для постановки діагнозу і залежить від

вираженості і тривалості дефіцита тиреоїдного гормону, а також і від віку

тварини і наявність в неї супутніх захворювань [34, 180]. Чим швидше

розвивається гіпотиреоз в тварин тим більш явними клінічними ознаками він

супроводжується. Шкіра бліда, з соскоподібним чи мармуровим відтінком

через уповільнення периферичного кровообігу і анемії, які часто

супроводжуються синдромом [110, 137, 197]. Можлива жовтушність шкіри,

особливо у тварин з білою шкірою, внаслідок залишку b-каротину, який

повільно трансформується в печінці у вітамін А.

Також у більшості випадків шкіра буде холодна, суха, злущується,

температура тіла знижена, інфекційні захворювання і запальні процеси можуть

в них розвиватися без вираженої температурної реакції. Ці порушення пов'язані

із зниженням інтенсивності енергетичного обміну та затримкою рідини в

організмі. Хворі тварини на гіпотиреоз зазвичай вдчуватимуть прохолоду у

будь-який час року, оскільки зниження основного обміну і порушення

терморегуляції зменшують толерантність до холоду [27, 30, 37].

Шкіра злущується з ділянками ороговіння. У зв'язку з накопиченням

глікозаміногліканів шкіра стає щільною, потовщена не збирається в складки і

жорстка [26]. При пальпації стан залози може бути різним, у залежності від

захворювання, яке спричинило виникнення гіпотиреозу. При первинному

гіпотиреозі щитоподібна залоза нерідко не пальпується, хоча можлива

наявність щільного зобу в тварини. При вторинному гіпотиреозі щитоподібна

залоза частіше збільшена [9, 39, 211].

37

Симптом Бера – надмірне ороговіння і потовщення епідермісу на колінах

і ліктях, іноді на тилі стоп і внутрішніх кісточках. Внаслідок цього шкіра в

даних областях швидко брудниться (симптом брудних колін і ліктів) [6, 7].

Синдром Віланови-Каньяделя гіпотиреоїдна дерматопатія: суха шкіра з

підвищеним злущенням і фолікулярним гіперкератозом переважно на

зовнішній поверхні плечей і стегон, на спині, незначна загальна

гіперпігментація [172].

Типовий міксидематозний (слизистий) набряк підшкірної клітковини, а у

важких випадках й інших органів і тканини, що розвивається внаслідок

позаклітинного накопичення мукополісахаридів, які підвищують гідрофільність

тканин. При цьому на набряклих тканинах не залишається ямки від натискання.

Характерні набряки обличчя, особливо периорбітальні набряки та набряки

повік.

Типові набряки кінцівок, особливо кистей і стоп. Кінцівки потовщені у

тварини і справляють враження коротких. Можливі дійсні гідростатичні

набряки на гомілках, тулубі внаслідок затримки виведення натрію. Волосся

сухе, ламке, рідке. Виявляється часто в тварин випадіння вій, шерсті в

зовнішній частині бедрів [110].

Симптом Хертога (Ротшильда) ламкість і випадіння шерсті і кігтів. Кігті

повільно ростуть. Нерідко спостерігається птоз, аномалії рефракції,

офтальмопатія рідкісна, без тенденції до прогресування.

Гіпотиреоїдна міопатія – характеризується псевдо гіпертрофією м'язів,

міастенічним і міотонічним синдромом. Вираженість міопатії корелює тяжкість

гіпотиреозу в тварин. Псевдогіпертрофія м'язів характеризується збільшенням

м'язової маси тварини, підкреслиним рельєфом м'язів. М'язи щільні, важко

рухомі.

a) міастенічний синдром характеризується зниженням м'язової сили,

підвищенням м'язової стомлюваності, появою м'язового болю (міалгії),

особливо у проксимальній групі м'язів. М'язові болі супроводжуються

міотонічним синдромом – судомами, уповільненням релаксації м'язів;

38

b) синдром Гофмана – поєднання м'язової гіпертрофії, болючих м῾язових

спазмів і псевдоміотонії;

c) синдром ''передпліччя із жерсті'' – поєднання гіпотироїдної дермопатії з

псевдо гіпертрофією м῾язів дистальних відділів верхніх кінцівок. Типове

збільшення маси тіла тварини.

Також часто відбувається при гіпотиреозі тварин ураження периферичної

нервової системи – полінейропатія. Можливе порушення функції черепно-

мозкових нервів, рухові й чутливі розлади, парестезії, невралгії, поява

патологічних рефлексів, анізорефлексія.

Симптом Вольтмана – сухожильні рефлекси уповільнені, типове

подовження часу ахіллових рефлексів. Зміни периферичної нервової системи

виявляються болями у кінцівках, судомами і протікають у вигляді радикуліту

або поліневриту.

При гіпотиреозі у тварин характерні психоемоційні порушення, які в

хронічній перспективі призводять до змін центральної нервової системи, той

або інший ступінь психічнх розладів спостерігається у всіх хворих тварин, а

іноді вони домінують в клінічній симптоматиці [30, 210]. Характерна млявість,

підвищена втомлюваність, зниження рухливості і бадьорості тварини,

з'являється апатія, відсутність інтересу до всього, що оточує тварину.

Разом із психічною індиферентністю може спостерігатися підвищена

дратівливість тварини, нервозність, буркотливість, настирливість. Уповільнені

психічні реакції на зовнішні подразники, знижена швидкість рухових реакцій

тварини [1, 10, 37]. Погіршується пам῾ять, такі тварини погано піддаються

дресируванню, або взагалі не сприймають команди, із-за неможливості тварини

концентрувати увагу на завданні. Типове перекручення формули сну –

сонливість вдень, безсоння вночі. Часто спостерігається наполегливий

головний біль, від чого тварина скулить та скавчить, шум у вухах. При

вираженому гіпотиреозі розвивається важкий хронічний гіпотиреоїдний

психосиндром, що набуває рис психозів у собаки з депресивним синдромом,

39

тварина стає агресивною. Знижений слух внаслідок набряку слизової оболонки

середнього вуха [2, 8].

Ураження серцево-судинної системи, гіпотиреоїдне серце. При

гіпотиреозі значно страдає серцево-судинна система. Ураження міокарду з

подальшим розвитком гіпотиреоїдного серця, проявляється вже на ранніх

стадіях захворювання. У основі змін лежить порушення обмінних процесів,

властиве гіпотиреозу, пригнічення окислювальних процесів, недостатність

коронарного кровообігу. Специфічні зміни в міокарді, (набряк, набухання,

м῾язова дегенерація) послаблюють його скорочувальну здатність, викликаючи

зменшення ударного об῾єму серця, зниження об῾єму циркулюючої крові і

подовження часу циркуляції [31]. У тварин можлива задишка при гіпотиреозі

при мінімальному навантаженні. Болі у області серця, загрудинні, не пов῾язані з

фізичним навантаженням, як правило, не усуваються прийомом лікарських

препаратів [4].

Механізм кардіалгії: 1) коронарогенні, 2) метаболічні. Високі дози

тиреоїдних гормонів різко збільшують утилізацію кисню, підвищують потребу

міокарду в кисні, можуть спровокувати появу стенокардії або розвиток серцевої

недостатності [5]. Спостерігається тоногенна дилятація порожнин серця,

збільшення розмірів серця з розширенням його меж, ослаблення серцевої

пульсації [60]. Аускультативно тони серця приглушені. У більшості хворих

тварин виявляється брадикардія, кількість серцевих скорочень іноді зменшена.

Але у ряді випадків брадикардії може і не бути, або вона змінюється на

тахікардію, за наявності вираженої анемії обо серцевої недостатності.

Порушення ритму серця дуже рідкісні [56].

Пульс малий м῾який. Артеріальний тиск знижений обо нормальний, у

50 % хворих тварин гіпертонія. Чинниками, що сприяють підвищенню рівня

артеріального тиску, є збільшення периферичного опору і підвищена ригідність

артерій. Не можна виключити і роль гормональних факторів (підвищення

екскреції вазопресину, зміна активності реніна в плазмі). Артеріальна

40

гіпертензія може зменшуватися і навіть зникати під впливом адекватної

тиреоїдної терапії у тварин [126].

У хворих на гіпотиреоз, особливо в тварин старшого віку, часто, як

супутнє захворювання, розвивається ішемічна хвороба серця, атеросклероз,

гіпертонічна хвороба, і особливо недостатність кровообігу [60].

Зарубіжними авторами описані накопичення рідини в перикарді хворих

на гіпотиреоз у 40 % хворих собак. Рідина накопичується поступово, повільно і

може досягати об'єму від 15 до 150 мл, проте тампонада серця при гіпотериозі в

тварин зустрічається у край рідко. Вважають, що наявність перикардіального

випота певною мірою корелює із ступенем тяжкості гіпотиреозу. Це

підтверджує той факт, що адекватне лікування дозволяє зменшити кількість

рідини в перикарді. Іноді гідроперикард – єдиний симптом гіпотиреозу. При

вираженому полісерозиті інша симптоматика гіпотиреозу може бути мало

виражена. Перикардит може поєднуватися з іншими проявами гіпотиреоїдного

полісерозита – асцитом, гідротораксом, переважно аутоімунного ґенезу [130].

Може також відбуватися при гіпотиреозі в тварин, особливо старшого

віку, враження кісткової тканини. Кісткові ураження, як правило, нетипові,

виявляються лише при тривалому і тяжкому перебігу. Може розвинутися

помірний остеопороз, обумовлений зниженням вмісту мінеральних речовин і

недостатнім синтезом білків [127]. Нерідкі артралгії, артропатії, артроз,

синовіти. Можливі постійні болі в поперечному відділі хребта тварини, що

усуваються при компенсації тиреоїдного обміну. Тварини з некомпенсованим

гіпотиреозом мають дефекти епіфізарного окостеніння, кістковий вік відстає

від хронологічного, лінійний ріст уповільнений, кінцівки укорочені [89].

При враженні шлунково-кишкового тракту у тварин із синдромом

гіпотиреоза язик збільшений у об'ємі, на боковій поверхні вм'ятини від зубів,

обкладений сіруватим нальотом, смакові відчуття і апетит знижені [33].

Внаслідок збільшення розмірів язика можливі епізоди апное уві сні,

порушена артикуляція, голос тварини уповільнений, нечіткий [103].

41

Секреторна і екскреторна функції шлунку знижені, що супроводжується

зниженням апетиту, нудотою, можливі болі живота, блювота [103].

Уповільнена моторика кишечника, що призводить до розвитку атонічних

запорів, іноді спостерігається клінічна картина динамічної непрохідності

кишечника. Знижена всмоктувальна функція кишечника, що призводить до

стійкого метеоризму у тварин [108]. Знижена дезінтоксикаційна та синтетична

функція печінки. Нерідко зустрічається дискінезія жовчних шляхів по

гіпомоторному типу. Зниження тонусу і моторики жовчовивідних шляхів веде

до порушення жовчовидільної функції печінки, застою жовчі, сприяє розвитку

жовчнокам'яної хвороби [116].

При гіпотиреоїдній дисфункції у тварин також буде спостерігатися

ураження функції нирок і сечовивідних шляхів, але несуттєво. Проте внаслідок

порушення периферичної гемодинаміки, порушення балансу вазопресину

знижується і нирковий кровотік, зменшується клубочкова фільтрація, що

призводить до зниження виведення сечі нирками, затримці натрію і води в

організмі [115]. Можлива легка протеїнурія. Атонія сечовивідних шляхів

сприяє розвитку у тварин супутніх захворювань, такі, як розвиток

урогенітальних інфекцій [124].

Дисфункція органів дихання в тварин може проявлятися несуттєвим

порушенням дихання. Через набухання слизової оболонки носа затруднюється

носове дихання, з'являються виділення із носа. Явища вазомоторного риніту,

спричиненого гіпотиреозом, спостерігаються протягом всього року, але більш

виражені в суху погоду [126]. Набряк і потовщення голосових зв'язок

супроводжується зміною голосу в собаки, та сприяє появі більш низького,

грубого голосу [129]. Типовий набряк слизової оболонки дихальних шляхів

[128]. Внаслідок дискоординації м'язових скорочень, порушення центральної

регуляції спостерігається альвеолярна гіповентиляція легень з гіпоксією,

гіперкапнією. Життєва ємкість легень дещо знижена через слабкість

міжреберних м'язів або пригнічення дихального центру [125].

42

Такі тварини схильні до респіраторних захворювань – бронхітів,

пневмоній, як правило, із млявим затяжним перебігом, без вираженої

температурної реакції у тварин [130].

Тирогенна анемія обумовлена ахлоргідрією, зниженим всмоктуванням Fe,

вітамінів В12, РР, пригніченням обмінних процесів у кістковому мозку.

Можливі анемії аутоімунного ґенезу. В деяких випадках анемію виявляють до

появи клінічних ознак гіпотиреозу. Анемії можуть бути нормохромні, гіпо – і

гіперхромні [131].

Ендокринні порушення мають значні зміни з боку ендокринної системи.

Знижується функція кори наднирників, особливо при важкому

декомпенсованому гіпотиреозі у собак [75]. У самок спостерігається порушення

оваріально-менструального циклу, менорагії, метрорагії, рідше – аменорея.

Здібність до зачаття зберігається, але часто буває у тварин з синдромом

гіпотиреоза і безпліддя. Нерідко відбувається ускладнення вагітності, особливо

у породистих собак, яке характеризується токсикозом, викидні на різних

термінах вагітності, передчасні роди. У самців знижується тяга до самок або

взагалі відсутня, що часто проявляється останнім часом при тиреоїдній

недостатності [128].

Особливість гіпотиреоза являється і те, що клінічна картина

захворюваності не завжди має вирішальне значення для постановки діагнозу і

залежить від тривалості дефіцита тиреоїдних гормонів, а також від віку тварини

і наявність в неї супутніх хвороб [135]. Чим швидше розвивається гіпотиреоз у

тварини тим більш явні ознаки його супроводжують [128].

Разом з тим навіть при одній і тій же ступені тяжкості і тривалості

гіпотиреоза, клінічна картина буде індивідуальна, тобто з одноїй сторони

абсолютно явний гіпотиреоз може не мати ніяких клінічних проявів і

діагностуватися випадково, а з другої деякі тварини з субклінічним

гіпотиреозом можуть мати багато характерних для гіпотиреоза ознак

захворюваності [31]. Але тим не менше, знання всіх можливих клінічних

43

проявів і ''масок'' гіпотиреоза, дозволяє запідозрити його наявність і

призначення необхідної діагностики та лікування [97].

При гіпотиреозі завжди будуть проявлятися ті чи інші прояви порушення,

а саме: а) обмінно гіпертермічний синдром; б) синдром порушення зі сторони

нервової системи і органів чуття; в) гіпотиреоїдна кома; г) синдром ураження

серцево судинної системи; д) гіпотиреоїдна дермопатія; є) синдром

ушкодження органів шлунково – кишкового тракту; ж) анемічний синдром;

з) синдром гіперпролактинемічного гіпогонадизму; і) синдром порушення зі

сторини нирок; з) синдром враження скелетно-м'язової системи и) синдром

імунних порушень [95].

У кожної конкретно хворої тварини можуть бути один, або декілька

синдромів гіпофункції щитоподібної залози в різних поєднаннях і різного

ступеня вираженості [94].

Клінічні прояви і перебіг суттєво відрізняються у тварин різних вікових

груп і пород, тому у хворих молодого і середнього віку гіпотиреоз зазвичай

протікає в класичній формі з характериними суб'єктивними і об'єктивними

проявами, які описані в дисертації вище [96]. В старих тварин клініка може

бути стерта, але при цьому на перше місце в клінічній картині виходять

симптоми інших соматичних захворювань і в першу чергу ознаки пошкодження

серцево судинної системи. Наявність даних симптомів визначає необхідність

диференціальної діагностики гіпотиреоза з ішемічними хворобами і порокома

серця, артеріальною гіпертензією [93].

В молодому віці клініка гіпотиреоза залежить від часу виникнення

захворювання. Вроджений гіпотиреоз проявляється такими симптомами: велика

маса тіла, напів відкритий рот з широким розплеснутим язиком, низький і

грубий голос в тварини. Потому з῾являється знижений апетит, утруднене

глотання, поганий приріст маси тіла, метеоризм і запори, гіпотермія, ламка і

суха шерсть, м῾язова гіпотонія [99]. Нормальний розвиток та психічний стан

залежить від рівня тиреоїдних гормонів в фетальному періоді і на протязі

перших двох років життя. В регіонах з вираженим дефіцитом йоду в собак

44

гіпотиреоз може проявлятися зниженням слухового апарату, нервово-м'язові

порушення [98]. При гіпотиреозі в собак порід німецьких вівчарок та Чивава

розвивається порушення статевого розвитку на фоні неправильного або

відсутнього лікування тиреоїдної недостатності [47]. При цьому у самок

можливий розвиток макромастії, галактореї та затримці кісткового росту.

1.1.4. Сучасні методи лікування гіпотиреозу

Існуючий на сьогоднішній день дефіцит спеціальних лабораторних тестів

і низька інформованість клініцистів не сприяє ранньої і точної діагностики

синдрому гіпотиреозу у собак, котів та інших тварин [32]. Клінічні прояви

вкрай різноманітні від порушення утворення кісткової тканини до

тиреотоксикоза, але в більшості випадків може спостерігатись і еутиреоз [95].

Якщо зоб супроводжується тахікардією, тремором і високим рівнем Т4, не

рідко призводить до неправильної діагностики хвороби. Тому різні науковці в

різних країнаї, і в різний час шукали методики терапії щитоподібної залози.

Одна з них – це пересадка тканини щитоподібної залози.

Історія вільної трансплантації тканин щитоподібної залози йшла в

основному паралельно з історією трансплантації наднирників. З початку XX ст.

були спроби пересадки тиреоїдної тканини з ціллю лікування різних форм

функціональної недостатності щитоподібної залози [75, 92]. Пересадка

щитоподібної залози використовувалась з ауто-, алло-, і ксенотрансплантантів

[46]. Автотрансплантація в щитоподібній залозі в клінічній практиці, не

вирішила проблему тиреоїдної дисфункції бо виконувалась лиш в екстрених

випадках [48]. Що стосується експериментальних дослідженнях по тиреоїдній

аутотрансплантації, яка проводиться вже більше 100 років, то багато авторів

підтвердили можливість поміщених під шкіру і м'язи автотрансплантантів

щитоподібної залози, які можуть виживати і продукувати гормон [114]. Але

декотрі спеціалісти вважають, що ксеногенні трансплантати викликають

тимчасовий стимулюючий ефект [88].

Визначне значення має трансплантація тканин алогенної щитоподібної

залози, отриманих при операціях, або заготовлених від трупів. При цьому всі

45

дослідження зв'язаних з тканинною аллотрансплантацією щитоподібної залози

розроблялись, як в експериментальних так і в клінічних умовах на тваринах

[46]. За дослідженнями багато авторів при пересадці фрагментів алогенної

щитоподібної залози в м'язи тварини чи великий сальник трансплантанти були

життєво здатними протягом 15–20 діб. Дальше в них відбувалася лімфоїдна

інфільтрація, яка призводила до повного порушення пересадженого органа [48].

У зв'язку з цим великі надії дослідники покладали на пересадку щитоподібної

залози [10].

Далі свій відбиток в історії залишив метод органної трансплантації

щитоподібної залози, але успішна була лиш пересадка автологічних тканин,

втой час, як алогенна щитоподібна залоза розрушувалася [42]. Слід відзначити,

що значна частина дослідників рекомендувала пересаджувати щитоподібну

залозу заготовлену від трупа через 5–6 год. Спостереження показали, що при

такій методиці пересадки трансплантат зберігався у 50 % випадків. Але таку

методику обмежувало не вирішене питання тканинної несумісності і ряд

імунологічних аспектів, дефіцит якісних доноських органів щитоподібної

залози, дороговизна операцій, різні післяопераційні ускладнення, тощо.[48, 153,

168].

Після органної трансплантації почався розвиток трансплантації клітин і

фолікулів щитоподібної залози, яка не дивлячись на деякі невирішені

проблеми, має ряд переваг порівняно з пересадкою цілого органа щитоподібної

залози [147]. Такий метод являється простим, спрощеним і застосовується

шляхом введення простої йн'єкції тваринам чи людям, а дефекти біохімічної

функції органа можна компенсувати 1–10 % клітинами органа [10, 151]. При

цьому перед трансплантацією можливо проведення попередньої обробки

тканини з ціллю зниження імуногенності донорського матеріалу шляхом

елімінації надактивних донорських клітин, що дозволяє не використовувати

імунносупресію або значно знизити її інтенсивністю. Також можлива

кріоконсервація донорських клітин і створення їх банку, які можна

використовувати у будь-який час. По даним зарубіжни дослідникам

46

низькотемпературна консервація і тривале зберігання культивованої тиреоїдної

тканини зберігає її здатність до захоплення йодиду і біосинтезу білків,

активність моноаміноксидази, здатність до росту і розмноження тироцитів а

також нормальну структурну організацію елементів щитоподібної залози [10,

33]. Але заручником успіху є велика імунна нетолерантність до даних кліти, що

призводить до блокування чи взагалі нейтралізування даних тканин в органі чи

інших частинах тіла.

В наш час за гіпотиреозу лікування починається з повноцінної дієти, що

містить підвищену кількість білка та обмежену кількість вуглеводів і жирів

[104]. У раціоні хворої тварини повинно бути 20–40 г. білка. При надмірній

масі тіла тварини енергетична цінність їжі обмежується [117]. При призначенні

курсу лікування необхідно враховувати вид гіпотиреозу (первинний,

вторинний, третинний), його етіологію, тяжкість захворювання, вік хворої

тварини, наявність ускладнень і супутньої патології [26, 119].

При всіх дослідженнях і сучасних методиках основним методом

лікування всіх форм гіпотиреозу на даний час являється замінна терапія

препаратими тиреоїдних гормонів, як в людини так і в тварини [52]. З цією

метою використовується ряд препаратів, основним діючим компонентом, яких

є два гормони – тироксин Т4 і трийодтиронін Т3 [102].

На даний час велику роль здійснила в світі і в Україні стовбуровоклітинна

технологія, як революційний метод в сучасній біології і медицині в тому числі і

ветеринарній медицині та послужила основою для розуміння багатьох

механізмів, контролюючих основні біологічні процеси в нормі і патогенезі

хвороб [88]. За даними зарубіжними авторами в щитоподібній залозі тварини і

людини виявлені стовбурові клітини і клітини-попередниці ентодермального

походження [146, 149]. Лише недавно стали відомими сигнали, які призводять

до біохімічних та морфогенетичних подій при відновленні структур

щитоподібної залози в білих лабораторних щурах та клінічних випадках у собак

[153]. У щитоподібній залозі мишей стовбурові клітини для тироцитів Т

(фолікулярні клітини – продуценти три – і тетрайодтироніну) представлені

47

двома популяціями клітин: СD 45 (-) / С – комплект (-) /SСA1(+) i CD45 (-) / C –

комплект (-) / SСA1 (-) клітин. Ці клітини експресують АВСG2 і маркери генів

СК, що кодують nucleostemin i Oct4, у той час, як клітин з експресією генів, що

кодують маркери диференціації щитоподібної залози, мало [155, 162].

Для ідентифікації стовбурових клітин щитоподібної залози А. Fierabracci

et al. розробили метод на основі ферментативного розщеплення свіжої тканини

щитоподібної залози, отриманої після хірургічного втручання. Клітини

стовбурового походження культивували в присутності епідермального фактору

росту і фактору росту фібробластів. Були отримані сфероїди з усіх зразків

щитоподібної залози та кісткового мозку. З ізольованої популяції клітин, що

містили підмножини клітин СD34 (+) і СD45 (-), створили умови для

формування фолікулів щитоподібної залози з гормональними властивостями. У

клітинах тифоїдних сфер від нормальної тканини, але не від ракової чи зміненої

тканини, можна індикувати їхню подальшу диференціацію [195].

Крім того було виявлено, що in vitro стимулювати генерацію стовбурових

клітин, як щитоподібної тканини так і кісткового мозку здатні активін, інсулін

та інсуліноподібний фактор росту [186]. СК тироцитів та кісткового мозку

білих щурів та мишей мають типову морфологію і характеризуються

можливістю самооновлення і диференціювання. У клонованих в культурі

сферах клітин щитоподібної залози та кісткового мозку, спектор експресії

нагадує СК [172]. У відповідь на тиреотропний гормон (ТТГ) у сироватці ці

клітини диференціюються в тироцити Т з експресією транскрипційного

фактору Рах8, тироглобуліну, symporter йодиду натрію, тироїд-

стимулювального рецептору гормону і тиропероксидази мРНК. Спостерігали

ТТГ– залежне 125 йодиду поглинання [196].

Ряд зарубіжних наукових досліджень все частіше публікують успішне

використання стовбурових клітин при хворобах ендокринної системи, а саме за

хвороб щитоподібної залози різної етіологі в тому числі і імунного характеру

[146, 162].

48

Сучасні дослідження стовбурових клітин розширюють наші знання щодо

розвитку цілого організму з однієї клітини і можливості заміни ушкоджених

клітин новими у дорослому організмі, як ендокринної системи так і інших

систем організму. Дослідження властивостей стовбурових клітин розкриває

широкі можливості для використання у перспективі клітинної терапії у

лікуванні багатьох важких захворюваню ендокринної системи в тому числі і

гіпотиреозу [181]. Інтенсивним є спроби багатьох біотехнологічних центрів

світу реалізувати проект патогенетичного лікування тиреоїдної недостатності

шляхом трансплантації трансформованих стовбурових клітин, які відновлюють

структурно функціональну одиницю щитоподібної залози – фолікул, що в

подальшому продукують гормон [199]. Для трансформації стовбурових клітин

в щитоподібну залозу за допомогою різних методик зарубіжні науковці

використовують стовбурові клітини жирової тканини та кісткового мозку, які

можуть бути трансплантовані в організм хворої тварини чи людини [183].

За висновками американських дослідників у результаті терапії

стовбуровими клітинами на ранньому етапі гіпотиреозу можна досягти

терапевтичного ефекту на 80 % відновлення пошкодженого органу [184 ]. Учені

із США і інших країн сподіваються, що, починаючи лікування стовбуровими

клітинами на ранньому етапі хвороби можна досягти повного відновлення

щитоподібної залози [206]. Вивчення властивостей стовбурових клітин щодо

тиреоїдної недостатності є досить ранньою наукою, яка ставить нові запитання

частіше, ніж дають відповіді на вже поставлені. Незважаючи на пріоритетність

напрямку цих досліджень, потрібно зазначити, що широке застосування

стовбурових клітии у лікуванні щитоподібної залози, а саме гіпотиреозу, адже

це захворювання зустрічається у 96 % всіх випадків тиреоїдної недостатності,

як в людини так і в тварин, це є перспективою майбутнього розвитку в

лікуванні ендокринної патології [152].

Тому у практичній медицині, як гуманній так ветеринарній разом з

актуальними напрямками дослідження трансплантації клітин і тканини

ендокринної системи бурхливо розвивається напрямки дослідження впливу

49

стовбурових клітин на репаративні процеси під час терапії гіпофункціональних

станів щитоподібної залози [150, 231].

1.2. Стовбурові клітини in vivo, in vitro та після трансплантації

Регенераторні процеси в ушкоджених тканинах шляхом клітинної

трансплантації – один із найперспективніших напрямів досліджень сучасної

медицини. Завдяки своїм унікальним властивостям диференціюватися в клітини

різних типів: внутрішніх органів, нервової, кісткової, хрящової, м'язової

тканини, саме стовбурові клітини набули широкого клінічного застосування у

лікуваннеі багатьох хвороб людей і тварин [152].

При діленні стовбурової клітини кожна нова клітина має дві можливості,

або далі залишатися стовбуровою, або стати клітиною зі спеціалізованими

функціями, наприклад м'язовою клітиною, клітиною крові чи нервовою

клітиною [48, 190].

Однак, незважаючи на велику кількість літературних даних на даний час

щодо успішного використання клітинної терапії, значна кількість питань

залишається невирішеними: доза та найбільш раціональний спосіб введення

клітинного матеріалу у залежності від виду патології, реакція імунної системи

організму-реципієнта, визначення ступеня складності патологічного процесу

при якому прогнозується ефективність дії заміщення уражених тканин.

Стовбурові клітини (СК) – це популяція недиференційованих клітин, які

здатні до самовідновлення та диференціації у клітинні елементи а у

подальшому тканинні. Проблема трансплантації стовбурових клітин відкриває

перед медичною наукою великі перспективи, проте вона далека від вирішення і

перебуває на стадії наукової розробки. Слід зауважити, що більшість

досліджень в даному напрямку проводяться на лабораторних тваринах [156,

171].

Основою для успішного застосування стовбурових клітин є глибоке

знання механізмів їх взаємодії з різними системами і апаратами органів

організму, а також особливостей функціонування біологічних структур. Як

відомо, в організмі тварин на протязі всього життя тканинний гомеостаз

50

забезпечується шляхом скоординованих у часі процесів загибелі частини клітин

та заміщення їх новими, завдяки чому підтримується власний оптимальний

клітинний склад та належне функціонування їх систем і апаратів органів

організму. Після ушкодження будь-якої тканини повнота її структурного

відновлення, у тому числі волокнистої сполучної частини шкіри, також

залежить від узгодженої взаємодії певних типів клітин, характерних для неї, та

компонентів позаклітинного матриксу [145].

Дослідження стовбурових клітин розширює наші знання про те, як цілий

організм розвивається лише з одної клітини , і як нові, здорові клітини , вже в

дорослому організмі, замінюють пошкодженні. Вивчення властивостей

стовбурових клітин розкриває широкі можливості для майбутнього

застосування клітинної терапії в лікуванні різних важких захворювань [145,

171].

Залежно від потенціалу диференціювання стовбурових клітин

класифікують на:

▪ тотіпотентні - це клітини, де починаючи із зиготи і до стадії 8–16

клітинного ембріону, здатні розвиватися у клітини всіх існуючих типів,

включаючи клітини екстра ембріональних тканин (трофобласту і плаценти);

▪ плюрипотентні – дають початок усім клітинам організму, за

винятком клітин екстра ембріональних тканин, до яких належать ембріональні

СК, первинні статеві клітини, клітини ембріональних карцином;

▪ мультипотентні – можуть давати початок всім типам клітин у

межах окремої тканини, органа або фізіологічної системи;

▪ уніпотентні − стовбурові клітини, які можуть диференціюватися

тільки в один тип спеціалізованих клітин;

▪ клітини-попередниці – клітини, які стали на певний шлях

диференціації та не здатні до самовідновлення [168, 208, 192].

Залежно від джерела виділення СК класифікують на ембріональні,

фетальні, кордової крові та дорослого організму [153].

51

Ембріональні стовбурові клітини (ЕСК) – це тоті- чи плюрипотентні,

стовбурові клітини організму, які містяться у заплідненому ооциті, зиготі, 2-, 8-

клітинному зародку і морулі, здатні сформувати новий організм та поза

зародкові оболонки [223, 226, 228].

Плюрипотентні ембріональні стовбурові клітини можуть бути розділені

на три типи: власне ембріональні стовбурові клітини, клітини ембріональних

карцином, примордіальні статеві зародкові клітини (ПЗСК). Ці клітини здатні

диференціюватися у всі типи клітин організму тварини, даючи початок трьом

зародковим листкам [157, 178, 182, 213, 228].

ЕСК мають ряд властивостей, які відрізняються їх від інших соматичних

клітин:

1. Ці клітини неспеціалізовані, тобто вони не містять ультра клітинних

структур, що надають змогу виконувати тканиноспецифічні функції. [157, 182].

2. Володіють високою проліферативною активністю (при застосуванні

спеціальних методів культивування одна ЕСК дає мільйони клітин з

аналогічними властивостями) [138, 141, 143].

3. Здатні до диференціації у спеціалізовані клітинні лінії [143].

4. Їм характерна асиметричність ділення [144, 145, 147].

5. Здатність до самовідновлення in vivo (регенерації), при введенні у

організм ці клітини продовжують ділитися [143].

Перші роботи по отриманню ЕСК були виконані Евансом у 1972р. [147],

який показав, що бластоцисти, імплантовані у мозок миші, дають початок росту

тератокарциномам, клітини яких при клонуванні формують певні лінії

плюрипотентних ембріональних стовбурових клітин. Ці дані були підтверджені

рядом інших досліджень, у яких ЕСК отримували при культивуванні клітин

бластоцист миші і собаки [144, 227], інших тварин [226] та людини [157].

Аналіз сучасних літературних джерел свідчить, що вже багато разів

дослідниками було отримано ЕСК з ембріонів курки, норки, хом'яка, кроля,

свині, верблюда, ведмедя, великої рогатої худоби, собак та людини [143, 226

231].

52

Фетальні стовбурові клітини організму отримують з тканин та органів.

Велика кількість наукових робіт присв'ячена дослідженню всіх біологічних

властивостей, а також терапевтичного потенціалу стовбурових клітин

ембріонального мозку, підшлункової залози. На даний час вже проведені певні

дослідженнями клітин фетальної підшлункової залози для лікування цукрового

діабету а також доведено можливість отримання нервових стовбурових клітин з

ембріонального мозку та показано їх лікувальний ефект при хворобі

Паркінсона та інших патологіях нервової системи у людей. Описані методи

лікування дифузних хвороб печінки, застосовуючи стовбурові клітини

ембріональної печінки та селезінки та лікування інфаркту міокарда фетального

кардіоміцитами [147, 208, 233].

В межах онтогенезу стовбурові клітини кордової крові займають

проміжне місце між ембріональними, фетальними та СК дорослого організму.

Дані клітини легко отримати, порівняно із іншими видами стовбурових клітин,

вони рідко уражені вірусами, характеризуються низькою імуногенністю та

високою проліферативною активністю [203, 213, 215].

У кордової крові тварин та людини виявлено аж два типи стовбурових

клітин: гемопоетичні та мезенхімні [190, 192, 215].

Гемопоетичні стовбурові клітини (ГСК) наділлені мультипотентністю і

дають початок клітинним лініям, кінцеві елементи, яких утворюють форменні

елементи крові, а також ще ряд спеціалізованих тканинних клітин імунної

системи [143, 227].

Морфологічно ГСК не відрізняються від лімфоцитів і являють собою

відносно гомогенну фракцію клітин з майже круглим ядром, дрібнодисперсним

хроматином і незначною кількістю цитоплазми [190, 215].

У процесі ембріонального розвитку ГСК проявляють високу міграційну

активність, необхідну для їх переміщення у зони закладки кровотворних

органів. Їхня здатність до міграції, проникнення через гістогематичний бар'єри,

імплантації у тканинах та клоногенного росту є основною для трансплантації

53

клітин кісткового мозку при цілому ряді захворювань, пов'язаних з патологією

системи кровотворення [215, 227].

Мезенхімні стовбурові клітини (МСК) кордової крові тварин

мультипотентні. Дослідження виявили, що МСК кордової крові мають

фібробластоподібну морфологію та високу проліферативну активність. Дані

клітини здатні диференціюватися в остеоцити, адипоцити, хондроцити, клітини

нейроглії та гепатоцити [192, 229, 233].

В останні роки багато дослідників приділяють стовбуровим клітинам

дорослого організму тварини та людини. Клітини ці недиференційовані і само

відновлюють свою популяцію впродовж усього життя будь-якого організму. Їх

функція полягає в заміщенні не функціонуючих клітин і забезпеченні сталості

клітинного складу тканин організму [55, 116, 147].

Стовбурові клітини дорослого організму отримують з кісткового та

головного мозку [215, 229], скелетних м'язів [192, 231], стінок кровоносних

судин та пульпи дентальної [147, 153], жирової тканини [55, 164], епітелію

шкіри та травного каналу [67, 223], рогівки [188, 192], печінки [72, 161],

тканини молочної залози [187] та підшлункової залози [188, 189].

Мезенхімні стовбурові клітини – це один з різновидів стовбурових клітин

дорослого організму тварин та людини, фетальних тканин та кордової крові.

Відкриття МСК пов'язане з іменем О. Фріденштейна, який у своїх працях

показав, що у стромі кісткового мозку дорослого організму присутні клітинні

елементи, здатні до диференціювання в клітини кісткової тканини. А в 1974 р. з

кісткового мозку О. Фріденштейн був вперше ізолював фібробластоподібні

клітини, використовуючи їх здатність прикріплятися до пластику [189, 190, 192,

229].

Джерелами виділення МСК є кістковий мозок [67, 68, 69, 70, 71, 72, 73],

скелетні м'зи [161], жирова тканина [179] легені [221], кордова кров [233].

Ортодоксальними методами диференціювання МСК вважаються

остегенез, адипогенез і хондрогенез [193, 194]. Однак існують відомості, що

МСК здатні до неортодоксального напрямку диференціювання нейтрального,

54

гліального, ендокриноцитарного, міоцитарного та кардіоміцитарного [169, 171,

173].

У процесі виділення та культивування МСК являють собою

функціонально та морфологічно гетерогенну популяцію клітин. Їм характерні

пластико-адгезивні властивості. За культивування in vitro вони розпластуються

на дні культурального посуду та набувають гомогенної фібробластоподібної

морфології [173, 190].

Висока проліферативна активність є відмінною ознакою МСК від всіх

решти клітин кісткового мозку біологічного організму, що також мають

адгезивні властивості. Останні, як відома на даний час, in vitro не діляться або

мають обмежену можливість кількість подвоєнь клітинного організму. Тому

незважаючи на високий проліферативний потенціал при культивуванні до

12 пасажу, МСК зберігають стабільний каріотип і теломеразну активність.

Тривале ж культивування МСК призводить до їх остаточного і швидкого

старіння та апоптозу клітини. [153, 160, 161].

За певних умов МСК здатні диференціюватися у різноманітні типи клітин

мезенхімної та ектодермальної тканин. Їх мультипотентність експериментально

доведена багатьма дослідниками in vivo та in vitro. Для конкретної

диференціації МСК в умовах in vitro необхідно культивувати їх у середовищі,

яке доповнене різноманітними чинниками. При цьому відбувається зміна

морфології та імунофенотипу клітин, що є доказом їх диференційованого стану

[139, 141, 144].

Для МСК на даний час не було ідентифіковано якогось специфічного

маркеру, вони експресують велику кількість молекул адгезій, протеїнів

екстрацелюлярного матриксу, цитокінів, рецепторів до ростових факторів.

Експресія специфічних інтегринів на поверхні МСК відіграє важливу роль у їх

хоумінгу до місць пошкодження. Інтегрини сприяють адгезії МСК до матриксу

та інших клітин, впливають на їх прикріплення, рухливість їх та активеу

проліферацію даних клітин [184, 221, 233].

55

Експресія специфічних інтегринів на поверхні МСК відіграє важливу

роль у їх хоумінгу до місць пошкодження. Інтегрини сприяють адгезії МСК до

матриксу та інших клітин, впливають на їх прикріплення, проліферацію та

рухливість. Зокрема, встановлено, що МСК експресують наступні інтегрини:

αvβ1, αvβ2, αvβ3, αvβ5, αvβ6, ICAM-1 (intracellular adhesion molecule-1), ICAM-

2, VCAM-1 (vascular cell adhesion molecule-1), LFA-3, L-selectin [165, 208, 229].

CD44 – інший рецептор, виявлений на поверхні МСК, залучений у

клітинноматриксні взаємодії. Даний трансмембранний рецептор – єдиний, який

відповідає за адгезію МСК з гіалуронаном. Zhu et al. було продемонстровано,

що при стимулюванні МСК фактором росту тромбоцитів на їхній поверхні

посилено експресується CD44, що сприяє їх адгезивним властивостям та

міграції в гіалуронані. При блокуванні даних рецепторів антитілами, адгезивні

властивості у МСК зникають, міграція зупиняється [233].

Дані багатьох досліджень важливу роль у процесах хоумінгу та міграції

МСК відводять хемокінам та відповідним рецепторам на поверхні клітин.

Відомо, що МСК на своїй поверхні експресують велику кількість хемокінових

рецепторів: CCR1, CCR2, CCR4, CCR6, CCR7, CCR9, CCR10, CXCR1, CXCR2,

CXCR4, CXCR5, CXCR6 [173, 209]. Разом з тим, дані відносно певного їх

набору відрізняються, що, очевидно, пов’язано з гетерогенністю популяції

МСК [182, 183].

Експресія на поверхні МСК рецепторів до ростових факторів є важливим

фактом у процесах їх самовідновлення та диференціювання. Відомо, що МСК

експресують рецептори до EGF, FGF, IGF, PDGF, TGF [177, 203, 218, 219, 220].

Рядом дослідників встановлено, що і МСК здатні продукувати певні

ростові фактори. Зокрема, вони синтезують IL-1a, IL-1b, IL-6, IL-7, IL-8, IL-11,

IL-14, IL-15, макрофаг колонієстимулюючий фактор, гранулоцит-макрофаг

колонієстимулюючий фактор, лейкеміє інгібуючий фактор, фактор стовбурових

клітин тощо, що визначає їх важливу роль у підтриманні гемопоезу в

кістковому мозку [153, 161]. Цьому сприяє і здатність МСК експресувати

широкий набір рецепторів до цитокінів, зокрема, IL-1, IL-3, IL-4, IL-6, IL-7,

56

IFNγ and TNF (фактор некрозу пухлин) [190, 202]. Croitoru-Lamoury et al.

виявив, що у МСК, оброблених TNF, спостерігалась підвищена транскрипція

генів хемокінів CCL2, CCl3, CCL4, CCL5, CXCL8 і CXCL10, а також цитокінів

IL-1 та IL-6 [159, 160, 161]. Дані цих досліджень наводять на думку, що МСК

здатні відповідати на паракринні сигнали, які надходять ззовні, а, отже, певним

чином приймати участь у відновленні пошкоджених тканин.

Підвищення чутливості МСК до хемокінів після їх обробки TNF також

отримали Ponte A.L. et al. [188].

Разом з тим, МСК експресують антигени, характерні для інших типів

клітин [217, 218], проте не експресують маркери, специфічні для

гемопоетичних стовбурових та ендотеліальних клітин: CD11b, CD14, CD31,

CD33, CD34, CD133 і CD45 [201, 229].

Рядом дослідників були проведені дослідження щодо пошуку комбінації

поверхневих антигенів, які б дозволили точно ідентифікувати МСК. Деякі

науковці стверджують, що ко-експресія CD105 та CD73 достатня для цього

[231]. Інші роль селективних маркерів надають ко-експресії CD166 і CD105

[141]. Оцінка колонієформуючості здатності клітин, отриманих з кісткового

мозку, свідчить, що МСК можуть бути ідентифіковані і за кількома іншими

маркерами: STRO-1, Thy-1, CD49a, CD10, Muc18/CD146, та з допомогою

антитіл до рецепторів PDGF та EGF [144, 153, 156]. Зокрема, Boiret et al.

показали, що найбільш розпізнаними маркерами МСК людини після

короткотривалого культивування були CD73 (у 100 % колоній) та CD49a (у

95,2 % колоній) [165].

Разом з тим, через низький вміст МСК в кістковому мозку, мало відомо

про імунофенотиповий профіль свіжовиділених клітин. На думку Simmons P.J.

et al. основною характерною ознакою нативних МСК є наявність на їх поверхні

STRO-1 (трипсиностійкий поверхневий антиген). Було виявлено, що при

використанні моноклональних антитіл проти STRO-1, вони реагують лише з

негемопоетичними свіжовиділеними кістковомозковими клітинами [215, 218].

57

На думку Jones E.A. et al., найбільш специфічним маркером

свіжовиділених МСК є CD271 (низькоафінний рецептор фактору росту

нервових клітин). Так, при отриманні збагаченої популяції МСК з кісткового

мозку даний рецептор експресували всі клітини, що свідчить про можливу

морфогенетичну роль CD271 в розвитку строми кісткового мозку [192]. В той

же час, дані досліджень Buhring H.J. et al. стають в опозицію до факту, що

найбільш специфічним маркером свіжовиділених МСК є наявність на їх

поверхні CD271. При використанні моноклональних антитіл, які здатні

розпізнавати лише CD271-позитивні клітини, вони виявили, що дані антитіла

реагують і з іншими типами клітин [168].

Дані дослідження наводять на думку, що МСК мають велику здатність

відповідати на паракринні сигнали, які надходять ззовні, а отже, вони здатні

певним чином приймати участь у відновленні пошкоджених тканин будь-якого

біологічного організму.

1.3. Висновки до розділу 1

Аналіз літературних джерел дає розуміння про те, що, незважаючи на

значну кількість зарубіжних повідомлень щодо вивчення впливу стовбурових

клітин на морфологічні та функціональні зміни у щитоподібній залозі тварин,

це питання на даний час залишається досить актуальним і має дуже важливе

теоретичне і практичне значення серед клініцистів клінік щодо поширення

тиреоїдної гіпофункції в тварин. Залишаються суперечливими дані щодо

методів введення стовбурових клітин при гіпотиреозі. Отже питання вивчення

шляхів введення стовбурових клітин при тиреоїдній недостатності є

актуальною і досі. Маловивченим є також застосування стовбурових клітин за

клінічної форми гіпотиреозу в тварин, що дає поштовх до більш глибокого

вивчення всіх гіпофункцій щитоподібної залози. Це в свою чергу, потребує

більш детального розроблення нових методів застосування стовбурових клітин

за різних експериментальних та клінічних проявів недостатності

гіпофункціонального стану залози. Адже в Україні та у ветеринарних клініках

мала поінформованість клініцистів щодо діагностики і лікування дисфункції

58

щитоподібної залози у зв'язку з відсутністю належних методів її діагностики у

тварин, що призводить до помилкової діагностики і відповідного лікування, яке

спонукає до погіршення здоров'я тварини і не рідко до її загибелі. Ці питання

залишаються актуальними й потребують надалі детального поглибленого

вивчення у ветеринарній медицині.

Таким чином, існує вагома потреба в наукових дослідженнях

морфологічних і фізіологічних змін в організмі тварини, пов’язаних із

порушенням функціонального стану щитоподібної залози, та розроблення

нових методів діагностики і лікування тиреоїдної дисфункції шляхом

застосування мезенхімних стовбурових клітин.

59

РОЗДІЛ 2

ВИБІР НАПРЯМІВ ДОСЛІДЖЕНЬ, МАТЕРІАЛИ ТА МЕТОДИ

ДОСЛІДЖЕНЬ

Дисертаційну роботу виконано впродовж 2014 – 2019 рр. на кафедрі

хірургії і патофізіології імені акад. І. О. Поваженка факультету ветеринарної

медицини Національного університету біоресурсів і природокористування

України (м. Київ). Основні дослідження проведено на базі кафедри хірургії і

патофізіології ім. акад. І. О. Поваженка. Окремі фрагменти досліджень виконані

на базі лабораторії кафедри патологічної анатомії тварин Національного

університету біоресурсів і природокористування України та Інституті

ендокринології та обміну речовин імені В. П. Комісаренка НАМН України.

Науково-клінічні випробування проводились у ветеринарній клініці "Дунай".

Для проведення досліджень за темою дисертаційної роботи

використовували білих безпородних щурів віком 1,5 місяця з масою тіла в

середньому 100-110 г, а також собак та котів із спонтанним гіпотиреозом.

Віварій НУБіП України, в якому утримували дослідних тварин, благополучний

щодо інфекційних та інвазійних хвороб.

Дослідних тварин утримували у клітках для утримання гризунів. Тварин

годували повноцінними комбікормами в гранулах. Тварини мали вільний

доступ до води.

Експерименти на тваринах проведені з дотриманням вимог ЗУ «Про

захист тварин» та "Загальних етичних принципів експериментів на тваринах",

схвалених Національним конгресом з біоетики (20.09.04р., Київ, Україна) та

положень "Європейської конвенції щодо захисту хребетних тварин, яких

використовують в експериментальних та інших наукових цілях" (Страсбург,

1987).

Було проведено 2 серії досліджень. У першій серії досліджень ми вивчали

вплив алогенних мезенхімних стовбурових клітин на перебіг морфо-

функціональних змін у щитоподібній залозі безпородних білих щурів залежно

60

від способу введення їх в організм за експериментального гіпотиреозу

(рис. 2.1).

Рис. 2.1. Схема проведення досліджень морфофункціональних змін у

щитоподібній залозі щурів із експериментальним гіпотиреозом за пливу

алогенних мезенхімних стовбурових клітин.

Мезенхімні стовбурові клітин отримували із кісткового мозку, взятого від

щурів-донорів, а також у собак та котів.

У другій серії досліджень ми вивчали вплив алогенних мезенхімних

стовбурових клітин на функціональний стан щитоподібної залози у собак та

котів за клінічних випадків гіпотиреоїдної недостатності (рис. 2.2).

Група щурів для експериментального моделювання

гіпотиреозу (60 голів), термін моделювання 65 діб

Формування дослідних груп тварин із експериментальним

гіпотиреозом (65 доба досліду) та визначення способу їх

лікування

I дослідна

група

(контроль).

Введення

ізотонічного

розчину

II дослідна

група.

Введення

МСК в лівий

шлуночок

серця

III дослідна

група.

Введення

МСК в

щитоподібну

залозу

IV дослідна

група.

Введення

МСК

внутрішньо-

венно

V дослідна

група.

Традицій-

ий метод

лікуванн

(тироксин)

Відбір проб крові та зразків щитоподібної залози (на 20,40,60 та 90 доби

після введення МСК) для біохімічних, морфометричних та гістологічних

досліджень

Аналіз отриманих даних

Гру

па

по

рів

нян

ня

(ін

тактн

і тв

ари

ни

)

І СЕРІЯ ДОСЛІДЖЕНЬ

61

Рис. 2.2. Схема проведення досліджень морфофункціональних змін у

щитоподібній залозі котів і собак із спонтаним гіпотиреозом за пливу

алогенних мезенхімних стовбурових клітин.

Нами попередньо були відпрацьовані методики отримання необхідної

кількості мезенхімних стовбурових клітин з кісткового мозку щурів, собак та

котів і встановлені оптимальні умови виділення фракції мононуклеарних клітин

з високою проліферативною активністю за відпрацьованою в лабораторії

схемою [68, 69, 70, 71, 72, 73].

Відбір тварин (собак та котів) із спонтанним гіпотиреозом після

дослідження вихідного стану (клінічний огляд тварин; відбір зразків

крові для біохімічних аналізів; встановлення діагнозу) для формування

дослідних груп.

І дослідна група.

Собаки із спонтанним

гіпотиреозом.

Введення алогенних МСК у

щитоподібну залозу під

контролем УЗД

Контроль загального стану тварин та гормональне дослідження

сироватки крові на вміст вільного тироксину на 20,40 та 90 добу після

введення алогеннихМСК

Аналіз отриманих результатів

ІІ дослідна група.

Кішки із спонтанним

гіпотиреозом.

Введення алогенних МСК у

щитоподібну залозу під

контролем УЗД

ІІ СЕРІЯ ДОСЛІДЖЕНЬ

Клінічні випробування на собаках і котах ефективності відновлення

функціональної здатності щитоподібної залози за допомогою

трансплантованих алогенних МСК

62

Всі роботи по виділенню клітин проводили у настільному боксі в

боксовому приміщенні. Культивування клітин здійснювали в СО2- інкубаторі

HERACELL (Англія) для забезпечення необхідної вологості повітря,

температурного режиму та вмісту СО2 в повітрі.

Для довготривалого зберігання клітин використовували посудину Дьюара

з рідким азотом (СДНС-20, Україна). Розморожування клітин здійснювали з

допомогою водяної бані (EL-20, Швеція). Поживні середовища, розчини та

реактиви зберігали в побутовому холодильнику Nordos (Франція) за

температури +4°С та -18°С.

Центрифугування клітинних суспензій здійснювали на центрифузі

(UNICOM, США). Для підігріву розчинів використовували термостат ТС-88М

(Німеччина). Висушування та стерилізацію культурального посуду здійснювали

в сушильній шафі НS-62А (Франція), автоклавування гумових губок,

центрифужних пробірок проводили в автоклаві МЕДИ (Росія). В роботі

використовували дистильовану воду, отриману з використанням дистилятора

АСД-4 (Німеччина).

Величину показника рН розчинів контролювали за допомогою рН-метра

рН-150М (Білорусія). Деіонізовану воду для приготування розчинів отримували

за допомогою деіонізатора ElgastatUHQ (Великобританія). Зважування

реагентів здійснювали на електронних вагах AXIS A500 (Польща) та

аналітичних вагах ВЛРН-200 (України). Для стерилізації розчинів

використовували шприцеві нітроцелюлозні фільтри Millipor (США) з порами

d=0,22 мкм. Підрахунок клітин здійснювали в камері Горяєва (Росія) з

використанням мікроскопу PrimoVert (Німеччина).

Обладнанням, задіяним у дослідженнях, користувались згідно з доданами

до нього інструкціями.

Мезенхімні стовбурові клітини отримували з однотижневих щурів, з

кісткового мозку стегнових та великогомілкових кісток. Від кісток відділяли

епіфізи і з допомогою шприца, наповненого фосфатно-буферним розчином,

вимивали вмістиме кістковомозкової порожнини. Отриманий біоптат

63

центрифугували протягом 5 хв. при відцентрованій силі 300-400 g, зливали

надосадову рідину і до отриманого осаду клітинної маси додавали поживне

середовище (80 % – DMEM; 20 % – FBS; 10 мкл/см3 – антибіотика-

антимікотика). Суміш розпіпетовували, переносили в чашки Петрі (d=30; 60;

100;) з культуральним середовищем та ставили на культивування у СО2 -

інкубатор.

У собак та котів кістковий мозок отримували за методикою розробленою

співробітникми кафедри [55, 68, 69, 70, 71]. Після отримання кісткового мозку з

нього виділяли мононуклеарні клітини з високою проліферативною активністю,

переносили в чашки Петрі (d=30; 60; 100) з культуральним середовищем та

ставили на культивування [67].

Культивування клітин здійснювали в одноразових пластикових чашках

Петрі (d=30; 60 nf 100 мм), а також пластикових флаконах з площею 25 см²

(Corning, США) за стандартною методикою шляхом періодичного їх

пасажування після формування моношару на 90-100 %. Для цього з

культурального посуду видаляли поживне середовище, моношар промивали

фосфатно-буферним розчином, до культури клітин додавали 0,25 % розчин

трипсину/версену і залишали в термостаті при +37°С на 1–3 хв. Процес

округлення та відкріплення клітин спостерігали в мікроскоп. Для досягнення

необхідного ефекту дію розчину трипсину/вересену нейтралізовували

ембріонального сироваткою теляти, вносячи її в чашку Петрі у співвідношенні

1:30 до загального об'єму суміші.

Знімали клітини та дезагрегували клітинні конгломерати шляхом

піпетування. Клітини центрифугували, видаляли надосадову рідину, додавали

поживне середовище, ретельно піпетували осад та здійснювали підрахунок

кількості клітин за стандартною методикою. Пасажування клітин здійснювали у

співвідношенні 1:2, а саме: з однієї чашки Петрі пересівали у дві.

Підрахунок кількості клітин проводили під мікроскопом при збільшенні у

200 разів в усіх квадратах та розраховували за формулою:

64

X=A x 1000/0,9

де, Х – число клітин в 1 см3;

А- число клітин у всіх квадратах;

1000- кількість мм3 в см3;

0,9- об'єм камери Горяєва в мм3.

Підрахунок індексу проліферації клітин здійснювали за формулою:

Х= а/b

де, а – остаточна концентрація клітин/ см3;

b – посівна концентрація клітин/ см3.

Мікроскопію культур клітин та гістопрепаратів щитоподібної залози, а

також їх фотозйомку проводили на інвертованому мікроскопі PrimonVertn

(Німеччина).

Моделювання експериментального гіпотиреозу проводили у безпородних

лабораторних щурів (самок) початковим віком 1–1,5 місяців з масою тіла 100-

110г. шляхом випоювання їм замість питної води 1 % розчину перхлорату

калію впродовж 65 діб. На 65 доба досліду відбирали необхідний матеріал для

досліджень. Із щурів з експериментальним гіпотиреозом було сформовано

шість дослідних груп.

Тваринам першої групи (контрольної) вводили ізотонічний розчин;

тваринам другої, третьої і четвертої дослідних груп вводили алогенні МСК

відповідно: у щитоподібну залозу, внутрішньовенно та в порожнину серця

(лівого шлунчка) в кількості 2х106; тварини п’ятої дослідної групи отримували

гормон тироксин (традиційне лікування). В дослідах від початку і до закінчення

знаходилась також шоста група щурів – інтактні тварини (група порівняння).

Для оцінки прояву гіпотиреозу у тварин фіксували характерні клінічні

ознаки (поведінка тварин, апетит, маса тіла, стан шкіри та шерстного покриву,

поява білатеральної алопеції на тілі тощо). Отримані результати записували у

відповідні відомості.

У тварин на 20, 40, 60 та 90 добу після введення МСК (65 доба

моделювання гіпотиреозу) проводили зважування тварин, фіксували прояви

65

(клінічні ознаки) гіпотиреозу. Із кожної дослідної групи по три тварини

виводили із досліду шляхом евтаназії (після глибокого наркотизування) і

отримували проби крові безпосередньо із серця для біохімічних аналізів та

зразки тканин щитоподібної залози для морфометричних і гістологічних

досліджень.

У сироватці крові визначали концентрацію глюкози, холестерину,

тирокисну, трийодтироніну, тиреотропного гормону.

При макроскопічному дослідженні стану щитоподібної залози тварини

звертали увагу на колір, вагу та набряклість.

Фіксацію відібраних зразків щитоподібної залози, призначених для

гістологічних досліджень, проводили у 10 %-му водному розчині нейтрального

формаліну впродовж 7 діб. Зневоднення та заливку зразків у парафін

виконували за загальноприйнятою методикою [100]. Одержані з парафінових

блоків зрізи завтовшки 3–6 мкм. Забарвлювали гематоксиліном і еозином для

отримання оглядових мікропрепаратів.

Зафарбований зріз заводили у канадський бальзам, накривали накривним

склом та залишали на ніч підсихати, після чого проводили мікроскопію

гістопрепаратів, оцінювали морфологічні зміни у щитоподібній залозі тварин

під час регенерації, а саме: розміри відновлення фолікулярної основи, наявність

розростання та набряк сполучної тканини, наявність запальних процесів.

Вказані зміни фіксували фотографічно.

В клінічних випробуваннях на собаках і кішках із спонтанним

гіпотиреозом досліджували ефективність застосування алогенних мезенхімних

стовбурових клітин на відновлення функціонального стану щитоподібної

залози, В дослідах використано 5 собак віком 9–12 років з середньою масою

10 кг, і 3 кішки віком 6 років середньою масою 3,5 кг.

Для уточнення діагнозу та стану організму хворих тварин враховували

показники клінічного огляду та дослідження сироватки крові на вміст гормонів

щитоподібної залози.

66

Тиреоїдний статус організму щурів оцінювали шляхом визначення в

сироватці крові вмісту ТТГ, вТ3, вТ4 з використанням стандартних тест-систем

виробництва ТОВ НВЛ “Гранум” (м. Харків, Україна). згідно з доданими до

них інструкціями.

Так, у тест-системі для визначення ТТГ використовується принцип

двосайтового імуноферментного аналізу (“сендвіч”-метод). Для цього у лунки

планшета з імобілізованим антигеном (специфічні анти-ТТГ-антитіла) вносили

по 50 мкл. калібраторів, контролю та досліджуваних зразків і 100 мкл.

кон’югату (інші анти-ТТГ-антитіла, мічені пероксидазою). Інкубували 60 хв.

при температурі 37°С. ТТГ зі зразка зв’язувався з антигеном на поверхні лунки

та кон’югатом. Незв’язаний матеріал відмивали 5 разів відмиваючим розчином

(концентрат, розбавлений 20 кратним об’ємом дистильованої води).

Після відмивки активність ферменту, зв’язаного на поверхні лунки

планшета, проявляли додаванням 100 мкл. субстрату. Інкубували 15 хв. у

темному місці при температурі 20°С. Вносили в лунки 100 мкл. зупиняючого

розчину та вимірювали на імуноферментному аналізаторі при довжині хвилі

450 нм. Інтенсивність кольорової реакції була прямо пропорційна кількості ТТГ

в зразку. Рівень ТТГ в сироватці крові виражали в мкмоль/л.

Метод визначення вТ3 ґрунтується на принципі конкурентного

імуноферментного аналізу. У лунки планшета з іммобілізованим антигеном

(специфічні анти-Т3-антитіла) вносили по 50 мкл. калібраторів, контролю,

досліджуваних зразків і 50 мкл. кон’югату (Т3, мічений пероксидазою).

Інкубували 60 хв. при температурі 37°С. Гормони зі зразка конкурували з

кон’югатом за зв’язок із антигеном на поверхні лунки. Після 5-кратної

відмивки відмиваючим розчином активність ферменту, зв’язаного на поверхні

лунки планшета, проявляли додаванням 100 мкл. субстрату. Інкубували 15 хв у

темному місці при температурі 20°С. Вносили в лунки 100 мкл. зупиняючого

розчину та вимірювали 41 оптичну щільність на фотометрі при довжині хвилі

450 нм. Інтенсивність кольорової реакції була зворотно пропорційна кількості

гормона в зразку. Вміст вТ3 в сироватціі крові виражали в мкмоль/л.

67

Метод визначення вТ4 базується на принципі конкурентного

імуноферментного аналізу. У лунки планшета з іммобілізованим антигеном

(специфічні анти-Т4-антитіла) вносили по 25 мкл. калібраторів, контролю та

досліджуваних зразків і 100 мкл. кон’югату (Т4, мічений пероксидазою).

Інкубували 60 хв. при температурі 37°С. Гормони зі зразка конкурували з

кон’югатом за зв’язок із антигеном на поверхні лунки. Після 5 кратної відмивки

відмиваючим розчином активність ферменту, зв’язаного на поверхні лунки

планшета, проявляли додаванням 100 мкл. субстрату. Інкубували 20 хв. у

темному місці при температурі 20°С. Вносили в лунки 100 мкл. зупиняючого

розчину та вимірювали оптичну щільність на фотометрі при довжині хвилі

450 нм. Інтенсивність кольорової реакції була зворотно пропорційна кількості

гормона в зразку. Вміст вТ4 в сироватці крові виражали в мкмоль/л.

Дослідження рівня кальцитоніну та паратгормона проводили згідно з

використанням наборів реагентів фірми “IBL International GmbH” (Німеччина)

згідно з доданими до них інструкціями. Тест-система для визначення

кальцитоніну представляє собою твердофазний імуноферментний аналіз

“сендвіч-типу”. У лунки планшета вносили по 100 мкл. досліджуваних зразків,

50 мкл Реагенту 1 (біотинілірованих антитіл) і 50 мкл Реагенту 2 (мічених

ферментом антитіл). Ставили планшет на орбітальний шейкер при 170 об/хв,

інкубували протягом 4 год при температурі 25°С. Після 5 кратної промивки

розведеним робочим розчином промивного концентрату у всі лунки вносили по

150 мкл. Реагенту В. Ставили планшет на орбітальний шейкер при 170 об/хв. та

інкубували протягом 30 хв. при температурі 25°С. Вносили у всі лунки по

100 мкл стоп-реагенту, обережно перемішували вміст і вимірювали оптичну

щільність на спектрофотометрі при довжині хвилі 450 нм. Вміст кальцитоніну в

сироватці крові виражали в мкмоль/л.

Тест-система для визначення паратгормона представляє собою

твердофазний метод імуноферментного аналізу. У лунки планшета вносили по

25 мкл досліджуваних зразків, 50 мкл Реагенту 1 (біотинілірованих антитіл) і

50 мкл Реагенту 2 (мічених ферментом антитіл). Ставили планшет на

68

орбітальний шейкер при 170 об/хв. та інкубували протягом 3 години при

температурі 25°С. Після 5 кратної промивки розведеним робочим розчином

промивного концентрату у всі лунки вносили по 150 мкл. реагенту. Ставили

планшет на орбітальний шейкер при 170 об/хв, інкубували протягом 30 хв. при

температурі 25°С. Вносили у всі лунки по 100 мкл. стоп-реагенту, обережно

перемішували вміст і вимірювали оптичну щільність на спектрофотометрі при

довжині хвилі 450 нм. Вміст паратгормона в сироватці крові виражали в

мкмоль/л.

За допомогою біохімічних методів визначали вміст кальцію, фосфору,

магнію, загального білка, альбумінів, лужної фосфатази, глюкози, сечовини,

креатиніну, амілази, вміст АСТ та АЛТ, лактатдегідрогенази,

креатинфосфокінази, гаммаглутамилтрансферази, холестерину, хлору, заліза,

загального білірубіну, прямого і непрямого білірубіну в сироватці крові щурів,

та концентрацію кальцію, фосфору та магнію в сечі щурів.

Рівень загального кальцію в плазмі крові визначали колориметричним

методом за допомогою стандартного набору реагентів виробництва ТОВ

“Ольвекс Діагностикум”, Росія. Принцип цього методу полягає в тому, що

кальцій у лужному середовищі утворює забарвлений комплекс із

окрезолфталеїн комплексоном. Інтенсивність забарвлення прямо пропорційна

концентрації кальцію в пробі. Проби змішували згідно з інструкцією до набору,

інкубували протягом 5 хв. при температурі 20°С. Оптичну щільність дослідної

та калібрувальної проб проти контрольної проби вимірювали при довжині хвилі

570 нм. на фотоелектроколориметрі КФК-2 МП. Вміст загального кальцію в

сироватці крові виражали в ммоль/л.

Для визначення вмісту фосфору в плазмі крові спектрофотометричним

методом без депротеїнізації використовували стандартний набір реагентів

виробництва ТОВ “Ольвекс Діагностикум”, Росія. Даний метод ґрунтується на

здатності фосфат-іонів утворювати з молібдатом амонію фосфорно-

молібдатний комплекс, оптична щільність якого прямо пропорційна

концентрації фосфору в дослідному зразку. Проби змішували згідно з

69

інструкцією до набору, інкубували протягом 5 хв. при температурі 20°С.

Оптичну щільність калібрувальної та оптичної проб проти контрольної проби

визначали при довжині хвилі 340 нм. на фотоелектроколориметрі КФК-2 МП.

Рівень фосфору в сироватці крові виражали в ммоль/л.

Вміст магнію в плазмі крові визначали колориметричним методом без

депротеїнізації за допомогою стандартного набору реагентів виробництва ТОВ

“Ольвекс Діагностикум”, Росія. Принцип даного методу полягає в тому, що

магній утворює забарвлений комплекс із ксилидиловим синім. Інтенсивність

забарвлення комплексу прямо пропорційна концентрації магнію в пробі. Проби

ретельно змішували згідно з інструкцією до набору, інкубували 10 хв. при

температурі 20°С. Оптичну щільність дослідної та калібрувальної проб проти

контрольної проби визначали при довжині хвилі 530 нм. на

фотоелектроколориметрі КФК-2 МП. Рівень магнію в сироватці крові виражали

в ммоль/л.

Для визначення концентрації загального білка в сироватці крові

використовували набір реактивів виробництва ТОВ НВП “Філісіт-

Діагностика”, Україна. Принцип даного методу базується на тому, що білки

реагують із сірчанокислою міддю в лужному середовищі, утворюючи сполуки

фіолетового забарвлення (біуретова реакція). Інтенсивність забарвлення

реакційного розчину прямо пропорційна концентрації білків у пробі, що

аналізується. Проби змішували згідно з інструкцією до набору, витримували 30

хв. при кімнатній температурі. Оптичну щільність калібрувальної та дослідної

проб проти холостої проби вимірювали при довжині хвилі 540 нм на

фотоелектроколориметрі КФК-2 МП. Розрахунок концентрації загального білка

в сироватці крові виражали в г/л.

Концентрацію альбумінів у сироватці крові визначали за допомогою

набору реактивів виробництва ТОВ НВП “Філісіт-Діагностика”, Україна. В

основі цього методу є те, що альбуміни в слабокислому середовищі з

індикатором бромкрезоловим зеленим у присутності детергенту утворюють

забарвлену сполуку. Інтенсивність забарвлення реакційного розчину прямо

70

пропорційна концентрації альбумінів у плазмі крові. Проби змішували згідно з

інструкцією до набору, витримували 5 хв при кімнатній температурі. Оптичну

щільність калібрувальної та дослідної проб проти холостої проби вимірювали

при довжині хвилі 620 нм на cпектрофотометрі Specord M-40. Концентрацію

альбумінів у плазмі крові виражали в г/л.

Активність лужної фосфатази в сироватці крові визначали за допомогою

набору реактивів виробництва ТОВ НВП “Філісіт-Діагностика”, Україна.

Лужна фосфатаза розщеплює фенілфосфат, утворюючи фенол. Окисне

сполучення фенолу з 4-амінофеназоном утворює червоний барвник,

інтенсивність забарвлення якого визначається фотометрично. Активність

ферменту є прямо пропорційною до оптичної щільності розчину. Проби

змішували згідно з інструкцією до набору, витримували 5 хв при кімнатній

температурі. Оптичну щільність дослідної проби проти холостої проби

вимірювали при довжині хвилі 490 нм на фотоелектроколориметрі КФК-2 МП.

Величину лужної фосфатази в сироватці крові виражали в МЕ/л.

Решта біохімічні показники сироватки крові визначали на

напівавтоматичному фотоелектроколориметричному біохімічному аналізаторі

VITRON-550 (США) з реактивами фірми HUMANAI (Germania): активність

АЛТ, АСТ, лактатдегідрогенази, креатинфосфокінази, гамма-

глутамилтрансферази, визначали кінетичним методом, активність креатиніну,

сечовини – кінетичним методом, активність прямого білірубіну і непрямого та

хлору – кінетичним методом; концентрацію заліза модифікованим методом

Йендрашиковим, вміст амілази біуретовим методом, вміст хлору –

колориметричним методом з бромкрезоловим зеленим; вміст глюкози

ферментативним глюкозооксидазними (уніфікованими) методами.

Для визначення концентрації кальцію в сечі використовували набір

реагентів виробництва ТОВ “Ольвекс Діагностикум”, Росія. Принцип цього

методу базується на тому, що при взаємодії іонів кальцію з хромогеном

арсеназо ІІІ утворюється забарвлений комплекс, інтенсивність кольору якого

пропорційна концентрації кальцію в пробі. Добову сечу підкислювали соляною

71

кислотою до рН 2,0-3,0 для розчинення солей кальцію. Проби змішували згідно

з інструкцією до набору, інкубували 5 хв. при кімнатній температурі.

Вимірювали оптичні щільності дослідної та калібрувальної проб проти

контрольної проби при довжині хвилі 650 нм. на cпектрофотометрі Specord

M-40. Концентрацію кальцію в сечі виражали в ммоль/добу.

Вміст фосфору в сечі визначали за допомогою набору реагентів

виробництва ТОВ “Ольвекс Діагностикум”, Росія. Даний метод ґрунтується на

здатності фосфатіонів утворювати з молібдатом амонію фосфорномолібдатний

комплекс. Оптична щільність реакційного розчину пропорційна концентрації

фосфору в пробі. Проби змішували згідно з інструкцією до набору,

витримували протягом 5 хв при температурі +20 °С. Оптичну щільність

калібрувальної та дослідної проб проти холостої проби вимірювали при

довжині хвилі 340 нм на фотоелектроколориметрі КФК-2 МП. Рівень фосфору

в сечі виражали в ммоль/добу.

Для дослідження магнію в сечі використовували набір реагентів

виробництва ТОВ “Ольвекс Діагностикум”, Росія. Магній утворює забарвлений

комплекс із ксилидиловим синім, інтенсивність забарвлення якого є

пропорційна концентрації магнію в пробі. Добову сечу підкислювали соляною

кислотою до рН 3,0–4,0. Проби змішували згідно з інструкцією до набору,

інкубували 10 хв. при кімнатній температурі. Вимірювали оптичні щільності

дослідної та калібрувальної проб проти контрольної проби при довжині хвилі

540 нм. на фотоелектроколориметрі КФК-2 МП. Концентрацію магнію в сечі

виражали в ммоль/добу.

Вміст йоду в сечі визначали за допомогою набору реагентів виробництва

ТОВ “Ольвекс Діагностикум”, Росія. Даний метод ґрунтується на здатності

йоду утворювати з молібдатом амонію фосфорномолібдатний комплекс.

Оптична щільність реакційного розчину пропорційна концентрації йоду в

пробі. Проби змішували згідно з інструкцією до набору, витримували протягом

5 хв. при температурі +20°С. Оптичну щільність калібрувальної та дослідної

проб проти холостої проби вимірювали при довжині хвилі 340 нм. на

72

фотоелектроколориметрі КФК-2 МП. Рівень йоду в сечі виражали в

ммоль/добу.

Рентгеноденситометрія стегнових кісток щурів проводилася на

оцінюванні мінерального насичення кістки шляхом порівняння оптичної

щільності її зображення на рентгенограмі з еталоном. Стандартом

денситометричних значень (еталоном) є алюмінієвий клин, котрий складається

з 8–10 сходинок, товщина кожної з яких відрізняється одна від одної на 0,5 мм.

З метою визначення МЩКТ обстежували стегнові кістки, що вилучали з тіл 3-х

тварин кожної групи. Потім їх ретельно очищували механічним способом від

прилеглих м’язової та сполучної тканин. Використання стегнової кістки в

якості предмета дослідження дозволяє вивчити особливості перебудови як

губчастої (на прикладі метафізу), так і компактної (діафізу) кісткової тканини

[6, 120, 122]. Рентгенографію стегнових кісток щурів одночасно з алюмінієвим

еталоном проводили з допомогою рентгендіагностичного комплексу “Аполло”

при фокусній відстані 1 м, напрузі на трубці 44 кВ, силі струму 25 мА та часі

витримки 0,02 с. на рентгенологічній плівці “Kodak medical X-ray film general

purpose green” (30×40 см). Отриману рентгенограму досліджували за

допомогою денситометричного приладу RD 501 (Німеччина). Визначали

відносну оптичну щільність стегнових кісток у ділянці головки, великого

вертлюга, метафізу й діафізу. МЩКТ розраховували, виходячи з того, що

товщина алюмінієвої пластинки в 1 мм. відповідає 0,13 мг/см солей кальцію.

Вміст ліпідів в сироватці крові визначали на спектрофотометрі

("ФП", Фінляндія), із довжиною хвилі 500±20 нм, що включало визначення

загального холестерину (ЗХС), тригліцеридів (ТГ) із застосуванням реактивів

"Cholesterol PAP SL Mono" і "Triglicerides SL Mono" ("Біофарма", Франція-

Україна) та ХС ліпопротеїдів високої і низької густини (ХС ЛПВГ, ХС ЛПНГ,

ХС ЛПДНГ, ЗХ, тригліцериди) із використанням реактивів фірми "BioSystem"

S. A. (Іспанія). Після розщеплення ефірів холестерину холестерин-естеразою

утворювався власне холестерин і вільні жирні кислоти (ВЖК), а відтак через

окиснення холестерин-оксидазою, утворювався 4- холестенон та Н2О2, який,

73

своєю чергою, під впливом пероксидази в присутності фенолу перетворювався

на хінон рожевого кольору. Отриманий продукт ферментативного розщеплення

(концентрацію ЗХС у дослідному зразку) оцінювали на спектрофотометрі. ТГ

визначали шляхом їхнього розщеплення ліпопротеїнліпазою з у творенням

гліцеролу і ВЖК. Гліцерол піддавався розщепленню гліцеролкіназою, з

утворенням гліцерил-3-фосфату, а відтак окислювався під впливом

гліцерил-3-фосфат-оксидази з наступним перетворенням пероксидазою в

присутності 4-хлорфенолу до хіноні міну. Інтенсивність забарвлення

останнього прямо була пропорційна концентрації ТГ у дослідному зразку. ХС

ЛПВГ отримували шляхом преципітації холестеролу ліпопретеїнів дуже

низької густини (ХС ЛПДНГ) та ХС ЛПНГ іонами вольфраму фосфору та

магнезії з наступним центрифугування при кімнатній температурі зі швидкістю

4000 об./хв., впродовж 10 хв. У супернатанті визначали ХС ЛПВГ

вищеописаним методом. ХС ЛПНГ отримували шляхом преципітації

(осадження) решти ліпідних фракцій (ХС ЛПДНГ і ХС ЛПВГ) із полівініл

сульфатом, із наступним центрифугуванням при кімнатній температурі зі

швидкістю 4000 об./хв., 15 хв. У супернатанті визначали загальну

концентрацію фракцію холестеролу (ХС ЛПДНГ і ХС ЛПВГ) вищеописаним

методом. ХС ЛПНГ визначали за різницею між ЗХС і ХС в супернатанті: ХС

ЛПНГ=ЗХС-ХС у супернатанті (ммоль/л.).

Живу масу тварин та вагу щитоподібної залози визначали за допомогою

електронних ваг RADWAG, модель – АS 220/X, Республіка Польща.

Для введення суспензії 2 млн. МСК безпосередньо в щитоподібну залозу

здійснювали оперативний доступ до щитоподібної залози після обробки

операційного поля та проведення анестезії за допомогою анестетика Золетила

(Zoletil) (Франція) для загальної анестезії наступним чином: розтин довжиною

0,5 см. проводили в повздовжньому напрямі на 0,5 см. вище яремної вирізки

грудини. Розтин проводився в горизонтальному напрямі, суворо симетрично до

серединної лінії шиї і перпендикулярно до поверхні шкіри. Пошарово розсікали

шкіру, підшкірну клітковину і першу фасцію шиї (за Шовкуненко). Одночасно

74

проводили гемостаз. За допомогою тупфера зміщуються шкірні лоскути

доверху і донизу. Друга фасція шиї разом з третьою розсікаються у

повздовжньому напрямі протягом 0,5 см. По цій же лінії в повздовжньому

напрямі роз'єднуються м'язи (m.sternohyoideus, m. sternothyroideus) і відводяться

гачками Фарабефа в боки. Парієтальний листок IV фасції шиї розсікається

вздовж і також відводиться в боки. Далі в щитоподібну залозу проводили

трансплантацію МСК в кількості 2 млн. по 1млн. в кожну долю щитоподібної

залози [25].

Тваринам, які лікували гіпотиреоз традиційним методом застосовували

левотироксин натрію (Еутирокс) через per os (пероральним методом) в дозі

5 мкг. на одну голову.

Моделювання гіпотиреозу шляхом випоювання тиреостатика 1 % розчину

перхлорату калію протягом 65 діб проводили за методикою [53, 167, 232].

Статистичний аналіз проводили на персональному комп’ютері за

допомогою програми Statistica 6.0. Для перевірки нормальності розподілу даних

використовували метод Колмогорова-Смірнова та Ліліфорса [64, 107].

Варіаційно-статистичне опрацювання отриманих результатів здійснювали з

використанням t-критерію Стьюдента з поправкою Бонферроні-Холма [43].

Дані в таблицях показані у вигляді М±σ, де М – середнє значення, σ –

стандартне відхилення [106].

2.1. Висновоки до розділу 2

Таким чином нами було підібрано матеріали та методи для проведення

досліджень, які показали максимально точну діагностику, і які максимально

відповідали цілям та завданням нашого дослідження щодо тиреоїдної

недостатності для забезпечення достовірно отриманих результатів

досліджень.

Представлений у розділі матеріал, частково висвітлений у наукових

публікаціях автора[12–23, 74].

75

РОЗДІЛ 3

РЕЗУЛЬТАТИ ВЛАСНИХ ДОСЛІДЖЕНЬ

Метою нашого дослідження було вивчити та порівняти динаміку

біохімічних, гістологічних і гормональних показників крові, а також характер

морфологічних змін у щитоподібній залозі білих щурів за експериментального

гіпотиреозу до та після застосування різних методів відновлення у них

ушкодженої щитоподібної залози.

Моделювання експериментальної тиреоїдної недостатності з

використанням перхлорату калію (KClO₄) найбільш розповсюджено в

експериментах з моделювання гіпотиреозу в лабораторних умовах [24, 66]. Всі

перхлорати пригнічують роботу щитоподібної залози і являються

тиреостатиками. Вони призводять до руйнування фолікулів щитоподібної

залози і порушення її функціонального стану з розвитком її гіпофункції. [3, 11].

3.1. Динаміка основних клініко-біохімічних показників за

експериментального гіпотиреозу

Експериментальний гіпотиреоз у дослідах співпадають з відповідними

проявами гіпотиреозу спонтанного походження. Зокрема, змодельована форма

гіпотиреозу у піддослідних щурів протікає з вираженими клінічними ознаками

пригнічення загального стану тварини, зменшенням маси їх тіла, скуйовдження

волосяного покриву, зменшення еластичності шкіри; шкіра у таких тварин суха,

злущується, бліда, холодна з ділянками ороговіння, алопеції; збільшення ваги

самої щитоподібної залози за рахунок розростання сполучної тканини.

Проявляються ознаки виснаження та схуднення, у окремих особин

спостерігаються припухання в ділянці розташування щитоподібної залози.

Нами було досліджено основні показники, які відображають

функціональний стан гіпотиреоїдної недостатності, а саме: динаміку вмісту

вільного тироксину, вільного трийодтироніну, активності тиреотропного

гормону, кальцитоніну, партгормону, щоб відобразити повну картину

репаративних процесів щитоподібної залози у білих безпородних щурів за

76

допомогою гормональних показниказників взалежності від способу введення

алогенних мезенхімних стовбурових клітин.

3.1.1. Дослідження динаміки вмісту вільного тироксину

Динаміка вмісту вільного тироксину впродовж всього періоду дослідів

суттєво змінювалась. Як свідчать отримані результати, вміст вТ4 в сироватці

крові щурів 1–5 дослідних груп на 65 добу застосування 1 % розчину

перхлорату калію KClO₄ був вірогідно у 3,5 раза менший, ніж у інтактних

тварин, що свідчить про значне зниження функціональної активності

щитоподібної залози у тварин дослідних (1–5) груп (табл. 3.3, рис. 3.3).

Таблиця 3.3.

Динаміка вмісту вільного тироксину в сироватці крові щурів із

експериментальним гіпотиреозом за впливу алогенних МСК,

мкмоль/л (М ± m; n=3)

№ Метод лікування Вихідний

стан

Після трансплантації МСК

20 доба 40 доба 60 доба 90 доба

1

Піс

ля в

вед

енн

я

Ізотонічного

розчину Na Cl

(контроль)

11,7±0,05

10,6±0,3 10,5±0,6 10,1±0,1 10,1±0,04

2

МСК в

порожнину

серця

13,7

±0,4 ⃰ ⃰

16,8

±0,3 ⃰ ⃰

21,2

±0,5 ⃰ ⃰ ⃰

23,9

±0,9 ⃰ ⃰ ⃰

3

МСК в

щитоподібну

залозу

13,6

±0,4 ⃰ ⃰

18,6

±0,6 ⃰ ⃰

21,4

±0,5 ⃰ ⃰ ⃰

26,0

±0,9 ⃰ ⃰ ⃰

4 МСК

внутрішньовенно

14,0

±0,3

14,8

±0,4 ⃰

16,8

±0,3 ⃰ ⃰

20,5

±0,4 ⃰ ⃰ ⃰

5 Традиційне

лікування

10,4

±0,3

11,8

±0,4

13,8

±0,3 ⃰ ⃰

16,5

±0,3 ⃰ ⃰

6 Інтактні тварини 41,2±0,8 41,2±0,2 41,2±0,3 41,2±0,6 41,2±0,7

Примітка: *р<0,05; **р<0,01; ***р<0,001; вірогідні дані порівняно з їх

значеннями у тварин контрольної групи; у вихідному стані – порівнюючи з

інтактними тваринами

77

Рис. 3.3. Динаміка вмісту гормону вТ4 в сироватці крові щурів із

експериментальним гіпотиреозом після введення алогенних МСК

Таким чином, встановлено, що відновлення активності синтезу вільного

тироксину експериментально ушкодженою щитоподібною залозою у щурів за

впливу алогенних стовбурових клітин на 90 добу після введення їх різними

способами відбувається у 2–2,6 раза активніше,ніж у тварин контрольної групи

та на 24–57 % активніше порівняно із застосуванням замісної терапії.

Разом з тим, на 90 добу функціональна здатність регенерованої

щитоподібної залози щодо синтезу вТ4 у тварин дослідних груп, яким вводили

алогенні МСК, порівняно із цим показником у інтактних тварин сягала лише

50–63 % повної функціональної здатності залози.

3.1.2. Дослідження динаміки вмісту трийодтироніну

Дослідження вмісту ще одного гормону щитоподібної залози, вільного

трийодтироніну, підтверджує позитивний вплив алогенних мезенхімних

стовбурових клітин на активність регенеративних процесів у тварин з

експериментальним гіпотиреозом (табл. 3.4, рис. 3.4).

Як видно із наведених показників, вміст вільного трийодтироніну в

сироватці крові дослідних тварин на 65 добу моделювання у них за гіпотиреозу

(вихідний стан) знижувався у 1,5 раза порівняно з цим показником у групі

9,6

11,6

13,6

15,6

17,6

19,6

21,6

23,6

25,6

Вихідний стан СК, 20 доба СК, 40 доба СК, 60 доба СК, 90 доба

МСК в порожнину серця

МСК в щитободібну залозу

МСК внутрішньовенно

традиційне лікування (тироксин)

Контроль (ізотонічний розчин)

78

Таблиця 3.4.

Динаміка вмісту трийодтироніну в сироватці крові щурів за гіпотиреозу,

мкмоль/л (М ± m; n=3)

№ Метод лікування Вихідний

стан

Після трансплантації МСК

20 доба 40 доба 60 доба 90 доба

1

Піс

ля в

вед

енн

я

Ізотонічного

розчину Na Cl

(контроль)

14,0±0,6

14,0±0,2 15,0±0,6 15,0±0,1 15,1±0,5

2

МСК в

порожнину

серця

14,0

±0,1

15,5

±0,4

18,3

±0,3 ⃰ ⃰

19,0

±0,8 ⃰

3

МСК в

щитоподібну

залозу

14,4

±0,3

15,7

±0,4

18,3

±0,3 ⃰ ⃰

19,8

±0,4 ⃰

4 МСК

внутрішньовенно

14,4

±0,4

14,5

±0,4

15,8

±0,3 ⃰

17,6

±0,4 ⃰

5 Традиційне

лікування

14,5

±0,1 ⃰

15,5

±0,3 ⃰

16,1

±0,7 ⃰ ⃰

17,0

±0,3

6 Інтактні тварини 21,6±0,8 21,6±0,4 21,6±0,8 21,6±0,8 21,6±0,8

Примітка: *р<0,05; **р<0,01; вірогідні дані порівняно з їх значеннями у

тварин контрольної групи; у вихідному стані – порівнюючи з інтактними

тваринами

Рис. 3.4. Динаміка вмісту вільного трийодтироніну в сироватці крові

щурів за гіпотиреозу

13

14

15

16

17

18

19

20

Вихідний стан СК, 20 доба СК, 40 доба СК, 60 доба СК, 90 доба

МСК в порожнину серця

МСК в щитоподібну залозу

МСК внутрішньовенно

традиційне лікування (тироксин)

Ізотонічний розчин (контроль)

79

інтактних тварин. Оскільки трийодтиронін набагато повільніше зв'язується з

білками крові, ніж тироксин, то він легше із крові проникає в тканини, ніж

тироксин. Очевидно, цим можна пояснити незначні достовірні коливання цього

показника в динаміці в усіх дослідних групах.

Разом з тим, динімака рівня вТ3 в крові щурів подібна такій у вТ4. Вона

наростає в період з 20 по 90 добу після введення алогенних стовбурових клітин

різними способами і сягає максимальних показників в кінці досліду (90 доба).

Таке зростання його рівня порівняно з аналогічними показниками у інтактних

тварин на 90 добу досліду (після введення МСК) складає лише 81,5–88 % і

свідчить про те, що відновлення функціональної здатності ЩЗ на 90 добу

досліду ще не завершилось. Найвищий показник відновлення активності вТ3, як

і у випадку із вільним тироксином (вТ4), спостерігався в групі тварин після

введення алогенних МСК в тканини щитоподібної залози.

3.1.3. Дослідження динаміки вмісту тиреотропного гормону

Результати дослідження вмісту ТТГ в сироватці крові білих щурів із

експериментальним гіпотиреозом наведені в (табл. 3.5, рис. 3.5).

Як видно із наведеної таблиці, на фоні зниженої функції щитоподібної

залози у білих щурів на 65 добу моделювання гіпотиреозу (вихідний стан)

зареєстрований вірогідно найвищий (у 3 раза) вміст ТТГ в сироватці крові

тварин, порівняно аналогічним показником у інтактних тварин.

В міру посилення регенеративних процесів в ушкодженій щитоподібній

залозі та, відповідно, збільшення вмісту вільного тироксину (вТ4) і

трийодтироніну (вТ3) рівень ТТГ до 90 доби спостережень знижується, тобто, в

досліді зберігається негативна залежність активності ТТГ від активності

гормонів вТ4 та вТ3.

В міру підвищення активності тироксину та трийодтирозину та

відповідно, поступового відновлення функціональної активності щитоподібної

залози, активність тиреотропного гормону знижується.

80

Таблиця 3.5.

Динаміка вмісту тиреотропного гормону в сироватці крові щурів за

експериментального гіпотиреозу, мкмоль/л (М ± m; n=3)

№ Метод лікування Вихідний

стан

Після трансплантації МСК

20 доба 40 доба 60 доба 90 доба

1

Піс

ля в

вед

енн

я

Ізотонічного

розчину Na Cl

(контроль)

31,8±1,0

32,2±1,2 32,7±0,4 32,8±0,8 32,8±0,7

2

МСК в

порожнину

серця

30,4±0,4 29,5±0,4* 27,4±0,4* 25,1±0,1*

3

МСК в

щитоподібну

залозу

32,6±0,2 30,8±0,5* 27,6±0,7* 20,5±0,2**

4 МСК

внутрішньовенно 31,8±0,4 31,5±0,4 30,2±0,0 28,9±0,4*

5 Традиційне

лікування 32,9±0,8 30,4±0,4 30,2±0,1 30,2±0,1*

6 Інтактні тварини 10,5±0,4 10,5±0,4 10,5±0,4 10,5±0,4 10,5±0,4

Примітка: *р<0,05; **р<0,01; вірогідні дані порівняно з їх значеннями у

тварин контрольної групи; у вихідному стані – порівнюючи з інтактними

тваринами

Рис. 3.5. Динаміка вмісту ТТГ в сироватці крові щурів за гіпотиреозу

20

22

24

26

28

30

32

34

Вихідний стан СК, 20 доба СК, 40 доба СК, 60 доба СК, 90 доба

МСК в порожнину серця

МСК в щитоподібну залозу

МСК внутрішньовенно

традиційне лікування (тироксин) Ізотонічний розчин (контроль)

81

3.1.4. Дослідження динаміки вмісту кальцитоніну

Як відомо, кальцитонін утворюється і секретується С-клітинами

(парафолікулярні клітини) щитоподібної залози. Основна роль кальцитоніну

полягає у регуляції обміну кальцію, і зокрема, спрямована на зниження рівня

Ca2+ в крові. Також, кальцитонін є функціональним антагоністом паратгормону.

Він пригнічує активність остеобластів кістки, тобто впливає на кальцинацію

кісток. Для нас було важливо з’ясувати, в якій мірі експериментальний

гіпотиреоз впливає на функціональний стан парафолікулярних клітин. У табл.

3.6 та на рис. 3.6 представлені результати дослідження динаміки вмісту

кальцитоніну.

Таблця 3.6.

Динаміка вмісту кальцитоніну в сироватці крові щурів за

експериментального гіпотиреозу, мкмоль/л (М ± m; n=3)

№ Метод лікування Вихідний

стан

Після трансплантації МСК

20 доба 40 доба 60 доба 90 доба

1

Піс

ля в

вед

енн

я

Ізотонічного

розчину Na Cl

(контроль)

12,0±0,01

12,0±0,6 12,5±0,4 12,5±0,8 12,5±0,4

2

МСК в

порожнину

серця

12,3±0,3 12,9±0,3 13,4±0,4 14,1±0,6*

3

МСК в

щитоподібну

залозу

12,9±0,9 13,6±0,9 14,3±0,3* 15,5±0,3*

4 МСК

внутрішньовенно 12,7±0,3 13,3±0,8 14,3±0,3* 14,8±0,4*

5 Традиційне

лікування 12,4±0,3 11,8±0,8 13,5±0,3 13,9±0,3

6 Інтактні тварин 18,7±0,3 18,7±0,3 18,7±0,4 18,7±0,4 18,7±0,3

Примітка: *р<0,05; вірогідні дані порівняно з їх значеннями у тварин

контрольної групи; у вихідному стані – порівнюючи з інтактними тваринами

Як свідчать результати, наведені в таблиці, впродовж 60–90 доби після

застосування алогенних МСК спостерігається вірогідне збільшення вмісту

кальцитоніну в крові тварин 2–4 дослідних груп проти цього показника у

82

тварин контрольної групи. Вміст кальцитоніну в крові тварин 5 групи

(традиційне лікування) на 90 добу не досягав вірогідного підвищення, що

свідчить про найнижчу ефективність названого способу лікування.

Рис. 3.6. Динаміка вмісту кальцитоніну в сироватці крові щурів за

гіпотиреозу

Таким чином, після введення алогенних МСК вміст кальцитоніну в

сироватці крові щурів із експериментальним гіпотиреозом достовірно

підвищувався проти цього показника у тварин контрольної групи.

3.1.5. Дослідження динаміки вмісту паратгормону

Як відомо, паратгормон або паратиреоїдний гормон (ПТГ) секретується

головними клітинами паращитоподібної залози. Основна дія цього гормону

полягає у підвищенні концентрації кальцію в плазмі крові, на відміну від

кальцитоніну, який, навпаки, призводить до його зниження. Він сприяє виходу

кальцію із кісткової тканини та резорбції його з кишечника і таким чином

забезпечую стабільну концентрацію макроелемента у крові, що вкрай важливо

для молодого організму. Одночасно кальцитонін зменшує виведення кальцію із

сечею, що може призвести до гіперкальціємії. Результати дослідження вмісту

паратгормону наведені в табл. 3.7 та рис. 3.7.

11

12

13

14

15

16

Вихідний стан СК, 20 доба СК, 40 доба СК, 60 доба СК, 90 доба

МСК в порожнину серця

МСК в щитоподібну залозу

МСК внутрішньовенно

Традиційне лікування (тироксин)

Контроль

83

Таблиця 3.7.

Динаміка вмісту паратгормону в сироватці крові щурів за

гіпотиреозу, мкмоль/л (М ± m; n=3)

№ Метод лікування Вихідний

стан

Після трансплантації МСК

20 доба 40 доба 60 доба 90 доба

1

Піс

ля в

вед

енн

я

Ізотонічного

розчину Na Cl

(контроль)

38,7±0,38

38,7±0,58 38,7±0,39 38,7±0,38 38,7±0,38

2

МСК в

порожнину

серця

38,7±0,37 36,3±0,38 36,0±0,57 35,7±0,58*

3

МСК в

щитоподібну

залозу

36,3±0,38 36,0±0,38 35,5±0,36* 35,3±0,38*

4 МСК

внутрішньовенно 37,8±0,43 36,8±0,39 36,4±0,37 36,1±0,38*

5 Традиційне

лікування 37,7±0,39 37,0±0,03 36,5±0,35* 36,3±0,02*

6 Інтактні тварини 32,6±1,54 32,7±1,55 32,6±2,17 32,7±1,16 32,7±0,57

Примітка: *р<0,05; вірогідні дані порівняно з їх значеннями у тварин

контрольної групи; у вихідному стані – порівнюючи з інтактними тваринами

Як видно із таблиці, вміст паратгормону в сироватці крові білих щурів у

вихідному стані вірогідно вищий проти цього показника у інтактних тварин на

18,7 %, що свідчить про підвищення активності паращитоподібної залози в цей

період.

На 90 добу після застосування мезенхімних стовбурових клітин

спостерігається вірогідне зниження його вмісту в крові тварин 2–5 дослідних

груп, проте ще не досягає рівня цього показника у інтактних тварин.

Отже, динаміка вмісту паратгормону в крові тварин 2–4 дослідних груп

протилежна динаміці зміни вмісту гормонів тироксину та трийодтироніну, а

саме: у вихідному стані вміст цього гормону підвищується, а після введення

МСК поступово знижується.

Така динаміка свідчить про те, що за експериментального гіпотиреозу

функціональна активність паращитоподібної залози посилюється.

84

Рис. 3.7. Динаміка вмісту паратгормону в сироватці крові щурів за

гіпотиреозу

3.1.6. Дослідження динаміки вмісту глюкози

Вивчення показників вуглеводного обміну за гіпотиреозу обґрунтовано

тим, що, як відомо, гормони щитоподібної залози каталізують реакції

основного обміну, в якому глюкозі належить основна роль. Результати

проведених досліджень динаміки вмісту глюкози в сироватці крові за

гіпотиреозу наведені в табл. 3.2 та на рис. 3.2.

Як видно із наведених показників, у тварин із експериментальним

гіпотиреозом (вихідний стан) вміст глюкози в крові зареєстрований на рівні

7,20 ммоль/л, що вірогідно в 1,7 раза нижче проти цього показника у інтактних

тварин (12, 40 ммоль/л). Як відомо, явище гіпоглікемії за гіпотиреозу є одним із

загрозливих патогенетичних факторів у розвитку гіпотиреоїдної коми. Тому

врахування показника вмісту глюкози за гіпотиреозу має важливе діагностичне

значення. Виявлене нами явище гіпоглікемії у вихідному стані (65 доба

моделювання гіпотиреозу) може слугувати обґрунтуванням правильності

вибору методу моделювання гіпотиреозу.

34

35

36

37

38

39

Вихідний стан СК, 20 доба СК, 40 доба СК, 60 доба СК, 90 доба

МСК в порожнину серця

МСК в щитоподібну залозу

МСК внутрішньовенно

Традиційне лікування (тироксин)

Контроль

85

Таблиця 3.2.

Динаміка вмісту глюкози в сироватці крові щурів із експериментальним

гіпотиреозом за впливу алогенних МСК, ммоль/л (М ± m; n=3)

№ Метод лікування Вихідний

стан

Після трансплантації МСК

20 доба 40 доба 60 доба 90 доба

1

Піс

ля в

вед

енн

я

Ізотонічного

розчину Na Cl

(контроль)

7,20±0,07

7,22±0,05 7,33±0,10 7,33±0,04 7,37±0,04

2

МСК в

порожнину

серця

7,31

±0,03

7,47

±0,07

7,89

±0,07 ⃰ ⃰

8,26

±0,03 ⃰ ⃰

3

МСК в

щитоподібну

залозу

7,91

±0,08 ⃰

8,17

±0,01 ⃰ ⃰

8,83

±0,02 ⃰ ⃰

8,96

±0,01 ⃰ ⃰

4 МСК

внутрішньовенно

7,40

±0,07 ⃰

7,49

±0,09

7,80

±0,09 ⃰ ⃰

8,10

±0,05 ⃰ ⃰

5 Традиційне

лікування

7,22

±0,01

7,42

±0,01

7,51

±0,07 ⃰

7,79

±0,09 ⃰ ⃰

6 Інтактні тварини 12,40±0,81 12,42±0,42 12,41±0,40 12,42±0,42 12,42±0,41

Примітка: *р<0,05; **р<0,01; вірогідні дані порівняно з їх значеннями у

тварин контрольної групи; у вихідному стані – порівнюючи з інтактними

тваринами

Після введення алогенних мезенхімних клітин рівень глюкози в крові

дослідних тварин поступово підвищувався, і на 90 добу складав 8,10–

8,96 ммоль/л, що складає 72 % цього показника у інтактних тварин.

Порівняння ефективності способів введення МСК на динаміку вмісту

глюкози показує, що у тварин 5 дослідної групи, яким вводили МСК

безпосередньо в щитоподібну залозу, рівень глюкози на 90 добу спостережень

досягав 7,86 ммоль/л. і достовірно був вище цього показника у тварин

контрольної групи на 18 % (7,37 ммоль/л). У тварин 2 та 4 дослідних груп цей

показник також достовірно перевищував контрольні показники і складав

відповідно 8,26 та 8,10 ммоль/л. Разом з тим, показники рівня глюкози в крові

тварин 2, 3 та 4 груп після введення МСК ще були вірогідно вищими в

порівнянні з цим показником в крові тварин з традиційним лікуванням.

86

Рис. 3.2. Динаміка вмісту глюкози в сироватці крові щурів із

експериментальним гіпотиреозом за впливу алогенних МСК.

Таким чином, введення алогенних мезенхімних стовбурових клітин для

відновлення морфофункціональних властивостей щитоподібної залози на 90

добу спостережень призводить до поступового підвищення вмісту глюкози до

фізіологічних параметрів. Найвищий результат в порівнянні із контролем

отримано в досліді на тваринах 3 дослідної групи, яким МСК вводили

безпосередньо у щитоподібну залоз.

3.1.7. Дослідження динаміки вмісту холестерину

Як відомо, гіпотиреоз супроводжується порушенням ліпідного обміну та

підвищенням рівня холестерину в крові. В наших дослідженнях було важливо

підтвердити цей факт та одночасно за динамікою цього показника визначити

рівень відновлення функціональної здатності експериментально ушкодженої

щитоподібної залози. Результати досліджень динаміки показників

холестеринового обміну наведені в табл. 3.1 та зображено на рис. 3.1.

Як видно із наведеної таблиці, вміст холестерину в сироватці крові

тварин на 65 добу моделювання гіпотиреозу (вихідний стан) був вірогідно

вищий у 3,69 раза, ніж у інтактних тварин.

7,2

7,91

8,17

8,838,96

7,2 7,227,33 7,33 7,37

6,5

7

7,5

8

8,5

9

9,5

Вихідний стан СК, 20 доба СК, 40 доба СК, 60 доба СК, 90 доба

МСК в порожнину серця МСК в щитободібну залозу

МСК внутрішньовенно традиційне лікування (тироксин)

Ізотонічного розчину (контроль)

87

Таблиця 3.1

Динаміка вмісту холестерину в сироватці крові щурів із

експериментальним гіпотиреозом за впливу алогенних МСК,

ммоль/л. (М ± m; n=3)

№ Метод лікування Вихідний

стан

Після трансплантації МСК

20 доба 40 доба 60 доба 90 доба

1

Піс

ля в

вед

енн

я

Ізотонічного

розчину Na Cl

(контроль)

4,83±0,01

4,82±0,01 4,82±0,01 4,82±0,01 4,82±0,01

2

МСК в

порожнину

серця

4,70

±0,03 ⃰ ⃰

4,61

±0,01 ⃰ ⃰

4,31

±0,05 ⃰ ⃰

4,08

±0,02 ⃰

3

МСК в

щитоподібну

залозу

4,40

±0,03 ⃰ ⃰

4,20

±0,03 ⃰ ⃰

4,00

±0,05 ⃰ ⃰

3,89

±0,05 ⃰ ⃰ ⃰

4 МСК

внутрішньовенно

4,71

±0,01 ⃰ ⃰

4,24

±0,01 ⃰ ⃰

4,04

±0,02 ⃰ ⃰

3,99

±0,02 ⃰

5

Тироксину

(традиційне

лікування)

4,76

±0,03 ⃰

4,57

±0,05 ⃰ ⃰

4,38

±0,07 ⃰ ⃰

4,25

±0,03 ⃰ ⃰

6 Інтактні тварини 1,31±0,01 1,30±0,02 1,31±0,01 1,30±0,01 1,31±0,02

Примітка: *р<0,05; **р<0,01; ***р<0,001; вірогідні дані порівняно з їх

значеннями у тварин контрольної групи; у вихідному стані – порівнюючи з

інтактними тваринами

Порівняння динаміки зниження вмісту холестерину у тварин трьох

дослідних груп в період з 20 по 90 добу після застосування алогенних

мезенхімних стовбурових клітин показує, що в групі дослідних тварин, яким

вводили алогенні мезенхімні стовбурові клітини безпосередньо в щитоподібну

залозу (третя дослідна група), вірогідне зниження вмісту холестерину в крові

тварин в кінці досліду складало 24 % (3,89 ммоль/л) проти цього показника у

тварин контрольної групи (4,82 ммоль/л). Це найвищий ефект від застосування

методу введення МСК безпосередньо у щитоподібну залозу. Разом з тим,

повного відновлення цього показника, як і інших показників, в порівнянні з цим

показником у інтактних тварин не відбувається.

88

Рис. 3.1. Динаміка вмісту холестерину в сироватці крові щурів із

експериментальним гіпотиреозом за впливу алогенних МСК

Ефективність стимулювання регенеративних процесів у патологічно

зміненій щитоподібній залозі іншими способами займає проміжне місце.

Зокрема, спосіб внутрішньовенного введення МСК (дослідна група 4)

відповідно у 1,2 раза нижче проти цього показника у тварин контрольної

групи), найменш ефективним виявився метод введення МСК в порожнину

серця (дослідна група 2, відповідно у 1,18 раза менше проти контрольної

групи). Разом з тим це порівняння засвідчило, що ефективність введення МСК

різними способами була вищою порівняно із ефективністю традиційного

методу лікування. Ефективність застосування гормону Т4, (дослідна група 5)

лише в 1,13 раза.

3.2. Динаміка показників живої маси щурів та ваги щитоподібної

залози

Як відомо, жива маса тварин у великій мірі залежить від функціонування

щитоподібної залози і може змінюватися як у бік зростання, так і в бік її

зниження в залежності від ступеня, характеру порушень її функціонального

4,83

4,4

4,2

4

3,89

4,83 4,82 4,82 4,82 4,82

3,5

4

4,5

5

Вихідний стан СК, 20 доба СК, 40 доба СК, 60 доба СК, 90 доба

МСК в порожнину серця

МСК в щитободібну залозу

МСК внутрішньовенно

традиційне лікування (тироксин)

Ізотонічного розчину (контроль)

89

стану. З врахуванням цього ми використали цей показник для встановлення

залежності динаміки показників живої маси білих щурів всіх дослідних груп від

функціонального стану щитоподібної залози. Результати зважування тварин

всіх дослідних груп представлені в табл. 3.8. та рис. 3.8.

Таблиця 3.8.

Динаміка маси тіла щурів після введення мезенхімних

стовбурових клітин за гіпотиреозу, г (М ± m; n=3)

№ Метод лікування Вихідний

стан

Після трансплантації МСК

20 доба 40 доба 60 доба 90 доба

1

Піс

ля в

вед

енн

я

Ізотонічного

розчину Na Cl

(контроль)

134,3±1,0

136,0±0,6 137,7±1,0 137,3±0,6 137,7 ±1,2

2

МСК в

порожнину

серця

137,7

±1,0

140,01

±0,6

142,7

±1,0**

163,0

±1,7**

3

МСК в

щитоподібну

залозу

137,3

±1,0

143,3

±0,8*

148,0

±0,6**

164,0

±1,2***

4 МСК

внутрішньовенно

139,0

±0,6

144,3

±1,0**

147,7

±1,0**

163,8

±1,6***

5

Тироксину

(традиційне

лікування)

134,8

±1,0

135,3

±0,4*

138,0

±0,6

141,7

±1,0*

6 Інтактні тварини 207,7±1,6 214,4±2,5 234,3±1,6 241,0±0,6 283,7±1,6

Примітка: *р <0,05; **р<0,01; ***р<0,001; вірогідні дані порівняно з їх

значеннями у тварин контрольної групи; у вихідному стані – порівнюючи з

інтактними тваринами

Як видно із наведених показників, маса тіла тварин у вихідному стані була

в середньому на 73,4 г. або на 33,3 % меншою проти цього показника у

інтактних тварин. Після введення алогенних мезенхімних стовбурових клітин

маса тіла тварин вірогідно зростала і на 90 добу перевищувала цей показник у

вихідному стані на 12 % –16 % (залежно від способу введення МСК) проти

цього показника та на 18 – 19 %, ніж у тварин контрольної групи. Проте вона

була нижчою ще на 42,2 % проти цього показника у інтактних тварин.

90

Рис. 3.8. Динаміка маси тіла щурів після трансплантації алогенних

мезенхімних стовбурових клітин за гіпотиреозу

У тварин дослідної групи, де призначено традиційне лікування (задавання

тироксину), маса тіла тварин в незначній мірі перевищувала цей показник у

тварин контрольної групи.

Таким чином, експериментальний гіпотиреоз із застосуванням

перхлорату калію супроводжується суттєвим зниженням живої ваги

піддослідних тварин. Застосування алогенних мезенхімних стовбурових клітин

в більшій мірі сприяє відновленню маси тіла тварин, ніж застосування замісної

терапії.

Динаміка ваги щитоподібної залози дослідних тварин за наведена в табл.

3.9 та на рис. 3.9. Як видно із наведених результатів, вага щитоподібної залози

у вихідному стані була вірогідно вищою у 3,3 раза порівняно з цим показником

у інтактних тварин. Оскільки у тварин 1–5 дослідних груп такі зміни є

наслідком ушкодження залози перхлоратом калію, то цю різницю у вазі залози

між тваринами 1–5 дослідних та інтактними тваринами можна пояснити

патологічними змінами як наслідок реакції організму на дію цього препарату.

Після введення алогенних мезенхімних стовбурових клітин вага

щитоподібної залози у тварин 2–4 дослідних груп впродовж 90 діб вірогідно

знижувалась з різною інтенсивністю.

134

139

144

149

154

159

164

Вихідний стан СК, 20 доба СК, 40 доба СК, 60 доба СК, 90 доба

МСК в порожнину серця

МСК в щитоподібну залозу

МСК внутрішньовенно

Традиційне лікування (тироксин)

Контроль (Ізотонічний розчин)

91

Таблиця 3.9.

Динаміка маси щитоподібної залози щурів за експериментального

гіпотиреозу та після застосування мезенхімних стовбурових клітин,

г (М ± m; n=3)

№ Метод лікування Вихідний

стан

Після трансплантації МСК

20 доба 40 доба 60 доба 90 доба

1

Піс

ля в

вед

енн

я

Ізотонічного

розчину Na Cl

(контроль)

0,059

±0,03

0,059

±0,04

0,059

±0,04

0,059

±0,03

0,059

±0,01

2

МСК в

порожнину

серця

0,052

±0,07

0,051

±0,02 ⃰

0,048

±0,02 ⃰

0,041

±0,05 ⃰

3

МСК в

щитоподібну

залозу

0,051

±0,02 ⃰

0,050

±0,01 ⃰ ⃰

0,048

±0,03 ⃰ ⃰

0,040

±0,01 ⃰ ⃰

4 МСК

внутрішньовенно

0,053

±0,02

0,051

±0,02 ⃰

0,050

±0,01 ⃰

0,042

±0,01 ⃰

5

Тироксину

(традиційне

лікування)

0,058

±0,02

0,058

±0,02

0,057

±0,01

0,057

±0,02 ⃰

6 Інтактні тварини 0,018

±0,04

0,018

±0,04

0,018

±0,07

0,018

±0,01

0,018

±0,02

Примітка: *р<0,05; **р<0,01; ***р<0,001; вірогідні дані порівняно з їх

значеннями у тварин контрольної групи; у вихідному стані – порівнюючи з

інтактними тваринами

Рис. 3.9. Динаміка ваги щитоподібної залози щурів з гіпотиреозом після

трансплантації мезенхімних стовбурових клітин

310

410

510

610

Вихідний стан СК, 20 доба СК, 40 доба СК, 60 доба СК, 90 доба

МСК в порожнину серця

МСК в щитоподібну залозу

МСК внутрішньовенно

Традиційне лікування (тироксин)

Контроль (Ізотонічний розчин)

92

У тварин 3 дослідної групи, яким вводили МСК безпосередньо в

щитоподібну залозу, зниження абсолютної ваги ЩЗ відбувалось інтенсивніше,

ніж у тварин 2 та 4 дослідних груп. Разом з тим, у тварин 5 групи (замісна

терапія – задавання тироксину) абсолютна вага ЩЗ знижувалась повільно і

практично не відрізнялась від цього показника у тварин контрольної групи.

Отже, замісна терапія, яка дозволяє підтримувати рівень тироксину в організмі,

надто повільно стимулює відновлювальні процеси в ушкодженій щитоподібній

залозі

3.3. Особливості зміни мікроскопічної структури щитоподібної залози

При проведенні гістологічних досліджень нами було встановлено, що

щитоподібна залоза клінічно здорових інтактних тварин мала типову

мікроскопічну будову. Орган складався з часточок, відділених одна від одного

тонкими прошарками пухкої волокнистої сполучної тканини (строма залози), в

якій проходять кровоносні судини (рис. 3.10).

Кожна часточка щитоподібної залози побудована з численних помірно

поліморфних фолікулів, які щільно прилягають один до одного. Фолікули

містять рожевий однорідний секрет, інтенсивність забарвлення якого в різних

фолікулах різна, що свідчить про їх різну функціональну активність.

2

3

1

Рис. 3.10. Щитоподібна залоза інтактного щура: 1 – строма залози; 2 –

інтенсивно секретуючий фолікул; 3 – менш інтенсивно секретуючий фолікул.

Гематоксилін Караці та еозин, х 100.

93

Внутрішня поверхня кожного фолікула вистелена типовим кубічним

епітелієм, розташованим на базальній мембрані. Епітеліоцити

характеризуються дифузно інтенсивно зафарбованим гематоксиліном ядром та

виразно базофільною цитоплазмою, яка в багатьох клітинах містить прозорі та

напівпрозорі вакуолі різних розмірів і форми, що, на нашу думку, відображає

інтенсивність секреторної активності цих клітин (рис. 3.11).

Між фолікулами місцями виявляються міжфолікулярні острівці, до

складу яких входять клітини округлої чи овальної форми з досить інтенсивно і

відносно однорідно зафарбованою еозином цитоплазмою та виразно

базофільним ядром округлої чи овальної форми (див. рис. 3.11).

З метою моделювання експериментального гіпотиреозу (вихідний стан),

тваринам випоювали 1% водний розчин перхлорату калію (хлорнокислий

калій). При проведенні гістологічних досліджень нами було встановлено, що на

65 добу в таких тварин спостерігались виразні зміни мікроскопічної будови

щитоподібної залози, яка, проте, зберігала притаманну їй часточкову будову

(рис. 3.12).

2

3

1

Рис. 3.11. Щитоподібна залоза інтактного щура: 1 – міжфолікулярний

острівець; 2 – фолікулярні клітини; 3 – колоїд.

Гематоксилін Караці та еозин, х 400.

94

Строма залози була виразно набрякла, вени, венули та капіляри – розширені й

переповнені клітинами крові, що свідчило про венозний застій. Лише

поодинокі фолікули зберігали характерні мікроскопічну будову. Проте навіть у

цих фолікулах у більшості випадків колоїд не фарбувався. Це може свідчити

про значну гіперфункцію тих фолікулів, які ще були здатні продукувати

притаманні щитоподібній залозі гормони, оскільки при гіперфункції цієї залози

вміст колоїда в фолікулах зменшується.

У переважній більшості фолікулів реєструвались відділення

фолікулярних клітин від базальної мембрани, а також гідропічна дистрофія

частини фолікулярних клітин та руйнування клітин, як тих що відділилися в

просвіт фолікулу, так і частини клітин, що залишалися на базальній мембрані.

В частині випадків фолікулярні клітини, що відділилися від базальної мембрани

в просвіт фолікулу, некротизувалися (див. рис. 3.12; рис. 3.13).

Руйнування та відділення від базальної мембрани значної кількості

фолікулярних клітин призводило до того, що клітини, які залишалися ще

6

5

4

3

2

1

Рис. 3.12. Щитоподібна залоза щура за експериментального

гіпотиреозу: 1 – розширена, переповнена кров’ю вена; 2 – набряк строми;

3 – відсутність колоїда в фолікулі; 4 – відділення фолікулярних клітин

від базальної мембрани; 5 – гідропічна дистрофія фолікулярних клітин;

6 – руйнування фолікулярних клітин. Гематоксилін Караці

та еозин, х 50.

95

інтактними та не втрачали зв’язку з базальною мембраною витягувались вздовж

останньої, набуваючи сильно витягнутої веретеноподібної форми.

Слід підкреслити, що цитоплазматичні вакуолі, характерні для клітин

фолікулярного епітелію інтактних тварин, в переважній більшості епітеліоцитів

щурів за експериментального гіпотиреозу не виявлялися. На нашу думку це

свідчить про повне чи майже повне припинення синтезу цими клітинами

гормонів.

Нами також було встановлено, що в щитоподібній залозі за

експериментального гіпотиреозу реєструвались дистрофічні зміни (зерниста та

гідропічна дистрофії) та руйнування парафолікулярних клітин (див. рис. 3.13).

Таким чином, результати проведених нами гістологічних досліджень

свідчать, що за експериментально створеного нами гіпотиреозу відбуваються

виразні зміни мікроскопічної будови щитоподібної залози, які документують

значне порушення синтезу як тироксину та трийодтироніну, так і кальцитоніну,

оскільки майже не лишається неушкоджених клітин, здатних продукувати ці

гормони.

4 3

2

1

Рис. 3.13. Щитоподібна залоза щура за експериментального гіпотіреозу:

1 – відсутність фолікулярних клітин на базальній мембрані; 2 – сплощення

фолікулярних клітин на базальній мембрані фолікул; 3 – руйнування та

некроз фолікулярних клітин у просвіті фолікула; 4 – руйнування

парафолікулярної клітини. Гематоксилін Караці та еозин, х 400.

96

Введення щурам ізотонічного розчину NaCl не призвело до покращення

структури щитоподібної залози порівняно з тваринами при моделюванні

гіпотиреозу. Навпаки, нами за введення ізотонічного розчину було

зареєстровано прогресування в цьому органі мікроскопічних змін.

Набряк сполучнотканинної строми поступово прогресував аж до 90 доби

(рис. 3.14). Починаючи з 20 доби в стромі реєструвалось поступове наростаюче

розростання волокнистої сполучної тканини, тобто мав місце її склероз, який

вже на 90-ту добу був досить виразним.

Відділення фолікулярних клітин від базальної мембрани, а також

гідропічна дистрофія та руйнування фолікулярних клітин, які спостерігалися

при моделюванні гіпотиреозу, також наростали, в результаті чого на 60 добу

відбувалась повна дезорганізація фолікулів залози з некрозом фолікулярних

клітин в частині з них (рис. 3.15), а на 90 добу некротичні зміни повністю

охоплювали значну частину часточок щитоподібної залози (див. рис. 3.14).

У той же час на 90 добу в поодиноких фолікулах ще виявлялися типові,

не змінені фолікулярні клітини, що свідчило про певну залишкову

функціональну активність щитоподібної залози.

4 3

2

2

1

Рис. 3.14. Щитоподібна залоза щура за введення ізотонічного розчину NaCl,

90 доба: 1 – набряк міжчасточкової сполучної тканини; 2 – розростання

щільної волокнистої сполучної тканини; 3 – дезорганізація фолікулів; 4 –

некроз фолікулярних клітин. Гематоксилін Караці та еозин, х 50.

97

Таким чином, одержані нами результати свідчать, що випоювання щурам

1 % водного розчину перхлорату калію спричиняє тривалий, прогресуючий

гіпотиреоз, що виникає внаслідок ушкодження, а потім – руйнування й

некротизації гормонпродукуючих клітин усіх типів і наростаючої дезорганізації

структури щитоподібної залози в цілому. Процес мав незворотній характер

принаймні протягом усього строку спостережень.

При застосуванні традиційного методу лікування із застосуванням

тироксину на 20 добу нами був зареєстрований певний позитивний ефект цього

препарату за експериментального гіпотиреозу.

У щитоподібній залозі все ще спостерігалися дистрофічні зміни,

руйнування й некроз фолікулярних клітин у багатьох фолікулах. Проте

дезорганізація фолікулів, яка мала місце при введенні хворим щурам

ізотонічного розчину NaCl, не виявлялася. Натомість у невеликій частині

фолікулів реєструвалась проліферація фолікулярних клітин (рис 3.16), що є

проявом процесів відновлення структури та функції цього органу. Набряк

строми та розростання в ній щільної волокнистої сполучної тканини в цей строк

все ще мали місце.

3

2

1

Рис. 3.15. Щитоподібна залоза щура за введення ізотонічного розчину

NaCl, 60 доба: 1 – розростання між часточками щільної волокнистої сполучної

тканини; 2 – дезорганізація фолікулів; 3 – некроз фолікулярних клітин.

Гематоксилін Караці та еозин, х 100.

98

Лише на 60 добу в щитоподібній залозі почали виявлятися сформовані

фолікули, мікроскопічна будова яких була досить подібна до мікроскопічної

будови фолікулів інтактних тварин. Проте ядра в багатьох фолікулярних

клітинах були розташовані в апікальній цитоплазмі, а цитоплазматичні вакуолі

2

1

Рис. 3.16. Щитоподібна залоза щура при лікуванні тироксином, 20 доба:

1 – руйнування й некроз фолікулярних клітин; 2 – проліферація фолікулярних

клітин. Гематоксилін Караці та еозин, х 100.

1

4

3 2

Рис. 3.17. Щитоподібна залоза щура при лікуванні тироксином, 60 доба:

1 – набряк міжчасточкової строми; 2 – розростання щільної волокнистої

сполучної тканини в стромі; 3 – дистрофічні зміни й руйнування

фолікулярних клітин; 4 – відновлення фолікула.

Гематоксилін Караці та еозин, х 100.

99

не виявлялися, що, на нашу думку, свідчило про недостатню зрілість таких

новоутворених клітин, або ж про їх досить низьку функціональну активність.

Крім того, в органі все ще реєструвались набряк міжчасточкової строми,

розростання щільної волокнистої сполучної тканини в стромі та дистрофічні

зміни й руйнування фолікулярних клітин у багатьох фолікулах (рис. 3.17).

На 90 добу розростання щільної волокнистої сполучної тканини в стромі

щитоподібної залози не виявлялося. Місцями зберігався набряк строми, але він

вже був досить помірним. Кровоносні судини строми були розширені, але їх

переповнення клітинами крові не реєструвалось – гематокрит не був

порушений (рис. 3.18). Це свідчило про посилення кровообігу в органі без

застою в ньому крові, що, на нашу думку, відображало забезпечення

підвищеними кількостіми кисню та поживних речовин процесів регенерації.

Дистрофічні зміни, руйнування й некроз фолікулярних клітин були майже

відсутні. Більшість фолікулів залози перебувало на різних стадіях формування.

Проте щитоподібна залоза ще не набула типової для неї мікроскопічної будови

(див. рис. 3.18).

3

2

1

Рис. 3.18. Щитоподібна залоза щура при лікуванні тироксином, 90 доба:

1 – розширення кровоносної судини; 2 – дещо набрякла строма; 3 –

проліферація фолікулярних клітин з відновленням структури фолікула.

Гематоксилін Караці та еозин, х 50.

100

У щурів після введення МСК внутрішньовенно спостерігалось поступове

відновлення структур щитоподібної залози, яке за своїми темпами й характером

відрізнялося від відновлення при застосуванні традиційного метода лікування.

Вже на 20 добу після введення МСК в щитоподібній залозі виявлялися лише

поодинокі дистрофічно змінені, зруйновані чи некротизовані фолікулярні

клітини.

Набряк строми був досить помірним, розростання щільної волокнистої

тканини – відсутні. Кровоносні судини строми були розширені, але їх

переповнення клітинами крові не реєструвалось – гематокрит не був

порушений (рис. 3.19). Це свідчило про посилення кровообігу в органі без

застою в ньому крові, що на нашу думку, як і при застосуванні традиційного

методу лікування, відображало забезпечення підвищеними кількостями кисню

та поживних речовин процесів регенерації. Проте якщо при традиційному

методі такі зміни реєструвалися лише на 90 добу, то після введення МСК

внутрішньовенно вони реєструвалися вже на 20 добу.

У часточках щитоподібної залози виявлялась виразна проліферація

фолікулярних клітин та процеси формування фолікулів. Новоутворені

1

5

4

3

2

Рис. 3.19. Щитоподібна залоза щурів за введення МСК внутрішньовенно,

20 доба: 1 – строма; 2 – кровоносна судина; 3 – проліферація фолікулярних

клітин; 4 – формування фолікула; 5 – новоутворений фолікул.

Гематоксилін Караці та еозин, х 50.

101

фолікулярні клітини ще не набули характерної для цього типу клітин

мікроскопічної будови, а були дещо поліморфними – мали кубічну, овальну та

округлу форму та різний об’єм цитоплазми. На багатьох ділянках такі

новоутворені клітини обмежували округлої, овальної, чи не зовсім правильної

форми порожнини, що є свідченням формування нових фолікулів. При цьому

порожнина цих фолікулів не завжди була замкнутою, оскільки в частині

випадків новоутворені фолікулярні клітини в процесі формування фолікулу ще

не контактували з поряд розташованими іншими клітинами (див. рис. 3.19).

Крім того в цей строк спостережень у щитоподібній залозі нами було

знайдено чимало новоутворених фолікулів. Ці фолікули ще мали досить різні

розміри, не завжди мали округлу форму. Фолікулярні клітини

характеризувалися типовою для цього типу клітин мікроскопічною будовою,

але в їх цитоплазмі реєструвалась велика кількість прозорих і напівпрозорих

вакуолей, які нерідко займали більшу частину цитоплазми (див. рис. 3.19). Такі

особливості мікроскопічної будови на нашу думку свідчили про гіперсекрецію

цих клітин, що відображало компенсацію частково втраченої функції органу.

З 20 до 90 доби відновлювальні процеси поступово наростали, й на 90

добу спостережень мікроскопічна будова щитоподібної залози вже майже не

відрізнялася від нормальної, хоча й мала деякі особливості.

Місцями ще виявлялась невелика кількість осередків проліферації клітин.

Фолікули були різних розмірів і не завжди мали характерну форму (рис. 3.20).

В багатьох з них реєструвались ознаки гіперсекреції – переважну частину

цитоплазми фолікулярних клітин заповнювали прозорі чи напівпрозорі вакуолі,

а колодій в порожнині фолікулів був майже не зафарбований.

Міжфолікулярні острівці були гіпертрофовані за рахунок гіперплазії їх

клітин. Такі особливості мікроскопічної будови на нашу думку свідчили про

компенсаторну постгіпотиреозну гіперфункцію щитоподібної залози в цілому.

При введенні МСК в порожнину серця відновлення щитоподібної залози

також відбувається значно швидше, ніж при застосуванні традиційного методу

102

лікування. На 20 добу мікроскопічна будова залози в цілому була аналогічна

такій при внутрішньовенному введенні МСК.

Проте порівняно з останнім реєструвалась більша кількість фолікулярних

клітин, які руйнувались і некротизувались, а кількість новоутворених фолікулів

була дещо меншою (рис. 3.21).

4

3 2

1

Рис. 3.20. Щитоподібна залоза щура за введення МСК внутрішньовенно,

90 доба: 1 – проліферація клітин; 2 – фолікул у стані гіперсекреції; 3 – колоїд;

4 – міжфолікулярний острівець. Гематоксилін Караці та еозин, х 100.

4

3 2

1

Рис. 3.21. Щитоподібна залоза щура за введення МСК в порожнину

серця, 20 доба: 1 – строма; 2 – руйнування й некроз фолікулярних клітин; 3 –

проліферація фолікулярних клітин; 4 – формування фолікула. Гематоксилін

Караці та еозин, х 50.

103

Процес відновлення структури органу тривав дещо повільніше, ніж при

введенні стовбурових клітин внутрішньовенно, і на 90 добу в стромі все ще

виявляли набряк і ознаки склерозу, хоча мікроскопічна будова часточок вже

була досить наближеною до такої в нормі (рис. 3.22).

Результати проведених нами гістологічних досліджень свідчать, що

найбільш відчутний ефект щодо відновлення структури органу дає введення

МСК безпосередньо в щитоподібну залозу. Як і при введенні МСК

внутрішньовенно та в порожнину серця, після введення МСК в саму залозу вже

на 20 добу в ній виявлялися лише поодинокі дистрофічно змінені, зруйновані

чи некротизовані фолікулярні клітини. Набряк строми був досить помірним,

розростання щільної волокнистої тканини – незначні. Кровоносні судини

строми були розширені, але їх переповнення клітинами крові не реєструвалось

– гематокрит не був порушений (рис. 3.23).

Проте на відміну від інших способів введення МСК на 20 добу в

часточках вже виявлялась досить велика кількість сформованих фолікулів (див.

рис. 3.23), які активно функціонували, про що свідчить наявність вакуолей у

цитоплазмі їх фолікулярних клітин. Але слід зазначити, що в цей строк

5

4

2

3

1

Рис. 3.22. Щитоподібна залоза щура за введення МСК в порожнину

серця, 90 доба: 1 – щільна волокниста сполучна тканина; 2 – проліферація

клітин; 3 – фолікул у стані гіперсекреції; 4 – колоїд; 5 – міжфолікулярний

острівець. Гематоксилін Караці та еозин, х 50.

104

спостережень чітко диференціювати міжфолікулярні острівці ми не змогли. На

нашу думку це можна пояснити великою кількістю проліферуючих клітин і ще

недостатньо впорядкованою будовою часточок щитоподібної залози, що могло

маскувати такі острівці.

На 40 добу після введення МСК безпосередньо в щитоподібну залозу в

ній виявлялися лише відносно невеликі вогнища проліферації клітин. Натомість

порівняно з іншими способами введення МСК на більшості ділянок органу

реєструвались вже досить добре сформовані фолікули, в яких реєструвалися не

тільки морфологічні ознаки секреції фолікулярних клітин, але й у частині таких

фолікулів починав зафарбовуватись (хоча ще й дуже слабо) колоїд.

Також у цей період вже досить чітко диференціювалися міжфолікулярні

острівці, які, проте, ще перебували в процесі свого формування (рис. 3.24).

На 60 добу в залозі ще виявлялися невеликі осередки проліферації клітин

та фолікули на стадії свого формування. Міжфолікулярні острівці були

гіпертрофовані за рахунок гіперплазії їх клітин. В усіх часточках реєструвалась

велика кількість сформованих фолікулів з ознаками гіперсекреції їх

5

4

3

1

2

Рис. 3.23. Щитоподібна залоза щура за введення МСК безпосередньо в

неї, 20 доба: 1 – кровоносна судина; 2 – щільна волокниста сполучна тканина

в стромі; 3 – руйнування й некроз фолікулярних клітин; 4 – проліферація

фолікулярних клітин; 5 – новоутворений фолікул.

Гематоксилін Караці та еозин, х 50.

105

фолікулярних клітин. Проте ці фолікули ще були досить гетерогенними –

відрізнялися за своїми розмірами та формою. В просвіті багатьох з них

виявлявся секрет, який нерідко мав пінистий вигляд (рис. 3.25).

5

4

3

2

1

Рис. 3.24. Щитоподібна залоза щура за введення МСК безпосередньо в

неї, 40 доба: 1 – проліферація клітин; 2 – формування фолікула; 3 –

новоутворений фолікул; 4 – колоїд; 5 – формування міжфолікулярного

острівця. Гематоксилін Караці та еозин, х 100.

4

3

2 1

Рис. 3.25. Щитоподібна залоза щура за введення МСК безпосередньо в

неї, 60 доба: 1 – проліферація клітин; 2 – формування фолікула; 3 –

сформований фолікул; 4 – секрет у просвіті фолікула.

Гематоксилін Караці та еозин, х 100.

106

На 90 добу після введення МСК безпосередньо в щитоподібну залозу її

мікроскопічна будова майже не відрізнялась від такої в контрольних тварин, за

винятком відносно незначної проліферації клітин (рис. 3.26).

Таким чином, результати проведених нами гістологічних досліджень

свідчать, що за експериментального гіпотиреозу застосування МСК будь-яким

способом значно прискорює відновлення структури щитоподібної залози

порівняно з традиційним методом лікування. Найбільш ефективним виявилось

введення МСК безпосередньо в щитоподібну залозу.

3.4. Особливості зміни показників вмісту гормонального стану у сироватці

крові собак та котів за спонтанного гіпотиреозу до та після трансплантації

алогенних мезенхімних стовбурових клітин

Метою клінічного випробування в наших дослідженнях було вивчити

ефективність впливу трансплантованих алогенних МСК на активність

репаративних процесів в щитоподібній залозі собак і котів із гіпотиреозом

спонтанного походження. Хворим тваринам після встановлення діагнозу

вводили 4–6 млн. алогенних МСК безпосередньо в щитоподібну залозу під

контролем апарату УЗД, після чого контролювали загальний стан організму а

4

3

2

1

Рис.26. Щитоподібна залоза щура за введення МСК безпосередньо в неї,

90 доба: 1 – проліферація клітин; 2 – фолікул; 3 – колоїд;

4 – міжфолікулярний острівець. Гематоксилін Караці та еозин, х 100.

107

на 20, 40, 90 добу у тварин відбирали проби крові для лабораторних досліджень

рівня гормонів. Результати досліджень представлені в таб. 3.9 та на рис. 3.27.

Таблиця 3.9.

Вміст вільного тироксину у сироватці крові собак хворих на гіпотиреоз,

після трансплантації мезенхімних стовбурових клітин,

мкмоль/л (М±m; n=5)

Примітка: **р<0,01; вірогідні дані порівняно з їх значеннями у тварин

вихідного стану

0

2

4

6

8

10

12

14

Вихідний стан СК, 20 доба СК, 40 доба СК, 90 доба

№

дослідних

тварин

Вміст вільного тироксину

Вихідний

стан 20 доба 40 доба 90 доба

Фізіологічні

параметри

1 5,0 6,0 8,0 13,0

15,0 – 50,0

2 7,0 8,0 9,0 14,0

3 6,0 7,0 9,0 14,0

4 6,0 7,0 8,0 13,0

5 5,0 6,0 8,0 14,0

М±m 5,8±0,4 6,8±0,4 8,4±0,3 ⃰ ⃰ 13,6±0,3 ⃰ ⃰

Рис. 3.27. Динаміка вмісту гормону вТ4 в сироватці крові собак

за гіпотиреозу до та після введення МСК

108

Як видно із наведеної таблиці і рисунку, вміст вільного тироксину в

сироватці крові собак за гіпотиреозу у вихідному стані був вірогідно нижчий у

2,6–8,6, раза проти фізіологічних параметрів цього показника, що свідчить про

наявність порушення функції щитоподібної залози.

Після трансплантації алогенних МСК спостерігається вірогідне зростання

вмісту гормону вТ4 (вільного тироксину), яке на 90 добу спостереження

відрізнялось від показників у вихідному стані у 2,34 раза. Разом з тим, як і за

експериментального гіпотиреозу, на 90 добу після введення МСК рівень

гормону ще не досягав цього показника у вихідному стані.

Таким чином, встановлено, що у собак із спонтанним гіпотиреозом після

введення алогенних стовбурових клітин безпосередньо в щитоподібну залозу

відбувається відновлення функціональної активності залози, яке на 90 добу

становить 42,6 % порівняно з середнім значенням цього показника у вихідному

стані.

Результати випробування дослідження вмісту вільного тироксину в крові

котів із спонтанним гіпотиреозом після введення їм алогенних мезенхімних

стовбурових клітин представлені в табл. 3.11 та на рис. 3.28.

Таблиця 3.11.

Вміст вільного тироксину у сироватці крові котів хворих на гіпотиреоз,

після трансплантації мезенхімних стовбурових клітин,

мкмоль/л (М±m; n=3)

Примітка: **р<0,01 вірогідні дані порівняно з їх значеннями у тварин вихідного

стану

№

дослідних

тварин

Вміст вільного тироксину

Вихідний

стан 20 доба 40 доба 90 доба

Фізіологічні

параметри

1 10,0 11,0 13,0 15,0

15,0 – 50,0

2 11,0 13,0 14,0 17,0

3 11,0 12,0 14,0 17,0

М±m 10,6±0,3 12,2±0,5 13,6

±0,8 ⃰ ⃰

16,3

±0,7 ⃰ ⃰

109

Рис. 3.29. Динаміка вмісту вТ4 в сироватці крові котів за гіпотиреозу

до та після введення МСК

Як видно із наведеної таблиці, вміст вільного тироксину в сироватці крові

котів за гіпотиреозу у вихідному стані був вірогідно менший у 1,4–4,7 раза

проти фізіологічних параметрів, що свідчить про наявність патологічних

процесів у щитоподібній залозі.

Порівняння динаміки зростання вмісту гормону вТ4 у тварин з 20 по

90 добу після застосування алогенних мезенхімних стовбурових клітин,

засвідчило вірогідне підвищення вмісту вТ4 у 1,53 раза проти цього показника

середнього значення у тварин в вихідному стані.

Таким чином, використанням алогенних мезенхімних стовбурових клітин

для відновлення функціональної здатності щитоподібної залози у котів за

спонтанного гіпотиреозу сприяє відновленню її функціональної здатності і вже

на 90 добу після введення зареєстровано вірогідне збільшення вмісту гормону

вТ4 на 65 % порівняно з середнім значенням цього показника у вихідному стані.

0

2

4

6

8

10

12

14

16

18

Вихідний

станСК, 20 доба СК, 40 доба СК, 90 доба

110

3.5. Висновки до розділу 3

В дослідженнях з вивчення ефективності впливу трансплантованих

алогенних мезенхімних стовбурових клітин на активність репаративних

процесів в щитоподібній залозі щурів за експериментального гіпотиреозу та в

дослідах на собаках і котах за спонтанного гіпотиреозу доведено та науково

обґрунтовано ефективність застосування алогенних мезенхімних стовбурових

клітин за гіпотиреоїдної недостатності.

Зокрема, результати проведених нами досліджень з використанням

біохімічних досліджень крові та морфологічних досліджень щитоподібної

залози свідчать, що застосування алогенних МСК за експериментального

гіпотиреозу достовірно прискорює відновлення структури щитоподібної залози.

Причому, активність відновлення функціональної здатності щитоподібної

залози з використанням різних методів введення МСК вища порівняно з

традиційним методом лікування.

Найбільш ефективним способом відновлення ушкодженої щитоподібної

залози виявився спосіб введення МСК безпосередньо в щитоподібну залозу.

Клінічне випробування ефективності досліджуваного методу клітинної

терапії з використанням алогенних мезенхімних стовбурових клітин на собаках

і котах з гіпотиреозом спонтанного походження підтвердив результати

експериментальних досліджень на лабораторних тваринах.

Основні наукові результати розділу опубліковано в наукових працях

автора [12-23, 74].

111

РОЗДІЛ 4

АНАЛІЗ І УЗАГАЛЬНЕННЯ ОДЕРЖАНИХ РЕЗУЛЬТАТІВ

ДОСЛІДЖЕННЯ

Актуальність проблеми гіпотиреозу у тварин полягає, з одного боку

суттєвим поширенням хвороби серед домашніх тварин та, з іншого боку,

обмеженістю засобів та способів лікування хворих тварин. Зокрема, хвороби

тварин із патологією щитоподібної залози становлять майже половину від усіх

ендокринопатій, які часто приводять до погіршення стану здоров'я тварин та

іноді їх раптової смерті [81, 82, 84].

За останні 10 років (з 2009 по 2019 роки) захворюваність тварин на

гіпотиреоз в Україні значно зросла, порівняно з іншими роками [29]. За

висновками окремих вчених тенденція зростання захворюваності тварин

гіпотиреозом різної етіології зберігатиметься і в подальшому [155, 162, 205], що

підкреслює високу актуальність наших досліджень.

Оскільки основним патогенетичним фактором в розвитку гіпотиреозу є

зниження функціональної активності щитоподібної залози, то лікування в

основному спрямоване на забезпечення в організмі тварини сталого вмісту

тиреоїдних гормонів. Проте використання в замісній терапії лише одного

гормону – тироксину, лише частково поліпшує ситуацію, оскільки має

передбачувати не тільки усунення причини, що викликала зниження

функціональної здатності щитоподібної залози і, відповідно, її структури, а й

має бути спрямована на повне відновлення функції і, відповідно, структури

органу для забезпечення активності тироксину та інших тиреоїдних гормонів –

трийодтироніну та кальцитоніну - в організмі. Роль цих гормонів в організмі

тварин описана в багатьох наукових, навчальних та популярних публікаціях, і

нестача або зниження активності одного із них викликає в організмі цілий

каскад змін.

Як відомо, основними гормонами щитоподібної залози є тироксин і

трийодтиронін, біосинтез яких відбувається в реакціях поетапного йодування

тиреоглобуліну – основної складової колоїду. На схемі, наведеній на рис. 4.1

112

(джерело: http://www.endonorm.ru/shchitovidnaya-zheleza/) зображено основні

етапи синтезу гормонів. Поглинутий залозою йодид спочатку окислюється в

елементарний йод, який згодом під впливом тиреойодпероксидази зв'язується з

утворенням йодтирозинів. В реакціях окислювальної конденсації із тирозинів

утворюються молекули тироксину та трийодтироніну. Виведення названих

гормонів із фолікула в кров відбувається після гідролізу тиреоглобуліну під

впливом катепсинів. Обидва гормони у крові перебувають у сполуці з

глобулінами та альбумінами. Оскільки тироксин краще зв'язується з білками

крові, ніж трийодтиронін, то останній легше проникає в тканини, ніж тироксин.

Надлишок гормонів нейтралізуються в печінці з утворенням парних сполук

з глюкуроновою кислотою, які виводяться з жовчею в органи травлення

Рис. 4.1. Схема біосинтезу тиреоїдних гормонів в щитоподібній залозі

Роль гормонів щитоподібної залози в організмі тварин детально вивчена.

Тиреоїдні гормони зв῾язуються з відповідними ядерними рецепторами в клітині

та стимулюють обмін білків, жирів, вуглеводів, водний і електролітний обмін,

обмін вітамінів, теплопродукцію, основний обмін. Вони посилюють

окислювальні процеси, процеси поглинання кисню, витрати поживних речовин,

113

споживання тканинами глюкози. За впливу цих гормонів зменшуються запаси

глікогену в печінці, прискорюється окиснення жирів. Посилення енергетичних і

окислювальних процесів призводить до зниження маси тіла тварин.

Регуляція діяльності щитоподібної залози носить складний характер. В

гіпоталамусі синтезується та виділяється релізинг-гормон тиреоліберин, який

стимулює синтез та виділення аденогіпофізом тиреотропного гормону (ТТГ).

На синтез тиреоліберинів у гіпоталамусі впливає адренергічна система,

її медіатор норадреналін. Його концентрація також збільшується у відповідь на

зниження температури. Ліберин в свою чергу, стимулює синтез тироксину та

трийодтироніну в ЩЗ. Чим вище рівень гормонів ЩЗ, тим менше ТТГ

синтезується в гіпофізі. Інгібітують синтез ТТГ глюкокортикоїди, дофамін,

соматостатин. Естрогени, навпаки, підвищують чутливість гіпофіза до ТРГ.

Як відомо, в експериментах на тваринах після видалення у них залози, а

також за спонтанного гіпотиреозу, спостерігається затримка росту і розвитку

майже усіх органів, зокрема статевих залоз, сповільнення статевого дозрівання,

зниження активності всіх біохімічних процесів. Нестача тиреоїдних гормонів у

вагітних тварин несприятливо позначається на процесах диференціації зародка.

Замісна терапія дає можливості забезпечити рівень лише одного із гормонів.

Натомість ідеальним напрямком у лікуванні гіпотиреозу мають стати заходи

щодо відновлення структури і функції патологічно зміненої щитоподібної

залози, її здатності синтезувати всі гормони,необхідні організму. Важливо

приділяти увагу хворим на гіпотиреоз тваринам в питаннях вибору лікарських

засобів та кормів, які часто можуть мати контртиреоїдний ефект і тим самим

погіршити перебіг захворювання.

Застосування стовбурових клітин для відновлення ушкоджених чи

патологічно змінених тканин у тварин стало звичним явищем в багатьох

ветеринарних клініках США, Іспанії, Китаю, Австралії [ 195, 197, 201, 203].

Разом з тим можливості клінічного застосування стовбурових клітин та

продуктів клітинних технологій ще далеко не вичерпані. За висновками

Міжнародної асоціації стемологів застосування методів клітинної

114

регенеративної терапії людини знаходиться ще в стадії випробувань [188 ]. У

ветеринарній медицині стан ще гірший, незважаючи на те, що підходи до

застосування трансплантації стовбурових клітин тваринам набагато простіші,

ніж у гуманній медицині [59, 60, 61].

Як відомо, застосування стовбурових клітин для відновлення у

тваринному організмі ушкоджених чи патологічно змінених тканин базується

на їх здатності після трансплантації виявляти місця з порушенням клітинного

гомеостазу тканин (органів), вбудовуватись в ушкоджені ділянки і там під

впливом відповідних біологічно активних речовин заповнювати дефект,

диференціюючись у відповідні клітини, властиві для даної тканини чи органу

[55, 56].

До того, стовбурові клітини мають здатність пригнічувати активність

лімфоцитів в організмі тварини-реципієнта [56, 59] і тим самим знижувати

можливість розвитку його імунної відповіді на трансплантований клітинний

матеріал. Використання у ветеринарній медицині донорських (алогенних)

стовбурових клітин, отриманих від здорових тварин-донорів, на відміну від

застосування аутогенних клітин, дає можливість на порядок знизити вартість

лікування тварин [ 60, 61 ].

В наших дослідженнях, проведених з використанням тварин із

недостатністю ендокринної функції щитоподібної залози, ми застосовували

алогенні стовбурові клітини, отримані із кісткового мозку здорових тварин-

донорів. Досліджено активність та особливості відновлювальних процесів у

патологічно зміненій щитоподібній залозі організмі тварин залежно від способу

уведення їм алогенних мезенхімних стовбурових клітин.

Моделювання експериментального гіпотиреозу у піддослідних щурів

шляхом тривалого (65 діб) випоювання з водою 1 % розчину перхлорат калію

(хлорнокислого калію) переконливо показало, що цей метод дає можливість

отримувати класичну модель гіпотиреозу з чітким клінічними ознаками та

відповідними змінами показників гормонального зеркала, біохімічних змін

крові та структурних змін в щитоподібній залозі [38, 120].

115

Тваринам з експериментальним гіпотиреозом обрано різні методи

відновлення функціональної здатності ушкодженої щитоподібної залози. Так,

тваринам 1 групи (контроль) вводили ізотонічний розчин, другої групи – МСК

в порожнину серця, третьої групи – МСК безпосередньо в щитоподібну залозу і

четвертої групи – МСК внутрішньовенно. Тваринам п’ятої групи назначали

традиційне лікування (введення тироксину, замісна терапія). Крім того, з

першого до останнього дня досліджень була група інтактного контролю, у

тварин якої також відбирали матеріал для досліджень з метою порівняння

показників.

Такий методичний підхід дав нам можливість встановити одночасно в

одних і тих же умовах ефективність трьох способів відновлення структури і,

відповідно, функції щитоподібної залози після трансплантації їм мезенхімних

стовбурових клітин; порівняти ефективність цього методу клітинної терапії із

традиційним методом (застосування тироксину - замісна терапія). Як відомо,

традиційний метод спрямований лише на забезпечення в крові тварин

відповідної концентрації тироксину без стимуляції відновлювальних процесів в

залозі. А наявність інтактних тварин в досліді дало можливість он лайн

порівнювати отримані в експерименті результати з показниками клінічно

здорових тварин, які утрмувались в однакових із тваринами дослідних груп

умовах.

Основними показниками для контролю активності відновлення

функціональної здатності ушкодженої ЩЗ було обрано динаміку активності

тиреоїдних гормонів, рівень окремих метаболітів, який в значній мірі залежить

від активності цих гормонів (зокрема – вміст глюкози, холестерину в крові), а

також особливості макроскопічних і мікроскопічних змін в самій ЩЗ.

Порівняння динаміки всіх досліджуваних показників показало, що

найвищий вірогідний ефект у відновленні структури і функції

експериментально ушкодженої щитоподібної залози отримано після

застосування алогенних мезенхімних клітин методом введення їх

безпосередньо в щитоподібну залозу.

116

Це підтверджується вірогідним збільшенням проти відповідних

показників у тварин контрольної групи вмісту на кінець спостережень (90 доба

після введення МСК) вмісту вільного тироксину (вТ4) 2,56 раза, вільного

трийодтироніну (вТ3) – 1,3 раза, кальцитоніну - в 1,24 раза, глюкози в 1,26 раза;

вірогідним зниженням вмісту ТТГ в 1,27 раза, холестерину – в 1,24 раза.

Результати гістологічних досліджень узгоджуються із результатами

біохімічних аналізів крові. Так, на 90 добу після введення МСК безпосередньо в

щитоподібну залозу її мікроскопічна будова не відрізнялась від такої у

інтактних тварин, за винятком відносно незначної проліферації клітин.

Таким чином, за результатами проведених нами біохімічного аналізу

крові та гістологічних досліджень щитоподібної залоз встановлено, що у тварин

третьої дослідної групи, яким алогенні мезенхімні стовбурові клітини вводили

безпосередньо у щитопподібну залозу, процеси відновлення структурного та

функціонального стану щитоподібної залози прискорюються значно активніше,

ніж в інших групах.

Введення алогенних мезенхімних стовбурових клітин в загальний

кровообіг в порожнину серця чи внутрішньовенно показало нижчі результати.

Проте ці результати були вірогідно вищими проти відповідних показників у

тварин контрольної групи та групи тварин з традиційним лікуванням, що є

свідченням високої ефективності лікування експериментального гіпотиреозу у

щурів методом клітинної регенеративної терапії з використанням

недиференційованих алогенних мезенхімних стовбурових клітин із кісткового

мозку.

Результати експериментальних досліджень ми випробовували в умовах

клініки на собаках та котах із спонтанним гіпотиреозом. Як відомо, гіпотиреоз

супроводжується недостатнім рівнем гормонів щитоподібної залози або повною

їх відсутністю, внаслідок чого гальмується інтенсивність обмінних процесів у

тварин а за важких форм його перебігу може призвести до незворотніх змін в

організмі та до тиреоїдної коми.

117

З цією метою хворим тваринам після встановлення діагнозу вводили

безпосередньо в щитоподібну залозу під контролем апарату для УЗД 4–6 млн.

алогенних МСК, заздалегідь вирощених в стерильних умовах. На 20, 40,

90 добу у тварин відбирали проби крові для лабораторних досліджень.

Результати досліджень показали високу відновлювальну здатність структури і

функції щитоподібної залози за введення МСК, на що вказує динаміка вмісту в

крові гормону тироксину (вТ4), який на 90 добу після введення хворим собакам

МСК безпосередньо в щитоподібну залозу вірогідно став вище у 2,34 раза

проти цього показника у вихідному стані.

Таким чином, у собак із спонтанним гіпотиреозом після введення

алогенних мезенхімних стовбурових клітин безпосередньо в щитоподібну

залозу відбувається відновлення функціональної активності залози, яке на

90 добу становить 42,6 % порівняно з цим показником за фізіологічних умов.

Результати клінічного випробування ефективності застосування МСК за

спонтанного гіпотиреозу в котів показали, що на 90 добу після введення котам

алогенних МСК вміст вільного тироксину в сироватці крові був вірогідно

вищим у 1,53 раза проти цього показника у вихідному стані, що вказує на

відновлення функціональної активності щитоподібної залози.

Таким чином, встановлено, що у котів із спонтанним гіпотиреозом

трансплантація алогенних мезенхімних стовбурових клітин, безпосередньо в

щитоподібну залозу призводить на 90 добу досліджень до відновлювальних

репаративних процесів та морфофункціональних властивостей щитоподібної

залози.

118

ВИСНОВКИ

Дисертацію присвячено розв’язанню важливого науково-практичного

завдання – дослідженню структурно-функціональних змін у щитоподібній

залозі за гіпотиреозу та стимуляції процесів відновлення стану цього органу

методами клітинної регенеративної терапії. Наведено наукове обґрунтування

ефективності застосування алогенних мезенхімних стовбурових клітин для

стимуляції регенеративних процесів у щитоподібній залозі та переваг цього

методу перед традиційним способом лікування. Результати експериментальних

досліджень підтверджено клінічними випробуваннями.

1. Вміст вільного тироксину у сироватці крові щурів за

експериментального гіпотиреозу на 90 добу після застосування алогенних

мезенхімних клітин у кількості 2х106 достовірно зростає з 11,7 мкмоль/л у

вихідному стані до 20,5–26,0 мкмоль/л залежно від способу їх введення, що

достовірно вище порівняно з цим показником у тварин контрольної групи

відповідно у 2,03–2,57 рази. За традиційного методу лікування рівень гормону

достовірно перевищує цей показник на контролі лише в 1,63 раза.

2. Вміст вільного трийодтироніну в сироватці крові тварин на 90 добу

після введення алогенних мезенхімних стовбурових клітин підвищується

залежно від способу їх введення до 17,6–19,8 мкмоль/л, що достовірно на 31–66

% вище проти цього показника в крові тварин контрольної групи (14,0

мкмоль/л) та тварин за традиційного лікування – 17,0 мкмоль/л. Вміст

трийодтироніну в сироватці крові тварин 3 групи, яким вводили мезенхімні

стовбурові клітини безпосередньо в щитоподібну залозу, найвищий (19,8

мкмоль/л).

3. Вміст тиреотропного гормону в сироватці крові щурів у вихідному

стані є найвищим (31,8 мкмоль/л), що достовірно вище його рівня в крові

інтактних тварин у 3 раза (10,5 мкмоль/л). На 90 добу після введення мезенхі-

мних стовбурових клітин його рівень достовірно знижується залежно від

способу введення до 20,5–28,9 мкмоль/л, що достовірно нижче на 7,9–37,5 %

119

проти цього показника в крові тварин контрольної групи (32,8±0,7 мкмоль/л),

але все ще залишається високим.

4. Вміст гормону щитоподібної залози кальцитоніну в сироватці крові

щурів у вихідному стані (65 доба моделювання гіпотиреозу) знаходиться на

рівні 12,0 мкмоль/л, що достовірно нижче його рівня в сироватці інтактних

тварин в 1,6 раза. На 90 добу вміст кальцитоніну зростає до 15,5–14,1 мкмоль/л

залежно від способу введення алогенних мезенхімних стовбурових клітин, що

достовірно вище на 11,3–24 % проти цього показника у тварин контрольної

групи та тварин за традиційного лікування.

5. За експериментального гіпотиреозу встановлено достовірне

підвищення вмісту паратгормону у вихідному стані до 38,7 мкмоль/л, що

достовірно вище показника у інтактних тварин на 18 % (32,6 мкмоль/л); на 90

добу після введення алогенних мезенхімних стовбурових клітин паратгормон

знижується до 35,3–36,1 мкмоль/л, що достовірно нижче цього показника у

тварин контрольної групи на 8,6–7,2 %; у тварин за традиційного лікування

спостерігається тенденція до зниження, що свідчить про нормалізацію функції

паращитоподібної залози. Динаміка вмісту цього гормону є, очевидно захисною

реакцією організму на зниження активності тиреоїдних гормонів.

6. У тварин за експериментального гіпотиреозу у вихідному стані

розвивається виражена гіпоглікемія із достовірним зниженням вмісту глюкози в

крові до 7,2 ммоль/л проти 12,4 ммоль/л в інтактних тварин, що достовірно

нижче в 1,67 раза. За впливу алогенних мезенхімних стовбурових клітин на 90

добу експерименту рівень глюкози у сироватці крові тварин залежно від

способу введення клітин підвищується до 8,1–9,0 ммоль/л, що на 9,9–21,6 %

вище цього показника у тварин контрольної групи.

7. За експериментального гіпотиреозу у тварин у вихідному стані

розвивається гіперхолестеролемія, за якої рівнь холестеролу зростає до

4,83 ммоль/л, що в 3,7 рази перевищує цей показник у інтактних тварин. Після

застосування алогенних мезенхімних стовбурових клітин вміст холестеролу в

120

крові тварин знижується до 3,9–4,1 ммоль/л, що достовірно нижче на 17,2–

15,65 % цього показника у тварин контрольної групи (4,82 ммоль/л).

8. Гістологічні зміни в щитоподібній залозі щурів за експериментального

гіпотиреозу підтверджують виявлені зміни показників біохімічного і

гормонального складу крові: у вихідному стані виявлено значні деструктивні

процеси в залозі, які після трансплантації мезенхімних стовбурових клітин

поступово зникають, і на 90 добу структура залози поступово відновлюється.

Найвищий ефект спостерігається у тварин, яким мезенхімні стовбурові клітини

вводиться безпосередньо в щитоподібну залозу.

9. Маса щитоподібної залози щурів за експериментального гіпотиреозу у

вихідному стані в 3,27 раза перевищує цей показник у інтактних тварин. Після

застосування алогенних мезенхімних стовбурових клітин маса щитоподібної

залози тварин знижується до 0,04–0,05 г, що достовірно нижче цього показника

в тварин контрольної групи на 43,9–25,5 %.

10. Маса тіла тварин за експериментального гіпотиреозу у вихідному

стані зафіксована на рівні 134,3 г, що в 1,54 раза нижче проти цього показника в

інтактних тварин. Після застосування алогенних мезенхімних стовбурових

клітин маса тіла тварин підвищується до 163–164 г, що достовірно вище цього

показника у тварин контрольної групи на 15,5–16 %.

11. У собак зі спонтанним гіпотиреозом вміст вільного тироксину у

сироватці крові перед застосуванням мезенхімних стовбурових клітин

знаходиться на рівні 5,8 мкмоль/л. На 90 добу після застосування алогенних

мезенхімних стовбурових клітин безпосередньо у щитоподібну залозу в

кількості 6х106 цей показник зростає до 13,6 мкмоль/л, що достовірно вище у

2,34 раза, порівнюючи з цим показником у вихідному стані.

12. У котів за спонтанного гіпотиреозу вміст вільного тироксину у

сироватці крові перед лікуванням знаходиться на рівні 10,66 мкмоль/л; на 90

добу досліду після введення алогенних мезенхімних стовбурових клітин в

кількості 4х106 безпосередньо у щитоподібну залозу показник зростає до 16,33

121

мкмоль/л, що достовірно вище, порівнюючи із цим показником у тварин у

вихідному стані в 1,53 раза.

122

ПРОПОЗИЦІЇ ВИРОБНИЦТВУ

Результати проведених досліджень можуть бути використані у науковій

та навчальній роботі профільних установ ветеринарної медицини для

подальшого вивчення молекулярних механізмів взаємодії алогенних та

ксеногенних мезенхімних стовбурових клітин з організмом тварин-реципієнтів,

а також у клінічній практиці як один із додаткових методів лікування тварин з

гіпотиреоїдною недостатностю різного походження.

За результатами дослідженнь науково-експериментальної роботи

відпрацьовано нові способи моделювання гіпотиреоїдної недостатності у білих

безпородних щурів і способи активізації відновлювальних процесів з

відновленням структури ушкодженої щитоподібної залози у тварин алогенними

мезенхімними стовбуровими клітинами, які підтверджені двома патентами на

корисну модель, а також методичні рекомендації:

1. «Спосіб моделювання гіпотиреозу у щурів» (патент на корисну модель

u 2017, № 06079 від 84/17, 16.06.2017).

2. «Спосіб активізації відновлювальних процесів з відновленням

структури ушкодженої щитоподібної залози за гіпотиреозу у тварин

мезенхімними стовбуровими клітинами» (патент на корисну модель u 2017, №

06080 від 85/17, 16.06.2017).

3. Методичні рекомендації «Методи видоспецифічної оцінки стовбурових

клітин та їх застосування у ветеринарній клітинній регенеративній терапії».

Рекомендації розглянуто й затверджено на вченій раді НУБіП України

(протокол № 5 від 27 грудня 2017 р.).

Отримані результати пропонується використовувати у процесі написання

відповідних розділів підручників і навчальних посібників за напрямом

експериментальної регенеративної терапії у ветеринарній медицини.

123

СПИСОК ВИКОРИСТАНИХ ДЖЕРЕЛ

1. Адамович О. О., Заячківська О. С. Особливості вмісту цинку у

кістковій тканині щурів за умов експериментального гіпотиреозу та

гіпохлоргідрії. Вісник проблем біології і медицини. 2011. Вип. 3, Т. 1 (87).

С. 42–44.

2. Алиева Г. Ф., Соболев В. И. Взаимодействие тиреоидных гормонов

и катехоламинов в регуляции функции скелетной мышцы белых крыс.

Вісник проблем біологіх і медицини. 2009. № 2. С. 19–25.

3. Андрейчин Ю. М., Хлєбан О. В. Біохімічна оцінка перхлорату

калію на роботу щитоподібної залози людей і тварин. Медична та клінічна

хімія. 1994. Т. 16, № 2. С. 20 – 35.

4. Аристархов В. Г., Кириллов Ю. Б., Пантелеев И. В. Профилактика

послеоперационного гипотиреоза при хирургическом лечении диффузного

токсического зоба. Хирургия. 2001. № 9. С. 19–21.

5. Асляев Л. А. Морфологические изменения трансплантатов

щитовидной железы при различных способах ее пересадки. III Всесоюз. конф.

по пересадке тканей и органов : тез. докл. Ереван, 1993. С. 36.

6. Ашукіна Н. О. Морфологія стегнової кістки щурів в умовах

екзогенного L-тироксину. Український морфологічний альманах. 2011. Т. 9,

№ 2. С. 8 – 10.

7. Бирюкова И. В. Роль стероидных гормонов в биохимической

адаптации организма к интенсивной мышечной деятельности. Путь науки.

2014. № 8 (8). С. 39 – 42.

8. Бирюкова Е. В. Остеопороз: точка зрения эндокринолога.

Фарматека. 2012. № s1-12. C. 32 – 39.

9. Білець М. В. Зміна структури протеогліканів та глікопротеїнів

кісткової тканини нижньої щелепи щурів за умов емоційного стресу,

недостатності гонад та їх сполученого впливу. Світ медицини та біології. 2007.

№2. С. 14 – 19.

124

10. Білоокий В. В., Ткачук Н. П., Шеремет М. І. Аналіз оперативних

втручань при патології щитоподібної залози в тварин. Ветеринарний вісник.

2014 Т. 19, № 3 (71). С. 172 – 174.

11. Білоокий В. В., Ткачук Н. П., Шеремет М. І. Аналіз перхлоратів на

активність патології щитоподібної. Буковинський медичний вісник. – 2004. –

Т. 18, № 3 (71). – С. 162 – 170.

12. Бокотько Р. Р. Морфологічні зміни щитоподібної залози щурів при

експериментально змодельованому гіпотиреозі. Проблеми зооінженерії та

ветеринарної медицини. Серія «Ветеринарні науки». 2016. № 33. Ч. 2.

С. 239-243.

13. Бокотько Р. Р. Зміни біохімічних показників сироватки крові щурів

при експериментальному гіпотиреозі. Науково-технічний бюлетень Державного

науково-дослідного контрольного інституту ветеринарних препаратів та

кормових добавок і Інституту біології тварин. 2017. Вип. 18. № 1. С. 19–23.

14. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Сердюков Я. К., Данілов В. Б.,

Малюк М. О., Харкевич Ю. О., Ковпак В. В., Кладницька Л. В. Мікроскопічні

зміни в щитоподібній залозі білих щурів за відновлення її структури шляхом

введення мезенхімних стовбурових клітин при експериментальному

гіпотиреозі. Науково-технічний бюлетень Державного науково-дослідного

контрольного інституту ветеринарних препаратів та кормових добавок і

Інституту біології тварин. 2017. Вип. 18. № 2. С. 377–382.

15. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Харкевич Ю. О., Данілов В. Б.

Рентгенденситометрія стегнових кісток білих щурів після введення

мезенхімних стовбурових клітин за експериментального гіпотиреозу. Проблеми

зооінженерії та ветеринарної медицини. Серія «Ветеринарні науки». 2017. №

34. С. 24–27.

16. Бокотько Р. Р. Перспективи застосування стовбурових клітин за

хвороб щитоподібної залози (стан питання). Науковий вісник Національного

університету біоресурсів і природокористування України. Серія: Ветеринарна

медицина, якість і безпека продукції тваринництва. 2015. № 227. С. 34–40.

125

17. Бокотько Р. Р. До патогенезу експериментального дифузного

токсичного зоба в щурів. Наукові доповіді Національного університету

біоресурсів і природокористування України. 2016. № 60.

18. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Харкевич Ю. О.,

Данілов В. Б. Динаміка вмісту гормону вТ4 в крові та вага щитоподібної залози

білих щурів із експериментальним гіпотиреозом після трансплантації

мезенхімних стовбурових клітин. Науковий вісник Національного університету

біоресурсів і природокористування України. Серія: Ветеринарна медицина,

якість і безпека продукції тваринництва. 2017. № 265. С. 35–41.

19. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й. Зміна живої маси білих щурів

після введення стовбурових клітин за експериментального гіпотиреозу.

Аграрний вісник Причорномор’я. Серія «Ветеринарні науки». 2016. № 81.

С. 10–13.

20. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Ковпак В. В.

Данілов В. Б., Харкевич Ю. О., Кладницька Л. В. Патент України на корисну

модель № 06079 МПК G09В23/28 (2006.01). Спосіб моделювання гіпотиреозу у

щурів; заявник і патентовласник Національний університет біоресурсів і

природокористування України. № u 201706079; заявлено 16.06.2017;

опубліковано 10.01.2018. Бюл. № 1.

21. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Ковпак В. В.

Данілов В. Б., Харкевич Ю. О., Кладницька Л. В. Патент України на корисну

модель № 06080 МПК G09В23/28 (2006.01). Спосіб активізації

відновлювальних процесів з відновленням структури ушкодженої щитоподібної

залози за гіпотиреозу у тварин мезенхімними стовбуровими клітинами; заявник

і патентовласник Національний університет біоресурсів і природокористування

України. № u 201706080; заявлено 16.06.2017; опубліковано 10.01.2018. Бюл. №

1.

22. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Данілов В. Б. Динаміка вмісту

гормону вТ4 в крові та вага щитоподібної залози білих щурів із

експериментальним гіпотиреозом після трансплантації мезенхімних

126

стовбурових клітин. Досягнення та перспективи застосування гумінових

речовин у сільському господарстві: Міжнародна науково-практична

конференція, присвячена 95-річчю Дніпровського державного аграрно-

економічного університету та 110-річчю від дня народження професора

Л. А. Христєвої, м. Дніпро, 19–20 жовтня 2017 року: тези доповіді. 2017. С. 29–

31.

23. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Данілов В. Б. Мікроскопічні

зміни щитоподібної залози після введення мезенхімних стовбурових клітин за

експериментального гіпотиреозу в щурів. Актуальні проблеми фізіології

тварин: Міжнародна науково-практична конференція, присвяченій 120-річчю

Національного університету біоресурсів і природо-користування України,

м. Київ, 3–5 травня 2018 року: тези доповіді. 2018. С. 13.

24. Бортников Н. Г., Ємельяненко І. В. Вплив перхлорату калію на

знижену функцію щитоподібної залози. Здобутки клінічної і експериментальної

медицини. 1994. № 1. С. 24 – 85.

25. Брейдо И. С. Хирургическое лечение заболеваний щитовидной

железы у щурів. С.-Пб : Гиппократ, 1998. 330 с.

26. Васильєва І. М., Попова Л. Д. Вміст тиреоїдних гормонів у щурів в

залежності від віку та типу поведінки. Вісник проблем біології та медицини.

2011. Т. 1, вип. 3. С. 59 – 61.

27. Вернигородський В. С., Фетісова М. В., Вернигородська М. В.

Адаптаційний потенціал і реабілітаційний прогноз у хворих на гіпотиреоз.

Клінічна ендокринологія та ендокринна хірургія. 2011. № 2. С. 34 – 36.

28. Вернигородський В. С., Яворовенко О. Б., Фетісова Н. М. Проблеми

інвалідності та реабілітації хворих на гіпотиреоз. Международный

эндокринологический журнал. 2009. № 3(21). С. 27 – 31.

29. Воронич-Семченко Н. М. Біохімічні показники сироватки крові

щурів з гіпотиреозом та в умовах корекції препаратом „Йодид-100”.

Фізіологічний журнал. 2017. Т. 53, № 6. С. 9-13.

127

30. Гирла Я. В., Жилик Н. В., Музика А. П. Нове в діагностиці

функціонального стану щитоподібної залози. Хист. 2014. № 16. С. 343.

31. Гідора С. В. Морфогенетичні аспекти захворювань щитоподібної

залози. Хист. 2014. № 16. С. 175.

32. Гобігун Н. Г. Особливості обміну кальцію, фосфору та магнію при

експериментальній гіпофункції щитоподібної залози: матеріали XVIII зʼїзду

Українського фізіологічного товариства з міжнар. участю, (Одеса, 20-22 трав.

2010 р.). Фізіологічний журнал. 2010. Т. 56, № 2. С. 140 – 141.

33. Горанов В. А. Получение культуры тиреоцитов из фетальной

щитовидной железы кроликов in vitro для ксенотрансплантации. Белелорус.

мед. журн. 2004. № 4. С. 44–46.

34. Городецкая И. В., Кореневская Н. А. Зависимость устойчивости

организма к хроническому стрессу от тиреоидного статуса. Российский

физиологический журнал им. И. М. Сеченова. 2011. Т. 97, № 12. С. 1346 – 1354.

35. Городецкая И. В., Кореневская Н. А. Устойчивость организма к

хроническому стрессу зависит от тиреоидного статуса. Вестник ВГМУ. 2009.

Т. 8, № 3. С. 1 – 15.

36. Гринь В. К., Штутін А. А. Застосування мезенхімних стовбурових

клітин в кардіології і травматології. Журнал НАМН України. 2014. Т.7, № 1. С.

67-75.

37. Громова О. А. Магия магния за гіпотиреозу в тварин. Новая аптека.

2014. № 6. С. 18 – 20.

38. Громова О. А., Калачева А. Г., Торшин И. Ю. Калийсберегающие

свойства магния. Кардиология. 2013. № 10. С. 38 – 48.

39. Громова О. А., Торшин И. Ю., Лиманова О. А. Многогранная роль

макро- и микроэлементов в построении костной ткани при гипотиреозе.

Гинекология. 2014. № 2. С. 50 – 56.

40. Гуранич Т. В., Багрій М. М., Воронич-Семченко Н. М. Вплив

комбінованого дефіциту йоду та міді на структурно-функціональні особливості

128

гіпоталамо-гіпофізарно-тиреоїдної системи. Вісник проблем біології і

медицини. 2014. Т. 1 , № 4. С. 88 – 93.

41. Гусак Є. В., Погорєлов М. В., Ткач Г. Ф. Мікроелементний склад

довгих та мішаних кісток скелета в нормі. Український морфологічний

альманах. 2010. Т. 8, № 4. С. 51 – 55.

42. Дедух Н. В., Пошелок Д. М., Малышкина С. В. Моделирование и

ремоделирование кости за гипотиреозу (обзор литературы). Український

морфологічний альманах. 2014. – Т. 12, № 1. – С. 107 – 111.

43. Децик О. З. Методичні підходи до узагальнення результатів

наукових досліджень за гіпотиреозу. Галицький лікарський вісник. 2011. Т. 8,

№ 2. С. 5 – 8.

44. Дмитриев Л. С., Завидовский Б. И. Особенности индивидуальной

чувствительности самцов белых крыс к действию стресса разного ґенеза за

гіпотиреозу. Хист. 2013. № 15. С. 181.

45. Дранник Г. Н. Клиническая иммунология, ендокринологія и

алергология тварин. под ред. Г. Н. Дранника. Одесса : изд-во. МИА. 2009.

С. 604.

46. Емінгуй Н. Г., Ємельяненко І. В. Повна та часткова трансплантація

у ендокринології. Здобутки клінічної і експериментальної медицини. 2014. № 1.

С. 81 – 89.

47. Ємельяненко І. В., Воронич-Семченкоь Н. М., Тучак О. І.,

Николишин Л. В., Порівняльний аналіз структурно-функціональних

особливостей гіпоталамо-гіпофізарно-тиреоїдної системи за умов корекції

гіпофункції щитоподібної залози йодидом калію та в комплексі з альфа-

токоферолом. Клінічна та експериментальна патологія. 2012. Т.11, № 3 (Ч. 1).

С. 63 – 67.

48. Зінкевич Н. Г., Ємельяненко І. В. Трансплантація в ендокринології.

Здобутки клінічної і експериментальної медицини. 2013. № 1. С. 78 – 89.

49. Золотухин С. Е., Аусси Г. С., Шевченко Н. Н. Роль гормонов

щитовидной и паращитовидной желез в патогенезе глюкокортикоидного

129

остеопороза и заболеваний пародонта (экспериментальное исследование).

Український морфологічний альманах. 2008. Т. 6, № 2. С. 110 – 113.

50. Зорин В. Л., Зорина А. И., Петрикова О. С. Ендокринна патологія у

тварин. Клеточная трансплантолоогия и тканевая инженерия. 2013. Т. 4, № 4.

С. 26–40.

51. Зуб С. Т., Радченко О. М., Пластунов Б. А. Гормональний стан

щитоподібної залози за умов розвитку різних типів загальних неспецифічних

адаптаційних реакцій в експерименті та клініці. Буковинський медичний

вісник. 2006. Т. 10, № 2. С. 142 – 144.

52. Імпічко К. А. Особливості тиреоїдного гомеостазу у хворих тварин.

Клінічна та експериментальна патологія. 2009. Т. VIII, № 3. С. 117 – 120.

53. Касаткіна Є. П. Дифузний нетоксичний зоб. Пробл. едокринол.

2001, Т. 47, № 4. С. 3-7.

54. Кащенко С. А., Гончарова М. В. Ультрамикроскопическиеи

изменения щитовидной железы крыс после иммуносупрессии. Морфологія.

2013. Т. 7, № 3. С. 49 – 53.

55. Ковпак В. В. Вплив умов культивування на проліферативну

активність мезенхімних стовбурових клітин собак. Ветеринарна біотехнологія.

2009. № 15. С. 170–176.

56. Королева А. А. Влияние терапии L-тироксином на минеральную

плотность костной ткани у женщин в постменопаузе. Медицинские новости.

2004. № 12. С. 68–70.

57. Косминіна Н. С., Гнатейко О. З., Лук’яненко Н. С. Оцінка

функціонального стану гіпофізарно-тиреоїдної системи при йод дефіцитах.

Буковинський медичний вісник. 2013. Т. 17, № 1. С. 52 – 55.

58. Коцур Н., Міщенко О. Йододефіцит: сучасний стан проблеми та

заходи подолання. Педагогіка, психологія та мед.-біол. пробл. фіз. виховання і

спорту. 2017. № 3. С. 95 – 99.

130

59. Кравченко В. І., Постол С. В. Динаміка захворюваності на

патологію щитоподібної залози в Україні. Международный

эндокринологический журнал. 2016. № 3. С. 26 – 32.

60. Кубарко А. И., Yamashita S. Щитовидная железа. Фундаментальные

аспекты. / под. ред. А. И. Кубарко. Минск–Нагасаки, 2008. С. 153–178.

61. Кухарчук О. Л., Радченко В. В., Сірман В. М. Досягнення, проблеми

і перспективи розвитку регенераційної медицини у ендокринології. Медицина

залізничного транспорту України. 2013. № 3. С. 87–99.

62. Кухарчук О. Л., Радченко В. В., Сірман В. М. Стволовые клетки:

эксперимент, теория, клиника. Эмбриональные, мезенхимальные, нейральные и

гемопоэтические стволовые клетки. Черновцы: Золоті литаври, 2004. 505 с.

63. Лебединець Н. В., Парубоча О. М. Сучасні аспекти динаміки

ендокринної патології у тварин. Довкілля та здоров’я. 2012. № 3. С. 21 – 25.

64. Лемешко Б. О., Рогожников А. В. Нормальности погрешностей

измерений в классических экспериментах и мощности критериев, применяемых

для проверки отклонения от нормального закона. Метрология. 2012. № 5.

С. 3-26.

65. Лупашко М. О. Стан захворюваності щитоподібної залози на

теренах Чернівецької області. Хист. 2014. № 16. С. 88.

66. Магнев Г. Ф., Соболев В. И. Роль перхлората в процессе болезней

эндокринной патологии в белах крыс. Вісник проблем біології і медицини.

1999. № 2. С. 18 – 20.

67. Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Ковпак В. В., Сушко М. І. Вплив

різних методів трипсинізації на проліферативну активність ембріональних

клітин. Науковий вісник Національного аграрного університету. 2008. Вип. 127.

С. 197–205.

68. Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Ткаченко С. М., Ковпак В. В.

Патент України на корисну модель № 40805, МПК (2009) А61К 35⁄28. Спосіб

прижиттєвого отримання стромальних стовбурових клітин кісткового мозку

тварин. Заявник і патентовласник Національний університет біоресурсів і

131

природокористування України. № u 2008 13659. Заявл. 26.11.2008. Опубл.

27.04.2009. Бюл. № 8.

69. Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Ковпак В. В., Патент України на

корисну модель № 46600. МПК (2009) А61К 35⁄28. Спосіб отримання фракції

мононуклеарних клітин кісткового мозку кролів із високою проліферативною

активністю. Заявник і патентовласник Національний університет біоресурсів і

природокористування України. № u 2009 07829. Заявл. 24.07.2009. Опубл.

25.12.2009. Бюл. № 24.

70. Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Ковпак В. В. Патент України на

корисну модель № 47783, МПК (2009) А61К 35⁄28. Спосіб отримання фракції

мононуклеарних клітин кісткового мозку котів із високою проліферативною

активністю. Заявник і патентовласник Національний університет біоресурсів і

природокористування України. № u 2009 08607. Заявл. 14.08.2009. Опубл.

25.02.2010. Бюл. № 4.

71. Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Ковпак В. В. Патент України на

корисну модель № 50905, МПК (2009) А61К 35⁄28. Спосіб отримання фракції

мононуклеарних клітин кісткового мозку собак із високою проліферативною

активністю. Заявник і патентовласник Національний університет біоресурсів і

природокористування України. № u 2009 13880. Заявл. 29.12.2009. Опубл.

25.06.2010. Бюл. № 12.

72. Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Ковпак В. В., Данілов В. Б.,

Харкевич Ю. О. Патент України на корисну модель № 49229. МПК (2009)

А61К 35⁄28. Спосіб створення біологічного трансплантату на основі

індукованих в остеогенному напрямку мезенхімних стовбурових клітин собак

in vitro. Заявник і патентовласник Національний університет біоресурсів і

природокористування України. № u 2009 10454. Заявл. 15.10.2009. Опубл.

26.04.2010. Бюл. № 8.

73. Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Данілов В. Б., Ковпак В. В.,

Харкевич Ю. О., Журба В. І. Патент України на корисну модель № 57834. МПК

(2010) A61K 35⁄28. Спосіб стимуляції проліферативних процесів у рані шкіри

132

щурів шляхом трансплантації в ділянку рани мезенхімних стовбурових клітин.

Заявник і патентовласник Національний університет біоресурсів і

природокористування України. № u 2010 11089. Заявл. 15.09. 2010. Опубл.

10.03.2011. Бюл. № 5.

74. Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Харкевич Ю. О. Ковпак В. В.,

Данілов В. Б., Бокотько Р. Р. Методи видоспецифічної оцінки стовбурових

клітин та їх застосування у ветеринарній клітинній регенеративній терапії:

[науково-методичні рекомендації]. К., 2017. 34 с.

75. Масалова Н. Н., Захаренко Р. В. Состояние фосфорно-кальциевого

обмена и костного метаболизма в норме и при нарушении функции

щитовидной железы. Дальневосточный медицинский журнал. 2009. № 2

С. 122-125.

76. Масягина О. А. Нарушение обмена кальция у детей с патологией

щитовидной железы : автореф дис. на соискание ученой степени канд. мед.

наук : спец. 14.00.09 “Педиатрия” СПб., 2006. 19 с.

77. Мерецький В. М. Ріст та формоутворення кісток скелета за умов

корекції вторинного остеопорозу : автореф. дис. на здобуття наук. ступеня канд.

мед. наук : спец. 14.03.01 “Нормальна анатомія”. Тернопіль, 2003. 18 с.

78. Мирина Е. Ю. Остеопороз. Принципы диагностики и лечения

гіпотиреоза. Русский медицинский журнал. 2012. № 13. С. 638 – 641.

79. Москаленко Р. А. Морфофункціональні зміни щитоподібної залози

в умовах впливу мікроелементозу (анатомо-експериментальне дослідження) :

автореф. дис. на здобуття наук. ступеня канд. мед. наук : спец. 14.03.01

“Нормальна анатомія Х., 2017. 19 с.

80. Москаленко Р. А., Романюк А. М., Будко Г. Ю. Диференціація

паренхіми щитоподібної залози в умовах впливу модельованого

мікроелементозу. Український морфологічний альманах. 2010. Т. 8, № 1. С. 62 –

64.

81. Надольник Л. И. Стресс и щитовидная железа. Биомедицинская

химия. 2011. Т. 56, № 4. С. 443 – 456.

133

82. Небожина М. В. Влияние экспериментального гипотиреоза,

вызванного введением мерказолила на состояние процессов

свободнорадикального окисления в ткани печени в условиях рентгеновского

облучения. Ендокринологія. 2010. Т. 4, № 2. C. 261.

83. Ноздрачев А. Д., Поляков Е. Л. Анатомия крысы при гипотиреозе.

СПб. : Лань, 2001. 464 с.

84. Нурметова І. К. Функціональне значення гормонів щитоподібної

залози в процесах адаптації. Досягнення біології та медицини. 2013. № 2.

С. 68-71.

85. Оленович О. А. Характеристика функціонального стану нирок у

щурів та собак з експериментальним гіпотиреозом. Експериментальна та

клінічна ендокринологія. 2014. № 3. С. 105 – 109.

86. Олійник В. А. Стан кісткової системи у хворих з порушенням

функції щитовидної залози. Здоров’я України. – 2008. – № 8/1. – С. 24 – 25.

87. Олійник В. А., Поворознюк В. В., Терехова Г. М. Системна

патологія кісткової тканини при захворюваннях щитоподібної залози: клініка,

діагностика, профілактика і лікування (огляд літератури та власні дані).

Ендокринологія. 2016. Т. 7, № 2. С. 257–273.

88. Парнош С. М. Ендокринологія та стовбурові клітини. Вісник

наукових досліджень. 2014. № 1. С. 120–134.

89. Петунина Н. А. Использование препаратов гормонов щитовидной

железы в клинической практике. Ч. 1. Мед. Науч. учеб.- метод. журн. 2003.

№ 12. С. 99–113.

90. Пішак В. П., Ходоровська А. А., Федонюк Л. Я. Морфофункціона–

льний стан щитоподібної залози в умовах стресу на фоні уведення мелатоніну в

різні терміни доби. Буковинський медичний вісник. 2006 Т. 10, № 4. С. 137 –

140.

91. Плеш І. А., Кшановська О. Й., Хомко О. Й. Сучасні можливості

клінічної лабораторної діагностики / Авт. кол.: [та ін.]. Буковинський медичний

вісник. 2014. Т. 18, № 1. С. 147 – 150.

134

92. Побігун Н. Г. Кальцій-фосфорний баланс та мінеральна щільність

кісткової тканини при експериментальній гіпотиреоїдній дисфункції.

Галицький лікарський вісник. 2013. Т. 20, № 4. С. 137 – 139.

93. Побігун Н. Г. Вплив хронічного стресу на функціональну

активність та морфологічні особливості щитоподібної залози за умов

гіпотиреоїдної дисфункції. Інновації в медицині 84-а наук.-практ. конф.

студентів та молодих учених із міжнар. участю, 12-13 берез. 2015 р. : зб.

матеріалів конф. Івано-Франківськ, 2015. С. 96.

94. Побігун Н. Г. Дослідження змін показників кальцієвого

метаболізму в щурів зі зниженою функцією щитоподібної залози під впливом

фізичного навантаження. Буковинський медичний вісник. 2014. Т. 18, № 3 (71).

С. 119 – 123.

95. Побігун Н. Г. Характеристика змін кальцій-фосфорного обміну в

щурів із гіпофункцією щитоподібної залози при дії хронічного стресу та

фізичного навантаження. Інновації в медицині: 83-я наук.-практ. конф.

студентів та молодих учених із міжнар. участю, 27-28 берез. 2014 р.: зб.

матеріалів конф. Івано-Франківськ, 2014. С. 109.

96. Побігун Н. Г. Порівняльна характеристика показників кальцієвого

гомеостазу при експериментальній гіпофункції щитоподібної залози за умов

поєднаної дії хронічного стресу і фізичного навантаження при різних

класифікаціях гіпотиреозу. Галицький лікарський вісник. – 2014. Т. 21, № 3.

С. 53–55.

97. Побігун Н. Г., Ємельяненко І. В. Рівень магнію при

експериментальній гіпофункції щитоподібної залози, дії стресорів та фізичного

навантаження: матеріали XIХ-го зʼїзду Укр. фізіол. товариства ім. П. Г.

Костюка з міжнар. участю, присвяченого 90-річчю від дня народження

академіка П. Г. Костюка. Фізіологічний журнал. 2014. Т. 60, № 3. С. 142 – 143.

98. Побігун Н. Г., Ємельяненко І. В. Динаміка змін кальцій-фосфорного

обміну та стану кісткової тканини за умов зниженої функції щитоподібної

135

залози та хронічного стресу. Здобутки клінічної і експериментальної медицини.

2014. – № 1. – С. 84 – 88.

99. Побігун Н. Г., Попадинець О. Г., Ємельяненко І. В.

Морфофункціональні зміни щитоподібної залози за умов експериментальної

гіпотиреоїдної дисфункції та фізичного навантаження. Клінічна анатомія та

оперативна хірургія. 2015. Т. 14, № 1 (51). С. 69–73.

100. Потоцький М. К. Основи гістопатологічної техніки "Методичні

вказівки для студентів та лікарів ветеринарної медицини-патоморфологів"

К., 2006. 101 с.

101. Прейма Х. І., Ященко А. М. Роль глікокон’югатів у процесах

морфогенезу шкіри потомства на тлі гіпотерозу материнського організму.

Буковинський медичний вісник. 2009. № 4. С. 232 – 236.

102. П'янко Р. В. Лікування і діагностика гіпотиреозу в експерименті.

Фізіологічний журнал. 2013. Т. 59, № 3. С. 66 – 77.

103. Раскин А. М. Аутоиммунные процессы в патологии щитовидной

железы. Л. Медицина, 2016. 223 с.

104. Рещенко И. В. Дефицит білка в практике эндокринолога.

Клиническая медицина. 2008. № 7. С. 47 – 51.

105. Романюк А. М., Москаленко Р. А. Морфологічні зміни

щитоподібної залози статевонезрілих щурів в умовах дії мікроелементозів.

Український морфологічний альманах. 2012. Т. 6, № 1. С. 136–137.

106. Румянцев П. О., Румянцева У. В., Саенко В. А. Статистические

методы анализа в клинической практике. Часть І. Одномерный статистический

анализ. Проблемы эндокринологии. 2009. № 5. С. 48–55.

107. Свириденко Н. Ю. Вопросы терапии гипотиреоза. Русский

медицинский журнал. 2012. № 13. С. 633–638.

108. Семченко Н. М. Тиреоїдний статус та історія досліджень

гіпотиреозу. Вісник наукових досліджень. 2008. № 1. С. 71-73.

136

109. Смалюх О. З. При остеопорозі визначають лужну фосфатазу.

Остеопороз: що потрібно знати лікарю-практику (огляд літератури).

Буковинський медичний вісник. 2013. Т. 17, № 2. С. 168 – 171.

110. Старкова Н. Т. Структурні зміни щитоподібної залози в щурів.

Пробл. ендокринол. 2002. 48, № 1. С. 4-6.

111. Суплотова Л. А., Некрасова М. Р., Давыдова Л. И. Проблема

остеопении в йододефицитном регионе. Клиническая медицина. 2006. № 1.

С 62 – 65.

112. Темченко Н. М. Співвідношення показників тиреоїдної системи в

тварин. Практична ветеринарія. 2013. Т. XIV, № 1. С. 62-68.

113. Терещенко И. В. Дефицит магния в практике эндокринолога.

Клиническая медицина. 2008. № 7. С. 47 – 51.

114. Тобігун Н. Г. Особливості обміну кальцію, фосфору та магнію при

експериментальній гіпофункції щитоподібної залози та аутотрансплантація:

матеріали XVIII зʼїзду Українського фізіологічного товариства з міжнар.

участю, (Одеса, 20-22 трав. 2010 р.). Фізіологічний журнал. 2010. Т. 56,

№ 2.С. 140–141.

115. Третьяк С. И., Романович А. В., Хрыщанович В. Я. Трансплантация

паращитовидных желез: настоящее и будущее. Вести НАН Беларуси . Сер. мед.

наук. 2011. № 4. С. 110–112.

116. Третьяк С. И., Хрыщанович В. Я. Трансплантация культур клеток

щитовидной железы и других эндокринных органов новое направление в

хирургической эндокринологии. Мед. новости. 2004. № 12. С. 9–14.

117. Тучак О. І. Стан перекисного окиснення ліпідів і антиоксидантної

системи при гіпофункції щитоподібної залози, можливості корекції: автореф.

дис. на здобуття наук. ступеня канд. мед. наук: спец. 14.03.03 «Нормальна

фізіологія». Л., 2012. 21 с.

118. Тучак О. І., Воронич-Семченко Н. М. Зміни вільнорадикального

окислення ліпідів, активності антиоксидантної системи, вмісту оксиду азоту

137

при йододефіцитному гіпотиреозі. Фізіологічний журнал. 2009. Т. 54, № 1.

С. 54-57.

119. Федченко Н. Н., Бондаренко А. А., Гарец В. И. Современные

аспекты структурно-функциональной организации щитовидной железы.

Український морфологічний альманах. 2008. Т. 6, № 1. С. 161–164.

120. Фомина К. А. Эндокринный статус белых крыс различного возраста

в обычных условиях окружающей среды. Вісник проблем біології і медицини.

2011. Т. 1, № 2. С. 175 – 177.

121. Хара М. Р., Павлович В. М., Михайлюк В. М. Статеві відмінності

функціональних і структурних порушень у міокарді щурів з гіпотиреозом.

Фізіологічний журнал. 2013. Т. 59, № 2. С. 18 – 22.

122. Хвостова С. А. Возрастные особенности минеральной плотности

костей нижних конечностей. Фундаментальные исследования. 2011. № 10.

С. 170 – 176.

123. Ходоровська А. А., Штефанець Т. О., Малик Ю. Ю. Морфологічні

зміни тиреоїдного епітелію на фоні дії стресу у собак. Клінічна та

експериментальна патологія. 2011. Т. VIII, № 3. С. 113. – 114.

124. Хоруженко А. И. Новые методические подходы к культивированию

тирео-цитов in vitro с сохранением их фолликулярной структуры. Экспе-

риментальная онкология. 2002. № 2. С. 40–45.

125. Хрыщанович В. Я. Оценка качества жизни пациентов с первичным

после-операционным гипотиреозом, принимающих L-тироксин. Бел. мед. журн.

2005. № 1. С. 103–105.

126. Хрыщанович В. Я. Оценка эффективности заместительной

гормональной терапии у пациентов с первичным гипотиреозом. Бел. мед. журн.

2004. № 4. С. 97–100.

127. Хрыщанович В. Я. Морфометрическая характеристика тиреоидного

ксенотрансплантата после имплантации в артериальное сосудистое русло.

Военная медицина. 2007. № 2. С. 112–116.

138

128. Хрыщанович В. Я. Ультрасонография щитовидной железы и объем

заместительной терапии у больных послеоперационным гипотиреозом.

Актуальные вопросы хирургии: материалы XXV пленума Правления

Ассоциации белорусских хирургов и Республ. науч.- практ. конф., Борисов, 25–

26 сент. 2010 г. Минск: БГМУ, 2010. С. 329–331.

129. Хрыщанович В. Я., Третяк С. И. Компенсация недостающей

функции щитовидной железы методом ее пересадки. Медикосоциальная

экспертиза и реабилитация: сб. науч. ст . / под ред. проф. В. Б. Смычка. Минск ,

2004. Вып. 6. С. 290–293.

130. Хрыщанович В. Я., Третяк С. И., Горанов В. А. Коррекция

нарушений липидного обмена путем ксенотрансплантации культуры тироцитов

реципиентам с гипотиреозом в эксперименте. Проблемы хирургии в

современных условиях: материалы XIII съезда хирургов Республики Беларусь,

Гомель, 28–29 сент. 2006 г. в 2 т. сост. А. Н. Лызиков [ и др.]. Гомель ГГМУ,

2006. Т. 2. С. 180.

131. Хрыщанович В. Я., Третяк С. И. Минеральная плотность костной

ткани у больных после-операционным гипотиреозом. Военная медицина. 2007.

№ 3. С. 52–54.

132. Чарнош С. М. Гіпотиреоз і серцевий ритм. Вісник наукових

досліджень. 2013. № 2. С. 122 – 124.

133. Чимпой К. А. Особливості тиреоїдного гомеостазу у хворих на

хронічні дифузні захворювання печінки. Клінічна та експериментальна

патологія. 2009. Т. VIII, № 3. С. 117–120.

134. Швед М. І., Пасєчко Н. В., Мартинюк Л. П. Корекція порушень

кальцієвого обміну, ліпідного обміну та мінеральної щільності кісткової

тканини у хворих на гіпотиреоз, які проживають в йододефіцитній місцевості.

Международный эндокринологический журнал. 2006. № 2. С. 65 – 70.

135. Шиленок В. Н. Эффективность заместительной гормональной

терапии после тиреоидэктомии. Белорусско-польские дни хирургии: сб.

139

материалов Междунар. науч. симпоз., Гродно, 18–19 окт. 2001 г. Гродно, 2001.

С. 145–146.

136. Шумаков В. І., Онищенко Н. А. Біологічні резерви кісткового мозку

і корекція тканинних дисфункцій. Москва. 2016. 308 с.

137. Янко Р. В. Морфофункціональні зміни щитоподібної залози

молодих щурів за умов нормобаричної гіпоксії. Фізіологічний журнал. 2013.

Т. 59, № 3. С. 65–71.

138. Abbas M. M., Mahmoud A. H., El-Desouky W. Biochemical changes in

serum lipid fractions, calcium, magnesium and phosphorus levels in women with

subclinical hypothyroidism. Nature Sci. 2013. Vol. 11, № 5. P. 113–118.

139. Alessandri G. Autoimmune hypothyroidism in rats. Experimental

Method. Liver Int. 2010. Vol. 57. P. 184-198.

140. Al-Hakeim H. K. Serum levels of lipids, calcium and magnesium in

women with hypothyroidism and cardiovascular diseases. J. Lab. Physicians. 2009.

Vol. 1, № 2. P. 49–52.

141. Alsalameh S., Amin R., Gemba T. Identification of mesenchymal

progenitor cells in normal and osteoarthritic human articular cartilage. Autors : [et

al.]. Arthritis Rheum. 2004. Vol. 50. Р. 1522–1532.

142. Amashukeli M., Giorgadze E., Tsagareli M. The impact of thyroid

diseases on bone metabolism and fracture risk. Georgian Med. News. – 2010. –

Vol. 184-185. – P. 34 – 39.

143. Andrews P. W., Matin M. M., Bahrami A. R. Embryonic stem cells and

embryonal carcinoma cells: opposite sides of thesame coin. Biochemical Society

Transactions. 2005. Vol. 33. Р. 1526–1530.

144. Baddoo M., Hill K., Wilkinson R. Characterization of mesenchymal

stem cells isolated from murine bone marrow by negative selection. J. Cell Biochem.

2003. Vol. 89. Р. 1235–1249.

145. Badiavas E. V., Mehrdad Abedi, Butmarc Janet. Participation of bone

marrow derived cells in cutaneous wound healing. J. Cell Physiol. 2003. Vol. 196,

№ 2. Р. 245–250.

140

146. Baltaci A. K., Mogulkoc R., Belviranli M. Serum levels of calcium,

selenium, magnesium, phosphorus, chromium, copper and iron. Their relation to zinc

in rats with induced hypothyroidism. Acta. Clin. Croat. 2013. Vol. 52, № 2. Р. 151–

156.

147. Bartholomew A., Sturgeon C., Siatskas M. Mesenchymal stem cells

suppress lymphocyte proliferation in vitro and prolong skin graft survival in vivo.

Exp. Hematol. 2002. Vol. 30. Р. 42–48.

148. Basu G., Mohapatra A. Interactions between thyroid disorders and

kidney disease. Indian J. Endocrinol. Metab. 2012. Vol. 16, № 2. P. 204–213.

149. Bassett J. H., Williams A. J., Murphy E. A lack of thyroid hormones

rather than excess thyrotropin causes abnormal skeletal development in

hypothyroidism. Endocrinol. 2008. Vol. 22, № 2. P. 501 – 512.

150. Bergstrоm I., Landgren B., Brinck J. Physical training preserves bone

mineral density in postmenopausal women with forearm fractures and low bone

mineral density. Osteoporos. Int. 2010. Vol. 19, № 2. P. 177–183.

151. Biondi B. Natural history, diagnosis and management of subclinical

thyroid dysfunction. Best. Pract. Res. Clin. Endocrinol. Metab. 2012. Vol. 26, № 4.

P. 431–446.

152. Blanton M. W., Hadad I., Johnstone B. H. Adipose stromal cells and

platelet-rich plasma therapies synergistically increase revascularization during wound

healing. Plast. Reconstr. Surg. 2009. Vol. P. 56–64.

153. Bongso A., Lee E. H. Stem cells. From Bench to Bedside. Singapore.

University of Singapore. 2005. Р. 588.

154. Bushinsky D. A. Contribution of intestine, bone, kidney and dialysis to

extracellular fluid calcium content. Clin. J. Am. Soc. Nephrol. 2010. Vol. 5. P. 12–

22.

155. Cardoso L. F., Maciel L. M., de Paula F. J. The multiple effects of

thyroid disorders on bone and mineral metabolism. Arq. Bras. Endocrinol. Metab.

2014. Vol. 58, № 5. P. 452–463.

141

156. Chen L., Tredget E. E., Liu C. Analysis of Allogenicity of Mesenchymal

Stem Cells in Engraftment and Wound Healing in Mice. PLoS ONE. 2009. Vol. 4,

№ 9. P. 7119.

157. Chung Y., Klimanskaya I, Becker S. Embryonic and extraembryonic

stem cell lines derived from single mouse blastomeres. Nature. 2006. Vol. 439.

Р. 216–219.

158. Conti M. I., Martinez M. P., Olivera M. I. Biomechanical performance of

diaphyseal shafts and bone tissues of femurs from hypothyroid rats. Endocrine. 2009.

Vol. 36, № 2. P. 291–298.

159. Croitoru-Lamoury J., Lamoury F. M., Zaunders J. J. Human

mesenchymal stem cells constitutively express chemokines and chemokine receptors

that can be upregulated by cytokines, IFN-beta, and Copaxone. J. Interferon Cytokine

Res. 2007. Vol. 27. Р. 53–64.

160. De Camargo R. A., Pereira H. R., Felisbino S. L. Isolation of bone

marrow mesenchymal stem cells, Acta Ortop. Bras. 2006. Vol. 14, № 1. Р. 22–24.

161. De Martinoa M., Zontaa S., Rampinob T. Mesenchymal Stem Cells

Infusion Prevents Acute Cellular Rejection in Rat Kidney Transplantation.

Transplantation proceedings. 2010. Vol. 42. Р. 1331–1335.

162. Demartini A., Kulak C. A., Borba V. C. Bone mineral density of children

and adolescents with congenital hypothyroidism. Arq. Bras. Endocrinol. Metabol.

2007. Vol. 51, № 7. P. 1084 – 1092.

163. Dhanwal D. K. Thyroid disorders and bone mineral metabolism. Indian

J. Endocrinol. Metab. 2011. Vol. 15, № 2. Р. 107 – 112.

164. Di Mase R., Cerbone M., Improda N. Bone health in children with long-

term idiopathic subclinical hypothyroidism. Ital. J. Pediatr. 2012. Vol. 38. P. 56 – 59.

165. Docheva D., Popov C., Mutschler W. Human mesenchymal stem cells in

contact with their environment: surface characteristics and the integrin system. J. Cell

Mol. Med. 2007. Vol. 11. Р. 21–38.

142

166. Dousdampanis P., Grigka K., Vagenakis A. The thyroid and the kidney:

a complex interplay in health and disease. Int. J. Artif. Organs. 2014. Vol. 37, № 1. P.

1 – 12.

167. Duncan Basset J. H, Harvey C. B, Williams G. R. Mechanism of thyroid

hormone receptor-specific nuclear and extra nuclear actions. Mol Cell Endocrinol.

2003 . Vol. 213. P. 1-11.

168. Eslaminejad M. B., Nazarian H., Falahi F. Ex vivo Expansion and

Differentiation of Mesenchymal Stem Cells from Goat Bone Marrow. Iranian Journal

of Basic Medical Sciences. 2009. Vol. 12, № 2. Р. 70–79.

169. Falanga V., Iwamoto S., Chartier M. Autologus bone marrow-derived

cultured mesenchymal stem cells delivered in a fibrin spray accelerate healing in

murine and human cutaneous wounds. Tissue Eng. 2007. Vol. 13. P. 1299–1312.

170. Farquharson C., Staines K. The skeleton: no bones about it.

J. Endocrinol. 2011. Vol. 211, № 2. P. 107–108.

171. Fathke C., Wilson L., Hutter J. Contribution of bone marrow-derived

cells to skin: collagen deposition and wound repair. Stem Cells. 2004. Vol. 22, № 5.

Р. 812–822.

172. Ferrari P. Cortisol and the renal handling of electrolytes: role in

glucocorticoid-induced hypertension and bone disease. Best Pract. Res. Clin.

Endocrinol. Metab. 2003. Vol. 17, № 4. P. 575 – 589.

173. Flohr T. R. The use of stem cells in liver disease/ T.R. Flohr //. J. Current

Opinion in Organ Transplantation.- 20014.- Vol. 14. – P. 64-71.

174. Galli C., Passeri G., Macaluso G. M. Osteocytes and WNT: the

mechanical control of bone formation. J. Dent. Res.–2010.Vol. 89, № 4. P. 331–343.

175. Ghosh A. K., Joshi S. R. Disorders od calcium, phosphorus and

magnesium metabolism. J. Assoc. Physicians India. 2008. Vol. 56. P. 613–621.

176. Glinoer D. Potential consequences of maternal hypothyroidism on the

off-spring: evidence and implications. Horm Res. 2001. Vol. 55. P. 109-114.

143

177. Gronthos S., Zannettino A. C., Hay D. J. Molecular and cellular

characterization of highly purified stromal stems derived from human bone marrow.

Cell Sci. 2003. Vol. 116. Р. 1827–1835.

178. Hall V. Porcine Embryonic Stem Cells: A Possible Source for Cell

Replacement Therapy. Stem Cell Rev. 2008. Vol. 4. Р. 275–282.

179. Hao W., Ming J., Hu Y. Y. Osteogenic Differentition of Adipose-derived

Stem Cells Isolated from Rabbit Subcutaneous Adipose Tissue. Journal of US-China

Medical Science. 2007. Vol. 4, № 3. Р. 19–25.

180. Hellammer D. H., Hellammer J. Stress. The brain-body connection.

Basel: Karger, 2008. 108 p.

181. Hoek Van I., Daminet S. Interactions between thyroid and kidney

function in pathological conditions of these organ system: a review. Gen. Comp.

Endocrinol. 2009. Vol. 160, № 3. P. 205–215.

182. Horiuchi H., Tategaki A., Yamashita Y. Chicken Leukemia Inhibitory

Factor Maintains Chicken Embryonic Stem Cells in the Undifferentiated State. The

journal of biol. 2004. Vol. 279, № 23. Р. 24514–24520.

183. Iglesias P., Diez J. J. Thyroid dysfunction and kidney disease. Eur.

Endocrinol. 2009. Vol. 160, № 4. P. 503–515.

184. Jiang Y., Jahagirdar B. N., Reinhardt R. L. Pluripotency of mesenchymal

stem cells derived from adult marrow. Nature. 2002. Vol. 418. Р. 41–49.

185. Karakukcu C., Polat Y., Torun Y. A. The effects of acute and regular

exercise on calcium, phosphorus and trace elements in young amateur boxers. Clin.

Lab. 2013. Vol. 59, № 5-6. P. 557–562.

186. Karimifar M., Esmaili F., Salari A. Effect of Levothyroxine and thyroid

stimulating hormone on bone loss in patients with primary hypothyroidism. J. Res.

Pharm. Pract. 2014. Vol. 3, № 3. P. 83–87.

187. Kim S. J., Jang J. D., Lee S. K. Treatment of long tubular bone defect of

rabbit using autologous cultured osteoblasts mixed with fibrin. Cytotechnology.

2007. Vol. 54. Р. 115–120.

144

188. Kim S. Y., Kim E. H., Lee S. Stem Cell In Adult Pancreas: Its Activation

and Induction of Beta Cell Differentiation The Korean J. Anat. 2004. Vol. 37, № 2.

Р. 117–122.

189. Kim W. S., Park B. S., Sung J. H. Wound healing effect of adipose-

derived stem cells: A critical role of secretory factors on human dermal fibroblasts.

Journal of Dermatological Science. 2007. Vol. 48. Р. 15–24.

190. Koch T. G., Heerkens T., Thomsen P. D. Isolation of mesenchymal stem

cells from equine umbilical cord blood. BMC Biotechnology. 2007. Vol. 26. Р. 1–9.

191. Kooistra H. S., Dias-Espineira M., Mol J. A. ecretion pattern of thyroid-

stimulating hormon in dogs during euthyroidism and hypothyroidism. Domest Anim

Endocrinol. 2014. Vol. 18. P. 19-29.

192. Krampera M., Glennie S., Dyson J. Bone marrow mesenchymal stem

cells inhibit the response of naive and memory antigen-specific T cells to their

cognate peptide. Blood. 2003. Vol. 101. Р. 3722–3729.

193. Lee J. S., Buzkova P., Fink H. A. Subclinical thyroid dysfunction and

incident hip fracture in older adults. Arch. Intern. Med. 2010. Vol. 170. № 22.

P. 1876–1883.

194. Lee W. Y., Oh K. W., Rhee E. J. Relationship between subclinical

thyroid dysfunction and femoral neck bone mineral density in women. Arch. Med.

Res. 2013. № 37. № 4. Р. 511–516.

195. Liang L. B., Wang Y. J., Zhang M. Changes of bone mineral density and

bone metabolic marker in patients with subclinical hypothyroidism. Sichuan. Da.

Xue. Xue. Bao. Yi. Xue. Ban. 2014. Vol. 45. № 1. P. 66–69.

196. Lynch S. E., Colvin R. B., Antoniades H. N. Growth Factors in Wound

Healing. Single and Synergistic Effects on Partial Thickness Porcine Skin Wounds.

Clin. Invest. 2009. Vol. 84. Р. 640–646.

197. Mansourian A. R. Metabolic pathways of tetraidothyronine and

triidothyronine production by thyroid gland: a review of articles. Pak. J. Biol.

Sci. 2011. Vol. 14. № 1. P. 1–12.

145

198. Marwaha R. K., Puri S., Tandon N. Effects of sports training & nutrition

on bone mineral density in young Indian healthy females. Indian J. Med. Res. 2011.

Vol. 134. № 3. P. 307–313.

199. Merla R., Martinez J. D., Martinez M. A. Hypothyroidism and renal

function in patients with systolic heart failure. Tex. Heart Inst. J. 2010. Vol. 37. № 1.

P. 66 – 69.

200. Morreale de Escobar G, de Vijlder J., Butz S. The thyroid and brain,

European Thyroid Symposium. NY: Schattauer, 2002. P. 33-233.

201. Mrugala D., Bony C., Neves N. Phenotypic and functional

characterisation of ovine mesenchymal stem cells: application to a cartilage defect

model. Ann. Rheum. Dis. 2008. Vol. 67. Р. 288–295.

202. Nanney L. B., King L. E. Epidermal growth factor and transforming

growth factor-α. The molecular and cellular biology of wound repair. - 2nd ed. Clark

R. A. F. ed. New York. Plenum Press. 1996. Р. 171–194.

203. Neuss S., Becher E., Woltje M. Functional expression of HGF and HGF

receptor/c-met in adult human mesenchymal stem cells suggests a role in cell

mobilization, tissue repair, and wound healing. Stem Cells. 2004. Vol. 22.

Р. 405-414.

204. Nunez J., Celi S., Ng L. Multigenic control of thyroid hormone functions

in the nervous system. Mol Cell Endocrinol. 2008 . Vol. 287. P. 1-12.

205. Pejin R., Curic N., Kovacev-Zavisic B. Bone metabolism during

substitution therapy of primary hypothyroidism. Med. Pregl. 2009. Vol. 62, № 9.

P. 407–411.

206. Ponsoye M., Paule R., Gueutin V. Kidney and thyroid dysfunction.

Nephrol. Ther. 2013. Vol. 9. № 1 P. 13–20.

207. Radetti G., Maselli M., Buzi F. The natural history of the normal/mild

elevated TSH serum levels in children and adolescents with Hashimoto’s thyroiditis

and isolated hyperthyrotropinaemia: a 3-year follow-upClin. Endocrinol. (Oxf). 2012.

Vol. 76. № 3. P. 394–398.

146

208. Rasmusson I. Immune modulation by mesenchymal stem cellsExp. Cell

Res. 2006. Vol. 312. Р. 2169–2179.

209. Ringe J., Strassburg S., Neumann K. Towards in situ tissue repair:

human mesenchymal stem cells express chemokine receptors CXCR1, CXCR2 and

CCR2, and migrate upon stimulation with CXCL8 but not CCL2. J. Cell Biochem.

2007. Vol. 101. Р. 135–146.

210. Rizzoli R. Nutrition: its role in bone health. Best Pract. Res. Clin.

Endocrinol. Metab. 2008. Vol. 22. № 5. P. 813–829.

211. Rowe W. J. Correcting magnesium deficiencies may prolong life Clin.

Interv. Aging. 2012. Vol. 7. P. 51–54.

212. Sabuncu T., Aksoy N., Arikan E. Early changes in parameters of bone

and mineral metabolism during therapy for hyper- and hypothyroidism. Endocr. Res.

2001. Vol. 27, № 1-2. P. 203 – 213.

213. Schneider M. R., Wolf E., Braun J. Canine embryo-derived stem cells

and models for human diseases. Human Molecular Genetics. 2008. Vol. 17. Р. 42–47.

214. Schwarz C., Leichtle A. B., Arampatzis S. Thyroid function and serum

electrolytes: does an association really exist? Swiss. Med. Wkly. 2012. Vol. 142.

P. 136–139.

215. Seo M. S., Jeong Y. H., Park J. R. Isolation and characterization of

canine umbilical cord blood-derived mesenchymal stem cells. J. Vet. Sci. 2009. Vol.

10. № 3. Р. 181–187.

216. Shivaleela M. B., Poornima R. T., Jayaprakash D. S. Serum calcium and

phosphorous levels in thyroid dysfunction. Indian J. Fundam. App. Life Sci. 2012.

Vol. 2. № 2. P. 179–183.

217. Silva W. A., Covas D. T., Panepucci R. A. The profile of gene

expression of human marrow mesenchymal stem cells. Stem Cells. 2003. Vol. 21. Р.

661–669.

218. Solouk A., Mirzadeh H., Shokrgozar M. The Study of Collagen

Immobilization on a Novel Nanocomposite to Enhance Cell Adhesion and

GrowthIranian Biomedical Journal. 2011. Vol. 15. P. 6–14.

147

219. Son B. R., Marquez-Curtis L. A., Kucia M. Migration of bone marrow

and cord blood mesenchymal stem cells in vitro is regulated by stromal-derived

factor-1-CXCR4 and hepatocyte growth factor-c-met axes and involves matrix

metalloproteinases. Stem Cells. 2006. Vol. 24. Р. 1254–1264.

220. Sotiropoulou P. A., Perez S. A., Gritzapis A. D. Interactions between

human mesenchymal stem cells and natural killer cells. Stem Cells. 2006. Vol. 24.

Р. 74–85.

221. Summer R., Fitzsimmons K., Dwyer D. Isolation of an Adult Mouse

Lung Mesenchymal Progenitor Cell Population. Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 2007.

Vol. 3. Р. 152–159.

222. Suneel B., Nagendra D. R., Aparna R. R. Mineral status in thyroid

disorders (hypo & hyper). Int. J. App. Biol. Phar. Tech. 2011. Vol. 2. № 4. P. 423–

429.

223. Tuan R. S., Boland G., Tuli R. Adult mesenchymal stem cells and cell-

based tissue engineering. Arthritis Res. Ther. 2003. Vol . 5. Р. 32–45.

224. Tuchendler D., Bolanowski M. The influence of thyroid dysfunction on

bone metabolism. Thyroid Res. 2014. Vol. 7, № 1. P. 12–16.

225. Vaidya B., Pearce S. H. Management of hypothyroidism in adults. BMJ.

2008. Vol. 337. P. 284–290.

226. Vats A., Tolley N. S., Bishop A. E. Embryonic stem cells and tissue

engineering: stem cells to the clinic. Jornal Of The Royal Society Of Medicine. 2005.

Vol. 98. Р. 346–350.

227. Villa A., Snyder E. Y., Vescovi A. Establishment and properties of a

growth factor-dependent perpetual neural stem cell line from the human CNS. Exp.

Neurol. 2013. Vol. 61. №. Р. 67–84.

228. Wang R., Nelson J. C., Weiss R. M. Accuracy of free thyroxine

measure-ments across natural ranges of thyroxine binding to serum proteins. Thyroid.

2011. Vol. 10. P. 31-39.

148

229. Wenrong X. U., Xiran Z., Q. Hui Q. Mesenchymal Stem Cells from

Adult Human Bone Marrow Differentiate into a Cardiomyocyte Phenotype In Vitro.

Exp. Biol. Med. 2010. Vol. 229. P. 623–631.

230. Williams G. R. Actions of thyroid hormones in bone. Endocrinol.

Pol. 2009. Vol. 60. № 5. P. 380–388.

231. Wu Y., Chen L., Scott P. G. Mesenchymal Stem Cells Enhance Wound

Healing Through Differentiation and Angiogenesis. Stem Cells. 2007. Vol. 25.

Р. 2648–2659.

232. Yu K., Narayanan L., Mattie D. The pharmacokinetics of perchlorate and

its effect on the hypothalamus-pituitali-thyroid axsis in the male rat. Toxicoloh. Appl.

Pharmacol. 2015, 182, №2, 148-159.

233. Zhu H., Mitsuhashi N., Klein A. The role of the hyaluronan receptor

CD44 in mesenchymal stem cell migration in the extracellular matrixStem Cells.

2018. Vol. 24. Р. 928–935.

149

ДОДАТКИ

150

Додаток А

СПИСОК ОПУБЛІКОВАНИХ ПРАЦЬ ЗА ТЕМОЮ ДИСЕРТАЦІЇ

Статті у наукових фахових виданнях України:

1. Бокотько Р. Р. Морфологічні зміни щитоподібної залози щурів при

експериментально змодельованому гіпотиреозі. Проблеми зооінженерії та

ветеринарної медицини. Серія «Ветеринарні науки». 2016. № 33. Ч. 2. С. 239–

243.

2. Бокотько Р. Р. Зміни біохімічних показників сироватки крові щурів при

експериментальному гіпотиреозі. Науково-технічний бюлетень Державного

науково-дослідного контрольного інституту ветеринарних препаратів та

кормових добавок і Інституту біології тварин. 2017. Вип. 18. № 1. С. 19–23.

3. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Сердюков Я. К., Данілов В. Б.,

Малюк М. О., Харкевич Ю. О., Ковпак В. В., Кладницька Л. В. Мікроскопічні

зміни в щитоподібній залозі білих щурів за відновлення її структури шляхом

введення мезенхімних стовбурових клітин при експериментальному

гіпотиреозі. Науково-технічний бюлетень Державного науково-дослідного

контрольного інституту ветеринарних препаратів та кормових добавок і

Інституту біології тварин. 2017. Вип. 18. № 2. С. 377–382. (Здобувачем

проведено дослідження мікроскопічних змін щитоподібної залози, аналіз

отриманих результатів та підготовлено статтю до друку).

4. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Харкевич Ю. О., Данілов В. Б.

Рентгенден- ситометрія стегнових кісток білих щурів після введення

мезенхімних стовбурових клітин за експериментального гіпотиреозу. Проблеми

зооінженерії та ветеринарної медицини. Серія «Ветеринарні науки». 2017.

№ 34. С. 24–27. (Здобувачем взято участь у проведенні досліду щодо

визначення щільності стегнових кісток щурів, аналізі отриманих результатів

та написанні статті).

151

Доповнення додатку А

Статті у наукових фахових виданнях України,

включених до міжнародних наукометричних баз даних:

5. Бокотько Р. Р. Перспективи застосування стовбурових клітин за хвороб

щитоподібної залози (стан питання). Науковий вісник Національного

університету біоресурсів і природокористування України. Серія: Ветеринарна

медицина, якість і безпека продукції тваринництва. 2015. № 227. С. 34–40.

6. Бокотько Р. Р. До патогенезу експериментального дифузного

токсичного зоба в щурів. Наукові доповіді Національного університету

біоресурсів і природокористування України. 2016. № 60. Режим доступу:

http://journals.uran.ua/index.php/2223-1609/article/view/ 113247

7. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Харкевич Ю. О.,

Данілов В. Б. Динаміка вмісту гормону вТ4 в крові та вага щитоподібної залози

білих щурів із експериментальним гіпотиреозом після трансплантації

мезенхімних стовбурових клітин. Науковий вісник Національного університету

біоресурсів і природокористування України. Серія: Ветеринарна медицина,

якість і безпека продукції тваринництва. 2017. № 265.

С. 35–41. (Здобувачем взято участь у проведенні досліду щодо визначення

вмісту вТ4, аналізі отриманих результатів та написанні статті).

Стаття в іншому науковому виданні

8. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й. Зміна живої маси білих щурів після

введення стовбурових клітин за експериментального гіпотиреозу. Аграрний

вісник Причорномор’я. Серія «Ветеринарні науки». 2016. № 81. С. 10–13.

(Здобувачем проведено дослідження на білих щурах, аналізовано отримані

результати та написано статтю).

152

Доповнення додатку А

Патенти України на корисну модель:

9. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Ковпак В. В.

Данілов В. Б., Харкевич Ю. О., Кладницька Л. В. Патент України на корисну

модель № 06079 МПК G09В23/28 (2006.01). Спосіб моделювання гіпотиреозу у

щурів; заявник і патентовласник Національний університет біоресурсів і

природокористування України. № u 201706079; заявлено 16.06.2017;

опубліковано 10.01.2018. Бюл. № 1. (Здобувачем взято участь у розробленні

принципу корисної моделі, проведено експериментальні дослідження,

підготовлено матеріали до патентування).

10. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Ковпак В. В.

Данілов В. Б., Харкевич Ю. О., Кладницька Л. В. Патент України на корисну

модель № 06080 МПК G09В23/28 (2006.01). Спосіб активізації

відновлювальних процесів з відновленням структури ушкодженої щитоподібної

залози за гіпотиреозу у тварин мезенхімними стовбуровими клітинами; заявник

і патентовласник Національний університет біоресурсів і природокористування

України. № u 201706080; заявлено 16.06.2017; опубліковано 10.01.2018.

Бюл. № 1. (Здобувачем взято участь у розробленні принципу корисної моделі,

проведено експериментальні дослідження, підготовлено матеріали до

патентування).

Науково-методичні рекомендації

11. Мазуркевич А. Й., Малюк М. О., Харкевич Ю. О. Ковпак В. В.,

Данілов В. Б., Бокотько Р. Р. Методи видоспецифічної оцінки стовбурових

клітин та їх застосування у ветеринарній клітинній регенеративній терапії:

[науково-методичні рекомендації]. К., 2017. 34 с. (Затверджено Вченою

радою НУБіП України, протокол № 5 від 27 грудня 2017 р. Здобувачем

проведено дослідження, здійснено аналіз результатів, підготовлено

рекомендації до друку).

153

Доповнення додатку А

Тези наукових доповідей:

12. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Данілов В. Б. Динаміка вмісту

гормону вТ4 в крові та вага щитоподібної залози білих щурів із

експериментальним гіпотиреозом після трансплантації мезенхімних

стовбурових клітин. Досягнення та перспективи застосування гумінових

речовин у сільському господарстві: Міжнародна науково-практична

конференція, присвячена 95-річчю Дніпровського державного аграрно-

економічного університету та 110-річчю від дня народження професора

Л. А. Христєвої, м. Дніпро, 19–20 жовтня 2017 року: тези доповіді. 2017. С. 29–

31. (Здобувачем проведено дослідження на лабораторних щурах, здійснено

аналіз результатів, підготовлено тези до друку).

13. Бокотько Р. Р., Мазуркевич А. Й., Данілов В. Б. Мікроскопічні зміни

щитоподібної залози після введення мезенхімних стовбурових клітин за

експериментального гіпотиреозу в щурів. Актуальні проблеми фізіології

тварин: Міжнародна науково-практична конференція, присвяченій 120-річчю

Національного університету біоресурсів і природо-користування України,

м. Київ, 3–5 травня 2018 року: тези доповіді. 2018. С. 13. (Здобувачем проведено

мікроскопічні дослідження, здійснено аналіз результатів, підготовлено тези до

друку).

154

Додаток Б

155

Доповнення додатку Б

156

Доповнення додатку Б

157

Доповнення додатку Б

158

Доповнення додатку Б

159

Доповнення додатку Б

160

Доповнення додатку Б

161

Доповнення додатку Б

162

Доповнення додатку Б

163

Доповнення додатку Б

164

Доповнення додатку Б

165

Доповнення додатку Б

166

Доповнення додатку Б

167

Доповнення додатку Б

168

Доповнення додатку Б

169

Доповнення додатку Б

170

Доповнення додатку Б