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UNIDAD PROFESIONAL INTERDISCIPLINARIA
DE BIOTECNOLOGÍA.
TÍTULO DE PROYECTO
Cultivo de Chlorella vulgaris en un fotobiorreactor airlift de tubos
concéntricos con capacidad de 17 litros
ALUMNA
IBQ. YAREMI LÓPEZ HERNÁNDEZ
DIRECTORES:
Dr. LUIS G. TORRES BUSTILLOS
Dr. LUIS C. FERNÁNDEZ LINARES.
COMITÉ TUTORIAL:
Dr. ELVIA INES GARCÍA PEÑA
Dr. JORGE ISAAC CHAIREZ ORIA
M. en C. CARLOS OROZCO ÁLVAREZ
México D.F., Julio del 2015
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ÍNDICE DE TABLAS
TABLA 1. VENTAJAS Y DESVENTAJAS TÍPICAS DE REACTORES CERRADOS. SE REALIZA LA COMPARACIÓN ENTRE LAS TRES CONFIGURACIONES: REACTOR
TUBULAR, REACTOR FLAT PANEL Y LOS REACTORES VERTICALES. ..................................................................................................... 18
TABLA 2. ECUACIONES PARA DETERMINAR EL COEFICIENTE VOLUMÉTRICO DE TRANSFERENCIA DE GASES (KLA). .............................................. 22
TABLA 3. DESCRIPCIÓN CRONOLÓGICA DE ALGUNAS INVESTIGACIONES REALIZADAS SOBRE ANÁLISIS HIDRODINÁMICO, COMPARACIÓN ENTRE
FOTOBIORREACTORES Y EL CRECIMIENTO DE ALGAS. .................................................................................................................... 25
TABLA 4. COMPOSICIÓN DEL MEDIO DE CULTIVO BBM. ....................................................................................................................... 28
TABLA 5. DIMENSIONES DEL FOTOBIORREACTOR AIRLIFT DE TUBOS CONCÉNTRICOS ................................................................................... 43
TABLA 6. VELOCIDADES DE GAS Y LÍQUIDO EN EL RISER A DIFERENTES FLUJOS VOLUMÉTRICOS DE AIRE, TAMBIÉN SE HACE LA COMPARACIÓN DE LAS
VELOCIDADES DE LÍQUIDO EN EL RISER REPORTADA EN LITERATURA. ................................................................................................ 45
TABLA 7. HOLD UP A DIFERENTES FLUJOS VOLUMÉTRICOS DE AIRE, TAMBIÉN SE HACE LA COMPARACIÓN DE LAS VELOCIDADES DE LÍQUIDO EN EL RISER
REPORTADA EN LITERATURA ................................................................................................................................................... 50
TABLA 8 VALORES DE KLA OBTENIDOS DE DIFERENTES SISTEMAS DE CULTIVO ............................................................................................ 52
TABLA 9. VALORES OBTENIDOS DE VELOCIDAD DEL GAS EN EL RISER Y POTENCIA POR UNIDAD DE VOLUMEN A LOS DIFERENTES FLUJOS VOLUMÉTRICOS
DE AIRE. ............................................................................................................................................................................. 53
TABLA 10. PRODUCTIVIDAD BIOMÁSICA DE C. VULGARIS REPORTADAS EN LITERATURA. COMPARATIVO CUANDO LA MICROALGA ES CULTIVADA EN
DIFERENTES TIPOS DE FOTOBIORREACTORES. .............................................................................................................................. 57
TABLA 11 RESUMEN DEL CRECIMIENTO DE C.VULGARIS EN MEDIO BBM A DIFERENTES CONCENTRACIONES INICIALES DE NANO3 ,CINÉTICAS
REALIZADAS EN MATRAZ A CONDICIONES CONTROLADAS DE TEMPERATURA (20±2 °C), FOTOPERIODOS (12X12). .................................. 58
TABLA 12 CODIFICACIÓN DE LOS MATRACES BAFLEADOS CON MEDIO BBM A DIFERENTES CONCENTRACIONES DE NITRATOS. ............................ 64
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ÍNDICE DE FIGURAS
FIG 1. ESQUEMA DE UN A) “RACEWAY PONDS” Y UN B) RACEWAY IN VIVO. .............................................................................................. 15
FIG. 2. ESQUEMA DE REACTORES VERTICALES: 1) COLUMNA DE BURBUJAS, 2) AIRLIFT Y 3) AIRLIFT CON AGITADOR HELICOIDAL. ....................... 17
FIG. 3. ESQUEMA GENERAL DE UN REACTOR AIRLIFT Y LAS 4 ZONAS QUE LO COMPONEN (1.RISER, 2.DOWNCOMER, 3.TOP CLEARANCE Y 4.BOTTOM
CLEARANCE). EL AIRLIFT PRESENTA UN TUBO CONCÉNTRICO QUE AYUDA A QUE EL FLUJO DESCIENDA POR LA PARTE INTERNA DEL MISMO,
MIENTRAS QUE LAS PAREDES DEL REACTOR AYUDAN A QUE ASCIENDA EL FLUIDO. LOS COMPONENTES QUE GENERALMENTE PRESENTAN SON
ANALIZADORES DE PH, OXÍGENO Y UNA ENTRADA DE AIRE O CO2. ................................................................................................. 20
FIG 4. A) VISTA FRONTAL DEL REACTOR AIRLIFT DE 17 L, VISTA SUPERIOR DE DIFUSORES TIPO ESTRELLA B), CRUZ C) Y DIFUSOR DE VIDRIO D). ..... 30
FIG. 5. ESQUEMA DE UN REACTOR AIRLIFT ......................................................................................................................................... 34
FIG. 6. SISTEMAS DE BOTELLAS AIREADAS PARA EL CRECIMIENTO DE CULTIVOS SEMILLAS DE LA CEPA CHLORELLA VULGARIS A CONDICIONES
CONTROLADAS DE TEMPERATURA, AIREACIÓN E ILUMINACIÓN. ...................................................................................................... 40
FIG. 7. VELOCIDAD DEL LÍQUIDO EN EL RISER Y EL DOWNCOMER, Y VELOCIDAD PROMEDIO; EN FUNCIÓN DEL FLUJO VOLUMÉTRICO DEL AIRE.
VALORES CALCULADOS PARA LOS TRES DIFUSORES: CRUZ, ESTRELLA Y VIDRIO POROSO ........................................................................ 44
FIG. 8. TIEMPO DE MEZCLADO EN FUNCIÓN DEL FLUJO VOLUMÉTRICO DE AIRE, SE REPRESENTA EL DIFUSOR TIPO ESTRELLA, CRUZ Y VIDRIO POROSO.
........................................................................................................................................................................................ 46
FIG. 9. TIEMPO DE CIRCULACIÓN EN FUNCIÓN DEL FLUJO VOLUMÉTRICO DE AIRE, TIEMPOS GRAFICADOS PARA LA ZONA RISER, DOWNCOMER Y
TIEMPO DE CIRCULACIÓN PARA LOS TRES DIFUSORES. ................................................................................................................... 47
FIG. 10. HOLD UP CALCULADO PARA CADA TIPO DE DIFUSOR A DIFERENTES VELOCIDADES DE AIREACIÓN ........................................................ 49
FIG. 11. COEFICIENTE VOLUMÉTRICO DE TRANSFERENCIA DE MASA EN FUNCIÓN DEL FLUJO DE AIRE (KLA), VALORES DETERMINADOS PARA LOS
DIFUSORES TIPO ESTRELLA, CRUZ Y VIDRIO POROSO. .................................................................................................................... 51
FIGURA 12. CRECIMIENTO DE C. VULGARIS A UN FLUJO DE AIRE DE 1 VVM (17 L/MIN) UTILIZANDO LOS DIFUSORES TIPO CRUZ, TIPO ESTRELLA Y
VIDRIO POROSO. .................................................................................................................................................................. 54
FIG. 13. COMPARATIVO DE LA CINÉTICA DE CRECIMIENTO DE C. VULGARIS EN EL REACTOR AIRLIFT A UN FLUJO DE AIRE DE 20 L/MIN (1.2 VVM) ... 55
FIG. 14. CINÉTICA DE CRECIMIENTO DE C. VULGARIS CULTIVADA EN EL FOTOBIORREACTOR AIRLIFT, A UN FLUJO DE AIRE DE 0.6 VVM (9 L/MIN)
UTILIZANDO LOS DIFUSORES TIPO CRUZ, TIPO ESTRELLA Y DIFUSOR DE VIDRIO POROSO. ....................................................................... 56
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FIG. 15. CINÉTICA DE CRECIMIENTO DE C. VULGARIS EN MATRAZ, CULTIVADAS EN MEDIO BBM A CINCO DIFERENTES CONCENTRACIONES DE NANO3.
........................................................................................................................................................................................ 58
FIG. 16. COMPORTAMIENTO DEL OXÍGENO DISUELTO CON RESPECTO DEL TIEMPO, SE OBTIENEN LOS PERFILES DE CAMBIO EN LA ZONA RISER (LÍNEA
CONTINUA) Y DOWNCOMER (LÍNEA PUNTEADA) PARA LOS DIFUSORES DE ACERO INOXIDABLE ESTRELLA (COLOR ROJO) Y CRUZ (COLOR AZUL), Y
PARA EL DIFUSOR DE VIDRIO POROSO (COLOR NEGRO), EL COMPARATIVO SE REALIZA A UN FLUJO DE AIRE DE 1.2 VVM. ............................ 70
FIG. 17. CINÉTICA DE CHLORELLA VULGARIS EN MATRAZ BAFLEADO, CON MEDIO BBM A DIFERENTES CONCENTRACIONES DE NITRATO. ............... 64
FIG. 18. CINÉTICA DE CRECIMIENTO DE CHLORELLA VULAGARIS A CONCENTRACIÓN ESTÁNDAR DE NANO3 EN MEDIO BBM (0.25 G/L), Y
CAMBIANDO LA CONCENTRACIÓN INICIAL DE NANO3 A VALORES DE 0.125, 0.375, 0.500, 0.625 G/L EN EL MEDIO BBM. ................... 65
FIG. 19. CUANTIFICACIÓN DE CLOROFILA A, B Y A + B, ASÍ COMO LOS LÍPIDOS TOTALES AL FINAL DE LAS CINÉTICAS DE CHLORELLA VULGARIS CUANDO
SE TIENEN DIFERENTES CONCENTRACIONES INICIALES DE NANO3 EN MEDIO BBM. ............................................................................ 67
FIG. 20. REACCIÓN DE NITRIFICACIÓN DEL FENILDISULFÓNICO Y MEDICIÓN DE NITRATOS POR ESPECTROFOTOMETRÍA ....................................... 68
FIG. 21. A) EXTRACCIÓN METANÓLICA Y B) CUANTIFICACIÓN DE LA CLOROFILA A Y B DE CHLORELLA VULGARIS POR ESPECTROFOTOMETRÍA.......... 69
FIG. 22. COMPORTAMIENTO DEL OXÍGENO A FLUJOS DE AIREACIÓN DE A) 0.3, B) 0.5, C) 0.8 Y D) 1.2 VVM. SE UTILIZÓ TRES TIPOS DE DIFUSORES,
EL DIFUSOR EN FORMA DE ESTRELLA (COLOR ROJO), DIFUSOR EN FORMA DE CRUZ (COLOR AZUL) Y EL DIFUSOR DE VIDRIO POROSO (COLOR
NEGRO). SE PRESENTA EL COMPORTAMIENTO DE LOS VALORES DE OXÍGENO DISUELTO OBSERVADOS EN LA ZONA RISER (LÍNEA CONTINUA) Y EL
DOWNCOMER (LÍNEA PUNTEADA) PARA CADA UNO DE LOS DIFUSORES Y FLUJOS DE AIRE ANTES MENCIONADOS....................................... 71
FIG. 23. DESPLAZAMIENTO DEL NITRÓGENO POR OXÍGENO EN MEDIO BBM, MEDICIONES REALIZADAS EN OXÍGENO DISUELTO (PPM) EN FUNCIÓN
DEL TIEMPO UTILIZANDO EL DIFUSOR DE ESTRELLA Y FLUJOS DE AIRE DE 0.3, 0.6, 0.8 1.0 Y 1.2 VVM. MEDICIONES REALIZADAS EN LA ZONA
RISER (LÍNEA CONTINUA) Y EN LA ZONA DOWNCOMER (LÍNEA PUNTEADA). ....................................................................................... 72
FIG. 24. DESPLAZAMIENTO DEL NITRÓGENO POR OXÍGENO EN MEDIO BBM, MEDICIONES REALIZADAS EN OXÍGENO DISUELTO (PPM) EN FUNCIÓN
DEL TIEMPO UTILIZANDO EL DIFUSOR DE CRUZ Y FLUJOS DE AIRE DE 0.3, 0.6, 0.8 1.0 Y 1.2 VVM. MEDICIONES REALIZADAS EN LA ZONA RISER
(LÍNEA CONTINUA) Y EN LA ZONA DOWNCOMER (LÍNEA PUNTEADA). ............................................................................................... 73
FIG. 25. DESPLAZAMIENTO DEL NITRÓGENO POR OXÍGENO EN MEDIO BBM, MEDICIONES REALIZADAS EN OXÍGENO DISUELTO (PPM) EN FUNCIÓN
DEL TIEMPO UTILIZANDO EL DIFUSOR DE VIDRIO POROSO Y FLUJOS DE AIRE DE 0.3, 0.6, 0.8 1.0 Y 1.2 VVM. MEDICIONES REALIZADAS EN LA
ZONA RISER (LÍNEA CONTINUA) Y EN LA ZONA DOWNCOMER (LÍNEA PUNTEADA). .............................................................................. 74
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ÍNDICE DE ECUACIONES
( 1 ) HOLD UP ··············································································································································································· 31
( 2 ) TIEMPO DE CIRCULACIÓN ························································································································································· 33
( 3 ) TIEMPO DE CIRCULACION EN EL RISER·········································································································································· 33
( 4 ) TIEMPO DE CIRCULACIÓN EN EL DOWNCOMER …………………………………………………………………………………………………….………………….33
( 5 ) VELOCIDAD PROMEDIO DEL LÍQUIDO ·········································································································································· 33
( 6 ) VELOCIDAD DEL GAS EN EL RISER………………………………………………………………………………………………………………………………………..34
( 7 ) POTENCIA GASEADA POR UNIDAD DE VOLUMEN ··························································································································· 35
( 8 ) KLA (O2) ··············································································································································································· 36
( 9 ) K LA (CO2)……………………………………………………………………………………………………………………………………………….….…………………36
( 10 ) KLA TOTAL ··········································································································································································· 37
( 11 )BIOMASA ··········································································································································································· 38
( 12 ) LÍPIDOS ·············································································································································································· 39
( 13 )NÚMERO DE REYNOLS ··························································································································································· 41
( 14 )CÉLULAS /MILILITRO······························································································································································· 68
( 15 )CLOROFILA A ········································································································································································ 69
( 16 ) CLOROFILA B ······································································································································································· 69
( 17 ) CLOROFILA A+B ··································································································································································· 69
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RESUMEN
Se realizó la caracterización hidrodinámica de un fotobiorreactor airlift de tubos
concéntricos con capacidad de 17 litros. En la caracterización hidrodinámica se empleó tres
tipos de difusores, dos de acero inoxidable con diámetro de poro de 1 mm y un difusor de
vidrio poroso con un tamaño de poro de 10 -160 μm, y cinco flujos volumétricos de aireación
en un rango de 3-20 L/min. Las características hidrodinámicas como hold up, tiempo de
mezclado, tiempo de circulación, velocidad del líquido se realizó en agua potable, mientras
que la determinación del kLa O2 se realizó en medio de cultivo BBM. El kLa del CO2 se calculó
a partir de una relación de coeficientes de difusividad (O2/CO2). Las cinéticas de Chlorella
vulgaris se realizó a tres flujos de aire y los tres tipos de difusores en medio BBM. En general,
las mejores productividades biomasicas y lipídicas se obtuvieron cuando el cultivo se realizó a
17 L/min. Las productividades biomásicas y lipídicas más altas fueron de 40 mg/Ld y 13 mg/Ld
respectivamente.
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1. INTRODUCCIÓN
El término biomasa no sólo se refiere a la madera, cultivos maderables de rápida rotación,
desechos de agricultura, residuos de papel, aserrín, hierba, desechos de procesos
alimenticios, etc. Biomasa es un término para todos los materiales orgánicos que derivan de
plantas, árboles, cultivos y algas (Demirbas, 2008).
El uso de las microalgas es debido a la habilidad de estos microorganismos de convertir
eficientemente la energía solar en energía química por la vía fijación del dióxido de carbono
(CO2), la cantidad de lípidos que se pueden extraer y por lo tanto su rendimiento para la
obtención de biodiesel, pigmentos como los carotenoides y sus derivados, la ficobilina,
astaxantina, etc. Otros productos que se pueden obtener son las proteínas que finalmente
son agregadas a la dieta humana o como alimento en el área de acuicultura. Las microalgas
pueden crecer en un amplio rango de fuentes de agua, diversos estudios muestran el
crecimiento de las algas en agua fresca, salina, inclusive se ha utilizado las microalgas como
una etapa del tratamiento de aguas residuales (Adyta M. & R.Bruce, 2010) (Fernandes, y
otros, 2014). (Cañizarez-Villanueva & Perales Vela, 2010).
Se han realizado estudios sobre el crecimiento de diversas cepas de micro algas que son
cultivadas para estudios de investigación, de las cuales destacan Dunaliella salina,
Botryococcus braunii, Chlorella minutissima, Monodus subterraneus, Nannochloris sp.,
Nitzchia sp. , Dunaliella tertiolecta y Chorella vulgaris (Loera-Quezada & Olguín, 2010).
Chlorella es un género de microalgas verdes más abundantes y disponibles, y si es
cultivada presenta un crecimiento muy rápido. Este tipo de microalga puede crecer en
condiciones autótrofas (AC), Heterótrofas (HC) y Mixótrofas (MC) debido a su capacidad
metabólica de responder a cambios ambientales. Se han reportado diferentes estudios sobre
especies de Chlorella; por ejemplo, Wu & Merhuck en el 2004 en su estudio reportan que
Chlorella prothotecoides, en condiciones heterotróficas produce hasta 57.9% de su peso en
lípidos. En el 2008, utilizando Chlorella vulgaris se encontró hasta un 56 % de lípidos en
biomasa peso seco con adición de hierro. Kumar & Das, 2012 estudiaron el comportamiento
de Chlorella sorokiniana a diferentes concentraciones de CO2 en la corriente de aire de
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entrada en un fotobiorreactor de columna de burbujeo y un Airlift, en este último se obtuvo
hasta una productividad de 4.4 gL-1d-1 de biomasa en peso seco. También, durante el
estudio de Fernandes, et. al., realizado en el 2014 reportan para Chlorella vulgaris, a
diferentes condiciones de cultivo, fracciones de su peso en lípidos de 15.37 (AC), 32.85 (HC),
25.37 (MC).
Sin embargo, aun si se contara con la mejor cepa de microalga, el siguiente paso a
desarrollar seria el sistema en el cual, bajo ciertas condiciones operativas o geométricas, la
microalga pueda desarrollarse óptimamente, que incremente la productividad para que tenga
una apropiada exposición a la luz solar o condiciones lumínicas y así aumentar la actividad
fotosintética de las microalgas, un buen intercambio de masa entre la fase gaseosa y la fase
líquida, mezclado y bajos estrés de corteen y en un futuro se pueda disminuir los costos de
producción del proceso, lo que hace del fotobiorreactor Airlift un candidato viable para el
crecimiento de microalgas (Fernandes, et. al., 2014) (Rengel, et. al., 2012).
El fotobiorreactor Airlift presenta una configuración geométrica que le permite, por medio
de la entrada de un flujo de gas, poner en movimiento el medio en el que se desarrolla el
microorganismo sin hacer uso de la agitación mecánica. Esta agitación se caracteriza por ser
suave con las células, permite un mezclado del medio lo que conlleva a la homogeneización
de los nutrientes y propicia mayores tiempos de exposición de las microalgas a la fuente
lumínica.
Se han realizado estudios en los cuales se comparan biorreactores basados en sus
características hidrodinámicas, de transferencia de masa, el consumo de energía y
producción biomásica, ya sea bajo condiciones controladas o al aire libre, y se observan
resultados muy interesantes para cada caso (Yazdian, et.al., 2014) , (Sanchez Mirón, et.al.,
2002) (Sanchez Mirón, et.al., 2000) (Chisti & Juaregui-Haza, 2002) (Rengel, et.al., 2012).
Es por eso que el conocimiento apropiado del fotobiorreactor Airlift y la determinación de
los parámetros que caracterizan su hidrodinámica contribuirá a determinar las mejores
condiciones para el cultivo de las microalgas.
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Por lo cual, el objetivo de este proyecto es estudiar el efecto del tipo de difusor, y como
afecta características hidrodinámicas, vg. 𝑘𝐿𝑎 de un fotobiorreactor airlift de 17 Litros y la
relación de estos con el cultivo de una microalga verde, Chlorella vulgaris, cuando se varían
los flujos volumétricos de aireación.
2. MARCO TEÓRICO
2.1 Bioproductos de origen algal.
El uso de las microalgas se ha expandido debido a la eficiencia de convertir la energía solar
en energía química, por medio de la fijación del dióxido de carbono (CO2), y así aumentar la
biomasa de la misma. Las microalgas pueden ser cultivadas mediante técnicas
fotoautótrofas (fotosintéticas), sin embargo también se puede desviar su metabolismo para
hacerlas crecer bajo otras condiciones como la heterotrofia o mixiotrofia, en donde su fuente
de carbono no es el CO2, este es sustituido por un compuesto orgánico como la glucosa o,
una combinación de los procesos fotótrofos y heterótrofos. Cada una de estas técnicas de
cultivo han sido estudiadas, y se han encontrado ventajas y desventajas del uso de cada
una, y al parecer la que más realza por su fácil uso es el crecimiento de algas fotosintéticas,
debido a que estas pueden crecer bajo luz natural proveniente de los rayos solares o luz
artificial que conocemos. (Rattanapoltee & Kaewkannettra, 2014)
Tradicionalmente, las algas microscópicas han sido cultivadas para diferentes fines,
puesto que se han utilizado comercialmente para otras aplicaciones como en acuicultura, ya
que son la principal fuente de alimento utilizada en la nutrición de moluscos y fases larvarias
de crustáceos; en tratamiento de aguas se emplean como agentes de detoxificación y control
de metales mesados; en agricultura se utiliza la biomasa microalgal como biofertilizante; en
el área de biomedicina y farmacología es utilizado en dietas de adelgazamiento y tratamiento
de heridos, actividad antimicrobiana y anti fúngica. El uso de las microalgas es muy amplio
ya que puede ser utilizado como alimento para animales, pigmentos, en el ramo de
acuacultura, cosméticos, etc (Adyta M. & R.Bruce, 2010) (Gómez Luna, 2007)
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Si bien, los sistemas de crecimiento de este tipo de algas se puede llevar a cabo en
sistemas que pueden ser diseñados para hacer crecer microalgas, podemos encontrar dos
clases principales, sistemas abiertos y los fotobiorreactores cerrados (Adyta M. & R.Bruce,
2010). Ambos deben conectarse a un sistema de cosecha, el cual colecta las algas para
concentrar la biomasa, una posterior lisis de las células y la extracción de lípidos.
Sin embargo, al diseñar un fotobiorreactor para realizar este tipo de actividad es
necesario tener en cuenta algunas consideraciones para el apropiado crecimiento y
consecuentemente los rendimientos de biomasa y lípidos, estas consideraciones pueden ser
la iluminación (luz), el mezclado dentro del reactor, el consumo de agua, el consumo de
dióxido de carbono (CO2), la remoción de oxígeno (O2), los nutrientes y la temperatura.
2.2 Requerimientos para el cultivo de mircroalgas
A continuación se describirá algunas de las consideraciones antes citadas (Adyta M. &
R.Bruce, 2010):
Iluminación.
Se requiere una óptima intensidad de luz/penetración así como una longitud de onda y la
frecuencia de exposición celular a la luz. Los niveles altos son críticos debido a que la
saturación de luz, que es un exceso de energía las algas lo disipan como calor, para mitigar
esto se requiere de un aprovechamiento al máximo de área de contacto, y esto también
disminuye el auto sombreado de las algas.
Mezclado.
El mezclado mejora la productividad por incrementar la frecuencia de la célula a la
exposición en los volúmenes de luz y obscuridad en el reactor y por incrementar la
transferencia de masa entre los nutrientes y la célula.
Consumo de agua.
Las algas pueden crecer en un amplio rango de fuentes de agua, por lo tanto esto es
beneficioso ya que muchos cultivos de algas no requieren agua nueva.
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Consumo de CO2 y remoción de O2.
Se requiere una eficiente transferencia de masa gas- líquido para aumentar la eficiencia
de la transferencia del dióxido de carbono que es la fuente de carbono de los cultivos
fotosintéticos. Por el contrario, la acumulación del oxígeno inhibe la fotosíntesis (Sanchez
Mirón, et.al., 2000)
Nutrientes.
A medida que hay crecimiento, las algas requieren más reactantes en la reacción
fotosintética. Dos de los mejores nutrientes son Nitrógeno y Fosforo, ambos juegan un rol en
controlar la velocidad de crecimiento y la producción de lípidos. Otros nutrientes esenciales
son: carbón, hidrógeno, sodio, potasio y cloro.
Temperatura.
El óptimo crecimiento es limitado a un rango muy estrecho de temperatura y depende
para cada especie.
pH.
Cada especie de alga también mantiene un rango óptimo estrecho de pH. El pH del
medio está vinculado a la concentración de CO2.
2.3 Fotobiorreactores
Hasta este punto se ha descrito brevemente las consideraciones sobre el crecimiento de
micro algas y hemos descrito poco o nada sobre las configuraciones abiertas o cerradas de
los fotobiorreactores, a continuación se describirá brevemente los sistemas más
representativos.
Reactores abiertos.
Los estanques a cielo abierto, comúnmente usadas para el cultivo de microalgas, también
son conocidos como open ponds. También se encuentran los raceway ponds que son
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sistemas un poco más sofisticado, puesto que son largos estanques abiertos, con
componentes rotatorios y deflectores para promover el mezclado. Este sistema es el más
comercial de los reactores de estaque abierto para el crecimiento de microalgas, ver Fig 1.
Fig 1. Esquema de un a) “diseño raceway ponds” y un b) raceway.
El mayor problema de los raceway es la presencia de competencia y la depredación, es
difícil mantener un monocultivo de una especie deseada de alga en un entorno abierto al aire
libre, las especies comercialmente más exitosas de las algas que crecen en estanques
abiertos todas prosperan en ambientes extremos que inhiben la competencia (vg. ambientes
salinos). Perdida de agua por evaporación, control inadecuado de los parámetros de diseño
necesarios para optimizar el crecimiento algal son algunos de los problemas a enfrentarse al
utilizar este sistema (Adyta M. & R.Bruce, 2010).
Fotobiorreactor cerrado
Numerosos tipos de fotobiorreactores han sido diseñados en el intento de tener un mejor
control de los factores de crecimiento mencionados anteriormente, de entre ellos podemos
mencionar los reactores para producción a gran escala tubulares/horizontales,
columnas/vertical, placa plana o Flat panel (FP), otras configuraciones no son adecuados
para este tipo de uso (Adyta M. & R.Bruce, 2010).
Es difícil elegir un fotobiorreactor cerrado debido a que cada uno presenta ventajas y
desventajas, sin embargo al evaluar los sistemas en similares condiciones resalta la
eficiencia fotosintética PE (Photosyntetic Eficiency, por sus siglas en inglés). Autores afirman
a) b)
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que la PE es significativamente alto en reactores tubulares comparado con los reactores FP
debido a que las curvaturas de la superficie resultan en una dilución espacial de la luz. Otro
inconveniente para los reactores FP es que el daño a las células puede ocurrir debido al alto
estrés resultado de la aireación, un problema que nunca se ha reportado en un reactor
tubular. Sin embargo este mismo reactor tiene ventaja sobre otros reactores el paso del
oxígeno es más corto es decir tienen bajas acumulaciones de concentración de oxígeno
disuelto que los reactores horizontales. (Adyta M. & R.Bruce, 2010).
Hay dos tipos de reactores verticales: Los Airlift y las columnas de burbujas y estos
pueden ser superior a los que presentan agitación debido a la ausencia de los mecanismo
móviles que requieren un mayor mantenimiento. Los reactores verticales son compactos, de
costos bajos y fácil de operar mono asépticamente, además de que existe muy poca
información de la caracterización de cultivos de microalgas en grandes reactores airlift y
columnas de burbujeo (Sanchez Mirón, Cerón García, García Camacho, Molina Grima , &
Chisti, 2002).
La revisión realizada por Adyta M. & R.Bruce en el 2010, los reactores verticales
satisfacen el diseño que considera las variables descritas al inicio (pH, iluminación, mezclado,
etc.).
Los Airlift verticales mejoran el intercambio de luz y la exposición de las células a la luz. El
Airlift pone en movimiento los cultivos sin utilizar partes mecánicas, lo cual reduce la
contaminación y el daño a las células debido al esfuerzo de corte (Adyta M. & R.Bruce, 2010).
Otro tipo de configuración de reactores Airlift son los que contiene un promotor helicoidal
de flujo en el centro.
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Fig. 2. Esquema de reactores verticales: 1) Columna de burbujas, 2) Airlift y 3) Airlift con agitador Helicoidal.
Existe la combinación de reactores abiertos y cerrados, sin embargo no se tratarán en
este escrito. Algunas de las principales ventajas y desventajas de las tres principales
configuraciones de reactores verticales cerrados, Tubular, Flat panel, vertical se detallan en
la Tabla 1.
2.4 Fotobiorreactor airlift de tubos concéntricos
Los fotobiorreactores Airlift, que son un reactores del tipo vertical, son ampliamente
utilizados en bioprocesos, por que utiliza fluidos menos viscosos y puede ser utilizado
cuando se requiere de una agitación suave y buena transferencia de oxígeno (Chisti &
Juaregui-Haza, 2002). Además de utilizarse en el área de bioprocesos, este tipo de reactores
también se utiliza para la industria de los procesos químicos y tratamiento de aguas
residuales (Sanchez Mirón, García Camacho, Contreras Gómez, Molina Grima , & Chisti,
2000).
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Tabla 1. Ventajas y desventajas típicas de reactores cerrados. Se realiza la comparación entre las tres configuraciones: reactor
tubular, reactor flat panel y los reactores verticales.
Tipo de reactor Ventajas Desventajas
Tubular/horizontal
-Eficiencia fotosintética mayor que en el
reactor Flat panel.
-Ajustes para maximizar el uso del
terreno.
-Mayor consumo energético
que el reactor FP.
-Menor posibilidad de
escalamiento para aplicación
comercial.
-Mayor uso de terreno.
-Acumulación de oxigeno
Flat Panel (FP)
-Eficiencia fotosintética.
-Ruta de oxigeno corta, por lo tanto
menor oxígeno disuelto en el medio.
-Menor consumo energético.
-Aparente inconveniente en
eficiencia fotosintética.
-Estrés en células como
resultado de la aeración.
Columna/Vertical
-Se han desarrollado columnas de
burbujas más apropiadas para escalamiento
que los reactores tubulares.
-Requieren menor energía de
enfriamiento
-Bajo alta intensidad luminosa presentan
menor foto inhibición.
-En condiciones luminosas bajas,
captura más el reflejo de la luz.
-Menor área (ocupación de terreno o
tierras).
-Escalabilidad
-Costos de apoyo.
UPIBI Página 19
Los reactores Airlift tienen un patrón definido de mezcla y puede ser aireado a una alta
velocidad. Sin embargo las velocidades de aireación se consideran debido a la sensibilidad al
cizallamiento. (Sanchez Mirón, et.al., 2000).
Los reactores Airlift tienen una potencial ventaja debido al uso del aire como promotor de
movimiento y fuente de nutrientes (CO2), este sistema ya ha mostrado resultados
prometedores en el cultivo de microalgas (Olivieri, Salatino, & Marzocchella, 2014).
Una de las configuraciones más sencillas de un reactor airlift se muestra en la Fig. 3 el
cual está constituido por el cuerpo del reactor que separa el medio ambiente del medio en
desarrollo (por ejemplo un cultivo de microalgas) y que en su interior presenta un tubo
concéntrico que ayuda a dar movimiento de manera descendente o ascendente, este
movimiento dependerá de la posición de la entrada del gas. Pueden estar equipados con
analizadores de pH, oxigeno, así como de difusores, impulsores, etc
Se han desarrollado estudios comparativos entre reactor Airlift y no es de extrañarse
encontrarse comparándole con un reactor de burbuja, puesto que para el reactor burbuja se
han desarrollado modelos de comportamiento del fluido, como la velocidad de corte, que
podría ser igualmente comparable y trasladado a las condiciones de fluido en un reactor
Airlift, ya que el tubo concéntrico funciona como una columna de burbujeo, sin embargo, esta
configuración geométrica (tubos concéntricos), permite el aprovechamiento de la corriente de
aire, es por eso que en este tipo de reactores requiere evaluaciones desde el punto de vista
hidrodinámico y fenómeno de transporte .
UPIBI Página 20
Fig. 3. Esquema general de un reactor Airlift y las 4 zonas que lo componen (1.riser, 2.downcomer, 3.top clearance y 4.bottom
clearance). El Airlift presenta un tubo concéntrico que ayuda a que el flujo descienda por la parte interna del mismo, mientras que
las paredes del reactor ayudan a que ascienda el fluido. Los componentes que generalmente presentan son analizadores de pH,
oxígeno y una entrada de aire o CO2.
El fotobiorreactor airlift de tubos concéntricos, está delimitado por cuatro zonas. La
primera zona es por donde asciende el aire, denominada riser, el gas es inyectado por la
parte inferior en esta sección, entonces el gas y el líquido ascienden. La segunda zona es
referida al downcomer, esta sección que es paralela al riser y está conectada por la parte
superior e inferior al riser. En esta sección el flujo de aire y líquido es predominantemente
descendente. Entonces la recirculación está dada por la diferencia de densidad entre el
downcomer y el riser, esta diferencia genera un gradiente de presión necesario para la
recirculación del líquido.
Las dos zonas restantes que son el top clearence (separador del gas) y el bottom
clearance (base) son las secciones que conectan el riser con el downcomer en la parte
superior e inferior, respectivamente. Son secciones muy sencillas sin embargo se ha
demostrado que pueden tener efecto en el hold up total, velocidad del líquido y el flujo de la
fase sólida (Gouveia, Hokka, & Badino-Jr, 2003).
2
4
1
3
UPIBI Página 21
En un reactor airlift de tubos concéntricos, hay algunos parámetros geométricos pueden
afectar el hold up del gas, la circulación del líquido, el tiempo de mezclado y el coeficiente de
masa volumétrico (𝑘𝐿𝑎) (Gouveia, Hokka, & Badino-Jr, 2003).
2.5 Transferencia de masa gas-líquido kLa
La medición de la capacidad de transferencia de masa, en un biorreactor aerobio es de
suma importancia, por cuando dicho valor determinará la productividad del sistema
(Raymundo & Cardenas R., 2001).
Para el estudio de trasferencia de masa son importantes las condiciones de la interfase,
sin embargo es de difícil aplicación debido a que rara vez se conocen las concentraciones y
presiones en la interfase, por lo que se recurre a los coeficientes globales de trasferencia de
masa en la fase líquida, para ser más específicos, se determina utilizando el coeficiente de
transferencia volumétrica 𝑘𝐿𝑎.
Debido a que las algas tienen como una de sus principales fuentes de nutrientes al
Dióxido de carbono (CO2), en el fotobiorreactor no es de interés el proceso de difusión del
oxígeno en la fase líquida para que pueda ser aprovechado por las algas. Sin embargo se
puede llegar a conocer el coeficiente volumétrico de transferencia de masa del CO2 al
correlacionar el coeficiente de transferencia del oxígeno en relación a la difusividad del CO2.
En la
Tabla 2, se muestran algunas de las ecuaciones para el cálculo del coeficiente de
trasferencia de masa.
UPIBI Página 22
Tabla 2. Ecuaciones para determinar el coeficiente volumétrico de transferencia de gases (kLA).
N° Tipo de reactor Ecuación Referencia
1. Airlift
𝑲𝑳 𝑨𝑳 =ф𝒂
𝑼𝑮𝒚
− 𝟏
“y” toma valores dependiendo del fluido
y del régimen del fluido.
UG=velocidad superficial del gas
ф𝑎= 6 z Ar/(Ar + Ad)
(Sanchez
Mirón,et. al., 2000)
2.
General/Técnic
a de eliminación
de gas
𝐿𝑛 (1 −𝐶𝐿
𝐶𝐺) = −𝐾𝐿𝑎𝑡
𝐶𝐺= concentración del oxígeno disuelto
en equilibrio con el oxígeno de la fase
gaseosa, mMO2/L.
𝐶𝐿= concentración de oxígeno disuelto
en el seno del líquido, mMO2/L.
(Raymundo &
Cardenas R., 2001)
3. Airlift
𝑲𝑳𝑪𝑶𝟐= Ѱ𝑪𝑶𝟐
𝑲𝑳𝑶𝟐
Y Ѱ𝐶𝑂2= [
𝐷𝐶𝑂2
𝐷𝑂2
]0.5
Donde:
𝐷𝐶𝑂2Es la difusividad del CO2 en agua
(cm2day-1).
𝐷𝑂2Es la difusividad de O2 en agua
(cm2 day-1).
(Ketheesan &
Nirmalakhandan,
2013)
UPIBI Página 23
3. ESTADO DEL ARTE
A manera de proveer las mejores condiciones para la microalga en reactores Airlift, es de
interés determinar los parámetros que caracterizan su hidrodinámica (Rengel, Zoughaib,
Dron, & Clodic, 2012).
En el 2006, Ali Fadavi y Yusuf Chisti caracterizaron hidrodinámicamente un
fotobiorreactor airlift con recirculación forzada en el cual, se utilizó un novedoso difusor que,
combinado con la recirculación forzada a través de una bomba para mejorar los
requerimientos del sistema, en específico, controlan el tamaño de la burbuja. En este estudio
se caracterizaron parámetros hidrodinámicos como hold up, potencia gaseada por unidad de
volumen y tiempo de mezclado a varias combinaciones de velocidades de flujo de gas y
líquido. Los autores observan que un incremento en el flujo de aire aumenta la velocidad del
líquido en la zona riser por lo tanto disminuye el tiempo de residencia de las burbujas y
contrarresta el efecto del incremento de del gas hold up y el efecto de turbulencia.
Posteriormente los autores concluyen que este tipo de sistema produce substancialmente
altos valores de hold up y áreas interfaciales gas-líquido, esto siempre y cuando se
comparen con otros reactores Airlift operados a niveles de potencia entrante.
Esto es importante debido a que al obtenerse valores altos de hold up podemos
relacionar que el sistema posiblemente presente también coeficientes volumétricos de
trasferencia de masa 𝑘𝐿𝑎 elevados, al utilizar un difusor que promueva el control del tamaño
de burbuja y proveer las condiciones adecuadas de mezclado, transferencia de masa, entre
otras, para los cultivos de microalgas.
Otro estudio relacionado con la determinación de los parámetros hidrodinámicos y el
crecimiento microalgal es reportado, entre otros, en el 2012 por Ana Rengel et. al; quienes
operando un reactor de Airlift de tubos concéntricos al cual se le inyecta aire que es
distribuido con un difusor de tipo plato con 24 orificios de 2mm de diámetro cada uno,
estudian la relación de las velocidades del líquido con respecto de la entrada del flujo de gas
UPIBI Página 24
y como varían los parámetros hidrodinámicos como el hold up, tiempo de circulación,
potencia gaseada en el agua, comparando estos resultados con la adición partículas que
simulan la concentración de microalga. En este estudio, observan que las velocidades del
líquido incrementa a medida que el flujo volumétrico de aire aumenta, y que este varía
ligeramente cuando los sólidos que simulan las condiciones de microalga son añadidas. De
manera comparativa, encuentran que los tiempos de mezclado concuerdan con los tiempos
empleados para cultivo microalgal, en este estudio se lograron alrededor de los 14 hasta los
6 segundos a una velocidad superficial del gas de 0.006 – 0.048 m/s respectivamente.
Este estudio nos da la pauta de la necesidad de relacionar los parámetros hidrodinámicos
con cultivos reales de microalga y analizar el posible efecto o efectos relacionados a la
productividad biomásica y lipídica.
Cabe destacar que los fotobiorreactores verticales son caracterizados por presentar altos
coeficientes volumétricos de transferencia de masa. En estudios recientes, como en el del
2014 cuando Bruno D. Fernández y colaboradores resaltan el estudio hidrodinámico del tres
fotobiorreactores verticales, una columna de burbujeo y dos Airlift de placa plana con
diferente relación área diámetro entre las secciones riser-downcomer. Estos autores utilizan
un sistema de aireación que consiste en un difusor compuesto por 45, 26 y 19 agujas
uniformemente espaciadas con un diámetro de 0.25 mm para cada fotobiorreactor.
Parámetros como transferencia volumétrica de masa, velocidad de circulación del líquido,
hold up fueron determinados. Los autores hacen ahínco en los valores de 𝑘𝐿𝑎 para el CO2
obtenidos, valores que van de los 0.03 s-1 hasta los 0.003 s-1, y mencionan que estos
valores tan altos son debido al sistema de aeración desarrollado más que en el diseño del
fotobiorreactor.
Esto nos lleva a pensar que el efecto de los difusores y la configuración geométrica puede
mejorar o influenciar directamente en el coeficiente volumétrico y que en teoría también tiene
un efecto en la suspensión de solidos de baja densidad.
En la Tabla 1
UPIBI Página 25
se describen estudios hidrodinámicos, adicionales a los ya descritos, realizados para
promover el cultivo de microalgas y por ende la obtención de productos de interés.
Tabla 3. Descripción cronológica de algunas investigaciones realizadas sobre análisis hidrodinámico, comparación entre
fotobiorreactores y el crecimiento de algas.
Titulo Objetivo Año Referencia
Fotobiorreactores de
columna de burbujas y Airlift
para cultivo de algas.
Evaluar y comparar los dispositivos Airlift y Columna
de burbujas, principalmente en términos de la
hidrodinámicay fenómenos de transporte
2000
(Sanchez
Mirón, et. al.,
2000)
Caracterización bioquímica
y de crecimiento de biomasa
microalgal producida en
fotobiorreactores de columna de
burbujas y airlift: estudios en un
cultivo en alimentación por lote.
Comparar la producción de biomasa en tres
reactores compactos verticales que presentan un gran
diámetro y las mismas configuraciones globales 2002
(Sanchez
Mirón, et. al.,
2002)
Transferencia de oxígeno y
mezclado mecánico en un
birreactor agitado Airlift
Reportar en términos de caracterización
hidrodinámica y transferencia de masa de un biorreactor
largo (>1m3) asistido con un impulsor.
2002
Comparación de diferentes
biorreactores de circuito cerrado
basados en sus características
hidrodinámicas, transferencia
de masa, consumo de energía y
producción de biomasa a partir
de Gas Natural.
Comparar: un Biorreactor Tubular Vertical de
Circuito cerrado, un Biorreactor Tubular Horizontal de
circuito cerrado, y un Biorreactor Airlift con inducción de
gas externa de circuito cerrado (por sus siglas en ingles
respectivamente VTLB, HTLB, EALB) y su desempeño
se estudiaron basándose en las características
hidrodinámicas , eficiencia de transferencia de masa,
energía de consumo así como producción de biomasa.
2010 (Yazdian,
et. al., 2010)
Titulo Objetivo Año Referencia
Fotobiorreactores de
columna de burbujas y Airlift
para cultivo de algas.
Evaluar y comparar los dispositivos Airlift y Columna
de burbujas, principalmente en términos de la
hidrodinámicay fenómenos de transporte
2000
(Sanchez
Mirón, et. al.,
2000)
Caracterización bioquímica
y de crecimiento de biomasa
Comparar la producción de biomasa en tres
reactores compactos verticales que presentan un gran
2002 (Sanchez
Mirón, et. al.,
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4. HIPÓTESIS
microalgal producida en
fotobiorreactores de columna de
burbujas y airlift: estudios en un
cultivo en alimentación por lote.
diámetro y las mismas configuraciones globales 2002)
Transferencia de oxígeno y
mezclado mecánico en un
birreactor agitado Airlift
Reportar en términos de caracterización
hidrodinámica y transferencia de masa de un biorreactor
largo (>1m3) asistido con un impulsor.
2002
(Chisti &
Juaregui-
Haza, 2002)
Comparación de diferentes
biorreactores de circuito cerrado
basados en sus características
hidrodinámicas, transferencia
de masa, consumo de energía y
producción de biomasa a partir
de Gas Natural.
Comparar: un Biorreactor Tubular Vertical de
Circuito cerrado, un Biorreactor Tubular Horizontal de
circuito cerrado, y un Biorreactor Airlift con inducción de
gas externa de circuito cerrado (por sus siglas en ingles
respectivamente VTLB, HTLB, EALB) y su desempeño
se estudiaron basándose en las características
hidrodinámicas , eficiencia de transferencia de masa,
energía de consumo así como producción de biomasa.
2010 (Yazdian,
et. al., 2010)
UPIBI Página 27
El coeficiente de transferencia de masa 𝑘𝐿𝑎 determinará las concentraciones máximas de
microalga y lípidos que se pueden alcanzar con una cepa, a condiciones específicas de
salinidad, fuente de nitrógeno, iluminación y temperatura
5. OBJETIVO
Estudiar la relación entre el coeficiente volumetrico de transferencia de masa 𝑘𝐿𝑎 y la
productividad biomásica y lipídica de Chlorella vulgaris en un reactor Airlift con capacidad de
17 L empleando diferentes velocidades de aireación y tipos de difusores
UPIBI Página 28
Objetivos específicos:
1. Caracterizar hidrodinámicamente el reactor Airlift de 17 Litros: tiempo de mezclado, Hold
up, patrones de flujo, 𝑘𝐿𝑎
2. Determinar el coeficiente 𝑘𝐿𝑎 para cinco velocidades de aireación y tres tipos de difusores.
3. Cinéticas de crecimiento de Chlorella vulgaris en el reactor Airlift empleando tres
velocidades de aireación y tres tipos de difusores.
4. Analizar el efecto de la velocidad de aireación y el tipo de difusor sobre las productividades
de biomasa y lípidos.
.
6. MATERIALES Y MÉTODOS
6.1 Materiales.
Microalga
La microalga Chlorella vulgaris donada por la Universidad de Texas (UTEX) se utilizó en
todas las cinéticas. Se conservó en el laboratorio de bioprocesos por resiembras
consecutivas en placas Petri en medio BBM solidificado con agar.
Medio de cultivo
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El medio de cultivo utilizado para el crecimiento de Chlorella vulgaris fue el Bold Basal
Medium (BBM por sus siglas en inglés) presentó la composición mostrada en la Tabla 4.
Tabla 4. Composición del medio de cultivo BBM.
Compuesto Concentración (g/L)
NaNO3 0.250
MgSO4*7H2O 0.075
CaCL2 0.025
NaCL2 0.025
FeSO4*7H2O 0.00498
EDTA 0.05
KOH 0.031
K2HPO4 0.07
KH2PO4 0.175
6.1.1 Fotobiorreactor Airlift y difusores
En la Fig 4 se muestra una vista frontal del reactor Airlift de tubos concéntricos y los tres
difusores utilizados. El reactor Airlift de tubos concéntricos se construyó en material de vidrio,
el cilindro externo se encuentra seccionado en tres partes y unido por bridas, mientras que el
tubo interno fue fabricado de una sola pieza de vidrio. El reactor tiene la capacidad operativa
de 17 Litros y cuenta con tres puertos de entrada para colocación de sensores.
El reactor se manejó en un cuarto obscuro a temperatura controlada (20± 2 °C). El área
de trabajo del fotobiorreactor estaba delimitada por un biombo de madera de tres secciones
recubiertas de aluminio. Para tener una incidencia total de fotones en el centro del reactor de
100 μmol m-2 s-1, sobre este biombo se colocó un total de seis lámparas fluorescentes, dos
Elementos traza Concentración (g/L)
H3BO3 0.01142
ZnSo4*7H2O 0.00882
MnCl2*4H2O 0.00144
Na2MoO4 0.0011975
CuSO4*5H2O 0.00157
Co(NO3)2 0.00049
UPIBI Página 30
en cada uno los costados y dos en el fondo y, sobre el fotobiorreactor se colocaron tiras de
Diodos Emisores de Luz (LED´s) equidistantes en las tres secciones del fotobiorreactor. La
densidad de flujo de fotones se midió en 12 diferentes puntos equidistantes dentro de la
circunferencia interna del reactor y en cada una de las tres secciones, en la sección superior,
intermedia e inferior del fotobiorreactor.
Con respecto a los tipos de difusores que se emplearon para la caracterización
hidrodinámica del reactor y para el crecimiento de micro algas se describen a continuación y
se pueden observar en la Fig 4 en los incisos b), c) y d). Dos difusores con cuatro y seis
ojivas (difusor en forma de cruz y un difusor en forma de estrella), ambos construidos de
acero inoxidable. Los orificios de estos difusores son de 0.1 cm de diámetro con una
separación entre cada uno de 0.2 cm aproximadamente, el radio de estos es de
aproximadamente 8 cm. Un tercer difusor es utilizado, el cual está fabricado de vidrio poroso
#1 con una tamaño de poro de aproximadamente 𝟏𝟎𝟎 − 𝟏𝟔𝟎 𝝁𝒎 y un diámetro de 6 cm.
b)
c)
d) a)
UPIBI Página 31
Fig 4. a) Vista frontal del Reactor Airlift de 17 L, vista superior de difusores tipo estrella b), cruz c) y difusor de vidrio d).
6.2 Métodos.
Los métodos se dividieron en dos etapas principales, la caracterización hidrodinámica del
reactor con agua potable proveniente de la red municipal, y la segunda etapa el crecimiento
de la microalga Chlorella vulgaris.
6.2.1 Caracterización hidrodinámica del reactor.
Para todas la pruebas hidrodinámicas se utilizó agua potable proveniente de la red
municipal, excepto para la determinación del flujo volumétrico de transferencia de masa el
cual se determinó en medio de cultivo BBM.
Un rotámetro de flujo libre modelo 054-17 con esfera de acero inoxidable se utilizó para
medir y regular el flujo de aire proveniente del compresor. Los flujos volumétricos de
aireación para las pruebas hidrodinámicas fueron 0.3, 0.6, 0.8, 1.0 y 1.2 vvm.
6.2.1.1 Patrones de flujo.
Los patrones de flujo se realizaron por medio de partículas marcadoras. Se tomaron
esferas de hidrogel y se hidrataron con agua hasta su máxima saturación. Una vez
hidratadas las esferas, se eligieron las esferas que presentaron homogeneidad de tamaño y
fueron pesadas en una balanza analítica hasta alcanzar 46 gr para los 17 Litros del reactor,
es decir una carga de partículas que estuviese entre 0.15 g/L a 5 g/L que es el la
concentración inicial de inóculo microalgal que por lo regular puede encontrarse en un
fotobiorreactor (Rengel, Zoughaib, Dron, & Clodic, 2012)
UPIBI Página 32
El difusor tipo estrella instalada en el fotobiorreactor, y este llenado con agua potable
hasta su volumen operativo entonces, se agregó las esferas de hidrogel previamente
hidratadas y pesadas dentro del fotobiorreactor. Realizado esto, se inició el mezclado con
aire proveniente de un compresor hasta alcanzar 0.3 vvm. Se tomó una videograbacion de
todo el reactor en el que se observó la dirección del fluido mediante el movimiento de las
partículas marcadoras.
Esta prueba se realizó a los flujos volumétricos de aire restantes, 0.6, 0.8, 1.0 y 1.2 vvm y,
para los dos difusores restante, los difusores de cruz y vidrio poroso.
6.2.1.2 Hold up
El Hold up fue evaluado por el método de expansión volumétrica (Gouveia, Hokka, &
Badino-Jr, 2003). En el cual, mediante la diferencia de alturas del líquido sin gasear y altura
de líquido gaseado se determinó el gas retenido dentro del líquido. Utilizando la siguiente
ecuación se logró obtener el Hold up:
( 1 )
𝜀 =𝐻𝐺 − 𝐻𝐿
𝐻𝐺
Donde:
𝜀 = Hold up
𝐻𝐺 =altura del líquido gaseado (m)
𝐻𝐿 =altura del líquido sin gasear (m)
Los valores de Hold up fueron determinados para las cinco flujos de aire (0.3, 0.6, 0.8, 1.0
y 1.2 vvm) y los tres tipos de difusores utilizados.
UPIBI Página 33
6.2.1.3 Obtención del Tiempo de mezclado
El tiempo de mezclado se determinó mediante la medición de cambios de pH en un
tiempo finito de tiempo. Utilizando el difusor tipo cruz y un flujo volumétrico de 0.3 vvm, para
promover el mezclado del líquido, se añadieron 10 mL de solución NaOH 5N al volumen de
agua operativo del reactor desde la parte superior del mismo. El potenciómetro modelo
8102BNUWP de la marca Thermo Scientific se utilizó para la medición del cambio de pH, se
mantuvo en la misma posición al añadir el pulso de NaOH 5N hasta que se alcanzó un pH
estable en el volumen de agua dentro del reactor. Finalmente, se consolidaron los cambios
de pH cada segundo para posteriormente ser normalizados y obtener los tiempo de
mezclado a un 90, 95, 98 y 99% de homogeneización.
Este proceso se realizó por duplicado para las diferentes velocidades de aireación (0.3,
0.6, 0.8, 1.0 y 1.2) y para los dos difusores restantes, difusor tipo estrella y difusor de vidrio
poroso.
6.2.1.4 Tiempo de circulación
El tiempo de circulación se midió utilizando una esfera de hidrogel, hidratada hasta su
máxima saturación, la velocidad de esta partícula marcadora se asumió como la velocidad
que tiene el líquido. En un volumen total de 17 Litros se agregó la esfera de hidrogel
previamente hidratada, se midió por el tiempo que le tomó desplazarse por la zona riser (tR),
y el tiempo que duró el recorrido por la zona downcomer (tD), la suma de estos dos tiempos
es el tiempo de circulación del líquido (tC), como se ve en la siguiente ecuación( 2 ):
( 2 )
𝑡𝐶 = 𝑡𝑅 + 𝑡𝐷
6.2.1.5 Velocidad del líquido
La velocidad del líquido en las zonas riser y downcomer se determinó utilizando los
tiempos de circulación del líquido, aplicando las siguientes ecuaciones en términos de VLR y
VLD, ecuaciones reportadas en literatura (Gouveia, Hokka, & Badino-Jr, 2003):
UPIBI Página 34
( 3 )
𝑡𝑅 =𝐻𝐷 + 𝑑1 2⁄ + 𝑑2 2⁄
𝑉𝐿𝑅
( 4 )
𝑡𝐷 =𝐻𝐷 + 𝑑1 2⁄ + 𝑑2 2⁄
𝑉𝐿𝐷
( 5 )
�̅�𝐿 =2 𝑉𝐿𝑅𝑉𝐿𝐷
𝑉𝐿𝑅 + 𝑉𝐿𝐷
Donde:
𝑡𝑅= tiempo de circulación en el riser (s).
𝑡𝐷= tiempo en la zona downcomer (s).
𝑑1=distancia de separación entre el difusor y el tubo de ascenso (m).
𝑑2= altura del líquido en la parte superior del tubo de ascenso (m)
𝐻𝐷= altura del tubo de ascenso, riser, (m).
𝑉𝐿𝑅= velocidad del líquido en el riser (m/s).
𝑉𝐿𝐷= velocidad del líquido en el downcomer (s).
�̅�𝐿 = velocidad promedio del líquido (s).
Fig. 5. Esquema de un reactor airlift
Ris
er
Do
wn
com
er
UPIBI Página 35
6.2.1.6 Velocidad del gas en el riser (UGR) y potencia gaseada por unidad de volumen.
La velocidad del gas en el riser (𝑈𝐺𝑅) se determinó relacionando la velocidad del flujo
volumétrico de aire, 𝑄𝑎𝑖𝑟𝑒 en (m3/s), el área del riser 𝐴𝑅 en (m2), utilizando la siguiente
ecuación:
( 6 )
𝑈𝐺𝑅 = 𝑄𝑎𝑖𝑟𝑒 ∗ 𝐴𝑅
Mientras que, la potencia especifica de entrada, definida como la potencia introducida por
el gas por unidad de volumen de líquido y que es debida a la expansión isotérmica a través
de la altura del riser (Fadavi & Chisti, 2006) (Rengel, et. al., 2012), se calculó mediante la
siguiente ecuación:
( 7 )
𝑃𝑔
𝑉=
𝑄𝑚𝑅𝑇
𝑉𝐿𝐿𝑛 (1 +
𝜌 𝑔 𝐻
𝑃𝑎)
Donde
𝑃𝑔 𝑉⁄ = Potencia gaseada por unidad de volumen (W/V).
𝑄𝑚 = flujo molar del aire (mol/s)
𝑅= constante de los gases (8.314 J/mol°K)
𝑇= temperatura (293.15 °K)
UPIBI Página 36
𝑉𝐿= volumen operativo del reactor (0.017 m3)
𝜌=densidad del líquido (densidad del agua a 20°C 998.29 kg/m3)
𝑔=aceleración de la gravedad (9.81 m/s2)
𝐻=altura del líquido sin airear (0.7490 m)
𝑃𝑎= Presión de cabeza (presión atmosférica del D.F., 7.80*104 Pa)
6.2.1.7 Determinación del coeficiente volumétrico de transferencia de masa kLa
La determinación del coeficiente volumétrico de transferencia de masa (𝑘𝐿𝑎) se realizó
por el desplazamiento de Oxigeno (O2) contenido en el medio BBM (Raymundo & Cardenas
R., 2001). El sensor Oakton DO 300 Series se utilizó para las mediciones de oxígeno disuelto,
el sensor fue colocado dentro de uno de los puertos del reactor (zona downcomer). Utilizando
el difusor de cruz se burbujeo en gas inerte Nitrógeno (N2) dentro del mismo medio hasta
que se alcanzó una concentración de 0.7 ppm de oxígeno disuelto, en esta concentración de
oxígeno en el medio BBM se descartó la entrada de nitrógeno y se comenzó a introducir aire
proveniente de un compresor a un flujo voluétrico de 0.3 vvm, se registraron los cambios de
Oxígeno disuelto desde los 0.7 ppm cada 20 segundos hasta que se alcanzó la estabilidad.
Los datos recopilados fueron ajustados al siguiente modelo:
( 8 )
ln (𝐶∗ − 𝐶0
𝐶∗ − 𝐶) = 𝑘𝐿𝑎 (𝑡 − 𝑡0)
En el cual, la pendiente corresponde al coeficiente volumétrico de transferencia de masa
𝑘𝐿𝑎. 𝐶∗ es la concentración de saturación de oxígeno disuelto, 𝐶0 es la concentración de
oxígeno disuelto a un tiempo cero (𝑡0) y 𝐶 es la concentración de oxígeno disuelto a un
UPIBI Página 37
tiempo finito (𝑡). El 𝑘𝐿𝑎 también fue calculado para la zona riser con el mismo sensor y
técnica descrita anteriormente.
Así mismo, se calculó el 𝑘𝐿𝑎 para los dos difusores restantes, el difusor tipo estrella y
difusor de vidrio poroso. Todas las pruebas se realizaron por duplicado para las cinco flujos
de aireación 0.3, 0.6, 0.8, 1.0 y 1.2 vvm.
Los valores de 𝑘𝐿𝑎 para el CO2 se obtuvieron por medio de la ecuación que relaciona el
𝑘𝐿𝑎 del oxígeno y la relación entre el coeficiente de difusión del oxígeno y del CO2, que es la
siguiente (Fernandes,et. al., 2014):
( 9 )
𝑘𝐿𝑎(𝐶𝑂2) = √𝐷𝑂2
𝐷𝐶𝑂2𝑘𝐿𝑎(𝑂2)
En donde:
𝑘𝐿𝑎(𝐶𝑂2) = coeficiente volumétrico de transferencia de masa del dióxido de carbono (h-1).
𝑘𝐿𝑎(𝑂2)= coeficiente volumétrico de transferencia de masa del oxígeno (h-1).
𝐷𝑂2 = Coeficiente de difusión del oxígeno a 20°C (1.22*10-10 m2s-1)
𝐷𝐶𝑜2 = Coeficiente de difusión del dióxido de carbono a 20°C (1.76*10-9 m2s-1)
Adicionalmente se calculó el 𝑘𝐿𝑎 (𝐶𝑂2) total que involucra a las zonas riser y downcomer
por medio de la relación de las áreas de las secciones transversales de cada zona, como se
describe a continuación:
( 10 )
𝑘𝐿𝑎 =𝐴𝑟𝑘𝐿𝑎𝑟 + 𝐴𝑑𝑘𝐿𝑎𝑑
𝐴𝑟 + 𝐴𝑑
UPIBI Página 38
En donde:
𝑘𝐿𝑎 = coeficiente volumétrico de transferencia de masa total (h-1).
𝑘𝐿𝑎𝑟= coeficiente volumétrico de transferencia de masa de la zona riser (h-1).
𝐴𝑟= área de la sección transversal del riser (m2).
𝑘𝐿𝑎𝑑= coeficiente volumétrico de transferencia de masa de la zona downcomer;
𝐴𝑑 = es el área de la sección transversal del downcomer.
El valor de 𝑘𝐿𝑎 total (riser más downcomer) del oxígeno y del dióxido de carbono se
obtuvo para los tres difusores y para los cinco flujos volumétricos de aire.
6.2.2 Cinéticas de crecimiento de Chlorella vulgaris
6.2.2.1 Técnicas analíticas para monitoreo de las cinéticas en matraz, en el
fotobiorreactor y otras generalidades.
Determinación de biomasa por densidad óptica.
La densidad óptica se midió en el espectrofotómetro Genesis 10S UV-VIS a una longitud
de onda de 600 y 750 nm. Las mediciones de espectrometría se realizaron para elaborar las
curvas tipo de crecimiento de Chlorella vulgaris relacionando la densidad óptica y las
determinaciones de biomasa en peso seco.
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Determinación de biomasa por gravimetría
Las membranas de filtración con un tamaño de poro de 0.7 μm fueron colocadas en
charolitas de aluminio dentro de una incubadora a una temperatura de 45 °C por 24 horas y
posteriormente colocadas a enfriamiento en un desecador. Finalmente fueron pesadas en
una balanza analítica para posteriormente ser utilizadas en el proceso de filtración de
biomasa de los cultivos de Chlorella vulgaris.
Del cultivo de Chlorella vulgaris se tomaron 10 mL de cada día durante el tiempo que duró
el cultivo (15 días) y se hizo filtrar en la membrana puesta a peso constante. Una vez
realizada la filtración, el filtro se colocó nuevamente dentro de la incubadora a una
temperatura de 65°C durante 48 horas, una vez pasado este tiempo se volvió a determinar el
peso del filtro con la biomasa seca. La biomasa alcanzada para ese día se calculó por
diferencia de peso de la siguiente manera:
( 11 )
𝐵𝑖𝑜𝑚𝑎𝑠𝑎 (𝑔 𝐿⁄ ) = (𝑚𝑎𝑠𝑎 𝑑𝑒𝑙 𝑓𝑖𝑙𝑡𝑟𝑜 𝑐𝑜𝑛 𝑏𝑖𝑜𝑚𝑎𝑠𝑎 − 𝑚𝑎𝑠𝑎 𝑖𝑛𝑖𝑐𝑖𝑎𝑙 𝑑𝑒𝑙 𝑓𝑖𝑙𝑡𝑟𝑜
10 𝑚𝐿) ∗ 1000
𝑚𝐿
𝐿
Extracción de lípidos y cuantificación.
La extracción y cuantificación de lípidos se realizó por triplicado, tomando un total de 90
mililitros de un mismo cultivo, la muestra se tomó al inicio y al final de la cinética, y en cultivos
seleccionados se realizó también este proceso a los 8 días del cultivo.
La muestra de 30 mL se centrifugó a 6000 rpm durante 20 minutos, se destapó y se
colocó en una estufa a 45°C para evaporar el sobrenadante, proceso que duró alrededor de
15 días. Transcurrido este tiempo, la biomasa seca se trituró y se inició la extracción de
lípidos con el solvente orgánico, hexano.
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La biomasa seca y triturada se le agregó 6 mL de hexano 99.8% marca Fermont grado
analítico, inmediatamente la muestra se sometió a un proceso de sonicación durante 30
minutos para promover la ruptura celular, transcurrido este tiempo se mantuvo la muestra a
una temperatura de 4°C durante 24 horas.
Pasadas las 24 horas, se recuperó el solvente y a la biomasa se le realizó extracciones
sucesivas con 4 y 3 mL. Se recuperó 13 mililitros de solvente, se centrifugó nuevamente
durante 20 minutos para separar los residuos de biomasa. El sobrenadante se recuperó en
viales previamente pesados. La cantidad de lípidos extraídos se determinó por gravimetría.
( 12 )
𝐿í𝑝𝑖𝑑𝑜𝑠 (𝑔 𝐿⁄ ) = (𝑚𝑎𝑠𝑎 𝑑𝑒𝑙 𝑣𝑖𝑎𝑙 𝑐𝑜𝑛 𝑚𝑢𝑒𝑠𝑡𝑟𝑎 − 𝑚𝑎𝑠𝑎 𝑖𝑛𝑖𝑐𝑖𝑎𝑙 𝑑𝑒𝑙 𝑣𝑖𝑎𝑙
30 𝑚𝐿) ∗ 1000
𝑚𝐿
𝐿
Crecimiento de Chorella vulgaris como cultivo semilla para inoculación del fotobiorreactor.
La cepa Chlorella vulgaris se cultivó en medio BBM en dos botellas de un litro, a
condiciones de temperatura (20 ± 2°C), iluminación (100 μmol m-2 s-1), a 1 vvm de aireación,
fotoperiodos de 12:12 horas y monitoreados hasta alcanzar una densidad óptica de 0.7 de
absorbancia a 600nm. En las cinéticas, solo se utilizó un volumen de 1.7 litros como inoculo.
Fig. 6. Sistemas de botellas aireadas para el crecimiento de cultivos semillas de la cepa Chlorella vulgaris a condiciones
controladas de temperatura, aireación e iluminación.
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6.2.2.3 Crecimiento de Chlorella vulgaris en el fotobiorreactor airlift.
El fotobiorreactor se le realizó una limpieza mecánica y desinfección química con
hipoclorito de Sodio. Posteriormente se enjuagó con agua destilada para eliminar el químico
residual. El proceso de desinfección se realizó antes de iniciar cada una de las cineticas.
Medio BBM se preparó con agua destilada (15.3 L) y se agregó dentro del reactor, finalmente
se añadió 1.7 litros de cultivo semilla para así obtener el volumen operativo de 17 Litros del
fotobiorreactor Airlift.
Los cultivos se manejaron a condiciones controladas de temperatura (20 ± 2°C),
iluminación (100 μmol m-2 s-1) y fotoperiodos de 12:12 horas. Se manejaron flujos de
aireación de 0.5, 1 y 1.2 vvm para todos los difusores.
A los cultivos de Chlorella vulgaris en el fotobiorreactor se le dio seguimiento durante 15
días y, durante este tiempo se monitoreo el pH, la biomasa por gravimetría y densidad óptica
y, la determinación de lípidos al inicio, mitad y final del cultivo.
7. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Se caracterizó hidrodinámicamente el fotobiorreactor Airlift de tubos concéntricos, con un
volumen operativo de 17 L, los patrones de flujo, tiempo de mezclado, hold up y coeficiente
volumétrico de transferencia de masa 𝑘𝐿𝑎 del CO2 fueron determinados. Posterior a la
caracterización, se llevó a cabo cultivos de la cepa de microalga Chlorella vulgaris a
diferentes flujos de aire y cambiando el tipo de difusor.
En literatura se reporta que en las columnas de burbujas y los reactor airlift con difusores
que tienen diámetros de orificio de menos de 1 mm existe un régimen de transición entre
burbujeante y el flujo heterogéneo en un amplio intervalo de velocidades de gas superficiales
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(Contreras, García, Molina, & Merchuk, 1999). La señalización de los régimen se puede
realizar mediante la observación de los cambios de las pendientes como lo señala (Kojić, y
otros, 2015) o una aproximación mediante el uso del Número de Reynols (NR), empleando
las velocidades superficiales del aire en la zona riser a los diferentes flujos volúmetricos de
aire y, la viscosidad cinemática del líquido (agua), así como el diámetro del tubo riser. Se
observó tres régimen, el primer régimen (I) abarcando aproximadamente desde 1 a 9 L/min,
el segundo régimen (II) de los 9 a 17 L/min, y finalmente un tercer régimen (III) de 17 L/min
en adelante, normalmente a estos tres régimen se les denomina como de burbujeo (I),
transición (II) y heterogeneo (III), estas zonas son delimitadas en las figuras en las que se
realizó caracterización hidrodinámica.
( 13 )
𝑁𝑅 =𝑢 𝐷
𝑣
Donde:
𝑢= velocidad del gas (m/s)
𝐷= diametro de la seccion riser (0.089 m)
𝑣= viscosidad cinématica del líquido (1.02*10-6 m2/s)
El principal interés es aumentar la cantidad de CO2 disuelto en el medio de cultivo, para
que este sea aprovechado por la microalga y crezca apropiadamente, la configuración
particular de los reactores airlift pareciera proveer las condiciones necesarias como una
apropiada exposición a la luz, buen intercambio de masa entre el gas y el líquido, buen
mezclado y bajos estrés de corte (Rengel, Zoughaib, Dron, & Clodic, 2012).
En un reactor airlift de tubos concéntricos, hay algunos parámetros geométricos pueden
afectar el hold up del gas, la circulación del líquido, el tiempo de mezclado y el coeficiente de
masa volumétrico (𝑘𝐿𝑎) (Gouveia, Hokka, & Badino-Jr, 2003).
Para mejorar el coeficiente de trasferencia de masa se han realizado estudios cambiando
las configuraciones geométricas del sistema, horizontales y verticales. Sin embargo, los
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fotobiorreactores verticales destacan en términos de transferencia de masa. Para mejorar
aún más este aspecto, se ha estudiado el efecto de la altura del líquido, altura de difusor bajo
la zona riser, altura del cilindro riser, así como la relación Ar/Ad ampliando los tubos riser y
observar el efecto de estas variaciones (Oncel, 2014) (Gouveia, Hokka, & Badino-Jr, 2003)
Hay varias maneras de poder manipular las configuraciones geométricas del
fotobiorreactor para poder mejorar la disponibilidad de CO2 en el medio líquido, y por lo tanto
para la microalga. Entonces, dado el sistema Airlift de tubos concéntricos (ver Tabla 5), con
características de altura, espacio inferior entre el difusor y el cilindro riser, altura de riser,
relación de área del riser y área downcomer (Ar/Ad), altura del líquido por encima del cilindro
riser. Entonces, una manera para poder mejorar el coeficiente volumétrico de transferencia
de masa es a través de la manipulación de los tipos de difusores y los flujos volumétricos de
aire.
Estudios reportan que un fotobiorreactor ailift debe tener una relación Ad/Ar mayor de
1.041 (Barbosa, Janssen, Ham, Tramper, & Wijffels, 2003) (Kumar & Das, 2012), el reactor
Airlift con el que se hizo este estudio presenta una relación Ar/Ad= 0.419 (Ad/Ar= 2.38), con
lo que se cumple esta condición, hasta el momento no se ha observado una relación máxima
entre estas áreas.
Tabla 5. Dimensiones del fotobiorreactor Airlift de tubos concéntricos
Cilindro interno
Riser Cilindro externo
Downcomer Diámetro interno (m) 0.089 0.170 Diámetro externo (m) 0.100 0.180 Altura (m) 0.700 0.860 A
r/A
d 0.419
Espacio inferior (m) 0.060 Volumen total del líquido (L) 17
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La relación Ar/Ad (área riser, área downcomer) es importante debido a que afecta la
velocidad de circulación del líquido por que modifica la resistencia del flujo por la variación
de la fracción del volumen total contenido en el downcomer y en el riser. La proporción riser-
downcomer provee los factores que determinan la fricción en el reactor, lo que significa que
para relaciones altas de riser-downcomer la velocidad de circulación del líquido es baja, y
viceversa. Por lo que, con la configuración de este reactor se esperaba velocidades altas del
líquido.
Velocidad del líquido
La velocidad del líquido se calculó para la zona riser (VLR), para la zona downcomer (VLD),
mediante estas dos se obtuvo la velocidad promedio del líquido ( V̅L ), estas fueron
determinadas a partir de las ecuaciones y los tiempos de circulación, descrito en la
metodología. Los perfiles de velocidad del líquido generados al utilizar el difusor de cruz,
difusor tipo estrella y difusor de vidrio pororso se presentan en la Fig. 7 así como el régimen,
el régimen de burbujeo (I), transición (II) y el régimen heterogéneo (III), las velocidades para
cada difusor son presentadas en función del flujo de aire de 5 a 20 L/min.
A flujos volumétricos de aire que abarca el régimen de burbujeo (I) y transición (II), la
velocidad del líquido aumenta proporcionalmente. En el régimen de transición (II), se alcanza
la mayor velocidad en el riser (0.24-0.60 m/s), mientras que en el downcomer las velocidades
de líquido aumentan proporcionalmente (0.14-0.23 m/s), así como la velocidad promedio.
Finalmente en el régimen heterogéneo, las velocidades en el riser, downcomer y la velocidad
promedio (0.30 m/s) se ven disminuidas a valores casi constantes.
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Fig. 7. Velocidad del líquido en el riser y el downcomer, y velocidad promedio; en función del flujo volumétrico del aire. Valores
calculados para los tres difusores: cruz, estrella y vidrio poroso
En el rango del flujos volumétrico de aire utilizado en este trabajo, ver Tabla 6 primer
columna; se determinó la velocidad superficial del aire (segunda columna), y dependiendo
del tipo de difusor utilizado se calculó las velocidades de líquido enlistadas en un rango del
menor y mayor velocidad del líquido entre los tres difusores, obtenidas a un mismo flujo
(tercera columna), en la cuarta columna se hace el comparativo de las velocidades de líquido
en el riser de un fotobiorreactor Airlift con un volumen operativo de 21.3 Litros, que presenta
un Ar/Ad=1.053 (Ad/Ar=0.94), las velocidades fueron obtenidas a partir de la ecuación
ajustada que presentan los autores (Rengel, Zoughaib, Dron, & Clodic, 2012).
Tabla 6. Velocidades de gas y líquido en el riser a diferentes flujos volumétricos de aire, también se hace la
comparación de las velocidades de líquido en el riser reportada en literatura.
Flujo volumétrico Velocidad de líquido Velocidad de líquido en el
II I III
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de aire (L/min) Velocidad superficial del gas en el riser
(m/s)
en el riser (m/s) riser (m/s) (Rengel, et. al., 2012)
5 0.013 0.24-0.35 0.175
9 0.025 0.35-0.49 0.221
14 0.036 0.38-0.60 0.252
17 0.046 0.43-0.53 0.275
20 0.046 0.40-0.46 0.275
La velocidad de líquido mantiene en suspensión la microalga a manera de evitar
problemas de sedimentación, además influye directamente en los tiempos de circulación y
por ende en el tiempo de exposición de la microalga a las zonas obscuras e iluminadas en el
fotobiorreactor.
Tiempo de mezclado y tiempo de circulación del líquido
El tiempo de mezclado y el tiempo de circulación son monitoreados debido a que, estos
parámetros están relacionados, inclusive se han utilizado como criterio de escalamiento en
fotobiorreactores Airlift (Oncel, 2014).
Utilizando pulsos de Hidróxido de Sodio 5 N y un sensor de pH colocado en la zona
downcomer, colocado en la misma posición para todas las mediciones de tiempo de
mezclado se observa que, al incrementar el flujo de aire, el cual es la principal fuerza
impulsora en los sistemas Airlift, causa una disminución en el tiempo de mezclado.
En el régimen de burbujeo (I) y transición (II), el tiempo de mezclado disminuye para
todos los difusores, los menores tiempos de mezclado en general se alcanzaron
aproximadamente a un flujo volumétrico de aire de 17 L/min (1 vvm) en el régimen de
transición a régimen heterogéneo (III). Para un porcentaje de homogeneización del 90% con
el difusor en forma de cruz se requirió de 20 segundos mientras que, cuando se hace uso
del difusor de acero inoxidable tipo estrella se requirió de 19 segundos, y para el difusor de
vidrio poroso un tiempo de 16 segundos, como se observa en la Fig. 8.
UPIBI Página 47
Fig. 8. Tiempo de mezclado en función del flujo volumétrico de aire, se representa el difusor tipo estrella, cruz y vidrio poroso.
El tiempo de circulación es una característica del líquido, fue determinado utilizando una
pequeña esfera de hidrogel, se consideró que la velocidad a la que se movía la esfera de
hidrogel dentro del reactor tendría la velocidad del líquido.
El tiempo en que el líquido recorre la zona riser (tR) y la zona downcomer (tD) fue
determinado a cinco flujos volumétricos de aire 5-20 L/min (0.3-1.2 vvm), y mediante la suma
de los tiempos de ambas zonas, el tiempo de circulación (tC).
Cuando se utiliza el difusor tipo estrella, observamos que el líquido recorre la zona riser
(tR) en un tiempo de 2.11 a 1.68 segundos, y en la zona downcomer (tD) en tiempos que van
de 5.32 a 3.48 segundos, el perfil del loop completo (tC) va desde los 7 a 5 segundos
aproximadamente, se observa una disminución gradual conforme se aumenta el flujo de aire
(0.3-1.2 vvm).
Este comportamiento es similar para los demás difusores, tipo cruz y vidrio poroso y
puede ser observado en la Fig. 9 en donde, en función del flujo volumétrico de aire se
presentan los tiempo de circulación del líquido, la línea punteada con marcador (+)
representa el tiempo de recorrido en la zona riser, la línea punteada con marcador (*)
I II III
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representa el tiempo en la zona downcomer, mientras que las líneas continuas representan el
loop completo para cada uno de los difusores.
En el régimen de burbujeo (I) y transición (II), el tiempo de circulación disminuye a medida
que aumenta el flujo volumétrico de aire hasta llegar a una meseta en el régimen
heterogéneo (III) (ver Fig. 9). Un comportamiento similar se observa en el tiempo de recorrido
del líquido en el riser y en el downcomer, como era de esperarse, el tiempo en la zona riser
es breve, de 1.5-2 segundos; en comparación con el tiempo en el downcomer que fue de 3-5
segundos aproximadamente.
Fig. 9. Tiempo de circulación en función del flujo volumétrico de aire, tiempos graficados para la zona riser, downcomer y
tiempo de circulación para los tres difusores.
En el riser, el tiempo que el líquido permanece en esta zona disminuye gradualmente con
cierta dependencia al aumento del flujo de aire, para posteriormente nuevamente aumentar
el tiempo de residencia en esta zona, esto se puede deber a la gran cantidad de burbujas de
aire en el riser y que desplaza gran parte del líquido. Esto explicaría en cierta manera el por
qué, cuando a flujos volumétricos de aire (mayor a 17 L/min) el tiempo de mezclado aumenta
en vez de disminuir. Dado que en el régimen heterogéneo (III), los tiempos de circulación del
líquido y los tiempos en el riser y el downcomer son totalmente independientes del flujo de
I II III
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aire utilizado, esto significaría que el líquido en el riser se mueve lentamente por el gran
contenido de burbujas de aire, y de igual manera, en el downcomer la velocidad del líquido
permanece casi constante, el comportamiento del líquido en ambas zonas incide
directamente en el aumento del tiempo de mezclado, por lo que en la Fig. 8 y Fig. 9 podemos
observar que el mejor tiempo de mezclado a un 90% de homogeneización, y un tiempo de
circulación de líquido se obtiene hasta 1 vvm.
El tiempo de circulación en el riser y el downcomer son similares, a bajos flujos
volumétricos el tiempo de circulación depende de la velocidad del gas de riser, esta
dependencia se ve reducida a medida que aumenta el flujo volumétrico de aire.
Además, en un estudio realizado Contreras, et.al., 1999 se corrobora lo que se observa
en este estudio en el régimen heterogeneo (III), tanto en timepo de circulacion y tiempo de
mezclado, cuando el tamaño de poro incrementa, el diámetro de burbuja y la velocidad del
riser incrementan y el gas recircula menos, lo permite que las densidades del riser y
downcomer incrementen, y por lo tanto el tiempo de circulación sea disminuido.
Con lo anterior, se esperaría que los difusores estrella y cruz tuviesen menor hold up en
comparación con el difusor de vidrio poroso, el cual no sería tan sensible en este aspecto a
los cambios de flujo volumétrico de aire. Para fines de este estudio el hold up, característica
hidrodinámica que permite una mejora en el coeficiente de transferencia de masa, fue
determinado en este trabajo.
Hold up
La determinación del hold up se realizó por diferencias de alturas del volumen del líquido
operativo (17 Litros) aireado y el volumen del líquido sin airear.
En la Fig. 10, se muestran los resultaos obtenidos. En el eje de las ordenadas se
presentan los valores del Hold up de 0 hasta una fracción de 0.03, mientras que en el eje de
las abscisas se se presenta el flujo volumétrico de aire. Esta prueba se manejó en un rango
de 5 hasta 20 L/min (0.3-1.2 vvm). A medida que aumenta el flujo de aire, el hold up aumenta.
En el régimen de burbujeo (I) se observa una total dependencia del aire atrapado y el flujo de
aire utilizado, 5-9 L/min (0.3 a 0.6 vvm), el régimen heterogéneo (II) el hold up observado
UPIBI Página 50
aumenta de manera rápida hasta volverse casi independiente del flujo de aire. Finalmente,
en el régimen heterogéneo (III), con flujos de aire por encima de 17 L/min (1 vvm), se
observa nuevamente una dependencia del hold up y el flujo de aire.
Fig. 10. Hold up calculado para cada tipo de difusor a diferentes velocidades de aireación
El hold up cumple un rol importante, el cálculo de esta característica hidrodinámica nos
indica la cantidad de gas atrapado en un volumen del líquido. En columnas de burbujeo, uno
de los parámetros que afectan el hold up y el tiempo de mezclado es el tamaño de poro del
difusor y el área libre del difusor, en los difusores que tienen orificios con diámetros de menor
de 1 mm existe un régimen de transición entre burbujeante y el flujo heterogéneo en un
amplio intervalo de velocidades de gas superficiales, también se reporta que en
fotobiorreactores de columna de burbujeo y airlift en régimen heterogéneo el hold up total no
supera el valor de 0.1 en sistemas agua-aire (Fadavi & Chisti, 2006) (Merchuk, Contreras,
Garcia, & Molina, 1997) (Contreras, García, Molina, & Merchuk, 1999). En este trabajo, los
valores de hold up determinados para los difusores tipo cruz y estrella fueron similares
(0.0063 hasta 0.0223), mientras que el difusor de vidrio fueron de 0.0075 a 0.027, Merchuk,
et.al., 1997 reportan que difusores con pequeños tamaños de poro producen un mayor hold
up y una disminución en la velocidad, por que más gas recircula dentro del downcomer,
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debido a esto observamos valores superores de hold up para el difusor de vidrio poroso, el
cual tiene un tamaño de poro de 100-160 μm, que para los difusores tipo estrella y cruz.
El hold up (ε) para el difusor tipo estrella fue de 0.0063 a 0.0223, nótese que el
comportamiento es similar al perfil presentado para el difusor de cruz. El efecto que
esperábamos observar era precisamente el mostrado en la ¡Error! No se encuentra el
rigen de la referencia.Fig. 10, Siendo que ambos presentan el mismo tamaño de poro (1mm),
ya que el tamaño de burbuja en los difusores cruz y estrella es determinada por el poro del
difusor y entonces la similitud en los valores de hold up es debido a la coalescencia de las
burbujas. Para el difusor de vidrio poroso los valores de hold up van de 0.0075 hasta 0.0271
que es ligeramente superior a los valores obtenidos con los difusores otros dos difusores, un
menor tamaño de poro permite burbujas más pequeñas, mayor atrapamiento de gas y menor
coalescencia entre ellas, además por ser un difusor plano se observa menos pronunciado el
régimen de transición, estos resultados coinciden con el estudio de Merchuk, et.al., 1997.
En la Tabla 7 se compara el hold up en función de la velocidad superficial del riser, y se
compara los resultados obtenidos con otros trabajos realizados.
Tabla 7. Hold up a diferentes flujos volumétricos de aire, también se hace la comparación de las velocidades de líquido en el
riser reportada en literatura
Fotobiorreactor Volumen de
trabajo (L)
Velocidad superficial
del gas en el riser
(m/s)
Hold up en el
riser Referencia
Airlift tubos concéntricos 21.3 0.006-0.048 0.012-0.067 (Rengel, Zoughaib, Dron, &
Clodic, 2012)
Airlift tubos concéntricos* 13 0.001-0.20 0.001-0.014 (Merchuk, Contreras, Garcia,
& Molina, 1997)
Airlift tubos concéntricos 17 0.013-0.046 0.0063 - 0.027 Este trabajo
*hold up total
En general, valores de fracción de gas retenido y velocidades de líquido aumentan a
medida que se aumenta el flujo volumétrico. Otras características hidrodinámicas, no menos
importantes, son tiempo de mezclado, tiempo de circulación que también mejoran a flujos de
aire de 1 vvm (17 L/min). Todas estas características eran necesarias medirse para
establecer el régimen en el que se desarrollarían las cinéticas de crecimiento de C. vulgaris.
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Coeficiente volumétrico de transferencia de masa del CO2 (kLa CO2).
A partir de la metodología de desplazamiento con gases descrita anteriormente, y el
posterior ajuste de los datos oxígeno disuelto en función del tiempo a la ecuación ( 8 ) se
consiguió los valores del 𝑘𝐿𝑎 O2 mediante la pendiente, posteriormente mediante una
relación de difusividades entre el oxígeno y el dióxido de carbono se obtuvo el 𝑘𝐿𝑎 del CO2
(ver ec. ( 9 )). Finalmente, el 𝑘𝐿𝑎 total, compuesta por el 𝑘𝐿𝑎 CO2 de la zona riser y
downcomer fue obtenido al aplicar la ecuación ( 10 ).
En la Fig. 11 se presentan los valores de 𝑘𝐿𝑎 de CO2 total para los tres difusores, tipo
cruz, tipo estrella y difusor de vidrio poroso en función del flujo volumétrico de aire desde los
5 hasta los 20 L/min. También, se encuentran marcadas las zonas de burbujeo (I), transición
(II) y heterogéneo (III).
Fig. 11. Coeficiente volumétrico de transferencia de masa en función del flujo de aire (kLa), valores determinados para los
difusores tipo estrella, cruz y vidrio poroso.
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En general, en el régimen de burbujeo (I) y en el heterogéneo (II), se observa una
dependencia del coeficiente volumétrico de transferencia de masa a medida que se
incrementa el flujo volumétrico de aire (5-12 L/min). Los mejores valores de 𝑘𝐿𝑎 total de CO2
se observan entre el régimen transición II) y heterogéneo (III) con valores de hasta 29, 20 y
23 h-1 para el difusor de cruz, estrella y vidrio poroso respectivamente. Por encima de este
flujo de aire, en el régimen heterogéneo (III) el 𝑘𝐿𝑎 CO2 total decae hasta valores de 13.6 h-1.
En la Tabla 8 se presenta el 𝑘𝐿𝑎 CO2 de otros sistemas de cultivo y se comparan con los
obtenidos en este trabajo. Algunos trabajos como el de Fernandes, et.al., 2014 suelen
enriquecer la corriente de aire con CO2 a manera de mejorar la cantidad disponible para la
microalga. Es común encontrar trabajos en los cuales se enriquezca la corriente gaseosa de
un 2 al 5 %, en algunos casos hasta un 15% de CO2 (Olivieri, Salatino, & Marzocchella, 2014).
Valores de 𝑘𝐿𝑎 de hasta 0.068 se reportan en un estudio realizado por Gouveia, et.al., en el
2003, estudio realizado en un fotobiorreactor Airlift de tubo concéntrico, en el que se estudió
entre otros parámetros, el 𝑘𝐿𝑎; se observa las diferencias cuando en este reactor se cambian
las dimensiones del tubo concéntrico (o el cilindro riser), tanto en longitud y diámetro. El
resultado obtenido de esta dinámica comparativa y conociendo la geometría del sistema, las
altas velocidades de líquido y los bajos valores de hold up, se esperaban valores no tan altos
de kLa. Entonces, con la manipulación del tipo de difusor los valores de 𝑘𝐿𝑎 CO2 alcanzados
a diferentes flujos volumétricos en este trabajo se encuentran dentro del rango reportado en
literatura.
Tabla 8. Valores de kLa obtenidos de diferentes sistemas de cultivo
Tipo de fotobiorreactor Velocidad del gas
(m/s) 𝑘𝐿𝑎 (s
-1) Referencia
Airlift Split * 0.001 – 0.009 0.005 – 0.03 (Fernandes, y otros, 2014)
Airlift tubos concéntricos 0.0126 – 0.040 0.011 – 0.068 (Gouveia, Hokka, & Badino-
Jr, 2003) Airlift tubos concéntricos
agitado UGr<0.05 0.0029-0.014
(Chisti & Juaregui-Haza, 2002)
Airlift Split** 0.024 0.009 (Vega-Estrada et al, 2005)
Airlift loop externo** 0.25 0.006 (Acién Fernández et al,
2001) Columna de burbujas** 0.008 0.005 (Merchuk et al. 2000)
Airlift tubos concéntricos 0.013 – 0.046 0.003 – 0.007 Este trabajo
*Corriente de aire enriquecida 2% V/V CO2, ** adaptado de (Fernandes, y otros, 2014)
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Patrones de flujo, velocidad del gas y potencia gaseada
En el fotobiorreactor Airlift con un volumen operativo de 17 L, se realizó el seguimiento del
flujo del líquido por medio de esferas de hidrogel, esferas hidratadas previamente con agua
de la llave hasta su máxima saturación. Utilizando el difusor de vidrio y aire proveniente de
un compresor, se inició la grabación a un flujo volumétrico de aire de 5, 9,14, 17 y 20 L/min.
Posteriormente se realizó el mismo proceso para los dos difusores restantes. Se realizó la
videograbación durante 5 minutos para cada uno de los difusores y flujos volumétrico de aire
utilizados.
Para todos los difusores utilizados se observó el comportamiento característico de
movimiento de flujo de los reactores Airlift. La primer zona identificada que es llamada riser o
de ascenso, en donde el aire que entra al sistema mediante el difusor que se encuentra
debajo del tubo central, permite que el líquido sea impulsado de manera ascendente, en esta
zona la cantidad de burbujas de aire es mayor conforme se aumenta el flujo de aire. La
segunda zona identificada es la zona downcomer o descenso, en la que el líquido desciende
por las paredes externas del tubo central debido a una diferencia de densidad, ya que solo
una fracción de gas retorna embebida en el líquido. Este patrón de flujo ascendente y
descendente se observa con todos los flujos volumétricos de aire utilizados y con los tres
difusores empleados.
La Tabla 9 muestra los valores consolidados de las diferentes velocidades de gas y
potencia por unidad de volumen a los diferentes flujos de aire. En nuestro estudio, la potencia
específica estuvo en un rango de 33-134 W/m3. La velocidad del gas en la zona riser en
función del flujo volumétrico de aire fue de 0.013 a 0.053 m/s.
Tabla 9. Valores obtenidos de velocidad del gas en el riser y potencia por unidad de volumen a los diferentes
flujos volumétricos de aire.
Flujo volumétrico del aire (L/min)
Flujo de aire (min
-1)
Velocidad del gas en el riser (m/s)
Potencia por unidad de volúmen (W/m
3)
5 0.3 0.013 33 9 0.6 0.025 65
14 0.8 0.036 93 17 1.0 0.046 117 20 1.2 0.053 134
UPIBI Página 55
Cinéticas de crecimiento de Chlorella vulgaris
Por las características hidrodinámicas presentadas, se decidió establecer la cinética de
crecimiento de C. vulgaris y operar en un flujo volumétrico de aire de 17 L/min, ya que en
esta zona se encuentran los mejores valores como son hold up, tiempo de mezclado, tiempo
de circulación, velocidad de líquido y 𝑘𝐿𝑎 para el sistema airlift de tubos concéntricos y que
en teoría ofrecen las mejores condiciones a la microalga. Los resultados de las cinéticas de
crecimiento de C. vulgaris utilizando los tres difusores a 1 vvm se presentan en la Figura
12¡Error! No se encuentra el origen de la referencia..
Figura 12. Crecimiento de C. vulgaris a un flujo de aire de 1 vvm (17 L/min) utilizando los difusores tipo cruz, tipo estrella y vidrio
poroso.
En esta cinética se observa un crecimiento apropiado de C. vulgaris cuando se cultiva con
el difusor estrella y vidrio con rendimientos biomasicos de 380 y 420 mg/L respectivamente,
mientras que al utilizar el difusor de tipo cruz, la biomasa suspendida en el medio de cultivo
decae debido a un efecto de sedimentación y adhesión de la microalga en las paredes del
fotobiorreactor, el rendimiento biomásico al utilizar este difusor es de 320 mg/L. Las
productividades biomasicas son de 25, 28 y 21 mg/Ld y las productividades lipídicas de 0.45,
10 y 8 mg/Ld para el difusor de estrella, vidrio y cruz respectivamente.
0
100
200
300
400
500
600
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Bio
mas
a (m
g/L)
Tiempo (dias)
UPIBI Página 56
Bajo condiciones excedidas, por encima de un flujo de aire de 1 vvm, se decidió realizar
un cultivo a un flujo de aire de 1.2 vvm (20 L/min), el comportamiento de la microalga es
como el que se muestra en la Fig. 13, en donde las productividades biomasicas son de 4, 41
y 28 mg/Ld y la productividad lipídica es de 13, 12, 0.68 mg/Ld, para el difusor de vidrio, cruz
y estrella respectivamente.
Fig. 13. Comparativo de la cinética de crecimiento de C. vulgaris en el reactor Airlift a un flujo de aire de 20 L/min (1.2 vvm)
Finalmente, se realizó un tercer cultivo en el fotobiorreactor airlift a un flujo de aire de 0.6
vvm (9 L/min), en donde el régimen es homogéneo o de burbujeo (I), con tiempos de
mezclado de 21 segundos, velocidad de líquido bajas, por ejemplo 0.35 m/s, 𝑘𝐿𝑎 de
aproximadamente 16 h-1, dependiendo del tipo de difusor utilizado; bajo estas condiciones
hidrodinámicas el crecimiento de C. vulgaris se ilustra en la Fig. 14. Se obtuvo una
productividad biomásica de 28, 2 y 12 mg/Ld y la productividad lipídica de lipídica 2, 8 y 0.87
mg/Ld para el difusor de vidrio, cruz y estrella respectivamente.
En la Tabla 10 se hace la comparación de la productividad biomásica de Clorella vulgaris
y el tipo de sistema en el que fue cultivada.
0
100
200
300
400
500
600
700
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Bio
mas
a p
eso
se
co (
mg/
L)
Tiempo (dias)
UPIBI Página 57
Fig. 14. Cinética de crecimiento de C. vulgaris cultivada en el fotobiorreactor Airlift, a un flujo de aire de 0.6 vvm (9 L/min)
utilizando los difusores tipo cruz, tipo estrella y difusor de vidrio poroso.
Los resultados de productividad biomásica (Qx) es inferior a los reportados en literatura,
como se puede observar en la Tabla 10, se obtuvo una productividad máxima de 0.043 gL-
1d-1. Para corroborar la limitación de Nitrógeno en las cinéticas de C. vulgaris en el reactor
airlift se realizó un balance de masa en términos de Nitrato de Sodio y CO2. Utilizando la
ecuación de la microalga Chlorella vulgaris 𝐶𝐻1.776𝑂0.459𝑁0.148𝑆0.006𝑃0.010 (Hadj-Romdhane, et.
al.,2012), se obtuvo la cantidad teórica necesaria de Nitrato de sodio y la cantidad de CO2
para producir un gramo de microalga:
𝐶 = 12 ∗ 1 = 12 𝑔𝐶/𝑚𝑜𝑙 𝐻 = 1 ∗ 1.776 = 1.776 𝑔𝐻/𝑚𝑜𝑙 𝑂 = 16 ∗ 0.459 = 7.344 𝑔𝑂/𝑚𝑜𝑙 𝑁 = 14 ∗ 0.148 = 2.072 𝑔𝑁/𝑚𝑜𝑙 𝑆 = 32 ∗ 0.006 = 0.192 𝑔𝑆/𝑚𝑜𝑙 𝑃 = 31 ∗ 0.017 = 0.527 𝑔𝑃/𝑚𝑜𝑙 Total: 23.915 𝑔 𝐵𝑖𝑜𝑚𝑎𝑠𝑎/𝑚𝑜𝑙
0
100
200
300
400
500
600
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Bio
mas
a p
eso
se
co (
mg/
L)
Tiempo (dias)
𝑓𝑁 =2.072 𝑔𝑁/𝑚𝑜𝑙
23.915 𝑔𝐵𝑖𝑜𝑚𝑎𝑠𝑎/𝑚𝑜𝑙= 0.086 gN/g Biomasa
𝑓𝑁 =12 𝑔𝐶/𝑚𝑜𝑙
23.915 𝑔𝐵𝑖𝑜𝑚𝑎𝑠𝑎/𝑚𝑜𝑙= 0.5 gC/g Biomasa
UPIBI Página 58
Habiendo calculado las fracciones de Nitrógeno (𝑓𝑁) y de carbono (𝑓𝐶) en biomasa, se
realizó el cálculo de CO2 así como de NaNO3 teórico requerido de la siguiente manera:
Para C en CO2:
(44 𝑔 𝐶𝑂2/𝑚𝑜𝑙
12 𝑔𝐶/𝑚𝑜𝑙) (0.5
𝑔 𝐶
𝑔 𝐵𝑖𝑜𝑚𝑎𝑠𝑎) = 𝟏. 𝟖𝟑 𝒈𝑪𝑶𝟐/𝒈 𝑩𝒊𝒐𝒎𝒂𝒔𝒂
El inverso de 1.83 g CO2 nos da la cantidad de biomasa teórica a obtener por gramo de
CO2. Este valor es de 0.54 g Biomasa/g CO2.
Para N en NaNO3:
(85 𝑔 𝑁𝑎𝑁𝑂3/𝑚𝑜𝑙
14 𝑔𝑁/𝑚𝑜𝑙) (0.0.86
𝑔 𝑁
𝑔 𝐵𝑖𝑜𝑚𝑎𝑠𝑎) = 0.52 𝒈𝑵𝒂𝑵𝑶𝟑/𝒈 𝑩𝒊𝒐𝒎𝒂𝒔𝒂
De igual manera que para el carbono, el inverso de 0.52 g NaNO3 nos da la cantidad de
biomasa teórica a obtener por gramo de NaNO3. Este valor es de 1.92 g Biomasa/g NaNO3
Tabla 10. Productividad biomásica de C. vulgaris reportadas en literatura. Comparativo cuando la microalga es cultivada en
diferentes tipos de fotobiorreactores.
*Adaptado de (Olivieri, Salatino, & Marzocchella, 2014), **Este trabajo
Con este balance se observó que existe limitación por nutriente, el nitrato. El medio de cultivo BBM contiene 0.25 g/L de NaNO3, mientras que el rendimiento teórico indica que se requieren alrededor de 0.5 g/L de NaNO3 para obtener un gramo de biomasa. Para corroborar esto, se realizó cinéticas en matraz a diferentes concentraciones de nitrato de sodio partiendo del medio STD con una concentración de 0.25 g/L, las demás concentraciones fueron de 0.125 g/L (-50%), 0.325 g/L (+50%), 0.5 g/L (+100%), 0.125 g/L(+150%).
Configuración Qx (g L-1 d-1) *Flash LED 2.1 *Unidad de ultrafiltración y LED 14 *Airlift Flat 2.6 *Mezclador tubular 0.7 **Airlift tubos concéntricos 0.043
UPIBI Página 59
Fig. 15. Cinética de crecimiento de C. vulgaris en matraz, cultivadas en medio BBM a cinco diferentes concentraciones de NaNO3.
Tabla 11. Resumen del crecimiento de C.vulgaris en medio BBM a diferentes concentraciones iniciales de
NaNO3 ,cinéticas realizadas en matraz a condiciones controladas de temperatura (20±2 °C), fotoperiodos (12x12).
std -50 50% 100% 150%
Xmax(mg/L) 915 809 1072 930 889
Q x(mg/Ld) 40 40 58 48 45
Clorofila a (mg/L) 27 9 34 34 33
Clorofila b (mg/L) 7 2 23 16 13 Clorofila a+b
(mg/L) 35 11 57 51 46
Lípidos(mg/L) 167 199 264 292 228 Prod.
Lípidos(mg/Ld) 11 13 18 19 15 fraccion
lipidica(w/w) 0.012 0.016 0.016 0.021 0.017
0.0
0.2
0.4
0.6
0.8
1.0
1.2
0 2 4 6 8 10 12 14 16
Bio
mas
a (g
/L)
Tiempo (dias)
STD
-50%
50%
100%
150%
UPIBI Página 60
9. CONCLUSIÓN
Se concuerda con otros autores la presencia de tres régimen de flujo, el régimen
homogéneo (o burbujeo), uno de transición y un régimen heterogéneo. En general, los
valores más altos de 𝑘𝐿𝑎 (17-24 h-1) se encontraron a flujos de aire alrededor de 1vvm (17
L/min), entre el régimen de transición y heterogéneo.
La relación geométrica Ar/Ad del fotobiorreactor Airlift de tubos concéntricos permite tener
velocidades de líquido altos, bajos tiempos de mezclado (16-21 segundos para un porcentaje
de homogeneización del 90%) así como tiempos de circulación bajos (4-7 segundos), los
valores de hold up se encuentran dentro de los reportados. En el rango de flujo volumétrico
utilizado en este trabajo se calculó la potencia gaseada por unidad de volumen que fue de
33-134 W/m3.
Sobre las cinéticas de C. vulgaris, se alcanzó productividad biomásica de hasta 40 mg L-
1d-1, existiendo limitación por nitrógeno siendo corroborado por cinéticas de crecimiento de C.
vulgaris en matraz a diferentes concentraciones de Nitrato de sodio y los balances teóricos
con la ecuación de la microalga C. vulgaris.
La productividad biomásica de C. vulgaris no es un efecto aislado del 𝑘𝐿𝑎, se requiere de
otras características hidrodinámicas que provean las condiciones necesarias, como son un
buen mezclado, suspensión de la microalga y exposición de la misma a la fuente lumínica
mediante los periodos de exposición en las zonas obscuras e iluminadas, inclusive el tipo de
poro en el dispersor utilizado, entre otras.
UPIBI Página 61
10. REFERENCIAS
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Anexo I Cinética de Clorella vulgaris en matraz bafleado y medio
BBM a diferentes concentraciones de nitrato
La cinética de Chlorella vulgaris se llevó a cabo en matraz bafleado en condiciones
controladas de temperatura (20 ± 2°C), iluminación (100 μmol m-2 s-1), agitación orbital (140
rpm) y fotoperiodos de 12x12 horas, ver Fig. 16. El crecimiento de esta microalga se evaluó
en un total de 200 mL de medio BBM estéril (10% volumen de inoculo de Clorella vulgaris
desarrollada como cultivo semilla para matraz) a concentraciones de Nitrato de Sodio
(NaNH3) de 0.25, 0.125, 0.375, 0.5, 0.625 g/L. Los quince matraces bafleados fueron
etiquetados como se indica en la Tabla 12 y durante 15 días se monitoreó la densidad óptica,
así como el consumo de Nitratos por el método de Nitración de fenildisulfónico, además de
extracción de lípidos por extracción con solventes.
Tabla 12 Codificación de los matraces bafleados con medio BBM a diferentes concentraciones de Nitratos.
CODIFICACION STD -50% +50% +100% +150%
Concentración de NaNO3 (mg/L) 0.25 0.125 0.375 0.5 0.625
Cantidad de Matraz 3 3 3 3 3
Fig. 16. Cinética de Chlorella vulgaris en matraz bafleado, con medio BBM a diferentes concentraciones de nitrato.
UPIBI Página 66
Resultados adicionales en la cinética de crecimiento de Chlorella vulgaris en
matraz bafleado a diferentes concentraciones de Nitrato de sodio.
Cinéticas de crecimiento de Chlorella vulgaris en matraz bafleado fueron llevadas a cabo,
se realizó cinco cineticas, por triplicado, con cinco diferentes concentraciones de Nitrato de
Sodio (NaNO3) inicial, 0.25, 0.125, 0.375, 0.50 y 0.625 g/L; la variación se realizó con base al
estándar de BBM. Un total de 15 matraz bafleados con 200 mL de medio de cultivo e inóculo
de Chorella vulgaris se desarrollaron y monitorearon durante 15 días.
En la Fig. 17, se observa que el crecimiento de Chlorella vulgaris durante 15 dias, el
crecimiento es similar para la mayoría de las cinéticas y para las diferentes concentraciones
de Nitrato de Sodio (NaNO3), resalta la cinetica b, que es cuando se utiliza 0.375 g/L de
NaNO3, el crecimiento observado es por encima de las demás cineticas.
Fig. 17. Cinética de crecimiento de Chlorella vulagaris a concentración estándar de NaNO3 en medio BBM (0.25 g/L), y
cambiando la concentración inicial de NaNO3 a valores de 0.125, 0.375, 0.500, 0.625 g/L en el medio BBM.
UPIBI Página 67
Pigmentos como la clorofila a y la clorofila b, así como el conjunto de estas dos fue
determinado. También se consideró en el análisis, la cuantificación de lípidos finales para
todas las cinéticas en matraz. Los resultados obtenidos se presentan en la Fig. 18, mientras
que en la Tabla 11 se presenta los resultados consolidados con respecto a biomasa, clorofila
y lípidos totales al final de las cinéticas. Se puede observar en el gráfico de abajo que los
productos representados, a excepción de la cinética a, al ser comparados con el estándar
presentan cantidades mayores. Se ha reportado que cuando hay privación de nutrientes,
como el NaNO3, se ve favorecida la producción de lípidos. Este resultado es acorde con lo
reportado por otros autores si se compara la cinética estándar (std) con la cinética -50%. Se
observa un amento de un 16% de lípidos por encima del estándar en las condiciones
manejadas en este trabajo.
Las cinéticas +50%, +100% y +150%, que presentan concentraciones de NaNO3 iniciales
de 0.375, 0.5 y 0.625 mg/L tuvieron un mayor contenido de los productos en comparación
con el estándar de BBM. Sin embargo, la mayor cantidad de lípidos se observa en la cinética
c. Los lípidos son importantes determinarlos debido a la importancia de este producto que,
por medio de un proceso de esterificación puede llevarse a la conversión de biocombustibles
como el biodiesel. Cabe recalcar, que para que esto sea posible, la microalga debe cumplir
con la cantidad y calidad de lípidos que puedan ser esterificados. Los lípidos no polares son
los más solicitados para este proceso. En las cinéticas en matraz, así como en las cinéticas
en el reactor, solo se determinó la cantidad de lípidos totales, no se caracterizó el tipo de
lípidos contenidos.
En el caso de la clorofila a, clorofila b y clorofila a + b, los valores obtenidos son similares.
La cantidad de clorofila está relacionada directamente con la biomasa, a mayor cantidad de
biomasa, hay mayor cantidad de clorofilas. Sin embargo, esta cantidad puede variar
dependiendo de las condiciones de iluminación. La clorofila, es un pigmento, que permite
absorber la energía de la luz y que esta sea dirigida en energía dentro de la célula por medio
de la cadena de transporte de electrones. No obstante, se puede inducir a las microalgas
para la producción de clorofila, ya que a condiciones de iluminación baja la producción de
clorofila es mayor puesto que requiere mayores receptores para captar la poca energía
lumínica a las que son sometidas. Entre mayor cantidad de clorofilas tenga la microalga es
mejor, ya que así pueden adaptarse mejor en condiciones de cultivo outdoor.
UPIBI Página 68
Fig. 18. Cuantificación de clorofila a, b y a + b, así como los lípidos totales al final de las cinéticas de Chlorella vulgaris cuando se
tienen diferentes concentraciones iniciales de NaNO3 en medio BBM.
0
50
100
150
200
250
300
350P
rod
uct
os
(mg/
L)
Cineticas de C.vulgaris a diferentes concentraciones iniciales de NaNO3
Clorofila a
Clorofila b
clorofila a+b
Lípidos
UPIBI Página 69
Anexo II Cuenta en cámara de Neubawer, determinación de nitratos,
Clorofila y condiciones de cultivos semilla de Chlorella vulgaris
Conteo celular en cámara de Neubawer.
Del cultivo, una muestra se colocó en la cámara de Neubawer. Se realizó el conteo de las
células de Chorella vulgaris en las cuatro esquinas y en el centro del cuadro central.
Considerando esto, además de la dilución (fd) y la profundidad de la cámara, las células por
mililitro se calcularon de la siguiente manera:
( 14 )
(𝐶𝑒𝑙𝑢𝑙𝑎𝑠 𝑐𝑜𝑛𝑡𝑎𝑑𝑎𝑠 ∗ 5 ∗ 10000)𝑓𝑑 = #𝑐𝑒𝑙𝑢𝑙𝑎𝑠 /𝑚𝐿
Cuantificación de Nitratos por el método de Nitración del fenildisulfónico.
La cuantificación de Nitratos se realizó por el método de Nitración del fenildisulfónico. Se
centrifugó 1 mL de medio de cultivo a 13 000 rpm por 5 minutos. Del sobrenadante se
tomó 0.5 mL y se colocó en un tubo de ensaye, esta muestra se secó en una estufa a
100°C. Posteriormente, la muestra seca y a temperatura ambiente se le adicionó 0.5
mL de ácido 2,4-fenoldisulfonico. A la muestra, dentro de un baño maría de agua fría,
se le agregó 2.2 mL de hidróxido de potasio 12 N (KOH 12N), bajo estas condiciones
de basicidad es común observar una disolución color amarillo pálido, esta disolución
se recuperó en celdas de plástico y se leyó en el espectrofotómetro Genesis 10S UV-
VIS a una longitud de onda de 410 nm.
Fig. 19. Reacción de nitrificación del fenildisulfónico y medición de nitratos por espectrofotometría
Extracción y cuantificación de clorofila a y clorofila b.
a) b)
UPIBI Página 70
La extracción de clorofila se realizó por extracción con solvente Metanol 99.8% Marca
High purity grado analítico. Se tomó 10 mL del cultivo celular, se centrifugó a 6000 rpm
durante 1 minuto y se descartó el sobrenadante. A la pastilla celular se le agregó 2.5 mL de
solvente, se calentó en una baño María de agua caliente y se mantuvo a una temperatura de
60°C durante 10 minutos, se dejó enfriar la muestra a temperatura ambiente, se llevó a un
volumen de 5mL con el solvente. Debido a que la clorofila es un pigmento lábil, la muestra se
mantuvo protegida de la luz durante el proceso,
Se recuperó 1 mL del extracto metanólico obtenido y se tomó la lectura de absorbancia
en el espectrofotómetro Genesis 10S UV-VIS a las longitudes de onda de 650 y 665 nm. La
clorofila a y b se determinó mediante los valores de absorbancia de la siguiente manera:
( 15 )
𝐶𝑙𝑜𝑟𝑜𝑓𝑖𝑙𝑎 𝑎 = (16.5 ∗ 𝐴665) − (8.3 ∗ 𝐴650)
( 16 )
𝐶𝑙𝑜𝑟𝑜𝑓𝑖𝑙𝑎 𝑏 = (33.8 ∗ 𝐴650) − (12.5 ∗ 𝐴665)
( 17 )
𝐶𝑙𝑜𝑟𝑜𝑓𝑖𝑙𝑎 𝑎 + 𝑏 = (4.0 ∗ 𝐴665) − (22.5 ∗ 𝐴650)
Fig. 20. a) Extracción metanólica y b) cuantificación de la clorofila a y b de Chlorella vulgaris por espectrofotometría.
a) b)
UPIBI Página 71
Crecimiento de Chorella vulgaris como cultivo semilla para inoculación en matraz.
La microalga Clorella vulgaris se hizo crecer en 300 mL de medio BBM en condiciones
controladas de temperatura (20 ± 2°C), iluminación (100 μmol m-2 s-1), agitación orbital (140
rpm) y fotoperiodos de 12x12 horas hasta que alcanzó una densidad óptica de 0.7 de
absorbancia a una longitud de onda de 600 nm. Una vez alcanzada esta densidad óptica, se
centrifugó los 300mL a 6000 rpm durante 15 minutos, se eliminó el sobrenadante y se re
suspendió la pastilla celular con agua destilada. Este proceso de lavado celular se repitió dos
veces más para eliminar residuos del medio de cultivo, se recuperó los 300 mL de células
suspendidas en agua destilada, con estas células se inició la cinética con medio BBM a
diferentes concentraciones de Nitrato.
Anexo II Gráficos de oxígeno disuelto en función del tiempo
A.0 Oxígeno disuelto en la zona riser (línea continua) y downcomer (línea punteada) al
utilizar diferentes un flujo de aire de 1.2 vvm, se comparan los tres difusores, estrella, cruz y
vidrio poroso
Fig. 21. Comportamiento del oxígeno disuelto con respecto del tiempo, se obtienen los perfiles de cambio en la zona riser (línea
continua) y downcomer (línea punteada) para los difusores de acero inoxidable estrella (color rojo) y cruz (color azul), y para el
difusor de vidrio poroso (color negro), el comparativo se realiza a un flujo de aire de 1.2 vvm.
A.1 Oxígeno disuelto en la zona riser (línea continua) y downcomer (línea punteada) al
utilizar diferentes flujos de aireación (0.3, 0.5,0.8 y 1.2 vvm) y tres tipos de difusores (estrella,
cruz y vidrio pororoso)
Fig. 22. Comportamiento del oxígeno a flujos de aireación de a) 0.3, b) 0.5, c) 0.8 y d) 1.2 vvm. Se utilizó tres tipos de difusores,
el difusor en forma de estrella (color rojo), difusor en forma de cruz (color azul) y el difusor de vidrio poroso (color negro). Se
presenta el comportamiento de los valores de oxígeno disuelto observados en la zona riser (línea continua) y el downcomer (línea
punteada) para cada uno de los difusores y flujos de aire antes mencionados.
1.2 vvm
0.8 vvm
0.6 vvm 0.3 vvm a)
b)
c) d)
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A.2. Oxígeno disuelto en la zona riser (línea continua) y downcomer (línea punteada) al
utilizar diferentes flujos de aireación (0.3-1.2 vvm) y el difusor tipo estrella
Fig. 23. Desplazamiento del Nitrógeno por oxígeno en medio BBM, mediciones realizadas en Oxígeno disuelto (ppm) en
función del tiempo utilizando el difusor de estrella y flujos de aire de 0.3, 0.6, 0.8 1.0 y 1.2 vvm. Mediciones realizadas en la zona
riser (línea continua) y en la zona downcomer (línea punteada).
0.3 vvm
0.5 vvm
0.8 vvm
1 vvm
1.2 vvm
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A.3. Oxígeno disuelto en la zona riser (línea continua) y downcomer (línea punteada) al utilizar
diferentes flujos de aireación (0.3-1.2 vvm) y el difusor tipo cruz
Fig. 24. Desplazamiento del Nitrógeno por oxígeno en medio BBM, mediciones realizadas en Oxígeno disuelto (ppm) en
función del tiempo utilizando el difusor de cruz y flujos de aire de 0.3, 0.6, 0.8 1.0 y 1.2 vvm. Mediciones realizadas en la zona riser
(línea continua) y en la zona downcomer (línea punteada).
0.3 vvm
0.5 vvm
0.8 vvm
1 vvm
1.2 vvm
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Oxígeno disuelto en la zona riser (línea continua) y downcomer (línea punteada) al utilizar
diferentes flujos de aireación (0.3-1.2 vvm) y el difusor de vidrio poroso
Fig. 25. Desplazamiento del Nitrógeno por oxígeno en medio BBM, mediciones realizadas en Oxígeno disuelto (ppm) en función
del tiempo utilizando el difusor de vidrio poroso y flujos de aire de 0.3, 0.6, 0.8 1.0 y 1.2 vvm. Mediciones realizadas en la zona riser
(línea continua) y en la zona downcomer (línea punteada).
0.3 vvm
0.5 vvm
0.8 vvm
1 vvm
1.2 vvm
