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Universidad de Antofagasta Facultad de Recursos del Mar Departamento de Acuicultura
“Crecimiento y capacidad de biorremediación de Chlorella vulgaris cultivada en aguas residuales generadas en la producción de Seriola lalandi
(Valenciennes, 1833)”
SEMINARIO PARA OPTAR AL TITULO DE: INGENIERO EN ACUICULTURA
ALUMNO:
ROBERTO ANDRES PIZARRO HUERTA
PROFESOR ORIENTADOR: DR. ROBERTO OMAR RAMOS DIAZ
Contacto: [email protected]
ANTOFAGASTA 2012
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Índice
1. RESUMEN 1
1. ABSTRACT 2
2. INTRODUCCIÓN 3
3. OBJETIVOS 6
3.1 Objetivo General 6
3.2Objetivos Específicos 6
4. MATERIALES Y MÉTODOS 7
4.1. Local y Periodo de experimentación 7
4.2. Material Biológico 7
4.3. Obtención del Efluente 8
4.4. Condiciones de Cultivo 8 4.4.1 Masificación 8 4.4.2 Crecimiento y eficiencia de remoción de nutrientes. 9
4.5 Procedimientos Experimentales 11 4.5.1 Crecimiento 11 4.5.2 Eficiencia de Remoción (ER) 12 4.5.3 Determinación de Amonio (NH!!), Nitrito (NO2 ) Nitrato (NO3) Y Fosfato (PO!!) 12 4.5.4 Determinación de temperatura, salinidad, pH, oxigeno disuelto (OD) e intensidad de luz 12
4.6 Análisis Estadístico 13
5. RESULTADOS 13
!!!!!5.1. Parámetros físico-químicos del efluente bruto. 13 5.1.2 Parámetros físico-químicos e intensidad de luz. Condición experimental indoor 13 5.1.3 Parámetros físico-químicos. Condición experimental outdoor 15 5.1.4 Intensidad de luz. Condición experimental outdoor 15
!!
5.2 Crecimiento. Condición experimental indoor 16 5.3 Crecimiento. Condición experimental outdoor 18 5.4 Remoción de Nutrientes en condiciones experimentales indoor y outdoor 20
6. DISCUSIÓN 25
7. CONCLUSIÓN 30
8. SUGERENCIAS 31
9. BIBLIOGRAFÍA 32 !
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Índice de figuras
Figura 1. Microalga Chlorophyta Chlorella vulgaris utilizada en los experimentos 8
Figura 2. Etapa de masificación, cultivo de Chlorella vulgaris 9
Figura 3. Crecimiento y remoción de nutrientes en condiciones indoor 10
Figura 4. Diagrama de la condición experimental indoor 10
Figura 5. Estanques de crecimiento y remoción de nutrientes en condición outdoor 11
Figura 6. Diagrama de la condición experimental outdoor 11
Figura 8. Valores promedios de intensidad de luz en condición indoor 14
Figura 7.Parámetros físico – químicos registrados en condición indoor. 14
Figura 9. Parámetros físico – químicos registrados en condición outdoor. 15
Figura 10.Valores promedios de intensidad de luz en condición outdoor. 16
Figura 11. Crecimiento (n° de cel/ mL) de Chlorella vulgaris en condición indoor 18
Figura 12. Crecimiento (n° de cel/ mL) de Chlorella vulgaris en condición outdoor 20
Figura 13. Proceso de remoción de amonio por Chlorella vulgaris en condiciones indoor y outdoor. 22
Figura 14. Proceso de remoción de Nitrito por Chlorella vulgaris en condiciones indoor y outdoor. 23
Figura 15. Proceso de remoción de Nitrato por Chlorella vulgaris en condiciones indoor y outdoor . 23
Figura 16. Proceso de remoción de Fosfato por Chlorella vulgaris en condiciones indoor y outdoor . 24
!
!!
Índice de Tablas
!Tabla 1. Crecimiento (n°cel/ mL) de Chlorella vulgaris en condiciones indoor. 17 Tabla 2. Crecimiento (n° cel/ mL) de Chlorella vulgaris en condiciones outdoor 19 Tabla 3. Eficiencia de remoción de Chlorella vulgaris en efluente 21 !
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Dedicatoria
Este seminario se lo dedico especialmente
A mis Padres Thelma y Humberto.
A mis hermanos Daniela, Javiera y Pablo.
Los quiero Inmensamente.
!!
AGRADECIMIENTOS
A mis padres quienes me criaron con esfuerzo y cariño. Que confiaron en mí, para finalizar mis estudios, que los logre gracias a su enseñanza “Que toda meta se logra con perseverancia, tenacidad y amor por uno mismo”. A mis queridos hermanos que siempre nos hemos mantenido juntos y lo estaremos en un futuro.
También Agradecer a mis amigos Sebastián Gallardo, Priscilla Mancilla y Pilar Iribarren, por los consejos técnicos acerca del seminario, por la compañía incondicional de Catherine, Daniel y Juan Pablo.
En los aspectos técnicos del seminario agradecer a Juan Morales a quien me enseño todo lo relacionado en la producción y cultivo de microalgas. A Gloria Segovia por realizar los análisis de este seminario.
Finalmente, al Profesor Orientador Dr. Roberto Ramos Díaz, quien desde un principio se mostro interesado en mi propuesta de seminario, otorgándome la completa confianza de hacer y deshacer, para que finalmente me diera cuenta en donde enfocar de una manera eficaz en el estudio de efluentes.
“Mar- Ciencia - Pasión” (Ordenes, 2003)*
*datos sin publicar
1!!
1. RESUMEN
A escala de laboratorio se evaluó el crecimiento y la eficiencia de remoción de nutrientes
disueltos en el efluente producido por la psicultura de Seriola lalandi en la Facultad de
Recursos del Mar por la microalga Chlorella vulgaris. Para el proceso de investigación se
evaluaron condiciones experimentales indoor y outdoor en un tiempo de 8 días, con un
efluente filtrado, desinfectado e inoculado con una concentración inicial de
2.06·106±4.16·103 cel/mL de Chlorella vulgaris cultivada en estanques de 50 litros de
capacidad. El diseño experimental para evaluar el crecimiento y la remoción de nutrientes
se realizo con 6 estanques para cada condición experimental (indoor y outdoor), de estos 6
estanques 3 fueron para un control de crecimiento, cultivando en estos, Chlorella vulgaris
en agua de mar filtrada, desinfectada y enriquecida con F2, mientras que los 3 estanques
restantes se cultivo Chlorella vulgaris en efluente filtrado y desinfectado en donde se
evaluó el crecimiento y la remoción de nutrientes por parte de Chlorella vulgaris. Los
resultados de crecimiento obtenidos en la condición indoor, los cultivos en efluente
alcanzaron valores máximos de 4.17·106±7.57·105 cel/mL en el día 6, crecimiento similar
en los cultivos controles que obtuvieron 4.75·106 ±2.29·105 cel/mL, mientras que en la
condición experimental outdoor el crecimiento máximo obtenido por los cultivos en
efluentes fueron de 2.81·106±2.69·105 cel/mL alcanzado en el día 2, en comparación que
los controles tuvieron un crecimiento máximo de 1.83·107 ±2.29·105 cel/mL. Los mejores
resultados de remoción de nutrientes se registraron con nitrito, alcanzando valores de
91.67% y 88.41%, en las condiciones indoor y outdoor. Por su parte, el nitrato fue
removido en un 57.47% y 29.31% para las condiciones indoor y outdoor. En cuanto a la
remoción de amonio los valores fueron de 42.22% para ambas condiciones experimentales.
Finalmente, el fosfato registro una remoción del 65.78% en indoor y un 75.78% en outdoor.
Palabras claves: Efluente, Crecimiento, Remoción, Nutriente, Chlorella vulgaris
2!!
1. ABSTRACT !
A laboratory scale assessed the growth and efficiency of removal of dissolved nutrients in
the effluent produced by the psiculture of Seriola lalandi at the School of Marine Resources
by the microalgae Chlorella vulgaris. For the research process were evaluated indoor and
outdoor experimental conditions in a time of 8 days, with an effluent filtration, disinfection,
inoculated with an initial concentration of 2.06 · 106 ± 4.16 · 103 cells / mL of Chlorella
vulgaris cultivated in ponds of 50 liters. The experimental design to assess growth and
nutrient removal was performed with 6 pools for each experimental condition (indoor and
outdoor), of these 6 pools 3 were to control growth, Chlorella vulgaris cultivated in these
filtered sea water, disinfected and enriched F2, while the 3 remaining ponds in Chlorella
vulgaris culture filtration and disinfected effluent which evaluated the growth and nutrient
removal by Chlorella vulgaris. The results obtained in growing crops in indoor condition
effluent reached maximum values of 4.17·106 ± 7.57 • 105 cells / mL on day 6, similar
growth in control cultures that were 4.75·106 ± 2.29 • 105 cells / mL, while in the outdoor
experimental condition obtained by growth of crops in effluent were 2.81• 106 ± 2.69·105
cells / mL was reached on day 2, compared to controls had a maximum growth of 1.83 · 107
± 2.29 · 105 cells / mL. The best results were recorded nutrient removal with nitrite,
reaching values of 91.67% and 88.41% in the indoor and outdoor conditions. Meanwhile,
nitrate was removed in a 57.47% and 29.31% for indoor and outdoor conditions. As for the
removal of ammonium values were 42.22% for both experimental conditions. Finally, the
phosphate removal record of 65.78% to 75.78% indoor and in outdoor.
Keywords: Effluent, Growth, Removal, Nutrient, Chlorella vulgaris
3!!
2. INTRODUCCIÓN
La acuicultura comercial se inicio en Chile en la década de los 80 coherentemente
con la política económica nacional que incentivó la actividad privada, la apertura al
comercio internacional y como respuesta a la situación de aumento de la sobreexplotación
de stocks pesqueros de las especies nativas destinadas al mercado internacional. Desde ese
entonces, la acuicultura nacional ha tenido un crecimiento sostenido ayudado por la alta
producción de los sistemas de cultivos intensivos que son los que más retornos económicos
aportan al país. La producción representada por este tipo de cultivos está estrechamente
ligada al uso de altas tecnologías y recursos humanos capacitados, que buscan cada día
optimizar aún más los procesos de producción (FAO, 2012).
Si bien desde los años 80 a la actualidad, la acuicultura intensiva en Chile ha
generado importantes beneficios económicos y sociales. Sin embargo, se reconocen pocos
avances en el uso sustentable del ambiente y equidad en el acceso a la actividad para lograr
el desarrollo sustentable (Buschman, 2001).
Como cualquier otra actividad productiva, la acuicultura no deja de generar impacto
en el medio ambiente (Vinatea, 1999). Dentro de esta realidad, el cultivo de peces y
camarones son los que más impacto provocan en el medio ambiente, debido a las
características de los efluentes generados en el proceso productivo (Paniagua-Michael &
Garcia, 2003). Entre los contaminantes ambientales más significativos se encuentran
liberación de excretas, restos de alimento y medicamentos, hasta “contaminantes genéticos”
(Prado et al, 2006). Dentro de los contaminantes mencionados, el suministro de alimento
es el principal causante del deterioro de la calidad de agua. El aporte de nutrientes en los
estanques no es del todo aprovechado y en el momento de la cosecha gran parte de la
materia orgánica es lanzada a los cuerpos de agua naturales (Boyd, 1992). En muchos
sistemas de producción en estanques, solamente el 30% de los nutrientes suministrado son
convertidos en producto, el resto es acumulado en los sedimentos o es liberado en el
efluente (Acosta-Nassar et al, 1994). Los efectos que tiene el efluente en el medio
ambiente se pueden resumir en la disminución en la concentración de oxigeno (OD),
aumento en la concentración de sólidos (SST), aumento en la demanda biológica de
oxigeno (DBO), aumento en la demanda química de oxigeno (DQO), formas de nitrógeno
4!!
(amonio, nitrito y nitrato) y fosforo, crecimiento exagerado de algas, eutrofización, entre
otros efectos.
Entre los diversos modos de tratar los efluentes y disminuir su impacto ambiental,
se incluye como piedra angular de una acuicultura responsable la utilización de buenas
prácticas en la producción de especies acuáticas, además de procesos físicos – químicos y
aplicaciones biológicas. Boyd (1992) recomienda entre las aplicaciones de buenas
prácticas, usar tasas de siembra y de alimentación no superiores a la capacidad de carga del
sistema de producción; usar practicas de alimentación conservadoras, es decir mejorar la
calidad de dietas artificiales con fuentes de nitrógeno y fosforo de alta digestibilidad
(Cho, 2001), fertilizar solamente lo necesario para promover el fitoplancton; reducir el
recambio de agua tanto como sea posible; cosechar sin drenar el estanque y pasar el
efluente por un estanque de sedimentación antes de la descarga final, para asegurar la
reducción de los sólidos disueltos (Boyd, 1992). Por su parte, las aplicaciones biológicas
consisten en el uso de humedales artificiales para la remoción de nutrientes (Sanchez-
Carillo & Alvarez-Yepiz, 2008), remoción de materia orgánica e inorgánica mediante la
utilización de moluscos filtradores (Jones et al, 2001, 2002; Mugg & Rice, 2003),
remoción de nutrientes por macroalgas y microalgas (Wong et al, 1995; Abalde et al,
1999; Pagand et al, 2000; Nelson et al, 2001), y sistemas combinados de sedimentación,
moluscos filtradores, macroalgas y microalgas (Neori et al, 1998; Jones et al, 2001; Jones
et al, 2002; Preston et al, 2003; Ramos et al, 2008).
En la actualidad el tratamiento de efluentes representa un costo y un proceso que no
generan ganancia alguna para las empresas de acuicultura, por lo tanto, la investigación
sobre este tema se debe centrar en el desarrollo de tecnologías eficientes y de bajo costo.
En ese contexto, la utilización de microalgas como organismos biorremediadores para
disminuir los productos nitrogenados en el efluente resulta eficiente (Abalde et al. 1999;
Richmond, 2004; Salazar, 2005). Las microalgas son organismos que contienen clorofila
a y otros pigmentos capaces de realizar fotosíntesis oxigénica (Abalde et al, 1999).
Actualmente el desarrollo del cultivo microalgal en altas densidades tiene un sinfín de
aplicaciones que van desde suplementos alimenticios, tratamiento de enfermedades,
obtención de pigmentos, aplicaciones biotecnológicas como la obtención de biodiesel y el
5!!
tratamiento de aguas residuales, entre otros (Abalde et al, 1999; Richmond, 2004;
Salazar, 2005).
La aplicación de microalgas en el tratamiento de aguas residuales, tiene su
antecedentes en la época de Caldewell (1940), quien reporta los primeros estudios sobre
la posibilidad de cultivos masivos de microalgas para tratar efluentes industriales (Salazar,
2005). El objetivo fundamental de la aplicación de microalgas para el tratamiento de aguas
residuales es la utilización y transformación de los nutrientes a biomasa, lo cual trae como
consecuencia, en un proceso global, la remoción de amonio, nitritos, nitratos y orto
fosfatos, el aumento del pH lo cual favorece la precipitación de los orto fosfatos, la
oxigenación del agua que favorece la oxidación de la materia orgánica, acción bactericida
reduciendo la sobrevivencia de organismos patógenos y la recuperación de CO2 liberado en
los procesos fotosintéticos, entre otros beneficios. La biomasa microalgal producida
durante este proceso representa una fuente potencial de alimento y de pigmentos para
múltiples aplicaciones (Borowitza & Borowitza, 1988).
La selección de la cepa de microalga es un aspecto muy importante si se quiere
tener un crecimiento adecuado y una óptima capacidad de remoción de los nutrientes.
Existen estudios sobre abundancia de microalgas en aguas residuales, por ejemplo,
Escorihuela (2007) en una laguna de estabilización de efluentes reportó que las
microalgas con mas abundancia en dicha laguna fueron de las divisiones Chlorophyta y
Cianophyta, encontrando valores de abundancia entre 99.5 y el 98.11%, respectivamente.
Por su parte, estudios realizados por Chacón (2004), con el objetivo de probar la eficiencia
de Chlorella sp y Scenedesmus sp, en la remoción de nitrógeno, fosforo y DQO en aguas
residuales, concluyo que la remoción de nitrógeno y el fosfato, entre 44,0% y 48,7%; y la
DQO entre 54,8% y 55,8%, favorecen el uso potencial de Chlorella sp y Scenedesmus sp,
para el tratamiento de aguas residuales.
Con la finalidad de desarrollar tecnologías eficientes y de bajo costo para la
acuicultura el siguiente estudio está orientado en evaluar la capacidad de crecimiento y
biorremediación de Chlorella vulgaris en los efluentes generados por la producción de
Seriola lalandi.
6!!
3. OBJETIVOS !
3.1 Objetivo General !
• Desarrollar tecnologías eficientes y de bajo costo para el tratamiento de aguas
residuales de la acuicultura.
3.2 Objetivos Específicos !
• Evaluar el crecimiento de Chlorella vulgaris en efluentes generados por la
producción de Seriola lalandi en condiciones indoor y outdoor.
• Evaluar la eficiencia de remoción de nutrientes de Chlorella vulgaris en
condiciones indoor y outdoor.
7!!
4. MATERIALES Y MÉTODOS
4.1. Local y Periodo de experimentación !
El proceso de experimentación se realizó desde mayo del 2011 hasta febrero del 2012,
en las dependencias del Laboratorio de Cultivo de Microalgas del Laboratorio de Estudios
en Acuicultura (LEA), de la Facultad de Recursos del Mar, Universidad de Antofagasta.
Dicho proceso se dividió en dos sub etapas como:
a. Masificación de Chlorella vulgaris
b. Crecimiento y eficiencia de remoción de nutrientes
La primera etapa se llevó a cabo desde mayo a septiembre del 2011, realizando la
masificación del material biológico en condiciones de laboratorio, hasta llegar a la
concentración de 2.06·1007±4.16·10+03 cel/mL y volúmenes requeridos, partiendo desde
cepa hasta bidón de 20 litros de capacidad.
En la segunda etapa experimental se llevo a cabo desde diciembre 2011 hasta Febrero
del 2012. En esta etapa se probó la capacidad de crecimiento y eficiencia de remoción de
nutrientes de Chlorella vulgaris en condiciones controladas de laboratorio (indoor) y en
condiciones exteriores (outdoor).
4.2. Material Biológico !
La microalga Chlorella vulgaris, (Fig. 1), fue obtenida del cepario del laboratorio de
microalgas del Departamento de Acuicultura para luego ser masificada hasta llegar a
cultivos en bidones de 20 litros.
8!!
!
Figura 1. Microalga Chlorophyta Chlorella vulgaris utilizada en los experimentos (disponible sitio: http://botany.natur.cuni.cz/algo/CAUP/H1998_Chlorella_vulgaris.htm)
4.3. Obtención del Efluente !
El efluente para la segunda etapa de experimentación se obtuvo a partir de la
piscicultura de reproductores de dorado Seriola lalandi localizado en la Facultad del Mar
(FAREMAR). En esta piscicultura se encontraban 12 reproductores con un peso promedio
15 kilogramos, que eran mantenidos en un estanque de tipo australiano de 180 !!.
La obtención del efluente fue mediante una bomba sumergible ubicada en la cámara de
descarte del estanque de los reproductores. Desde allí se bombearon 264 litros de efluente,
utilizados solo una vez, que representaron el volumen total necesario para realizar la
segunda etapa de experimentación. Posteriormente, el efluente fue filtrado a 1µ,
desinfectado con cloro y neutralizado con tiosulfato de sodio.
4.4. Condiciones de Cultivo !
4.4.1 Masificación
La masificación de Chlorella vulgaris fue, desde cepa a bidón de 20 L en condiciones
controladas de aireación y una intensidad lumínica constante de 15.71±1.09 µmol/m!/seg.
Para lograr este cultivo, se inoculó la cepa en matraces de 2 L con agua de mar filtrada a 1µ
autoclavada y enriquecida con medio de cultivo general F2 (Guillard, In: Stein, 1979),
posteriormente se siguió el crecimiento durante 10 días, finalizando cuando los matraces
9!!
alcanzaron el crecimiento exponencial. Luego los matraces que registraron un crecimiento
exponencial con una concentración de 2.01·106 cel/ml aproximadamente, fueron
inoculados en bidones de 20 litros con agua filtrada a 1µ, desinfectada con cloro y
neutralizada con tiosulfato de sodio, enriquecida con medio de cultivo general F2
(Guillard, In: Stein, 1979). Este cultivo también estuvo en condiciones controladas de
aireación e intensidad de luz constante de 15.71±1.09 µmol/m!/seg. El crecimiento fue
monitoreado por 10 días. Aquellos que se encontraban en la fase exponencial, fueron
desdoblados y mantenidos en un stock de 80 litros de biomasa microalgal con una
concentración de 2.06·107±4.16·103 cel/mL.
El volumen del inoculo para los matraces y bidones fue del 10% del volumen total del
recipiente (Fig. 2)
!
Figura 2. Etapa de masificación, cultivo de Chlorella vulgaris en bidones de policarbonato
con capacidad de 20 L.
!
4.4.2 Crecimiento y eficiencia de remoción de nutrientes.
En la determinación del crecimiento y remoción de nutrientes se utilizaron 12 estanques
cilindro cónicos transparentes de 50 litros de capacidad, utilizando un volumen de 44 L. El
experimento se realizó en dos condiciones experimentales, indoor y outdoor. El diseño
experimental para evaluar el crecimiento y la remoción de nutrientes se realizo con 6
estanques para cada condición experimental (indoor y outdoor), de estos 6 estanques, 3
fueron para un control de crecimiento, cultivando en estos Chlorella vulgaris en agua de
mar filtrada, desinfectada y enriquecida con medio de cultivo general F2, mientras que los
10!!
3 estanques restantes se cultivo Chlorella vulgaris en efluente filtrado y desinfectado en
donde se evaluó el crecimiento y la remoción de nutrientes por parte de Chlorella vulgaris.
(Fig. 3, 4, 5 y 6).
!
Figura 3. Crecimiento y remoción de nutrientes en condiciones indoor
Figura 4. Diagrama de la condición indoor
11!!
!
Figura 5. Estanques de crecimiento y remoción de nutrientes en condición outdoor.
Figura 6. Diagrama de la condición experimental outdoor
!
4.5 Procedimientos Experimentales
4.5.1 Crecimiento
Para las etapas de masificación, crecimiento y remoción de nutrientes, se utilizó el
método de recuento celular mediante la cámara de Neubauer. Las muestras para el recuento
12!!
celular eran extraídas cada dos días de cultivo en tubos Eppendorf de 50 mL. Una vez
extraídas las muestras de las unidades experimentales se colocaba 1mL en la cámara de
Neubauer para realizar el contaje utilizando un microscopio con un aumento de 40x.
El procedimiento para cuantificar la concentración celular fue el siguiente:
Concentracion!celular !"#!" =!"!!"!!"!!"
! ∗ 1 · 10!, donde
C= Numero de células por cuadro, de medida de 1mm por lado.
4.5.2 Eficiencia de Remoción (ER)
Para evaluar la eficiencia de remoción de nutrientes se utilizó la relación propuesta por
Paniaguia-Michel & García (2003):
ER (%) = !"!!"!" ∗ 100, donde
Ca= Concentración del Afluente
Ce= Concentración del Efluente
4.5.3 Determinación de Amonio (!!!!), Nitrito (!!!), Nitrato (!!!) y Fosfato (!!!!) !
Para la determinación de la eficiencia de remoción de nutrientes, se extrajeron
muestras de 50 mL cada dos días de cultivo, para luego ser centrifugadas a 2000 G por 5
minutos en una centrifuga Eppendorf modelo 5804, el sobrenadante se analizó en el
Laboratorio de Análisis Químicos del LEA, utilizando un test de análisis en cubetas de
Merk!", para ser finalmente leído en un fotocolorímetro Nova 60 Espectroquant.
4.5.4 Determinación de temperatura, salinidad, pH, oxigeno disuelto (OD) e
intensidad de luz
Los parámetros de temperatura (Tº), salinidad (‰), pH y oxígeno disuelto (OD),
fueron medidos todos los días en la etapa de crecimiento y remoción de nutrientes,
13!!
mediante la utilización de un equipo multiparámetro HANNA Instruments modelo HI9828,
para la medición de intensidad de luz se utilizó un Luxómetro HANNA modelo HI97500.
4.6 Análisis Estadístico !
En el análisis estadístico de los resultados fue utilizado el software Assistat versión
7.5 beta (Silva & Azevedo, 2006).
Se aplicó el análisis de varianza (ANOVA) de una vía para determinar diferencias
significativas en los resultados de crecimiento y eficiencia de remoción. Cuando se verificó
diferencias significativas entre los tratamientos se aplicó el test de TUKEY (P<0.05). El
análisis estadístico para los resultados de crecimiento y remoción de nutrientes se realizó
comparando los resultados día a día, tanto en las condiciones indoor como en la outdoor.
5. RESULTADOS
5.1. Parámetros físico-químicos del efluente bruto.
En el efluente bruto, antes de ser filtrado, desinfectado y neutralizado con tiosulfato
de sodio, se controlaron los parámetros físico químicos, oxigeno disuelto, pH, temperatura
y salinidad, registrando valores de 4.8 mgO2/L, 8.30, 27.26ºC y 35.03‰, respectivamente.
!
5.1.2 Parámetros físico-químicos e intensidad de luz. Condición experimental
indoor
Los parámetros físico-químicos fueron medidos diariamente a las 11:00, 16:00 y
18:00 h, respectivamente (Fig. 7). En la condición indoor los parámetros de oxígeno
disuelto (OD), pH, temperatura (Cº) y salinidad (‰), se mantuvieron estable a lo largo del
experimento. Los valores promedio de oxigeno disuelto fueron de 5.37±0.16 mgO2/L, el pH
alcanzó 8.32±0.06, la temperatura alcanzó 27.26±0.05ºC y la salinidad registró un valor
promedio de 36.34±0.05‰. Mientras que la intensidad de luz tuvo un comportamiento
estable registrando 15.71±0.005 µmol/m2/s (Fig. 8).
14!!
!
Figura 8. Valores promedios de intensidad de luz durante en el día medida en µmol/m2/s. En condición indoor
!
!
!
0!2!4!6!8!10!12!14!16!18!20!
11:00! 15:00! 18:00! 20:00! 11:00! 15:00! 18:00! 20:00! 11:00! 15:00! 18:00! 20:00!
Intensidad
!de!Luz!
Horas!del!Dia!
11:00!
16:00!
18:00!
0!
5!
10!
15!
20!
25!
30!
35!
40!
Salinidad! Temperatura! Ph! Oxigeno!Disuelto!
11:00!
16:00!
18:00!
Figura 7. Parámetros físico – químicos registrados en condición indoor, en diferentes horas de día
15!!
5.1.3 Parámetros físico-químicos. Condición experimental outdoor
!
Al igual que la condición experimental anterior, se siguió la misma frecuencia de
tiempo en las mediciones de los parámetros físico-químicos. En esta condición
experimental los parámetros de oxígeno disuelto (OD), pH, temperatura (Cº) y salinidad
(‰), registraron variaciones a lo largo del tiempo. Los valores alcanzados para el oxigeno
disuelto alcanzaron un valor mínimo 4.06±0.57 mg O2/L a las 18:00 h y 5.40±0.30 mg O2/L
como valor máximo las 11:00 h, por su parte el pH varió entre 8.14±0.19 a las 16:00 h y
9.81±0.14 a las 18:00 h, la temperatura alcanzó un valor mínimo de 27.93±2.19ºC y un
máximo de 39.52±0.75ºC, la salinidad registró un valor mínimo y máximo de 36.25±0.16 y
38.65±0.36‰, respectivamente. (Fig.9)
!
Figura 9. Parámetros físico – químicos registrados en la condición outdoor, en diferentes horas de día
!
5.1.4 Intensidad de luz. Condición experimental outdoor !
Los resultados de intensidad de luz en la condición experimental outdoor, se
muestran en la figura 10.
11:00!
16:00!
18:00!
0!
10!
20!
30!
40!
Salinidad! Temperatura! Ph! Oxigeno!disuelto!
11:00!
16:00!
18:00!
16!!
Los valores más elevados de la intensidad de luz fueron registrados a las 11:00 y
15:00 h con 1508.12 ± 25.51 y 1672.25 ± 22.69 µmol/m2/s, respectivamente. Mientras que
los menores valores fueron registrados a las 18:00 y 20:00 h con 755.17±69.92 y
164.946±6.65 µmol/m2/s respectivamente, como se aprecia en la figura 10.
!
Figura 10.Valores promedios de intensidad de luz durante en el día medida en µmol/m2/s. En condición Outdoor
!
5.2 Crecimiento. Condición experimental indoor !
Los resultados de crecimiento en la condición experimental indoor, se muestran en
la Tabla 1 y Figura 11.
Con los datos de crecimiento se elaboró una ecuación de regresión entre la
concentración celular y los días de cultivo. Verificándose que la relación entre las dos
variables es lineal. Y fue representada por la ecuación Y= 0.601x+2.044 con un índice de
correlación positivo r2= 0.9148 para el cultivo control, (cultivo con F2), mientras que el
cultivo con efluentes fue definido por la ecuación Y= 0.27x+1.87 con un índice correlación
positivo r2= 0.7866 (Fig.11).
0!
200!
400!
600!
800!
1000!
1200!
1400!
1600!
1800!
2000!
Intensidad
!de!Luz!
Horas!del!dia!
17!!
El cultivo de Chlorella vulgaris con efluente (EF) y enriquecidos con F2 (control),
se inició con una concentración promedio de 2.06·106±4.16·103 cel/mL. El crecimiento
experimentado por Chlorella vulgaris en ambos medios, fue gradual, se identificaron las
fases de inicio y exponencial de crecimiento, que en el caso de Chlorella vulgaris con
efluentes fue hasta el día 6 de cultivo, mientras que los estanques con F2 (controles) fue
hasta el día 8 la fase exponencial de crecimiento. La fase estacionaria para el tratamiento
con efluente se inició el día 6 hasta 7, mientras que el tratamiento con F2 esta fase se
verificó después del día 8. Por su parte, la fase de caída de la curva de crecimiento
microalgal, en los estanques con efluentes se inicia al finalizar el día 7, mientras que en los
estanques con F2 fue al día 15.
Durante el experimento de crecimiento de Chlorella vulgaris, en ambos
tratamientos, estos presentaron diferencias significativas (P<0.05) en los días 2,4 y 8,
mientras que en el día 6 no se observan diferencias significativas (P >0.05), porque ambos
tratamientos registraron un crecimiento similar, es decir, los estanques con efluente (EF)
registraron 4.17·106±7.57·105cel/mL en comparación con el estanque control que registró
un crecimiento de 4.75·106±2.29·105 cel/mL (Fig.11).
!
Tabla 1. Crecimiento (n°cel/ mL) de Chlorella vulgaris en condiciones indoor.
!Días de Cultivo
Tratamientos 0 2 4 6 8
Efluente
2.06·106a
±4.1·1003
2.23·106b
±1.81·105
2.50·106b
±1.57·105
4,17·106a
±7.57·105
3.71·106b
±6.92·105
Control
2.06·106a
±6.60·103
3.59·106a
±1.76·105
4.35·106a
±5.50·105
4.75·106a
±2.29·105
7.49·106a
±4.71·105
Letras diferentes en la misma columna muestran diferencias significativas (p < 0,05)
18!!
!
Figura 11. Crecimiento (n° de cel/ mL) de Chlorella vulgaris en ambos medios de cultivo
(EF = Efluente ; Control = F Medio).
5.3 Crecimiento. Condición experimental outdoor !
Los resultados de crecimiento de la condición experimental outdoor, se muestran en
la Tabla 2 y Figura 12.
Con los datos de crecimiento se elaboró una ecuación de regresión entre la
concentración celular y los días de cultivo. Verificándose que la relación entre las dos
variables es lineal. Y fue representada por la ecuación Y= 2.3525x+0.47 con un índice de
correlación positivo r2= 0.9057 para el cultivo control, (cultivo con F2), mientras que el
cultivo con efluentes fue definido por la ecuación Y= -0.0285x+2.498 con un índice
correlación positivo r2=0.0642 (Fig.11).
!
El cultivo de Chlorella vulgaris en ambos tratamientos, estanques con efluente (EF)
y estanques con F2 (control), se inició con una concentración promedio de
2.07·106±2.65·103 cel/mL.
y!=!0,267x!+!1,876!r²!=!0,7797!
y!=!0,601x!+!2,044!r²!=!0,9148!
0!
1!
2!
3!
4!
5!
6!
7!
8!
0! 2! 4! 6! 8! 10!
Concen
tracion!Ce
lular!!4106!
!
Dias!
EF!
Control!
Lineal!(EF)!
Lineal!(Control)!
19!!
El crecimiento experimentado por Chlorella vulgaris en los estanques con efluentes
y F2 fue gradual, en el que se identificaron las fases de inicio, exponencial, estacionaria y
de caída, respectivamente.
Se puedo observar que el crecimiento de Chlorella vulgaris en los estanques con
efluente y F2, presentaron diferencias significativas (P<0.05) a lo largo del periodo de
experimentación.
El periodo de crecimiento de Chlorella vulgaris fue relativamente corto en los
estanques con efluentes (EF), donde el máximo crecimiento registrado fue en el día 2 con
una concentración de 2.81·106 ±3.98·105 cel/mL, mientras que en los estanques con F2 el
máximo crecimiento se registró en el día 6 con una concentración de 1.80·107±2.32·105
cel/mL (Fig.12).
!
Tabla 2. Crecimiento (n° cel/ mL) de Chlorella vulgaris en condiciones outdoor
Días de cultivo
Tratamientos 0 2 4 6 8
Efluente
2.07·106a
±3.27·103
2.81·106b
±2.69·105
2.65·106b
±3.98·105
2.40·106b
±4.41·104
1.99·106b
±1.01·105
Control
2.07·106a
±2.65·103
3.55·106a
±8.39·104
7.54·106a
±9.03·104
1.80·107a
±2.32·105
1.83·107a
±2.29·105
Letras diferentes en la misma columna muestran diferencias significativas (p < 0,05);
20!!
Figura 12. Crecimiento (n° de cel/ mL) de Chlorella vulgaris en ambos medios de cultivo!
(EF = Efluente ; Control = F2).
!
5.4 Remoción de Nutrientes en condiciones indoor y outdoor !
Los valores de remoción de nutrientes en las condiciones indoor y outdoor se
muestran en la Tabla 3 y Figuras 13, 14,15 y 16.
y!=!M0,0285x!+!2,498!r²!=!0,0642!
y!=!2,3525x!+!0,47!r²!=!0,9057!
0,00!
5,00!
10,00!
15,00!
20,00!
25,00!
0! 1! 2! 3! 4! 5! 6! 7! 8! 9!
Con
cent
raci
on C
elul
ar ·
106
Dias!
EF!
Control!
Lineal!(EF)!
Lineal!(Control)!
21!!
Letras diferentes en la misma fila muestran diferencias significativas (p < 0,05); Concentración expresada en mg/L; *Caída del cultivo antes de llegar al día 8 Día 0 = Concentración inicial. ER% = Eficiencia de remoción. Nd = Valores no detectados por el método analítico utilizado.
Tabla 3. Eficiencia de remoción de Chlorella vulgaris en efluente
Nutriente
Día
Condiciones experimentales
Indoor ER% Outdoor ER%
Amonio
(NH!!)
0 0.45 - 0.45 -
2 0.35±0.06b 21.48 0.26±0.00a 42.22
4 nd 0 nd! 0
6 nd! 0 nd! 0
8 nd! 0 * *
Nutriente
Día
Condiciones experimentales
Indoor ER% Outdoor ER%
Nitrito
(NO!)
0 1.64 - 1.64 -
2 1.35±0.50a 17.68 1.64±0.00a 0
4 0.21±0.03a 87.40 0.26±0.00a 87.40
6 0.17±0.02a 89.63 0.19±0.03a 88.41
8 0.14±0.03 91.67 * *
Nutriente
Día
Condiciones experimentales
Indoor ER% Outdoor ER%
Nitrato
(NO!)
0 0.58 - 0.58 -
2 0.38±0.09a 35.06 0.41±0.07a 29.31
4 0.38±0.02a 33.91 0.56±0.11b 2.87
6 0.31±0.03a 46.55 0.45±0.07b 22.41
8 0.25±0.05 57.47 * *
Nutriente
Día
Condiciones experimentales
Indoor ER% Outdoor ER%
Fosfato
(PO!!)
0 3.4 - 3.4 -
2 2.83±0.31a 16.67 1.88±0.54a 44.61
4 2.44±0.57a 28.14 1.84±0.40a 45.88
6 1.29±0.13a 62.16 0.82±0.30a 75.78
8 1.16±0.07 65.78 * *
22!!
Respecto al porcentaje de remoción de Amonio (NH!!), en el día 2 en ambas
condiciones experimentales presentaron diferencias significativas (p < 0,05), registrando
la condición indoor un 21.48% de remoción y la condición outdoor un valor máximo de
remoción de este nutriente de un 42.22%. Después del día 2 los valores no fueron
registrados por el método analítico utilizado, puesto que el mínimo de lectura era 0.02
mg/L (Fig.13).
!
Figura 13. Proceso de remoción de amonio por Chlorella vulgaris en condiciones indoor (EI) y outdoor (EO).
La remoción de Nitrito (NO!) en ambas condiciones experimentales no presentan
diferencias significativas en el transcurso de los días de cultivo, logrando en indoor una
remoción total de 91.67%, mientras que en outdoor presentó una remoción del 88.41%. Sin
embargo, el inicio de la remoción en outdoor comienza después del día 2, al contrario de la
condición indoor que en el día 2 ya registraba una remoción de nitrito de un 17.68%.
(Fig.14).
0!0,05!0,1!
0,15!0,2!0,25!0,3!0,35!0,4!0,45!0,5!
0! 2! 4! 6! 8! 10!
Concen
tracion!(m
g/l)!
Dias!
EI!
EO!
23!!
!
Figura 14. Proceso de remoción de Nitrito por Chlorella vulgaris en condiciones indoor (EI) y outdoor (EO).
!
En la remoción de Nitrato (NO!), se observaron diferencias significativas (P<0.05) a
partir del día 3 en adelante, para ambas condiciones experimentales. Los niveles de nitrato
en indoor registraron una baja significativa durante los días de experimentación logrando
una remoción total del 57.47%. Mientras que en outdoor, el comportamiento de la remoción
no fue gradual, registrando una máxima remoción en el día 2 con 29.31%, luego en el día 3
baja a un 2.87% y finalmente en el día 6 logra una remoción del 22.41% (Fig.15).
!
Figura 15. Proceso de remoción de Nitrato por Chlorella vulgaris en condiciones indoor (EI) y outdoor (EO).
Por su parte, la remoción de Fosfato (PO!!) en ambas condiciones fue gradual y sin
registrar diferencias significativas en el tiempo (P>0.05). En la condición outdoor se
0!0,2!0,4!0,6!0,8!1!
1,2!1,4!1,6!1,8!2!
0! 1! 2! 3! 4! 5! 6! 7! 8! 9!
Concen
tracion!(m
g/l)!
Dias!
EI!
EO!
0!
0,1!
0,2!
0,3!
0,4!
0,5!
0,6!
0! 2! 4! 6! 8! 10!
Concen
tracion!(m
g/l)!
Dias!
EI!
EO!
24!!
alcanza una remoción final del 75.78% en el día 6, mientras que en la condición indoor se
alcanza una máxima remoción en el día 8 con un 65.78% (Fig.16).
!
Figura 16. Proceso de remoción de Fosfato por Chlorella vulgaris en condiciones indoor (EI) y outdoor (EO).
!
!
!
!
!
!
!
!
!
!
!
!
0!0,5!1!
1,5!2!
2,5!3!
3,5!4!
0! 1! 2! 3! 4! 5! 6! 7! 8! 9!
Concen
tracion!(m
g/l)!
Dias!
EI!
EO!
25!!
6. DISCUSIÓN !
El crecimiento microalgal se rige por la ley del mínimo, es decir, el factor limitante
del crecimiento es aquel que está presente en cantidades más próximas al mínimo crítico
necesario para la microalga. Tal y como lo definió Leibig, el concepto de factor limitante
solo se aplica a deficiencias en nutrientes químicos. Sin embargo, el concepto se ha ido
ampliando hasta incluir parámetros físicos químicos como Luz, Temperatura, pH, etc.
(Abalde et al, 1999).
En la etapa experimental indoor, la intensidad de luz siempre se mantuvo con un
promedio constante 15.71±1.09µmol/!!/!"#, mientras que en la etapa experimental
outdoor los valores máximos de intensidad fueron a las 11:00 y 15:00 horas, con
1580.12±25.51 y 1672±22.69 µmol/!!/!"#, respectivamente. La gran diferencia en las
intensidades entre las condiciones experimentales evaluadas reflejó que la densidad
microalgal también fuera distinta, registrando 4.17·106±7.57·105 cel/mL para indoor
alcanzada en el día 6 de cultivo y 2.81·106±3.98·105 cel/mL para outdoor en el día 2 de
cultivo. Autores como Mora et al, (2002 y 2005), observaron que Chlorella vulgaris fue
capaz de crecer en un rango de 58 y 576 µmol/!!/!"#, sin embargo, agregan que a bajas
intensidades de luz Chlorella vulgaris tiene un mejor rendimiento fotosintético que a
intensidades de luz altas, lo que explica que en la condición experimental indoor Chlorella
tuvo un crecimiento estable. En la condición experimental outdoor, la microalga
experimentó un proceso de inhibición del proceso fotosintético o foto inhibición, que
según Darley (1987), están relacionados con la detención del crecimiento debido a
intensidades de luz supra óptimas, lo cual se reflejo que el cultivo en el día 2 al 4 decayera
abruptamente. Por lo tanto, la luz representa la fuente de energía para la fotosíntesis, y
tanto la intensidad luminosa, como la longitud de onda y el fotoperiodo afectan al
crecimiento y metabolismo microalgal (Lips & Avissar, 1986).
Respecto de los parámetros físicos químicos en la condición experimental indoor, se
observó que los valores de temperatura, pH, OD y salinidad se mantuvieron constantes.
Mientras que para los mismos parámetros los valores en la etapa experimental outdoor
registraron fluctuaciones durante el día. En el caso de la temperatura su máximo valor fue
26!!
de 39ºC, la cual excede al rango óptimo de temperatura propuesto para el aumento de la
tasa de crecimiento. Para la mayoría de las microalgas, el rango óptimo de temperatura se
sitúa entre los 18º y 25ºC y para las microalgas más resistentes como Chlorella vulgaris
estos valores llegan hasta los 36ºC. (Laing & Ayala, 1990 y Richmond, 2004). Según
Abalde (1999), a altas temperaturas el crecimiento se detiene, puede ser debido a la
interrupción de la regulación metabólica o muerte celular, lo cual fue constatado por la
caída del cultivo en el día 2 experimentado en la etapa experimental outdoor (39ºC).
Los valores de pH en la etapa experimental indoor se mantuvieron estables
registrando un valor promedio de 8.32±0.06 mientras que en la etapa experimental outdoor
el valor del pH tuvo un valor mínimo de 8.25±0.24 a las 11:00 horas y un máximo de
9.81±0.14 a las 18:00 horas. El pH es uno de los factores más importantes en el cultivo,
puesto que las microalgas muestran una dependencia respecto al pH del medio de cultivo
variando su respuesta a este parámetro según la especie de microalga.
Al respecto, cada microalga presenta un pH óptimo para su cultivo (entre 7 y 8). Un
descenso de pH suele ser letal, en cambio suelen soportar mejor los incrementos del pH,
hasta un cierto límite (Richmond, 2004), así lo expone Mora et al. (2005) quien concluyó
que los mayores crecimientos experimentados por Chlorella vulgaris se encontraría en un
rango de pH 8.0 y 9.0.
En el caso de la salinidad en la condición experimental indoor tuvo un
comportamiento constante de 36.04±0.18‰, mientras que en la condición outdoor la
salinidad registro un valor máximo de 38.65±0.36‰ a las 18:00 h, este valor se explica por
las altas temperaturas registradas para esta condición, provocando evaporación del medio y
así aumentando la concentración de sales. Los valores de salinidad en las dos condiciones
exceden al rango de salinidad para el crecimiento óptimo de las microalgas, que van desde
25-35‰, por lo que es deducible que Chlorella vulgaris es una especie de microalga
halotolerante.
Los niveles de OD en la condición experimental indoor registró un valor constante
de 5.37±0.16 mgO2/L, lo que constituye un valor normal, según Neori et al. (1996), que
indica que el cultivo de microalgas y macroalgas hacen aportes de OD al sistema. Por su
parte, el valor OD de la condición indoor se mantuvo constante, debido a que no se aplicó
27!!
fotoperiodo, es decir la intensidad de luz siempre fue constante en el transcurso del
experimento. Por su parte, los valores en la condición experimental outdoor presentaron
variaciones, registrando un valor mínimo de 4.06±0.57 mgO2/L a las 18:00 horas y un
valor máximo de 5.40±0.30mgO2/L a las 11:00 horas, esto se explica por las altas
intensidades de luz que se registraron en esta condición experimental, ayudando a la
producción de oxigeno a través de la fotosíntesis, mientras que la disminución de oxigeno
al finalizar el día se explica por el proceso de respiración, que experimentan las microalgas
durante la fase oscura del proceso de fotosíntesis (Borowitza&Borowitza, 1988 y Abalde
et al, 1999).
Entre los factores más importantes que ayudan al proceso de absorción de las
microalgas, sin duda que está la concentración microalgal y la intensidad de luz
(Richmond, 2004). También existen otros factores que incluyen el periodo de adaptación
por parte de la microalga; composición del efluente y tratamiento del efluente (Hernández,
2010).
Al respecto, el proceso de remoción de nutrientes se evidenció desde las primeras
horas de cultivo, logrando remover gran parte de la concentración de los nutrientes,
corroborando los estudios hechos por Hernandez. (2010) y Chacón et al, (2002), los
cuales concluyen que al usar un efluente bruto, es decir sin tratamiento, las microalgas del
genero Chlorella vulgaris, tienen un proceso de adaptación para realizar la absorción de
nutrientes, como lo expresado por Hernandez (2010), quien describe una adaptación de 13
días para iniciar la absorción de nutrientes por Chlorella vulgaris. Mientras que un efluente
filtrado y desinfectado Chlorella vulgaris comienza la absorción de nutrientes a partir del
segundo día de cultivo.
La remoción del nitrógeno en forma oxidada es decir como amonio, nitrito y nitrato,
en un cultivo microalgal tiene un comportamiento secuencial, es decir el nitrito y nitrato no
son absorbidos por las microalgas hasta que el amonio en su gran mayoría es consumido
(Abalde, 1999), hecho que en la condición outdoor la remoción de nitrito comenzara en el
día 3, mientras que el nitrato la remoción comenzó en el día 2. En la condición indoor la
remoción de nitrito y nitrato comenzó a partir del día 2, pero con valores más bajos que la
remoción de amonio que registró un 42.22% comparado con 17.68% para el nitrito y un
28!!
35.06% para el nitrato. Posteriormente la remoción de nitrito y nitrato en ambas
condiciones aumentó, después que la remoción de amonio se mantuviese constante en
42.22%, llegando a una remoción final de nitrito de 91.67% en indoor en el día 8 y un
88.41% en el día 6 en la condición outdoor. Mientras que en la condición indoor el nitrato
registró una remoción final 57.47% en el día 8, por el contrario en la condición outdoor la
máxima remoción se registró en el día 2 con un 29.31%, puesto que en los día 4 y 6 fue
menor, por aumentar la concentración de nitrato en el medio.
La remoción de fosfato se inició dentro los primeros días llegando a una remoción
final del 65.78% en el día 8 en la condición indoor, mientras que para condiciones outdoor
alcanzó un valor de 75.78% en el día 6. Estos resultados se diferencian a lo presentado por
Hernández (2010) que en 20 días de cultivo en la condición experimental indoor, la
remoción de fosfato por Chlorella vulgaris alcanzó un valor final de 24%.
Si bien lo expuesto por Hernandez (2010) y Chacon et al (2002) en el sentido que
los mejores resultados de crecimiento y remoción se obtienen con un efluente filtrado y
desinfectado, también hay otros aspectos que deben ser considerados en la asociación
microalgas/efluentes, como el tipo de cultivo y la interacción microalgas/bacterias, lo que
constituye un consorcio microbiano. Estudios realizados por de-Bashan et al (2002) y
Hernandez (2004), concluyen que el uso de un consorcio microbiano teniendo como base
la asociación de Chlorella vulgaris y la bacteria Azospirillum brasilense, en sistema de
cultivos “Batch” (discontinuos), reportan un crecimiento de 4·106cel/mL en el segundo día
de cultivo, comparado con los sistemas semi continuos que logran crecimientos de 3·106
cel/mL y en sistema continuo con 1·106 cel/mL. Por su parte, la absorción de nitrógeno en
su forma oxidada comenzó a partir del segundo día de cultivo, removiendo el 93% del
total, comparado con este estudio que en el día 2 las formas de nitrógeno es decir Amonio
(NH!!), Nitrito (NO2), Nitrato (NO3), fueron removidas en un 74.22% en condiciones
indoor y un 71.53% en outdoor. La absorción de fosfato por Chlorella vulgaris asociada
con Azospirillum brasilense logra tener una absorción del 65% después de dos días de
cultivo, sin aumentar después de ese periodo. En este estudio los valores de remoción de
fosfato fueron en aumento al transcurrir el periodo de experimentación, logrando valores
29!!
máximos de 65.78% y 75.78%, en los días 8 y 6 en condiciones indoor y outdoor,
respectivamente.
Ramos et al (2008) y Gac & Virreira (2008) recomiendan que para el proceso
de absorción de nutrientes nitrogenados la utilización de macro y microalgas es una
alternativa viable. Por su parte, Gallardo (2008), quien trabajo con procesos de
sedimentación y absorción de macroalgas, con un efluente similar a este estudio, concluye
que la aplicación de un sistema integrado de sedimentación y absorción por macroalgas,
en el séptimo día de experimentación en condiciones indoor, alcanza una remoción del
nitrógeno inorgánico total de 68.24% y un 47.03% de fosforo, mientras que en condiciones
outdoor las macroalgas remueven el 51% del nitrógeno inorgánico total y un 48.41% del
fosfato.
Los resultados anteriores demuestran que la aplicación de macroalgas para la
absorción de nutrientes es eficaz, al igual que la aplicación de microalgas, no obstante estas
últimas presentan una velocidad de absorción de nutrientes mayor que las macroalgas, ya
que los resultados alcanzados con la aplicación de macroalgas en el séptimo día son
similares a los resultados alcanzados por este estudio en el segundo día de experimentación.
30!!
7. CONCLUSIÓN !
A partir de los resultados obtenidos en las condiciones experimentales indoor y outdoor se
puede concluir que:
• La microalga Chlorella vulgaris experimenta un mayor crecimiento en los cultivos
controles enriquecidos con F2, en comparación con los cultivos con aguas residuales, en
ambas condiciones experimentales. No obstante, en aguas residuales, se logra constatar
que el crecimiento de Chlorella vulgaris es significativamente mayor en la condición
experimental indoor que en la condición outdoor, lo que se atribuye a los factores
ambientales intensidad de luz y temperatura que influyeron negativamente.
• En ambas condiciones experimentales, la utilización de Chlorella vulgaris es efectiva
en la remoción de nutrientes disueltos generados en la piscicultura de dorado Seriola
lalandi. Logrando reducir entre 50% y 91% la concentración de todos los nutrientes en
estudio.
• En las condiciones indoor y outdoor, los máximos crecimientos alcanzados por
Chlorella vulgaris son directamente proporcionales a la máxima remoción de
nutrientes.
31!!
8. SUGERENCIAS !
• Para aumentar el crecimiento y la eficiencia de remoción de nutrientes, por parte de
Chlorella vulgaris en aguas residuales, se sugiere trabajar en cultivos discontinuos
en sistemas race-way, para evitar el incremento de temperatura del agua de cultivo,
en la condición experimental outdoor.
• Realizar estudios de escalamiento, de modo evaluar los resultados obtenidos en
volúmenes mayores.
• Si bien el proceso de crecimiento y remoción de nutrientes por parte de Chlorella
vulgaris fue eficiente, es necesario considerar en un próximo estudio la
caracterización bioquímica de la biomasa de microalga, puesto que Chlorella
vulgaris presenta compuestos de interés nutricional (proteínas, aminoácidos,
vitaminas, pigmentos, entre otros) que podrían ser utilizados en un sinfín de
intereses.
32!!
9. BIBLIOGRAFÍA !
• Abalde J.1999. Microalgas: Cultivos y Medios de Cultivos. Universidad de la
Coruña, Facultad de Ciencias, Departamento de Biología Celular y Molecular,
Laboratorio de Microbiologia. 210pp
• Acosta-Nassar M. Morell J. Corredor J. 1994. The nitrogen budget of a tropical
semi-intensive freshwater fish culture pond. Journal of the World Aquaculture
Society 25(2): 261-270.
• de-Bashan L., Moreno M., Hernandez J & Bashan Y.2002.�Removal of ammonium
and phosphorus ions from synthetic wastewater by the microalgae Chlorella
vulgaris coimmobilized in alginate beads with the microalgae growth-promoting
bacterium Azospirillum brasilense. Water Research 36 (2002):2941–2948.
• Boyd C.1992. Shrimp pond bottom soil and sediment management In: Wyban J.
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Rouge: The World Aquaculture Society 1992; 166-181 pp.
• Borowitza M.A. & Borowitza L.J 1988. Micro-algal biotechnology. Cambridge
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Chile. Publicaciones Terram, “Análisis de Políticas Públicas”. Nº5. Fundación
Terram Chile. Disponible en sitio web
http://www.terram.cl/nuevo/images/storiesapp5elcostoambientaldelasalmonicultura
enchile.pdf
• Chacón C. Andrade C. Cardenas C. 2002. Uso de Chorella sp y Scenedesmus sp.
En la remoción de Nitrógeno, Fosforo y DQO de aguas residuales urbanas de
Maracaibo, Venezuela. Centro de Investigación del Agua (CIA), Facultad de
33!!
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