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JURADO DICTAMINADOR
Segundo Guillermo Ruiz Reyes (Presidente)
Roger Rengifo Penadillos (Miembro)
Marilú Soto Vásquez (Miembro)
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PRESENTACIÓN
Estimados Señores Miembros del Jurado:
En cumplimiento con las disposiciones vigentes emanadas del reglamento de
Grados y Títulos de la Facultad de Farmacia y Bioquímica de la Universidad Nacional
de Trujillo, sometemos a vuestra consideración y elevado criterio, la presente Tesis I
titulada: “Determinación de fitoconstituyentes de la raíz y hojas de Mimosa albida
procedentes de Conache – La Libertad”
Esperando que el jurado se sirva a calificar este trabajo según su criterio
establecido a pesar de la existencia de alguna deficiencia encontrada durante el
desarrollo del presente trabajo de investigación.
Trujillo, Noviembre de 2015
QUEZADA GARCIA, Marco W. RIVERA MARTÌNEZ, María del Pilar
AUTOR AUTOR
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DEDICATORIA
A DIOS…
Quién supo guiarme por el buen camino, darme fuerzas
para seguir adelante y no desmayar en los problemas que
se presentaban, enseñándome a encarar las adversidades
sin perder nunca la dignidad ni desfallecer en el intento
GRACIAS
Mis PADRES…
SANTOS ERASMO QUEZADA VILLARREAL Y EVA ESMERALDA
GARCIA VALDIVIEZO
Por su apoyo, consejos, comprensión, amor, ayuda en los momentos
difíciles, y por ayudarme con los recursos necesarios para estudiar.
Me han dado todo lo que soy como persona, mis valores, mis
principios, mi carácter, mi empeño, mi perseverancia, mi coraje
para conseguir mis objetivos.
GRACIAS
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MARCO WILFREDO QUEZADA GARCIA
A mis HERMANOS
DORIS, VERONICA, DEYBI, HENRY Y YASIRA
Por estar siempre presentes, acompañándome para
poderme realizar. A mi sobrina KEYSI quien ha sido y
es una mi motivación, inspiración y felicidad.
GRACIAS
A la Dra SOTO VÁSQUEZ ROXANA MARILÚ
Por su esfuerzo y dedicación, su paciencia, sus conocimientos, sus
orientaciones, su metodología de trabajar, su persistencia y sobre todo su
paciencia y su motivación han sido fundamentales a lo largo de este
periodo.
GRACIAS
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A DIOS
Por todas las bendiciones que me da cada, a través de
mis padres y profesores. Porque me permite seguir
avanzando en los proyectos trazados.
A MIS PADRES
Con mucho cariño le dedico todo mi
esfuerzo y trabajo puesto para la realización
de esta Tesis, a mis padres, quienes a lo
largo de mi vida han velado por mi bienestar
y educación siendo mi apoyo en todo
momento, por todo el amor, la paciencia y
apoyo que me brindan cada día.
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A MI ASESORA
Por los consejos brindados durante la elaboración y
ejecución del proyecto. Así mismo en la redacción del
presente informe
MARÍA DEL PILAR RIVERA MARTINEZ
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ÍNDICE
RESUMEN ................................................................................................................... i
ABSTRACT ................................................................................................................ ii
I. INTRODUCCIÓN ......................................................................................... 01
II. MATERIAL Y MÉTODO............................................................................. 07
III. RESULTADOS .............................................................................................. 20
IV. DISCUSIÓN................................................................................................... 22
V. CONCLUSIONES ......................................................................................... 34
VI. REFERENCIAS ............................................................................................ 35
VII. ANEXOS ........................................................................................................ 40
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i
RESUMEN
La finalidad del presente trabajo de investigación fue identificar los fitoconstituyentes
presentes de la raíz y hojas de Mimosa albida (tapa tapa) procedente de Conache - La
Libertad mediante la marcha fitoquímica preliminar de Martínez y Cuellar; realizando
así la extracción de principios activos a partir de 1 Kg de Mimosa albida seco y
molido tanto en la raíz como en hojas, para luego comenzar a separar los mismos con
solventes de diferente polaridad (diclorometano, etanol y agua), a los cuales se
procedió a realizar la identificación del tipo cualitativo, haciendo uso de reactivos de
coloración y precipitación, identificándose que la raíz y hojas presentan
fitoconstituyentes como triterpenos y esteroides, flavonoides, lactonas, antocianidinas,
taninos, fenoles, catequinas, azúcares reductores, grasas y aminoácidos.
Palabras claves: Mimosa albida, fitoconstituyentes, marcha fitoquímica.
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ii
ABSTRACT
The purpose of this research was to identify present phytoconstituents root and leaves of
Mimosa albida (Tapa tapa) from Conache - La Libertad by running preliminary
phytochemical and Cuellar Martinez; thereby performing the extraction of active
ingredients from 1 kg of dried and ground Mimosa albida both root and leaves, and
then begin to separate them with solvents of different polarity (dichloromethane, ethanol
and water), to which He proceeded to make the identification of the qualitative type,
using staining reagents and precipitation, identifying the root and leaves have
phytoconstituents as triterpenes and steroids, flavonoids, lactones, anthocyanins,
tannins, phenols, catechins, reducing sugars, fats and amino acids.
Keywords: Mimosa albida, phytoconstituents, phytochemical march.
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1
I. INTRODUCCIÒN
Las plantas medicinales son vegetales que producen componentes químicos que se
denominan fitoquimicos o fitoconstituyentes, que tienen un efecto favorable sobre la
salud de los seres humanos a pesar de que no son necesarios como nutrientes especiales.
A pesar de ello son primordiales en aliviar diferentes enfermedades; es decir, tienden a
disminuir o neutralizar el desequilibrio orgánico en el organismo enfermo1,2
.
Las plantas son consideradas un laboratorio biosintético, que elabora metabolitos
primarios: proteínas, ácidos grasos, polisacáridos, carbohidratos, lípidos, triglicéridos,
etc. participando en la actividad celular de todo ser vivo, a partir de estos producen los
fitoconstituyentes a quienes se les atribuye sus propiedades terapéuticas son, sumamente
complejos y en algunos casos aún se desconoce su naturaleza química; otros son
aislados y purificados e incluso sintetizados3, 4,5
.
Los diversos fitoconstituyentes sintetizados en las plantas tenemos esteroides,
poliosidos, flavonoides, cumarinas, taninos, alcaloides, etc. Dichos compuestos difieren
por su carácter químico, estructura, potencia y concentración, lo que producen ciertos
efectos beneficiosos en el organismo para lo cual deben ser extraídos con métodos
adecuados y así conocer su acción fisiológica5.
La obtención de metabolitos secundarios de plantas es uno de los temas de mayor
interés en la actualidad con el fin de buscar y conocer de donde provienen, los diferentes
mecanismos de su producción (biosíntesis) y la utilización de estos en la planta para los
diferentes procesos que permitan su crecimiento (alimentación, mecanismos de defensa,
interacción con el medio, entre otros), la utilización de estos en reemplazo de productos
sintéticos; mostrando siempre un desarrollo del conocimiento y ayudando a entender
mejor otras ramas de la ciencia como la química, la biología y la medicina6.
Para poder determinar los fitoconstituyentes debe asegurarse la presencia de estos a
través de métodos de extracción específicos (secuencia lógica de extracción con
solventes apropiados, aplicación de pruebas de coloración y precipitación). Es así que
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una de las técnicas que se emplea para evidenciar la presencia de estos grupos de
fitoconstituyentes es la del Tamizaje Fitoquímico de Martínez y Cuellar, donde cada
muestra fue sometida a la acción extractiva de solventes de polaridad creciente:
diclorometano, etanol y agua7,8
.
El Perú es considerado el tercer país mega diverso del planeta, lo que implica, que en
nuestro territorio existe un gran potencial de estudio de muchas especies vegetales, 50
000 para ser exactos, lo que constituye el 20% de las especies del planeta, de las que, 2
000 han sido utilizadas con fines curativos. Las variadas condiciones climáticas y
geográficas que nuestro país ofrece, han permitido que se desarrolle esta gran diversidad
de flora, existiendo una gran cantidad de especies conocidas, así como por descubrir
(UNIDO, 2006), por lo que, urge la necesidad de estudios preliminares para poder
conocer, las que pueden tener potencial terapéutico, por lo que, es necesario estudiarlas
y conocer preliminarmente su composición fitoquímica para abrir paso a estudios más
profundos que puedan determinar a estas nuevas especies como fuentes potenciales de
nuevos fármacos. Realizar el estudio fitoquímico de la raíz y las hojas de la especie
endémica del Perú de la familia Fabaceae es el principal aporte de este trabajo8.
Las clasificaciones están hechas en cuanto a familias y especies como es el caso de la
familia Fabaceae, la cual presenta alrededor de 145 géneros y 1000 especies siendo una
de ellas la Mimosa albida conocida como “Tapa tapa”.
El género Mimosa tiene alrededor de 600 especies que viven en las regiones tropicales y
subtropicales. Son arbolillos o hierbas con o sin espinas, hojas bipinnadas, legumbres,
plantas membranosas, divididas en artejos que se separan a la madurez 9.
Mimosa albida es un arbusto de 1 m de alto, sus tallos con abundantes espinas
encorvadas, hojas pecioladas sensibles al tacto. Su distribución es desde México a Perú,
siendo encontrado el ejemplar que estudiaremos en el caserío de Conache el cual está
ubicado en el departamento de La Libertad, a una altitud de 89 m.s.n.m. En este lugar la
especie de Mimosa albida es usada tradicionalmente la hoja y la raíz como antidiarreico
y antibacteriano 10
.
La especie en estudio no registra antecedentes. No obstante su género presenta las
siguientes investigaciones:
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Un estudio sobre la investigación del Efecto del extracto etanólico de Mimosa púdica
(mimosa), realizado por Jorge Arroyo (2010) en Lima, encontró que esta planta presenta
alcaloides, esteroides y triterpenos, taninos, naftoquinonas, saponinas y flavonoides,
atribuyendo a este último la actividad estrogénica in vitro e in vivo11
.
Camargo (2000) realizó un proyecto sobre la descripción, distribución, anatomía,
composición química y usos de Mimosa tenuiflora (Fabaceae-Mimosoideae) en
México encontrando en la corteza de esta planta metabolitos secundarios como: taninos,
saponinas, alcaloides, lípidos, fitoesteroles, glucósidos y xilosa12
.
J.C. Rejón-Orantes, col (2012) en su trabajo de investigación Actividad antinociceptiva
en extracto acuoso de raíz de Mimosa albida Humb. &Bonpl. Ex Willd en ratones, se
comprobó que el extracto acuoso posee efectos antinociceptivos en diversos tipos de
dolor a través de mecanismos que no implican la vía sistémica opioide13
.
Dnyaneshwar D. Kokane, Rahul Y. More, y col (2009) en su estudio Evaluación de la
actividad cicatrizante de heridas de la raíz de Mimosa púdica, concluyeron que el
extracto etanólico presenta buena actividad cicatrizante probablemente por los
constituyentes fenólicos presentes14
.
Rakotomalala T, Agard C, y col; en la investigación titulada Extracto de Mimosa pigra
atenúa la hipertensión pulmonar experimental crónica. Los resultados mostraron una
acción protectora endotelial en extracto hidrometanólico de la hoja de Mimosa pigra, el
cual es probable que sea debido a su acción antioxidante puesto que contiene
flavonoides15.
Rekha R y Ekambaram K, realizaron un estudio llamado Actividad hipolipemiante de
extracto clorofórmico de hojas de Mimosa púdica. Los resultados obtenidos podrían
confirmar que la presencia de fitoconstituyentes tales como flavonoides, alcaloides y
glucósidos en el extracto de cloroformo, serían los responsables de la actividad
hipolipemiante significativa observada 16
.
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Según lo expuesto anteriormente se planteó el siguiente problema: ¿Cuáles son los
fitoconstituyentes de la raíz y hojas de Mimosa albida (Tapa tapa) procedentes de
Conache - La Libertad?
La presente investigación es de tipo descriptiva, por tanto, su hipótesis se encuentra
implícitamente sostenida en el enunciado del problema científico. Y para responder a
este problema no basamos en el desarrollo de la Marcha Fitoquímica preliminar de
Martínez y Cuellar; donde se planteó los siguientes objetivos:
- Determinar los fitoconstituyentes de la raíz y hojas de Mimosa albida (tapa tapa)
procedentes de Conache - La Libertad
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II. MATERIAL Y MÈTODO
2.1 MATERIAL
2.1.1 Material biológico:
Raíz y hojas de Mimosa albida (tapa tapa) procedente del caserío de
Conache, departamento de La Libertad.
2.1.2 Material de vidrio
De uso común en el Laboratorio de Farmacognosia de la Facultad de
Farmacia y Bioquímica de la Universidad Nacional de Trujillo.
2.1.3 Equipos e Instrumentos de Laboratorio:
- Balanza analítica OHAUS GA 200
- Refrigeradora Coldex RN30
- Baño María Presisterm S-140
- Estufa de Secado THELCO H.W.
- Balanza triple brazo OHAUS 700/800 series
- Cocina eléctrica Finely
- Set de tamices
- Lámpara manual UV 254 – 365 nm DESAGA
2.1.4 Material Reactivo:
- Ácido 3,5 – dinitrobenzoico
- Ácido acético glacial
- Ácido clorhídrico
- Ácido nítrico
- Ácido pícrico
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- Ácido sulfúrico
- Alcohol amílico
- Anhídrido acético
- Bicloruro de mercurio
- Carbonato de sodio anhidro
- Clorhidrato de hidroxilamina
- Cloruro férrico
- Glicerina
- Hidróxido de potasio
- Hidróxido de sodio
- Magnesio
- Ninhidrina
- Nitrato de plata
- Pentacloruro de antimonio
- Resorcina
- Subnitrato de bismuto
- Sudán III
- Sulfato cúprico pentahidratado
- Tartrato de sodio y potasio
- Tricloruro de antimonio
- Yodo
- Yoduro de potasio
2.1.5 Solventes:
- Acetona
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- Agua destilada
- Benceno
- Cloroformo
- Etanol absoluto
- Diclorometano
- Etanol 96 °GL
- Etanol 70 ° GL
- Éter dietílico
- Metanol
- Tetracloruro de carbono
2.2 MÉTODO
2.2.1. RECOLECCIÓN DE LA ESPECIE
La especie de Mimosa albida (tapa tapa) fue recolectada en el caserío de
Conache ubicado en el distrito de Laredo. Provincia de Trujillo. Región La
Libertad. A una altitud de 89 m.s.n.m. La recolección de la especie se
realizó por el método convencional o clásico de herborización,
seleccionando el material en el campo y verificando que estuviera en
buenas condiciones.
2.2.2. IDENTIFICACIÓN Y DETERMINACIÓN TAXÓMICADE LA
ESPECIE
La identificación botánica del material, estuvo a cargo del Dr. Eric
Rodríguez Rodríguez, curador del Herbarium Truxillense (HUT). El
ejemplar de la especie vegetal fue depositado en el Herbarium Truxillense
(HUT) con el código 58005 (Anexo 1).
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2.2.3. ANÁLISIS FITOQUÍMICO
2.2.3.1. PREPARACIÓN DE LA MUESTRA
2.2.3.1.1. Selección de la muestra: El material recolectado fue
trasportado al laboratorio de Farmacognosia de la
Facultad de Farmacia y Bioquímica de la Universidad
Nacional de Trujillo, en donde se eliminó las sustancias
extrañas presentes en el material vegetal y se
descartaron partes de la muestra que no reunieron las
condiciones necesarias para su utilización;
eliminándose así restos en la raíz y las hojas marchitas,
además de las que estuvieron cubiertas por hongos y
materia extraña.
2.2.3.1.2. Lavado de la droga: Luego de la separación de las
sustancias extrañas, se procedió a lavar el material
vegetal con agua potable a chorro y después con agua
destilada.
2.2.3.1.3. Secado: Una vez lavado las muestras de raíz y hojas
fueron colocados sobre papel Kraft con orificios y se
secó a temperatura 40 °C invirtiéndolas cada día hasta
peso constante.
2.2.3.1.4. Pulverización: Una vez secada las muestras de raíz y
hojas, estas se pulverizarán con ayuda de un molino.
Luego fueron sometidas a un proceso de tamizaje hasta
obtener partículas de tamaño homogéneas de 7 mm.
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2.2.3.1.5. Preparación de los extractos. Se pesaron por separado
50 g de hojas secas y raíces previamente secadas, tamizadas y
pulverizadas las cuales fueron sometidas a maceración por 48
horas, en diclorometano. Terminado el tiempo de maceración
se filtró el extracto de diclorometano y posteriormente se
guardó en frasco de color ámbar para su posterior
identificación.
El macerado de la muestra anterior (diclorometano) se llevó a
secar a la estufa de 40°C para evaporar el solvente y
posteriormente se llevó a pesar. Luego fue sometido a
maceración por 48 horas, en etanol de 70° G.L. Terminado el
tiempo de maceración se filtró el extracto etanólico, el cual se
guardó en frasco de color ámbar para su posterior
identificación.
El macerado de la muestra anterior (etanol de 70º G.L.) se
llevó a secar a la estufa de 40°C para evaporar el solvente y
posteriormente se llevó a pesar. Luego fue sometido a
maceración por 48 horas, en agua destilada. Terminado el
tiempo de maceración se filtró el extracto acuoso, el cual se
guardó en frasco de color ámbar para su posterior
identificación.
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2.2.3.2. TAMIZAJE FITOQUÍMICO PRELIMINAR
El Tamizaje Fitoquímico preliminar se realizó siguiendo el
método de Martínez yCuellar17
.
2.2.3.2.1. Fundamento: De acuerdo con este método, cada
muestra fue sometida a la acción extractiva de solventes
de polaridad creciente: diclorometano, etanol y agua,
modificando el pH del medio con el fin de obtener los
fitoconstituyentes de acuerdo a su solubilidad. Luego
de separar las fracciones se realizó la identificación de
los fitoconstituyentes haciendo uso de reactivos de
coloración y precipitación.
2.2.3.2.2. Método y Procedimiento: En este caso se empleó un
esquema general, el cual utilizó una extracción sucesiva
con solventes de polaridad creciente (diclorometano,
etanol y agua). De este modo, se realizó la extracción
sucesiva del material vegetal para la aplicación de
técnicas de Tamizaje fitoquímico detallado en el
esquema I (Ver Anexo 3).
Una vez obtenido los extractos, se realizó la
identificación cualitativa de los fitoconstituyentes,
mediante ensayos químicos de coloración y
precipitación. (Esquemas II, III y IV) (Ver Anexo 4, 5 y
6).
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En cada caso, para realizar los ensayos se procedió de
la siguiente forma:
- Ensayo de Sudán: Permitió reconocer compuestos
grasos, para ello, a la alícuota de la fracción
diclorometánica, se le añadió 1mL de una solución
diluida en agua del colorante Sudán III. Se calentó
en baño de agua hasta evaporación del solvente. La
presencia de compuestos grasos se considera
positiva cuando aparecen gotas o una película
coloreada de rojo en el seno del líquido o en las
paredes del tubo de ensayo.
- Ensayo de Dragendorff: Permitió reconocer la
presencia de alcaloides, para ello, cuando la alícuota
del extracto estuvo disuelta en el solvente orgánico,
este seevaporó en baño de agua y el residuo se
redisolvió en 1mL de ácido clorhídrico al 1%. Con
el extracto acuoso, a la alícuota se le añadió I gota
de ácido clorhídrico concentrado, (calentando
suavemente y dejando enfriar); con esta solución
acuosa ácida se realizó el ensayo añadiéndosele III
gotas del reactivo de Dragendorff. Se considera un
ensayo positivo de opalescencia (+), turbidez (++) y
precipitado (+++).
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- Ensayo de Mayer: Se realizó según la forma
descrita anteriormente, hasta la obtención de la
solución acuosa ácida. Se añadió luego, una pizca de
cloruro de sodio en polvo, se agitó y filtró. Se añadió
III gotas de la solución reactiva de Mayer. Se
considera un ensayo positivo de opalescencia (+),
turbidez (++) y precipitado (+++).
- Ensayo de Wagner: Se procedió al igual que en los
casos anteriores de la solución acuosa ácida; se
añadió III gotas del reactivo de Wagner. Se
considera un ensayo positivo de opalescencia (+),
turbidez (++) y precipitado (+++).
- Ensayo de Baljet: Permitió reconocer la presencia
de Cumarinas. Para ello, cuando la alícuota del
extracto no se encontró en alcohol, se evaporó el
solvente en baño de agua y se redisolvió en la menor
cantidad de alcohol (1mL). En estas condiciones se
adicionó 1mL del reactivo, considerándose un
ensayo positivo la aparición de coloración (+) o
precipitado rojo (++).
- Ensayo de Borntrager: Permitió reconocer la
presencia de quinonas. Por ello, como la alícuota del
extracto no se encontró en cloroformo, el solvente se
evaporó en baño de agua y el residuo se redisolvió
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en 1mL de cloroformo. Se agregó 1mL de hidróxido
de sodio e hidróxido de potasio Se agitó mezclando
las fases y se dejó en reposo hasta su ulterior
separación. El ensayo se considera positivo cuando
la fase acuosa alcalina (superior) se colorea de
rosado (++) o rojo (+++).
- Ensayo de Lieberman-Burchard: Permitió
reconocer la presencia de triterpenos y/o esteroides.
Para ello, como la alícuota del extracto no se
encontró en cloroformo, el solvente se evaporó en
baño de agua y el residuo se redisolvió en 1mL de
cloroformo. Se adicionó 1mL de anhídrido acético y
se mezcló bien. Por la pared del tubo de ensayo se
dejó resbalar III gotas de ácido sulfúrico
concentrado sin agitar. Un ensayo positivo se ha de
reconocerse por un cambio rápido de coloración. El
ensayo se considera positivo por el cambio rápido de
coloración rosado-azul (muy rápido), verde intenso-
visible (rápido) y verde oscuro-negro (final de
reacción). Importante: Para realizar este ensayo no
puede haber agua en el medio de reacción, pues ésta
con el ácido sulfúrico reacciona de forma violenta y
puede ocurrir un accidente.
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- Ensayo de Catequinas: Para ello se tomó I gota del
extracto alcohólico, y con la ayuda de un capilar se
aplicó sobre papel filtro. Posteriormente sobre la
mancha se aplicó solución de carbonato de sodio. La
reacción se considera positiva cuando apareció una
mancha verde carmelita al exponerla a la luz UV.
- Ensayo de Resinas: Para detectar este tipo de
compuesto, se añadió a 2 mL de la solución
alcohólica, 10mL de agua destilada. La aparición de
un precipitado indica un ensayo positivo.
- Ensayo de Fehling: Permitió reconocer en un
extracto la presencia de azúcares reductores. Para
ello, como la alícuota del extracto no se encontró
solamente en agua, se evaporó el solvente en baño
de agua y el residuo se redisolvió en 2 mL de agua.
Se adicionó 2 mL del reactivo y se calentó en baño
de agua por 8 minutos. El ensayo se consideró
positivo cuando la solución se colorea de rojo o
aparece precipitado rojo.
- Ensayo de la Espuma: Permitió reconocer la
presencia de saponinas. De modo que cuando la
alícuota se encontró en alcohol, se diluyó con cinco
veces su volumen en agua y se agitó dicha mezcla
fuertemente durante 8 minutos. El ensayo se
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considera positivo si apareció espuma en la
superficie del líquido de más de 2 mm de altura y
persistente por más de 2 minutos.
- Ensayo de Cloruro férrico: Permitió reconocer la
presencia de compuestos fenólicos y/o tanino. En el
extracto alcohólico, el ensayo determinó tanto
fenoles como taninos. Para ello, a una alícuota del
extracto alcohólico se le añadió III gotas de una
solución de tricloruro férrico al 5% en solución
salina fisiológica. En el extracto acuoso, el ensayo
determinó fundamentalmente taninos. Para ello, a
una alícuota del extracto se añadió acetato de sodio
para neutralizar y III gotas de una solución de
tricloruro férrico al 5% en solución salina
fisiológica. El ensayo positivo cuando la solución
desarrolla: Coloración rojo-vino: compuestos
fenólicos en general; coloración verde intensa:
taninos del tipo pirocatecólicos; Coloración azul:
taninos del tipo pirogalotánicos.
- Ensayo de la Ninhidrina: Permitió reconocer la
presencia de aminoácidos libres o de aminas alcohol
en general. Se tomó una alícuota del extracto
alcohólico, o el residuo de la concentración en baño
de agua, si el extracto se encuentra en otro solvente
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orgánico, se mezcló con 2mL de solución al 2% de
ninhidrina. La mezcla se calentó 7 minutos en baño
de agua. Este ensayo se considera positivo cuando se
desarrolló un color azul violáceo.
- Ensayo de Shinoda: Permitió reconocer la
presencia de flavonoides. Cuando la alícuota del
extracto se encontró en alcohol, se diluyó con 1mL
de ácido clorhídrico concentrado y un pedacito de
cinta de magnesio metálico. Después de la reacción
se esperó 5minutos, se añadió 1 mL de alcohol
amílico, se mezclaron las fases y se dejó reposar
hasta que se separaron. Cuando la alícuota del
extracto se encontró en agua, se procedió de igual
forma, a partir de la adición del ácido clorhídrico
concentrado. El ensayo se considera positivo cuando
el alcohol amílico se coloreó de amarillo, naranja,
carmelita o rojo; intensos en todos los casos.
- Ensayo de Kedde: Permitió reconocer en un
extracto la presencia de glucósidos cardiotónicos.
Una alícuota del extracto alcohólico se mezcló con 1
mL del reactivo y se dejó reposar durante 7 minutos.
Un ensayo se consideró positivo cuando se
desarrolla una coloración violácea persistente
durante 1 a 2 horas.
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- Ensayo de Antocianidinas: Permitió reconocer la
presencia de flavonoides de estructura C6-C3-C6.
Para ellos, se calentó 2mL del extracto alcohólico
por 10minutos con 1mL de ácido clorhídrico
concentrado. Se dejó enfriar y se añadió 1mL de
agua y 2 mL de alcohol amílico. Se agitó y se dejó
separar las dos fases. La aparición de color rojo a
marrón en la fase amílica se consideró un ensayo
positivo.
- Ensayo de Mucílagos: Permitió reconocer la
presencia de una estructura tipo polisacárido, el cual
forma un coloide hidrófilo de alto índice de masa
que aumenta la densidad del agua donde se extrae.
Para ello una alícuota del extracto se enfrió en agua
de 0 a 5 ºC y cuando la solución tomó una
consistencia gelatinosa el ensayo se considera
positivo.
En el estudio Fitoquímico se buscó los siguientes componentes:
Alcaloides, Aminoácidos, Antocianidinas, Azúcares Reductores,
Catequinas, Compuestos grasos, Cumarinas, Esteroides, Fenoles,
Flavonoides, Glicósidos cardiotónico, Lactonas, Mucílagos,
Quinonas, Resinas, Saponinas, Taninos y Triterpenoides.
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2.2.3.3.1 TRATAMIENTO DE RESULTADOS
Los resultados se reportaron en cuadros utilizados del programa
Microsoft Office ®, donde se indica la ausencia (-) o presencia
(+) de los fitoconstituyentes.
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III. RESULTADOS
TABLA 1: Fitoconstituyentes identificados en raíz de Mimosa albida (Tapa tapa).
Leyenda:
IDENTIFICACIÓN: INTENSIDAD*
Positiva : + Baja : +
Negativa : - Moderada : ++ Alta : +++
RAÍZ DE Mimosa albida
FITOCONSTITUYENTES ENSAYO EXTRACTO
DICLOROMETANO ETANOLICO 70º ACUOSO
ALCALOIDES
Dragendorff - - - Wagner - - - Mayer - - -
TRITERPENOS Y ESTEROIDES
Lieberman-Burchard
+++
+++
FLAVONOIDES Shinoda + + Antocianidinas +
LACTONAS Baljet - +++
COMPUESTOS FENOLICOS FeCl3 +++ +
AMINOÁCIDOS O AMINAS Ninhidrina +
QUINONAS Bortranger -
GLUCÓSIDOS CARDIOTÓNICOS Kedde -
SAPONINAS Espuma - -
RESINAS Resinas -
AZÚCARES REDUCTORES Fehling ++ +
CATEQUINAS Catequinas +
GRASAS Sudán + +
POLISACÁRIDOS Mucilagos -
TANINOS Gelatina +
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TABLA 2: Fitoconstituyentes identificados en las hojas de Mimosa albida (Tapa tapa).
Leyenda:
IDENTIFICACIÓN: INTENSIDAD*
Positiva : + Baja : +
Negativa : - Moderada : ++
Alta : +++
HOJA DE Mimosa albida
FITOCONSTITUYENTES ENSAYO EXTRACTO
DICLOROMETANO ETANOLICO 70º ACUOSO
ALCALOIDES
Dragendorff - - - Wagner - - - Mayer - - -
TRITERPENOS Y ESTEROIDES Lieberman +++ +++
FLAVONOIDES Shinoda + + Antocianidinas +
LACTONAS Baljet - +++
COMPUESTOS FENÓLICOS FeCl3 +++ +
AMINOÁCIDOS Ninhidrina +
QUINONAS Bortranger -
GLUCÓSIDOS CARDIOTÓNICOS Kedde -
SAPONINAS Espuma - -
RESINAS Resinas -
AZÚCARES REDUCTORES Fehling ++ +
CATEQUINAS Catequinas +
GRASAS Sudán + +
POLISACÁRIDOS Mucilagos -
TANINOS Gelatina +
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IV. DISCUSION
El tamizaje fitoquímico o “screening” fitoquímico es una de las etapas iniciales de la
investigación fitoquímica, que permite determinar cualitativamente los principales
grupos de constituyentes químicos presentes en una planta y, a partir de allí, orientar la
extracción y/o fraccionamiento de los extractos para el aislamiento de los grupos de
mayor interés4.
En el presente trabajo se realizó la identificación preliminar de los fitoconstituyentes
presentes en las hojas y raíz de mimosa albida (Tapa tapa); los cuales son identificados
mediante el desarrollo del Tamizaje Fitoquímico de Martínez y Cuellar a partir de los
extractos obtenidos de dicho tamizaje y sus respectivos ensayos cualitativos a los que
fueron sometidos.
El tamizaje Fitoquímicoconsistió en extraer los fitoconstituyentes según orden de
polaridad ascendente (diclorometano, alcohol 70º y agua),debido a que las células de
donde se los ha de extraer, constituyen sistemas hidrofílicos internos, donde se
encuentran los primeros, inmersos dentro de una vesícula, que consta de una membrana
lipofílica. Cuando se pulveriza la droga, se rompen las paredes y membranas celulares,
dejando libres las vesículas que almacenan a los metabolitos. Es así, que se partió con
solventes de polaridad creciente (diclorometano, etanol y agua) puesto que el
diclorometano, al ponerse en contacto con la droga pulverizada, va a difundirse
fácilmente por la membrana vesicular, disolviéndola a su paso y extrayendo los
principios activos de polaridad semejante (lipofílicos); este solvente, no extrae aquellos
metabolitos secundarios unidos no covalentemente a sistemas hidrofílicos (proteínas,
péptidos) en el citoplasma expuesto; sino que se repele con estos últimos18,8
.
La extracción de los fitoconstituyentes se logró realizar al poner en contacto las
muestras de raíz y hojas con los diferentes solventes de diferente polaridad, a
determinadas condiciones, logrando así solubilizar los fitoconstituyentes que estén
presentes, permitiendo su separación y su extracción, para posteriormente detectar
cualitativamente la presencia de determinados grupos de fitoconstituyentes mediante la
formación de precipitados, coloraciones, etc.17
.
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La polaridad, es la habilidad de las moléculas de interactuar de distintas formas
(comportamiento intramolecular de los fitoconstituyentes y solventes) cuantas más
formas de interactuar tenga el solvente, más polar será. Es una propiedad inherente a
cada molécula que más importancia tiene sobre la solubilidad, de ésta forma se cumple
la regla general de que lo semejante disuelve lo semejante, es decir, una sustancia polar
se disolverá en un solvente polar, así mismo una sustancia no polar se disolverá en un
solvente no polar 6,17,19
.
El etanol, como solvente de polaridad intermedia, extrae los metabolitos afines; su labor
se ve facilitada por la secuencia del procedimiento: el diclorometano ya disolvió las
membranas vesiculares, tal es así que solo se remite a romper las interacciones que
mantienen atraídos (no unidos) a los principios activos, hacia los sistemas hidrofílicos.
Finalmente, el agua extrae los principios activos más hidrosolubles, debido a su elevada
polaridad; esta es capaz de extraerlos en sus formas ionizadas, situación que escapa a las
particularidades de los solventes anteriores20
.
La identificación cualitativa de los fitoconstituyentes usa extracciones sucesivas con
solventes de diferente polaridad, en este caso: diclorometano, etanol 70° y agua
respectivamente; estos solventes penetran en la droga vegetal y disuelven las sustancias,
luego se conserva a baja temperatura; y se lleva a polaridad creciente para facilitar la
solubilidad de principios activos que contiene la droga cruda18
.
El inicio de la extracción de los fitoconstituyentes se realiza con el uso del
diclorometano (solvente de baja polaridad) al poner en contacto con las muestras
trituradas de raiz y hojas respectivamente, extrayendo los principios activos de
polaridad semejante (lipofilicos); por ende los fitoconstituyentes como las proteínas y
péptidos no son extraídos en el citoplasma expuesto, sino que solamente se repelen21
.
Posteriormentelas muestras (raíz y hojas) se puso en contacto con el solvente de
polaridad intermedia etanol 70º, quien extrae fitoconstituyentes afines ya que su labor se
ve facilitada por la disolución previa de las vesículas por acción del diclorometano en la
primera extracción, por lo que permite romper solo las interacciones que aún se
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mantienen atraídas (no unidos) a los principios activos hacia los sistemas hidrofilicos.
Por la mayor cantidad de fitoconstituyentes que extrae este solvente y por combinación
de propiedades (ofrece la capacidad de formar enlaces de hidrógeno, ceder pares de
electrones debido al grupo que esté presente, poseen un extremo lipófílo que puede
ayudar a la solvatación de sustratos orgánicos) se puede considerar el mejor22,23
.
Finalmente las muestras (raíz y hojas) se puso en contacto con el solvente de elevada
polaridad que fue el agua, este se encarga de extraer fitoconstituyentes mas
hidrosolubles, por lo que es capaz de extraerlos en forma ionizadas diferencia que tiene
de los otros solventes anteriores, al poseer un numero grande de enlaces hidrogeno;
surgiendo así la interacción dipolo-dipolo22,23
.
En la tabla 1 y 2 se observan los resultados del tamizaje fitoquímico realizado a las
hojas y raíces de la especie Mimosa albida, notándose una gran variedad de
metabolitos, entre ellos los compuestos fenólicos, los cuales se evidenciaron con la
aparición de color verde al reaccionar con tricloruro férrico, identificados con mayor
intensidad en el extracto etanolico en comparación con el extracto acuoso tanto para las
muestras de raíz y hojas.
También se identificaron a los flavonoides, los cuales dieron reacción positiva con el
reactivo de Shinoda dando coloraciones de anaranjado a rojo en la fase amílica.Los
flavonoides son los metabolitos que dan coloraciones a las plantas por eso son
considerados pigmentos naturales, encontrándose generalmente en las flores, frutos y
hojas fundamentalmente en forma de glicósidos, lo que les infiere una alta solubilidad
en agua y disolventes polares, la cual se incrementa por la alta polaridad de sus
estructuras. Los flavonoides protegen a las células de exceso de, radiación ultravioleta,
que se acumulan en las capas epidérmicas de las hojas y tallos, además de ser
moduladores del trasporte polar de auxinas. Los flavonoides, han sido empleados para la
reducción de la fragilidad capilar, protección frente a estados tóxicos agudos, en
terapéutica estrogénica e inflamatoria por su acción similar a la cortisona. Además, son
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usados como antioxidantes, antivirales, antidiarreicos, antihelmínticos y citostáticos.
Asimismo, se evidenció la presencia de antocianidinas, dando una coloración rojo a
marrón en la fase amílica, estos son un tipo de flavonoides responsables de la mayoría
de los colores rosa, rojo, morado y azul en las plantas y se encuentran acumulados en las
vacuolas de la célula. Debido a que colorean flores y frutos, las antocianinas son muy
importantes en la atracción de animales para la polinización y la dispersión de las
semillas. Estos metabolitos, han sido reportados como anticancerígenos, antitumorales,
antiinflamatorios y antidiabéticos 4,7,17,25,26
.
Por otro lado, se encontró catequinas en el extracto etanólico de los órganos de las
especies estudiadas, las cuales dieron una mancha verde carmelita a la luz ultravioleta,
indicándonos un ensayo positivo. Estos metabolitos, también son un tipo de flavonoide
y presentan propiedades antioxidantes, antidiabéticas, antiinflamatorias,
inmunoestimulantes 17
.
Otro compuesto fenólico encontrado tanto en las muestras de hojas y raíces, son los
taninos, los cuales dieron precipitado blanco al reaccionar con gelatina. Estos
metabolitos secundarios son de sabor amargo, astringentes, que precipitan las proteínas
y alcaloides. Los taninos están ampliamente distribuidos en muchas especies de plantas,
donde juegan un papel importante para disuadir a los animales de su consumo y también
en la regulación del crecimiento vegetal y se encuentran en hojas, brotes, semillas,
raíces, tallo y tejidos de diversas plantas. Estos metabolitos son un amplio grupo de
compuestos polifenólicos hidrosolubles, capaces de precipitar las proteínas y de formar
sales con los alcaloides. Como consecuencia, sus principales propiedades son su
capacidad de curtir la piel y su astringencia.Se caracterizan por poseer acciones
antidiarréicas, astringentes, cicatrizantes y hemostáticas. Existen dos tipos de taninos,
los hidrolizables, también denominados gálicos o pirogálicos (ésteres de monosacáridos
con el ácido gálico, que es un ácido fenol simple) y los catéquicos o condensados o
proantocianidinas (polímeros formados por condensación de catequinas y
leucoantocianos)27,28
.
Por otro lado, las lactonas, se evidenciaron en las hojas y raíces de la planta en
estudio,las cuales reaccionaron con Baljet dando coloración roja. Estos metabolitos le
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confieren actividades insecticidas y puede ser utilizada en terapia de reemplazo
hormonal en mujeres posmenopáusicas. Según los resultados, las lactonas de naturaleza
sesquiterpénica se obtuvieron, de acuerdo a su intensidad de coloración, en mayor
proporción en el solvente de más baja polaridad; resultando menor en etanol y nula en el
agua. Esto justifica la presencia de lactonas muy lipofílicas, las cuales están poco
fusionadas, en contraposición con las solubles en agua, que poseen sustituyentes
hidrofílicos. Cabe resaltar, también que las lactonas pueden estar en forma de
glucósidos; pero éstos son muy inestables (Glucósidos lactónicos) y que se pudieron
destruir en el tratamiento previo de la droga, a la marcha fitoquímica. Tal es así que no
aparecieron en el extracto acuoso 18,29,30
.
Respecto a los triterpenos y esteroides, estos se han identificado en las muestras de
hojas y raíces; tanto para los extractos de diclorometano y etanolico, los cuales dieron
reacción positiva con el reactivo de Liebermann-Burchard dando coloraciones de rojo
(triterpenos) y color azul verdoso (esteroides). Los esteroides biogenéticamente están
relacionados a los triterpenos. Los esteroides son compuestos fundamentales en la
estructura vegetal. Los triterpenos son compuestos de 30 átomos de carbono producidos
por ciclación del escualeno, los cuales se consideran liposolubles. La reacción de
Liebermann-Burchard es típica de los triterpenos y esteroides que contienen dos dobles
enlaces conjugados, en un mismo anillo, en dos anillos adyacentes o un doble en un
anillo adyacente con un grupo hidroxilo. Esta reacción es típica de los ciclos fusionados
que contienen dos dobles enlaces conjugados, en un mismo anillo, en dos anillos
adyacentes o un doble en un anillo adyacente con un grupo hidroxilo. La reacción debe
realizarse en medio absolutamente anhidro, ya que, al existir moléculas de agua, estas
reaccionan con el anhídrido acético, anulando de esta manera la formación de un agente
oxidante, muy necesario para la efectividad del ensayo en mención 18,31,32
.
El Cloroformo solubiliza a la muestra, favoreciendo la captación de algunas moléculas
de agua presentes, debido a que es un solvente inmiscible, que absorbe el agua y el
ácido sulfúrico, reacciona con el anhídrido acético, dando lugar a la liberación de
hidrogeniones, los cuales catalizan la dimerización del triterpeno inicial y además, la
generación de Trióxido de azufre, el agente oxidante que promoverá una deslocalización
generalizada y, con ello la generación de un compuesto coloreado 18,31,32
.
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Por otro lado, también se evidencia la presencia de grasas en las hojas y raíces de la
especie en estudio. Estos, se identificaron mediante el ensayo de Sudan III; método
utilizado generalmente para demostrar la presencia de grasas mediante tinción de
triglicéridos, aunque también tiñe otros lípidos. Pertenece al grupo de colorantes
indiferentes, que son aquellos que no tienen afinidad por estructuras ácidas o básicas.
Son insolubles en el agua y tiñen aquellas sustancias que tienen un poder de disolución
superior al del líquido empleado para preparar la solución colorante.Los colorantes para
grasas son más solubles en las propias grasas que en el medio en el que van disueltos.
Así, al bañar la grasa con la solución del colorante, éste tiende a disolverse en la grasa
que se va cargando del colorante. Por regla general estos colorantes siempre van en
solución alcohólica o bien en una mezcla de alcohol/acetona o alcohol/agua 34,35,36
.
El ensayo para azúcares reductores resultó positivo; en los extractos etanólico y acuoso.
Esta situación está más que justificada porque dichos azúcares se caracterizan por ser de
naturaleza altamente polar, debido al marcado número de grupos funcionales hidroxilo
(-OH) que poseen. Éstos, según su estructura de Fisher (forma abierta) poseen un grupo
carbonilo en el primer o segundo carbono o según la cíclica, un Carbono anomérico, el
cual es altamente reactivo. En el ensayo se utilizó reactivos diferentes, el llamado
Fehling A, que es una solución acuosa de sulfato de cobre (II) y el Fehling B, que
contiene hidróxido de sodio y tartrato de sodio y potasio; la función de este último es
formar un quelato con el Cu2+
y evitar que este ion sea precipitado por los iones
hidróxido. Al mezclarlos, se genera el tartrato de cobre (II), éste va a reaccionar con la
forma abierta del azúcar reductor, específicamente con el grupo aldehído (que en las 2-
hidroxicetonas, puede producirse por una tautomería). Como productos se va a llevar a
la oxidación del grupo aldehído, hacia el carboxílico correspondiente y un metal con su
mínimo estado positivo de oxidación (Cu1+
). Esta peculiar forma del metal se
caracteriza por presentar un color rojo-ladrillo, característico de una reacción positiva
para dicho ensayo 37
.
Los aminoácidos y aminas libres, se pudo evidenciar cualitativamente (según su
intensidad de la coloraciónque varía de azul a violeta intenso) en los extractos etanólico
y acuoso. La mayor intensidad se manifestó en el extracto etanolico; hecho que sugiere
una mayor proporción de aminoácidos y/o aminas de naturaleza semejante. Los
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aminoácidos libres constituyen el grupo de los aminoácidos no proteicos, cuya función
no se conoce muy bien, así como la de la mayoría de los metabolitos secundarios. Éstos
se caracterizan por ser de mediana a elevada polaridad; debido a que poseen los grupos -
amino y carboxílico; los cuales le confieren una polaridad relativa; la naturaleza total,
va de la mano con la cadena lateral, que puede resultar hidrofóbica, para nuestro
estudio. La ninhidrina empleada para esta determinación, es un reactivo que, sometido a
la acción de aminoácidos y/o aminas primarias, sufre un proceso de desaminación
oxidativa, facilitado por el calor, seguida de la formación de una base de Schiff,
altamente deslocalizada y muy coloreada 37,38
.
En un estudio realizado en el Departamento de Química Farmacéutica Chilukur Balaji,
India; sobre el aislamiento de componentes químicos delextracto de la hoja de Bauhinia
variegata una especie de planta perteneciente a la familia Fabaceae, donde se expuso a
diferentes extractos como extracto de petróleo etéreo, extracto de cloroformo, extracto
de acetona-agua y extracto acuoso, se concluye que se realizó estudios fitoquímicos
preliminares de plantas seleccionadas se encontró que el extracto metanólico contiene
flavonas, glucósidos flavonoides y taninos con diversos extractos39
.
En un estudio realizado en el departamento de Zoología de la Facultad de Ciencias,
Universidad Annamalai, Annamalainagar, (TN) – India; sobre Estudios fitoquímicos y
HPTLC de extracto metanólico de Tinctoria Indigofera (Fabaceae). Se realizó
Tamizaje fitoquímico preliminar se reveló la presencia de azúcares, taninos, polifenoles,
alcaloides, aminoácidos, triterpenoides, saponinas, flavonoides40
.
En una revisión de estudios fitoquímicos, etnomédicos y farmacológicos sobre género
Sophora, Fabaceae; realizado en el departamento de Farmacognosia, Nalanda Colegio
de Farmacia de la India, departamento de Farmacología de la Facultad de Farmacia de
Nalanda, India. El artículo revisa la etnofarmacología, las actividades biológicas y los
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compuestos químicos correlacionados de género Sophora, Fabaceae. Más de 300
compuestos se ha aislado, entre ellos los principales son alcaloides quinolizidínicos
particularmente matrine y oxymatrine y flavonoides particularmente prenylated e
isoprenylated flavonoides 41
.
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V. CONCLUSIONES
1. La raíz y hojas de Mimosa albida (tapa tapa) procedentes de Conache,
región La Libertad presenta los siguientes fitoconstituyentes: triterpenos y
esteroides, flavonoides, lactonas, antocianidinas, taninos, fenoles,
catequinas, azúcares reductores, grasas y aminoácidos.
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VI. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS
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2. Torres J, et al. Moringaoleifera: phytochemical detection, antioxidants, enzymes
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education/college/1008021367.html
3. Villar A. Farmacognosia General. España: Síntesis. 1999. P. 251.
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695X2012000500029&lng=pt&nrm=iso&tlng=en
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ANEXO N° 01: Fotografía de ejemplar del Herbarium Truxillensis (HUT) de la
especie mimosa albida (tapa tapa).
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ANEXO N° 02
Fotografías de la investigación realizada
Fig. 1:muestras de extractos de las hojas y raices de mimosa albida(tapa tapa)
Fig. 2:Extractos de la raiz y hojas deMimosa albida(Tapa tapa)
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ANEXO N° 03:
ESQUEMA I
EXTRACCIÓN SUCESIVA DEL MATERIAL VEGETAL PARA LA APLICACIÓN DE
TÉCNICAS DE TAMIZAJE FITOQUÍMICO
Extraer con 150 mL de diclorometano por maceración durante 48 horas a
temperatura ambiente
FILTRAR
EXTRACTO DE DICLOROMETANO
Medir volumen y calcular concentración
RESIDUO SÓLIDO Pesar y secar
EXTRAER CON 3 VECES EL PESO DEL RESIDUO EN
VOLUMEN CON ETANOL DE 70º POR MACERACIÓN DURANTE
48 HORAS
FILTRAR
RESIDUO SÓLIDO Pesar y secar
EXTRAER CON 3 VECES EL PESO DEL RESIDUO EN VOLUMEN CON AGUA
DESTILADA POR MACERACIÓN
FILTRAR
EXTRACTO ALCOHÓLICO DE 70º
Medir volumen y calcular concentración
EXTRACTO ACUOSO
Medir volumen y calcular concentración
RESIDUO SÓLIDO Pesar y secar
MATERIAL VEGETAL 50 g
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ANEXO N° 03: ESQUEMA II
REACCIONES A REALIZAR EN EL EXTRACTO DE DICLOROMETANO
EXTRACTO DE ÉTER DIETÍLICO
DIVIDIR EN FRACCIONES
5 mL
ENSAYO DE SUDAN
(Compuestos Grasos)
15mL (dividido en 3
porciones)
ENSAYOS DE
DRAGENDORFF
MAYER Y WAGNER
5mL
ENSAYO DE
LIEBERMANN-
BUCHART
(Triterpenos -
Esteroides)
5 mL
ENSAYO DE
LIEBERMANN-
BUCHART
(Triterpenos y/o
Esteroides)
5 mL ENSAYO DE
BALJET
(Lactonas y Cumarinas)
15 mL (dividido en 9porciones)
ENSAYOS DE
DRAGENDORFF, MAYER Y
WAGNER
(Alcaloides)
EXTRACTO DE DICLOROMETANO
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ANEXO N° 04: ESQUEMA III
REACCIONES A REALIZAR EN EL EXTRACTO ALCOHÓLICO AL 70º
EXTRACTO ALCOHÓLICO
DIVIDIR EN FRACCIONES
1 mL ENSAYO
DE CATEQUINAS
2 mL
ENSAYO DE
RESINAS
2 mL
ENSAYO DE FELHING (Azúcares
reductores)
2 mL ENSAYO DE
BALJET (Lactonas)
2 mL
ENSAYO DE LIEBERMAN-BOURCHARD (Triterpenos y Esteroides)
2 mL ENSAYO DE
ESPUMA (Saponinas)
2 mL ENSAYO DE
FeCl3 (Fenoles y Taninos)
2 mL ENSAYO DE NINHIDRINA
(Aminoácidos y Aminas)
2 mL ENSAYO DE
BORNTRAGER (Quinonas)
2 mL ENSAYO DE
KEDDE (Glicósidos
Cardiotónicos)
2 mL ENSAYO DE
SHINODA (Flavonoides)
2 mL ENSAYO DE
ANTOCIANIDINA (Flavanoides)
6 mL en 3 porciones
ENSAYOS DE DRAGENDORFF,
MAYER Y WAGNER
(Alcaloides)
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ANEXO N° 05: ESQUEMA IV
REACCIONES A REALIZAR EN EL EXTRACTO ACUOSO
6mL en 3 porciones
ENSAYO DE DRAGENDORFF, MAYER Y WAGNER
(Alcaloides)
2mL ENSAYO DE CLORURO FÉRRICO
(Taninos)
2 mL
ENSAYO DE SHINODA
(Flavonoides)
2mL ENSAYO DE FEHLING (Azúcares Reductores)
2 mL
ENSAYO DE ESPUMA
(Saponinas)
DIVIDIR EN FRACCIONES
10mL ENSAYO DE MUCILAGOS
(Polisacáridos)
I ó II gotas ENSAYO DE
PRINCIPIOS AMARGOS Y ASTRINGENTES
EXTRACTO ACUOSO
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ANEXO N° 06
MARCHA FITOQUÍMICA DE LOS EXTRACTOS
A. Fitoconstituyentes identificados en la raíz de Mimosa albida (Tapa tapa)
Fig. 1: Reacciones químicas del extracto de diclorometano de la raíz de Mimosa albida
(Tapa tapa)
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Fig. 2.: Reacciones químicas del extracto etanólico de laraíz de Mimosa albida (Tapa
tapa)
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Fig. 3.: Reacciones químicas del extracto etanólico de la raíz de Mimosa albida (Tapa
tapa)
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Fig. 4.: Presencia de Catequinas del extracto etanólico de la raiz demimosa albida
(Tapa tapa)frente a luz UV (366nm)
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B. Fitoconstituyentes identificados en las hojas de Mimosa albida (Tapa tapa)
Fig. 5: Reacciones químicas del extracto de diclorometano de las hojas de Mimosa
albida (Tapa tapa)
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Fig. 6: Reacciones químicas del extracto etanólico de las hojasde Mimosa albida (Tapa
tapa)
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Fig. 7: Reacciones químicas del extracto etanólico de las hojas de Mimosa albida (Tapa
tapa)
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Fig. 4.: Presencia de Catequinas del extracto etanólico de las hojas de Mimosa albida
(Tapa tapa) frente a luz UV (366nm)
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ANEXO 7: REACCIONES DE IDENTIFICACIÓN
REACCION DEL TRICLORURO FÉRRICO (para identificar fenoles y taninos)
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REACCIÓN DE SHINODA (para identificar flavonoides)
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REACCIÓN DE LIEBERMAN - BURCHARD (para identificar esteroides)
REACCIÓN DE BORNTRÄGER (para identificar quinonas)
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REACCIÓN DE DRAGENDORFF (para identificar alcaloides)
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REACCIÓN DE MAYER (para identificar alcaloides)
REACCIÓN DE WAGNER (para identificar alcaloides)
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