folleto farmacognosia

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VALORACIÓN DE LAS DROGAS.

Introducción

Valorar o evaluar las drogas vegetales, significa identificarlas y determinar su calidad o pureza. La calidad de una droga se traduce en su valor intrínseco o lo que es lo mismo la cantidad de principios activos presentes en ella.

La identificación de las drogas se hace generalmente comparando una muestra representativa de la droga problema con un espécimen auténtico, corroborando el resultado con la información suministrada por la literatura científica que describe su identidad.

La pureza de una droga es un aspecto sobre el cual tratan las Farmacopeas, Formularios, Códex, Normas, etc.

La evaluación de las drogas se realiza por varios métodos como son: La percepción, la microscopia, el físico-químico, y el biológico.

Las actividades prácticas que a continuación se relacionan, están encaminadas fundamentalmente a la identificación y evaluación de drogas mediante el empleo de los métodos de percepción, microscopia y físico-químico tanto cualitativos como cuantitativos y algunos métodos de aislamiento y purificación de sus principios activos.

I.1 MÉTODOS DE PERCEPCIÓN.

Se refiere a la evaluación por medio de los órganos sensoriales y tiene en cuenta entre otros: Morfología; tamaño; olor; color externo e interno y fractura de los órganos vegetales.

Actividad práctica No1

EVALUACIÓN MACROSCÓPICA DE LAS DROGAS

Introducción.

Esta fase del trabajo de laboratorio tiene como objetivos familiarizar al alumno con drogas crudas y capacitarlos para interpretar adecuadamente las monografías que sobre las mismas se describen en los compendios oficiales.

Por conveniencia para su estudio, las drogas se agrupan de acuerdo a su clasificación morfológica en: órganos subterráneos; corteza y leños; flores; frutos; semillas y una categoría final que incluye las drogas que no pueden clasificarse bajo los anteriores acápites entre las cuales se encuentran resinas, mucílagos, etc.Para la realización de esta práctica, es importante rememorar los aspectos botánicos que son indispensables en el estudio de las partes de una planta en el libro de texto.

El objetivo de la misma es realizar la descripción macroscópica de drogas y aprender la metodología de trabajo establecida oficialmente. Parte experimental.

Como primer aspecto antes de comenzar las descripciones macro morfológicas, el alumno debe conocer para las drogas a evaluar la siguiente información:

Nombre científico. Uso tradicional o reconocido. Nombre vulgar o vernáculo. Planta endémica o aclimatada.

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Familia botánica.

Con la ayuda del microscopio estereoscopio, el alumno realizará una monografía de las drogas crudas a evaluar, teniendo en cuenta para las mismas los siguientes acápites:

A. Órganos subterráneos.

Las estructuras subterráneas a estudiar de interés farmacognóstico se clasificarán en alguna de las siguientes categorías: Raíz, Rizoma, Bulbo y Tubérculo.

Se observará prácticamente las características siguientes:

1. Tamaño: Dimensiones en largo y diámetro

2. Color.

3. Olor.

4. Forma y consistencia: Algunos de los términos usados para describir la forma son: rectos, torcidos, simples y ramificados; también generalmente se habla de forma cilíndrica, cónica, fusiforme, ovoide, piriforme, napiforme, etc.

5. Condición: Fresca, seca, entera, cortada, privada de algún tejido.

6. Caracteres de la superficie: Lisa, arrugada, estriada, anillada, fisurada. Presencia o no de cicatrices y yemas.

7. Sección transversal: Tamaño relativo de la corteza, del leño y de la medula.

8. Fractura: Describir como se rompe la pieza cuando se somete a presión; puede ser completa, incompleta, corta, fibrosa, dura, débil, flexible, cornea, etc.

9. Otras particularidades.

B. Corteza y leños.

La mayoría de los términos descriptivos aplicados a los órganos subterráneos también pueden ser utilizados para cortezas y leños. Pueden destacarse además algunas peculiaridades como:

1. Forma de la pieza: Curvada, aplanada, acanalada, tubo simple, tubo doble, tubo compuesto.

2. Superficie externa: Cicatrices de hojas, presencia de lenticelas, mohos, líquenes, etc.

3. Superficie interna: Color, estriaciones, surcos, etc.

C. Hojas.

Para describir las hojas podemos guiarnos por las siguientes características:

1. Forma: Puede clasificarse tomando en cuenta el pecíolo, ápice, base, bordes, lámina o contorno y venación. (Ver Fig. 1a - f)

2. Textura: Membranosa, coriáceas, frágil, suculenta.

3. Superficie: Glabra o pubescente.

4. Color.

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5. Olor.

6. Dimensiones: Largo y ancho.

7. Condición: Fresca, seca, completa, rota.

8. Peculiaridades: Presencia de glándulas, puntuaciones, pelos, etc.

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Fig. 1a Algunos tipos de hojas atendiendo al pecíolo.

Fig. 1b Tipos de hojas de acuerdo al ápice.

Fig. 1c Tipos de hojas atendiendo a la base.

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Fig. 1d Tipos de hojas atendiendo al borde del limbo.

Fig. 1e Tipos de hojas de acuerdo al contorno o forma.

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Fig. 1f Tipos de hojas atendiendo a las nerviaciones.

D. Flores.

Al describir las flores tendremos en cuenta las siguientes características:

1. Estado de desarrollo.

2. Condición: Fresca, seca, completa o parte de ella.

3. Color.

4. Olor.

5. Peculiaridades: Aspectos morfológicos más sobresalientes como son: tipo de inflorescencia, tipo de cáliz, tipo de pétalos, número de estos, tipo de ovario, estambres etc.

E. Frutos.

Al hacerse el estudio macroscópico del fruto deben definirse que tipo y / o que parte del mismo constituye la droga. Las características más importantes son:

1. Pericarpio: Color, textura, uniforme o modificado.

2. Dehiscencia.

3. Forma.

4. Dimensiones.

5. Color.

6. Olor.

7. Marcas externas o peculiares.

F. Semillas

Las características más relevantes a considerar son:

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1. Caracteres físicos: Forma, dimensión, dureza, peso, etc.

2. Color.

3. Olor.

4. Peculiaridades. Determinación de las dimensiones de las hojas.

En la descripción de las hojas, uno de los parámetros evaluados son sus dimensiones, (Largo y ancho), los cuales pueden variar en dependencia del grado de desarrollo de la planta en el momento de la recolección.

El estudio estadístico de la homogeneidad o dispersión de estos valores resulta importante para reconocer si en un tamaño de muestra determinado, los valores encontrados se encuentran dentro de los informados en la monografía de referencia, si esta existe.

En el estudio macro morfológico de las hojas se incluye por tanto la evaluación de sus dimensiones.

Para ello se selecciona un tamaño de muestra n = 50 y con la ayuda de un pie de Rey o de una regla graduada se determina el largo y el ancho de las mismas. Aplicando los conocimientosestadísticos adquiridos se realizan los histogramas o representaciones graficas de cada parámetro y se determinan los valores de la media, desviación estándar y coeficiente de variabilidad, analizando la correspondencia entre los valores calculados y los valores gráficos.

Actividad Práctica No 2

ALTERACIONES DE LAS DROGAS

Introducción

Debido a condiciones inadecuadas de recolección y almacenamiento, las drogas crudas pueden sufrir distintas alteraciones. Estas alteraciones pueden afectar o no los principios activos sobre los cuales recae la acción farmacológica de la droga.

Toda evidencia de ataque por roedores, como pelos, heces y orina, es inaceptable y revela un gran descuido en la recolección y almacenamiento.

Los roedores son trasmisores potenciales de diversas enfermedades, entre ellas; fiebre tifoidea, la peste bubónica y la lepra murera. Las ratas también albergan garrapatas y ácaros que son vectores de otras enfermedades.

El deterioro de las drogas por insectos y en particular por roedores, convierten a la droga en su contrario, es decir, algo potencialmente peligroso para la salud humana, lo cual implica que no esapta para el consumo.

El objetivo de esta actividad práctica es la detección en las drogas de insectos, los cuales se separan de las drogas por medios mecánicos y por medio de líquidos de diversa densidad. Los aspectos teóricos deben ser revisados en el libro de texto.

Parte experimental

Materiales y reactivos.

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Placa de Petri. Microscopio estereo. Embudo separador. Plancha eléctrica. Beaker de 500 mL. Beaker de 100 mL. Beaker de 50 mL. Tapones de goma. Varilla de vidrio. Pinzas. Éter de petróleo 60-80 oC.

A. Detección de pelos de roedores.

La droga se coloca extendida en una placa de Petri y se observa al microscopio estereoscópico con el menor aumento. Con la ayuda de una pinza se separan los pelos que se encuentren en la -muestra. Observar los caracteres morfológicos del pelo con el lente 400x en el estereoscopio. Comparar dichos caracteres con los de un cabello humano.

B. Detección de heces de roedores (escíbalos)

Los escíbalos de roedores pueden observarse al examinar la droga extendida en una placa de Petri.

Tienen forma cilíndrica terminando en punta más aguda en uno de los extremos. El color varía de gris a marrón oscuro, casi negro con mayor frecuencia. El tamaño esta generalmente en el rango de 3 - 10 mm. Tiene una densidad mayor que el agua, lo cual debe comprobarse colocando el escíbalo en un beaker con agua suficiente.

C. Detección de insectos.

Para detectar insectos en la droga, se sigue la siguiente técnica: Se coloca la droga ( 5 g aproximadamente), en un beaker con 150 mL de agua y se calienta hasta ebullición. Se deja -enfriar y se le añaden 30 mL de éter de petróleo 60 – 80 oC. y se agita vigorosamente. Se deja reposar y se decanta a un embudo separador la fase etérea con la interfase y algo de la fase -acuosa. Se elimina abriendo la llave del embudo casi toda la fase acuosa. Por la boca del embudo se elimina, decantando con cuidado parte de la fase etérea. El resto se agita y se deposita rápidamente en un beaker pequeño.

Se observan los insectos en el microscopio estereoscópico y se ubican en su tipo.

Actividad práctica No 3

DETERMINACIÓN DE MATERIAS EXTRAÑAS

Introducción

Se entiende por materias extrañas, aquellas partes de la droga que no corresponden a las exigencias que señala la monografía en cuanto a color, tamaño, estado y grado de pulverización, mezclas de otras partes de la planta o de otras plantas, polvo, arena, piedra y otras sustancias minerales.

Este método se basa en el examen visual de la droga cruda, pudiendo auxiliarse de lupas o del microscopio estereoscópico. El objetivo de esta actividad es determinar el contenido de materias extrañas en una droga.

Parte experimental

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Materiales y Equipos.

Placas de Petri Balanza técnica. Lupa o microscopio estereoscopio.

A. Peso de la muestra.

Para este ensayo se utilizan, según el tipo de droga, las cantidades siguientes:

De semillas y frutos muy pequeños ---------------------------------------------10 g.De semillas y frutos normales --------------------------------------------------- 20 g.De drogas pulverizadas ----------------------------------------------------------- 50 g.De flores, hojas, hierbas, cortezas, raíces, rizomas y bulbos. --------- 100 g.

B. Orden de ensayos.

Determinación de partes de la droga que no se corresponden con las exigencias que señala -la monografía.

Determinación de partes de otras plantas. Determinación de mezclas minerales (polvo, piedra, etc.)

C. Procedimiento.

Teniendo en cuenta el peso de la droga señalado en el epígrafe A; proceda a la separación manual de las partes señaladas en el epígrafe B, con la ayuda de una pinza o medio adecuado. Una vez concluido, pese cada una de las partes por separado. El resultado se expresa en por ciento y se -calcula por la fórmula siguiente:

Donde:

P = Porcentaje de materia extraña según su clasificación.X = Peso de la materia extraña.M = Peso inicial de la droga.

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I.2 MÉTODOS MICROSCÓPICOS.

Los métodos microscópicos ayudan a evidenciar los caracteres histológicos de las drogas, así -como a detectar posibles adulteraciones de las drogas en polvo. También es útil en microanálisis cualitativo y cuantitativo de polen, estomas, esporas, pelos epidérmicos, etc. En estos métodos juega un papel importante los conocimientos adquiridos en histología vegetal.

La histología se ocupa del estudio microscópico de los caracteres anatómicos de las células y -tejidos; mientras que la histoquímica estudia las técnicas encaminadas a la localización microscópica de los compuestos químicos contenidos en las células y tejidos. Aunque son consideradas como ciencias independientes, no cabe dudas de que mediante el empleo de las -técnicas histoquímicas se aumenta el contraste de las distintas estructuras anatómicas y se facilita el estudio histológico.


TÉCNICAS DE CORTE E INCLUSIÓN.

Introducción.

Para llevar a cabo el estudio histológico y posteriormente las reacciones histoquímicas, es necesario dominar técnicas de corte para la obtención de secciones muy finas del material vegetal, que faciliten su observación al microscopio.

El corte puede realizarse a mano con una cuchilla afilada, pero el éxito de esta operación depende de la habilidad del operario y del tipo de material, por ello este método no es ventajoso ya que el mismo no es reproducible y algunos materiales no se pueden cortar adecuadamente.

Para obtener cortes finos y reproducibles se utiliza el micrótomo; pero para ello es necesario darle a la muestra la debida consistencia y sujeción; empleándose para ello algunos métodos, entre los que se encuentra la inclusión.

Dentro de los métodos de inclusión se encuentra:

En parafina.En gelatina.En carbowax.

Son objetivos de esta práctica el aprendizaje de los métodos de corte e inclusión así como de la identificación de los elementos anatómicos del tejido estudiado. Para la realización de esta actividad el estudiante debe revisar los aspectos teóricos correspondientes en el libro de texto.Parte experimental.

Materiales y reactivos. Equipos.

Parafina Baño histológico. Carbowax 600 y 1500. Micrótomo. Papel grueso. Microscopio. Dedales para muestras. Seis beakers. Regla. Tijera.

A. Inclusión en parafina.

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La inclusión en parafina es el método más ampliamente utilizado para dar la adecuada consistencia y sujeción al material que se va a cortar en secciones para la observación al microscopio.

Para confeccionar el molde de inclusión, sobre un papel grueso se trazan las líneas que se muestran en la Fig.2 y se siguen las siguientes instrucciones:

Fig. 2 Molde de inclusión en parafina.

Doble el papel grueso a lo largo de CC' y DD'. Después doble a lo largo de AA' y BB'. Doble el papel hacia atrás según aa' y bb'.

Doble y saque hacia atrás el papel según las diagonales cortas de un extremo. Para completar el dobles ponga el final y lado perpendicular con el dobles de la diagonal, corte y vire hacia adentro la hoja resultante del final de la pared.

Levante el lado opuesto de la pared, doble esta hoja hacia atrás. Finalmente doble hacia abajo y hacia atrás la sección superior de la pared final y cierre así -

de modo seguro, un extremo. Repita toda la operación con el otro extremo para obtener el -molde.

Los pasos necesarios para la inclusión se ilustran en la Fig.3.

El proceso normal de deshidratación dura unas 12 horas para las piezas chicas y de 27 a 49 horas -para las piezas mayores. La impregnación de 4 a 6 horas en el primer recipiente de parafina fundida para desplazar el reactivo intermediario otras 4 a 6 horas en el segundo recipiente.

Fig. 3 Esquema de la inclusión en parafina.

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Para adaptar este esquema al tiempo de la práctica se utilizarán drogas que no requieran el proceso de fijación o lavado, procediéndose de la siguiente forma:

Coloque la pieza de la droga a incluir en el dedal para muestra y póngalo en el primer recipiente para la deshidratación, espere 10 min. ; páselo al segundo recipiente y de ahí a los restantes empleando el mismo tiempo para cada uno.

Para los dos pasos de impregnación el tiempo a emplear será de 15 min. en cada uno. Finalmente se incluye en el molde colocando la pieza incluida, sostenida con una pinza y añadiendo la parafina fundida, esperando hasta su solidificación.

B. Inclusión en Carbowax.

El esquema de inclusión en carbowax se presenta en la Fig.4. Se excluye como en el caso anterior -las operaciones de fijado y lavado. En la adaptación del método para el tiempo de la práctica se toman 10 min. para agua / carbowax 600 y para carbowax 600.

En los pasos de impregnación el tiempo es de 15 min. cada paso. Para la inclusión se empleará las barras de Leuchart (Fig.5). Estas barras consisten en dos barras de metal, cada una de las cuales esta doblada en uno de sus extremos en ángulo recto y que unidas en sentido inverso forman un rectángulo. Esta barras se colocan sobre una plancha de metal pulido o cristal grueso, que serviránde fondo al rectángulo, para construir el reservorio dentro del cual irá la muestra a incluir.

Fig. 4 Esquema de la inclusión en Carbowax.

Fig. 5 Barras de Leuchart

C. Realización de los cortes. Descripción de los caracteres anatómicos.

Para realizar un corte en el micrótomo de deslizamiento, el alumno debe identificar los elementos -del instrumento señalados en el esquema de la Fig.6 y comprender los fundamentos de su funcionamiento bajo la guía del instructor. Después montar el bloque de inclusión en la mordaza y efectuar el corte.

Una vez realizado el corte para su observación, es necesario realizar los siguientes pasos:

a) Si se trata de una inclusión en parafina. Colocar el corte en el baño histológico.

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Añadir al porta objetos una gota de solución de albúmina-glicerina 1:1 y se introduce en el baño histológico por debajo del corte para recogerlo. Se saca, se deja escurrir y se seca en la estufa 15 min. (Fijación)

Después de seco se desparafina realizando 3 pases por Xilol y1 por agua. Se coloca el cubreobjeto y se observa al microscopio.

Fig. 6 Esquema del micrótomo de deslizamiento.

2. Si se trata de un corte en Carbowax:

Se realiza la fijación, colocando el corte sobre el portaobjeto que contiene la solución de albúmina-glicerina 1:1.

Se lava con agua. Se coloca el cubreobjeto y se observa al microscopio.

En la observación microscópica el estudiante debe identificar los caracteres anatómicos del tejido y dibujar el corte. Para corroborar la eficiencia del método puede realizar un corte a mano y comparar sus resultados.


CORTES POR CONGELACIÓN.

Introducción.

Dentro de los métodos empleados para darle a la muestra a cortar la debida consistencia, se encuentran también los de congelación entre los cuales podemos citar:

CO2. Congelación con N2 líquido. Efecto Peltier.

De acuerdo con el método utilizado para producir el frío y la congelación utilizaremos para realizar los cortes el micrótomo de enfriamiento con CO2 y el micrótomo de enfriamiento con N2 líquido.

La expansión adiabática de los gases reales produce un descenso de la temperatura. Para distintos gases en igualdad de condiciones la magnitud de este descenso está determinado por el coeficiente de Joule-Thomson. Este principio se utiliza en el micrótomo de congelación de CO2. La expansión del CO2 se produce en el cabezal del micrótomo como se muestra en la Fig. 7.

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Fig. 7 Esquema del micrótomo de congelación por CO2.

El cabezal no es más que un cilindro hueco de poca altura con una serie de agujeros en la periferia para permitir la salida del gas. Sobre la tapa del cabezal se dispone un pequeño cilindro de papel (abierto por ambos extremos) donde se coloca la muestra en el líquido de inclusión.

Después de la congelación se forma un bloque cilíndrico que se adhiere firmemente a la superficie del cabezal de forma consistente para el corte.

Un esquema similar al anterior (Fig.8) utiliza N2 líquido para producir la congelación. Inyectando aire en el termo, se produce una presión positiva que impulsa el nitrógeno hacia el cabezal donde llega generalmente en estado gaseoso a una temperatura lo suficientemente baja para enfriar profundamente el cabezal.

Las flechas rectas indican los dos movimientos básicos del micrótomo para realizar el corte. El objetivo de esta actividad, es el aprendizaje de los métodos de corte por congelación. Parte experimental.


Placas Petri Micrótomo por congelación por CO2

Papel para cilindro. Goteros. Micrótomo de congelación por N2 líquido. Líquido de inclusión Pinzas Microscopio de transmisión.

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Fig. 8 Esquema del micrótomo de congelación por nitrógeno

líquido.

A. Corte con -micrótomo de -CO2.

Se coloca un -cilindro pequeño de papel en la -parte central de la superficie del cabezal. -Mediante la llave de regulación se suministra CO2 al cabezal para producir la congelación.

Se añaden unas gotas de líquido para sellar el fondo. Con una pinza se adhiere la muestra al fondo congelado y se orienta en la posición adecuada. Se llena el cilindro con líquido de inclusión, una vez congelada la muestra se retira el cilindro de papel con una cuchilla y se efectúa el corte en la -misma forma utilizada para realizar el corte por inclusión en parafina.

Los cortes se recogen de la superficie de la cuchilla arrastrándolas con unas gotas de líquido de -inclusión hacia una placa Petri que contiene dicho líquido. De la placa de Petri se recogen con un -gotero y se colocan sobre el portaobjetos. Se tapa con el cubreobjeto y se observa al microscopio.

B. Corte con micrótomo de N2 líquido.

La congelación se produce inyectando aire en la vasija termo para forzar la salida del N2 hacia el cabezal. Los procedimientos para la preparación de la muestra y el corte son similares a los descritos para el corte por congelación con CO2.

La pieza a cortar debe impregnarse durante 6-12 h en el líquido de inclusión antes de realizar el corte. El líquido de inclusión debe prepararse de la siguiente forma:

Polietilenglicol 4000 ------------------------------ 2, 0 g. Polietilenglicol 600 ------------------------------ 0,5 g. Sodio Lauril Sulfato ------------------------------ 0,1 g. Agua destilada ---------- ------------------- 8 mL.

C. Descripción de los caracteres anatómicos.

En la observación microscópica el estudiante debe identificar los caracteres anatómicos del tejido y dibujar el corte. Para corroborar la eficiencia del método puede realizar un corte a mano y comparar sus resultados. Los detalles anatómicos que deben observarse y dibujar dependen de la parte con -que se realizó el corte y se describen adecuadamente en el libro de texto.


REACCIONES HISTOQUÍMICAS SOBRE TEJIDOS VEGETALES.

Introducción.

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La histoquímica es la ciencia que estudia las técnicas encaminadas a la localización microscópica de los compuestos químicos contenidos en las células y tejidos.

Es por tanto el objetivo fundamental de esta actividad la realización de las técnicas de tinción que permiten la identificación microscópica de diferentes compuestos químicos.

Es importante para la realización de esta actividad que el alumno maneje los métodos de corte del tejido vegetal.

Parte experimental.


Cortes histológicos Microscopio de transmisión Porta y cubre objetos. Plancha eléctrica. Goteros Reactivos de tinción Microscopio de luz UV. Cámaras de tinción.

A. Detección de sales inorgánicas.

1.Sales de potasio:

a) Con solución de dipicrilamina de sodio, se forman rombos amarillos con ángulos o agregados ramificados.

b) En el corte seco colocado en una solución verde de nitrato de cobre y calentado, aparecen cubitos marrones oscuros de nitrito de potasio-cobre.

2. Sales de sodio.

Se colocan los cortes en una solución de acetato de zinc-uranilo. A la luz ultravioleta los cristales se observan fuertemente fluorescentes, con ambos extremos afilados; pueden también ser romboides, hexagonales y deformados.

3. Sales de calcio.

Se presentan como oxalato de calcio, solubles en ácidos minerales. Se les encuentra en forma de drusas, rafidios y cristales individuales.

a) Después de la adición de ácido sulfúrico del 3 al 5 % se forman agujas y cristales con sus extremos ranurados. La reacción se hace más sensible al aplicar ácido sulfúrico en alcohol -al 96%. Con ácido sulfúrico al 75 % se forman agujas de yeso (sulfato de calcio)

b) Como picrolonato de calcio: Se utiliza el ácido picrolónico puro saturado en alcohol al 20 %, se forman cristales amarillos, granulosos, de superficies múltiples, insolubles en -cloroformo y agua y difícilmente solubles en alcohol al 90 %.

c) El ácido oxálico de los cristales de oxalato de calcio se comprueba como sal de plata, poniendo el corte de la droga en una solución de nitrato de plata acidulada (10 % de AgN03,-en10 %de HNO3). Alrededor de los cristales de oxalato de calcio se forman lentamente -prismas de oxalato de plata.

d) Se comprueba el ácido carbónico de los carbonatos de calcio contenido en los cistolitos, observando las burbujas de gas que surgen al añadir el ácido clorhídrico.

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4. Sales de hierro.

Se trata con una solución de ferricianuro de calcio al 5 % y se añade ácido clorhídrico al 3 %, produciéndose coloración azul.

5. Sales de cobre.

Se reconoce como ferricianuro de cobre mediante ferricianuro de calcio y ácido clorhídrico, produciéndose una coloración marrón.

B. Detección de hidratos de carbono.

La reacción del -naftol (Molisch) resulta positiva con todas las categorías de azucares, inulina, almidón y por tanto no es especifica, se humedece la muestra con -naftol al 20 % en alcohol y se añade ácido sulfhídrico concentrado. Aparece una coloración rojo-violáceo.

1. Monosacáridos.

a) Solución de Fehling: Se mezcla una gota de la solución A más otra de la solución B. Se deposita en el corte y se calienta. Se hace visible un precipitado de óxido de cobre, rojo anaranjado o amorfo.

b) Las cetonas se prueban según Seliwanoff: Se calienta con ácido clorhídrico

concentrado con un 0,5 % de resorcina, generándose una coloración roja.

c) Para la formación de osazonas, una gota de reactivo de fenilhidracina se coloca en el corte a examinar, cubierto con el portaobjetos. Se mantiene durante tres

minutos bajo la acción del vapor de agua; aparecen las agujas amarillas de osazona.

d) Para la formación de hidrazonas, el corte se embebe con una gota de la solución 1 y dos gotas de la solución 2.

Solución 1: Clorhidrato de fenilhidracina 1 parte y 10 partes de glicerina guardada en frasco ámbar.

Solución 2: Una parte de acetato de sodio en 10 partes de glicerina ídem a la anterior.

La preparación se calienta en un baño Maria. Un ensayo positivo es cuando se observa al microscopio cristales de naranja a rojo correspondientes a las fenilhidrazonas.

2. Celulosa.

a) Produce con el reactivo de cloro-zinc-yodo, en frío, una coloración azul violeta.

b) Tratando con ácido sulfúrico al 80 % y con adición de agua y yodo en solución, se forma coloración azul.

3. Hemi-celulosa.

Son fácilmente solubles en ácido sulfúrico al 30%; algunas hemicelulosas lo son en solución caliente de hidrato de cloral.

4. Pectinas.

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Son insolubles en cuoxan (disolución reciente de hidróxido de cobre en amoniaco concentrado) y fácilmente solubles en agua caliente y se colorean igual que los mucílagos, con azul de metileno o rojo neutro.

5. Mucílagos y gomas.

Las características de los mucílagos de hincharse se hace visible tratándolos con idantreno. Se pone el corte seco o el polvo en la solución de dos partes de idantreno con ocho partes de agua y se observa inmediatamente que los trozos de mucílagos se hinchan; observados al microscopio se muestran como manchas claras llenas de partículas de idantreno, o sea aparece como una mancha transparente en el preparado oscuro.

C. Detección de Lignina.

1. La lignina se detecta humedeciendo el corte con una solución de floroglucinol y luego con ácido clorhídrico al 5%; se obtiene una coloración roja.

2. Una solución de sulfato de anilina al 2% en agua produce una coloración amarilla.

3. Si durante 5 min. se trata con una solución de permanganato, se lava con agua, luego se trata con ácido clorhídrico diluido durante dos min. se lava de nuevo y se trata con amoniaco, aparece una coloración rosada.

D. Detección de súber y cutina.

Al contrario de la celulosa son insolubles en cuoxan, ácido sulfúrico concentrado y ácido crómico concentrado.

1. Se pueden colorear utilizando colorantes grasos: Con una solución al 6 % de rojo Sudan III en alcohol y glicerina a partes iguales, durante media hora, calentando de vez en cuando y lavando bajo el microscopio con alcohol al 50% hasta que toda la materia colorante superflua se elimine y solo se observe la tinción roja de esos tejidos.

2. EL súber puede también teñirse con rojo escarlata al 0,5 % en solución de hidrato de cloral, con, adición de amoniaco a manera de alcalinizar; se calienta varias veces y se observa al cabo de i0 min.

3. Con hidróxido de potasio al 40 %, con calentamiento cuidadoso, se producirá coloración amarilla e hinchamiento de la membrana suberosa.

4. Unas gotas de solución saturada de yodo, añadidas al corte previamente tratado con ácido sulfúrico al 90 % y lavado con agua, tiñe el súber y la cutina de amarillo.

E. Detección de celulosa, súber y cutina. Triple tinción.

Colocar el corte en El portaobjetos. Añadir unas gotas de solución de floroglucinol al 2 % en etanol y dejar evaporar casi a sequedad. Añadir dos gotas de ácido sulfúrico acuoso (6:3). Esperar 5 seg., secar el exceso de solución ácida y añadir unas gotas del reactivo preparado con 5 partes de ácido sulfúrico concentrado y tres partes de solución saturada de yoduro de potasio en glicerina. Dejar actuar la mezcla unos 2 seg. y lavar con solución de ácido sulfúrico (6:3). Este lavado no debe ser completo.

Observar al microscopio, si la celulosa no toma la tinción adecuada se lava con solución de ácido sulfúrico (7:3)

La celulosa toma color azul y la cutina y el súber amarilla.

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F. Detección de aceites fijos.

1. Los cortes en hidrato de cloral y rojo escarlata al 0,5 % dejándolos bajo calentamiento algún tiempo, aparecen las grasas como esferas rojas en el preparado.

2. Después del tratamiento con Sudan III en glicerina, aplicando calor y lavando con alcohol al 50 %, aparecen las gotas de grasas coloreadas de rojo.

G. Detección de albúminas.

Generalmente son granos de aleuronas que se presentan en varias formas en muchas semillas. La comprobación de la presencia de albúmina se hace por reacciones coloreadas, debiéndose tener en cuenta que la reacción positiva sólo indica la presencia de un cierto grupo en la molécula de albúmina.

1. La reacción de Millón produce, cuando se calienta con el corte una coloración roja difusa, que indica el grupo de la tirosina en la molécula de albúmina.

2. La reacción de biuret, utiliza solución saturada de sulfato de cobre por más o menos media hora; luego de lavar con agua y tratar con hidróxido de potasio al 40 %, se forma una coloración violeta que indica grupos CONH2 o sea el enlace peptídico.

3. La reacclón xantoproteica utiliza ácido nítrico concentrado, el cual colorea la albúmina, cuando se calienta, de amarillo, y al sobresaturarla con amoniaco el color se torna pardo marrón. La reacción no es completamente especifica puesto que también las resinas dan una coloración amarilla. Esta reacción es causada por el grupo triptófano y la fenilalanina.

4. Los granos de aleurona son disueltos en hidrato de cloral y para hacerlos visibles se colocan los preparados en aceite de almendras, glicerina o una solución de azúcar concentrada; así aparecen como pequeñas esferitas.

5. Los componentes de un grano de aleurona se pueden visualizar si el corte se coloca en sacarosa concentrada conteniendo yodo, o mejor, en una solución de yodo-glicerina. Al cabo de unos minutos se ve el cristaloide coloreado de amarillo oscuro en la masa clara y el globoide se percibe como una esferita incolora.

H. Detección de aceites volátiles.

El corte se humedece con una solución de Sudan III al 5 % en etanol al 70 %. Después de 15-20 minutos se lava el exceso de colorante con etanol al 50 %. Se adiciona una gota de glicerina y se observa al microscopio. Los aceites esenciales aparecen como puntos o gotas rojas dentro de las células.

I. Detección de aldehídos.

El corte se humedece con una solución de difenilamina al 1 % en ácido sulfúrico concentrado. La preparación se calienta con un baño Maria:

Si hay formaldehído: La solución se colorea de verde de forma estable.

Si hay otros aldehídos: La preparación se colorea de verde y cambia posteriormente a rojo.

J. Detección de aminoácidos y aminas.

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El corte se humedece con una solución de ninhidrina al 5 % en etanol. La preparación se calienta en un baño Maria. El ensayo es positivo si aparecen zonas azul oscuro a violeta:

K. Detección de alcaloides.

El corte se humedece con una solución de ácido tartárico al 5% en etanol. Se deja secar y se añade solución reactiva de Dragendorff. Los alcaloides se detectan como puntos o aglomeraciones rojo-ladrillo sobre fondo amarillo-naranja.

L. Detección de antocianinas.

Los colores rojo o azul de los cortes de forma natural, debido a las antocianinas, cambian a un color verde si el corte se trata con una gota de amoniaco concentrado.

M. Detección de flavonoides.

El corte, se humedece con etanol y se añade una solución de hidróxido de potasio al 10% en etanol. Las partes que contienen flavonoides se colorean de amarillo.

N. Detección de quinonas.

El corte se humedece con una solución de hidróxido de potasio al 10% en etanol al 50 %. EL desarrollo de una coloración rojiza indica un ensayo positivo.

O. Detección de enzimas (oxidasa).

El corte se humedece con una solución de bencidamina al 10% en etanol al 60%. La reacción se observa transcurridos 45 minutos:

Color azul: Si la enzima infiere acidez al tejido.

Color carmelita: Si la enzima infiere basicidad al tejido.

P. Detección de glucósidos.

Se basa en el ensayo de Guignard por la producción de ácido hidroxiamínico al descomponerse los glucósidos. El corte se embebe 30 min. con una solución de ácido pícrico en agua al 1 %. Se lava con agua y se añade una gota de solución de carbonato de sodio al 10% en agua. Un ensayo positivo se indica por el desarrollo de una coloración roja.

Q. Detección de taninos.

Al observarse al microscopio drogas que contienen taninos, se destacan éstos como masas de contenido marrón oscuro y/o rojo.

1. Se humedece El corte con una solución de vainillina alcohólica al 1% y se añade una gota de ácido clorhídrico apareciendo una coloración rojo brillante.

2. Humedeciendo la preparación con p-dimetilamino benzaldehído al 3 % en solución de ácido sulfúrico al 60 %, se torna de color rojo.

3. El corte se humedece con una solución acuosa de cloruro férrico al10 % y una gota de solución diluida (1-5%) de carbonato de sodio en agua. Si hay taninos la preparación se colorea de azul o verde.

El estudiante deberá realizar todas las observaciones e informar sus resultados.

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Actividad practica No 7

EXAMEN E IDENTIFICACIÓN DE DROGAS EN POLVO.

Introducción.

Las características microscópicas junto con las reacciones microquímicas de las drogas en polvo se utilizan para la identificación de las especies. Estas características son lo suficientemente constante para posibilitar una evaluación adecuada de la droga.

Características tales como el color y el olor y aspectos cualitativos de las reacciones con yodo y floroglucina, la presencia o ausencia de oxalato de calcio, ofrecen criterios para clasificar las drogas en polvo.

Deducciones más concluyentes se apoyan o están basadas en rasgos anatómicos característicos. Tejidos como vasos, pelos, fibras, súber o corcho, glándulas, estomas, etc. y reacciones para la detección de taninos, quinonas, grasas, resinas, azúcares, proteínas, etc; facilitan una identificación más precisa.

El objetivo de esta actividad es la evaluación microscópica de drogas en polvo.

Parte experimental

Materiales y reactivos. Equipos

Porta y cubre objetos Reactivos de tinción. Microscopio de transmisión. Droga en polvo

En cualquier examen de una droga en polvo, se deben hacer las siguientes observaciones:

A. Color

El color puede revelar la parte del vegetal de que se trate. Las hojas y las plantas compuestas son generalmente verdes, las drogas de corteza son bronceadas o. marrones, mientras que los órganos bajo tierra son generalmente de colores claros.

B. Reacción con solución de yodo.

Los almidones y la mayor parte de los órganos bajo tierra dan una reacción positiva intensa. Leños, corteza y flores frecuentemente contienen almidón y los gránulos, o son pequeños o están ausentes. (Fig.9)

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Fig. 9 Granos de almidón.C. Reacción con el reactivo de floroglucina.

Cortezas y leños generalmente contienen tejido lignificado en cantidades más grandes que cualquier otra parte de la planta. La ausencia de fibras lignificadas es una característica frecuente y significativa en la identificación.

D. Presencia de ciertas células.

La detección y caracterización de las siguientes células o tejidos en las drogas en polvo son necesarias para su identificación.

1) Elementos conductores: No están presentes en las drogas de corteza. Los vasos de las hojas y de las flores son generalmente pequeños (Fig. 10)

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Fig. 10 Elementos conductores2) Estomas: Están presentes en hojas, partes de flores y algunos tallos. El arreglo de las

células acompañantes puede ayudar a la caracterización (Fig. 11)

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Fig. 11 Células epidérmicas (A, B, C y D). Estomas (E, F, G y H)

3) Células de parénquima: Son generalmente abundantes en raíces y rizomas y poco frecuentes en cortezas y leño (Fig. 12)

4) Pelos: Se encuentran comúnmente como elementos de hojas, flores, frutos, semillas, etc. (Fig. 13 y 14)

5) Células de súber: No se encuentran en hojas, flores, leños o partes de frutos y pueden estar ausentes en algunas cortezas, raíces y rizomas (Fig. 15)

6) También pueden encontrarse como elementos microscópicos de las drogas en polvo, fibras (Fig. 16), escléridos (Fig. 17) y colénquima (Fig. 18)

E. Presencia de ciertas sustancias químicas.

1) Oxalato de calcio. Cuando están presentes como cristales se describen para cada especie y son de considerable importancia en la caracterización (Fig 19)

2) Aleurona. Los granos de aleurona están presentes en semillas fundamentalmente.

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Fig. 12 Células de parénquima

Fig. 13 Pelos tectores.

Las pruebas de taninos, aceites fijos, aceites esenciales, quinonas, etc; resultan también de valor. Para la realización de todos los ensayos químicos pueden llevarse a cabo las reacciones referidas en la actividad practica anterior.

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Fig. 14 Pelos secretores.

Fig. 15 Células de súber.

Pueden emplearse además los siguientes reactivos:

Mezcla aclarante. Hidrato de cloral / glicerina / agua (5:3:2) Se suman los efectos aclarantes del hidrato de cloral y de la glicerina, las soluciones no son excesivamente viscosas. Es un buen aclarante.

Agua de Yodo. Se agitan en un matráz con l00 mL de agua y uno o dos cristales de yoduro de potasio, aproximadamente 0,1 g de yodo. No se filtra, en el fondo del frasco deberá quedar siempre algo de yodo sin disolver.

Carmín-verde yodo. Se someten a ebullición 1,2 g de carmín con 100 mL de disolución acuosa de sulfato aluminio potásico a1 15%. Se enfría y se filtra. Se añaden 10 mL de disolución acuosa de verde yodo al 0,75%. La lignina y la suberina se tiñen de verde mientras que la celulosa de rojo-violeta.

Sudán III. Se disuelve bajo reflujo 0,5 g de rojo Sudan III en 50 mL de etanol al 96%, o de isopropanol. Se deja enfriar, se filtra y se añaden 50 mL de glicerina. Aceites fijos, aceites esenciales, ceras, cutina y suberina. fijan el colorante llpófilo coloreándose de rojo después de algún tiempo.

El estudiante deberá realizar todas las observaciones e informar sus resultados.

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Fig. 16 Fibras.

Fig. 17 Esclereidos.

Fig. 18 Tipos de colénquima

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Fig. 19 Cristales de oxalato de calcio.

Actividad practica No 8

ESTUDIO MICROSCÓPICO DE LOS GRANOS DE POLEN

Introducción.

Los granos de polen, constituyen un producto natural utilizado en la preparación de alergenos; son con frecuencia característicos para una especie y algunas familias de plantas.

El tamaño, la forma, la estructura y frecuencia de los poros y la naturaleza de la superficie; son rasgos característicos utilizados para la identificación.

EL objetivo de esta actividad es que el estudiante reconozca los granos; determine su tamaño y aprenda a realizar conteos de los mismos.Parte experimental.

Materiales y reactivos. Equipos

Portaobjetos Cubreobjetos Solución de Calberla Etanol Petrolato sólido Polen de diferentes especies. Microscopio de transmisión Micrómetro ocular. Micrómetro de platina.

A. Reconocimiento de granos de polen.

Seleccione 3 muestras de polen de un herbario y coloque una pequeña cantidad en el centro de una lámina o portaobjetos. Añada una gota de etanol en el centro y deje que se seque la preparación.

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Repita la operación y seque el anillo oleoso. Añada una gota de solución de Calberla, cúbrala cuidadosamente, examine y dibuje el polen teniendo en cuenta los siguientes elementos.

1) Tamaño: Puede oscilar entre 10 - 200 micrones. Determine el tamaño promedio de sus muestras.

2) Forma: Puede ser redonda, ovalada, poliédrica, irregular, elíptica, etc.

3) Espesor de la exina y de la entina.

4) Estructura y frecuencia de los poros.

5) Naturaleza de la superficie: Puede ser, reticular, granular, enrollada, agujereada, especiculada. pilosa, etc.

B. Abundancia de polen atmosférico.

Se exponen tres láminas recubiertas con una película fina y uniforme de petrolato, durante 24 horas a la atmósfera. Seleccione un lugar que ofrezca protección de la lluvia, viento etc. Traslade las láminas en una caja apropiada, tiña cada lámina con solución de Calberla, cúbrala y cuente el número de granos de polen bajo el cubreobjetos en un área definida. Determine el número promedio de granos por centímetro cuadrado. Seleccione el polen predominante. Haga un conteo diferencial e informe todos los resultados.

I.3 MÉTODOS FÍSICO-QUÍMICOS APLICADOS AL ANÁLISIS DE DROGAS CRUDAS. PARÁMETROS DE CONTROL DE LA CALIDAD.

Mediante el empleo de los métodos físico-químicos de análisis puede determinarse y establecerse la calidad de una droga, así como, completar su identificación.

Esta etapa de trabajo de laboratorio tiene como objetivo ejercitar a los estudiantes en la realización de métodos de análisis que permitan la evaluación de drogas crudas.

Para la realización de estas actividades es importante rememorar y aplicar los conocimientos adquiridos en las asignaturas precedentes.

La evaluación físico-química de las drogas comprende diferentes métodos, algunos de los cuales describimos a continuación.


DETERMINACIÓN DE CENIZAS TOTALES, SOLUBLES EN AGUA E INSOLUBLES EN ÁCIDO.

Introducción

Se denominan cenizas totales al residuo inorgánico que se obtiene al incinerar una droga, fundamentalmente en su determinación gravimétrica.

Las cenizas solubles en agua es aquella parte de las cenizas totales que se disuelven en agua y las ácido insolubles, el residuo que se obtiene después de la disolución de las cenizas totales en ácido clorhídrico al 10%.

Parte experimental


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Crisol de porcelana o platino. Ácido clorhídrico al 10 % Trípode. Agua destilada. Triángulo de porcelana. Papel de filtro libre de cenizas Mechero. Acido nítrico reactivo. Mufla. Desecadora.

Solución de nitrato de amonio 10g/100mL. Peróxido de hidrógeno concentrado.

A. DETERMINACIÓN DE CENIZAS TOTALES.

Se determina la masa de no menos de 2.0g ni más de 3.0g de la porción de ensayo pulverizada y tamizada con una desviación permisible de 0.5mg en un crisol de porcelana o platino (en dependencia de la sustancia analizada) previamente tarado. Caliente suavemente la porción de ensayo aumentando la temperatura hasta carbonizar y posteriormente incinere en un horno mufla a una temperatura de 700 a 750 oC, si no se señala otra temperatura en la norma específica, durante 2h.

Se enfría el crisol en una desecadora y se pesa, repitiéndose el proceso hasta que dos pesadas sucesivas no difieran en más de 0.5mg por g (masa constante)

Para obtener la masa constante los intervalos entre calentamiento y pesada son de 30min. Si el residuo presenta trazas de carbón, se le añaden unas gotas de solución de peróxido de hidrógeno concentrado, ácido nítrico o solución de nitrato de amonio al 10% m/v y se calienta hasta evaporar los solventes. Al enfriar el crisol el residuo es de color blanco o casi blanco.

Expresión de los resultados:

C = porcentaje de cenizas totales en base hidratada.M = masa del crisol vacío (g) M1= masa del crisol con la porción de ensayo(g) M2= masa del crisol con la ceniza (g) 100= factor matemático para los cálculos.

Los valores se aproximan hasta las décimas.

B. DETERMINACIÓN DE CENIZAS SOLUBLES EN AGUA.

A las cenizas totales obtenidas en A, se le añaden de 15 a 20 mL de agua. El crisol se tapa y se hierve suavemente a la llama del mechero durante 5min. La solución se filtra a través del papel de filtro libre de cenizas. El filtro con el residuo se transfiere al crisol inicial, se carboniza en un mechero y luego se incinera en un horno mufla de 700-750 oC, durante 2h. Posteriormente se coloca en una desecadora y cuando alcance la temperatura ambiente se pesa. Se repite el procedimiento hasta alcanzar peso constante.

Expresión de los resultados.

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Ca = porcentaje de cenizas solubles en agua en base hidratada. M2 = masa del crisol con las cenizas totales (g). Ma =masa del crisol con las cenizas insolubles en agua (g) M1 = masa del crisol con la muestra de ensayo (g) M = masa del crisol vacío.100 = factor matemático.

Los valores se aproximan a las décimas.

C. DETERMINACIÓN DE CENIZAS INSOLUBLES EN ÁCIDO CLORHÍDRICO.

Procedimiento.

A las cenizas totales obtenidas según la técnica, se le añaden de 2-3 mL de ácido clorhídrico al 10%. El crisol se tapa con un vidrio reloj y se calienta sobre un baño de agua hirviente durante 10min. Se lava el vidrio reloj con 5mL de agua caliente y se une al contenido del crisol. La solución se filtra a través de un papel de filtro libre de cenizas; se lava el residuo con agua caliente hasta que el filtrado acidulado con ácido nítrico p.a; al cual se le añade una o dos gotas de solución de nitrato de plata 0.1mol/L, no muestre presencia de cloruros. El filtrado con el residuo se deseca de 100 a 105 o C, se transfiere al crisol inicial y se incinera en un horno mufla a una temperatura de 700-750 oC durante 2h (si no se señala otra temperatura en la norma específica) Posteriormente se coloca en una desecadora y cuando alcance la temperatura ambiente se pesa. Se repite el procedimiento hasta obtener masa constante.

Expresión de los resultados

B= porcentaje de cenizas insolubles en ácido clorhídrico en base hidratada.M = masa del crisol con la porción de ensayos (g) M2= masa del crisol con la ceniza (g) 100= factor matemático.

Los valores se aproximan hasta las décimas.


DETERMINACIÓN DEL CONTENIDO DE HUMEDAD

Introducción.

La presencia de exceso de agua en las drogas vegetales, puede promover el crecimiento de hongos, insectos y la hidrólisis de constituyentes que pueden provocar el deterioro de la droga.

Es por ello, que los límites en el contenido de agua debe ser determinado para las drogas vegetales, especialmente para aquellas que absorben fácilmente la humedad o en las cuales el deterioro puede ser promovido por la presencia de un exceso de agua.

Los límites de agua usualmente establecidos en las farmacopeas oscilan entre 8 y 14% con pocas excepciones. Los dos métodos más usados para determinar el contenido de

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agua en las drogas vegetales son el gravimétrico (pérdida por desecación) y el azeotrópico (destilación con tolueno). El método gravimétrico es el más fácil, pero no es aplicable a drogas que contengan sustancias volátiles. El método azeotrópico requiere de un equipo especial, lo cual comparativamente dificulta su uso, pero es aplicable a drogas que contengan sustancias volátiles.

A. PÉRDIDAS POR DESECACIÓN. MÉTODO GRAVIMÉTRICO.

Se basa en la determinación gravimétrica de la pérdida en masa que muestra una droga después de ser desecada en la estufa.

Parte experimental.

Materiales y Equipos.

Balanza analítica vD 0,1 mg. Cápsula de porcelana Estufa u horno de calentamiento Desecadora.

Procedimiento.

De la muestra de laboratorio, con el grado de trituración que determine la norma específica, se pesan 2g con desviación permisible de 0.5 mg y se transfieren a una cápsula de porcelana previamente tarada y desecada a 105 oC hasta masa constante; seguidamente se deseca a 105 oC durante 3h. La cápsula se coloca en la desecadora donde se deja enfriar a temperatura ambiente y se pesa, colocándose nuevamente en la estufa durante 1h, volviéndose a pesar, hasta obtener una masa constante.Expresión de los resultados.

Hg = pérdida en peso por desecación (%). M2 = masa de la cápsula con la muestra de ensayos (g)M1 = masa de la cápsula con la muestra de ensayo desecada (g)M = masa de la cápsula vacía. 100 = factor matemático.

Los resultados se aproximan a las décimas.

B. DETERMINACIÓN DEL CONTENIDO DE AGUA. METODO AZEOTRÓPICO.

Se basa en la destilación por arrastre con tolueno, del agua contenida en la droga.

Parte experimental.


Plancha eléctrica o fuente de calor Tolueno. Equipo del esquema (Fig 20)

Procedimiento.

A un balón de 500 mL se transfiere 200 mL de tolueno, se le añaden 2 mL de agua, se monta el equipo, se le añade tolueno al tubo colector hasta el cuello. Se coloca

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en la fuente de calor y se destila hasta que el volumen de agua en el tubo colector permanezca constante y se mide el volumen inicial de agua (V1). Se deja enfriar el tolueno (tolueno saturado).

De la muestra de ensayo pulverizada y tamizada, se pesan 10g, con un error máximo de 0.5 mg y se transfiere al balón que contiene el tolueno saturado de agua; se pone el equipo a la fuente de calor nuevamente y se destila hasta que el volumen de agua en el tubo colector permanezca constante, midiéndose el volumen final de agua (Vt).

Fig. 20 Equipo de determinación de humedad. Método

azeotrópico.


H = Humedad residual (%) V1 = Volumen de agua inicial (mL)Vt = Volumen de agua final (mL) 100 = Factor matemático.

Los resultados se aproximan hasta las décimas.


DETERMINACIÓN DE SUSTANCIAS SOLUBLES.

Se basa en la extracción de las sustancias solubles en agua, alcohol o mezclas hidroalcohólicas, mediante maceración y evaporación hasta sequedad de una alícuota del extracto.

Parte experimental.


Balanza analítica. Disolvente indicado (agua, alcohol o mezclas hidroalcohólicas) Erlenmeyer de boca esmerilada con tapa 250 mL. Zaranda. Embudo. Pipetas de 20 mL. Papel de filtro. Cápsula de porcelana. Baño de agua. Estufa.

Procedimiento.

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De la muestra de ensayo previamente pulverizada y tamizada, se pesan exactamente 5 g y se transfieren a un erlenmeyer de 250 mL; se añaden 100 mL del disolvente, se tapa y se agita durante 6 h, dejándose en reposo hasta el día siguiente; se agita 30 min, se deja reposar alrededor de media hora más y se filtra por papel. Se toma una alícuota de 20 mL que se transfiere a una cápsula previamente tarada. Se evapora sobre baño de agua, se deseca en estufa a 105 oC durante 3h, se enfría y se pesa.


Ss = sustancias solubles (%). H = humedad de la muestra (%) 500 y 100 = factores matemáticos para los cálculos. R = residuo de la muestra (g) M = masa de la muestra (g).


I.4 ESTUDIO QUÍMICO CUALITATIVO.

Antes de realizar la extracción completa de la muestra a ser analizada, es necesario llevar a cabo pruebas preliminares sencillas y rápidas que permitan detectar cualitativamente la presencia de determinados grupos de compuestos. Esto se logra mediante las técnicas de "screening" (tamizaje), que se ayudan de la microquímica para evidenciar estos grupos de constituyentes mediante formación de precipitados, coloraciones, etc.

Estas reacciones se caracterizan porque son selectivas para las clases o grupos de compuestos que se investigan, son simples y rápidas, detectan la mínima cantidad posible y utilizan un mínimo de equipo de laboratorio.

No debe olvidarse que cuando se obtiene un resultado negativo, este puede deberse a la ausencia de la clase de compuestos buscada, a la selección errónea del solvente para extraer, a la presencia de sustancias extrañas que interfieran o a una concentración en el orden de trazas del compuesto ensayado. Con relación a la selección del disolvente, este da lugar a diferentes métodos o esquemas de trabajo para el tamizaje fitoquímico.


TAMIZAJE FITOQUÍMICO

Introducción.

En el desarrollo de esta actividad se persigue el aprendizaje y aplicación de técnicas de tamizaje al material vegetal fresco, seco o en forma de extracto blando o seco.

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En este caso se emplea un esquema general que utiliza la extracción sucesiva con solventes de polaridad creciente. Para el desarrollo de esta actividad es necesario rememorar las reacciones químicas estudiadas en las asignaturas precedentes y revisar otras reacciones de mayor especificidad para cada grupo en su libro de texto.

Parte experimental.


Gradillas Éter etílico Tubos de ensayo Etanol. Agua destilada Reactivos del tamizaje.

Procedimiento:

La planta fresca, seca o el residuo de una extracción; es sometida a tres extracciones sucesivas según el esquema de la Fig. 21, a cada extracto I, II y III, se le mide el volumen obtenido y se le calcula su concentración, esto es, gramos de sustancias extraídas por mL de extracto. Para ello tome una alícuota de 5 mL y páselo a una cápsula previamente tarada, evapore a sequedad en baño de agua y pese nuevamente. Se procede de igual forma que la técnica descrita para la determinación de sustancias solubles.

30 - 50 g MATERIAL VEGETAL

EXTRAER CON 90 -150 mL DE ÉTER ETÍLICO POR MACERACIONDURANTE 48 HORAS A TEMPERATURA AMBIENTE

FILTRAR

EXTRACTO ETÉREOMedir volumen y calcular concentración

RESIDUO SÓLIDOSecar y pesar

EXTRAER CON 3 VECES EL PESO DEL RESIDUOEN VOLUMEN CON ETANOL POR MACERACIÓNDURANTE 48 HORAS.

FILTRAR

EXTRACTO ALCOHÓLICOMedir volumen y calcular concentración

RESIDUO SÓLIDOSecar y pesar

EXTRAER CON 3 VECES EL PESO DEL RESIDUOEN VOLUMEN CON AGUA DESTILADA POR MACERACIÓNDURANTE 48 HORAS.

FILTRAR

EXTRACTO ACUOSOMedir volumen y calcular concentración

RESIDUO SÓLIDOSecar, pesar y desechar

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Fig. 21 Extracción sucesiva del material vegetal para la aplicación de técnicas de Tamizaje Fitoquímico.Posteriormente en cada extracto por separado se procede de acuerdo a los esquemas representados en las Figuras 22, 23 y 24. En cada caso para realizar los ensayos se procede de la siguiente forma:

Ensayo de Sudan: Permite reconocer en un extracto la presencia de compuestos grasos, para ello, a la alícuota de la fracción en el solvente de extracción, se le añade 1 mL de una solución diluida en agua del colorante Sudan III o Sudan IV. Se calienta en baño de agua hasta evaporación del solvente.

Fig. 22 Esquema de las reacciones a realizar en el extracto de éter etílico.

La presencia de compuestos grasos se considera positiva si aparecen gotas o una película coloreada de rojo en el seno del líquido o en las paredes del tubo de ensayos respectivamente.

EXTRACTO ALCOHÓLICO

DIVIDIR EN FRACCIONES

1mLENSAYO DECATEQUINAS

2 mLENSAYO DE

RESINAS

2 mLENSAYO DE

FEHLING(AZ. REDUCTORES)

2 mLENSAYO DE BALJET

(LACTONAS)

2 mLENSAYO DE

LIEBERMAN-BUCHARD(TRITERPENOS-ESTEROIDES)

2 mLENSAYO ESPUMA

(SAPONINAS)

2 mLENSAYO DE

Cl3Fe

(FENOLES Y TANINOS)

2 mLENSAYO DENINHIDRINA

(AMINOÁCIDOS)

2 mLENSAYO DEBORNTRAGER

(QUINONAS)

2 mLENSAYO DE

SHINODA(FLAVONOIDES)

2 mLENSAYO DE

KEDDE(CARDENÓLIDOS)

2 mLENSAYO DE

ANTOCIANIDINA

(ALCALOIDES)MAYER Y WAGNER

ENSAYOS DE DRAGENDORFF6 ML en 3 porciones

Fig. 23 Esquema de las reacciones a realizar en el extracto alcohólico.Ensayo de Dragendorff: Permite reconocer en un extracto la presencia de alcaloides, para ello, si la alícuota del extracto está disuelta en un solvente orgánico, este debe evaporarse en baño de agua y el residuo redisolverse en 1 mL de ácido clorhídrico al 1 % en agua. Si el extracto es acuoso, a la alícuota se le añade 1 gota de ácido clorhídrico concentrado, (calentar suavemente y dejar enfriar hasta acidez). Con la solución acuosa ácida se realiza el ensayo, añadiendo 3gotas del reactivo de Dragendorff, si hay opalescencia se considera (+), turbidez definida (++), precipitado (+++).Ensayo de Mayer: Proceda de la forma descrita anteriormente, hasta obtener la solución ácida. Añada una pizca de cloruro de sodio en polvo, agite y filtre. Añada 2 ó 3 gotas de la solución reactiva de Mayer, si se observa opalescencia (+), Turbidez definida (++), precipitado coposo (+++).

Observación: En el caso de alcaloides cuaternarios y/o amino-óxidos libres, éstos solo se encontrarán en el extracto acuoso y para considerar su presencia la reacción debe ser (++) ó (+++), en todos los casos, ya que un resultado (+), puede provenir de una extracción incompleta de bases primarias, secundarias o terciarias.

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EXTRACTO ACUOSO

6 ML en 3 porcionesENSAYOS DE DRAGENDORFF

MAYER Y WAGNER(ALCALOIDES)

2 mLENSAYO DE CLORURO

FÉRRICO(TANINOS)

2 mLENSAYO DE SHINODA

(FLAVONOIDES)

2 mLENSAYO DE FEHLING

(AZ. REDUCTORES)

2 mLENSAYO DE ESPUMA

(SAPONINAS)

10 mLENSAYO DEMUCÍLAGOS

1 Ó 2 GOTASENSAYO DE

PRINCIPIOS AMARGOS

DIVIDIR EN FRACCIONES

Fig. 24 Esquema de las reacciones a realizar en el extracto acuoso.

Ensayo de Wagner: Se parte al igual que en los casos anteriores de la solución ácida, añadiendo 2 ó 3 gotas del reactivo, clasificando los resultados de la misma forma.

Ensayo de Baljet: Permite reconocer en un extracto la presencia de compuestos con agrupamiento lactónico, en particular Coumarinas, aunque otros compuestos lactónicos pueden dar positivo al ensayo.

Para ello, si la alícuota del extracto no se encuentra en alcohol, debe evaporarse el solvente en baño de agua y redisolverse en la menor cantidad de alcohol (1 mL). En estas condiciones se adiciona 1mL del reactivo, considerándose un ensayo positivo la aparición de coloración o precipitado rojo (++ y +++) respectivamente.

Ensayo de Hidroxamato férrico para coumarinas: Una gota del extracto se coloca en una placa de porcelana y se añade una gota de clorhidrato de hidroxilamina disuelto en etanol al 10 %. Se añaden unas gotas de hidróxido de potasio al 10% en etanol y se calienta a la llama hasta burbujeo, se añaden unas gotas de ácido clorhídrico 0.5 mol/L y una gota de cloruro férrico al 1% en agua. El desarrollo de una coloración violeta (+), claro (++), intenso (+++).

El reactivo de Baljet se prepara de la siguiente forma:

Solución 1: Hidróxido de sodio al 10 % en agua.Solución 2: Ácido pícrico al 1 % en etanol.

Las soluciones se tienen preparadas de forma independiente y se mezcla igual cantidad en volumen de cada una de ellas justo en el momento de realizar el ensayo. Dicha mezcla es la que se adiciona a la alícuota a evaluar.

Ensayo de Borntrager: Permite reconocer en un extracto la presencia de quinonas. Para ello si la alícuota del extracto no se encuentra en cloroformo, debe evaporarse el solvente en baño de agua y el residuo redisolverse en 1 mL de cloroformo. Se adiciona 1 mL de hidróxido de sodio, hidróxido de potasio ó amonio al 5 % en agua. Se agita mezclando las fases y se deja en reposo hasta su ulterior separación. Si la fase acuosa alcalina (superior) se colorea de rosado o rojo, el ensayo se considera positivo. Coloración rosada (++), coloración roja (+++).

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Ensayo de Liebermann-Burchard: Permite reconocer en un extracto la presencia de triterpenos y/o esteroides, por ambos tipos de productos poseer un núcleo del androstano, generalmente insaturado en el anillo B y la posición 5-6.

Para ello, si la alícuota del extracto no se encuentra en cloroformo, debe evaporarse el solvente en baño de agua y el residuo redisolverse en 1 mL de cloroformo. Se adiciona 1 mL de anhídrido acético y se mezcla bien. Por la pared del tubo de ensayos se dejan resbalar 2-3 gotas de ácido sulfúrico concentrado sin agitar. Un ensayo positivo se tiene por un cambio rápido de coloración:

1- Rosado-azul muy rápido.2- Verde intenso-visible aunque rápido.3- Verde oscuro-negro-final de la reacción.

A veces el ensayo queda en dos fases o desarrollo de color. Muy pocas veces puede observarse el primer cambio. El tercer cambio generalmente ocurre cuando el material evaluado tiene cantidades importantes de estos compuestos.

IMPORTANTE : Para realizar este ensayo no puede haber agua en el medio de reacción pues ésta con el ácido sulfúrico reacciona de forma violenta y puede ocurrir un accidente. La reacción de Liebermann-Burchard se emplea también para diferenciar as estructuras esteroidales de los triterpenoides, las primeras producen coloraciones azul o azul verdoso, mientras que para las segundas se observa rojo, rosado o púrpura. Estas coloraciones pueden variar por interferencias producidas por carotenos, xantofilas y esteroides saturados que puedan estar presentes.

Ensayo de catequinas: Para ello, tome de la solución alcohólica obtenida una gota, con la ayuda de un capilar y aplique la solución sobre papel de filtro. Sobre la mancha aplique solución de carbonato de sodio. La aparición de una mancha verde carmelita a la luz UV, indica un ensayo positivo.

Ensayo de resinas: Para detectar este tipo de compuesto, adicione a 2 mL de la solución alcohólica, 10 mL de agua destilada. La aparición de un precipitado, indica un ensayo positivo.

Ensayo de Fehling: Permite reconocer en un extracto la presencia de azúcares reductores. Para ello, si la alícuota del extracto no se encuentra en agua, debe evaporarse el solvente en baño de agua y el residuo redisolverse en 1-2 mL de agua. Se adicionan 2 mL del reactivo y se calienta en baño de agua 5-10 minutos la mezcla. El ensayo se considera positivo si la solución se colorea de rojo o aparece precipitado rojo. El reactivo se prepara de la siguiente forma:

Solución A: Se pesan 35 g de sulfato cúprico hidratado cristalizado y se disuelven con agua hasta un volumen total de 1000 mL.

Solución B: Se pesan 150 g de tartrato de sodio y potasio y 40 g de hidróxido de sodio y se disuelven con agua hasta un volumen total de 1000 mL.


Ensayo de la espuma: Permite reconocer en un extracto la presencia de saponinas, tanto del tipo esteroidal como triterpénica. De modo que si la alícuota se encuentra en alcohol, se diluye con 5 veces su volumen en agua y se agita la mezcla fuertemente durante 5-10 minutos.

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El ensayo se considera positivo si aparece espuma en la superficie del líquido de más de 2 mm de altura y persistente por mas de 2 minutos.

Ensayo del cloruro férrico: Permite reconocer la presencia de compuestos fenólicos y/o taninos en un extracto vegetal. Si el extracto de la planta se realiza con alcohol, el ensayo determina tanto fenoles como taninos. A una alícuota del extracto alcohólico se le adicionan 3 gotas de una solución de tricloruro férrico al 5 % en solución salina fisiológica (cloruro de sodio al 0.9 % en agua). Si el extracto es acuoso, el ensayo determina fundamentalmente taninos. A una alícuota del extracto se añade acetato de sodio para neutralizar y tres gotas de una solución de tricloruro férrico al 5 % en solución salina fisiológica, un ensayo positivo puede dar la siguiente información general: Desarrollo de una coloración rojo-vino, compuestos fenólicos en general. Desarrollo de una coloración verde intensa, taninos del tipo pirocatecólicos. Desarrollo de una coloración azul, taninos del tipo pirogalotánicos.

Ensayo de la ninhidrina: Permite reconocer en los extractos vegetales la presencia de aminoácidos libres o de aminas en general. Se toma una alícuota del extracto en alcohol, o el residuo de la concentración en baño de agua, si el extracto se encuentra en otro solvente orgánico, se mezcla con 2 mL de solución al 2 % de ninhidrina en agua. La mezcla se calienta 5-10 minutos en baño de agua. Este ensayo se considera positivo cuando se desarrolla un color azul violáceo.

Ensayo de Shinoda: Permite reconocer la presencia de flavonoides en un extracto de un vegetal. Si la alícuota del extracto se encuentra en alcohol, se diluye con 1 mL de ácido clorhídrico concentrado y un pedacito de cinta de magnesio metálico. Después de la reacción se espera 5 minutos, se añade 1 mL de alcohol amílico, se mezclan las fases y se deja reposar hasta que se separen.

Si la alícuota del extracto se encuentra en agua, se procede de igual forma, a partir de la adición del ácido clorhídrico concentrado.

El ensayo se considera positivo, cuando el alcohol amílico se colorea de amarillo, naranja, carmelita o rojo; intensos en todos los casos.

Ensayo de Kedde: Permite reconocer en un extracto la presencia de glicósidos cardiotónicos. Una alícuota del extracto en etanol se mezcla con 1 mL del reactivo y se deja reposar durante 5-10 minutos. Un ensayo positivo es en el que se desarrolla una coloración violáceo, persistente durante 1-2 horas. El reactivo de Kedde se prepara de la siguiente forma:

Solución 1: Ácido 3.5 dinitrobenzóico al 2 % en metanol. Solución 2: Hidróxido de potasio al 5.7 % en agua.


Ensayo de antocianidinas: Permite reconocer en los extractos vegetales la presencia de estas estructuras de secuencia C6-C3-C6 del grupo de los flavonoides. Se calientan 2 mL del extracto etanólico 10 min. con 1 mL de HCL conc. Se deja enfriar y se adiciona 1 mL de agua y 2 mL de alcohol amílico. Se agita y se deja separar las dos fases. La aparición de color rojo a marrón en la fase amílica, es indicativa de un ensayo positivo.

Ensayo de mucílagos: Permite reconocer en los extractos de vegetales la presencia de esta estructura tipo polisacárido, que forma un coloide hidrófilo de alto índice de masa que aumenta la densidad del agua donde se extrae. Para ello una alícuota del extracto en agua se enfría a 0-5 ºC y si la solución toma una consistencia gelatinosa el ensayo es positivo.

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Ensayo de principios amargos y astringentes: El ensayo se realiza saboreando 1 gota del extracto acuoso o del vegetal y reconociendo el sabor de cada uno de estos principios, bien diferenciados al paladar.

También pueden realizarse otros ensayos no comprendidos en este esquema de tamizaje, para la detección de otros compuestos. A continuación expondremos algunos de estos ensayos.

Glicósidos cianogenéticos: Coloque unos 5 g de material vegetal en un erlenmeyer de 125 mL y adicione suficiente agua para humedecer la muestra. Prepare un papel de picrato de sodio sumergiendo una tira de papel de filtro en una solución recién preparada de picrato de sodio (5 g de carbonato de sodio + 0.5 g de ácido pícrico y cantidad suficiente de agua para 1000 mL); conserve esta solución en frasco seco.

Aproximadamente 1 mL de cloroformo se añade a la muestra humedecida para resaltar la actividad enzimática. Inserte el papel de picrato de sodio en el recipiente con la muestra, colocándolo de forma tal que no toque las paredes del mismo. Tape el recipiente y caliente a 35 ºC por unas 3 horas.

Observe los cambios de coloración del papel, si en 3 h no se produce variación, puede afirmarse la ausencia de los glicósidos cianogenéticos, pero si en 15 min. el papel cambia de amarillo a diferentes tonos rojos, indica la presencia de HCN en cantidades apreciables.

1. Aceites, hidrocarburos y carotenos: En un embudo de separación al cual se le coloca un pedacito de algodón en el orificio interior, se adicionan 5 g de droga en polvo y 15 mL de solvente de baja polaridad (éter de petróleo o tetracloruro de carbono). Tape el embudo para evitar la evaporación del disolvente y déjelo en reposo 6 h como mínimo. Abra la llave del embudo y obtenga de esta forma el extracto.

2. Ensayo de aceite fijo, secante o esencial: Tome 5 mL del extracto y déjelo evaporar sobre un vidrio reloj o placa petri a temperatura ambiente. La aparición de un líquido oleoso después de la evaporación, si deja mancha de grasa sobre el papel de filtro indica presencia de aceite fijo. Si al evaporarse el disolvente aparece una película fina resinosa, indica presencia de aceite secante. Si al evaporarse el disolvente aparece un líquido oleoso aromático que no deja mancha de grasa sobre el papel de filtro indica la presencia de aceite esencial.

3. Ensayo de hidrocarburos: Tome 10 mL del extracto y déjelo evaporar al aire, disuelva el residuo obtenido en acetona calentando suavemente sobre baño de agua si fuera necesario. Deje algunas horas en el refrigerador. La aparición de un precipitado, indica la presencia de hidrocarburos.

4. Ensayo de carotenos: Si el ensayo de hidrocarburos descrito en II, resultara positivo, filtre el precipitado obtenido y disuelva el residuo en 2 mL de cloroformo. Tome la solución clorofómica y adicione reactivo de Carr-Price. La aparición de una coloración verde-azulada indica presencia de carotenos.

Los resultados obtenidos en el tamizaje fitoquímico son tabulados de la siguiente forma:

METABOLITO ENSAYADOTIPO DE EXTRACTO

ETEREO ALCOHOLICO ACUOSO OTRO

Aclarando además:

Nombre de la especie botánica. Órgano ensayado. Peso del material seco.

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Fecha de la realización del ensayo. Análisis y discusión de sus resultados con relación a lo planteado por la literatura.

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II. MÉTODOS DE EXTRACCIÓN DE SUSTANCIAS NATURALES. EXTRACTOS TOTALES.

Los métodos y técnicas operatorias a seleccionar para realizar la extracción y/o aislamiento de principios activos de un material vegetal, dependen de diversos factores, siendo entre ellos fundamentales:

a) Tipo de sustancia en cuestión (su naturaleza química), para adecuar el proceso.b) Su contenido en agua.c) Su grado de fragmentación (tamaño de partícula).d) La temperatura y su influencia sobre la solubilidad y la descomposición de las

sustancias (alteraciones químicas posibles).e) Estabilidad o labilidad del producto.f) Selección del disolvente o menstruo, la cual debe hacerse sobre la base de

criterios, tales como: que no reaccionen con los componentes de la mezcla, que no forme compuestos estables o azeótropos, que sea térmicamente estable y no sea oxidante o incremente la volatilidad de los compuestos, para una separación óptima.

g) Cambios en la relación de partición sólido / líquido.h) Recuperación del soluto según la proporción de partición.i) Formación de emulsiones, debido a agentes superficiales que provocan la separación

de pequeños volúmenes de líquido para formar una tercera fase (glicósidos, saponinas, proteínas, ácidos grasos)

j) Costo del proceso.k) Trabajo involucrado, reproducibilidad y factibilidad. l) Eficiencia del proceso extractivo escogido.

En el mercado farmacéutico generalmente hallamos cuatro tipos de extractos: a) extractos secos; b) extractos blandos; c) extractos hidroalcohólicos (fluidos y tinturas) y d) extractos oleosos. En todos ellos la concentración de principios activos es óptima, facilitándose la dosificación de los mismos.

Los extractos secos se obtienen por la concentración de los licores extractivos mediante evaporación al vacío o por atomización. Como las sustancias termodegradables pueden desnaturalizarse, se recurre hoy día a la liofilización, procedimiento que respeta el contenido enzimático, vitamínico y hormonal de las preparaciones vegetales frescas.

Los extractos hidroalcohólicos son los que extraen la mayor diversidad de componentes químicos presentes en drogas. De ellos las dos variantes más comunes son:a) Extracto fluido: concentración del extracto correspondiente a cada gramo de droga

hasta 1 mL.b) Tintura: concentración del extracto correspondiente a cada gramo de droga hasta:

Tintura al 10 % --------- 10 mL. Tintura al 20 % --------- 5 mL. Tintura al 50 % --------- 2 mL.

Los extractos blandos son líquidos espesos o masas semisólidas, que se obtienen por concentración de los licores extraídos sin llegar a sequedad. Generalmente cada gramo de licor extractivo es equivalente a 2-6 g de droga.

Las principales técnicas extractivas son: maceración, lixiviación o percolación, digestión, infusión, destilación y extracción continua.

Maceración: Consiste en remojar la droga cruda fragmentada con el solvente o menstruo, para que este penetre la estructura celular y disuelva las sustancias. El material se agita esporádicamente por un período de 2-14 días en recipiente cerrado. Finalizado el

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proceso se decanta el líquido filtrando y exprimiendo el residuo, lavando el mismo con una pequeña porción de menstruo.

Lixiviación: El material pulverizado se coloca en un percolador (Fig. 25), se macera previamente (30 min.) y se hace pasar continuamente el solvente a través de este (hasta que desaparezcan las burbujas de aire provocadas por el peso del material).

Digestión: Es una forma de maceración donde se aplica calor moderado al material pulverizado, lo cual incrementa el poder disolvente. Para que el solvente pueda usarse continuamente por reciclaje, se adapta un condensador al balón donde se efectúa la digestión.

Infusión: La droga se extrae con agua caliente, pero sin someterla a ebullición o con agua fría.

El agua se vierte sobre ella, manteniendo bien cerrado el recipiente, durante unos 30 min.

Decocción o cocimiento: La droga cruda se somete a ebullición con agua.

Destilación: Es el proceso de evaporar una sustancia, condensar los vapores y recogerlos al estado líquido. Comprende variantes que dependen de la naturaleza del vegetal y de la termo labilidad de las sustancias (Fig. 26)

Fig. 25 Tipos más empleados de percoladores.

Extracción continua: El material vegetal se trata con un disolvente que disuelve uno o algunos de sus componentes. Este método utiliza aparatos especialmente diseñados tales como el Soxhlet y los extractores líquido-líquido (Fig. 27)

Las actividades que a continuación se relacionan tienen como objetivo ejercitar a los estudiantes en la realización de algunos métodos de obtención de extractos, para lo cual deben profundizar los aspectos técnicos en su libro de texto.

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Fig. 27 Equipos de extracción contínua.

Fig. 28 Extracción de tinturas por maceración

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OBTENCIÓN DE EXTRACTOS FLUIDOS Y TINTURAS.

Introducción.

Para la obtención de estos tipos de extractos, pueden ser empleados los métodos de extracción siguientes: maceración, percolación y repercolación. Para realizar estos procedimientos debe haberse comprobado la calidad de las materias primas a utilizar (requisitos de calidad de la droga cruda y pureza y concentración del menstruo)

El tamaño de partícula de la droga cruda no debe exceder de 5 mm. Debe efectuarse la comprobación de la masa de la droga y el volumen de menstruo a utilizar para lograr los extractos de la forma prevista. Generalmente se preparan tinturas al 10 % para drogas potentes o muy activas (drogas heroicas) y de un 20 a 50 % para drogas de menor actividad. (drogas no heroicas).

A. OBTENCIÓN DE TINTURAS POR MACERACIÓN.


Recipiente de vidrio o acero inoxidable con tapa. Papel de filtración mediana. Recipiente de color ámbar. Balanza técnica. Droga. Menstruo seleccionado.

Procedimiento.

En un recipiente de vidrio o acero inoxidable con tapa, se vierte el 90 % del menstruo requerido; se le añade la droga cruda pesada y se mezcla bien. La mezcla debe ocupar como máximo las 3/4 partes del recipiente. Se tapa el recipiente y se macera el número de días establecidos, agitando 15 min. dos veces al día.

Transcurrido el tiempo de maceración, el líquido se extrae por decantación y el residuo se filtra por papel de filtración de velocidad moderada, se escurre y se lava con menstruo hasta completar el volumen de tintura establecido. En este procedimiento debe evitarse lo más posible la evaporación del menstruo.

Se deja reposar en un recipiente bien cerrado según el esquema siguiente:

Temperatura. Tiempo de reposo.De 8-10 oC No menos de 4 díasDe 15-20 oC 15 días. Ambiente 30 días.

Transcurrido ese tiempo se filtra y evapora en recipiente de vidrio ámbar y se extrae una porción para ensayos. (Fig. 28)

B. OBTENCIÓN DE TINTURAS POR PERCOLACIÓN.

Materiales y reactivos

Recipiente de vidrio o acero inoxidable. Percolador. Algodón o gasa.

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Papel de filtración de velocidad moderada. Frasco ámbar. Balanza técnica. Droga cruda fragmentada. Menstruo seleccionado.

Procedimiento:

1. A un recipiente de virio o acero inoxidable (tanque, cubeta o cubo) de poca profundidad, se le transfiere la droga cruda pesada y se humedece con menstruo, procurando que no quede líquido residual. (Generalmente se emplea para la humectación un volumen no menor del peso de la droga). Se deja reposar ( para que la masa vegetal embeba el menstruo y se hinche) de 15 min. a 4 h en dependencia de la dureza y características de la droga cruda.

2. En un percolador cuyo orificio de salida se cubre con algodón o gasa u otro material inerte, se transfiere la droga humectada. La superficie se cubre con papel o placa de filtro o un disco metálico con orificio y se presiona.

3. Para garantizar que no queden burbujas de aire en la masa vegetal, se vierte menstruo con el orifico de salida del percolador abierto y cuando este comienza a salir se cierra el mismo. Se sigue vertiendo menstruo hasta que este cubra la masa vegetal y quede de 3-5 cm por encima de ella. Se recircula la tercera parte del volumen del líquido contenido en el percolador y si baja el nivel del líquido, este se repone. Se macera durante 24 h.

4. Se abre el orificio de salida y se deja salir el percolado a la vez que se añade más menstruo, estableciéndose un flujo de 3-5 mL / min. hasta obtener la cantidad de tintura necesaria. (Sobre la base de un kg de droga): 10 L si es tintura al 10 % 5 L si es tintura al 20 % 2 L si es tintura al 50 %.

5. Se deja reposar en un recipiente bien cerrado según el siguiente esquema: De 8 a 10 o C, no menos de 4 días. De 15 a 20 oC 15 días, temperatura ambiente 30 días.

6. El líquido es evacuado por sifón del sedimento posteriormente se filtra el restante por gravedad, a presión o con vacío a través de papel de filtración de velocidad moderada, evitando lo más posible la evaporación y se envasa en recipiente plástico apto para contener productos farmacéuticos. Se extrae una porción para ensayos y se le realizan los análisis establecidos, si cumple con los parámetros se envasa.

C. OBTENCIÓN DE EXTRACTOS FLUIDOS POR PERCOLACIÓN.


Recipiente de vidrio o acero inoxidable. Percolador. Algodón o gasa. Papel de filtración mediana. Frasco de color ámbar. Balanza técnica. Droga cruda fragmentada. Menstruo seleccionado.

Procedimiento:

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Los primeros tres pasos se desarrollan de la forma descrita en la obtención de tinturas por percolación, seguidamente se abre el orificio de salida y se deja salir el percolado a la vez que se añade más menstruo, estableciéndose un flujo de 3-5 mL / min., hasta obtener una primera fracción de 85% de extracto, los que se guardan en un recipiente. Se detiene la extracción y con el volumen de menstruo requerido, se macera durante 24 h y se hace una extracción de 1L del extracto.

Este proceso se repite por segunda vez. Los últimos 2 L de extracto obtenido se reúnen y se concentran a una temperatura que no exceda los 60 oC hasta obtener el volumen requerido (15% restante, se prefiere la concentración por vacío).

Este extracto blando se mezcla con la primera fracción obtenida y si fuese necesario se añade menstruo hasta completar el volumen del extracto fluido. Se deja reposar en un recipiente bien cerrado según el esquema siguiente:

De 8 a 10 oC, no menos de 4 días. De 15 a 20 oC, 15 días. Temperatura ambiente, 30 días.

Transcurrido el tiempo de reposo se filtra por papel de velocidad moderada, evitando lo más posible la evaporación, y se envasa en recipientes de vidrio color ámbar o recipientes de plástico aptos para contener productos farmacéuticos. Se toma una muestra para ensayo.

D. OBTENCIÓN DE EXTRACTOS FLUIDOS POR REPERCOLACIÓN.

Materiales y Reactivos.

Cuatro percoladores. Algodón, gasa o papel de filtro. Beakers. Probeta. Frasco con tapa. Balanza técnica. Droga cruda. Menstruo seleccionado.

Procedimiento.

Excepto el paso de la extracción del percolador, los demás son válidos en este método. Se prepara una batería de percoladores (4 ó 5) con la misma cantidad de droga, utilizando el menstruo que va saliendo de un percolador para humectar el otro de la forma siguiente:

Extracciones:

2do día: Del percolador I se evacua un volumen H de extracto con el que se humedece la droga del percolador II y se deja humedecer de la misma forma que se hizo para el percolador I. Al percolador I se añade un volumen T= H+M de menstruo fresco estando la llave abierta. Se deja salir un volumen M de extracto del percolador I y se cierra hasta el otro día. La materia prima hinchada se carga en el percolador II y se le añaden los líquidos del percolador I (volumen M), se recircula y después se cierra la llave. Se deja hasta el día siguiente.

3er día: Siguiendo el mismo procedimiento se incorpora el percolador III a la batería, teniendo presente siempre que el menstruo fresco se incorpora por el percolador de más tiempo montado (PI).

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4to día: Idem al tercero.

5to día: Se evacua de los percoladores montados un volumen en litros equivalente al peso en Kg de la carga de material vegetal en cada percolador. La fracción obtenida del percolador IV constituye la primera fracción de producto terminado, la que se reserva en recipiente aparte. Se repone el volumen extraído del percolador IV con la misma cantidad de extracto proveniente del percolador anterior y así sucesivamente se transfieren las fracciones de un percolador al siguiente.La mecánica que se sigue es semejante a la descrita anteriormente con la diferencia de que del percolador I se extrae el líquido contenido en él después de lo cual se elimina este percolador del proceso. Por otra parte el líquido requerido para completar el volumen del percolador II, se hace con menstruo fresco.

6to día y siguientes: Siempre que haya droga cruda para seguir montando nuevos percoladores se sigue igual que para el 5to día. Se recuerda que la fracción del producto terminado se extrae del último, es decir del montado el día anterior; y que el percolador mas agotado en cuanto a droga sale del proceso.

Cuando no haya mas percoladores que montar, la transferencia de un percolador a otro, se limita a la cantidad del extracto que equivale a una fracción del producto terminado, extrayendo siempre la fracción correspondiente a cada percolador montado, por el último percolador. Lógicamente en los últimos percoladores montados queda siempre un remanente de menstruo que se reúnen al final. Este líquido residual puede adicionarse a las fracciones de producto terminado siempre que se conozca el título de ambas partes; también se utiliza como menstruo en un próximo lote de la misma droga cruda.

En resumen se obtienen tantas fracciones de producto terminado como percoladores se hayan montado, debiendo coincidir el volumen de extracto fluido con el peso de la droga cruda empleada. (Fig. 29).

Fig. 29 Esquema de obtención de extractos fluidos por repercolación.

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III. MÉTODOS FÍSICO-QUÍMICOS APLICADOS AL ANÁLISIS DE EXTRACTOS Y TINTURAS

El empleo de métodos físico-químicos de análisis, permite establecer la calidad de los extractos obtenidos a partir de drogas crudas, así como controlar su estabilidad.

La evaluación de los extractos comprende un conjunto de métodos, alguno de los cuales serán descritos en las actividades prácticas relacionadas a continuación, cuyos fundamentos han sido estudiados en asignaturas precedentes.


MÉTODOS GENERALES PARA EL ANÁLISIS DE EXTRACTOS.

Introducción.

Para la determinación de los parámetros de calidad de un extracto o de un aceite esencial, son empleados algunos métodos que pueden ser comunes para ambos y otros que sean específicos para algunos de ellos.

En aquellos específicos se realizarán las aclaraciones correspondientes.

A. DETERMINACIÓN DE LOS REQUISITOS ORGANOLÉPTICOS.

Determinación de olor: Se toma una tira de papel secante de aproximadamente 1 cm de ancho por 10 cm de largo y se introduce un extremo en la muestra de ensayo. Se huele y se determina si corresponde con la característica del producto.

Determinación del color: Se toma un tubo de ensayos bien limpio y seco y se llena hasta las tres cuartas partes con la muestra de ensayo y se observa el color, la transparencia, la presencia de partículas y la separación en capas. Se informa los resultados.

B. DETERMINACIÓN DE LA DENSIDAD RELATIVA.

Se entiende por densidad relativa a la relación entre la masa de un volumen de la sustancia a ensayar a 25 oC y la masa de un volumen igual de agua a la misma -temperatura. Este término equivale a peso específico.


Picnómetro de al menos 10 mL de capacidad. Balanza analítica vD 0,1mg LSP 200 g.

Procedimiento:

Primeramente pésese el picnómetro vacío y seco a 2 ºC y llénese con la porción de ensayo, manténgalo a la temperatura de 25 ºC (± 1 ºC) durante 15 min., y ajústese el líquido al nivel empleado, si es preciso, una tira de papel para extraer el exceso y secar exteriormente el picnómetro.

Se pesa cuidadosamente el picnómetro con la porción de ensayo y se repite la operación con el agua destilada a 25 ºC, después de limpio el picnómetro.


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La densidad relativa a 25 ºC se calcula por la siguiente fórmula:

donde:

M1 : peso del picnómetro con la muestra (g)M2 : peso del picnómetro con el agua (g)M: peso el picnómetro vacío (g).

Los resultados se aproximan hasta la tercera cifra.

C. Determinación del índice de refracción.

El índice de refracción es una constante característica de cada sustancia, la cual representa la relación entre el seno del ángulo de incidencia de la luz y el seno del ángulo de refracción cuando la luz pasa oblicuamente a través del medio.

Esta relación viene dada por la siguiente ecuación:

Así los refractómetros utilizan como principio de medición, la determinación del ángulo límite el cual presenta en el campo visual un contraste claro y otro oscuro. La línea de separación entre ambos campos establece el ángulo límite de la luz incidente.


Refractómetro de Abbé Varilla de vidrio. Solución mezcla de alcohol etílico-éter dietílico (1:1) para la limpieza del equipo.

Procedimiento:

Se coloca sobre el prisma de medición una gota de agua destilada, utilizando para ello una varilla de vidrio que no tenga cantos agudos, se ajusta el equipo seleccionando la zona del espectro visible que aparece en la línea límite del campo visual, moviendo el compensador cromático y colocando la intersección del retículo sobre la línea límite de los campos claro y oscuro.

Después de haber realizado el ajuste del refractómetro, se coloca una gota de la muestra de ensayo sobre el prisma de medición, se cierra el termoprisma y se enfoca la luz por medio del espejo, de modo tal que la misma incida sobre la apertura de entrada del prisma de medición y se proceda de la misma forma que con el agua.


Se hacen tres lecturas y se calcula el promedio de las mismas. Dos o más lecturas no deben diferir en más de 0.002.

Si las determinaciones no se efectúan a la temperatura de referencia se emplea la fórmula siguiente:

Nd25 =Nd

t + 0.00044 (t-25)donde:

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Nd25 = Índice de refracción a 25 °C

Ndt = valor leído en la escala del aparato a la temperatura t.

t = valor de la temperatura a que se realiza la medición (°C)0.00044 =factor de corrección por grado Celcior.

Los valores se aproximan hasta las milésimas.

D. Determinación del pH de extractos y tinturas:

La acidez o la alcalinidad de las soluciones acuosas se caracterizan por el valor del índice de hidrógeno, pH. El pH es por tanto un índice numérico que se utiliza para expresar la mayor o menor acidez de una solución en función de los iones hidrógeno. Se calcula teóricamente mediante la ecuación:

pH= -log a[H+]

a[H +] = actividad de los iones hidrógeno.

En la práctica, la medición de pH se lleva a cabo por medio de la lectura de pH en la escala de un instrumento medidor de pH, ya sea digital o analógico. Esta lectura está en función de la diferencia de potencial establecida entre un electrodo indicador y un electrodo de referencia usando como solución de ajuste de la escala del medidor de pH, una solución reguladora del mismo.


Medidor del pH con electrodo de vidrio combinado. Solución reguladora de pH, para rango de 0-7, preparada de la siguiente forma: 2,5 g

de Bitartrato de potasio para 250 mL de agua (pH= 3,5).

Procedimiento.

Ajuste el equipo con la solución reguladora de pH adecuada al rango en que se realizará la determinación. Posteriormente determínese el valor del pH de la muestra.

Los resultados se darán apreciando hasta la décima.

E. Determinación de los sólidos totales.

La determinación de la variación de la masa, debido a la pérdida o eliminación de sustancias volátiles por acción el calor, mediante un proceso de evaporación de la porción de ensayo y secado del residuo en estufa, hasta masa constante, se le asigna como sólidos totales.Materiales y reactivos.

Cápsula de porcelana, platino o cristal. Baño de agua. Balanza analítica de LSP 200 g y vD 0.1 mg. Desecadora conteniendo sílica gel. Estufa con temperatura controlada (105 ± 2 ºC) Pipeta aforada de 5 mL.

Procedimiento:

5,0 mL del producto se llevan a una cápsula previamente tarada a 105 ºC, se evapora sobre baño de agua hasta que el residuo esté aparentemente seco. Se pasa entonces hacia una estufa y se deja hasta peso constante (aproximadamente 3 h). Se retira la cápsula

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de la estufa y se coloca en una desecadora hasta que alcance la temperatura ambiente.

Para obtener la masa constante entre una pesada y otra se mantendrá un tiempo de secado de 60 minutos.


La cantidad de sólidos totales, expresado en %, R, se calcula por la siguiente fórmula:

donde:

Pr= masa de la cápsula más el residuo (g) P= masa de la cápsula vacía (g) V= volumen de la porción de ensayo. 100=factor matemático para el cálculo.

Observación: En caso de aceites esenciales se denomina como residuo de evaporación (R).

F. Determinación del contenido alcohólico.

Consiste en la obtención de una solución hidroalcohólica mediante el proceso de destilación de la muestra y donde debe garantizarse que todo el alcohol presente en la misma sea arrastrado hacia el destilado.

Con la posterior determinación del peso específico de dicho destilado se obtiene el porcentaje de alcohol de la muestra.


Equipo de destilación de contenido alcohólico. Matraz aforado de 100 mL. Pipeta aforada de 25 mL. Picnómetro con termómetro (Geissler).

Procedimiento

Se seleccionará el método A ó B en dependencia del producto que se vaya a analizar.

MÉTODO A: (Para productos que no contengan sustancias volátiles, ni sustancias ácidas resinosas).

Se miden 25 mL del producto, el cual ha sido enfriado a 20 ºC (± 2 ºC); a un balón de destilación de 500 mL se añaden 150 mL de agua para análisis y algunas perlas de vidrio u otro material que contrarreste el bumping. Se conecta teniendo cuidado que las uniones estén bien cerradas. Se destilan de 90-95 mL recogiendo el mismo en un matraz aforado de 100 mL, el cual se encuentra sumergido en un baño de hielo.

Se lleva la temperatura del destilado a 20 ºC (±1 ºC) aproximadamente y se enrasa con agua para análisis la cual ha sido enfriada a 20 ºC (± 2 ºC).

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También se determina el peso específico de la solución a 20 ºC (± 1 ºC) empleando un picnómetro con termómetro (Geissler).

MÉTODO B: (Para productos con sustancias volátiles o resinosas ácidas)

Se miden 25 mL de la preparación la cual ha sido enfriada a 20 ºC (± 2 ºC) y se transfiere a un balón de destilación de 500 mL. Se añaden 150 mL de agua para análisis y algunas perlas para evitar el bumping. Se conecta el equipo teniendo cuidado de que las uniones estén bien selladas. Se destilan alrededor de 100 mL recogiendo el destilado en un embudo separador de 500 mL, se añade suficiente cantidad de cloruro de sodio para saturar el líquido (aproximadamente 31 g). Se añaden 100 mL de éter de petróleo de 40-60 ºC y se agita vigorosamente durante 2 ó 3 min. Se deja reposar la mezcla durante unos 20 min., se lleva la capa inferior a un balón de destilación. La capa etérea remanente se lava con 25 mL de una solución saturada de cloruro de sodio, se dejan separar bien ambas capas y se incorpora la capa acuosa (inferior) al balón de destilación. Se hace alcalina la solución del balón con NaOH 1 mol / L, usando fenolftaleína sódica como indicador, se añaden algunas perlas de vidrio u otro material para evitar el bumping además de 100 mL de agua para análisis. Se conecta el equipo y se destila alrededor de 95 mL del líquido, recogiéndolo en un matraz aforado de 100 mL que se encuentra en un baño de hielo.

Llevar la temperatura del destilado a 20 ºC antes de diluir hasta el enrase usando agua para análisis previamente enfriada también a 20 ºC.


El peso específico se determina como sigue:

donde:

M1 = peso del picnómetro con la muestra a 20 ºC.M2 = peso del picnómetro con agua a 20 ºC M = peso del picnómetro vacío

Se determina el por ciento de alcohol en la muestra según los datos de la Tabla II.

G. Análisis capilar: (Específico de extractos y tinturas)

Es un método ingenioso e interesante para la caracterización de extractos y tinturas. Este método se basa en los fenómenos de absorción y de repartición de sustancias en materiales colorantes a través de los espacios capilares del material inerte que constituye el papel de filtro.


Beaker Pyrex de 100 mL de aproximadamente 5 cm de diámetro 70 cm de alto. Bandas de papel de filtro de 4 cm x 20 cm. Cámara protectora de la luz. Probeta o copa graduada de 25 mL. Lámpara de luz UV de 366 nm.

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Procedimiento

Se vierten 20 mL de la muestra o de la disolución de la muestra cuando la monografía lo indique en un beaker de 100 mL, colóquelo en la cámara protectora. Coloque una banda de papel de filtro verticalmente de manera que su extremidad inferior esté sumergida dentro de la muestra, pero sin tocar el fondo ni las paredes del recipiente. (Fig. 30).

Cierre la cámara y deje transcurrir 2 horas, al cabo de este tiempo se retirará el papel y se deja secar. Una vez seco se procederá a su inspección visual y caracterización.Tabla II. Valores de peso específico para la determinación del contenido alcohólico.

Peso específico

% alcohol (V/V)

Peso específico

% alcohol(V/V)

0,9710 95,93 0,9850 45,020,9715 94,12 0,9855 43,320,9720 92,32 0,9860 41,620,9725 90,49 0,9865 39,950,9730 88,66 0,9870 38,280,9735 86,81 0,9875 36,630,9740 84,96 0,9880 34,990,9745 83,11 0,9885 33,370,9750 81,26 0,9890 31,760,9755 79,39 0,9900 30,190,9760 77,53 0,9905 27,070,9765 75,67 0,9910 25,530,9770 73,82 0,9915 24,010,9775 71,96 0,9920 22,49 0,9780 70,10 0,9925 20,99 0,9785 68,24 0,9930 19,50 0,9790 66,38 0,9935 18,04 0,9795 64,55 0,9940 16,59 0,9800 62,72 0,9945 15,15 0,9805 60,90 0,9950 13,71 0,9810 59,09 0,9955 12,01 0,9815 57,28 0,9960 10,89 0,9820 55,48 0,9965 9,49 0,9825 53,71 0,9970 8,100,9830 51,94 0,9975 6,74 0,9835 50,19 0,9980 5,38 0,9840 48,45 0,9985 4,03 0,9845 46,73 0,9990 2,68

0,9995 1,34 1,0000 0,00

Examen e interpretación de la imagen

Para el análisis e interpretación de la imagen se tienen en cuenta los aspectos siguientes:

Color. Altura. Descripción de las diferentes partes. Cambios de coloración con vapores de amoníaco. Examen bajo la luz ultravioleta.

55

Fig. 30 Esquema del análisis capilar.

Color: El color de la imagen se define en su conjunto inicialmente como:

Vivamente coloreada. Poco coloreada. Muy poco coloreada.

En dependencia de la tonalidad que predomine en toda la imagen y posteriormente se detallan los colores característicos de cada una de las 4 zonas si son fácilmente detectables.

Altura: La altura de una imagen capilar se determina midiendo con una regla graduada en cm, del borde inferior del papel a la franja, siendo esta inversamente proporcional al grado alcohólico de la muestra. La altura promedio de una imagen capilar es de 8 cm aproximadamente, de ahí que se pueden clasificar las imágenes en:

Altas: De 8,0 cm en adelante. Medianas: Entre 5,0-8,0 cm. Pequeñas: Menos de 5,0 cm.

En el análisis de la imagen es posible distinguir 4 zonas:

Franja: Límite superior de ascensión del líquido.

Sub-franja: Región generalmente poco coloreada, comprendida entre la franja y la zona superior de la banda.

Banda: Zona generalmente pigmentada debido a la presencia de sustancias coloreadas.

Sub-banda: Situada debajo de la banda hasta el límite de inmersión (Fig. 31).

Fig. 31 Partes de la imagen capilar

Descripción de las diferentes partes:

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Una de las zonas de mayor interés es la franja, que ésta puede ser o no traslucida, lo que denotará la presencia de resinas o aceites esenciales y grasas.

En la franja también debe describirse la forma que ésta adopta, dentro de ella: (Fig. 32).

Lineal. Festonada Dentada ( regular o irregular). Profundamente dentada.

Fig. 32 Formas de la franja.

En la sub-banda debe considerarse el color y la longitud de la misma. La banda debe observarse a trasluz, ya que puede ser translúcida. En algunas imágenes como en la de la tintura de ajo, colombo, condurango ó aloe, no se aprecia la banda, mientras que en otras aparecen bandas dobles como la grindelia.

La sub-banda que comprende toda la parte de la imagen situada debajo de la banda, es quizá la menos importante, aunque debe considerarse su color.

Posibles cambios por alcalinidad

La alcalinización consiste en exponer la imagen capilar a los vapores de amoníaco, para observar los posibles cambios de coloración. Es recomendable realizar la alcalinización de la imagen capilar inmediatamente después de su análisis para garantizar que la misma aún esté húmeda. El efecto de la alcalinización es temporal ya que debe desaparecer al retirar la tira de papel de los vapores amoniacales.

Las imágenes pueden variar su coloración desde el amarillo hasta el violeta, por la acción de estos vapores y en otros casos puede no cambiar, es por ello que resulta de gran interés para la caracterización de la imagen.

Examen bajo la luz UV a 366 nm

Resulta de gran interés para la caracterización de algunas muestras, ya que en ellas aparecen materiales fluorescentes que se detectan fácilmente exponiendo la tira de papel con la imagen capilar bajo los rayos de la luz UV. Así tenemos por ejemplo los extractos de quina que exhiben una fluorescencia azul o los de hidrastis, con una fluorescencia amarillo brillante.

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Contrariamente con el ensayo de alcalinidad en este caso debe dejarse secar bien la tira de papel después de corrido el análisis, antes de observarla bajo la luz.

Factores que influyen en el análisis capilar

1. Factores extrínsecos:

a) Calidad del papel de filtro. b) Temperatura en que se desarrolla el análisis.c) Tiempo de corrimiento.

2. Factores intrínsecos:

a) Tiempo de fabricación de la tintura.

1.a) Calidad del papel de filtro: El soporte del análisis capilar, o sea, el papel de filtro, juega un rol importante en el aspecto de la imagen obtenida, ya que el mismo puede variar la altura de la imagen, el aspecto de la franja, etc. Debe por tanto tenerse en cuenta la clase de papel y el sentido de la fibra del papel al cortar las tiras.

1.b) y c) Temperatura y tiempo de corrimiento: Se ha comprobado que a bajas temperaturas la altura se reduce, mientras que a temperaturas mayores de ºC tiende a subir de 1 a 2 cm por encima de lo normal.

De igual forma, para corrimiento de más de 2 horas la imagen obtenida es más oscura y la franja tiende a tomar borde irregularmente dentado. Por lo que los mejores resultados se obtendrán para 2 horas y a temperaturas de 25 ºC (± 1).

2.a) Tiempo de fabricación de la tintura:

La altura de la imagen disminuye con relación a la normal para muestras de mas tiempo de fabricación.

El color de imagen disminuye en intensidad en muestras con mayor tiempo de fabricación.

Influye también en el aspecto de la franja y la banda.

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IV. ALGUNOS MÉTODOS QUÍMICOS CUANTITATIVOS APLICADOS AL ANÁLISIS DE DROGAS Y EXTRACTOS.

Introducción

Los análisis cuantitativos de drogas y extractos requieren de una manipulación precisa para lograr dosificar los principios activos ensayados.

Existen algunos métodos generales que permiten determinar la concentración de algunos principios activos en sus mezclas y otros que permiten cuantificar un principio activo en particular.

Las actividades prácticas que a continuación se relacionan están basadas en la determinación de principios activos en sus mezclas y tienen como objetivo que el estudiante adquiera manipulación y destreza en la realización de estas determinaciones.

Actividad práctica No15

DETERMINACIÓN CUANTITATIVA DE TANINOS EN DROGAS VEGETALES.

Introducción

Los taninos están ampliamente distribuidos en las plantas y se encuentran disueltos en el jugo celular, con frecuencia en algunas vacuolas.

Son sustancias de composición química compleja. Cuando se degradan o hidrolizan se obtienen polifenoles relativamente simples. En general son polímeros de alto peso molecular que forman soluciones coliodales cuando se disuelven con agua.

Dan reacciones características de coloración con las sales férricas y algunos reactivos de precipitación.

El objetivo de esta práctica es la determinación cuantitativa de taninos en drogas vegetales para lo cual daremos a conocer diferentes métodos.

A. MÉTODO ESPECTROFOTOMÉTRICO CON POLVO DE PIEL.

Parte experimental


SR ácido fosfotúngstico. Matraz de 25 mL. Soln. de carbonato de sodio. Embudo. Polvo de piel. Papel de filtro 12 cm de diámetro Pirogalol. Espectrofotómetro UV-VIS.

Procedimiento.

En un matraz de 25 mL se diluye la cantidad indicada de droga finamente pulverizada con 150 mL de agua. La mezcla se lleva a ebullición y se deja reposar durante unos 30 minutos en baño de agua. Posteriormente la mezcla se enfría en agua corriente a 20°C y se diluye con agua potable a 250 mL. Después que se sedimentan las partículas de drogas, se filtra el líquido sobrenadante a través de un filtro de papel de 12 cm de

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diámetro. Los primeros 50 mL filtrados se desechan y los siguientes se utilizan para la determinación.

Polifenoles totales: Se pipetean 5,0 mL de líquido filtrado y se diluyen con agua a 25,00 mL. A 2,00 mL de esta solución se le añaden 1,00 mL de solución reactivo de ácido fosfotúngstico y cuidadosamente se le añaden también 17,0 mL de solución de carbonato de sodio (50,0 g/100,0 mL). Después de 120 seg. de añadida la solución de carbonato de sodio, se mide la absorbancia (A1) de la solución en celda de 1 cm de espesor a una longitud de onda de 750 nm, usando agua como blanco.

Polifenoles no reactivos con polvo de piel: A 10,0 mL de líquido filtrado se le añaden 0,100 g de polvo de piel y se agita por una hora. La mezcla se filtra. Se pipetean 5,00 mL de filtrado y se diluyen con agua a 25,0 mL. A 2,0 mL de esta solución se le añade 1,00 mL de solución reactivo de ácido fosfotúngstico y cuidadosamente se le añaden también 17,0 mL de solución de carbonato de sodio (50,0 g/100,0 mL). Después de 120 seg. de añadida la solución de carbonato de sodio se mide la absorbancia (A2) de la solución en celda de 10 mm de espesor a longitud de onda 750 nm, usando agua como blanco.

Solución de referencia: Se disuelven 0,500 g de pirogalol en 100,00 mL de agua. Se pipetean 5,0 mL de esta solución y se diluyen con agua a 100,00 mL. A 2,00 mL de esta solución se le añaden 1,00 mL de solución reactivo de ácido fosfotúngstico y cuidadosamente se le añaden también 17,00 mL de solución de carbonato de sodio, se mide la absorbancia (A3) de esta solución en celda de 1 cm de espesor a la longitud de onda de 750 nm, usando agua como blanco.


donde:

A1= absorbancia de los polifenoles totales. A2= absorbancia de los polifenoles no reactivos con polvo de piel. A3= absorbancia de la solución de comparación.a= pérdida por desecación en porcentaje de masa.Ew1= pesada de la droga en gramo.Ew2= pesada del pirogalol en gramo.% taninos, calculados como pirogalol sobre la base de la droga desecada a 105 ºC.

B. MÉTODO DEL PERMANGANATO DE POTASIO.

Parte experimental


Solución índigo carmín. Beakers 1L. Solución gelatina. Bureta 50 mL. Solución acidificada de NaCl Probetas 25 y 50 mL. Solución KMnO4 0,1 mole/L Pipetas 2 mL.

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Agitador de vidrio.

Procedimiento.

Adicionar 25 mL de solución de índigo carmín y 750 mL de agua a 2 mL de extracto acuoso. Añadir solución de permanganato lentamente con una bureta y con agitación hasta obtener coloración verde claro.

Continuar la valoración hasta cambio de color a amarillo brillante con el borde rosado débil.

Designe los mL de KMnO4 utilizados como "a". Mezcle 20 mL del extracto, 80 mL de agua destilada, 50 mL de solución de gelatina, 100 mL de solución ácida de NaCl y 10 g de Caolín polvo en un frasco. Tape el frasco y agite durante unos minutos. Deje sedimentar y filtre a través de papel de filtro.

Mezcle 25 mL de filtrado, con 25 mL de solución de índigo carmín y 750 mL de agua. Valorar con KMnO4; designe los mL consumidos como "b"

Calcule el porcentaje de taninos totales según:

C. MÉTODO DEL TUNGSTO-MOLIBDICO-FOSFÓRICO.

Parte experimental.


Etanol Balanza analítica. Tungstato de sodio Erlenmeyer. Ác. fosfomolíbdico Zaranda. Carbonato de sodio deshidratado Embudo. Ácido tánico Papel de filtro. Pipeta de 5mL. Matraz aforado 50 mL. Equipo reflujo.

Procedimiento.

10,0 g de la droga en polvo se lleva a un frasco cónico de 250 mL con 500 mL de alcohol al 50 %. Se mantiene en agitación durante 6 h en zaranda, se deja en reposo 8 h y se agita nuevamente 30 min. y se filtra. Se transfieren 3 mL del filtrado a un matraz aforado de 50 mL y se diluye con agua destilada hasta enrase (Sm).

Se prepara un juego de 4 matraces aforados de 50 mL cada uno (B, P, M 1 y M2) y se procede de la siguiente forma:

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Reactivo B P M1 y M2

Soln. muestra. (SM) - - 1,0 mLSoln referencia - 3,0 mL -Agua destilada 5,0 mL 2,0 mL 4,0 mLReactivo para taninos. 2,0 mL 2,0 mL 2,0 mLSe agita se deja en reposo 5 min.Soln. Sodio carbonato 1,0 mL 1,0 mL 1,0 mLSe completa con agua destilada hasta enrase y se mezcla bien

Se leen la absorbancia de la solución de referencia y las muestras a 700 nm en un término no mayor de 2 min.

Los cálculos se determinan según:

donde:

X = % de taninos en la droga. Am = absorbancia de la muestra. Ap = absorbancia de la soln de referencia. P = masa de la sustancia de referencia (g). P = % de humedad de la droga.PM = masa de la droga (g) 1000 y 100 = factor matemático para el cálculo.

Reactivo para tanino.

Se disuelven 10 g de tungstato de sodio dihidratado, 0,2 g de ácido fosfomolíbdico y 5 mL de ácido fosfórico al 85 % en 75 mL de agua destilada. Se refluja la solución por 2 h y después se completa a 100 mL con agua.

Solución de carbonato de sodio.

Se disuelven 10 g de carbonato de sodio anhidro en 50 mL de agua destilada.

Solución de referencia.

Se pesan con exactitud 25 mg de ácido tánico (previamente secado a 100 ºC durante 2 h) y se disuelven en agua hasta completar 100 mL. Se pipetean 20 mL de la solución y se diluye a 100 mL con agua destilada (Sr).


CUANTIFICACIÓN DE ALCALOIDES

Introducción

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La dosificación de los alcaloides en las plantas, es un problema de gran importancia farmacéutica, debido a que las drogas no contienen generalmente un alcaloide sino mezcla de ellos, aprovechando, en el segundo caso el comportamiento particular de algunos de ellos.

Así por ejemplo unos son volátiles (conicina), otros se descomponen (lobelina); otros se racemizan (hiosciamina), otros se saponifican por los álcalis (cocaína),etc. Por estas razones se procura encontrar para alcaloides el método preciso de dosificación, lo cual explica las diversas técnicas que se conocen ante la imposibilidad de encontrar una sola línea general.

En los diferentes métodos de determinación cuantitativa de alcaloides en el análisis de las drogas, debe tenerse en cuenta tres pasos fundamentales:

a) Extracción total de los alcaloides.b) Purificación del extracto.c) Dosificación.

Los métodos de purificación de alcaloides más usuales son los métodos químicos, físico-químicos y biológicos.

Entre los métodos químicos, los más empleados son el gravimétrico, el volumétrico y entre los físico-químicos el colorimétrico.

El objetivo de esta práctica es la determinación cuantitativa de alcaloides totales por diferentes métodos.

Parte experimental.


Erlenmeyerde150 mL Agitador mecánico. Embudo Bureta Baño María Algodón Éter etílico Goma tragacanto. Rojo de metilo. HCL 0,1 mole/L. NaOH 30 %. Cloroformo. Etanol

DOSIFICACIÓN DE LOS ALCALOIDES DE LA QUINA.

Procedimiento

En un erlenmeyer de 150 mL disuelva tanto como pueda 1g de polvo de la droga en una mezcla de 1 mL de agua destilada y 4 mL de etanol. Agite frecuentemente y vigorosamente durante 2 min. con 54 mL de éter y 13 mL de cloroformo.Añada 2,5 mL de NaOH 30 % y siga agitando durante 10 min. Agregue 1g de goma tragacanto y agite. Filtre decantando por muy poco algodón en un segundo erlenmeyer. Evapore inmediatamente al baño María y a este residuo agregue 5 mL de etanol al 95% y evapore de nuevo completamente.

Disuelva el residuo, calentando ligeramente al baño María si fuera necesario, en 10 mL de etanol, agregue 10 mL de agua hervida y10 gotas de rojo de metilo. Valore con HCl 0,1 mol/L hasta obtener una coloración roja. Diluya con 50 mL de agua y titule de nuevo hasta obtener una coloración roja.

63

1 mL de HCl 0,1 mol/L corresponde a 30,94 mg de alcaloides calculados como promedio.


DETERMINACIÓN CUANTITATIVA DE BASES TOTALES EN LAS PLANTAS.

Introducción

En la literatura se pueden encontrar una gran variedad de métodos encaminados a la determinación cuantitativa de la totalidad de las bases presentes en las plantas de uso medicinal.

De los métodos descritos, uno de los más sencillos es el que se fundamenta en la valoración de las bases totales utilizando ácido perclórico en ácido acético libre de agua y violeta cristal como indicador; método de gran sensibilidad y poco error según se detalla a continuación:

Es conocido, que cuando el ácido perclórico se disuelve en ácido acético se forma el ión acetacidio (CH3COOH2)+.

Si se compara con el agua, el ácido acético es un aceptor de protones considerablemente más débil; por lo tanto, cuando un ácido que sea fuerte donador de protones se disuelve en él, no se mantiene el equilibrio en la dirección de los productos de disociación.

Como consecuencia, un ácido que sea fuerte donador de protones, es un electrolito más débil en ácido acético que en agua.

CH3COOH + HClO4 CH3COOH2 + ClO4- CH3COOH2+ + ClO4

-

En este caso, una solución de ácido perclórico en ácido acético presenta una acidez mayor que en el agua, ya que el ión acetacidio formado es un donador de protones más fuertes que el hidronio, cuestión reportada primeramente por Conant y Hall. Debido a la baja constante dieléctrica del ácido acético, sólo una pequeña parte de la sal disuelta está en forma iónica pudiendo por tanto, postular el equilibrio antes descrito.

Estas cuestiones serán determinantes para el viraje necesario en el punto final del indicador a utilizar, violeta cristal, por interacción de éste con un medio de gran acidez.Este indicador, estructuralmente, se caracteriza por el ión para-dimetil-amino-trifenil-carbónico. En él, el átomo de carbono central debido a su deficiencia de electrones, presenta características de atracción de electrones (antiauxócromo), mientras que los anillos aromáticos forman el sistema de conjugación entre este átomo de carbono y el grupo dimetilamino que cede electrones (auxocromo). Ambos grupos están conjugados y resuenan, dando lugar de esta forma a la absorción en el visible. El átomo de nitrógeno, sin embargo, es coordinativamente insaturado.

Por esta razón, el colorante actúa como una base poliacídica apantallando protones y de esta forma, durante la aceptación de protones, la interacción del grupo amino nucleofílico con el carbono central electrofílico gradualmente decrece y como consecuencia, el color del indicador cambia.

64

Los equilibrios para el sistema ácido perclórico-violeta cristal propuestos por Kolthoff y Bruckenstein son los siguientes:

I+ClO4- + HClO4 IH2+(ClO4

-)2 (b)

IH2+(ClO4-)2 + HClO4 IH3+(ClO4

-)3 (C)

En ellos se determinó que (a) y (b) tienen picos de absorción a 590 y 630nm respectivamente, mientras que (c) absorbe por debajo de los 450 nm. Así el cambio de violeta cristal es gradual y la acidez de cada cambio decrece por sucesivas adiciones de protones, ya que el segundo y el tercer protón alcanzan un colorante ionizado positivamente.

En ácido acético, sin embargo, la primera transición es brusca; ya que la afinidad protónica de la base análoga es mucho mayor que el del agua y la fortaleza del ácido catiónico se decrece considerablemente.

No obstante, debido al rango de absorción en cada caso, el peligro de error se va eliminando, ya que entre el cambio violeta a azul, por ejemplo, hay una diferencia de 40nm, lo que es perfectamente perceptible por el ojo humano y que es determinante para el uso de este indicador al valorar con el sistema ácido perclórico-ácido acético.

El objetivo de esta práctica es determinar las bases totales presentes en una droga, empleando un método volumétrico.

Parte experimental


Erlenmeyer 25 y 50 mL. Erlenmeyer de 100mL. Embudo Buchner Kitasato Embudo separador Frasco volumétrico 50 mL Frasco volumétrico 25 mL Papel pH. Baño María Violeta cristal. NH4OH conc. Dicloro etano H2S04 2%.

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NaOH 5% Cloroformo. CO3K2. Cl04H CH3COOH.

Procedimiento

2 g de planta seca y pulverizada, se colocan en un erlenmeyer de 100 mL y se mezcla íntimamente con 1 mL de NH4OH conc. y se extraen 3 veces durante 4 ó 5 min., con 50 mL de dicloro etano cada vez; filtrando en cada caso por Buchner. Los extractos orgánicos reunidos se extraen 5 veces con 10 mL de H2SO4 2 % en un embudo separador.

Los extractos ácidos se reúnen y se filtran a un volumétrico aforado de 50 mL, completándose a este volumen.

De esta solución ácida se toman 20 mL y se llevan a pH 8 con NaOH al 50 % en un embudo separador, extrayéndose 5 veces con 5 mL de Cl3CH cada vez.

Los extractos clorofórmicos se reúnen en un erlenmeyer y se secan con CO3K2 anhidro (1 hora) Se filtra la fracción a un volumétrico de 25 mL, completando a este volumen, del cual, 10 mL se evaporan a sequedad (en baño María) disolviendo el residuo en una mezcla de 10 mL de Cl3CH, 5 mL de CH3COOH y una gota de indicador, destinándose a la valoración.

El proceso se repite como mínimo 2 veces para sacar un promedio. Se valora con la mezcla ácida hasta cambio del indicador de violeta a azul proceso que debe realizarse gota a gota para poder observar el cambio.

Calcule las bases totales según la ecuación:

Donde:

R = Bases totales en mg/g de planta, expresándose en función de la base más abundante en la planta, cuyo peso molecular es predominante en la mezcla.C = mL de mezcla ácida utilizada en la valoración.f = Factor de corrección según la estandarización de la mezcla ácida utilizada p[ara valorar.0,32 = Peso real en g de la planta valorada.P = Peso molecular de la base más abundante expresada en mg.


ANÁLISIS CUANTITATIVO DE ANTRAQUINONAS PRESENTES EN UNA DROGA.

Introducción.

Las quinonas son dicetonas insaturadas, que por reducción, se convierten en polifenoles, los que fácilmente las regeneran por oxidación. Por sus colores amarillo a violeta, contribuyen a la pigmentación de numerosos vegetales y de algunos animales.

Algunas como la vitamina K, la ubiquinona (coenzima Q) y las plastoquinonas intervienen en los fenómenos respiratorios, transportando electrones, por lo que se les encuentra en todos los seres vivos. Sin considerar las anteriores, alrededor de la mitad de las conocidas se han encontrado en Angiospermas, otras tantas en hongos y vegetales

66

unicelulares; pero casi no se han localizado quinonas en las monocotiledóneas. Por el sistema aromático que dan al reducirse, se les puede dividir en: benzoquinonas, naftoquinonas, antraquinonas y fenantroquinonas. Si los grupos cetónicos están contiguos se le llama orto y si están separados por un grupo vinilo, para.

Las antraquinonas constituyen el grupo más numeroso de quinonas. Se encuentran frecuentemente en las Rubiaceaes, Rhamnaceaes y Poligonaceaes. Las cualidades tintóreas y purgantes de algunas plantas de esta familias se debe a sus quinonas.

La mayoría de las antraquinonas están hidroxiladas en C 1 y C2 y con frecuencia están en forma de glicósidos, los que se hidrolizan durante el aislamiento.

Parte experimental.


Erlenmeyer de 150 mL Metanol-agua 1:1 Embudo HCL 10 %. Papel de filtro Eter etílico. Papel indicador rojo congo H2S04 50 %. Embudo separador Soln. de NaOH 1 mol/L. Soln. HCO3Na 1 mol/L.

Procedimiento.

En un erlenmeyer se colocan 10 g de planta molida y se le añaden 50 mL de una solución de metanol agua 1:1. Se agita durante 30 min. Se filtra y el residuo se somete nuevamente al mismo proceso dos veces más.

Se elimina el metanol al vacío, en baño de agua y se acidifica la solución restante con HCL al 10 % hasta que tome coloración azul el papel de rojo congo.

Extraer 5 veces con 20 mL de éter etílico. Reunir las fases etéreas y separar la fase acuosa que se desecha.

La fase etérea se extrae con 5 mL de solución de HCO3Na de concentración molar equivalente 1 mol/L 4 veces, reuniéndose los extractos acuosos y desechándose el extracto etéreo.

Al extracto acuoso se le añaden 40 mL de éter y se acidifica con ácido sulfúrico al 50 %, teniendo cuidado pues se produce la eliminación de un gas.

Se separa la fase etérea. La fase acuosa se extrae con 20 mL de éter 2 veces y se procede a unir con la anteriormente extraída. Filtre por papel y pase el filtrado a un matraz aforado de 100 mL y complete con éter. (Esta solución es muy sensible a la luz, por lo que se debe trabajar rápido. Tome 5 mL de esta solución y extraiga con 10 mL de NaOH de concentración molar en equivalente 1 mol/L. Tome la fase acuosa y añádale 0,3 mL de H2O2 al 3 %. Caliente en baño María durante 4 min. Enfríe. Lea en el foto

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colorímetro con filtro 530. Determine la concentración de la muestra en la gráfica previamente trazada con el patrón.

Patrón. En un balón aforado de 100 mL, añada 0,01 g de 1,8 dihidroxiantraquinona y enrase a 100 mL con H2O. En 5 embudos de separación añada las siguientes cantidades:

a)29,9 mL de éter 0,1 mL de patrónb)29,7 mL de éter 0,3 mL de patrónc) 29,5 mL de éter 0,5 mL de patrón d)28,0 mL de éter 1,0 mL de patrón e)28,0 mL de éter 2,0 mL de patrón.

Añada 10 mL de NaOH de conc. molar en equivalente 1 mol/L a cada uno. Mezcle lentamente durante 3 min. y déjelo en reposo. Separe la fase acuosa y lea en cubeta de 1 cm con filtro 530 contra NaOH de concentración molar en equivalente 1 mol/L.

Determine la gráfica y realice los cálculos.


DETERMINACIÓN CUANTITATIVA EN ACEITES ESENCIALES.

Introducción.

En los aceites esenciales pueden realizarse determinaciones cuantitativas de grupos y componentes que respondan a una misma función, atribuyendo el porcentaje de los mismos al componente en particular que presente mayor proporción.

Los métodos que se describen a continuación permiten evaluar algunos componentes de los aceites esenciales y tienen como objetivo el desarrollo de habilidades prácticas en los estudiantes

Parte experimental.

A. DETERMINACIÓN DEL ÍNDICE DE ACIDEZ.


Balanza analítica Alcohol etílico al 90 %. Fenolftaleina. Solución alcohólica KOH 0,1 mol/L.

Procedimiento.

Se pesa exactamente, con precisión hasta las milésimas, de 2 a 5 g del aceite a ensayar. Se añade alcohol etílico al 95 % (neutralizado) un volumen igual en mg a 5 veces el peso de la muestra y 5 gotas de fenolftaleina. Se agita hasta total disolución y se valora con solución alcohólica de KOH 0,1 mol/L.

El índice de acidez se calcula por la fórmula siguiente:

donde:

V = mL de KOH 0,1 mol/L consumidos.

68

Z = conc. molar en equiv. de la solución de KOH 56,1 = miliequivalentes de KOH expresados en mg. g = peso de la muestra en gramos.

B. DETERMINACIÓN DEL ÍNDICE DE ÉSTERES Y EL PORCENTAJE DE ÉSTERES.Materiales y reactivos.

Balanza analítica Etanol al 95 % Frasco de saponificación Fenolftaleina Condensador Soln acuosa NaOH 0,1 mol/L Baño María Soln alcoholica KOH 0,5 mol/L Fragmentos de plato poroso Soln HCL 0,5 mol/L

Procedimiento.

Se pesan exactamente de 2 a 5 g de la muestra en el frasco de saponificación, con una precisión hasta la milésimas. Se añade alcohol etílico al 95 %, un volumen igual a 5 veces el peso de la muestra y 3 gotas de solución indicadora de fenolftaleina, neutralizando después los ácidos, con solución acuosa de NaOH 0,1 mol/L Se añaden 10 mL de solución alcohólica de KOH 0,5 mol/L medidos exactamente y algunos fragmentos de plato poroso y se ajusta el condensador de reflujo al frasco de saponificación, reflujando en Baño María durante 1 hora.

Se deja enfriar y se añade al condensador 10 mL de alcohol etílico neutro. Se desmonta el condensador, se adiciona 5 gotas de solución indicadora de fenolftaleina y se valora el exceso se álcali con solución de HCL 0,5 mol/L.

Paralelamente con el ensayo de la muestra se realiza un ensayo en blanco.

El índice de ésteres se calcula por la fórmula siguiente, teniendo en cuenta el índice de acidez.

donde:

56,1 = Miliequivalentes de KOH expresados en mg.V = mL de KOH 0,1 mol/L consumidos. V' = mL de KOH consumidos en el ensayo en blanco. N = Conc. molar de la solución de NaOH 0,1 mol/L. g = gramos de aceite empleados para el ensayo.

El porcentaje de ésteres se calcula por la siguiente fórmula.

donde:

56,1= miliequivalente de KOH expresados en mg.V = mL de la solución de KOH consumidos. V' = mL de la solución de KOH consumidos en el ensayo en blanco.

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N = Conc. molar de la solución de NaOH 0,1 mol/L. 10 g = cantidad de aceite empleado en el ensayo.

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V. MÉTODOS DE EXTRACCIÓN, PURIFICACIÓN E IDENTIFICACIÓN DE ALGUNOS METABOLITOS SECUNDARIOS.

Introducción.

La extracción de principios activos comprende una serie de métodos de trabajo, dentro de los cuales pueden señalarse, la extracción simple, continua, por contracorriente, etc., dependiendo esto de la naturaleza, química del principio activo y el disolvente a emplear.

Entre los métodos de purificación pueden emplearse, entre otros, la cristalización, sublimación, cromatografía, etc. Sirviendo también este último método, para la identificación de diferentes productos.

En las actividades prácticas que relacionamos a continuación se describen una serie de métodos de trabajo cuyo objetivo fundamental está basado en la adquisición de habilidades prácticas de los estudiantes.


OBTENCIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE ACEITES ESENCIALES.

Introducción.

Este procedimiento, responde a un método de obtención de extractos por destilación, pudiendo servir además como método cuantitativo de análisis.

La destilación comprende variantes según si el material fresco o seco se altera por ebullición con agua.

En la destilación de una mezcla de dos líquidos inmiscibles, las cantidades relativas en peso de los -dos líquidos que se recogen en el colector son directamente proporcionales a:

1. Las tensiones de vapor de ambos líquidos a la temperatura de destilación.2. A sus masas molares.

Además, la mezcla destilará a una temperatura constante mientras exista por lo menos algo de cada uno de los componentes.

Para la obtención de aceites esenciales, pueden ser empleados alguno de los equipos representados en la Fig. 26 epígrafe II.

Parte experimental.


Balanza analítica. Plancha eléctrica o fuente de calor. Balón o matraz de destilación. Aparato para la determinación de aceite esencial. Pesa filtrode25 mL. Baño de agua termostatado. Pipeta de 1 mL. Bureta de 25 mL. Polarímetro.

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Sulfato de sodio. Éter etílico. Soln. de NaCl 1% m/v. Etanol absoluto (el cual se lleva a diluciones de 70, 80 y 90%

Procedimiento.

Se pesan 100 g de la droga seca y molida, sino se especifica otra cosa en la norma, se transfieren a un balón de destilación de 1 L, se añaden 400 mL de solución de cloruro de sodio y se conecta el -equipo de destilación de aceite. Se calienta el balón a ebullición y se ajusta la destilación a 2-3 mL / min. Mantener la destilación por 2 h o más de acuerdo a la monografía de la droga.

Finalizada la destilación, dejar enfriar y añadir por el condensador pequeñas porciones de éter di etílico. Transfiera el contenido a un embudo separador, añádale de 2 – 3 mL más del éter di etílico, agite decante la fase acuosa. Al extracto etéreo, añádale 0,5 g de sulfato de sodio anhidro y lave el residuo con varias porciones de éter di etílico, los cuales se reúnen en el pesa filtro. Evapore el solvente cuidadosamente en baño de agua a temperatura no mayor de 40oC y determine la masa del aceite volátil por la diferencia entre las pesadas del pesa filtro vacío y con el aceite esencial.


donde:

Pa = Masa del pesa filtro con acite volátil (g)Pv = Masa del pesa filtro vacío.100 = Factor matemático.M = Masa de la droga (g).H = Humedad de la droga (%)A1 =% de aceite esencial en base hidratada.

Los resultados se aproximan hasta las décimas. El aceite esencial obtenido se reserva para su análisis correspondiente, dentro de los que se encuentran:

A. DETERMINACIÓN DE LA SOLUBILIDAD EN ALCOHOL.

Se dice que el aceite esencial es soluble en N volúmenes (20 como máximo) de alcohol etílico de determinada graduación, si el volumen mínimo de alcohol adicionado para obtener una solución límpida es N veces el volumen de aceite esencial.

Procedimiento.

Medir con pipeta 1 mL de aceite esencial previamente enfriado a 20 oC, el cual se lleva a una probeta de 25 mL. Por medio de una bureta se añade el alcohol de la graduación a ensayar gota a gota al aceite esencial, agitando con frecuencia. Cuando se obtiene una solución límpida, se registra el volumen consumido.


Se informa que el aceite esencial es soluble en N volúmenes de alcohol de la graduación ensayada, con aproximación de los valores hasta las décimas.

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B. PODER ROTATORIO.

Esta determinación se realiza mediante el empleo del polarímetro, el cual mide la desviación del plano de la luz polarizada que se produce al atravesar la misma, una sustancia colocada en un tubo de longitud 1 dm.

Procedimiento.

Llenar el tubo del polarímetro con aceite esencial previamente enfriado a 20 oC, evitando quequeden burbujas de aire.

Realizar la determinación.


t = l

donde:

t =Poder rotatorio = Ángulo de desviación de la luz.l = longitud del tubo.


Se determinarán también el índice de refracción y la densidad relativa (ver epígrafe II.1)


EXTRACCIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE FLAVONOIDES DE VEGETALES.

Introducción.

Los flavonoides son compuestos ampliamente representados en el reino vegetal, donde se encuentran generalmente en forma de glicósidos y en muchos casos dando pigmentación variada a los mismos.

Responden al núcleo de las fenil cromonas y desde el punto de vista farmacológico contrarrestan la fragilidad capilar de los vasos sanguíneos, favoreciendo por tanto los procesos circulatorios.

Para el desarrollo de la práctica el estudiante debe revisar los siguientes aspectos:

1. Núcleos estructurales de los flavonoides y propiedades de los mismos.2. Métodos de preparación (extracción).3. Ensayos para su reconocimiento.4. Interés farmacéutico.

Objetivo de la actividad.

Obtener un extracto rico en flavonoides y realizar la caracterización del mismo.

Parte experimental.

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Procedimiento.

Se toman 50 g de epicarpio de un cítrico (naranja, toronja, etc.), se calienta en un erlenmeyer 30 -min., con una cantidad de etanol que cubra todo el material triturado y un pequeño exceso. Se filtra el extracto en caliente y con el filtrado se realizan los siguientes ensayos:

a) Una alícuota se concentra en baño de agua y se realiza una cromatografía en placa delgada, corriendo en acetona-etanol (2:1) y revelando con ácido sulfúrico al 50 % y calor.

b) Una alícuota se trata con solución reactiva de cloruro férrico. Observe.

c) Una alícuota se trata con el reactivo de Fehling (A + B y calor en baño de agua). Observe.

d) Una alícuota se trata con 1 mL de ácido clorhídrico concentrado y un pedazo de Mg metálico. Observe.

e) El resto de la solución se concentra hasta aproximadamente 1mL. Se añaden 10 mL de ClH 5%. Enfriar. Si aparece precipitado (hesperidina), decante la solución y al sólido realícele el ensayo (b) para confirmar que es hesperidina por la aparición de un color vino.

Se informará el resultado de los ensayos realizados en la actividad.


AISLAMIENTO DE NARINGINA DE LA CORTEZA ESPONJOSA DE LA TORONJA.

Introducción

El albedo o parte esponjosa de la corteza de los cítricos, se compone fundamentalmente de celulosa, carbohidratos, sustancias pécticas, flavonoides, aminoácidos y vitaminas.

El flavonoide principal del albedo, la naringenina se aisló por primera vez por De Vry en 1866, en las flores de los cítricos de Java, de las uvas y de diferentes cítricos amargos. Su característica fundamental es su fuerte amargor, que necesita el tratamiento comercial de los jugos con enzimas para hidrolizar el glicósido y eliminar su amargor.

Parte experimental.


Batidora Equipo para destilar Celite Etanol Isopropanol Corteza de cítrico

Procedimiento

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Una parte de corteza (en pedazos) en peso y 4 partes en peso de agua, se calientan a 90 oC durante 10 min. y se filtra. El proceso de repite una vez más. Los extractos reunidos se calientan a ebullición con un 1 % en peso de celite. Se filtra y se concentra hasta 1/9 parte del volumen inicial. Se refrigera y la naringenina cristaliza como cristales octahidrato de p.f. 83 oC.

El producto se recristaliza de isopropanol disolviendo en ebullición y filtrando. Al refrigerar la naringenina cristaliza como dihidrato de p.f. 171 oC.

Realizar una cromatografía en capa delgada empleando celulosa como fase estacionaria y como disolvente etanol – agua 60:40. Como revelador se emplea lámpara UV a 366 nm y AlCl3 1% en metanol. Debe aparecer una mancha carmelitoza a Rf 0,86

Se calculan los rendimientos de las dos cristalizaciones y se informa el análisis cromatográfico.


EXTRACCIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE QUINONAS DE VEGETALES.

Introducción.

Las quinonas son dicetonas insaturadas, que por reducción se convierten en polifenoles, los que se regeneran fácilmente por oxidación.

Por sus colores de amarillo a violeta, contribuyen a la pigmentación de numerosos vegetales y algunos animales.

Para la práctica el estudiante debe revisar los siguientes aspectos:

d) Núcleos estructurales de las quinonas y propiedades de las mismas.d) Métodos de extracción.d) Ensayos para su reconocimiento.d) Interés farmacéutico.


Obtener un extracto rico en quinonas y realizar la caracterización del mismo. Parte experimental.


Extracto de aloe. Etanol. HCl 1%. Cloroformo. Acetona. Sílica gel G. NaOH 5 %. Benceno. Beaker. Plancha de calentamiento. Embudo separador. Mortero. Placas cromatográficas. Lámpara UV. Tubos de ensayo.

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Procedimiento.

a) 0,5 g de extracto de aloe se disuelven en 10 mL de etanol, calentando ligeramente en baño de agua. Se mezcla con 40 mL de HCl al 1 % y se extrae en embudo separador 2 x 10 mL de cloroformo. El cloroformo se destina para los ensayos.

b) Una alícuota se concentra en baño de agua y se realiza una cromatografía en placa delgada, corriendo en acetona y revelando:

Con luz UV. Asperjando con NaOH 5 % y observando a la luz UV.

c) Una alícuota se agita en tubo de ensayos con igual volumen de NaOH al 5%. Dejar reposar. Observar la coloración de las fases.

d) Una alícuota se concentra en baño de agua. Se redisuelve en1 mL de benceno y se agita en tubo de ensayo con igual volumen de NaOH al 5%. Dejar reposar. Observar la coloración -de las dos fases.

Se informará el resultado de los ensayos en la práctica.


EXTRACCIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE SAPOGENINAS ESTEROIDALES EN DROGAS VEGETALES.

Introducción.

Las saponinas y en particular aquellas que contienen un aglicón de tipo esteroidal son de gran interés para la Industria farmacéutica, ya que los núcleos esteroidales sirven como fuente de materia prima para la síntesis parcial de hormonas.

Para la realización de esta práctica el estudiante debe revisar los siguientes aspectos:

1. ¿Que son las saponinas y sapogeninas?2. Estructuras más importantes y fuentes naturales.3. Métodos de extracción de las drogas.4. Métodos de reconocimiento y caracterización.5. ¿Por qué son materia prima para la Industria farmacéutica?

Objetivo de la actividad:

Obtener un crudo de sapogeninas esteroidales por uno de los métodos establecidos y realizar la caracterización del mismo.

Parte experimental


HCl 4 mol/L. Equipo de reflujo. n-hexano. Embudo. Cloroformo. Papel de filtro. Sílica gel. Equipo Soxhlet.

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H2SO4 50%. Balanza técnica. S. R Salkowski. Placas cromatográficas S. R Rosenheim. Cámaras cromatográfica. H2SO4. Tubos de ensayo. Anhidrido acético.

Procedimiento.

50 g de droga se mezclan con 250 mL de HCl 4 mol/L y se calienta a reflujo durante 1 hora. Se filtra en caliente lavando el residuo varias vecescon agua fría.

El líquido ácido del filtrado se elimina y el residuo se seca. El residuo oscuro seco se coloca en el -dedal de un equipo Soxhlet y se extrae durante 45 min. con n-hexano o éter de petróleo (no menos de 15 descargas del equipo)

El solvente se concentra y el residuo se pesa para calcular el % de rendimiento. El extracto de saponinas se redisuelve en 1 mL de cloroformo. Se puntea del mismo en una placa cromatográfica de sílica gel G para observar las sapogeninas presentes, revelando con ácido sulfúrico al -50% y calor.

El resto del extracto clorofórmico se subdivide para realizar los ensayos de:

a) Liebermann-Burchard.b) Rosenheim (ác. tricloro acético 90%)c) Salkowski.

Disolvente Sapogenina Rf Color al revelar.Cloroformo - acetona (7:3) yucagenina 0,4 Morado azul.

diosgenina 0,9 Rosado.- sitosterol 0,85 Morado gris.hecogenina 0,7 Amarillo.tigogenina 0,85 Carmelita gris

Se informará el calculo del % de rendimiento y los resultados de la caracterización.


DETERMINACIÓN SIMULTÁNEA DE SAPONINAS Y TANINOS EN UN EXTRACTO VEGETAL.

Introducción

En las técnicas de tamizaje, los errores más comunes corresponden a los ensayos falso positivos y -negativos. Por ello, algunos extractos deben purificarse de forma rápida y sencilla para evitar

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interferencias que aseguren la afirmación del resultado del ensayo empleado y la reproducibilidad de la determinación.

Este es el caso de las saponinas y taninos frente al ensayo de hemólisis, por ello se desarrolla la técnica que se describe.


Determinar la presencia de saponinas y taninos en un extracto vegetal sin que uno de ellos interfiera en los ensayos del otro.

Parte experimental


n-hexano. Equipo reflujo. Etanol 80 %. Papel de filtro Soln. salina. Embudo. Oxido de magnesio. Tubos de ensayo. Plancha de calentamiento.

Procedimiento.

5 g de drogas se extraen reflujando 15 min. con n-hexano. Se filtra y la droga desengrasada, se extrae reflujando 15 min. con 100 mL de etanol al80 %. Se enfría y se filtra.

El extracto se concentra a sequedad en baño de agua o con evaporador rotatorio. El residuo se -extrae en caliente con 10 mL de solución salina. Se filtra. El proceso se repite.

Los extractos salinos reunidos se dividen en 1/3 y 2/3. La alícuota menor se somete a los ensayos de taninos seleccionados para la actividad.

La alícuota mayor se calienta con 5 g de óxido de magnesio hasta formar una pasta. Dicha pasta se calienta con 10 mL de etanol al 80 %. Se filtra y el filtrado se somete a los ensayos de saponinas seleccionados para la actividad.

Se informar los resultados de los ensayos realizados.


PREPARACIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE ESTEROLES DE CERAS VEGETALES.

Introducción.

Los esteroles son alcoholes sólidos de 27 – 29 átomos de carbono, con el núcleo fundamental del androstano y que pueden obtenerse tanto de fuentes animales como vegetales ya sea en forma libre o esterificados con ácidos grasos. Algunos de ellos, en dependencia de las sustituciones (por Ej. El estigmasterol) pueden servir como fuente de materia prima para la semisíntesis de hormonas. Para el desarrollo de la práctica el estudiante debe revisar los siguientes aspectos:

a) Núcleos estructurales de los esteroles y propiedades de los mismos.b) Métodos de extracción.

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c) Ensayos para su reconocimiento.


Obtener un extracto de esteroles y realizar la caracterización del mismo.

Parte experimental.


Equipo de reflujo. Embudo separador. Tubos de ensayo. Placas cromatográficas. Cámara cromatográfica. Plancha de calentamiento. Cera. H2SO4 concentrado. Cloroformo. Acetatode etilo. Éter de petróleo KOH 15 % en etanol. Anhídrido acético. S. R de Rosemheim

Procedimiento.

10 g de cera vegetal se saponifican con 60 mL de KOH al 15 % en etanol. Después de 1 h de reflujo, en caliente, se añaden 60 mL de agua. La mezcla se lava en embudo separador con 30 mL -de cloroformo.

El cloroformo que corresponde a la fracción insaponificable donde deben estar contenidos los esteroles se somete a los siguientes ensayos:

Una alícuota se concentra en baño de agua y se realiza una cromatografía en placa delgada corriendo en éter de petróleo-acetato de etilo (2:1) y revelando con ácido sulfúrico al 50 % y calor.

Una alícuota se somete al ensayo de Rosemheim (ác. tricloroacético 90%).

Se informará el resultado de los ensayos en la actividad.


AISLAMIENTO Y RECONOCIMIENTO DE ESTEROLES MEDIANTE LA FORMACIÓN DE DIGITÓNIDOS.

Introducción.

Las propiedades del colesterol de formar complejos poco solubles con cantidades equivalentes de digitonina, se describió por primera vez por Windaus en 1910. Otros alcoholes forman estos complejos pero difieren en solubilidad y estabilidad respecto a los esteroles.

Por ello, la precipitación de los esteroles con digitonina es un método efectivo para el aislamiento y purificación de esteroles de la serie 3-hidroxi. Esta metodología permite la cuantificación de los esteroles ayudado por un agente precipitante como es el tricloruro de aluminio en medio ácido.

Parte experimental.

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Acetona AlCl3 Colesterol Digitonina Dimetil sulfóxido Etanol Éter HCl Metanol n-Hexano Sulfato de sodio anhidro Cloroformo Centrífuga Equipo Soxhlet Plancha de calentamiento

Procedimiento

Una pequeña porción de material vegetal seco y molido se desengrasa en equipo Soxhlet con n-hexano.

El extracto se concentra a sequedad y el residuo se pesa. Al residuo se añade igual peso de KOH y 150 mL de etanol – agua (1:1). La mezcla se calienta a reflujo dos horas. La misma se vierte en caliente sobre 150 mL de agua. Se filtra y la solución se lava 2 x 100 mL de cloroformo. Los lavados de cloroformo se reúnen con el sólido anteriormente filtrado, se concentra por destilación y el residuo se destina para el análisis de la composición de esteroles.

100 mg. De colesterol, estigmasterol, sitosterol y el extracto, se disuelven de forma independiente en 100 mL de acetona – etanol (1:1). Cada solución por separado se mezcla con 10 gotas de HCl 3,5 % y 10 mL de digitonina al 0,5 % en etanol acuoso al 50%. Se adicionan 10 mL de AlCl3 al 10% en agua. La mezcla se calienta 15 min. a 45 oC. Se enfría en baño de hielo y se centrífuga. Se decanta el líquido y la purificación final de los digitónidos se realiza tratando el residuo con 20 mL de acetona, centrifugando, decantando el líquido y recuperando el sólido.

Para recuperar los esteroles, el residuo correspondiente al extracto vegetal saponificado, se mezcla con 20 mL de dimetil sulfóxido y se calienta con vapor de agua 15 min. Al enfriar deben precipitar los esteroles.

La solución se lava en embudo separador 2 x 70 mL de n-hexano. Las fases de lavado reunidas se secan con sulfato de sodio anhidro, se filtran y se concentran a sequedad. El residuo donde están los esteroles se destina para un análisis cromatográfico.

Análisis cromatográfico.

En una placa delgada de sílica gel G 60 se aplica el residuo anterior contra los patrones disponibles de esteroides tipo esteroles. Se emplea como disolvente cloroformo y como revelador H2SO4 50 % en agua y calor.

Al calentar los esteroles aparecen como manchas coloreadas de diferentes tonalidades.

En el informe se indica los esteroles que formaron digitónidos y los posibles presentes en el extracto, de acuerdo a la metodología aplicada.

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EXTRACCIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE GLICÓSIDOS CARDIOTÓNICOS EN DROGAS VEGETALES.

Introducción.

Los glicósidos cardiotónicos son estructuras de tipo esteroidal con una estereoquímica específica yun agrupamiento lactónico insaturado de especial importancia para su efecto biológico.

Desde la antigüedad se utilizan como venenos potentes por lo que es importante su localización en drogas vegetales para su consumo racional por la población debido al peligro que las mismas implican.

Para el desarrollo de esta práctica el estudiante debe revisar los siguientes aspectos:

a) ¿Cuáles son los glicósidos cardiotónicos más interesantes y los azúcares que involucran?

b) Fuentes naturales y métodos de preparación.

c) Métodos de reconocimiento y caracterización.

d) Interés biológico.


Obtener un crudo de glicósidos cardiotónicos que permita realizar ensayos de caracterización de los mismos.

Parte experimental.


Erlenmeyer de 500 mL. Plancha de calentamiento. Papel de filtro. Embudo. Agitador de vidrio. Papel de pH. Cámara cromatográfica. Embudo separador. Tubos de ensayo. Placas cromatográficas. NaOH Etanol al 50 %. Suspensión de Ac2Pb Acetato de etilo. Sulfato de sodio Cloroformo Metanol H2SO4 50 % S. R Baljet S. R Kedde S.R Raymond - Marthund S.R de Legal.

Procedimiento.

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Para la extracción de los glicósidos cardiotónicos un grupo de estudiantes trabajará con Thevetia (tevetósidos) y otro grupo con Nerium (oleandrósidos) con la siguiente metodología:

20 g de droga se calienta 15 min. en un erlenmeyer con 100 – 200 mL de etanol al 50 % (v/v). Se -filtra y al filtrado se le añade una suspensión de acetato de plomo (5 g de acetato de plomo en 20 mL de agua.

Añadir agitando NaOH en solución hasta pH alcalino) .Se mezcla y se filtra. Al filtrado se le añaden 2 g de sulfato de sodio y se lava en embudo separador 2 x 15 mL de acetato de etilo o de cloroformo. Las fases orgánicas se dividen en 5 tubos de ensayos y se concentran a sequedad en -baño de agua. Con ellos se realizan los siguientes ensayos:

a) Cromatografía en capa delgada corriendo en cloroformo-metanol (7:3) y revelando con ácido sulfúrico al 50 % y calor.

b) Ensayo de Baljet.c) Ensayo de Kedde.d) Ensayo de Raymond - Marthund.e) Ensayo de Legal.

Se informará el resultado de todos los ensayos realizados en la actividad.


AISLAMIENTO DE CERINA Y FRIEDELINA DEL CORCHO.

Introducción

Cheoreul fue el que por primera vez aisló los alcoholes triterpenoides del corcho, cerina y friedelina. Los mismos son los componentes mayoritarios de los productos solubles del corcho y fácilmente recristalizables de cloroformo. La friedelina está en una composición mayor del 1 % y la cerina en el orden de 0,1 %.

Parte experimental.


Acetato de etilo

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2,4-dinitrofenilhidracina HCl Cloroformo Corcho triturado.

Procedimiento.

100 g de corcho triturado se reflujan con 500 mL de acetato de etilo durante 3 horas (o se extraen en equipo Soxhlet con el mismo disolvente).

El extracto carmelita oscuro se concentra a sequedad. El residuo se trata con 5 mL de cloroformo y se refrigera. Cristaliza la cerina en forma de agujas p.f. 255 – 256 oC. La friedelina queda en las aguas madres.

Las aguas madres se concentran lentamente hasta turbidez. En este momento se añaden 5 mL de acetona. El precipitado está constituido por friedelina cruda que se recristaliza de acetato de etilo dando agujas de p.f. 262 – 263.

Preparación de fenilhidrazonas.

50 mg. De cada triterpenoide por separado se disuelven en 5 mL de etanol y se añaden 30 mg de 2,4-dinitrofenilhidracina y una gota de HCl concentrado, después de la disolución de la mezcla con ligero calentamiento.

Se refluja el sistema 5 – 10 min. y se enfría en baño de hielo.

En ambos casos se forman cristales de color naranja.

Derivado de la cerina: Funde con descomposición a 253 – 255 oC.

Derivado de la friedelina: Funde a 297 – 299 oC con descomposición

Se calcularán los rendimientos de los triterpenoides y los puntos de fusión encontrados.


EXTRACCIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE PROTEÍNAS VEGETALES.

Introducción.

Las proteínas son polipéptidos comunes de encontrar en el protoplasma de todas las células de animales y vegetales. En algunos vegetales el contenido proteico es importante, ejemplo el fríjol de soya que contiene un 37 %, el maní un 26 % y las almendras un 21%. Todas producen aminoácidos por hidrólisis y por ello son de gran importancia para el hombre.

Para el desarrollo de la práctica, el estudiante debe revisar los siguientes aspectos:

a) Proteínas, ejemplos de los tipos y propiedades b) Métodos de extracciónc) Métodos de reconocimiento y caracterizaciónd) Interés biológico

El objetivo de la actividad es:

Obtener un extracto de proteínas vegetales que permita realizar ensayos de caracterización.

Parte experimental

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SR gelatina Solución acuosa concentrada de ác. pícrico Solución de eosina Ácido acético glacial Solución salina fisiológica Sulfato de amonio 10 % SR ninhidrina Embudo. Mezcladora. Papel de filtro. Tubos de ensayos. Papel de pH.

Procedimiento.

5 g de la droga se trituran durante 20 min. con 25 mL de agua fría. Se filtra y el filtrado se subdivide en 5 partes para realizar los siguientes ensayos. Todos los ensayos se realizarán en -paralelo y de forma comparativa con una solución recién preparada de gelatina.

a) Añadir solución acuosa concentrada de ácido pícrico en igual volumen. Observar.b) Añadir solución muy diluida de eosina. Observarc) Añadir ácido acético glacial hasta pH ácido. Observar.d) Añadir solución salina fisiológica en igual volumen. Observar.e) Añadir solución de sulfato de amonio al 10 % en igual volumen. Observar.f) Si en los dos últimos ensayos hay precipitado, decantar y al precipitado realizar el ensayo

de la ninhidrina.



EXTRACCIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE ALCALOIDES EN UNA DROGA VEGETAL.

Introducción.

Los alcaloides son sustancias naturales generalmente de origen vegetal, con al menos 1 nitrógeno (involucrado en la mayoría de los casos) en forma de un heterociclo. Más del 90 % de las estructuras conocidas son básicas y presentan de alguna forma efectos biológicos lo cual justifica su interés. Se biosintetizan a partir de aminoácidos, sólo se preparan por vegetales superiores de metabolismo acabado, ya que son el paso final de rutas metabólicas en las drogas que los -contienen.

Para la realización de la práctica el estudiante debe revisar los siguientes aspectos:

1. Definición y tipos estructurales.2. Propiedades y métodos de extracción.3. Ensayos de reconocimiento y caracterización.4. Interés biológico.


Obtener un extracto crudo de alcaloides de una droga y realizar ensayos de caracterización del mismo.

Parte experimental.

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HCl al 1 %. Sulfato de sodio. KOH al 10 %. Acetato de etilo. Etanol. S. R de Dragendorff. S. R de Mayer. S. R de Hager. S. R de Wagner. Erlenmeyer 200 ml. Embudo. Papel de filtro. Embudo separador. Tubos de ensayo. Placas de cromatografía. Cámara cromatográfica. Plancha de calentamiento.

Procedimiento.

Para el desarrollo de la práctica se utilizarán las siguientes drogas:

Vicaria (Catharanthus roseus).Campana (Datura sp.).Jazmín (Ervatamia coronaria).Ponasí (Hamelia patents).Rauwolfia sp.

A 25 mL de un extracto alcohólico de la planta, se le añaden 75 mL de ClH al 1 % y 1 g de sulfato de sodio. Se filtra y el filtrado se alcaliniza con KOH al 10 %. Se lava la solución en embudo separador 2 x15 mL de acetato de etilo. El acetato de etilo se divide para los siguientes ensayos:

a) Una alícuota se concentra en baño de agua y se realiza una cromatografía en capa delgada, corriendo en acetato de etilo-etanol (1:1) y revelando con solución reactiva de -Dragendorff.

b) Una alícuota se concentra a sequedad, se añade 1 mL de HCl al 1 % y se realiza el ensayo de Dragendorff.

c) Una alícuota de la misma forma que en (b) se realiza el ensayo de Mayer.

d) Una alícuota de la misma forma que en (b) se realiza el ensayo de Hager (ác. pícrico).

e) Una alícuota de la misma forma que ( b) se realiza el ensayo de Wagner.



EXTRACCIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE UN ACEITE FIJO.

Introducción.

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Los aceites fijos de los vegetales se extraen generalmente de las semillas, hay casos, como el Olivo, donde la parte utilizada es el pericarpio del fruto.

El método más utilizado industrialmente, para extraer el aceite, es la expresión en frío o en caliente.

También se puede utilizar con este propósito la extracción con solventes orgánicos.

El objetivo de esta práctica es extraer las semillas del vegetal convenientemente triturada de forma -continua con solvente orgánico. De esta forma se extrae todo el aceite hasta agotar el material. Finalmente se evapora el solvente utilizando un baño de agua y se recupera el aceite. A partir de los datos obtenidos se calcula el contenido de aceite crudo del material original.

El aceite obtenido se caracteriza mediante la determinación del índice de refracción y reacciones químicas.Parte experimental


Extractor Soxhlet Gotero Mortero con su mano Dedal de Soxhlet Plancha eléctrica Cuchilla Refractómetro Abbe 2 beakers de 50 mL Microscopio compuesto Soporte universal Porta y cubreobjetos Pinzas Agitador de vidrio Baño de agua Algodón Semillas del vegetal Talco o tierra de diatomea Éter etílico Éter de petróleo 40 – 60 oC S. R. de Serger

Procedimiento.

Se trituran 9 g del material vegetal con 2 g de talco. El material resultante se coloca sin presionar -en el dedal. El dedal se coloca en el extractor Soxhlet y se extrae con éter de petróleo 40 – 60 oC. La extracción se realiza en forma continua unas 15 veces para asegurar la extracción completa del aceite.

El extracto etéreo se evapora en un beaker tarado en baño de agua a la temperatura de 70 oC hasta peso constante. Por diferencia de peso se determina la cantidad de aceite crudo extraído. Con el dato obtenido se calcula el porcentaje de aceite en el material dado.

Se determina el índice de refracción del aceite obtenido en el equipo y se compara con el valor reportado en la literatura.

Ensayos de coloración.

Reacción de Serger para aceites vegetales.

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5 mL de aceite fijo se disuelven en 10 mL de éter y se agitan con 1 mL de reactivo de Serger (solución recién preparada de 0,1g de molibdato de sodio en 10 mL de ácido sulfúrico). Deje en -reposo, observe la coloración que aparece en la capa inferior.

Realice esta experiencia con diferentes aceites fijos y compárelo con el aceite obtenido por Ud. en la práctica.


CROMATOGRAFÍA EN CAPA DELGADA DE CARBOHIDRATOS.

Introducción.

Los carbohidratos son muy comunes en los extractos acuosos de diferentes plantas medicinales, en particular frutos y / o tubérculos.

Diferentes métodos se han desarrollado para su análisis, siendo uno de los más simples el que proponemos en la siguiente metodología de trabajo.

Parte experimental.


Celite Sílica gel G 60 Placas de cristal Estufa Asperjador Ácido acético concentrado Ácido sulfúrico concentrado Anisaldehído n- butanol Etanol Éter etílico Patrones de carbohidratos. Material vegetal.

Procedimiento.

El material vegetal se extrae a ebullición durante 10 min. con agua (cantidad que la cubra más 1 cm por encima) Se filtra. El extracto se calienta con un 1% en peso de Celite durante 5 min. y se filtra. El extracto se destina para el análisis cromatográfico contra los patrones disponibles.

Cromatografía en capa delgada.

Se emplean placas de sílica gel G 60 y como fase móvil: n-butanol – ácido acético – éter etílico – Agua (9:6:3:1). Como revelador se emplea 0,5 mL de anisaldehído disuelto en 9 mL de etanol, 0,5 mL de ácido sulfúrico concentrado y 0,1 mL de ácido acético.

Azúcar Rf Color con anisaldehídoSucrosa 0,09 VioletaGlucosa 0,22 AzulFructosa 0,27 VioletaXylosa 0,40 GrisRibosa 0,47 Azul

Rhamnosa 0,55 Verde

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Se informará los posibles carbohidratos que se detectan en el extracto acuoso del material vegetal procesado.

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VI. GLOSARIO DE TÉRMINOS BOTÁNICOS

Aquenio: Fruto seco, indehiscente, con el pericarpio separado de la única semilla que contiene.

Axila: Fondo del ángulo superior que forma la hoja, bráctea, etc, con el eje caulinar con que se inserta.

Bráctea: Órgano vegetal foliáceo generalmente asociado a flores e inflorescencias, pero bien diferentes a las hojas normales.

Bulbo: Estructura generalmente subterránea de las plantas, que le permite protegerse de la sequía a la yema vegetativa principal; generalmente formado por las hojas u otras estructuras foliáceas en función de reserva.

Cabezuela: Sinónimo de capítulo floral.

Cáliz: Estructura más externa de la flor, compuestas por varias piezas generalmente semejantes a hojas y de color verde.

Capítulo: También llamada cabezuela, inflorescencia típica de las especies del género Asteraceae (Compositae), que agrupa un número variable de flores sésiles sobre un eje corto y generalmente dilatado (receptáculo).

Cápsula: Fruto seco, dehiscente, generalmente conteniendo un número grande de semillas.

Corola: Estructura floral, situada a continuación del cáliz y generalmente formada por piezas de mayor tamaño y colores vistosos (pétalos). A veces ausente, o no diferenciada del cáliz.

Cotiledón: La primera o cada una de las primeras hojas de la planta, que se forman en el embrión de las plantas con flores.

Dehiscentes: Relativo a los frutos u otro órgano vegetal, que se abren para dispersar las simientes cuando están maduras.

Envainadora: Que forma vainas y rodea parcial o totalmente un miembro u órgano de la planta.

Estipete: Tallo largo y no ramificado de las plantas. Término utilizado para designar otras estructuras semejantes a un tallo. En América se asigna el término al pecíolo de los helechos.

Espiga: Inflorescencia en la que las flores se disponen, sin pedúnculos, a lo largo de un eje más o -menos prolongado.Membranáceo: Con aspecto de membrana.

Oleaginosa: Rico en aceites fijos.

Palminervia: Se dice dela nervadura de la hoja, cuyos nervios parten aparentemente de un mismo punto y divergen recordando la forma de una mano abierta.

Pauciflora: De pocas flores.

Pecíolo: Pequeña rama que une la base de las hojas con la rama o tallo al que está adherida. Cuando está ausente se dice que la hoja es sésil o sentada.

Pedúnculo: Pequeña rama que une a la flor a la rama o tallo, del que parte o se aleja de la inflorescencia de la que forma parte.

Penacho: Conjunto de hojas o pelos.

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Plántula: Pequeña planta recién nacida.

Pubescente: Carácter atribuido a cualquier órgano vegetal cubierto total o parcialmente de pelos suaves y finos.

Peloso: Cubierto totalmente de pelos, sin especificar características de los mismos (longitud, grosor, textura, etc)

Peltado: Relativo a las hojas que presentan forma redondeada y el pecíolo insertado en el centro.

Pericarpio: Parte externa del fruto que rodea a la semilla para su protección; suele estar formada -por tres partes: epicarpio, mesocarpio y endocarpio.

Pistilo: Órgano sexual femenino de las flores, formado por el ovario, el estilo y el estigma.

Racimo: Inflorescencia compuesta de un eje central a cuyo lados se disponen las flores con sus correspondientes pedicelos florales.

Reniforme: En forma de riñón.

Rizoma: Tallo subterráneo, generalmente alargado y desarrollado cercano a la superficie del suelo, puede o no acumular sustancias de reservas.

Roseta: Se dice de las hojas que en la base del tallo o de las ramas, se disponen muy juntas a causa de la brevedad de los entrenudos, formando una estructura en forma de rosa.

Sarmentoso: Carácter relativo a las plantas con ramas largas, finas y flexibles que suelen apoyarse en cuanto objeto encuentren al crecer, como es el caso de la bouganvillea.

Sentada: Término vulgar equivalente a sésil.

Sésil: Cualquier órgano de la planta que carece de soporte o pie.

Sicono: Nombre que se aplica a las compuestas de la higuera y otras especies del género Ficus, -formadas por un receptáculo cónico o en forma de pera, en cuyo interior se disponen flores y frutos diminutos.

Silícua: Fruto capsular, alargado, que se abre a través de estructuras longitudinales a partir de la base.

Suculentas: Estructura del vegetal muy carnosa y gruesa, que poseen abundante jugo.

Sumidades floridas: Inflorescencias.

Umbela: Inflorescencia en la que a partir del extremo del pedúnculo o tallo principal, ocasionalmente ensanchado a modo de receptáculo, parten todos los pedicelos florales (radios de la umbela generalmente de igual longitud.)

Verticilo: Conjunto de tres o más órganos, generalmente hojas, que parten de un mismo punto en el tallo o rama.

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VII. SOLUCIÓNES Y REACTIVOS

1. Alcohol extractivo: 84 mL de alcohol de 95 % y agua destilada csp 100 mL.

2. Ácido clorhídrico diluido (10%): 36 mL HCl concentrado (d = 1,16; 31 %) en agua csp 1 L.

3. Ácido clorhídrico c(HCl /z*) 1mol / L: 85 mL de HCl concentrado, en agua csp 1 L.

4. Ácido sulfúrico diluido (10%): 52 mL de H2S04 concentrado en unos 100 mL de agua destilada. Enfríese a temperatura ambiente y diluya con agua a1 L.

5. Solución saturada de ácido pícrico: 2 g de ác. pícrico en agua destilada csp 100 mL. Se reposa por 24 h, se agita y se filtra.

6. Solución pícrica - clorhídrica: La Solución saturada acuosa de ácido se mezcla con el cuádruple volumen de HCL al 30%.

7. Solución de ácido picrolónico: Solución saturada en alcohol al 20 % o en agua.

8. S. R de acetato de plomo c(PbAc2 /z*)0,5 mol/L: 6,5 g de cristales transparentes de acetato de plomo se disuelven en suficiente agua recién hervida para obtener 100 mL. -Se preserva en frascos ámbar bien cerrados.

9. S. R de acetato de calcio: Acetato de calcio al 10 % en agua destilada.

10. Solución de ácido silicotúngstico: 5 g de ác. silicotúngstico se disuelven en H2SO4

c(H2SO4/z*)6 mol/L csp 100 mL

11. S. R de amoníaco: 400 mL de amoníaco concentrado al 28 % en suficiente cantidad de agua para 1 L.

12. Almidón indicador: Se tritura1 g de almidón soluble en 10 mL de agua fría y se vierte

lentamente, con agitación constante, en 200 mL de agua hirviente. Se hierve hasta obtener un líquido transparente; deje sedimentar, filtre y utilice solamente el líquido sobrenadante.

13. Solución de ácido tánico: 1 g de tanino (ácido tánico) en 8 mL de agua y1 mL de etanol. Debe prepararse en el momento de usarse.

14. S. R de anilina clorhídrica: 2 g de cloruro de anilina se diluyen en 65 mL de etanol al 90 -% y35 mL de agua destilada; se añaden 2 mL de HCl concentrado.

15. Solución de ácido crómico: Solución acuosa al 50%

16. S. R de Bial: 1 g de orcinol se disuelve en 500 mL de HCl, agregando luego 25 gotas de -una solución de cloruro férrico al 10 %.

17. Solución de bencidina: Solución alcohólica al 5 % o en ácido al 5%.

18. Solución de bencidina cúprica: 10 mL de solución de acetato de bencidina, se satura con acetato de cobre al 3 %.

19. Solución de Bromuro de potasio: Bromuro de potasio al 20 % en agua.

20. Reactivo de Baljet: Solución A:1 g de ácido pícrico (2,4,5-Trinitrofenol) en 100 mL de -etanol. Solución B: 10 g de NaOH en 100 mL de agua.

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21. Reactivo de Benedict: Solución A: 17,3 g de citrato de sodio; 10 g de carbonato de -sodio anhidro y 60 mL de agua. Solución B: 1,73 g de cuso4.5H2O en 15 mL de agua. Se mezclan ambas soluciones y se afora a100 mL.

22. Reactivo de Bertrand: 5 g de ácido silicotúngstico cristalizado se disuelven en 100 mL de agua destilada. Para detectar ciertos alcaloides, se acidula la solución con HCl al 10 -%.

23. Reactivo de Burchardat: 2 g de cristales de yodo, 4 g de KI y agua destilada csp 100 -mL.

24. Buffer de acetato: Acetato de amonio al 10 %; se le añade en el momento de usarse, -suficiente cantidad de amoníaco al 10 % para llevar el pH a 8,1 - 8,3.

25. Buffer de Borato: 3,092 g de ácido bórico y 3,728 g de cloruro de potasio, en 250 mL de agua; se agrega suficiente cantidad de NaOH c(NaOH/z*)1 mol/L, para llevar el pH a 8,1-8,3.

26. S. R de cloruro de calcio: Solución acuosa de cloruro de calcio al 10 %.

27. S. R de cloruro de bario: Cloruro de bario al 10 % en agua.

28. S. R de cloruro de hierro: Cloruro férrico al 10 % en agua.

29. S. R de cloruro mercúrico: Disuelva 68 g de HgCl2 en agua y diluya hasta 1 L.

30. S. R de cloruro férrico-ferricianuro: Se mezclan partes iguales de cloruro férrico al 0,3 % y ferricianuro de potasio al 0,3 %. Si se utiliza en cromatografía de papel, el cromatograma se sumerge en la mezcla reactiva, luego en HCl diluido y por último en -agua; finalmente se seca.

31. Solución de clorozinc-yodo: 30 g de cloruro de zinc, 5 g de yoduro de potasio, y 1 g de -cristales de yodo, se disuelven en 14 mL de agua. Conservar en frasco ámbar.

32. Solución de cuoxam (cobre amoniacal): Triturar 0,5 g de carbonato cúprico con 10 cc de solución concentrada de amoníaco (d = 0.88), lentamente y agitando la mezcla.

33. Solución de carbonato de sodio c(CO3Na2 /z*)2 mol/L: 12,5 g de carbonato de sodio se disuelven en agua destilada, csp 100 mL.

34. Solución cromo-acética: Fuerte: 1 mL de ác. acético glacial y 100 mL de ác. crómico al 1 %. Débil: 10 mL de ác. acético glacial; 25 de ác. crómico al 1 %; 65 mL de agua.

35. Solución de Calberla: 5 mL de glicerina; 10 mL de etanol y15 mL de agua destilada; se -le agregan 2 gotas de fushina básica en solución acuosa saturada.

36. S. R de Carr-Price: Cloruro de antimonio en cloroformo, al 20%.

37. S. R de Dragendorff: Mezclar21,3 mL de ácido nítrico (d =1,42) con suficiente agua -destilada para hacer 62 mL. En 20 mL de esta solución se disuelven 5 g de subnitrato de bismuto. Por separado, se disuelven 31,2 g de yoduro de potasio en 69 mL de agua. Mezclar luego ambas soluciones.

38. Dragendorff modificado: Solución A: 17 g de subnitrato de bismuto; 200 g de ácido -tartárico, en 800 mL de agua. Solución B: 160 g de yoduro de potasio en 400 mL de agua.

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39. S. R de la DNP(2,4-dinitrofenilhidracina): 0,4 g de DNP se disuelven en 100 mL de HCl c(HCl /z*)2 mol/L

40. Solución de dicromato de potasio c(K2Cr2O7 /z*)1mol/L: 49,035 g del reactivo pulverizado y desecado a 120º C, se disuelven en agua hasta 1 L.

41. S. R del p-dimetilaminobenzaldehido (EHRLICH): Solución acuosa al 10%.

42. S. R de difenilamina sulfúrica: Difenilamina disuelta en H2SO4 concentrado al 1 %.

43. S. R de digitonina: Digitonina al 0,5 % en etanol al 85 %.

44. S. R de Duquenois: Acetaldehído fresco 12 gotas, 1 g de vainillina en 50 mL de alcohol.

45. S. R de Emerson: Es la mezcla de las soluciones de carbonato de sodio al 0,5 %, 4-aminoantipirina al 5,4 % y ferricianuro de potasio al 5,4%.

46. S. R de Florogucina: Solución al 1 % en alcohol de 90 %.

47. S. R de Fehling: Solución A: 7 g de sulfato de cobre se disuelven en 100 mL de agua destilada, conteniendo 0,1 mL de ác. sulfúrico. Solución B: 35 g de tartrato de sodio y -potasio y 15,5 g de NaOH disueltos en 100 mL de agua. Se mezclan partes iguales de A y B, en el momento de usarse.

48. S. R de Flin: 100 g de tungstato de sodio disueltos en750 mL de agua; 20 g de ácido fosfomolíbdico mezclados con 50 mL de ácido fosfórico. Se refluja por 2 horas, filtrar y -enrasar a 1 L.

49. S. R de fosfato de sodio: Solución acuosa al 1 %.

50. S. R de Ferricianuro de potasio: 1 g de ferricianuro de potasio en 10 mL de agua.

51. S. R de Frohde: 1 g de molibdato de sodio en 100 mL de ác. sulfúrico.

52. Solución de gelatina: 1 % de gelatina en agua. Si se desea prepararle en glicerina, se -utiliza la misma al 50 %, con un 1 % de fenol como conservador.

53. Glicerina yodada: Yoduro de potasio al 3 % en glicerina al 50 %.54. Solución de resina de guayaco: 1 % de resina de guayaco en alcohol al 90 %.

55. S. R de Gibbs: 2,6-dicloroquinona cloroimida al 2 % en cloroformo.

56. S. R de Guignard (papel de picrato): Se sumerge una tira de papel de filtro en solución saturada de ácido pícrico c( ác. pícrico /z*) 0,05 mol/L; se deseca y luego se humedece con carbonato de sodio al 10 % y se deseca de nuevo.

57. Gelatina salina (para sangre): Gelatina al 3 % se mezcla con una solución de sal común (NaCl al 0,7 %, con adición de 0,6 g de fosfato de sodio para obtener un pH de7,4. Después de calentar a unos 35o C, añadir un 5 % de sangre desfibrinada. Puede -añadirse 0,50 % de Nipagín como conservador.

58. Solución alcohólica de hidróxido de potasio c(KOH /z*)0,5 mol/L: Se disuelven 28,05 g de hidróxido de potasio en 1000 mL de alcohol. Se titula contra HCl c(HCl /z*) 0,05 mol/L en presencia de anaranjado de metilo. Use tapón de goma.

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59. Solución de hidróxido de potasio c(KOH /z*) 1 mol/L: Disuelva14,3 g de KOH en suficiente cantidad de agua destilada para hacer 100 mL

60. Solución de hidróxido de sodio: 10 % de NaOH en agua.

61. S. R de Hirsch: Solución de ácido tricloro acético al 10 %

62. Solución de hidrato de cloral: Solución acuosa al 66 %

63. Solución de hidróxido de calcio (agua de cal): Aproximadamente Ca(OH)2 al 0,15 % en agua.

64. S. R de Kedde (modificación de Bus y Taylor): Ácido 3,5-dinitrobenzoico al 2 % en -metanol. KOH al 5,7 % en agua.

65. Solución de Lugol: Yodo al 1 % con un 2 % de KI, en agua.

66. S. R de Legal: Nitroprusiato de sodio al 5 % en agua; se sigue con 3 gotas de NaOH c(NaOH /z*)2 mol/L.

67. S. R de Liebermann: 1 mL de ác. sulfúrico concentrado se mezclan con 20 mL de -anhídrido acético y 50 mL de cloroformo.

68. S. R de Marquis: Ácido sulfúrico, seguido de 1 gota de formaldehído al 40 %.

69. S. R de Mayer: 1,258 g de cloruro mercúrico se disuelven en 60 mL de agua. Por otra parte se disuelven 5 g de yoduro de potasio en 20 mL de agua, se mezclan ambas soluciones y se enrasa a 100 mL con agua.

70. S. R de Millión: Se disuelven 6 mL de mercurio en 54 mL de ácido nítrico fumante (d =1,52), sin calentar y diluyendo la solución con un volumen igual de agua.

71. S. R de Marme: Disolver 5 g de yoduro de cadmio y 10 g de yoduro de potasio en 100 mL de agua.

72. S. R de Mandelin: Disolver 1 g de vanadato de amonio en 200 mL de ác. sulfúrico -concentrado (d = 1,843). Déjese sedimentar y filtre. Preparar al momento de usarse.

73. S. R de Molisch: 15 % de -naftol en alcohol de 95 %. Se añaden 3 gotas de ác. sulfúrico concentrado.

74. Solución de nitrato de plata: Solución acuosa al 10 %.

75. S. R de Nesler: Se disuelven 3,5 g de yoduro de potasio y 1,25 g de cloruro mercúrico en -80 mL de agua, añadiendo una solución saturada en frío de cloruro mercúrico, con agitación constante hasta que permanezca un precipitado ligeramente rojizo y luego disolviendo 12 g de hidróxido de sodio. Después de añadir algunos mL más de la solución de cloruro mercúrico, el volumen se lleva a 100 mL con agua.

76. S. R de p-nitrofenilhidracina: Solución del reactivo, saturada en ácido acético al 15 %.

77. Solución de permanganato de potasio c(KMnO4 /z*) 1 mol/L: Disolver 3,3 g de KMnO4 en un litro de agua destilada. Se hierve por 15 minutos; se cubre el recipiente y se deja en reposo por dos días, para luego filtrar por asbesto.

78. Solución de Picrato de sodio: 0,5 g de ácido pícrico y 5 g de carbonato de sodio. Agua -csp 100 mL.

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79. S. R de Raymond: Solución al 1 % de m-dinitrobenceno en etanol.

80. S. R de rojo escarlata: Una solución al 0,5 % en hidrato de cloral al 66 %, se añaden -gotas de amoníaco.

81. S. R de Sanin: 20 g de tártaro emético, 20 g de cloruro de sodio, 40 g de acetato de sodio, 50 g de bitartrato de sodio y potasio, todo disuelto en agua csp 1000 mL.

82. S. R de Sonneschein: 17,5 g de ácido molíbdico, 13,5 g de carbonato de sodio y fosfato disódico al 5 %, 30 mL.

83. S. R de Seliwanoff: 0,30 g de resorcinol en 100 mL de HCl al 12,5%.

84. S. R de Shonteten: Solución de borato de sodio 1:20, en agua.

85. Solución de subacetato de plomo: Triturar 14 g de PbO hasta consistencia homogénea, con10 mL de agua; transfiera esta pasta a un frasco, usando otros 10 mL de agua, para enjuagar. Disuelva 22 g de acetato de plomo en70 mL de agua y añádase esta solución a la mezcla. Agítese vigorosamente durante 5 min. y luego deje reposar por 7 días, agitando eventualmente. Fíltrese y añádase por el filtro agua hervida csp 100 mL.

86. Solución reveladora para cromatografía de carotenoides: Bencina: 60 partes, benceno: 35 partes, cloroformo: 1,25 partes, isopropanol: 0,06 partes y acetona 0,55 -partes.

87. S. R de sulfato mercúrico: Solución acuosa al 1%.

88. S. R de sulfato de magnesio: Solución acuosa al 1%.

89. Solución salina normal: Cloruro de sodio al 0,9 % en agua.

90. S. R de Sudán III: Solución al 6 % en partes iguales de alcohol y glicerina.

91. Solución de sulfato de anilina: Solución al 2 % en ácido sulfúrico al 0,5 %.

92. Solución para la Taleoquinina: 1 mL de agua de bromo, adicionándose gotas de amoníaco, en presencia de una solución de quinina al 1:200.

93. S. R de Tartrato ferroso: 1 g de sulfato ferroso anhidro se disuelve en 1 L de agua, conjuntamente con 5 g de tartrato de sodio y potasio.

94. S. R de Tollens: A 2 mL de nitrato de plata al 5 % se le añade 1 gota de NaOH al 10%. Se agrega hidróxido de amonio hasta redisolver el precipitado.

95. S. R de Vainillina: Solución alcohólica al 1%.

96. S. R de Vainillina clorhídrica (Reactivo de Rosenthaler): 1 g de vainillina en10 mL de -HCl concentrado.

97. S. R de Vainillina sulfúrica: 0,5 g de vainillina disueltos en 8 mL de etanol y 2 mL de ác. -sulfúrico concentrado.

98. S. R de Valser: Agregue una solución de 10 g de yoduro de potasio en suficiente agua destilada para hacer 100 mL, a 14 g de yoduro mercúrico, hasta la disolución de este. Filtre y deseche el exceso.

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99. S. R de Van UrK: p-dimetilaminobenzaldehído al 0,2 % en ácido sulfúrico al 65 %. Se le añaden 0,2 mL de solución de cloruro férrico al 5 %, por cada 100 mL de reactivo.

100. S. R de Vrins: A una solución de 10 partes de molibdato de amonio en 100 partes de agua, se añaden 60 partes de ácido nítrico puro (d = 1,15). Se digiere algunas horas al baño de María y se añade a la solución enfriada, ácido fosfórico al 25 %, hasta que no se forme precipitado. Se lava el precipitado de fosfomolibdato, se mezcla con agua regia -en un matraz de vidrio y se hierve para expulsar el amoníaco. Se evapora el líquido a sequedad, se disuelve el residuo en ác. nítrico diluido (10 %) y se filtra.

101. S. R Verde de bromocresol: A una solución al 0,3 % del colorante en metanol al 80 % se le añaden 8 gotas de NaOH al 30 % por cada 100 mL.

102. S. R de Vitali: HNO3 concentrado (d =1,40) una gota; evaporar a sequedad, enfriar. Repetir. Luego agregar gotas de KOH al 10 % en metanol, recién preparado.

103. S. R de Wagner: Se disuelven 2 g de yodo y 2 g de yoduro de potasio en un pequeño volumen de agua, y luego llevando el enrase a 100 mL, con agua.

104. S. R de Wassacky: 2 g de p-dimetilaminobenzaldehído, con 6 g de ácido sulfúrico concentrado y 0,4 mL de agua.

105. S. R de Xantidrol: 0,5 mL de solución de xantidrol, se la añaden a 1 mL de ác. clorhídrico fumante y se completa a 100 mL con ác. acético de 96 %.

106. S. R de Yoduro de potasio: 16,5 g de KI se disuelven en suficiente agua para obtener -100 mL.

107. Solución de Zincuranilo: 10 g de acetato de uranilo se disuelven en 6 mL de ác. acético al 30 % bajo calentamiento, y se lleva a 50 mL con agua (Solución A).30 g de acetato de Zinc se mezclan con 3 mL de ác. acético al 30 % y se diluye con agua a 50 mL(Solución B). Se mezclan A y B en caliente, formándose un líquido transparente al cual se le -agrega una pizca de sal y se filtra después de reposo de 24 horas.

108. Índigo carmín (Indicador): 3 g de indicador en solución de ácido sulfúrico (25 mL en 500 mL de agua destilada) csp 500 mL.

109. S. R gelatina: Embeber 25 mL de gelatina durante 1 h en solución saturada de NaCl, calentar hasta disolución de gelatina, enfríe, diluya con solución no saturada de NaCl -hasta 1 L.

110. Solución acidificada de cloruro de sodio: Acidifique 975 mL de solución saturada de -NaCl con 25 mL de ácido sulfúrico.

Nota: Para la preparación de estas soluciones reactivos, algunas publicaciones pueden sugerir ciertas variaciones, sin que por ello se introduzcan cambios sustanciales. Losporcentajes anotados se entienden que son en peso / volumen, excepto para los alcoholes donde están en v / v.

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BIBLIOGRAFÍA

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7. Manske, R. H. : The Alkaloids. Vol. 1 - 17. Academic Press. 1950 - 1979.

8. Normas Ramales. Drogas crudas y Extractos y tinturas. NRSP 309, 311 y 312. MINSAP 1992.

9. Trease G. E. : Pharmacognosy. Bailliere. Tindall. Londres. 11na Ed. 1978.

10. Trease. G. E.; W.C. Evans: Farmacognosia. Interamericana. Mc Graw - Hill. 13ava Ed. 1991

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INDICE

I. VALORACIÓN DE LAS DROGAS. ¡Error! Marcador no definido.I.1 MÉTODOS DE PERCEPCIÓN. 1

Actividad Práctica No 1EVALUACIÓN MACROSCÓPICA DE LAS DROGAS 1Actividad Práctica No 2ALTERACIONES DE LAS DROGAS 7Actividad Práctica No 3DETERMINACIÓN DE MATERIAS EXTRAÑAS 8

I.2 MÉTODOS MICROSCÓPICOS. 10Actividad Práctica No 4TÉCNICAS DE CORTE E INCLUSIÓN. 10Actividad Práctica No 5CORTES POR CONGELACIÓN. 13Actividad Práctica No 6REACCIONES HISTOQUÍMICAS SOBRE TEJIDOS VEGETALES . 15Actividad Práctica No 7EXAMEN E IDENTIFICACIÓN DE DROGAS EN POLVO. 21Actividad Práctica No 8ESTUDIO MICROSCÓPICO DE LOS GRANOS DE POLEN 28

I.3 MÉTODOS FÍSICO-QUÍMICOS APLICADOS AL ANÁLISIS DE DROGAS CRUDAS. PARÁMETROS DE CONTROL DE LA CALIDAD. . 29

Actividad Práctica No 9DETERMINACIÓN DE CENIZAS TOTALES, SOLUBLES EN AGUA E INSOLUBLES EN ÁCIDO. 29Actividad Práctica No 10DETERMINACIÓN DEL CONTENIDO DE HUMEDAD 31Actividad Práctica No 11DETERMINACIÓN DE SUSTANCIAS SOLUBLES. 33

I.4 ESTUDIO QUÍMICO CUALITATIVO. 34Actividad Práctica No 12TAMIZAJE FITOQUÍMICO 34

II. MÉTODOS DE EXTRACCIÓN DE SUSTANCIAS NATURALES. EXTRACTOS TOTALES. 42

Actividad Práctica No 13OBTENCIÓN DE EXTRACTOS FLUIDOS Y TINTURAS. 45

III. MÉTODOS FÍSICO-QUÍMICOS APLICADOS AL ANÁLISIS DE EXTRACTOS Y TINTURAS 49

Actividad Práctica No 14MÉTODOS GENERALES PARA EL ANÁLISIS DE EXTRACTOS. . 49IV. ALGUNOS MÉTODOS QUÍMICOS CUANTITATIVOS APLICADOS AL ANÁLISIS DE DROGASY EXTRACTOS 57

Actividad Práctica No 15DETERMINACIÓN CUANTITATIVA DE TANINOS EN DROGAS VEGETALES. 57Actividad Práctica No 16CUANTIFICACIÓN DE ALCALOIDES 57Actividad Práctica No 17DETERMINACIÓN CUANTITATIVA DE BASES TOTALES EN LAS PLANTAS. 57Actividad Práctica No 18

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ANÁLISIS CUANTITATIVO DE ANTRAQUINONAS PRESENTES EN UNA DROGA. 57Actividad Práctica No 19DETERMINACIÓN CUANTITATIVA EN ACEITES ESENCIALES. . 57

V. MÉTODOS DE EXTRACCIÓN, PURIFICACIÓN E IDENTIFICACIÓN DE ALGUNOS METABOLITOS SECUNDARIOS 57

Actividad Práctica No 20OBTENCIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE ACEITES ESENCIALES. . 57Actividad Práctica No 21EXTRACCIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE FLAVONOIDES DE VEGETALES. 57Actividad Práctica No 22AISLAMIENTO DE NARINGINA DE LA CORTEZA ESPONJOSA DE LA TORONJA. 57Actividad Práctica No 23EXTRACCIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE QUINONAS DE VEGETALES. 57Actividad Práctica No 24EXTRACCIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE SAPOGENINAS ESTEROIDALES EN DROGAS VEGETALES. 57Actividad Práctica No 25DETERMINACIÓN SIMULTÁNEA DE SAPONINAS Y TANINOS EN UN EXTRACTO VEGETAL. 57Actividad Práctica No 26PREPARACIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE ESTEROLES DE CERAS VEGETALES. 57Actividad Práctica No 27AISLAMIENTO Y RECONOCIMIENTO DE ESTEROLES MEDIANTE LA FORMACIÓN DE DIGITÓNIDOS. 57Actividad Práctica No 28EXTRACCIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE GLICÓSIDOS CARDIOTÓNICOS EN DROGAS VEGETALES. 57Actividad Práctica No 29AISLAMIENTO DE CERINA Y FRIEDELINA DEL CORCHO. 57Actividad Práctica No 30EXTRACCIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE PROTEÍNAS VEGETALES. 57Actividad Práctica No 31EXTRACCIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE ALCALOIDES EN UNA DROGA VEGETAL. 57Actividad Práctica No 32EXTRACCIÓN Y CARACTERIZACIÓN DE UN ACEITE FIJO. 57Actividad Práctica No 33CROMATOGRAFÍA EN CAPA DELGADA DE CARBOHIDRATOS. . . 57

VI. GLOSARIO DE TÉRMINOS BOTÁNICOS 57VII. SOLUCIÓNES Y REACTIVOS 57BIBLIOGRAFÍA 57

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folleto farmacognosia