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1 | P á g i n a
Relación biomasa-luz a diferentes
intensidades luminosas, en un
cultivo de Nitrógeno Orgánico
Disuelto (DON).
Ana Gabriela Reyes Soto, Andrea Rodríguez Jiménez, Karen Isabel Santiago Estevez,
Pamela Rosas Alejos.
Resumen
Las microalgas son indicadores de productividad primaria y contribuyen en un alto
porcentaje en la cantidad de biomasa generada. Diversos factores físicos y químicos regulan
la producción de las microalgas. En este estudio evaluamos la relación del consumo de
Nitrógeno Orgánico Disuelto (DON) con la intensidad de luz en comunidades de microalgas
en la zona lacustre de Xochimilco. Teniendo como objetivo general el conocer si la luz y la
oscuridad son limitantes en el consumo de DON para las microalgas. Se hicieron cuatro
cultivos con el tratamiento de DON y se les expuso a diferentes intensidades de luz (0 μmol.
fotones m-2
s –1
, representando la ausencia total de luz solar; 54 μmol. fotones m-2
s –1
,
representando el 3.17% de luz; 66 μmol. fotones m-2
s –1
con un 3.88% y 108 μmol. fotones m-
2
s –1
que era el 6.35% de radiación). Se observa que para biomasa, la concentración más alta
fue de 0.03 mg/x a una intensidad de 66 μmol. fotones m-2
s –1
. Hubo una disminución de la
densidad de pigmentos en el segundo día, pero incrementó en los días 3, 4 y 5. En los
resultados obtenidos del tratamiento de DON, se obtuvo que el valor más elevado de
concentración de nitrato se presenta en el día 5 (0.73mg/L) registrado en la prueba de 66
μmol. fotones m-2
s –1
. Estos resultados indican que la intensidad luminosa en comunidades
de microalgas, no ejercen un efecto sobre la utilización de Nitrógeno Orgánico Disuelto
(DON). Además, este tipo de nutrientes no contribuyen a una alta producción de biomasa
de éstas comunidades.
Palabras clave: microalgas, intensidad de luz, nitrógeno orgánico disuelto (DON), biomasa,
nutrientes, clorofila, aminoácidos, Cuemanco
Introducción
Las microalgas son de gran importancia ya que forman parte de la base de la cadena
alimenticia, representan un porcentaje muy notable de productores en cuerpos de agua. Es
donde se lleva a cabo no menos del 50% del total de la fotosíntesis que se realiza en nuestro
planeta (Palomino, A et al, 2010), contribuyendo con el 80% de biomasa y producción
primaria, por lo que se utilizan como indicadores de productividad primaria en los sistemas
acuáticos (Lemos y Boll, 2005). Su crecimiento y distribución está controlado por varios
factores, tanto físicos (luz, temperatura, corrientes), como biológicos (índices de crecimiento,
2 | P á g i n a
interacciones entre especies) y químicos (disponibilidad de nutrientes o de sustancias
promotoras del crecimiento) (Palomino, A et al, 2010).
Los compuestos inorgánicos tales como el dióxido de carbono, el agua, el amoniaco, el
nitrato y el fosfato, proporcionan la fuente de alimento para sintetizar nuevas células
fotoautotróficas y para producir oxígeno (Lugo, H.,2006). En ausencia de la luz solar, las
algas viven en forma quimiosintética y consumen oxígeno, lo que puede ocasionar una
sobresaturación de oxígeno durante el día y una disminución significativa en la noche (Lemos
y Boll, 2005). Las fuentes de nitrógeno para las comunidades de microalgas son en formas
inorgánicas y orgánicas disueltas, como la urea, el ácido úrico o los aminoácidos (Berman,
1999 citado por Movellán E., 2003).
Algunos aminoácidos, son oxidados mediante una enzima específica que se encuentra en la
superficie celular de algunas especies de microalgas, para producir extracelularmente H2O2 y
NH4+. Posteriormente el NH4+ es absorbido, mientras que el resto de los productos quedan
en el exterior, esto implica un evidente ahorro energético para las células fitoplanctónicas, ya
que de esta manera se evitan tener dispuesto un sistema de transporte para cada aminoácido
o forma de nitrógeno orgánica a utilizar (Berman, 1999).
La luz solar directa (mediodía en los trópicos) es de aproximadamente 1700 μmol. fotones
m-2
s –1
(CMAR). El tiempo de exposición a la luz (fotoperiodo) es un factor muy importante
que tiene efecto sobre los ciclos de vida y actividades metabólicas de las microalgas, tanto en
cultivos como en la naturaleza. En condiciones naturales la mayoría de algas se establecen en
periodos alternos de luz: oscuridad, sin embargo la mayoría de los laboratorios de microalgas
se mantiene en constante iluminación, debido a que esta favorece la división celular (López
E.; J. A., 2009). La luz constituye un factor fundamental en todo cultivo de microalgas, tanto
para sí misma como por sus interrelaciones con otros parámetros. Representa la fuente de
energía para la fotosíntesis, y tanto la intensidad luminosa como la longitud de onda y el
fotoperiodo afectan al crecimiento y metabolismo microalgal. (González, A., 2000).
En condiciones normales las microalgas están sometidas a periodos de luz/oscuridad y esta
alternativa generalmente se utiliza en su cultivo. Muchos aspectos de la fisiología microalgal
fluctúan en un ciclo de 24 horas, esta periodicidad según Sournia, 1974 en: Abalde et al 1995
citados por González, A., (2000), se observa en: La división celular, que en muchas especies
la mayoría de las células se dividen en un momento determinado del día o del la noche, lo
que favorece su sincronización; al parecer la división nocturna ocurre en muchas especies; la
Capacidad fotosintética, que con frecuencia observa que las tasas máximas de fotosíntesis se
producen en la mañana y las mínimas en las noches; la Absorción de nutrientes, donde las
tasas de absorción de N y P son mayores durante el día que durante la noche, lo que refleja
la influencia de la luz sobre la absorción; la Bioluminiscencia, generalmente se detecta un
pico nocturno de bioluminiscencia en las especies que la poseen (dinoflagelados).Estos
ritmos circadianos diarios persisten bajo condiciones ambientales constantes. La adaptación
de las microalgas a variaciones extremas en la intensidad de luz, es decir, a la luz y sombra es
un fenómeno muy conocido y caracterizado por cambios en el contenido intracelular de
pigmentos, generalmente acompañados en cambios en la respuesta fotosintética y en la
composición bioquímica. Los periodos de luz/oscuridad se ajustan para el cultivo de cada
especie en particular. La introducción de un ciclo celular es un importante adelanto ya que el
3 | P á g i n a
ciclo día-noche es quizás el factor cíclico ambiental más importante en la mayoría de los
sistemas; y por último la Longitud de onda, en cuanto a la calidad de luz (longitud de onda)
se sabe que tiene efectos marcados sobre el crecimiento y varios procesos metabólicos, y
puede afectar también a la composición bioquímica. (González, A., 2000)
Esta investigación fue realizada con el fin de conocer si la luz y la oscuridad actúan como
factores limitantes en el consumo de nitrógeno orgánico disuelto (DON), para el crecimiento
de comunidades de microalgas, logrando el objetivo anterior mediante la estimación de
biomasa en comunidades de microalgas recolectadas en la zona lacustre de Xochimilco, en
las cuales se estimó el consumo de DON por métodos colorimétricos. Teniendo como
hipótesis de trabajo que la luz limitada modifica la asimilación del nitrógeno orgánico
disuelto en las microalgas y por ello nuestro tratamiento con una intensidad de 0 μmol.
fotones m-2
s –1
será el que tenga un menor incremento en la producción de clorofila.
Metodología
Área de estudio
El antiguo Canal de Cuemanco se encuentra ubicado a un costado de la pista olímpica de
remo y canotaje, a 300 mts del embarcadero de Cuemanco, atrás del Centro de
Investigaciones Biológicas y Acuícolas de Cuemanco.
Fig.1 Ubicación de la parte del Canal de Cuemanco de donde se obtuvieron las muestras de microalgas.
http://maps.google.com.mx/maps?hl=es&ie=UTF8&q=ubicacion+del+canal+de+cuemanco. (29/NOV/2010)
Trabajo de Campo
Se recolectaron 10 litros de agua del canal que se encuentra localizado en el centro de
investigación biológica y acuícola de Cuemanco (CIBAC), con una lejanía de 5m de la orilla
aproximadamente y una profundidad de 1 metro, con ayuda de una botella Van dorn de un
litro de capacidad.
Preparación de cultivos
En el laboratorio de análisis biogeoquímicos, el agua recolectada fue filtrada con un tamiz de
7cm de diámetro 0.6/1.22mm para retirar todos los consumidores y evitar que fueran
consumidas las microalgas. Ya filtrada el agua, se preparó una solución de nutrientes,
4 | P á g i n a
utilizando un fertilizante granulado, a base de 17% de Nitrógeno, 17% de Fósforo y 17 % de
Potasio (Triple 17, 4/Noviembre/2010) y urea foliar, esto con el fin de tener mejores
resultados de producción de microalgas, debido a que estos nutrientes (N, P) son limitantes;
(Triple 17, 4/Noviembre/2010); para la solución primero se disolvió 50 g de triple 17 en 500
ml de agua desionizada, de la cual se tomó 10 ml, y fue mezclada en 20 L de agua
desionizada que contenía 10 ml de urea, la cual se preparó anteriormente con 3.22 g de urea
en 20ml de agua desionizada. Se retiró 500 ml de agua con ayuda de una manguera de un
metro de largo y un vaso de precipitado de 500 ml; tomando esta capacidad para obtener un
equilibrio entre nutrientes y algas, para evitar una sobreproducción de microalgas en el
envase. En botellas de plástico transparente con capacidad de un litro, se vertió 500ml de
microalgas y 500 ml de nutrientes, se dejaron crecer durante 13 días, agitando las botellas de
lunes a viernes exceptuando el día lunes y martes de la segunda semana.
Se dejaron crecer en cajas forradas por dentro de blanco con medidas de 50cm de ancho,
30.7cm de alto y con una profundidad de 29.2cm. Se cubrió la abertura de la caja con una
bolsa negra, colocando focos ahorradores en medio de la caja. Se utilizaron cuatro cajas con
las mismas medidas para los cultivos en botellas de 100ml, utilizando en una caja 20 watts (54
μmol. fotones m-2
s –1
), en otra 25 watts (66 μmol. fotones m-2
s –1
) y 32 watts (108 μmol.
fotones m-2
s –1
) y la última caja no se le coloco foco y se dejo en obscuridad.
Cada foco emitía una intensidad de luz que asimilaba el promedio de la luz emitida en un día
(CMAR), teniendo así que cada foco ahorrador representaba:
54 μmol. fotones m-2
s –1
– 3.17%
66 μmol. fotones m-2
s –1
– 3.88%
108 μmol. fotones m-2
s –1
– 6.35%
Las intensidades mencionadas son las que se utilizaron para realizar el experimento.
Ya que pasaron los días y se observó el crecimiento en las botellas, en frascos transparentes
con capacidad de 100ml, se vertió 50 ml de microalgas (con nutrientes) y 50 ml de un
tratamiento de Nitrógeno Orgánico Disuelto (DON) que constó de una preparación de 6 L
agua desionizada con 0.04 g de Asparigina (D-asparagine 99% Sigma Aldrich) y 0.08 g de
Cisteína (L-cysteine, 97% (96% ec/6LC) aldrium), está concentración tomada de datos de
tablas de requerimientos de microalgas en el canal nacional, los aminoácidos fueron pesados
con una báscula de marca ADAM, Pw245 max 250 g de 0.0001 g, para ser destinadas al
análisis de nutrientes y biomasa (60 botellas respectivamente), en las cuatro diferentes
intensidades de luz (20 w, 25 w, 32 w y 0 w), las observaciones fueron diarias durante 5 días.
5 | P á g i n a
Diseño experimental
Fig. 2. Diagrama de flujo con número de replicas utilizadas en las muestras de biomasa y nutrientes en cada
intensidad de luz. Abreviaturas: B= Biomasa; N= Nutrientes.
Procedimiento del laboratorio
Determinación de Biomasa Para el método de determinación de biomasa se utilizaron 12 frascos por día, por lo que
fueron utilizados 6000 ml de muestra con el tratamiento de DON por todo el experimento.
Cada día se extrajo la clorofila, de los cultivos en los frascos de 100 ml, con un equipo
Millipore para filtrar al que se le colocó un papel filtro donde se colectaba la clorofila.
Posteriormente el papel filtro fue retirado y colocado en tubos de ensayo, a los que se les
agregó 5 ml de acetona al 90%, se refrigeraron durante 24 horas y posteriormente se
analizaron las muestras en un espectrofotómetro (Spectronic 21 Genesys y Spectronic 20), a
las longitudes de ondas de 664 nm, 647 nm y 630 nm.
Para determinar la cantidad de clorofila a, b y c en la muestra, con los datos de absorbancia
que se obtuvieron en el espectrofotómetro, se utilizó la ecuación propuesta por Jeffrey &
Humphrey (1975).
Determinación de Nitrógeno Orgánico Disuelto (Método de HACH)
Se calentaron 12 muestras por día. Se realizó una solución con el fin de oxidar el DON
(solución oxidante) la cual se preparó en 1 Lt de agua des-ionizada en la que se disolvieron
50 g de persulfato de potasio, 30 g de acido bórico y 14 g de hidróxido de sodio y se le
agregaron 15 ml de la solución oxidante a cada muestra. Se colocó agua en un recipiente de
alumnio con las botellas dentro, y se calentaron durante una hora a fugo bajo. Una vez
calentadas, se determinó la concentración de nutrientes por el método de HACH.
El Hach se programó con la opción 351 Nitrato y se iniciaron las mediciones de las
muestras, donde el blanco fue agua destilada.
Se tomaron 15 ml de la muestra 1 con ayuda de una pipeta, esto fue depositado en un vaso
de precipitado de 50 ml, posteriormente se agregó el reactivo Nitra ver 6 y se agitó la muestra
durante 3 minutos, se dejó reposar 2 minutos; después del tiempo de reposo de esta, se
tomaron 10 ml con una pipeta y se vaciaron en las celdas para Hach 16 x 100 mm, donde se
Luz 20 watts Oscuridad Luz 32 watts
Luz 25 watts
B N B
N
B
N
N
B
3 3 3 3 3 3 3 3
6 | P á g i n a
agregó el reactivo Nitra ver 3, se tapó la celda y se agitó el contenido durante 30 segundos; y
se dejó reposar en un periodo de 15 minutos (esto se repitió con cada muestra).
Por último se midió la concentración / absorbancia de NO3 de las muestras contenidas en las
celdas con el Hach DR 2800.
*Los lapsos de tiempo entre cada reacción y reposo fueron medidos con el Hach DR 2800.
Resultados
Las microalgas encontradas se clasifican dentro de las Chlorophytas, y todos los grupos de
este clado contienen clorofilas a y b, y almacenan las sustancias de reserva como almidón en
sus plastos (Castro et al, 2010). Se encontraron especies pertenecientes a los generos:
Pediastrum , Scenedesmus y Chroococcus, también se pudo observar en poca cantidad
diatomeas, mostrando una coloración parda y estas son las que contienen clorofila c (Tabla
1).
Tabla 1. Especies encontradas en las muestras de microalgas (Chlorophytas) cultivadas con el tratamiento de
Nitrógeno Orgánico Disuelto (DON).
Nombre Imagen Nombre Imagen
Pediastrum dúplex
Scenedesmus quadricauda
Pediastrum clathratum
Chroococcus spp
Diatomeas
Biomasa-Nutrientes
7 | P á g i n a
Las gráficas 1, 2, 3 y 4 muestran los valores de la concentración de clorofila a, b y c, en las
comunidades de microalgas encontradas en la zona lacustre de Xochimilco.
0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
0.7
0.8
0
0.005
0.01
0.015
0.02
0.025
0.03
0.035
0.04
Día 1 Día 2 Día 3 Día 4 Día 5
0 μmol
Nu
trie
nte
s (m
g N
O3
L-1
)
Bio
ma
sa (
mg
/L
-1)
Chl-a Chl-b Chl-c Nutrientes
Grafica 1. Biomasa-Nutrientes en la intensidad de 0 μmol. fotones m-2
s –1
durante cinco días de observación, las
barras representan la media vs el error estándar.
En el tratamiento de la intensidad de 0 μmol. fotones m-2
s –1
se observa los cambios que
tuvieron la clorofila (a, b y c) y los nutrientes durante los cinco días de observación,
observamos que durante el primer día el contenido de clorofila (Chl-a de 0.0244, Chl-b de
0.0079 y Chl-c de 0.0054 mg/L-1
) fue mayor en comparación con el segundo día (Chl-a de
0.0120, Chl-b de 0.0076 y Chl-c de 0.0044 mg/L-1
), en esta como en las otras graficas se
observa un declive en la clorofila en el segundo día, en el caso de los nutrientes se observa
como a lo largo del tiempo de incubación fue incrementando su concentración a excepción
del día 4 que se mantuvo la concentración del día 3 con 0.01 mg NO3 L-1, en cual la
concentración disminuye disparándose en el día 5 con un valor de 0.73 mg NO3 L-1. La
relación que tiene la concentración de nutrientes con la de clorofila, no es clara ya que el
aumento de concentración de nutrientes en el día 2, no se relaciona con la disminución de
clorofila ese día, pero con lo relacionado al día 3 hasta el 5, la concentración de nutrientes y
de clorofila va en aumento, siendo la clorofila a la que tiene un mayor aumento.
8 | P á g i n a
0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
0.7
0.8
0
0.005
0.01
0.015
0.02
0.025
0.03
0.035
0.04
Día 1 Día 2 Día 3 Día 4 Día 5
108 μmol
Nu
trie
nte
s (m
g N
O3
L-1
)
Bio
ma
sa (
mg
/L
-1)
Chl-a Chl-b Chl-c Nutrientes
Grafica 2. Biomasa-Nutrientes en la intensidad de 108 μmol. fotones m
-2
s –1
durante cinco días de observación,
las barras representan la media vs el error estándar.
En la grafica 2, se observa que el tratamiento con una intensidad luminosa de 108 μmol.
fotones m-2
s –1
, presenta un declive para la clorofila a en el día 2, sin embargo para los días 3,
4 y 5 este pigmento indicador de biomasa tiene una tendencia al incremento. La clorofila b y
c se muestran mucho más estables que la clorofila a. En los nutrientes se observa una
pequeña diferencia de 0.02 en cuanto al crecimiento del día 3 al 4, siendo el día 5, el día de
mayor concentración de nutrientes con un valor de 0.315 mg NO3 L-1, lo que nos indica que
es el día donde existe menor utilización de DON por parte de las comunidades de
microalgas de este cultivo.
9 | P á g i n a
0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
0.7
0.8
0
0.005
0.01
0.015
0.02
0.025
0.03
0.035
0.04
Día 1 Día 2 Día 3 Día 4 Día 5
66 μmol
Nu
trie
nte
s (m
g N
O3
L-1
)
Bio
ma
sa (
mg
/L
-1)
Chl-a Chl-b Chl-c Nutrientes
Grafica 3. Biomasa-Nutrientes en la intensidad de 66 μmol. fotones m
-2
s –1
durante cinco días de observación,
las barras representan la media vs el error estándar.
En la grafica 3 se muestra el tratamiento de la intensidad de luz de μmol. fotones m-2
s –1
, el
cual posee la concentración más alta de clorofila a, con una cantidad de 0.0297 mg/L-1
durante el día 5; para la clorofila a y b se observa un incremento en la biomasa a partir del
día 2, mientras que en la clorofila c también se aprecia un aumento, pero hasta el día 4 su
biomasa desciende con una diferencia de 0.0009 con respecto a la biomasa del día 3. En
cuanto a la concentración de nutrientes el día 1 (0.03 mg NO3 L-1) es respectivamente baja la
cual aumenta 0.44 a comparación de la obtenida el día 5 (0.47 mg NO3 L-1).
10 | P á g i n a
0
0.1
0.2
0.3
0.4
0.5
0.6
0.7
0.8
0
0.005
0.01
0.015
0.02
0.025
0.03
0.035
0.04
Día 1 Día 2 Día 3 Día 4 Día 5
54 μmol
Nu
trie
nte
s (m
g N
O3
L-1
)
Bio
ma
sa (
mg
/L
-1)
Chl-a Chl-b Chl-c Nutrientes
Grafica 4. Biomasa-Nutrientes en la intensidad de 54 μmol. fotones m
-2
s –1
durante cinco días de observación,
las barras representan la media vs el error estándar.
En la grafica 4 se observa en la clorofila b un aumento en el día 3 con un valor de 0.0141
mg/L-1
y de ahí decae nuevamente, este mismo efecto se observa en la clorofila c teniendo un
valor de 0.0027mg/L-1
en día 1, el día 3 presenta una alza con un valor de 0.0078 mg/L-1
teniendo una diferencia de 0.0027 con la concentración final del día 5.
Concentración de pigmentos
En general se observa que en todas las intensidades de luz manejadas la clorofila a, b y c
tienden a la disminuir en su densidad de pigmentos en todos los tratamientos en el día 2
(columna sombreada en tabla 2), pero para los días 3, 4 y 5, nuevamente se incrementa la
concentración de clorofila, por lo anterior el día 2 es considerado como el día menos
productivo por su menor concentración de clorofila a en todas las pruebas.
Tabla 2. Concentración de clorofila a en diferentes intensidades luminosas
Días
0 μmol.
fotones m-
2
s –1
(mg/L-
1
)
108 μmol.
fotones m-
2
s –1
(mg/L-
1
)
66 μmol.
fotones m-
2
s –1
(mg/L-
1
)
54 μmol.
fotones m-
2
s –1
(mg/L-
1
)
1 0.0244 0.0211 0.0221 0.0240
2 0.0120 0.0154 0.0109 0.0151
3 0.0167 0.0161 0.0175 0.0222
4 0.0200 0.0232 0.0280 0.0264
5 0.0251 0.0270 0.0297 0.0330
11 | P á g i n a
En la concentración de clorofila b, las muestras de 54 μmol. fotones m-2
s –1
y 0 μmol. fotones
m-2
s –1
tienen una tendencia de declive los días 2 y 4 (sombreados en la tabla 3), a excepción
de la muestra de 66 μmol. fotones m-2
s –1
la concentración aumenta para el ultimo día de
observación, mientras que la muestra de 108 μmol. fotones m-2
s –1
se observa que el día 1
tiene una concentración de 0.0101 mg/L-1
de clorofila b, y esta de cae a partir del segundo
día, teniendo el día 5 una concentración final de 0.0095 mg/L-1
.
Tabla 3. Concentración de clorofila b en diferentes intensidades luminosas
Días 0 μmol.
fotones m-
2
s –1
(mg/L-1
)
108 μmol.
fotones m-
2
s –1
(mg/L-1
)
66 μmol.
fotones m-
2
s –1
(mg/L-1
)
54 μmol.
fotones m-
2
s –1
(mg/L-1
)
1 0.0079 0.0101 0.0071 0.0077
2 0.0076 0.0097 0.0068 0.0094
3 0.0093 0.0098 0.0106 0.0141
4 0.0071 0.0088 0.0113 0.0098
5 0.0091 0.0095 0.0105 0.0116
Los resultados de concentración de la clorofila c, muestran que en las intensidades luminosas
de 0 y 108 μmol. fotones m-2
s –1
la concentración inicial (día 1) era mayor que la
concentración final del día 5, siendo los tratamientos con intensidades luminosas de 66 y 54
μmol. fotones m-2
s –1
donde las concentraciones finales de esta si aumentan en comparación
con la concentración del día 1, a pesar de que aumenta en el día 5, también se observa que
durante el día 3 en ambos casos la concentración de esta clorofila es mucho mayor que la
inicial y la final.
Tabla 4. Concentración de clorofila c en diferentes intensidades luminosas
Días 0 μmol.
fotones m-
2
s –1
(mg/L-1
)
108 μmol.
fotones m-
2
s –1
(mg/L-1
)
66 μmol.
fotones m-
2
s –1
(mg/L-1
)
54 μmol.
fotones m-
2
s –1
(mg/L-1
)
1 0.0054 0.0065 0.0023 0.0027
2 0.0044 0.0039 0.0027 0.0048
3 0.0053 0.0046 0.0058 0.0078
4 0.0033 0.0043 0.0048 0.0047
5 0.0044 0.0044 0.0051 0.0051
Por lo anterior se puede apreciar que el incremento de biomasa no está relacionado con la
asimilación de nutrientes, y que la asimilación de DON no está relacionada con la intensidad
de luz, pues en ninguna intensidad de luz en particular el comportamiento de asimilación fue
alto.
12 | P á g i n a
Discusión
Los resultados observados de biomasa y asimilación de nitrito indican que existió una
asimilación en los días 1, 2, 3 y 4 de este nutriente, posiblemente ocasionado por el
agotamiento de los nutrientes de la solución inicial compuesta de triple 17 y urea; la
respuesta del decremento de la biomasa del día 2 pudo haber sido a que en muchos grupos
algales el agotamiento de nutrientes provoca un descenso en el contenido pigmentario
(Boussiba, S.; Richmond, A.E., 1980); esto es porque para el buen desarrollo de las especies
de microalgas, es necesario un abastecimiento suficiente de nitrógeno (Microbial L.,2005); el
uso de DON ésta relacionado a condiciones que limitan la luz como las altas
concentraciones de compuestos inorgánicos disueltos encontrados en el medio, la capacidad
de utilizar sustratos orgánicos representa una ventaja selectiva para las algas (Nilsson et al.
1991, y Flothman Werner, 1992 citado por Linares F. 2005).; sin embargo, poco se sabe
sobre la dinámica del nitrógeno orgánico disuelto (DON) (Tyler Fayetteville A. et al, 2001
citado por Linares F. 2006); el nitrógeno puede ser un nutriente esencial limitante para el
crecimiento de las microalgas, pero es generalmente un limitante secundario (después del
fósforo) en los ambientes carbonatados, lo cual implica que tenga relación con la producción
de biomasa (Pugibet, E., et al 2006); el efecto de la asimilación de DON en el tratamiento de
0 µmol no tuvo relación con la biomasa, ya que como se aprecia en los resultados, el que no
existiera una asimilación(día 5), la biomasa siguió aumentando; lo mismo ocurrió para el
tratamiento de 54 μmol. fotones m-2
s –1
, que obtuvo una deficiente asimilación y presentó un
incremento mayor de biomasa que en los demás tratamientos; es importante resaltar que
estos cultivos fueron seminaturales, al no aislar las bacterias de las comunidades de
microalgas, estos organismos tienen importantes consecuencias para los ecosistemas
acuáticos, debido a su relevante papel en los ciclos de la materia en general, y del N en
particular(Varela M., 2004), los resultados de mayor concentración de DON en 0 μmol.
fotones m-2
s –1
puede estar vinculada a que las bacterias oxidantes y reductoras del nitrato,
(Ciclo del nitrógeno, 15/Noviembre/2010); mientras que los resultados de mayor
concentración en los demás tratamientos posiblemente pueden deberse a que la población
microalgal fue muriendo con respecto a los días; y esta la presencia de altas concentraciones
de materia orgánica disuelta puede inhibir de forma indirecta a las bacterias nitrificantes.
Específicamente, Rice y Panchol (1972,1973 ciatdo en Nutrientes y gases: Nitrogeno), han
reportado que productos en descomposición inhiben la oxidación aeróbica de amoniaco a
nitrato.
En lo que se refiere a la influencia que tiene la luminosidad sobre la relación del efecto de
DON en la biomasa, el tratamiento que estuvo bajo la intensidad de luz de 54 μmol. fotones
m-2
s –1
, fue el que presentó el mayor crecimiento de biomasa durante los 5 días, con
incrementos promedio en la clorofila-a de 0.121 mg/L, clorofila-b 0.010 mg/L y de clorofila-c
de 0.005 mg/L. Las microalgas suelen tener incremento de la densidad celular en función de
la intensidad luminosa (Bermúdez, J. et al 2002)¸en sentido opuesto Jorgensen(1969) hace
referencia de que la respuesta de microalgas a cambios en la radiación se relaciona con el
incremento en el contenido pigmentario a bajas intensidades lumínicas; lo que fue opuesto a
los resultados de la intensidad de 0 μmol. fotones m-2
s –1
que presentó menor crecimiento de
biomasa con concentraciones de clorofila, con valores promedio para clorofila a de 0.019
13 | P á g i n a
mg/L, para la clorofila b fue de 0.008 mg/L y para la clorofila c de 0.003 mg/L; y contra dice
a los resultados de absorción de Tyler Fayetteville, et al 2001(citado por Linares F. 2006),
donde no hubo diferencias entre las tasas de asimilación de aminoácidos en la claridad u
oscuridad para cualquiera de las especies de microalgas; la biomasa de microalgas contiene
aproximadamente un 50% de carbono de base seca (Sanchez Mirón citado por Gómez F.,
2003), que deriva de la fotosíntesis; por lo que la tasa de fotosíntesis y biomasa aumenta con
la intensidad luminosa, alcanzándose el nivel de saturación a intensidades variables en
función de la especie, después de lo cual, la intensidad se hace limitante y provoca la
disminución del crecimiento (González, A., 2000). Los tratamientos que estuvieron a las
intensidades de 66 μmol. fotones m-2
s –1
y 108 μmol. fotones m-2
s –1
, presentaron una
producción de biomasa estable que incrementaban en función del tiempo, sin embargo a
pesar de ser intensidades de luz alta no pudieron rebasar la producción de clorofila del
tratamiento de 54 μmol. fotones m-2
s –1
, esto posiblemente a que las intensidades de luz
elevadas con frecuencia son inhibitorias para el crecimiento microalgal, produciendo
fotoinhibición(Ruyters, 1984 en: Abalde et al., 1995 et al citado por González, A., 2000); en
microalgas se ha establecido que varias enzimas se encuentran bajo el control de la luz
(Ruyters, 1984 en: Abalde et al. 1995 citado por González, A., (2000).
En lo que se refiere a la relación de diferentes intensidades luminosas con la biomasa de
microalgas en el cultivo de DON, de acuerdo al análisis de varianza, se tiene que la
luminosidad no es un factor que influya en la utilización de este nutriente para el incremento
de la biomasa.
Y nuevamente se comprueba que la existe una asimilación de aminoácidos que ya sido
demostrada tanto en el fitoplancton y microalgas bentónicas (Flynn y Butler, 1986; Antia et
al, 1991;. Nilsson y Sundback, 1996 citado por Linares F. 2006).
Conclusiones
Los resultados de esta investigación indican que la intensidad luminosa en comunidades de
microalgas como dúplex y clathratum de la familia pediastrum, al igual que scenedesmus quadricauda y Chroococcus, no ejercen un efecto sobre la utilización de Nitrógeno Orgánico
Disuelto (DON), así como que no existe una relación directa del tratamiento de DON con el
incremento la biomasa de las comunidades de microalgas, por lo que el tratamiento de DON
resultó ser un tratamiento ineficaz para la producción de biomasa en dichas especies, por lo
que tratamientos con aminoácidos (asparagina y cisteína) no son viables para el cultivo de
estas especies de microalgas.
Bajo dosis limitadas de nitrógeno inorgánico como NO3
–
y NH4
+
, las microalgas pueden llegar
a utilizar el nitrógeno orgánico para llevar a cabo sus distintas actividades metabólicas, sin
embargo la contribución que ofrece DON a estos organismos es relativamente reciente e
inexplorada.
Por lo que nuestra hipótesis de trabajo, la cual sugería que la luz limitada modifica la
asimilación del nitrógeno orgánico disuelto en las microalgas y por ello nuestro tratamiento
con una intensidad de 0μmol tendría un menor incremento en la producción de clorofila,
14 | P á g i n a
queda totalmente rechazada y se propone que los próximos estudios se enfoquen en la
relación productividad –DON.
Recomendaciones
En base a nuestros estudios puede sugerirse la medición de oxigeno disuelto, para asociarlo
de manera directa a la tasa fotosintética y con esto el consumo de DON; tomar en cuenta los
factores que pueden llegar a ser variables en la dinámica del DON, como lo son el pH y
temperatura; así como tener acceso a el equipo necesario para mediciones de concentración
de nutrientes y clorofila.
Otro punto importante de recalcar, es el hecho de que la mayoría los estudios de la
utilización de DON en comunidades de microalgas es relativamente nuevo, por lo que la
información que se tiene es poco accesible para el público.
Literatura Citada
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Microalgas”, Universidad de Chile, extraído el 20 de noviembre de 2010 de https://www.u-
cursos.cl/faciqyf/2010/1/FCQF628/1/material_alumnos/previsualizar?id_material=5259
Practico
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Chroomonas sp., en función del pH, intensidad luminosa y salinidad” Boletín de
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green alga Spirulina platensis”. Arch.microbiol., 125: 143-147
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Superior Politécnica del Litoral. Facultad de Ingeniería Marítima y Ciencias del Mar.
Guayaquil, Ecuador, Págs. 81.
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15 | P á g i n a
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production of microphytobenthic communities”. J Environ Mar Biol Ecol., Go¨teborg
University, Page.:469-478.
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microphytobenthic communities”. Aquat. Microb. Ecol., Go¨teborg University, Page.:175-
184
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social”. México. Primera edición IPN. pps. 29-33.
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http://www.marine.csiro.au/microalgae/methods/Light%20Physical%20Units.htm
*Triple 17 (S/F), extraído el 4 de Noviembre de 2010 de
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trófica del ecosistema pelágico en el océano”, Universidade da Coruña. Departamento de
Bioloxía Animal, Bioloxía Vexetal e Ecoloxía, págs.:3-125.
16 | P á g i n a
Anexos
Concentración de nutrientes en agua de canal nacional, recolectada de la zona lacustre de
Xochimilco.
Tabla 5. Valores obtenidos de los parámetros determinados a los 45 días de tratamiento con el humedal.
Parámetro
Entrada al humedal
(Concentración de
nutrientes)
Salida del humedal % de remoción
PH 8.33 7.29 -
Calcio (mg/l) 6.6 .54 91
Cloruro (mg/l) 0.011 .0024 77
Nitrato (mg/l) 0.60 .82 36*
Nitrito (mg/l) .234 .040 82
Amonio (mg/l) 1.451 .0003 99.9
Fosfato (mg/l) 10.3 2.3 77
Cadmio (mg/l) .003 .005 **
Plomo (mg/l) .070 .025 ***
*Aumentaron; **aumento no significativo;*** disminución no significativa
*Uso de micrófitas acuáticas en el tratamiento de aguas para el cultivo de maíz y sorgo,
Ramos Espinoza Guadalupe, Rodríguez Sánchez Luis.
Tabla 6.Obtención de Nitrógeno Orgánico Disuelto (DON) para el tratamiento
Aminoácidos Formula Peso
Molecular
Átomos de
Nitrógeno Calculo μmol L
-1
Asparagina C4H8N2O3 150.1 2 2x 0.04
17 | P á g i n a
Cisteína C3H7NO2S 121.16 1 1x 0.08
Cantidad de aminoácidos (DFAA) disueltos en un litro de agua des-ionizada para el
tratamiento.
*DFAA (Aminoácidos Disueltos Disponibles), son los dos aminoácidos disponibles en el
laboratorio.
Análisis de varianza de la relación biomasa-luz
De acuerdo con el análisis de varianza de la relación que tienen las intensidades luminosas
entre sí, se observa que la muestra que representa las diferentes intensidades de luz, no
tuvieron diferencia significativa entre ellas de acuerdo con la concentración de clorofila (a, b
y c), ya que P>0.05, y también se observa al ver que F es mucho menor que su valor critico
demostrando que las diferencias entre ellas no son significativas estadísticamente. También
se observa que en las columnas como origen de variación que representan nuestros tres tipos
de clorofila, estas entre si no tienen relación significativa ya que de igual manera P>0.05 y por
mucho , a pesar de que F rebase a su valor critico y por último la interacción que había entre
las clorofilas- intensidad luminosas y entre las mismas intensidades luminosas, se aprecia que
entre las intensidades luminosas y la producción que cada una tuvo de clorofilas no hay una
diferencia significativa ya que el valor de P es de 0.9294, así descartando por completo
nuestra hipótesis de trabajo.
Tabla 7. Análisis de varianza de la biomasa en las diferentes intensidades (0 μmol. fotones m-2
s –1
, 108 μmol.
fotones m-2
s –1
, 66 μmol. fotones m-2
s –1
y 54 μmol. fotones m-2
s –1
)
Origen de las variaciones
Suma de cuadrados
Grados de
libertad
Promedio de los
cuadrados F P Valor crítico
para F
Muestra 4.66542E-05 3 1.55514E-05 1.0671 0.3718 2.7980
Columnas 0.003021484 2 0.001510742 103.6639 3.7969 3.1907
Interacción 2.69799E-05 6 4.49664E-06 0.3085 0.9294 2.2946 Dentro del grupo 0.000699526 48 1.45735E-05
Total 0.003794644 59
Análisis de varianza de nutrientes
Observamos que la relación de concentración de nutrientes con respecto a las diferentes
intensidades de luz no muestra diferencias significativas ya que nuestra probabilidad (P)>
0.005, teniendo como valor 0.8167, siendo confirmado por el alto valor crítico de F sobre F.
Tabla 8. Análisis de varianza de los nutrientes en las diferentes intensidades (0 μmol. fotones m
-2
s –1
, 108 μmol.
fotones m-2
s –1
, 66 μmol. fotones m-2
s –1
y 54 μmol. fotones m-2
s –1
)
Origen de las variaciones
Suma de cuadrados
Grados de libertad
Promedio de los cuadrados F P
Valor crítico para F
Entre grupos 0.0317978 3 0.010599267 0.3115 0.8167 3.2388
18 | P á g i n a
Dentro de los grupos 0.5443672 16 0.03402295
Total 0.576165 19
