UNIVERSIDAD AUTONOMA DE CIUDAD JUÁREZ - … · Miembro el Comité de Botánica del ICB Ciudad Juárez, Chihuahua Universidad Autónoma de Ciudad Juárez 2009 ... PRESENTACIÓN El

UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE CIUDAD JUÁREZ

INSTITUTO DE CIENCIAS BIOMÉDICAS

DEPARTAMENTO DE CIENCIAS QUÍMICO-BIOLÓGICAS

PROGRAMA DE BIOLOGÍA

MANUAL DE PRÁCTICAS

FISIOLOGÍA VEGETAL

1

MANUAL DE PRÁCTICAS DE FISIOLOGÍA VEGETAL

COMPILADORES:

Principal: HELVIA ROSA PELAYO BENAVIDES

Colaboradores: MARCOS LIZÁRRAGA ESCOBAR

CLAUDIA VARGAS REQUENA

Revisado por: Mario Valenzuela

Miembro el Comité de Botánica del ICB

Ciudad Juárez, Chihuahua

Universidad Autónoma de Ciudad Juárez

2009

164p.

Complemento práctico del Curso de Fisiología Vegetal del Programa de Licenciatura en Biología

M. en C.S.P. Abraham Aquino Carreño

Coordinador de la Academia de Biología

D. Ph. Antonio de la Mora Covarrubias

Coordinador del Programa de Biología

Dr. Alejandro Martínez Martínez

Jefe del Departamento de Ciencias Químico-Biológicas

M.C. Hugo Staines Orozco

Director del Instituto de Ciencias Biomédicas

Comité editorial

M. en C. S. P. Abraham Aquino Carreño

M. en C. Ana Gatica Colima

M. en C. Guillermo Bojórquez Rangel

Dra. Helvia Rosa Pelayo Benavides

i

PRESENTACIÓN

El manual de prácticas de Fisiología Vegetal está preparado para estudiantes

que están cursando la asignatura del mismo nombre, en el nivel intermedio

avanzado del Programa de Biología. Las prácticas se han diseñado de tal forma

que apoyen y complementen la parte teórica del curso de Fisiología Vegetal.

Están ordenadas de acuerdo al contenido temático del curso, con la intención

de que el alumno relacione los aspectos teóricos a la práctica.

Este manual, consta de 22 prácticas, que se pueden agrupar en tres bloques

generales. El primer bloque corresponde a la importancia el agua para las

plantas, considerando algunos métodos para calcular el potencial hídrico y

analizar la vía y principales causas del flujo de agua a través de la planta; así

como la importancia del agua en la nutrición mineral de la planta.

El segundo bloque, corresponde a la importancia de la luz tanto en la

fotosíntesis como en la morfogénesis de la planta; considerando algunos

tópicos del metabolismo secundario.

Finalmente el tercer bloque, se relaciona con el ciclo de vida de las plantas, la

función de las hormonas vegetales en el mismo, y la respuesta de la planta al

estrés ambiental.

ii

REGLAMENTO DEL LABORATORIO

1. Las prácticas se inician a la a hora señalada en el horario correspondiente,

por lo que el alumno debe estar a tiempo. La tolerancia máxima será de 5

minutos, después de transcurrido este tiempo ya no se permitirá la entrada

al laboratorio.

2. El uso de bata es obligatorio.

3. Cada equipo, limpiará la mesa de trabajo antes de iniciar la práctica y al

finalizarla.

4. Si en la sesión de laboratorio, se ha utilizado el microscopio, este debe

quedar perfectamente limpio, con la intensidad de la luz en el mínimo, con el

cable enrollado, y con el objetivo de menor aumento orientado hacia la

platina.

5. Cada equipo dejará perfectamente limpia la mesa de trabajo, una vez

finalizada la práctica. No se deben dejar ninguna clase de material en el

laboratorio.

6. Para el desarrollo de cada práctica, el grupo se organizará en equipos de 3

o 4 personas.

7. Traer, por equipo, un trapo para limpiar, cinta adhesiva (masking tape),

marcador indeleble, instructivo de la práctica y bata de laboratorio.

8. Para el desarrollo de las prácticas, es indispensable el uso de material

vegetal de diferente tipo. La mayoría, de este material, se consigue

fácilmente en los mercados locales o en el Campus. Por tal razón, los

equipos que no traigan material para trabajar, no serán aceptados en el

laboratorio y la práctica correspondiente inmediatamente será calificada con

cero.

9. El reporte de cada práctica se entregará a los 8 días de finalizada la

práctica (salvo algunas excepciones que se indicaran por el instructor). Se

iii

penalizará con un punto menos por día de retraso, a partir del día de

entrega. Este reporte constará principalmente de resultados de las

actividades realizadas en el laboratorio (7 puntos), cuestionario (2 puntos),

conclusiones y bibliografía (1 punto).

10. Cada alumno deberá incluir las referencias bibliográficas y/o electrónicas del

material consultado para responder el cuestionario. No se permite citar los

apuntes del curso.

11. Es obligación del alumno asistir a todas las sesiones de laboratorio

programadas, por lo que no se aceptará el reporte de cualquier práctica a la

que no se haya asistido. Así, la inasistencia a la práctica significará un cero

en el reporte, promediable en su calificación.

ÍNDICE

PRÁCTICA 1. MEMBRANAS Y PERMEABILIDAD ................................................. 2

PRÁCTICA 2. DETERMINACION DEL POTENCIAL HIDRICO POR

OBSERVACION DE PLASMOLISIS ..................................................................... 11

PRÁCTICA 3. DETERMINACION DEL POTENCIAL HIDRICO (MÉTODO

GRAVIMÉTRICO) ................................................................................................. 18

PRÁCTICA 4. MOVIMIENTO DE AGUA EN EL TALLO ....................................... 25

PRÁCTICA 5. ESTOMAS...................................................................................... 29

PRÁCTICA 6. MECANISMO DE REGULACION DEL MOVIMIENTO DE LAS

CÉLULAS GUARDA ............................................................................................. 34

PRÁCTICA 7. VELOCIDAD DE TRANSPIRACION (MÉTODO

GRAVIMÉTRICO) ................................................................................................. 41

PRÁCTICA 8. NUTRICION VEGETAL Y DEFICIENCIAS MINERALES ............... 49

PRÁCTICA 9. RELACION SIMBIOTICA ENTRE RHIZOBIUM Y

LEGUMINOSAS .................................................................................................... 63

PRÁCTICA 10. EFECTO DE LA LUZ SOBRE EL DESARROLLO DE

PLÁNTULAS ......................................................................................................... 69

PRÁCTICA 11. EFECTO DE LA CANTIDAD Y CALIDAD DE LUZ SOBRE

FOTOSINTESIS .................................................................................................... 81

PRÁCTICA 12. SINTESIS DE ALMIDON A LA LUZ ............................................. 87

PRÁCTICA 13. ANATOMIA FOLIAR Y FIJACION DEL CARBONO POR LAS

PLANTAS .............................................................................................................. 92

PRÁCTICA 14. PIGMENTOS HIDROSOLUBLES Y LIPOSOLUBLES ................. 96

PRÁCTICA 15. METABOLITOS SECUNDARIOS .............................................. 102

PRÁCTICA 16. DOMINANCIA APICAL .............................................................. 110

1

PRÁCTICA 17. EFECTO DE LAS AUXINAS EN EL ENRAIZAMIENTO ............ 116

PRÁCTICA 18. SENESCENCIA DE LAS HOJAS ............................................... 122

PRÁCTICA 19. HORMONAS Y ABSCISION DE LAS HOJAS............................ 127

PRÁCTICA 20. BIOENSAYO PARA GIBERELINAS .......................................... 133

PRÁCTICA 21. GERMINACIÓN ......................................................................... 140

PRÁCTICA 22. ESTRÉS POR METALES PESADOS ........................................ 146

ANEXO ............................................................................................................... 164

2

PRÁCTICA 1. MEMBRANAS Y PERMEABILIDAD

Introducción

Las membranas, típicamente, se describen como estructuras semipermeables

que regulan el paso de diversas sustancias desde el exterior al interior de la

célula y de los organelos (como la vacuola) y viceversa, a diferentes

velocidades.

El agua, es una sustancia que parece atravesar las membranas a una gran

velocidad, en respuesta fundamentalmente a la condición osmótica. Mientras

que otras sustancias se mueven muy lentamente dando la impresión de ser

excluidas, este es el caso de diversos solutos. Hay que ser cuidados al

considerar que todos los solutos se mueven lentamente, pues un rasgo de las

células vivas es el transporte de solutos. Este transporte de solutos es

finamente regulado por diversos mecanismos que involucran cambios en la

estructura y permeabilidad de la membrana, propiamente, así como en la

estructura y actividad de los sistemas de proteína acarreadoras.

En general, se considera que las membranas son bicapas lipídicas, cuya

estructura precisa depende del tipo de organismo e incluso de la región

específica en que se encuentre dentro de la célula. Además de los lípidos,

presenta proteínas y carbohidratos diversos. Los cambios estructurales y

arreglo de los diversos componentes de la membrana determinan su

permeabilidad en un momento dado. El siguiente ejercicio esta diseñado para

ilustrar la permeabilidad selectiva así como el efecto de algunos factores sobre

la permeabilidad de la membrana.

Objetivo

El alumno analizará la permeabilidad de las membranas de las células

presentes en tejidos vivos a ácidos y bases así como a varios iones.

3

Materiales

Hojas de cebolla morada o roja

Dos raíces frescas de Betabel

Navaja o cuchillo

Espectrofotómetro

10 ml de KOH (0.025 N)

10 ml de NH4OH (0.025 N)

10 ml de HCl (0.025 N)

10 ml de ácido acético (0.025 N)

20 ml de acetona

50 ml de NaCl 4% (p/v)

50 ml de CaCl2 0.2% (p/v)

2 tubos de ensayo

5 vidrio de reloj

5 vasos de precipitados (100 ml)

Platina para calentamiento

Vaso de precipitados de 500 o 100 ml

1 termómetro

Regla graduada en mm

1 gradilla

Porta y cubreobjetos

Microscopio

Lupas

4

Procedimiento

1. Permeabilidad de los tejidos vivos a ácidos y bases

2. Prepare diversas tiras de la epidermis inferior de las hojas de cebolla (o

rebanadas de las hojas, según se le facilite), flótelos en agua destilada.

Sepárelos en grupos, en vidrios de reloj. Agregue a cada vidrio de reloj una

pequeña cantidad de las siguientes soluciones:

a) Agua destilada

b) KOH (0.025 N)

c) NH4OH (0.025 N)

d) HCl (0.025 N)

e) Ácido acético (0.025 N)

3. Coloque 2 tiras en agua destilada, 2 en solución de KOH y 6 en la solución

de NH4OH. Registre el tiempo que le toma a cada grupo de tiras para virar

de color (azul o similar), después de la inmersión.

4. Cuando las tiras se hayan tornado (parcial o totalmente) azules en la

solución de NH4OH, transfiera 4 de las tiras a un vaso de precipitados con

agua destilada. Tome 2 de las tiras, del vaso de precipitados, y colóquelas

en la solución de ácido acético y 2 a la solución de HCl. Registre el tiempo

que tarde en virar de color.

5. Cuando el cambio de color sea completo, transfiera las tiras de la solución

de ácido a agua destilada y luego regréselas a la solución de NH4OH.

Nuevamente registre el tiempo que se requirió para el vire de color. Repita

varias veces y calcule el tiempo promedio que requieren las tiras para virar

de color en NH4OH y en las respectivas soluciones acidas.

6. Efecto de iones, acetona y temperaturas extremas sobre las propiedades de

las membranas de las células de la raíz de betabel

5

7. Corte 8 tiras de betabel (16 para llevar el experimento por duplicado), de la

siguientes dimensiones: 2 cm de ancho, 2.5 cm de largo y 1 cm de grueso

(aproximadamente). Según vaya cortando las tiras de betabel, colóquelas en

un vaso de precipitados con agua destilada, déjelas por 5 min más o menos.

Luego decante el agua del vaso de precipitados y vuelva a añadir agua

destilada en una cantidad suficiente para cubrir las tiras, Repita este

procedimiento hasta que ya no se observe colorante rojo, liberado de las

células rotas por el corte, en el agua.

8. Transfiera un de las tira a un tubo de ensaye marcado con el numero 5 y

otra a un tubo marcado con el número 6. Tape los tubos de ensaye (una

bola de algodón será suficiente). Coloque el tubo 5 en el congelador

(CUIDADO SI EL TUBO NO ES DE VIDRIO REFRACTARIO PUEDE

ROMPERSE), y al tubo 6 en el refrigerador (±4° C) por 30 a 60 min o hasta

que se congele la muestra e betabel en el congelador. Después de la

incubación de las tiras, proceda con los siguientes tratamientos con las tiras

restantes, colocando una tira por tubo de ensaye:

a) Tubo 1: tira de betabel más 20 ml de agua destilada

b) Tubo 2: tira de betabel más 20 ml de NaCl 4% (p/v)

c) Tubo 3: tira de betabel más 10 ml de CaCl2 0.2%, más 10 ml de agua

destilada

d) Tubo 4: tira de betabel 10 ml de CaCl2 0.2%, más 10 ml de NaCl 4% (p/v)

e) Tubo 5: tira de betabel congelada más 20 ml de agua destilada

f) Tubo 6: tira de betabel refrigerada más 20 ml de agua destilada

g) Tubo 7: tira de betabel mas 20 ml de de acetona al 80% (v/v)

h) Tubo 8: tira de betabel más 20 ml de agua destilada, coloque el tubo en

agua hirviendo

i) Tubo 9: 20 ml de agua destilada

6

9. Deje las tiras en sus respectivos tratamientos por 45 min y luego decante y

recupere el líquido en tubos de ensayo. Haga observaciones por

comparación con el tubo con agua destilada, utilizando un fondo blanco o

mejor aun registre, mediante un espectrofotómetro, la absorbencia a 475 nm

de cada una de las soluciones resultantes.

Bibliografía

1. Rovalo Merino, M., Rojas Garcidueñas, M. 1982. Fisiología Vegetal

Experimental. Limusa. México, D.F. p. 25-26, 159-162.

2. Witham, F.H., Blaydes, D.F. y Devlin, R.M. 1986. Exercises in Plant

Physiology. 2da. Edición. Prindle, Weber & Schmidt. Boston. p.11-14.

Reporte

Tabla 1. Permeabilidad de las células epidérmicas de cebolla a ácidos y bases

Tratamiento Tiempo promedio de viraje

(segundos) Observaciones

Agua destilada

KOH (0.025 N)

NH4OH (0.025 N)

NH4OH a agua destilada y

luego HCl (0.025 N)

NH4OH a agua destilada y

luego Ácido acético (0.025

N)

HCl a agua destilada y

luego NH4OH

Ácido acético a agua

7

Tratamiento Tiempo promedio de viraje

(segundos) Observaciones

destilada y

luego NH4OH

Tabla 2. Efecto de diversos iones, acetona y temperaturas extremas sobre la

membrana plasmática de las células de la raíz de betabel

Tratamiento

Absorbencia a 475 nm (ó

intensidad relativa del color

rojo)

Observaciones

agua destilada

NaCl 4% (p/v)

CaCl2 0.2% mas agua

destilada

CaCl2 0.2% , mas 10 ml

de NaCl 4% (p/v)

congelación

refrigeración

acetona al 80% (v/v)

agua caliente

Cuestionario

1. ¿Por qué las células vegetales no se revientan cuando se colocan en agua

destilada?

8

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2. ¿Qué efecto tienen los ácidos y las bases sobre el color de las

antocianinas?

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3. ¿Qué son las antocianinas (químicamente) y donde se localizan en el

interior celular?

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4. Explique cualquier diferencia observada con respecto a las bases y ácidos

utilizados.

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5. Explique los efectos que pueden ejercer el Na+ y Ca2+ sobre las propiedades

de la membrana que resulten en la alteración de su permeabilidad.

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Conclusiones

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Bibliografía consultada

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PRÁCTICA 2. DETERMINACION DEL POTENCIAL HIDRICO POR

OBSERVACION DE PLASMOLISIS

Introducción

El potencial hídrico (Ψ) es una medida de la tendencia del agua a moverse

hacia o dentro de un sistema, como son los tejidos vegetales, el suelo o la

atmosfera.

Si los líquidos de un tejido vegetal, cualesquiera, están en equilibrio osmótico

con alguna solución externa circundante (Ψ = 0) y no existe presión de

turgencia en el tejido (Ψp = 0), entonces el potencial osmótico del líquido

intracelular puede ser igual a la presión osmótica de la solución circundante.

El problema para esta determinación, es el tener realmente un valor de cero

para la presión de turgencia, sin cambiar las otras propiedades osmóticas. Una

aproximación consiste en el denominado método de determinación de la

presión osmótica por detección de la plasmólisis incipiente. La plasmólisis

incipiente ocurre, si más o menos la mitad de las células comienzan a

plasmolizarse (separándose la membrana plasmática de la pared celular), y se

considera que esto corresponde a una presión de turgencia igual a cero.

Entonces el potencial osmótico de la solución que causa plasmólisis incipiente,

equivale al potencial osmótico dentro de las células, después de que han

llegado al equilibrio con la solución.

Objetivos

1. Observar al microscopio células turgentes y células plasmolizadas

2. Identificar la vacuola en una célula vegetal madura

3. Calcular valores de potencial hídrico por el método de plasmólisis incipiente

12

Materiales

150 ml de sacarosa 1 M

Epidermis de cebolla morada

Microscopios

10 portaobjetos

10 cubreobjetos

10 cajas de Petri

Procedimiento

1. Prepare una serie de soluciones de sacarosa de 0.1 a 1 M, y póngalas en

las cajas de Petri. El tejido será 1 cm x 1 cm.

2. Sumerja los tejidos de 20 a 30 minutos en cada solución. Transcurrido este

tiempo, saque las muestras de tejido, de una en una y colóquese en el

portaobjetos o vidrio de reloj con una pequeña cantidad de la solución en la

que se encontraba.

3. Cuente bajo el microscopio el número de células plasmolizadas y no

plasmolizadas, moviendo el campo hasta que se hayan examinado por lo

menos 50 células. Repítase el procedimiento para cada concentración.

Bibliografía


Experimental. Limusa. México, D.F. p. 17, 18.

2. Sabater, B. 1998. Problemas resueltos de Fisiología Vegetal. Universidad de

Alcalá. p.15 a 31.

13

Reporte

TABLA 1. Número de células plasmolizadas (sobre 50), en soluciones de

diferente molaridad

Concentración de

Sacarosa

Número de células

plasmolizadas (de 50)

Porcentaje de células

plasmolizadas

Agua

0.2 M

0.4 M

0.6 M

0.8 M

1.0 M

1. Haga una gráfica representando el porcentaje de las células plasmolizadas

contra la concentración de la solución en la que se sumergieron. Utilice

papel milimétrico (página anexa).

2. ¿A qué concentración molar se observa el 50% de las células se

plasmolizadas? ________________________________________________

3. Calcule el potencial hídrico del tejido cuando alcanza el 50% de sus células

la plasmólisis (condición anterior),utilizando siguiente fórmula:

Ψ= Ψ P + Ψ S

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15

4. En plasmólisis incipiente P es igual a cero, calcule el potencial hídrico en

esta condición, utilizando la siguiente fórmula:

Ψs= -imRT

m = molaridad de la solución que induce un 50% de células

plamolizadas en el tejido

i = Constante de ionización (se considera generalmente igual a uno

aunque en el caso del NaCl se considerará igual a 2)

R = Constante general de los gases (0.0083143 L MPa mol-1 °K-1)

T = Temperatura absoluta (considere 20 C, recuerde que para pasarlos a

K tiene que sumarle 273 al valor en C)

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5. ¿Fue fácil calcular la plasmólisis incipiente por el método gráfico? Explique.

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Cuestionario

1. ¿Cuál sería el valor de la presión de turgencia (ΨP) si las células estuvieran

plenamente turgentes?

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2. ¿Por qué las células no llegan a la plasmólisis completa en todas las

soluciones aunque pase mucho tiempo?

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3. Haga un esquema de una célula completamente plasmolizada.

Conclusiones

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PRÁCTICA 3. DETERMINACION DEL POTENCIAL HIDRICO

(MÉTODO GRAVIMÉTRICO)

Introducción

Cuando un tejido vegetal se coloca en una solución acuosa de sacarosa (o

alguna sal), experimenta un movimiento neto de agua hacia el tejido o saliendo

del mismo (dependiendo de los potenciales hídricos relativos: el agua se

moverá del potencial hídrico menos negativo al mas negativo), a menos que la

solución y el tejido esté en equilibrio.

El movimiento de agua se puede determinar registrando el peso antes y

después de un periodo de incubación en la solución de interés. Si una serie de

soluciones de diferentes concentraciones se usan, la concentración de azúcar o

sales, en la que no se produciría cambio en el peso, se puede determinar al

graficar el cambio en peso contra concentración de la solución acuosa

correspondiente.

El potencial hídrico del tejido, se corresponderá a aquel de la solución que no

provoque cambio en el peso.

Objetivos

1. Calcular el potencial osmótico celular por medio de una gráfica con valores

gravimétricos.

2. Observar la hidratación y deshidratación de un tejido por medio de cambios

en peso.

Materiales

1 galón de solución de sacarosa 1 M (342.3 g/mol)

1 galón de solución de NaCl 1 M (58.44 g/mol)

Balanza analítica

19

Por equipo

Cuchillo

Tabla para picar

Papel aluminio para pesar

7 vasos desechables

Servilletas o toallas de papel

Regla 30 cm graduada en milímetros

3 papas de buen tamaño

Papel milimétrico

Procedimiento

1. Corte 18 tiras de papa de 5 cm de largo, por 1 cm de ancho y 1 cm de alto,

no utilice zonas con cascara. Utilice el cuchillo. Anote las dimensiones

correspondientes y calcule el volumen las tiras en cm3 (largo x ancho x alto o

grueso).

2. Seque ligeramente las tiras con toallas de papel y péselos en grupos de tres

hasta el centigramo.

3. Coloque cada grupo de 3 tiras en los 6 vasos, que contendrán un rango de

soluciones de sacarosa de 0.1 a 0.5 M así como de solución de NaCl de 0.1

a 5 M. Incluyendo un testigo con agua.

4. Deje transcurrir una hora, y vuelva a pesar las tiras. Antes de pesar

séquelos ligeramente con una toalla de papel. Para manipular las tiras,

utilice directamente sus dedos.

Bibliografía


Experimental. Limusa. México, D.F. p. 17, 18

20

2. Sabater, B. 1998. Problemas resueltos de Fisiología Vegetal. Universidad de

Alcalá. p.15 a 31.

3. Reiss, C. 1994. Experiments in Plant Physiology. Prentice Hall. New Jersey.

p. 79-80.

Reporte

TABLA 1. Cambio en el peso como respuesta al aumento de concentración de

Sacarosa

Concentración Peso inicial

(3 tiras)

Peso final

(3 tiras)

Peso final – Peso

inicial

Agua

0.1 M

0.2 M

0.3 M

0.4 M

0.5 M

TABLA 2. Cambio en el peso como respuesta al aumento de concentración de

cloruro de sodio


(3 tiras)

Peso final

(3 tiras)

Peso final –Peso

inicial

Agua

0.1 M

0.2 M

0.3 M

21


(3 tiras)

Peso final

(3 tiras)

Peso final –Peso

inicial

0.4 M

0.5 M

1. Haga una gráfica de pérdida o ganancia en peso contra concentración de

sacarosa y de pérdida o ganancia en peso contra concentración de NaCl; y

determine la molaridad de la solución en la que el tejido no muestra cambio

en peso (página anexa). Si es necesario, interpole.

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2. Calcule la presión osmótica de la solución en la cual el tejido no experimenta

flujo neto de agua ni hacia el interior ni hacia el exterior. Utilizando la

fórmula: Ψs= -imRT

m = molaridad de la solución que no causa cambio en el peso del tejido

i = Constante de ionización (se considera generalmente igual a uno

aunque en el caso del NaCl se considerará igual a 2)

R = Constante general de los gases (0.0083143 L MPa mol-1 °K-1)

T = Temperatura absoluta (considere 20 C, recuerde que para pasarlos a

K tiene que sumarle 273 al valor en C)

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Cuestionario

1. ¿Cree que el potencial osmótico que calculó es igual al potencial hídrico en

el momento de plasmólisis incipiente? Explique.

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2. ¿Cómo será el valor de la presión de turgencia con el tejido plenamente

turgente? Explique.

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Conclusiones

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PRÁCTICA 4. MOVIMIENTO DE AGUA EN EL TALLO

Introducción

Las hojas y los pétalos de las plantas presentan pequeños poros, denominados

estomas. El agua en forma de vapor escapa por estos poros. De tal forma que

la planta transporta agua a través de tallo, desde las raíces que la obtienen del

suelo circundante. Es a través de la transpiración que la planta genera el

gradiente de potencial hídrico necesario para mover el agua a través de los

haces vasculares. Los colores azul y rojo son muy adecuados para marcar la

ruta de movimiento de agua, lo que permite la disección de la ruta de

movimiento en corte transversal.

Objetivos

1. Confirmar que el tejido responsable del movimiento de agua es el xilema.

2. Observar el efecto de la sacarosa sobre el movimiento de agua.

Materiales

Tres hojas de apio y tres flores blancas con tallo

Colorante para alimentos solubles en agua azul o rojo

Tres recipientes de aprox. 250 ml de capacidad

Cuchillo para cortar los tallos

Regla de 30 cm

Sacarosa

Procedimiento

1. Prepare una solución acuosa con los colorantes. Una de las soluciones

deberá contener sacarosa al 1%.

2. Vierta parte de la solución acuosa en un recipiente y en otro, solución

colorida con sacarosa al 1%. Coloque una porción de apio por contenedor.

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3. Espere de 6 a 12 horas y observe. Para un mejor monitoreo, cheque cada 1

o 2 horas, revisando el nivel de las soluciones tanto en el contenedor como

en las flores.

Bibliografía

VanCleave, J. 1993. A+ Projects in Biology. Winning experiments for science

fairs and extra credit. John Wiley & Sons, Inc. N.Y. p. 63 – 68.

Reporte

Tabla 1. Efecto de la solución colorida comparada con agua

TIEMPO

(horas) OBSERVACIONES TALLOS

OBSERVACIONES HOJAS O

PETALOS

0

Tabla 2. Efecto de la solución colorida con sacarosa 1% comparada con agua

TIEMPO

(horas)

OBSERVACIONES

TALLOS


PETALOS

0

27

TIEMPO

(horas)

OBSERVACIONES

TALLOS


PETALOS

Cuestionario

1. ¿Cuáles y qué son los tejidos conductores o vasculares de las plantas?

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2. Mencione las características más importantes del xilema.

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28

3. ¿Qué teoría explica el movimiento de agua en las plantas? Explique

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Conclusiones

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29

PRÁCTICA 5. ESTOMAS

Introducción

Los estomas, son estructuras que se pueden encontrar en diversos grupos de

plantas, formando parte importante de la epidermis de las hojas. Los estomas

son microscópicos, y están bordeados por dos células guarda, las que controlan

la apertura y cierre estomático. Cuando esta totalmente abierto, el poro

estomático puede tener un ancho de entre 2 y 12 µm y un largo de entre 10 y

40 µm. Los estomas suelen ser mas abundantes en la superficie inferior de las

hojas (abaxial), pero en muchas especies pueden presentarse en ambas

superficies. Dependiendo de la especies, la superficie de las hoja puede tener

de 1000 a 60,000 estomas por centímetro cuadrado. Aunque los estomas son

tan pequeños, que aun estando totalmente abiertos, cubren solamente del 1 al

2% de la superficie total de la hoja.

Los estomas tienen un importante papel en la fisiología de las plantas. Es a

través del poro estomático que se da el intercambio de oxígeno y bióxido de

carbono, importante en la respiración y en la fotosíntesis, respectivamente.

También, una importante cantidad de agua absorbida por las plantas se pierde

en forma de vapor a través de la abertura estomática como resultado de la

transpiración. Ciertamente, la pérdida de agua por transpiración es muy

importante en término de crecimiento y sobrevivencia de las platas.

Objetivos

1. Aplicar la técnica de impresión de estomas en diversas especies

2. Determinar la localización y abundancia de los estomas

Materiales

Barniz de uñas transparente y de color

Portaobjetos

Cubreobjetos

30

Papel milimétrico (una hoja)

Navaja para rasurar

Agua corriente

Microscopio

Procedimiento

1. Seleccione una especie vegetal (arbórea o herbácea), cuyas hojas no sean

excesivamente pilosas.

2. Coloque una capa de barniz ya sea sobre el haz o el envés de las hojas.

Permita que se seque y con sumo cuidado, desprenda la capa de barniz y

coloque la impresión obtenida entre porta y cubre. En ocasiones una gota de

agua sobre el portaobjetos facilita la operación. Procurando que la superficie

en contacto con la epidermis de la hoja quede hacia el cubreobjetos.

3. Distinga la estructura de las células epidérmicas y localice los estomas.

4. Cuente la cantidad de estomas presentes por 1 mm2. En el haz y el envés.

5. Reporte al menos la cantidad correspondiente a tres especies.

Bibliografía


Experimental. Limusa. México, D.F. p. 31 y 32, p.169 y170


Physiology. 2da. Edición. Prindle, Weber & Schmidt. Boston. P.11-12.

31

Reporte

Tabla 1. Distribución de los estomas sobre la lámina foliar

Especie No. Estomas/ mm2

Haz Envés

Cuestionario

1. En términos generales, se supone que la mayor cantidad de estomas se

encuentran en el envés, ¿usted pudo observar este comportamiento en las

especies analizadas en la práctica? Explique.

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32

2. ¿Cómo explicaría este tipo de distribución (mayor número de estomas en el

envés), considerando el proceso de transpiración?

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3. Indique si pudo observar estomas abiertos ¿por qué?

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4. ¿La impresión de estomas se puede utilizar para analizar la cantidad y

distribución de los estomas en las hojas de cualquier tipo de planta?

Explique.

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33

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Conclusiones

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34

PRÁCTICA 6. MECANISMO DE REGULACION DEL MOVIMIENTO

DE LAS CÉLULAS GUARDA

Introducción

Los estomas responden a la luz, abriéndose. Esta abertura puede ser disparada

directamente por luz azul; la que provoca que la ATPasa de la membrana

plasmática de las células guarda, se active, causando un cambio en su

potencial de membrana, el cual resulta en la entrada de iones K+, lo que a su

vez provocará una entrada de agua a las células; resultando en un aumento de

la turgencia lo que finalmente se traduce en la abertura estomática.

La luz roja, también puede estimular la apertura de los estomas al iniciarse la

fotosíntesis en las células guarda. La subsecuente disminución en la

concentración de CO2 estimula la apertura del estoma al inducir la entrada de

iones K+. El mecanismo que involucra a la luz roja, no se conoce a detalle.

En esta práctica, realizaremos algunos de los experimentos que demostraron la

participación de los iones K+ en el movimiento de las células guarda. A la vez

que de manera complementaria se evaluará la presencia de K+ por un método

histoquímico, el cual se basa en el uso del cobalnitrato de sodio, compuesto

que al intercambiar sodio por potasio se vuelve insoluble, esto en el interior de

las células.

Objetivos

Evaluar el efecto de la luz y de los iones potasio en la apertura estomática

Materiales

Navajas de rasurar

Portas y cubreobjetos

Pipetas Pasteur y bulbos

Vasos de precipitados

35

Microscopios

KCl 100mM en MOPS 2.5mM

Manitol 200 mM en MOPS 2.5mM

Cloruro de colina 100 mM en MOPS 2.5mM

KCl 100mM + ABA (ácido abscísico) 10-5 M en MOPS 2.5mM

Na3Co(NO3)6 en ácido acético al 10%

Sulfito de amonio al 5%

Plantas de Vicia faba (haba), de 6 semanas de edad, mantenidas en oscuridad

24 horas antes

Procedimiento

1. Mecanismo involucrado en el movimiento de las células guarda

a. Prepare 5 vasos de precipitados a los que le añadirá aproximadamente 50

ml de las siguientes soluciones, en las condiciones indicadas:

i. 100 ml de KCl , luz

ii. 100 ml de KCl , obscuridad

iii. 200 mM manitol, luz

iv. 100 mM de cloruro de colina, luz

v. 100 ml de KCl , 10-5 M de ABA (ácido abscísico), luz

b. Remueva una hoja sana de la planta de haba, que ha estado en la

obscuridad por 24 horas. Tire de la hoja por la parte paralela a la vena

media, jalando hacia usted con una mano y en dirección opuesta con la

otra mano. Las tiras de epidermis serán evidentes en los bordes de las

porciones de la hoja separadas. Corte las porciones de epidermis

separándolas del resto de la hoja, no permita que se sequen, colocándolas

inmediatamente en alguna de las soluciones antes mencionadas.

36

c. Coloque lo vasos de precipitados conteniendo las tiras de epidermis y las

soluciones a la luz, con excepción de los tratamientos que deben

permanecer en obscuridad (estos se pueden colocar cuidadosamente

dentro de un cajón o una gaveta). Espere al menos una hora, luego

observe las tiras de epidermis con el microscopio y evalúe la apertura

estomática. Establezca si están ampliamente abiertos, abiertos, medio

cerrados o cerrados. Una forma de analizar esta información es establecer

la cantidad relativa de cada una de las condiciones descritas en una área

determinada de las epidermis, como se muestra a continuación:

Ampliamente abiertos abiertos medio cerrados cerrados

48 14 12 6

d. Al clasificar de manera individual a los estomas, podrá establecer cual

tratamiento tiende a provocar la abertura o cierre de los estomas.

2. Localización histoquímica del potasio

a. Coloque algunas de las tiras de epidermis de haba, en la solución 100 mM

de KCl. Unas déjelas en presencia de luz y otras póngalas en oscuridad.

b. Después de transcurrida una hora, recupere las tiras de epidermis y

enjuáguelas en agua destilada a 0°C y luego incúbelas, por separado las

tratadas en presencia de luz u oscuridad, en 10 ml de la solución

concentrada de cobaltinitrito de sodio a 0°C, déjelas por 30 minutos.

c. Luego, enjuague las tiras en agua destilada (a 0°C) hasta que no salga

más color. Entonces colóquelas en una solución de sulfito de amonio y

déjelas por 2 minutos a temperatura ambiente. Enjuague las tiras con

agua destilada a temperatura ambiente, Se pueden almacenar en

refrigeración colocadas en agua destilada, para su posterior análisis.

d. Observe al microscopio y registre la presencia de precipitados negros en

las células guarda.

37

Bibliografía

1. Rovalo Merino, M., Rojas Garcidueñas, M. Fisiología Vegetal Experimental.

Prácticas de laboratorio. Editorial LIMUSA. México, D.F. p. 31 y 32, p.169

y170.

2. Reiss, C. 1994. Experiments in Plant Physiology. Prentice Hall. New Jersey.

p. 99-105.

Reporte

Tabla 1. Efecto de diferentes factores sobre la apertura estomática

No. Tratamiento ampliamente

abiertos abiertos

medio

cerrados cerrados

el

tratamiento

induce

1 KCl, luz

2 KCl,oscuridad

3 Manitol, luz

4 ChCl, luz

5 KCl, ABA, luz

Esquema de las células guarda mostrando la localización del precipitado negro

Luz Obscuridad

38

Cuestionario

1. Establezca los argumentos teóricos que hay de tras de cada tratamiento.

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2. ¿Qué condiciones son necesarias para la apertura de los estomas y por

que? Haga referencia específicamente a sus resultados.

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Conclusiones

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40

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41

PRÁCTICA 7. VELOCIDAD DE TRANSPIRACION (MÉTODO

GRAVIMÉTRICO)

Introducción

Tal vez la forma la forma más simple de observar la transpiración en las plantas

es pesar a una planta en maceta desde el principio al fin de un lapso de tiempo

determinado. Es importante que la superficie del suelo sea cubierta y la maceta

envuelta con aluminio u algún otro material repelente al agua con la intención

de evitar la evaporación desde la superficie del suelo. La pérdida de peso en un

periodo relativamente corto de tiempo se deberá casi exclusivamente a la

transpiración.

El método que se utilizara en esta práctica es aplicable únicamente a pequeñas

macetas. Sin embargo, es adecuado para el estudio de la influencia de varios

factores ambientales sobre la velocidad relativa de transpiración y la intensidad

de transpiración en plantas pequeñas.

Objetivo

Estimar la tasa de transpiración registrando los cambios de peso de plantas en

maceta sometidas a diferentes condiciones ambientales.

Materiales

Dos macetas chicas o medianas, con una planta cada una (por equipo)

Bolsas de plástico

Papel parafilm

Balanza granataria

Algodón para curación

42

Procedimiento

1. Riegue las macetas de manera excesiva y luego déjelas reposar para que

se drene el exceso de agua. Luego envuelva las macetas con material

repelente al agua, incluyendo la superficie del suelo, dejando el tallo y las

hojas descubiertas.

2. Inmediatamente registre el peso de la maceta y coloque la maceta en la

condición ambiental deseada (oscuridad o luz).

3. Pese la maceta cada dos horas por un periodo de 8 horas y luego a las 24 y

48 horas. Registre los pesos y determine la cantidad de agua perdida de

cada maceta, restando al peso inicial el peso de cada pesada dentro del

periodo de tiempo designado.

4. Al terminar el experimento, quite todas las hojas de la planta y trácelas sobre

hojas de papel milimétrico y calcule el área total de las hojas. Determine la

cantidad de agua perdida por área total de las hojas por cada pesada (es

decir por cada 2 horas).

Bibliografía





Reporte

1. Describa cualquier cambio que experimenten las plantas durante el ensayo

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43

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2. Que valores corresponden al área total de las hojas en:

Planta en obscuridad: _____________________________________________

Planta en fotoperiodo:_____________________________________________

3. Complete las siguientes tablas:

Tabla 1: Planta en obscuridad

Hora de

la

pesada

Tiempo

trascurrido

(horas)

Clave Peso en

gramos

Diferencia de peso en gramos

0 T 0

T 1 Peso a T 0 – peso a T 1=

T 2 Peso a T 1 – peso a T 2 =







44

Tabla 2. Planta en fotoperiodo

Hora de

la

pesada

Tiempo

trascurrido

(horas)

Clave Peso en

gramos Diferencia de peso en gramos

0 T 0


T 2 Peso a T 1 – peso a T 2 =







Tabla 3. Efecto de la luz sobre la transpiración

Tiempo

trascurrido

(horas)

Diferencia de peso en gramos/área total de las hojas en cm2

(Pérdida de agua por transpiración / área foliar)

Planta en obscuridad Planta en fotoperiodo

0

45

Tiempo

trascurrido

(horas)

Diferencia de peso en gramos/área total de las hojas en cm2

(Pérdida de agua por transpiración / área foliar)

Planta en obscuridad Planta en fotoperiodo

4. Haga una grafica donde en las ordenadas indique la cantidad de agua

perdida por unidad de área (1 cm2) en las ordenadas y contra tiempo

(abscisas) [página anexa].

Cuestionario

1. Interprete sus resultados respecto a los factores ambientales que influyen en

la transpiración así como la participación de la resistencia estomática.

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46

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2. ¿Esperaría que el comportamiento registrado en las plantas en macetas

seria equivalente al de las plantas en el campo? Explique.

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Conclusiones

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48


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__

49

PRÁCTICA 8. NUTRICION VEGETAL Y DEFICIENCIAS

MINERALES

Introducción

Este ejercicio esta diseñado para ilustrar los requerimientos que tienen las

plantas por varios elementos (denominados elementos esenciales) que son

necesarios para el crecimiento, desarrollo, reproducción y sobrevivencia de la

planta.

Los elementos minerales esenciales para el desarrollo exitoso de la mayoría de

las plantas son nitrógeno, fósforo, potasio, calcio, azufre, magnesio y hierro. Los

siguientes elementos – manganeso, zinc, boro, cobre, y molibdeno – son

necesarios para la mayoría de las plantas pero se requieren en cantidades

traza. Algunos otros elementos traza que requieren algunas plantas para su

desarrollo normal son sodio, silicio, cloro, galio y cobalto. Estos elementos son

normalmente absorbidos del suelo, al estar disueltos en la solución del suelo.

Con la intención de observar los efectos de varios elementos sobre el

crecimiento vegetal, las plantas se ponen a crecer en medios artificiales, o

arena blanca lavada, a los cuales se les añade una solución con todos los

elementos con excepción del elemento a evaluar. Otro método consiste en

crecer las plantas en medio liquido (llamado hidropónico) conteniendo una

proporción adecuada de todos los elementos con excepción del elemento de

interés.

Es importante hacer notar que los experimentos en los que se utilizan medios

líquidos suelen actuar como medios externos para la deficiencia de elementos

ya que al tener concentraciones optimas del resto de los elementos esenciales,

estos inhiben marcadamente las reacciones para que se requiera el elemento

no presente. Mientras que en el campo, la deficiencia de algún elemento en

particular no es tan evidente ya que las concentraciones de los otros elementos

suelen ser bajas.

50

Sin embargo, los síntomas característicos de la deficiencia por algún elemento

ayudan a los agricultores para aplicar el fertilizante apropiado, especialmente

cuando las observaciones de campo se correlacionan con los niveles de los

elementos en la planta como se ha demostrado en análisis de laboratorio.

Además, los botánicos a menudo usan sistemas hidropónicos y medios

artificiales para estudiar el papel de los elementos en el metabolismo y

crecimiento y translocación de ciertos elementos. Por ejemplo algunos

elementos, se consideran móviles y serán translocados a las hojas mas jóvenes

cuando hay carencia de dicho elemento, mientras otros elementos son

inmóviles y permanecen en las hojas mas viejas. En el primer caso los síntomas

de deficiencia se manifiestan en las hojas más viejas mientras que en el

segundo caso se manifiestan en las hojas más jóvenes.

Objetivo

Observar los síntomas por deficiencia mineral al crecer a las plantas en

diversas soluciones nutritivas.

Materiales

40 plántulas de fríjol de 7 a 10 días de edad

13 soluciones madre

12 matraces volumétricos de 1 L de capacidad para la preparación de las

soluciones madre

13 pipetas de 5 ml

11 jarras de cristal de 250 ml

11 bolsas de plástico

11 cubiertas con perforaciones

Marcador indeleble

Algodón

51

Regla

Procedimiento

Material Vegetal

1. Diversas especies vegetales se pueden utilizar para demostrar los efectos

de las deficiencias minerales. Sin embargo el tomate, el girasol, el tabaco y

el frijol son las más utilizadas ya que los síntomas son bastante notorios.

Para obtener plántulas de la edad deseada (de 7 a 10 días), esterilice las

semillas por inmersión en solución de hipoclorito comercial el cual se utiliza

diluido (1:6) en agua destilada. Si las semillas tienden a flotar, cúbralas con

algodón absorbente saturado con la solución.

2. Después de la esterilización, coloque las semillas en vermiculita en macetas

o en charolas y cúbralas con media pulgada de vermiculita adicional. Las

semillas deben germinar rápidamente a temperatura ambiente. Para regar

las plántulas utilice únicamente agua destilada.

Soluciones madre.

1. Prepare las soluciones madre colocando la cantidad adecuada de cada uno

de los compuestos químicos (Tabla 1) en un vaso de precipitados y agregue

después agua destilada hasta un volumen total de 1 litro.

2. Utilice solo un compuesto químico por contenedor. Si requiere menos haga

los cálculos pertinentes, y utilice las cantidades adecuadas.

Contenedores y cubiertas

1. Se pueden utilizar varios tipos de contenedores, tales como botes de helado,

frascos o jarras de Mason, cubiertas con materiales que protejan de la luz

(papel aluminio, cartoncillo negro, etc.) se pueden utilizar.

2. Los recipientes deben estar perfectamente limpios antes de usarse. Las

cubiertas se pueden preparar con unicel, al que se le harán las

52

perforaciones correspondientes a las plantas por utilizar, estas deberán

embonar perfectamente en la boca del frasco o recipiente elegido.

Preparación de las soluciones nutritivas

1. Lave los contenedores de 250 ml con detergente y enjuague varias veces

con agua corriente. Cubra el exterior de los contenedores con papel

aluminio, cubriéndolo completamente Luego envuelva cada contenedor con

una bolsa de plástico.

2. Prepare diversas soluciones nutritivas (soluciones nutritivas específicas para

cada equipo, la que designará el responsable del laboratorio), llenando cada

contenedor hasta la mitad con agua destilada a la que se le agregaran los ml

correspondientes de las soluciones madre de acuerdo a la Tabla 2. La

cantidad indicada en la tabla es la que se requiere para preparar un litro de

solución. Adecue los volúmenes de solución madre al volumen del

contenedor en el que se este preparando la solución nutritiva

correspondiente. Cada solución madre debe ser agregada lentamente y

totalmente disuelta antes de agregar la siguiente. Evite la contaminación de

las soluciones madre.

3. Después de haber agregado las soluciones madre, se llenan los

contenedores hasta el borde con agua destilada. Llene de agua destilada un

contenedor extra (este servirá como control). Ponga las tapas y marque

cada uno de los contenedores tan pronto como los haya llenado.

Transferencia de las plántulas a las soluciones nutritivas

1. Antes de transferir las plántulas, es necesario que este se encuentre

completamente embebido en agua destilada de tal forma que las plántulas

puedan ser retiradas con el mínimo daño posible a las raíces. Las raíces se

limpiaran con agua destilada suficiente para ser inmediatamente colocadas

en la solución nutritiva.

53

2. Coloque tres plántulas de 7 a 10 días de edad en cada contenedor,

colocando una plántula en cada perforación y dejando un cuarto hoyo para

la aireación. Mantenga erectas las plántulas colocando algodón, no muy

compacto, alrededor del tallo de tal forma que las raíces estén totalmente

inmersas en las soluciones. Inmediatamente llene los contenedores hasta la

tapa con agua destilada.

3. Durante los primeros días, las plántulas dañadas o infectadas serán

sustituidas. Posteriormente no se harán cambios y se anotara cualquier

situación en la bitácora de laboratorio.

4. Revise los cultivos al menos tres veces a la semana. Rellene

alternadamente con agua destilada o solución nutritiva, según se vaya

reduciendo el volumen. Al mismo tiempo, se debe mantener aireada la

solución. Cuando las raíces estén bien desarrolladas, se permitirá que el

nivel de la solución este un poco por debajo del nivel inicial.

Crecimiento de las plántulas y observaciones

1. Haga observaciones semanales y tome nota de la apariencia de as plantas.

Registre el aspecto de las plantas después de 3 a 5 semanas de crecimiento

(Tabla 3). Dado que los síntomas están relacionados con deficiencias

específicas que son en general diferentes entre las diferentes especies. No

hay descripciones de estas deficiencias que concuerden del todo para todas

las plantas.

2. Sin embargo, los síntomas más comunes observados en plantas de fríjol

creciendo en soluciones nutritivas carecientes en P, N, Ca, Mg, K, Fe y S se

listan en la Tabla 4. Considerando sus observaciones, escriba el nombre del

elemento deficiente que mejor corresponde a los síntomas.

3. En la conclusión del experimento (después de 5 de semanas del trasplanté),

coseche las plantas de cada recipiente. Registre la longitud de la parte

54

aérea, la longitud de la raíz, peso fresco de parte aérea, peso fresco de las

raíces, peso seco de parte aérea y peso seco de las raíces.

Tabla 1. Formulación de las soluciones madre

Compuesto Químico Formula Cantidad

(g/L) Molaridad (M)

A. Fosfato ácido de amonio NH4H2PO4 23 0.2

B. Nitrato de amonio NH4 NO3 40 0.5

C. Nitrato de calcio Ca (NO3)2 189 1.15

D. Cloruro de calcio Ca Cl2 29 0.26

E. Cloruro de magnesio MgCl2·6H2O 41 0.2

F. Nitrato de magnesio Mg(NO3)2·6H2O 51 0.2

G. Sulfato de magnesio MgSO4·7H2O 99 0.4

H. Fosfato ácido de potasio KH2PO4 27 0.2

I. Nitrato de potasio KNO3 121 1.2

J. Sulfato de potasio K2SO4 87 0.5

K. Cloruro férrico FeCl3 10 0.04

L. Solución madre de microelementos aforada a 1L con agua

desionizada

Molaridad (X

10-2)

Acido bórico H2BO3 0.72 1.2

Cloruro de cobre CuCl2·2H2O 0.02 0.012

Cloruro de manganeso MnCl2·4H2O 0.45 0.230

Cloruro de zinc ZnCl2 0.06 0.044

Acido molíbdico H2MoO4·H2O 0.01 0.006

55

Compuesto Químico Formula Cantidad

(g/L) Molaridad (M)

M. Fe EDTA (complejo de hierro en ácido etilendiaminotetraacético):

Disuelva 1340 mg etilendiaminotetraacetato de sodio (Na2C10H14O3N2 • 2H2O en

agua desionizada y caliente. Mientras esté aun caliente añada 990 mg de

FeSO4 y agite vigorosamente.

Tabla 2. Formulación de las soluciones nutritivas

Solución deficiente en

Soluciones

Madre (ml) Nada N P K Ca Mg S Fe1 Fe2

Micro-

elementos

A 5 - - 5 5 - - 5 5 5

B - - 1 6 8 6 - - - -

C 5 - 5 5 - 5 5 5 5 5

D 5 21 5 5 - 5 - 5 5 5

E - - - - - - 5 - - -

F - - - - - - 5 - - -

G 5 5 5 5 5 - - 5 5 5

H - 5 - - - 5 5 - - -

I 5 - 5 - 5 1 5 5 5 5

J - 5 - - - 4 - - - -

K - - - - - - - - 2 -

L 2 2 2 2 2 2 2 2 2 -

56

Solución deficiente en

Soluciones

Madre (ml) Nada N P K Ca Mg S Fe1 Fe2

Micro-

elementos

M 2 2 2 2 2 2 2 - - 2

Los números indicados representan la cantidad de mililitros de soluciones

madre necesarios para preparar 1L de solución de prueba

Bibliografía

Witham, F.H., Blaydes, D.F., Devlin, R.M. 1986. Exercises in Plant Physiology.

2nd. Ed. Prindle, Weber & Schmidt. Boston. p. 68-74.

Reporte

Tabla 3. Síntomas de deficiencia mineral observados

Elemento

deficiente

Observaciones

3 semanas

Observaciones

5 semanas

Ninguno

N

57

Elemento

deficiente

Observaciones

3 semanas

Observaciones

5 semanas

P

K

Ca

58

Elemento

deficiente

Observaciones

3 semanas

Observaciones

5 semanas

Mg

S

Fe1

59

Elemento

deficiente

Observaciones

3 semanas

Observaciones

5 semanas

Fe2

Cuestionario

1. ¿Cuales son algunas de las ventajas (al menos 3) y desventajas (al menos

3) de utilizar hidroponía para el estudio de la nutrición mineral en plantas?

2. De acuerdo a los síntomas descritos, indique el elemento deficiente en la

tabla a continuación:

Tabla 4. Características generales de los síntomas a deficiencias en ciertos

nutrientes minerales

Síntomas Elemento deficiente

1. Plantas generalmente verde pálido, aunque

algunas pueden aparecer de un color rojizo; hojas

inferiores generalmente amarillentas, marchitas de

un color café claro y estas escasas; crecimiento

pobre con tallos cortos y delgados.

2. Plantas generalmente verde oscuro, pero a

menudo desarrollan coloración roja o púrpura; hojas

60


inferiores algunas veces amarillentas, marchitas de

color café verdoso o negro; defoliación temprana;

plantas enanas con tallos delgados y hojas

pequeñas.

3. Hojas inferiores moteadas o cloróticas (clorosis

intervenosa en hojas mas antiguas); las hojas

pueden tener manchas con tejido muerto, pueden

enrojecerse y tener loa ápices y márgenes

incurvados.

4. Las hojas mas antiguas (inferiores) moteadas o

cloróticas con manchas de tejido muerto,

generalmente en los ápices y entre la venas;

muestran obscurecimiento de los márgenes de las

hojas; tallos delgados; hojas curvadas hacia arriba.

5. Hojas terminales amarillas permaneciendo las

hojas mas viejas de color verde; crecimiento

reducido, muerte reversa de las hojas terminales,

crecimiento anormal de tallos jóvenes, seguido por

muerte reversa, tallo huecos por putrefacción del

centro de tallo; raíces cortas y engrosadas alguna

veces con puntos negros; raíces mucosas en

apariencia y al tacto.

6. Hojas jóvenes cloróticas, la clorosis intervenosa a

manera de red, seguido por obscurecimiento de las

hojas en los crecimientos jóvenes; nervaduras

principales típicamente verdes; tallos cortos y

delgados.

61


7. La yema terminal permanece viva mientras que

se las hojas mas jóvenes e incluso las que rodean a

yema están marchitas o cloróticas; hojas jóvenes

con las venas y el tejido intervenoso de color verde

claro.

Conclusiones

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62

63

PRÁCTICA 9. RELACION SIMBIOTICA ENTRE RHIZOBIUM Y

LEGUMINOSAS

Introducción

Una de las más importantes interacciones entre microorganismos y plantas es

la relación simbiótica entre Rhizobium y leguminosas. Las bacterias de este

género establecen la iteración con las plantas a través de sus pelos radicales

de manera específica. En el caso del trébol (Trifolium) produce una serie de

señales químicas que atraen específicamente al Rhizobium trifolii, el cual migra

hacia la zona de pelos radicales iniciando una serie de reacciones de

reconocimiento entre huésped y hospedero. Lo que resulta en la unión de la

bacteria a la pared celular del tricoblasto para su posterior invasión del tejido

radical por un proceso de infección. Las bacterias se reproducen dentro del

tejido del hospedero que responde formando un nódulo en la raíz. Estos

nódulos son similares a masas tumorales conteniendo a las células bacterianas.

Las bacterias dentro del nódulo proliferan gracias a los nutrientes que obtienen

del hospedero. Varias de las bacterias se transforman en bacteroides,

perdiendo su capacidad de auto-reproducirse y cambiando su forma, a la vez

que desarrollan la capacidad de fijar nitrógeno en forma de amonio (o

amoniaco).

Los eventos bioquímicos de la fijación del nitrógeno atmosférico se conocen

bastante bien en la actualidad. En términos generales, la fijación del nitrógeno

es un proceso anaeróbico catalizado por una enzima sensible al oxígeno, LA

NITROGENASA. La anaerobiosis se establece en el nódulo por la presencia de

la leghemoglobina. Está se produce en colaboración bacteria-planta, uniendo a

cualquier molécula de oxígeno libre que podría desnaturalizar de manera

irreversible a la nitrogenasa.

64

Objetivo

El alumno será capaz de identifica los nódulos fijadores de nitrógeno en

leguminosas silvestres.

Materiales

Portaobjetos

Cubreobjetos

Navaja

Pinzas

Pala o cuchillo de campo

Caja de Petri

Microscopio estereoscópico

Microscopio óptico de campo claro

Azul de toluidina

Safranina

Procedimiento

1. Con ayuda de su profesor realice la colecta de leguminosas infectadas con

Rhizobium. Con este fin realizara la búsqueda de leguminosas en el Campus

universitario.

2. Una vez identificadas sacar las plantas con todo y raíz.

3. Realizará la inspección de las raíces en busca de pequeñas tumoraciones

de color blanco lechoso a rosa claro.

4. Luego lavara las raíces al chorro de agua y con ayuda de las pinzas tomará

las porciones de raíz que presenten nódulos.

5. Luego colocará un nódulo en un portaobjetos y observará la estructura

externa del mismo. Posteriormente realice cortes longitudinales del mismo

65

obteniendo rebanadas lo mas delgado posibles, agregue una gota de azul

de toluidina y observe al microscopio. Identifique la zona infectada por las

bacterias y los haces vasculares que alimenten al nódulo. Haga el esquema

correspondiente.

Bibliografía

1. Hopkins, W.G., Hünter, N. P.A. 2004. Introduction to Plant Physiology. 3er.

Edición. John Wiley and Sons, Inc. New Jersey. p. 170-174.

2. Walker, N. 1975. Soil Microbiology. John Wiley and Sons. N.Y. p. 472.

Reporte

1. Haga un esquema de al menos dos nódulos, vistos a la lupa estereoscópica.

2. Haga un esquema del corte longitudinal del nódulo, indicando la tinción y

aumento al que lo observó.

66

3. Trate de obtener el nombre de las leguminosas recolectadas.

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Cuestionario

1. La relación leguminosa – Rhizobium es muy específica, ¿qué mecanismos

median esta relación?

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67

2. ¿Cuál es la importancia económica de rhizobia y sus plantas hospederas?

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3. ¿Qué efecto sobre la nodulación radical tiene la fertilización con compuestos

nitrogenados en las leguminosas?

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68

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Conclusiones

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69

PRÁCTICA 10. EFECTO DE LA LUZ SOBRE EL DESARROLLO

DE PLÁNTULAS

Introducción

Las plantas que crecen en absoluta obscuridad no presentan el mismo

desarrollo morfológico que aquellas que se desarrollan en presencia de luz,

aunque el grado de diferenciación depende de cada especie en particular. Las

plantas que se desarrollan en obscuridad se les denomina “etioladas”, y al

fenómeno “etiolación”. En general, el uso de este término se refiere a la

carencia de color verde, aunque también hace referencia a ciertos aspectos

morfológicos. Estas plantas suelen ser altas y delgadas (ahiladas) con una

curvatura en la punta del tallo (cayado del epi o hipocótilo) y tienen hojas

pequeñas que carecen de pigmentos. No se requiere de mucha luz para revertir

el efecto de la obscuridad absoluta: la luz más efectiva es la roja y se revierte su

efecto por luz del rojo lejano, así que se considera que el fitocromo es uno de

los fotorreceptores involucrados en el fenómeno.

Cuando se exponen las plantas etioladas a la luz, experimentan en pocos días

cambios en su morfología. El crecimiento del tallo se hace mas lento, el cayado

del ápice se “abre” y las hojas se extienden coloreándose de verde.

Objetivo

Que el alumno entienda la importancia de la luz en el desarrollo armónico de la

planta como un organismo autótrofo.

Materiales

Tierra para maceta

3 Recipientes de plástico de al menos 30cm de largo X 20 cm de ancho X 10

cm de profundidad

Semillas de fríjol u otra dicotiledónea

70

Papel aluminio

Balanza analítica

Regla

75 palos de madera de 30 cm de largo

Servitoallas o papel filtro

Marcadores

2 Pliegos de cartulina cartoncillo negro

2 Pliegos de celofán rojo, azul o verde (un color por equipo)

Método

1. Seleccione 75 semillas, de tamaño equivalente. Sepárelas en 3 lotes de 25

semillas.

2. Perfore la base de los recipientes, para permitir el drenado durante el riego.

Ponga suelo en cada recipiente hasta 2 terceras partes del mismo.

Agrégueles suficiente agua.

3. Plante 25 semillas en cada uno de los recipientes, colocando las semillas

unos cuantos milímetros por debajo de la superficie de la tierra.

4. Cubra uno de los recipientes con cartoncillo negro, otro con celofán

transparente y el tercer recipiente con celofán de color. Coloque los

recipientes en el invernadero y agregue agua cada vez que sea necesario

(cada 2 o 3 días).

5. A la semana, registre el número de semillas germinadas y si es menor de

15, replante.

6. Agregue agua regularmente durante las 3 próximas semanas. Mida la

longitud de la parte aérea de las plántulas en cada sesión de laboratorio.

Calcule posteriormente la longitud promedio por tratamiento (oscuridad, luz

blanca y luz azul, verde o roja).

71

7. A las 3 semanas coseche las plantas de cada recipiente, haga su última

medición de longitud, y registre el aspecto general de las plantas.

Bibliografía

Reiss, C. 1994. Experiments in Plant Physiology. Prentice Hall. New Jersey. p.

235.

Reporte

Llene las siguientes tablas y haga los cálculos estadísticos correspondientes.

Tabla 1. Longitud de las plantas puestas en obscuridad

Planta no. Long. en cm a los

7 días 14 días 21 días 28 días

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

72



14

15

16

17

18

19

20

21

22

23

24

25

n

Media

Desv. std.

Intervalo de

Confianza

α=0.05

73

Tabla 2. Longitud de las plantas puestas en luz azul, roja o verde (subraye el

color del celofán)



1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

11

12

13

14

15

16

17

18

19

74



20

21

22

23

24

25

n

Media

Desv. std.

Intervalo de

Confianza

α=0.05

Tabla 3. Longitud de las plantas puestas en fotoperiodo normal



1

2

3

4

5

75



6

7

8

9

10

11

12

13

14

15

16

17

18

19

20

21

22

23

24

25

76



n

Media

Desv. std.

Intervalo de

Confianza

α=0.05

Grafique los datos de longitud promedio (o media), con su respectivo intervalo

de confianza, de cada tratamiento contra el tiempo en días. Grafique los 3

tratamientos en el mismo gráfico (página anexa)

Cuestionario

1. ¿Hubo diferencia significativa entre los tratamientos? Explique.

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2. ¿Qué tratamiento estimuló más el crecimiento de las plantas? Explique.

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77

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________________________________________________________________

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3. ¿Cuál fue el aspecto general de las plantas en cada tratamiento?

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4. Explique el papel que juega la luz en la diferenciación de los proplastidios a

cloroplastos.

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78

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5. Explique brevemente que es una planta etiolada.

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6. Discuta, brevemente, de donde obtiene la planta los nutrientes necesarios

para su desarrollo como plántula.

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7. ¿Qué es la fotomorfogénesis?

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79

80

Conclusiones

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81

PRÁCTICA 11. EFECTO DE LA CANTIDAD Y CALIDAD DE LUZ

SOBRE FOTOSINTESIS

Introducción

Una técnica utilizada, hace algunos años, para estudiar el efecto de la

intensidad luminosa sobre la fotosíntesis se basa en la eliminación de gases y

posterior infiltración de discos de hoja con una solución de bicarbonato de

sodio.

Los discos que no hacen fotosíntesis, que se han desgasificado

apropiadamente, permanecerán en el fondo de la solución de bicarbonato de

sodio. Sin embargo, al ser expuestos a una fuente luminosa, la fotosíntesis se

inicia y la producción de oxigeno provocara, que los discos floten en la

solución. Como observará a mayor intensidad luminosa más rápida es la

respuesta.

Objetivos

1. Medir la actividad fotosintética de manera indirecta

2. Evaluar el efecto de la intensidad luminosa sobre la actividad fotosintética.

3. Evaluar el efecto de diferentes longitudes de onda sobre la actividad

fotosintética.

Materiales

Focos de 100, 75, 60 y 40 Watts

Lámparas de mesa con soporte flexible, o bien extensiones con socket de llave

Espinacas

Perforadora

Papel celofán azul, rojo y verde

Solución de Bicarbonato de sodio al 0.2%

82

Bomba de vacío

Soporte universal

Anillos o pinzas

Cajas de Petri con base forrada de negro

Agua destilada

Vasos de precipitados de 500 a 1000 ml

Matraz kitazato para hacer vacío

Tapón para el matraz

Pinzas

50 g de hojas de espinaca

Método

Efecto de la intensidad luminosa

1. Con la perforadora obtenga 50 discos de hoja (260 para todo el grupo) y

colóquelos en una solución de bicarbonato de sodio al 0.2%, que estará

contenida en un matraz kitazato.

2. Conectar el matraz kitazato a una bomba de vacío. Aplicar vacío (pulsos)

hasta que todos los discos de hojas se hundan en la solución.

3. Vaciar los discos de hojas sobre un colador y seleccionar 25 discos, los que

colocará en una caja de Petri con solución nueva de bicarbonato de sodio.

Elimine los discos que floten y tápela. Prepare una segunda caja.

4. Coloque la caja de Petri sobre la base del soporte universal y con la ayuda

de las pinzas, coloque su foco a 27.5 centímetros por arriba de la caja de

Petri.

5. Coloque un vaso de precipitados de 1000 ml, lleno de agua, sobre la caja

de Petri. Encienda la luz y espere 20 minutos.

83

6. Su control, caja completamente cubierta, métala en una gaveta obscura y

manténgala ahí por 15 minutos también.

7. Transcurrido el tiempo, registre la cantidad de discos que se encuentren

flotando.

Diferentes longitudes de onda

1. Ahora coloque su segunda caja de Petri sobre la base del soporte universal.

Coloque después un cuadrado de papel celofán.

2. Si coloca papel celofán rojo, coloque el foco a 26.5 cm; si coloca papel

celofán verde, coloque el foco a 21.0 cm; y finalmente si coloca papel

celofán azul, coloque el foco a 23.5 cm.

3. Coloque nuevamente el vaso de precipitados, ilumine los discos con focos

de 100 Watts. Ilumine los discos por 20 minutos.

4. Su control, caja completamente cubierta, métala en una gaveta obscura y

manténgala ahí por 15 minutos también.

5. Transcurrido el tiempo, registre la cantidad de discos que se encuentren

flotando.

Bibliografía




Physiology. 2da. Edición. Prindle, Weber & Schmidt. Boston. p.11-12.

Reporte

Llene la siguiente tabla, indicando la cantidad de discos que flotaron con cada

uno de los focos de diferente intensidad (Watts).

Tratamientos Discos que flotaron

84

Llene la siguiente tabla, indicando la cantidad de discos que flotaron en cada

uno de los colores utilizados.

Tratamientos Discos que flotaron

Control (oscuridad)

Luz blanca

Control (oscuridad)

Luz roja

Control (oscuridad)

Luz verde

Control (oscuridad)

Luz azul

Control (oscuridad)

150 W

Control (oscuridad)

100 W

Control (oscuridad)

75 W

Control (oscuridad)

40 W

Control (oscuridad)

25 W

85

¿Cómo explica sus resultados? ¿Son los que usted esperaba? Explique.

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Cuestionario

1. ¿Qué es un espectro de acción?

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2. ¿Cuál es el espectro de acción de la fotosíntesis?

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86

Conclusiones

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87

PRÁCTICA 12. SINTESIS DE ALMIDON A LA LUZ

Introducción

El aparato fotosintético de las plantas, esta asociado principalmente a la

superficie asimiladora de las hojas. En las células de estas, se encuentra los

cloroplastos, organelos que contienen a la clorofila, pigmento responsable de la

absorción de energía radiante incidente. Los cloroplastos también albergan un

sistema enzimático que cataliza la reducción del bióxido de carbono

atmosférico mediante la energía radiante (comprendida entre las longitudes de

onda de 400 y 700 nm). El cloroplasto contiene un sistema membranoso

característico de gran superficie, donde ocurre la absorción de la luz por las

moléculas de los pigmentos fotosintéticos, así como la transferencia de energía

(reacciones fotoquímicas). En la matriz, que rodea al sistema membranoso,

denominada en este caso estroma, se realiza la fase bioquímica del proceso

fotosintético, que tiene como uno de sus principales productos finales al

almidón.

Objetivos

1. Observar cualitativamente los efectos de la luz sobre la síntesis de almidón,

en hojas.

2. Manejar técnicas para eliminar clorofila.

Materiales

2 vasos de precipitados de 150 ml

Papel aluminio

Alcohol al 70%

Solución de yodo-ioduro de potasio (lugol)

Termoplato

Plantas de frijol normales

88

Plantas de frijol etioladas

Método

1. Tome una hoja de cada planta.

2. Sumerja la hoja en agua hirviendo durante unos minutos (3’).

3. Transfiéralas a alcohol al 70% caliente (colocado en baño maría a

ebullición), y déjelas estar hasta que se vean de color muy pálido; lave el

alcohol con agua de la llave.

4. Con un gotero moje la superficie de la hoja con lugol (solución de yodo-

yoduro de potasio); déjelo actuar unos segundos, quite el exceso y observe.

Bibliografía

1. Gutiérrez-Vázquez, J.M., Villalobos-Pietrini, R., Gómez-Pompa, A. 1968.

Investigaciones de laboratorio y de Campo. Consejo Nacional para la

Enseñanza de la Biología. C.E.C.S.A. 12° impresión. México, D.F. p. 130.


Experimental. Prácticas de laboratorio. LIMUSA. México, D.F. p. 59-60, 193-

194.

3. Medina, E. 1977. Introducción a la Ecofisiología Vegetal. Monografía no. 16.

Programa Regional de Desarrollo Científico y Tecnológico. Departamento de

Asuntos Científicos. Secretaria General de la Organización de Estados

Americanos. Washington, D.C. p. 35-36.

Reporte

Explique brevemente las diferencias que observó entre las diferentes zonas de

las hojas.

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89

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Cuestionario

1. Explique en que consiste y que compuesto se esta poniendo en evidencia al

utilizar el lugol.

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2. ¿La síntesis de almidón es parte de la fotosíntesis, estrictamente hablando?

Explique.

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90

3. Indique la serie de reacciones que llevan a la síntesis de almidón.

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4. ¿El almidón es el único azúcar de reserva de las plantas? Explique.

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Conclusiones

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91

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92

PRÁCTICA 13. ANATOMIA FOLIAR Y FIJACION DEL CARBONO

POR LAS PLANTAS

Introducción

Los tipos de plantas con o sin fotorrespiración o con fijación nocturna de CO2

poseen una anatomía foliar característica que permite identificarlas mediante el

microscopio.

En términos generales, las plantas C4, presentan anatomía “Kranz”, es decir

presentan una vaina alrededor de los haces vasculares, formada por 5 a 8

hileras de células, claramente diferenciadas del resto del clorénquima, estas

plantas no realizan fotorrespiración detectable y la fijación de CO2 sucede

durante el día. Las plantas C3, no presentan células de la vaina diferenciadas y

de presentarse suelen ser más de 10 hileras las que la forman, realizan

fotorrespiración y la fijación del CO2 también sucede durante el día. Las plantas

CAM, típicamente son plantas suculentas con lo que su clorénquima esta poco

diferenciado, en general no presentan fotorrespiración, y la fijación del CO2

suele realizarse al atardecer y por la noche.

Objetivo

Que el alumno observe en preparaciones frescas diversos tipos de

clorénquimas, estableciendo las diferencias y características propias de las

plantas con base en su variante metabólica para la fijación del CO2.

Materiales

Planta de haba u otra planta C-3

Planta de zacate o pasto

Planta de quelite

Sábila

Portas

93

Cubres

Navajas

Agua

Microscopio compuesto

Métodos

Observar al microscopio un corte transversal de hoja de frijol, amaranto, tomate,

maíz, cebada y sábila. Enfocar a 10X y 40X. Distinga la abundancia de

cloroplastos, su forma celular y disposición. Haga esquemas y relacione el

arreglo del clorénquima con la vía de fijación y asimilación del carbono.

Bibliografía

Medina, E. 1977. Introducción a la Ecofisiología Vegetal. Monografía no. 16.

Programa Regional de Desarrollo Científico y Tecnológico. Departamento de

Asuntos Científicos. Secretaria General de la Organización de Estados

Americanos. Washington, D.C. p. 39-41.

Reporte

Corte transversal de hoja de maíz u

otra planta C-4.

Corte transversal de hoja de haba u

otra planta C-3.

94

Cuestionario

Haga un cuadro comparativo de las diferentes características de las plantas C-

3, C-4 y CAM. Incluyendo tanto aspectos anatómicos como fisiológicos.

Corte transversal de hoja de quelite

u otra planta dicotiledónea C-4.

Corte transversal de hoja de sábila u

otra planta CAM.

95

Conclusiones

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96

PRÁCTICA 14. PIGMENTOS HIDROSOLUBLES Y

LIPOSOLUBLES

Introducción

En términos generales, en las plantas podemos encontrar dos diferentes tipos

de pigmentos de acuerdo a su solubilidad en agua, los liposolubles y los

hidrosolubles.

La mayoría de los pigmentos liposolubles, corresponden a aquellos que tienen

una actividad fotosintética o bien que se derivan de estos; encontrándolos

básicamente asociados a los plastidios. Entre ellos encontramos a las clorofilas

a y b y a los carotenoides (carotenos y xantofilas).

Entre los pigmentos hidrosolubles, se encuentran las antocianinas y las

betaínas, los cuales son frecuentemente responsables de los colores violeta,

azul y rojo de muchos frutos, flores y hojas. Estos pigmentos se encuentran

principalmente en la vacuola de las células parenquimáticas, y son altamente

solubles en agua por estar acoplados a azúcares.

Objetivo

Aplicar una técnica para la separación de algunos de los tipos de pigmentos

presentes en las plantas. Observando algunas características de estos

pigmentos.

Materiales

Acetona fría

Éter de petróleo

Acido clorhídrico

Hidróxido de potasio

1 vaso de precipitados de 250 ml

97

1 probeta de 50 ml

1 embudo de separación

1 soporte con anillo

15 g de hojas o pétalos

Arena fina lavada

Algodón o Gasa

Mortero de mano

Método

1. Triture en mortero 15 g de tejido vegetal utilizando arena, agregue 15 ml de

acetona y machaque hasta que el tejido se decolore y la acetona obtenga un

color oscuro. Si la acetona se evapora agréguele otros 15 ml.

2. Filtre a una probeta y añádale una cantidad igual a la obtenida de éter de

petróleo.

3. Ponga la mezcla en un embudo de separación; agite rotando el embudo y

déjelo reposar en el soporte por 10 minutos, después agregue 10 ml de agua

destilada, mezcle por rotación y deje reposar de nuevo hasta que exista una

clara separación entre las fases.

4. Drene la capa inferior sobre un tubo de ensaye y agréguele un volumen igual

de agua. Distribuya el líquido, a partes iguales, en dos tubos más.

5. A uno de los tubos adiciónele unas gotas de HCL 0.1 N, agite y observe.

6. A otro de los tubos adiciónele unas gotas de KOH 0.1 N, agite y observe.

7. Compare con el tercer tubo, que servirá como testigo.

Bibliografía



98



Reporte

1. Haga un esquema mostrando la separación de las capas en el embudo de

separación antes de drenar la parte inferior, indicando el color de las

soluciones.

2. ¿Qué disolvente queda en la parte superior? ¿Qué pigmentos?

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99

3. ¿Qué solvente queda en la parte inferior? ¿Que pigmento?

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4. Explique brevemente los cambios de coloración, al agregar el ácido o la

base.

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Cuestionario

1. El método de separación utilizado, que tipo de pigmentos le permitió

separar.

100

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2. ¿Qué función cumple los pigmentos que se aislaron?

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3. ¿Cuántos tipos de pigmentos se han descrito para las plantas?

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101

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Conclusiones

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102

PRÁCTICA 15. METABOLITOS SECUNDARIOS

Introducción

La suma de todas las reacciones químicas que suceden en un organismo

constituye el metabolismo. En las plantas, la fotosíntesis, la respiración y las

reacciones directamente involucradas con ambos procesos corresponden al

metabolismo primario: y los productos resultantes se les denomina metabolitos

primarios y que son necesarios para el buen funcionamiento del organismo. Sin

embargo, en las plantas una buena proporción del carbono asimilado y de la

energía generada se utiliza en la síntesis de productos que no tienen una

participación evidente en el crecimiento y desarrollo; estos productos reciben el

nombre de metabolitos secundarios.

Estos metabolitos secundarios, generalmente se presentan en pocas

cantidades y suelen ser característicos de familias, géneros e incluso de

especies. Entre los principales grupos de metabolitos secundarios tenemos:

Terpenos, que incluyen a diversas hormonas, pigmentos, aceites esenciales,

esteroides y látex

Compuestos fenólicos, que incluyen a cumarinas, flavonoides, lignanos (lignina)

y taninos

Alcaloides, como la cafeína.

Glucósidos, que incluyen a saponinas, glicósidos cardiotónicos, glicósidos

cianogénicos y glucosinolatos

Objetivo

Realizar un perfil fitoquímico en alguna planta típica de la región, utilizando

métodos cualitativos, rápidos de detección.

103

Materiales

Mortero

Platina para calentar

Manta de cielo o gasa

Pipetas

HgCl

Bi(NO3)3-5H2O

HNO3 al 30%

Agua destilada

KI

Iodo

Formaldehido

Ácido sulfúrico

-Naftol

Anhídrido acético

Ácido 3,5 dinitrobenzoico

KOH

Ácido pícrico

NaOH

p-Nitrofenilacetonitrilo

Etanol 96%

Metanol

Cloroformo

104

Éter

Alcohol isopropílico

10 g de material vegetal de interés

1 embudo

Tubos de ensaye con tapa

Tubos de ensaye

Asa de platino o tubo capilar

10 ml de éter de petróleo

5 ml de benceno

Papel filtro

Lápiz

Gradilla

Método

Preparación de extracto crudo

1. Se pesan 3 g del material vegetal y se trituran en mortero. Se colocan en

tubos de ensaye de 20 x 200 mm y se llenan hasta la quinta parte con

disolvente (metanol, etanol al 96%, cloroformo, éter, isopropílico, etc.). La

mezcla se calienta lentamente hasta llevarlo a reflujo y se mantiene por 10

min.

2. Se filtra en manta de cielo y se recoge el filtrado que se divide en alícuotas

para las diferentes pruebas.

Pruebas

1. Alcaloides: se utilizan 0.2 ml del filtrado + 0.1 ml del reactivo

105

a. Mayer. Se disuelve 1.36 g de HgCl en 60 ml de agua destilada; se

disuelven 5g de KI en 10 ml de agua, se mezclan las dos soluciones, se

aforan a 100 ml y se dejan reposar por 24 horas.

b. Dragendorff: 8g de Bi(NO3)3-5H2O en 20 ml de HNO3 al 30%; se disuelven

27.2 g de KI en 50 ml de agua destilada. Se mezclan y se dejan reposar

24 horas. Se decanta la solución y se afora con agua a 100 ml.

c. Wagner: 1.2 g de Iodo resublimado y 2 g de KI en 20 ml de agua destilada.

Se afora a 100 ml.

d. Marquis: Se agregan 3 gotas de formaldehido al 40% a 3 ml de H2SO4

concentrado.

Nota: Deben ser usadas en soluciones aciduladas y la precipitación

indica prueba positiva.

Saponinas:

1. Se toma una alícuota de 2 ml y se añade otro volumen igual de agua. Se

agita vigorosamente por algunos segundos, si hay presencia de espuma, es

positivo.

2. Molish. A una alícuota de 1 ml agregarle 3 gotas del reactivo de Molish ( 5%

de -naftol en etanol), y luego agregar resbalando por las paredes del tubo

0.5 ml de ácido sulfúrico concentrado. La aparición de un anillo violeta en la

interfase es positivo.

Esteroles:

1. A una alícuota de 0.5 ml de filtrado se le añaden algunas gotas de reactivo

Liebermann-Burchard (1 ml de anhídrido acético y 1 ml de cloroformo, se

enfrían a 0C y se le añade una gota de ácido sulfúrico concentrado.

2. Si hay formación de colores azul, verde, rojo o naranja, la prueba es positiva.

106

Glucósidos cardiotónicos:

1. A una alícuota de 1 ml se le agregan 2 gotas de reactivo. Reactivo de

Kedde: ácido 3,5 dinitrobenzóico al 2% en metanol y KOH al 5.7% en agua,

se mezclan en volúmenes iguales.

2. El color azul o violeta es positivo.

Lactonas sesquiterpénicas:

1. Alícuota de 2 ml mas 4 gotas de reactivo. Coloración naranja o rojo obscuro

es positiva.

2. Reactivo de Baljet: Solución de 1 g de ácido pícrico en 100 ml de etanol; 10

g de NaOH en 100 ml de agua; se mezclan las dos soluciones a volúmenes

iguales antes de usarse.

Lignanos:

A una alícuota de 1 ml agregar una gota de formol y ácido sulfúrico concentrado

y calentar. Color rojo es positivo.

Benzoquinonas:

1. A una alícuota de 1 ml agregar una gota de solución etanólica al 0.2% de p-

nitrofenilacetonitrilo y una gota de NaOH 0.1N.

2. Coloración azul o violeta es positiva.

Aceites:

1. Para identificar aceites ponga 3 g de la muestra vegetal a hervir con agua.

Vierta una cantidad en un vidrio de reloj o caja de Petri y observe la

formación de aceite. Si es así, agregue unas gotas de reactivo.

2. Derivados del benceno dan color rosa, naranja o rojo, los derivados de

naftaleno dan azul o verde.

3. Reactivo: 1 ml de ácido sulfúrico agregue 1 gota de formaldehido.

107

Bibliografía

Hopkins, W.G., Hünter, N. P.A. 2004. Introduction to Plant Physiology. 3er.

Edición. John Wiley and Sons, Inc. New Jersey. p. 493.

Reporte

Haga un cuadro indicando el resultado de las reacciones realizadas a su planta.

Metabolitos secundarios Reactivo Resultado de la

reacción (+ ó -)

Alcaloides Mayer

Dragendorff

Wagner

Marquis

Saponinas Molish

Esteroles Lieberman-Buchard

Glucósidos cardiotónicas Kedde

Lignanos Formol/ácido sulfúrico

Lactonas sesquiterpénicas Baljet

Benzoquinonas Nitrofenilacetonitrilo

Aceites Ácido clorhídrico/formaldehido

Cuestionario

1. ¿Cuáles son las principales vías metabólicas implicadas en la síntesis de

metabolitos secundarios?

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108

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2. ¿Cuáles son las hormonas que pertenecen a la familia de los terpenos?

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3. Mencione tres aspectos económicamente importantes de los metabolitos

secundarios.

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Conclusiones

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110

PRÁCTICA 16. DOMINANCIA APICAL

Introducción

En muchas plantas las yemas laterales no se desarrollan mientras la yema

principal esta activa. El control de las yemas laterales por la yema principal se

denomina dominancia apical: cuando se corta la yema principal las yemas

laterales se desarrollan y forman ramas. Este aspecto es conocido por los

jardineros, desde hace tiempo, quienes al podar el meristemo apical consiguen

el desarrollo arbustivo de las plantas. Una explicación a este fenómeno es que

las auxinas moviéndose hacia la parte basal del tallo desde la yema principal

previenen el crecimiento de las yemas laterales en las axilas de las hojas

cercanas al meristemo apical. Mientras que la citoquininas, que se mueve hacia

la parte superior del tallo, siguiendo el flujo masivo de agua desde las raíces,

puede estimular el desarrollo de las yemas laterales.

Objetivos

1. Evaluar el papel de las auxinas en el reemplazo de la yema principal

provocando la dominancia apical.

2. Evaluar el efecto de la citoquininas en regular la dominancia apical.

Materiales

Navajas de rasurar

Aplicadores o cotonetes

Pincel

Espacio en el invernadero

Charolas suficientemente grandes para contener 5 macetas

Acido naftalenacético (NAA) al 1% en lanolina

6-bencilaminopurina (BA) 1.5 mM + 0.1% de Tween 20 en lanolina

111

Plantas de fríjol (Phaseolus vulgaris var. redcloud, de 3 semanas de edad, y 2

plantas por maceta)

Procedimiento

1. Seleccione 5 macetas con dos plantas en cada una. Marque cada maceta,

de acuerdo con los tratamientos que se indican a continuación. Use 2

plantas (4 yemas laterales) por tratamiento.

a. Control. Deje las plantas intactas.

b. Corte el ápice del tallo, más o menos 1 cm por arriba del nudo primario,

dejando un par de hojas primarias. Aplique la lanolina en la zona de corte

en la planta.

c. Corte el ápice del tallo, más o menos 1 cm por arriba del nudo primario,

dejando un par de hojas primarias. Aplique la lanolina con NAA en la zona

de corte en la planta.

d. Deje la planta intacta, pero aplique BA, de las yemas laterales del nudo

primario “pitando” sobre sus superficies. Aplique un segundo tratamiento al

día siguiente.

e. Corte el ápice del tallo, más o menos 1 cm por arriba del nudo primario,

dejando un par de hojas primarias. Aplique la lanolina con NAA en la zona

de corte en la planta; aplique también BA a las yemas laterales, repitiendo

la aplicación al siguiente día.

2. Mida la longitud de las yemas laterales, en la axila de las hijas primarias, a

cada tratamiento y registre sus datos. Cubra cada frasco con papel aluminio.

3. Coloque las macetas en una charola y lleve la charola al invernadero. Dos

veces a la semana mida la longitud de las yemas laterales: calcule la

longitud promedio para cada tratamiento. El experimento durara 2 semanas.

Finalmente, grafique la longitud de las yemas contra tiempo.

112

Bibliografía


187-196.

Reporte

Llene el cuadro a continuación. Calcule la longitud promedio de las yemas

laterales por tratamiento en cada medición.

Longitud de la yema lateral (cm)

Fecha Control Decapitada Decapitada

+ NAA

BA sobre

las yemas

Decapitada

+ NAA + BA

Longitud

inicial

Longitud

media (cm)

Longitud

inicial

Longitud

media (cm)

Longitud

inicial

Longitud

media (cm)

Longitud

113

Longitud de la yema lateral (cm)

Fecha Control Decapitada Decapitada

+ NAA

BA sobre

las yemas

Decapitada

+ NAA + BA

inicial

Longitud

media (cm)

Longitud

inicial

Longitud

media (cm)

Cuestionario

1. ¿Qué función tienen las auxinas en el desarrollo de raíces adventicias?

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2. ¿Cualquier planta es susceptible de ser propagada mediante esquejes?

Explique.

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3. ¿Cuál es la importancia de la propagación mediante esquejes? Explique.

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Conclusiones

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116

PRÁCTICA 17. EFECTO DE LAS AUXINAS EN EL

ENRAIZAMIENTO

Introducción

La aplicación de auxinas, a porciones de tallos jóvenes acelera, la producción

de raíces. Como resultado de esta observación, es muy frecuente el uso de

acido indolacético (AIA) y acido naftalenacético (NAA) para inducir la formación

de raíces en esquejes de plantas con importancia comercial ha sido una técnica

estándar desde hace muchos años.

Objetivos

1. Preparar una solución nutritiva (Hoagland) con hormonas

2. Encontrar la concentración óptima de auxina para el enraizamiento en frijol

Materiales

30 plantas de frijol con el primer par de hojas trifoliadas, sembradas en arena

Soluciones de acido naftalenacético a 10, 1, 0.1, 0.001, 0.0001 ppm (preparar

un stock de NAA en alcohol etílico y diluir a la concentración deseada en

solución de Hoagland al 50%, utilice 1 ml de etanol para diluir el NAA)

Solución de cloro al 5%

12 frascos de 250 o 500 ml de capacidad

Papel aluminio

Navaja

Procedimiento

1. Llene los vasos de precipitados con la solución de NAA en Hoagland, a una

profundidad de 5 cm. Cúbralos con papel aluminio. Haga cada concentración

por duplicado. En 2 vasos, agregue Hoagland únicamente.

117

2. Corte las plántulas con la navaja a 1 cm del suelo, y esterilícelas

superficialmente sumergiendo el tallo cortado en una solución de cloro al

5%.

3. Haga de 3 a 5 agujeros en el papel aluminio que envuelve a sus frascos e

inserte cuidadosamente las plántulas en las perforaciones, asegurándose de

que el extremo cortado este en contacto con la solución correspondiente.

Coloque las plantas en un área bien iluminada, a temperatura ambiente.

4. Al cabo de una semana examine las plántulas y determine el número de

hileras de raíces laterales, la cantidad de raíces laterales más largas y más

cortas de 1 mm, y la longitud total de las raíces.

Bibliografía


Experimental. Limusa. México, D.F. p. 33-34, 239-240.



REPORTE

1. Registre sus observaciones en la tabla a continuación.

Concentración

(ppm) Control 10 1 0.1 0.001 0.0001

# raíces

laterales

> de 1 mm

< de 1 mm

Longitud de la

raíz mas larga

118

2. Grafique la concentración de NAA (en el eje de las X) contra el número total

de raíces laterales (hoja anexa).

Cuestionario

1. ¿Qué función tienen las auxinas en el desarrollo de raíces adventicias?

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2. ¿Cualquier planta es susceptible de ser propagada de esta forma? Explique.

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3. Escriba la aplicación práctica de este experimento en el campo hortícola o

agrícola.

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Conclusiones

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120

121

122

PRÁCTICA 18. SENESCENCIA DE LAS HOJAS

Introducción

La forma mas fácil de reconocer la senescencia de las hojas es la perdida del

color verde asociado a la degradación de la clorofila y de los cloroplastos. Los

eventos fisiológicos (tales como la perdida de la integridad de las membranas y

el declive en la síntesis de RNAm y consecuentemente en la síntesis de

proteínas) que suceden durante la senescencia esta controlada por un a serie

de pasos que conducen a la muerte de la hoja. Aunque los eventos asociados a

la muerte de la hoja están bien caracterizados, los cambios bioquímicos que

disparan la senescencia son aun objeto de estudio. Una gran diversidad de

factores, tanto internos como externos, pueden provocar la senescencia de las

hojas. En arboles de hojas caducas, las hojas pierden su color verde con el

acortamiento de la duración del día y las temperaturas frescas del otoño, lo que

sugiere que la senescencia esta respondiendo a factores ambientales. En

algunas plantas la senescencia de las hojas sucede con la maduración de los

frutos, lo que sugiere que hay una competencia por factores que retrasan la

senescencia. Una escasez de nutrientes móviles junto combinado con la

competencia de las hojas jóvenes hará que las hojas mas viejas, en relación a

la planta completa, mueran (senescan). Las hojas, de la misma edad, que han

sido separadas de la planta mueren (senescen) más rápidamente que aquellas

unidas a la planta, pero las hojas separadas que se encuentran formando raíces

puede sobrevivir por tiempo indefinido.

Los ejemplos antes citados, sugieren que las interacciones hormonales

controlan el proceso de la senescencia. Esta bien documentado que las

citoquininas retrasan la senescencia de las hojas; recientemente, las poliaminas

como la espermidina, también se ha reportado que hacen mas lento el proceso

de la senescencia. Ambas pueden actuar manteniendo la integridad de las

membranas, ambas inducen la síntesis de proteínas. No se sabe exactamente

los procesos bioquímicos involucrados.

123

Objetivo

Evaluar el efecto de las citoquininas en la senescencia de las hojas.

Materiales

Viales o tubos de vidrio de 24 ml

Parafilm

Carta Munsell de color, 2.5 GY y/o 5GY

Cajas de Petri de 9 cm de diámetro

Trigo (Triticum aestivum var. frankenmuth), plantas de 7 días de edad

Quinetina 1 mM (o espermidina 1 mM)

Procedimiento

1. Marque cada vial, de acuerdo a los tratamientos que se indican a

continuación, agregando 5 ml de la solución correspondiente a casa vial.

a. Agua destilada

b. Quinetina 0.1 mM

2. Corte 6 hojas de trigo de aproximadamente 5 cm de largo y coloque 3 hojas

por vial. Con el extremo de corte en contacto con la solución. Guarde los

viales en la obscuridad a temperatura ambiente. Rellene los viales, con la

solución adecuada, cada vez que haya una pérdida significativa de las

soluciones.

3. Examine las hojas cada 2 días durante dos semanas, examine los cambios

en las hojas y registre los cambios de color, comparándolos con la Carta de

Munsell.

Bibliografía


179-185.

124

Reporte

Registre sus observaciones en el cuadro a continuación, calcule los días para

que suceda la senescencia en cada tratamiento.

Senescencia (cambios de color)

Fecha

Control

Quinetina

Cuestionario

1. ¿Cuales son algunos cambios fisiológicos asociados a la senescencia en las

hojas?

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2. ¿Esperaría que la quinetina rescate (reverdezca) a una hoja en

senescencia? Explique.

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125

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3. ¿Qué técnicas podrían utilizar, complementarias al cambio de color, para

evaluar el grado de senescencia de una hoja? Explique.

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4. Indique alguna razón por la cual las hojas unidas a la planta se espera que

senescan mas lentamente que las que están separadas.

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Conclusiones

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127

PRÁCTICA 19. HORMONAS Y ABSCISION DE LAS HOJAS

Introducción

Se sabe que la mayoría de las plantas pierden sus hojas una vez que están han

entrado en senescencia. El mecanismo de abscisión involucra la formación o

activación de una zona de abscisión especializada, una capa de células

cercanas a la base del peciolo. La abscisión de las hojas es el resultado de una

serie de eventos controlados por las hormonas, aunque otros factores pueden

tener una fuerte influencia en la velocidad con la que la capa de abscisión se

forma. En hojas jóvenes, las auxinas son sintetizadas en la lámina foliar

translocadas hacia el peciolo. El suplemento constante de auxinas mantiene el

estatus metabólico del peciolo y previene la abscisión; la eliminación de la

lámina de la hoja estimulara la abscisión. Según envejece la hoja, tanto la

producción como la translocación de las auxinas disminuye, provocando

cambios en la zona de abscisión. Ciertamente la edad del peciolo es

importante, la aplicación de auxinas puede retrasar la senescencia, pero, si los

tejidos del peciolo han envejecido, puede acelerar el proceso de abscisión al

incrementar la producción de etileno. En hojas senescentes, el etileno

sintetizado por la zona de abscisión promueve la síntesis de enzimas, tales

como la celulasa y la pectinasa, las que degradan las paredes celulares en la

zona de abscisión. El etileno también controla la liberación de estas enzimas en

las paredes celulares e induce el hinchamiento en las células cercanas a la

zona de abscisión en el tallo de la planta. De acuerdo al modelo sugerido,

entonces, la abscisión es un proceso activo, controlado por hormonas que

depende de la edad del tejido y de la presencia tanto de auxina y etileno.

Objetivo

Observar la abscisión de las hojas en plantas completas y realizar un estudio de

remplazo para determinar si las auxinas aplicadas de forma exógena pueden

128

reemplazar a la lamina de la hoja en mantener el estatus metabólico del peciolo

y prevenir la abscisión.

Materiales

Equipo

Navajas de uno y dos filos

Aplicadores de madera o plástico

Pinzas

Acido naftalenacético (NAA) en lanolina al 1%

Lanolina

Plantas de frijol (Phaseolus vulagaris var. redcloud), de 4 semanas de edad, 2

por maceta

Procedimiento

1. Elija 3 macetas con 2 plantas cada una. Use 2 plantas (4 peciolos), para

cada uno de los siguientes tratamientos:

2. Control. Mantenga las plantas intactas.

3. Pecíolos sin las láminas foliares. Corte la lamina foliar de las hojas primarias,

dejando 1 cm de peciolo intacto. Aplique lanolina pura a la zona de corte.

4. Pecíolos sin las láminas foliares con auxina. Corte la lamina foliar de las

hijas primarias, dejando 1 cm de peciolo intacto. Aplique NAA al 1% en

lanolina a la zona de corte.

5. Coloque las plantas en el invernadero. Los tratamientos se aplicaran a la

planta completa, la que deberá permanecer en el invernadero por 2

semanas. Después de una semana, se contara el número de hojas caídas

diariamente, para determinar el tiempo en el cual se pierde el 50% de las

hojas primarias por abscisión.

129

Bibliografía


187-196.

Reporte

Registre sus observaciones de la tabla a continuación y determine el número de

días necesarios para obtener un 50% de abscisión (hasta que dos de los cuatro

peciolos se han caído).

Numero de hojas caídas

Fecha Control Sin laminas Sin laminas +

NAA

No. Días para

50% de abscisión

130

Cuestionario

1. ¿Considera que el efecto del NAA podría ser diferente si se aplica a peciolos

de diferentes edades?

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________________________________________________________________

________________________________________________________________

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________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

2. ¿Podría concluir, con base en el diseño experimental, que las auxinas se

sintetizan en la lámina foliar y que luego es transportada hacia el peciolo

durante la vida de la planta? Si no es así, ¿qué puede concluir de sus

resultados?

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________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

131

3. ¿Es la abscisión un proceso activo o involucra simplemente una degradación

pasiva? ¿Que evidencia de sus experimentos puede citar en apoyo a su

respuesta?

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

4. ¿Cómo podrían las temperaturas bajas, inhibidores de respiración,

desacoplantes u compuestos que desnaturalizan proteínas, afectar a la

abscisión? ¿Que proceso bioquímico se estaría afectando?

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

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132

Conclusiones

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________________________________________________________________

________________________________________________________________

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________________________________________________________________

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________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

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________________________________________________________________

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________________________________________________________________

133

PRÁCTICA 20. BIOENSAYO PARA GIBERELINAS

Introducción

Uno de los efectos mas conocidos de las giberelinas es la inducción de la

elongación del tallo, las giberelinas estimulan tanto la división como la

elongación celular. Cuando se aplica a plantas “enanas”, las giberelinas

promueven la elongación del tallo con lo que las plantas se vuelven altas. En

muchas plantas de días largos, las giberelinas estimulan la elongación del tallo

o “bolting”.

Una respuesta biológica, como la elongación del tallo, se puede utilizar para

estimar la cantidad de un compuesto químico, como las giberelinas, presentes

en un extracto vegetal. Se puede generar una curva estándar para la inducción

de elongación del tallo en el hipocótilo de plántulas de lechugas, crecidas en

soluciones con diferentes concentraciones conocidas de giberelinas. La

elongación del hipocótilo en respuesta a un extracto o solución de

concentración desconocida se puede comparar con la curva estándar. Este

método de estimar la concentración endógena de un compuesto químico, al

comparar su respuesta biológica a concentraciones conocidas de un compuesto

con la respuesta de individuos expuestos a concentraciones desconocidas del

mismo, se le denomina bioensayo.

Usted realizara un bioensayo al poner a crecer plántulas de lechuga en una

serie de soluciones de concentración conocida de giberelinas y en una solución

de concentración desconocida. No se utilizaran extractos de plantas ya que

obtenerlos y purificarlos parcialmente requiere de bastante tiempo, con el que

no se cuenta para el desarrollo de esta práctica, por lo que se utilizara una

solución de concentración desconocida, preparada a partir de un producto

comercial. La cantidad de giberelina se expresara como gramos equivalentes

134

de actividad, ya que no esta midiendo la cantidad real presente en su solución

problema de giberelina.

Objetivo

Utilizar un efecto bien caracterizado de las giberelinas realizando un bioensayo

para estimar su concentración.

Materiales

6 Viales transparentes de 24 ml o contenedores de película de 35 mm

transparentes

Papel filtro de 2.3 cm de diámetro (diámetro interno del vial)

Pipetas automáticas y puntas

Bandejas de plástico transparente con tapa

Cámara de crecimiento 23°C y con gro-lux lamps

Reglas

Soluciones de concentración conocida de GA

Solución de concentración Desconocida

Lechuga (Lactuca sativa var. buttercrunch) semillas germinadas durante 24 a 26

horas)

Procedimiento

1. Coloque un disco de papel filtro en el fondo de cada uno de los 6 viales.

2. Marque cada uno de los viales con la etiqueta correspondiente a la

concentración de giberelina a trabajar:

0 g de GA/0.2 mL

10-9 g de GA/0.2 ml

10-8 g de GA/0.2 ml

135

10-7 g de GA/0.2 ml

10-6 g de GA/0.2 ml

Solución de concentración desconocida

3. Agregue 0.2 mL de la solución de giberelina correspondiente a cada vial.

4. Coloque 5 semillas pre-germinadas de lechuga sobre el papel filtro de cada

vial. Seleccione aquellas semillas que muestren una radícula entre 2 y 3 mm

de longitud.

5. Coloque los viales en las bandejas transparentes con sus respectivas tapas,

colóquelas bajo las lámparas fluorescentes (incluyendo una “gro-lux”), por 4

días. Después de 24 horas y a los 3 días agregar 0.1 mL de agua a cada

vial.

6. A los 4 días, mida la longitud de cada hipocótilo (desde la unión raíz-

hipocótilo hasta los cotiledones) y regístrela en mm.

Bibliografía


99-104 y 205-210.

Reporte

1. Registre la longitud de los hipocótilos en el cuadro a continuación, indicando

la longitud promedio para cada tratamiento.

GA(g/0.2 mL) Long. Hipocótilos (mm) Long. Promedio(mm)

0

10-9

10-8

10-7

136

10-6

Concentración

Desconocida

2. Grafique la longitud promedio de los hipocótilos para los primeros 5

tratamientos contra la cantidad de GA en g/0.2 mL, utilice (una escala

logarítmica). Utilizando su curva estándar, determine la concentración de GA

en gramos equivalentes de actividad para su solución desconocida. Marque

el crecimiento de su concentración desconocida en la grafica.

Conc. estimada de GA para solución problema: _______________________

Concentración real de la solución problema: _________________________

Cuestionario

1. Su solución de concentración desconocida fue preparada a partir del

compuesto puro comercial ¿Qué factores pueden afectar la precisión del

bioensayo si la solución desconocida correspondiera a un extracto vegetal?

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

137

2. Mencione algunas ventajas y desventajas del uso de bioensayos respecto a

la cromatografía de gases (u otro método) que permita la cuantificación

directa de las hormonas vegetales.

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

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Conclusiones

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________________________________________________________________

________________________________________________________________

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________________________________________________________________

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138


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________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

139

140

PRÁCTICA 21. GERMINACIÓN

Introducción

Una vez que la semilla ha completado su desarrollo se inician los cambios que

darán lugar al establecimiento del reposo en las semillas. Este reposo o

reducción del metabolismo se denomina quiescencia, cuando la causa de que

no ocurra la germinación es fundamentalmente la ausencia de agua. En

cambio, el reposo de las semillas se denomina latencia, cuando la semilla no

germina a pesar de encontrarse en un lugar óptimo en cuanto a la temperatura

y la humedad. Las causas de la latencia son diversas y entre ellas tenemos: la

presencia de testa dura y/o impermeable, inmadurez del embrión, crecimiento

embrionario inhibido, embrión dañado, presencia de inhibidores endógenos de

la germinación y alteraciones fisiológicas reversibles. Existen diversos

mecanismos promotores de la germinación, que pueden ser tanto físicos como

químicos. Entre los físicos se encuentra la escarificación (rompimiento o

eliminación de la testa), la estratificación (tratamiento con frio), el termoperíodo,

el fotoperiodo, entre otros. Entre los métodos químicos se encuentran: la

aplicación exógena de hormonas vegetales, tratamiento con sales (nitrato de

potasio) y tiourea.

Objetivos

Que el alumno aplique diferentes tratamientos (físicos y químicos) para romper

la latencia secundaria en las semillas.

Materiales

Semillas de Palo verde u otras semillas

Cajas de Petri

Filtros para café

141

Agua destilada

Agua en estado de ebullición

Colador metálico

Procedimiento

1. Contar el número de semillas disponibles de palo verde

2. Dividirlas en 5 lotes

Lote 1: No se les dará ningún tratamiento (control)

Lote 2: Se pondrán a hervir en agua por 1 minuto

Lote 3: Se pondrán a Hervir en agua por 1 minuto y medio

Lote 4: Pretratamiento con frío (estratificación)

Lote 5: Rompimiento mecánico de las cubiertas (escarificación química)

3. Se prepararán varias cajas de Petri, a las que se les colocan 2 discos de

filtro para café de 9 cm. De diámetro, se les agregarán 5 ml de agua. Con la

ayuda de una cuchara de plástico se eliminan las burbujas.

4. Marcar las cajas de acuerdo a los pretratamientos de las semillas, de tal

forma que se plantarán en estas condiciones, semillas hervidas previamente

por un minuto y medio, un minuto y sin hervir (control).

5. Cada equipo debe tener al menos una caja por tratamiento. Se colocarán 10

semillas por caja, de manera equidistante.

6. Poner las semillas en la cámara ambiental y revisarlas cada 72 horas, es

conveniente agregarles mas agua después de las primeras 72 horas.

Bibliografía

Vázquez Yañes, C., Orozco, A., Rojas, M., Sánchez, M.E. y Cervantes, V. 1997.

La reproducción de las plantas: semillas y meristemos. La Ciencia Para Todos.

No. 157. FCE. México. p.39, 70, 73,74.

142

Reporte

Tabla 1. Efecto de diferentes tratamientos sobre la germinación de las semillas

del palo verde

Tratamiento % de germinación

72 horas

% de germinación

144 horas

Control

agua en ebullición por 1 minuto

agua en ebullición por

1 minuto y medio

Estratificación

escarificación mecánica

1. ¿Cuál tratamiento dio el mejor resultado (mayor porcentaje de germinación

en el menor tiempo)? Explique

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

143

2. ¿Cuáles son las posibles causas por las cuales su semillas no germinaron

en algunos de sus tratamientos?

________________________________________________________________

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________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

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________________________________________________________________

Cuestionario

1. ¿Que es la latencia?

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________________________________________________________________

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________________________________________________________________

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________________________________________________________________

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________________________________________________________________

________________________________________________________________

144

2. ¿Qué factores determinan la latencia en las semillas?

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

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________________________________________________________________

Conclusiones

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________________________________________________________________

________________________________________________________________

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________________________________________________________________

145

146

PRÁCTICA 22. ESTRÉS POR METALES PESADOS

Introducción

Las plantas son organismos incapaces de moverse de un lugar a otro en busca

del ambiente más adecuado para su crecimiento y por ello no pueden escapar

de las situaciones de estrés ambiental. El concepto de estrés implica la

presencia de un factor externo a la planta, provocado por un ambiente

cambiante, que ejerce una influencia negativa sobre su desarrollo óptimo.

La actividad humana libera, sobre todo al suelo, grandes cantidades de

metales. El exceso de metales esenciales y de otros como Al, Cd, Hg, Ni o Pb,

resulta tóxico para las plantas. La fototoxicidad se manifiesta sobretodo en

suelo ácidos y afecta tanto el crecimiento de la raíz principal como a la

formación de las raíces secundarias. Se calcula que la contaminación mundial

anual por metales pesados excede a la contaminación combinada por desechos

radiactivos y orgánicos.

Considerando que una concentración tóxica es aquella que inhibe de manera

significativa la actividad metabólica y reduce el crecimiento y desarrollo de las

plantas sin inducir la muerte. Es claro que los efectos negativos del cadmio

dependen de su concentración, así que para estimar la tolerancia al cadmio se

realizaran bioensayos utilizando diferentes concentraciones de Cd(NO3)2 (10-2

a 10–6M). Utilizando como control soluciones de Ca(NO3)2.

Objetivo

Evaluar el efecto del nitrato de cadmio sobre la germinación y crecimiento

temprano de algunas especies vegetales.

Materiales

Cd(NO3)2 4H2O ( PM 308.5)

147

Ca(NO3)2 4H2O (PM 236.2)

Cajas de Petri

Papel Whatman

Pinceles

Semillas de moztacilla

Papel Parafilm

Pipetas

Material volumétrico

Prepipetas

Bata

Guantes

Cucharas desechables

Pinceles

Procedimiento

1. Preparar soluciones de Cd(NO3)2 4H2O y Ca(NO3)2 4H2O en

concentraciones de 10-3, 10-4, 10-5 y 10–6M. Recuerde que la pesar las sales

de Cadmio debe ser muy cuidadoso, para ello use bata y guantes.

2. Prepare 85 cajas de Petri de 9 cm de diámetro, coloque un disco de papel

papel filtro (Whatman 5) por caja.

3. Marque cada caja con el tratamiento correspondiente, recordando que son 5

cajas por tratamiento (concentración), además de un control con agua

desionizada. Añadiendo 5 ml de la solución correspondiente. Elimine la s

burbujas con ayuda de una espátula o cuchara limpia.

4. Coloque 10 semillas por caja, distribuidas equidistantemente, esto con

ayuda de un pincel.

148

5. Selle las cajas con papel Parafilm y colóquelas en una estufa a 25°C. Revise

a las 48 horas.

6. Registre el número de semillas germinadas por cada caja y, con la ayuda de

una regla graduada, mida la longitud total de cada una de las plántulas en

cada caja.

Bibliografía

Tadeo, F.R. y Gómez-Cadenas, A. 2008. Fisiología de las plantas y el estrés.

Capítulo 29. En: Talón, M. y Azcón-Bieto, J. Fundamentos de fisiología vegetal.

2da. Edición. Editorial McGraw-Hill. Barcelona. p. 577-597.

Pelayo B., H. R. 1995. Efecto del ácido fenilacético sobre el crecimiento

radicular de Amaranthus hypochondriacus L. Tesis de Maestría. Facultad de

Ciencias. UNAM. Pp.17-18.

Reporte

Registre para cada plántula, la longitud total alcanzada y llene las siguientes

tablas y haga los cálculos estadísticos correspondientes.

Concentración Agua

Planta no. Longitud en cm

1

2

3

4

5

6

7

149

Concentración Agua


8

9

10

n

Media

Desv. std.

Media de medias

Intervalo de

Confianza α=0.05

Concentración Calcio 10-6 M


1

2

3

4

5

6

7

8

150



9

10

n

Media

Desv. std.

Media de medias

Intervalo de

Confianza α=0.05



1

2

3

4

5

6

7

8

9

151



10

n

Media

Desv. std.

Media de medias

Intervalo de

Confianza α=0.05



1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

152



n

Media

Desv. std.

Media de medias

Intervalo de

Confianza α=0.05



1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

n

153



Media

Desv. std.

Media de medias

Intervalo de

Confianza α=0.05

Concentración Cadmio 10-6 M


1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

25

n

154



Media

Desv. std.

Media de medias

Intervalo de

Confianza α=0.05



1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

n

Media

155



Desv. std.

Media de medias

Intervalo de

Confianza α=0.05



1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

n

Media

Desv. std.

156



Media de medias

Intervalo de

Confianza α=0.05



1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

n

Media

Desv. std.

Media de medias

157



Intervalo de

Confianza α=0.05

Concentración Agua desionizada


1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

n

Media

Desv. std.

Media de medias

158

Concentración Agua desionizada


Intervalo de

Confianza α=0.05

Calcule la longitud promedio por tratamiento, calculando la media de medias por

cada tratamiento (es decir el promedio, de las medias obtenidas en cada

repetición o caja de Petri del tratamiento correspondiente). Llene la siguiente

tabla:

Concentración

Molar

Longitud promedio

(cm)

Calcio Cadmio

Cero (agua)

10-6

10-5

10-4

10-3

Grafique en el eje de las “Xs” la concentración y en el eje de las “Ys” la longitud

promedio por tratamiento, con su respectivo intervalo de confianza. Grafique

juntos los resultados de las soluciones de Calcio y Cadmio (use la hoja anexa).

Compare el efecto de cada tratamiento sobre la longitud de las plántulas

aplicando un ANOVA de una vía. Si existe diferencia significativa, aplique la

prueba de TUKEY para determinar cuales tratamiento son los significativamente

distintos.

159

160

Cuestionario

1. ¿Qué tratamiento estimuló más el crecimiento de las plantas? Explique.

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

2. ¿Hubo diferencias significativas entre los tratamientos?¿Cuáles?

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

161

3. ¿Qué efecto tuvo el aumento de la concentración sobre el crecimiento de las

plántulas en el tratamiento con Calcio?

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

4. ¿Cuántos tratamientos control utilizó en este ensayo? Explique

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

162

5. ¿Qué importancia tiene el Cadmio en el desarrollo de la planta?

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

Conclusiones

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

163


________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

________________________________________________________________

164

ANEXO

PRÁCTICA 6. MECANISMO DE REGULACION DEL MOVIMIENTO DE LAS

CÉLULAS GUARDA

Preparación de soluciones

Las primeras 4 soluciones de la lista están en una concentración 2X de la de

trabajo. Cada una se mezcla con una cantidad igual de Ca-MOPS para obtener

la solución de trabajo.

500 mL KCl 200 mM 7.4 g/500 ml

250 ml manitol 400 mM 18.2g/250ml

250 ml cloruro de colina 200 mM 7g/250ml

250 ml KCl 200 mM (3.7g) y ABA 2x10-5M (3 mg) en 250 ml.

Caliente para disolver el ABA

1500 ml MOPS 5Mm: 1.57g/1500ml. Ajustar el MOPS con CaO:

0.1g/1500ml

Diluya cada una de las 4 primeras soluciones en la misma cantidad de Ca-

MOPS, para obtener las concentraciones de trabajo:

1000 ml KCl 100mM en MOPS 2.5mM

500 ml Manitol 200 mM en MOPS 2.5mM

500 ml Cloruro de colina 100 mM en MOPS 2.5mM

500 ml KCl 100mM + ABA (ácido abscísico) 10-5 M en MOPS

2.5mM (cubrir con papel aluminio para mantenerlo en

oscuridad)

Para observación de potasio en células guarda:

20 ml Na3Co(NO3)6 en ácido acético al 10%. Agregue 2 ml de ácido acético

concentrado en 18 ml de agua destilada, luego añada 7g de Na3Co(NO3)6

165

20 ml Sulfito de amonio al 5% (generalmente viene en soluciones al 20-24%,

dilúyalo 1 a 4)

PRÁCTICA 16. DOMINANCIA APICAL


20 ml Acido naftalenacético (NAA) al 1% en lanolina. Disuelva 0.2 g de NAA en

una cantidad mínima de alcohol etílico (alrededor de 2 ml). Funda la lanolina en

un vaso de precipitados hasta obtener exactamente 20 ml y añada la mezcla de

NAA y alcohol en la lanolina ligeramente fría.

100 ml 6-bencilaminopurina (BA) 1.5 mM + 0.1% de Tween 20 en lanolina.

0.034 de BA/100ml. Caliente para disolver. Deje enfriar un poco y añada 0.1 ml

de Tween 20. NO REFRIGERE.

PRÁCTICA 18. SENESCENCIA DE LAS HOJAS


2000 ml quinetina 1 mM: 0.043g/2000ml. Ajuste el pH a 6. Caliente

para disolver.

500 ml espermidina (trihidroclorhídrica) 1 mM: 0.127g/500ml.

Ajustar pH 6-7.

Equipo

Cartas de color Munsell para tejido vegetal (2.5 GY y 5GY) están disponibles en

Macbeth Division of Kollmorgen Instruments, P.O. Box 230. Little Britain Rd.,

Newburgh, NY12551-0230. También se puede utilizar un catalogo de pinturas,

para armar una carta.

PRÁCTICA 19. HORMONAS Y ABSCISIÓN DE LAS HOJAS


Acido naftalenacético (NAA) en lanolina al 1% (ver practica 17)

166

PRÁCTICA 20. BIOENSAYO PARA GIBERELINAS


800 ml Ácido giberélico (GA) 10-6 g/0.2 ml: 4 mg/800 ml. Caliente para

disolver y reajuste el volumen. Use como solución madre para

otras concentraciones menores)

100 ml 10-7 g de GA/0.2 ml: Tome 10 ml de la primera solución y afórelos

a 100 ml con agua destilada

50 ml 10-8 g de GA/0.2 ml: Tome 0.5 ml de la primera solución y afórelos

a 50 ml con agua destilada

50 ml 10-9 g de GA/0.2 ml: Tome 0.05 ml de la primera solución y

afórelos a 50 ml con agua destilada

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