UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR FACULTAD DE …€¦ · Dulce, Camila, Amalía, Rafaela ... Costo de producción de 1000 litros de biofertilizante en “Respuesta agronómica del

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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR

FACULTAD DE CIENCIAS AGRÍCOLAS

CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA

Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en

microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016.

Trabajo de titulación presentado como requisito previo a la obtención del Título de

Ingeniero Agrónomo

Autor: Tello Hidalgo Edgar Gabriel

Tutor: M.Sc. Valdano Leopoldo Tafur Recalde

2018

DERECHOS DE AUTOR

Yo, Edgar Gabriel Tello Hidalgo en calidad de autor y titular de los derechos morales ypatrimoniales del trabajo de titulación "RESPUESTA AGRONÓMICA DEL FRÉJOL(PHASEOLUS VULGARIS L.) A UN BIOFERTILIZANTE CON BASE ENMICROALGAS CHLORELLA Y SCENEDESMUS, 2016." Modalidad parcial, deconformidad con el Art. 114 del CÓDIGO ORGÁNICO DE LA ECONOMÍA SOCIAL DELOS CONOCIMIENTOS, CREATIVIDAD E INNOVACIÓN, concedo a favor de laUniversidad Central de Ecuador una licencia gratuita, intransferible y no exclusiva para el usono comercial de la obra, con fines estrictamente académicos, conservo a mi favor todos losderechos de autor sobre la obra, establecidos en la norma citada.

Así mismo, autorizo a la Universidad Central del Ecuador para que realice la digitalización ypublicación de este trabajo de titulación en el repositorio virtual, de conformidad con lodispuesto en el Art. 144 de la Ley Orgánica de Educación Superior.

El autor declara que la obra objeto de la presente autorización es original en su forma deexpresión y no infringe el derecho de autor a terceros, asumiendo la responsabilidad porcualquier reclamación que pudiera presentarse por esta causa y liberando a la Universidad detoda responsabilidad.

Edga/Gabriel Tello Hidalgo

C.C. 172512327-5

DIRECCIÓN ELECTRÓNICA: [email protected]

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APROBACIÓN DEL TUTOR

DEL TRABAJO DE TITULACIÓN

Yo, Valdano Leopoldo Tafur Recalde en mi calidad de tutor del trabajo de titulación,modalidad; Proyecto de investigación, elaborado por EDGAR GABRIEL TELLOHIDALGO; cuyo título es: "RESPUESTA AGRONÓMICA DEL FRÉJOL (Phaseolusvulgaris L.) A UN BIOFETILIZANTE CON BASE EN MICROALGAS CHLORELLA ySCENEDESMUS, 2016", previo a la obtención del Grado de Ingeniero Agrónomo; consideroque el mismo reúne los requisitos y méritos necesarios en el campo metodológico yepistemológico, para ser sometido a la evaluación por parte del tribunal examinador que sedesigne, por lo que, APRUEBO, a fin de que el trabajo sea habilitado para continuar con elproceso de titulación determinado por la Universidad Central del Ecuador.

En la ciudad de Quito, a los 20 días del mes de noviembre de 2017.

M.Sc. Valdano Leopoldo Tafur Recalde.

DOCENTE-TUTOR

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RESPUESTA AGRONÓMICA DEL FRÉJOL (Phaseolus vulgaris L.) A UNBIOFERTILIZANTE CON BASE EN MICROALGAS CHLORELLA YSCENEDESMUS, 2016.

Ing. Agr. Valdano Tafur R., M.Sc.

TUTOR

APROBADO POR:

Ing. Agr. Juan León, M.Sc.

PRESIDENTE DEL TRIBUNAL

Ing. Agr. Manuel Pumisacho, M.Sc.

PRIMER VOCAL DEL TRIBUNAL

Ing. Agr. Juan Pazmiño, M.Sc.

SEGUNDO VOCAL DEL TRIBUNAL T

2017

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v

DEDICATORIA

Le agradezco a Dios por la bendición de culminar esta etapa importante de mi vida, y sobre

todo por estar siempre a mi lado cuando más lo he necesitado.

El amor incondicional y la lucha de mis padres ha hecho posible que llegue a ser el hombre

que soy hoy, tanto sacrificio y a pesar de las adversidades todos sus esfuerzos han dado

frutos, gracias por su amor. Este trabajo no hubiese sido posible hacerlo sin su ayuda padres

míos.

Guadalupe y Estuardo

A mis abuelitos que son el pilar de esta hermosa carrera, por permitirme conocer todas las

bondades del campo y la importancia de producir alimentos para nuestros semejantes.

Gracias

Delia, Gabriel y Rafael

A todos mis hermanos y hermanas que son parte importante de mi vida y han estado en mis

momentos de dificultad.

Pablo, Lenin, Diego, Fernando, Mauricio, Alejandro, Jhon, Erika, María Mercedes, Cielito,

Dulce, Camila, Amalía, Rafaela

A mis madres Charito, Susy, Kathy y Manuela por su amor incondicional.

A Conchita y Thomas Smith por su amor incondicional, paciencia y bendiciones.

A Tannia por su amor, paciencia y tolerancia. Gracias amor mío.

A Mayrita, Gaby, Kevin y Alex por su ayuda y amistad incondicional.

A Giovanni Onore por su ayuda incondicional y brindarme sus conocimientos.

Al Ingeniero Patricio Gallegos que me ha brindado no solo sus conocimientos sino su amistad.

A la Doctora Yelitza García por su paciencia y cariño, al Doctor Gonzalo Soto por sus

enseñanzas y su entrenamiento en el manejo de microalgas.

A José Magui por ser más que un amigo en mis momentos difíciles en la universidad.

A todos mis amigos y personas que me ayudaron desinteresadamente en todo el proceso de

formación.

vi

AGRADECIMIENTO

Agradezco a Dios, quien me ha guiado y me ha enseñado a ser perseverante y constante.

A mi familia, padre y madre gracias a sus esfuerzos en cada momento de mi vida.

A mi director de tesis Ing. Valdano Tafur por sus enseñanzas y la guía en todo el proceso de

preparación de mi trabajo de grado.

Al Ing. Juan Pazmiño por su valioso tiempo invertido en mi trabajo de grado.

A todos los profesores de la Facultad de Ciencias Agrícolas de la Universidad Central del

Ecuador, quienes que con sus conocimientos y experiencias forman día a día mi ética

profesional.

Al laboratorio de Suelos y en especial a la Ing. Conchita Sosa por permitirme realizar los

análisis necesarios para la culminación de mi tesis.

A todos mis alumnos de las cátedras de Botánica General y Sistemática cuando me

desempeñe como ayudante de cátedra.

vii

ÍNDICE DE CONTENIDO

CAPÍTULOS PÁGINAS

1. INTRODUCCIÓN ………………………………………………………………………..1

1.1. Objetivos ………………………………………………………………………………...2

2. REVISIÓN DE LITERATURA …………………………………………………………3

2.1. Fertilizantes Químicos …………………………………………………………………..3

2.2. Biofertilizantes …………………………………………………………………………..4

2.3. Microalgas ……………………………………………………………………………....6

2.4. Mantenimiento de la solución con microalgas para elaboración de biofertilizantes ….. 8

2.5. Chlorella sp. ……………………………………………………………………………9

2.6. Scenedesmus sp. ………………………………………………………………………..10

2.7. El Fréjol en el Ecuador ……………………………………………………………….. 11

2.8. Descripción botánica …………………………………………………………………..12

2.9. Fréjol negro INIAP 482 Afroandino …………………………………………………..17

3. MATERIALES Y MÉTODOS ………………………………………………………...19

3.1. Ubicación del ensayo ………………………………………………………………….19

3.2. Ubicación geográfica ………………………………………………………………… 19

3.3. Material experimental ………………………………………………………………....19

3.4. Infraestructura ................................................................................................................. 19

3.5. Materiales de laboratorio ................................................................................................ 19

3.6. Características del área experimental ............................................................................. 20

3.7. Análisis estadístico ......................................................................................................... 21

viii

CAPÍTULOS PÁGINAS

3.8. Variables y métodos de evaluación ................................................................................ 22

3.9. Metodología .................................................................................................................... 23

4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ...................................................................................... 32

4.1. Altura de planta .............................................................................................................. 32

4.2. Número de flores ............................................................................................................ 33

4.3. Número de vainas ........................................................................................................... 34

4.4. Longitud de raíz .............................................................................................................. 36

4.5. Peso seco raíz.................................................................................................................. 37

4.6. Peso seco parte aérea ...................................................................................................... 38

4.7. Longitud de vainas ......................................................................................................... 39

4.8. Peso 100 semillas ........................................................................................................... 40

4.9. Rendimiento ................................................................................................................... 42

4.10. Análisis económico ........................................................................................................ 42

5. CONCLUSIONES ............................................................................................................ 44

6. RECOMENDACIONES .................................................................................................. 45

7. RESUMEN ........................................................................................................................ 46

SUMMARY ..................................................................................................................... 47

8. REFERENCIAS ............................................................................................................... 48

9. ANEXOS ........................................................................................................................... 53

ix

LISTA DE CUADROS

CUADROS PÁG.

1. Superficie del territorio ecuatoriano destinada al cultivo de fréjol seco, en hectáreas por año.

................................................................................................................................................... 11

2. Superficie del territorio ecuatoriano destinada al cultivo de fréjol tierno, en hectáreas por

año. ............................................................................................................................................ 12

3. Variedades mejoradas de Fréjol arbustivo............................................................................. 15

4. Variedades mejoradas de Fréjol voluble ............................................................................... 16

5. Características morfológicas Fréjol negro INIAP 482 Afroandino ....................................... 17

6. Características agronómicas Fréjol negro INIAP 482 Afroandino ....................................... 18

7. Características nutricionales Fréjol negro INIAP 482 Afroandino ....................................... 18

8. Tratamientos para la evaluación en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.)

a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. ......................... 21

9. Esquema del Análisis de la varianza en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus

vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016.” ..... 22

10. Características químicas del biofertilizante microalgal (Chlorella y Scenedesmus) ........... 27

11. Informe de resultados de análisis de sustrato utilizado en la investigación ........................ 27

12. Volúmenes aplicados durante la fase de campo en “Respuesta Agronómica del fréjol

(Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus,

2016”. ........................................................................................................................................ 29

13. Costos en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con

base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. ............................................................... 30

14. Costos en “Respuesta Agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante

con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. ........................................................ 31

15. Fuente de financiamiento para “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a

un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”............................. 31

16. Valores promedios de altura de plantas en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus

vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. ..... 32

x

CUADROS PÁG.

17. Análisis de la varianza para la variable número de flores totales en “Respuesta agronómica

del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y

Scenedesmus, 2016”. ................................................................................................................. 33

18. Análisis de la varianza para la variable número total de vainas plantas en “Respuesta

agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas

Chlorella y Scenedesmus, 2016”. .............................................................................................. 34

19. Análisis de la varianza para la variable número de longitud de raíces en “Respuesta



20. Análisis de la varianza para la variable peso seco de raíz en “Respuesta agronómica del

fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y

Scenedesmus, 2016”. ................................................................................................................. 37

21. Análisis de la varianza para la variable peso seco de la parte aérea en “Respuesta



22. Análisis de la varianza para la variable longitud de vaina en “Respuesta agronómica del


Scenedesmus, 2016”. ................................................................................................................. 39

23. Análisis de la varianza para la variable peso de 100 semillas en “Respuesta agronómica del


Scenedesmus, 2016”. ................................................................................................................. 40

24. Rendimiento de diferentes tratamientos aplicados en “Respuesta agronómica del fréjol


2016”. ........................................................................................................................................ 42

25. Costo de producción de 1000 litros de biofertilizante en “Respuesta agronómica del fréjol


2016”. ........................................................................................................................................ 42

xi

LISTA DE FIGURAS

FIGURAS PÁG.

1. Uso de fertilizantes químicos a nivel mundial de acuerdo a la FAO. ..................................... 3

2. Esquema de los cuatro tipos de hábitos de crecimiento. ....................................................... 13

3. Distribución de tratamientos y repeticiones en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus

vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. Quito,

Pichincha. .................................................................................................................................. 21

4. Valores de número total de flores en plantas de fréjol en “Respuesta agronómica del fréjol


2016”. Letras distintas denotan diferencias significativas. La barra vertical indica el doble del

Error Standard de la muestra. .................................................................................................... 34

5. Valores de número de vainas totales en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus

vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. Letras

distintas denotan diferencias significativas. La barra vertical indica el doble del Error Standard

de la muestra. ............................................................................................................................. 35

6. Valores de longitud de raíz en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un

biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. Letras distintas

denotan diferencias significativas. La barra vertical indica el doble del Error Estándar de la

muestra. ..................................................................................................................................... 36

7. Valores de peso seco de raíz en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a

un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. Letras distintas

denotan diferencias significativas. La barra vertical indica el doble del Error Standar de la

muestra. ..................................................................................................................................... 38

8. Valores de peso seco de la parte aérea en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus

vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. Letras

distintas denotan diferencias significativas. La barra vertical indica el doble del Error Standard

de la muestra. ............................................................................................................................. 39

9. Valores de la longitud de las vainas en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris

L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. Letras distintas

denotan diferencias significativas. La barra vertical indica el doble del Error Standard de la

muestra. ..................................................................................................................................... 40

10. Valores del peso de cien semillas en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris

L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. Letras distintas

denotan diferencias significativas. La barra vertical indica el doble del Error Standard de la

muestra. ..................................................................................................................................... 41

xii

LISTA DE FOTOGRAFÍAS

FOTOGRAFÍAS PÁG.

1. Chlorella sp. ............................................................................................................................ 9

2. Scenedesmus sp. .................................................................................................................... 11

3. Fréjol INIAP 482 AFROANDINO........................................................................................ 17

4. Vista microscópica (40X) de las microalgas (Chlorella y Scenedesmus). ............................ 24

5. Fase de masificación de las microalgas (Chlorella y Scenedesmus) ..................................... 25

6. Fase del escalamiento de las microalgas (Chlorella y Scenedesmus) ................................... 25

7. Filtrado del cultivo microalgal (Chlorella y Scenedesmus)................................................... 26

8. Rejilla cámara de Neubauer .................................................................................................. 28

9. Distribución de los tratamientos en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.)

a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. ......................... 53

10. Desarrollo vegetativo de plantas de fréjol en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus


11. Comparación del desarrollo vegetativo entre tratamientos en “Respuesta agronómica del


Scenedesmus, 2016”. ................................................................................................................. 54

12. Desarrollo de vainas ............................................................................................................ 54

13. Maduración de vainas en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un

biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.................................. 55

14. Medición de vainas en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un

biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.................................. 55

15. Medición de raíces tratamiento 2 (100% concentración microalgal) en “Respuesta



16. Comparación de raíces entre tratamientos en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus


17. Medición de pH del biofertilizante microalgal .................................................................... 57

18. Aplicación de solución nutritiva al biofertilizante microalgal ............................................ 57

xiii

LISTA DE ANEXOS

ANEXOS PÁG.

1. Prueba de normalidad Shapiro-Wilk y Bartlett para la variable número de vainas en

"Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofetilizante con base en

microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016" ............................................................................. 58

2. Prueba de normalidad Shapiro-Wilk y Bartlett para la variable número de flores en



3. Prueba de normalidad Shapiro-Wilk y Bartlett para la variable longitud de raíz en



4. Prueba de normalidad Shapiro-Wilk y Bartlett para la variable peso seco de raíz en



5. Prueba de normalidad Shapiro-Wilk y Bartlett para la variable peso seco parte aérea en



6. Prueba de normalidad Shapiro-Wilk y Bartlett para la variable longitud de vainas en



7. Prueba de normalidad Shapiro-Wilk y Bartlett para la variable peso de 100 semillas en



8. Prueba de normalidad Shapiro-Wilk y Bartlett para la variable altura de planta, semana 1 en



9. Prueba de normalidad Shapiro-Wilk y Bartlett para la variable altura de planta, semana 2 en



10. Prueba de normalidad Shapiro-Wilk y Bartlett para la variable altura de planta, semana 3

en "Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofetilizante con base en





xiv

ANEXOS PÁG.










xv

TEMA: Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con

base en microalgas Chlorella y Scenedesmus 2016. Quito, Ecuador

RESUMEN

Para evaluar el efecto de un fertilizante orgánico a base de microalgas (Chlorella y

Scenedesmus) sobre el cultivo del fréjol (Phaseolus vulgaris L.), se realizó un ensayo en la

Facultad de Ciencias Agrícolas, Universidad Central del Ecuador. Los tratamientos

consistieron en añadir el fertilizante orgánico al agua de riego (50 y 100%) y un testigo

absoluto. Se utilizó un diseño completamente al azar, con 3 tratamientos y 11 observaciones,

con 33 unidades experimentales. Los parámetros evaluados fueron: altura de plantas, número

de flores, número de vainas, peso seco raíz, longitud raíz, longitud vaina, peso seco parte aérea

y peso 100 semillas. Se encontraron diferencias estadísticamente significativas en la aplicación

de la mayor dosis para: altura de plantas, número de flores, número de vainas, peso seco de la

parte aérea y peso seco de raíz.

PALABRAS CLAVES: FERTILIZANTES ORGÁNICOS / CYANOPHYTA /

CHLORELLA / SCENEDESMUS / RAÍCES / PHASEOLUS VULGARIS

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TITLE: Agronomic response of bean (Phaseolus vulgaris L.) to the application of a

biofertilizer based on microalgae Chlorella and Scenedesmus, 2016. Quito, Ecuador

SUMMARY

The effect of the irrigation water containing organic fertilizer (Chlorella and Scenedesmus,

microalgae) on the growth in the cultivation of beans (Phaseolus vulgaris L.) was studied.

Was conducted at the Faculty of Agricultural Sciences, Central University of Ecuador.

Treatments consisted of adding liquid organic microalgal fertilizer to each irrigation 50 and

100%, and a control without organic fertilizer. The experimental design was randomized, with

three treatments and 11 observations, assign 33 experimental units. The parameters evaluated

were: plant height, number of flowers, number of pods, weight of 100 seeds, pod length,

weight dry of aerial part, roots length, and weight of dry root. Statistically significant

differences were found in plant height, number of flowers, dry weight of aboveground plants,

dry root weight and pod number.

KEY WORDS: ORGANIC FERTILIZERS / CYANOPHYTA / CHLORELLA /

SCENEDESMUS / ROOTS / PHASEOLUS VULGARIS

• F U N D A C I Ó NitoncaFundación Otonga

Acuerdo ministerial 93 del 28 -V - 1998. Dra. F M. VaJverde, Ministra de Medio Ambiente

RUC: 1791701119001

Apartado 17.03.1 SHA

Quito, Ecuador

Telef.: 593-2-2903876Fax: 593-2-2906389gonore@oton [email protected]

CERTIFICADO

Yo Giovanni Onore, Ing. Agrónomo, PhD y entomólogo, he traducido desde el

español al inglés el resumen del trabajo de grado titulado: "Respuesta

agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en

microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016."

Giovanni Onore

Presidente de la Fundación Otonga

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1. INTRODUCCIÓN

Grageda et al, (2012) sostiene que los cultivos absorben entre un 20 a 40% del fertilizante aplicado, el resto se pierde por diversos mecanismos, generando cuantiosas pérdidas económicas y contaminación ambiental, tal como la eutrofización de cuerpos de agua, lluvia ácida, destrucción de la capa de ozono estratosférica e incremento del efecto de invernadero. La demanda creciente de comida por parte de la población hace que cada día sea más incesante la búsqueda de producir grandes cantidades de alimentos, mediante la utilización de agrotóxicos y fertilizantes que son los componentes de los conocidos paquetes tecnológicos, sin pensar en los daños que acarrea sobre la salud humana.

Según Armenta-Bojórquez et al. (2010) una alternativa para frenar esto es el uso de biofertilizantes preparados con microorganismos aplicados al suelo y/o planta, con el fin de sustituir parcial o totalmente la fertilización sintética. La respuesta de los biofertilizantes varía considerablemente, dependiendo de los microorganismos, tipo de suelo, especies de plantas, y condiciones ambientales. Los microorganismos aplicados deben competir con una micro flora nativa mejor adaptada a condiciones ambientales adversas, incluyendo falta de humedad en el suelo, predación, alta salinidad y pH extremos, que pueden disminuir rápidamente la población de cualquier especie microbiana introducida.

Cruz (2009) afirma que “La degradación de los recursos naturales es un problema evidente en varias regiones del país y debe ser evitado, o por lo menos, controlado”. La misma fuente acota que, para ello es necesario buscar alternativas para incrementar las probabilidades de éxito en el establecimiento de plántulas, en especial en suelos que presenten problemas. Dentro de los requisitos indispensables para un buen establecimiento, están la rápida germinación y el rápido crecimiento de la raíz y parte aérea.

La importancia y manejo de microorganismos benéficos se ha incrementado a tal grado que en la actualidad se ha generado todo un movimiento comercial de los mismos. Así, la producción y comercialización de productos biofertilizantes está encaminada al fortalecimiento de sistemas de producción sostenible. Esto en respuesta a la preocupación que a nivel mundial se ha generado en la demanda de productos alimenticios sin o casi nula aplicación de pesticidas, que no repercuten en la contaminación ambiental (en la cual estamos inmersos), sino que también impactan en la salud humana como agentes tóxicos y cancerígenos (Alarcón, 2000).

La necesidad de los productores agrícolas de elevar al máximo su producción y de mejorar la calidad de su producto sumado al elevado costo de la fertilización, presentan a la inoculación o biofertilización, como una herramienta útil que puede complementar al sistema productivo. La gran variedad de especies bacterianas que pueden utilizarse para la elaboración de inoculantes es tan abundante como los beneficios que se pueden obtener con su utilización (Cruz, 2009).

Cubero (2014) afirma que las microalgas poseen un contenido interesante de micro y macro nutrientes, los cuales, en conjunto, tienen el potencial de mejorar la disponibilidad de nutrientes, pudiendo promover cultivos más robustos y saludables. El suministrar condiciones más nutritivas durante el cultivo de verduras y hortalizas, favorece la obtención no solamente de cultivos más productivos, como ocurre en la fertilización convencional con productos agroquímicos, sino que podría promover la síntesis de sustancias nutricionales y funcionales de interés para el cuidado y mejora de la salud de los consumidores.

2

Vidal et al. (2013) afirman que las micro y macroalgas han sido utilizadas por el ser humano desde hace cientos de años como alimento, forraje, medicamentos y fertilizantes. Los registros más antiguos muestran que las personas recolectaban macroalgas como alimento hace 500 años A.C. en China un millar de años más tarde en Europa. En la actualidad más específicamente durante los últimos 30 años la producción de microalgas se ha incrementado a la par con el desarrollo de la biotecnología. Hoy en día la producción microalgal llega a alrededor de 5000 toneladas de materia seca y genera una facturación de aproximadamente 1250 millones de dólares anuales. Dunstan (1993) citado por Vidal et al. (2013) asegura que las microalgas y cianobacterias constituyen un grupo de microorganismos fotosintéticos caracterizados por una gran diversidad metabólica y capaz de producir diferentes compuestos de importancia nutricional, farmacéutica e industrial, bajo adecuadas condiciones de cultivo.

Por lo antes expuesto se planteó la realización de la presente investigación, programando los

siguientes objetivos.

1.1. Objetivos

1.1.1. General Evaluar la respuesta agronómica del cultivo de fréjol negro (Phaseolus vulgaris L.) a la

aplicación de un biofertilizante a base de microalgas Chlorella y Scenedesmus

1.1.2. Específicos

Evaluar el efecto de las microalgas Chlorella y Scenedesmus como una opción de biofertilización sobre el crecimiento y rendimiento del cultivo de fréjol negro.

Establecer la dosis adecuada del biofertilizante a base de microalgas Chlorella y Scenedesmus en el cultivo de fréjol negro.

Realizar el análisis económico.

3

2. REVISIÓN DE LITERATURA

2.1. Fertilizantes Químicos

Martínez et al. (2013) menciona que, al terminar la segunda guerra mundial (finales de 1945) se buscó una manera de producir alimentos en suficiente cantidad para la población mundial. En 1940, surge en Estados Unidos un modelo de producción, llamado Revolución Verde. Es un modelo de Agricultura intensiva que tiene la finalidad de aumentar los rendimientos de los cultivos, en el que se siembran monocultivos y se usan insumos agrícolas como los fertilizantes químicos, plaguicidas y herbicidas.

La misma fuente sostiene que, ahora se sabe que los agroquímicos tienen efectos nocivos tanto para la salud de las personas como para el ambiente. Es verdad que los fertilizantes químicos y en general, los insumos agrícolas, aumentan la productividad agrícola en los primeros años que se usan, sin embargo, se sabe que la productividad no se sostiene por mucho tiempo. El uso de fertilizantes nitrogenados en el mundo aumenta año tras año (ver Figura 1) y su precio también se incrementa, esto es debido a que el petróleo es fundamental para su elaboración, tanto como materia prima como la energía derivada de éste.

Figura 1. Uso de fertilizantes químicos a nivel mundial de acuerdo a la FAO. Fuente: Martínez et.al (2013). Manual teórico-práctico. Los biofertilizantes y su uso en la agricultura.

En los últimos 22 años, América consume el 23% de los fertilizantes en el mundo. En Estados Unidos de Norteamérica se consume el 13% y en Latinoamérica el 10% restante. “La producción mundial de fertilizantes mantiene una tendencia creciente, de acuerdo con un informe de la Asociación Internacional de la Industria de los Fertilizantes” (FAO, 2009).

La misma FAO, asegura que entre 2002 y 2007 la oferta global creció a una tasa media anual de 3.4 %; en dicho período, la producción alcanzó un promedio de 165,3 millones de toneladas de fertilizantes en base a nitrógeno, fósforo y potasio; sin embargo, en el 2008 la atención se centró en el alza de precios de los alimentos y la seguridad alimentaria, estos aspectos se vieron parcialmente ocultos por la crisis económica de ese año. Este mismo organismo aseguró que después de cinco años de

4

demanda sostenida y una oferta a veces limitada, es probable que este mercado tenga un gran superávit potencial durante el 2013. Se prevé que la demanda aumente en 24 millones de toneladas (en comparación con el 2008). En el caso del nitrógeno se espera un crecimiento del 9 % con respecto al 2008, además de las crecientes exportaciones de este elemento de las regiones de África y Latinoamérica.

Paredes (2014), sostiene que, los fertilizantes inorgánicos convencionales se caracterizan por una rápida disponibilidad de nutrientes para la planta, al ser fuentes muy solubles al contacto con la solución del suelo. Dichas fuentes tienen un costo menor con respecto a los fertilizantes de liberación controlada, pero el uso de los primeros está asociado con pérdidas importantes de nutrientes por lixiviación, principalmente en el caso del nitrógeno (N); lo que reduce la eficiencia del fertilizante (hasta en un 70 %), obligando a aplicar más fertilizante del necesario para compensar las pérdidas y a realizar fraccionamientos para la aplicación. Todo esto representa pérdidas de unidades fertilizantes y mayor probabilidad de contaminación de aguas subterráneas.

2.2. Biofertilizantes

Grageda et al. (2012) asegura que, la interpretación del término biofertilizante es muy amplia, representando desde microorganismos, abonos verdes y estiércoles, hasta extractos de plantas. De manera sintetizada, podemos decir que son productos que contienen microorganismos, que al ser inoculados pueden vivir asociados o en simbiosis con las plantas y le ayudan a su nutrición y protección. Estos microorganismos se encuentran de forma natural en el suelo y abarcan diversos grupos; sin embargo, su población es afectada por el manejo de suelo y uso excesivo de agroquímicos. Según Armenta Bojórquez et al. (2010) los biofertilizantes son preparados de microorganismos aplicados al suelo y/o planta con el fin de sustituir parcial o totalmente la fertilización sintética, así como disminuir la contaminación generada por los agroquímicos. Los microorganismos utilizados en los biofertilizantes son clasificados dentro de dos grupos:

El primer grupo incluye microorganismos que tienen la capacidad de sintetizar substancias que promueven el crecimiento de la planta, fijando nitrógeno atmosférico, solubilizando hierro y fósforo inorgánico y mejorando la tolerancia al stress por sequía, salinidad, metales tóxicos y exceso de pesticidas, por parte de la planta.

El segundo grupo incluye microorganismos los cuales son capaces de disminuir o prevenir los efectos de deterioro de microorganismos patógenos, existen microorganismos que pueden estar en los dos grupos, que además de promover el crecimiento de la planta, inhiba los efectos de microorganismos patógenos.

Cruz (2009) asegura que, los fertilizantes biológicos son biopreparados basados en microorganismos propios del suelo o de las plantas, pero en tasas de población mucho más altas de lo que normalmente se encuentran en la naturaleza, estos cultivos microbianos son multiplicados artificialmente a nivel de laboratorio inicialmente, para ser probados en diferentes especies de plantas en invernadero, usando diferentes concentraciones celulares para encontrar la más eficiente, midiendo parámetros tales como altura de planta, área foliar, entre otros y en caso de obtener resultados positivos se realizaran ensayos en el campo para que posteriormente pueda ser producido a escala industrial. La misma autora sostiene que los fertilizantes biológicos son capaces, de suplir a las plantas directa o indirectamente, de la mayoría de nutrientes necesarios para su desarrollo, debido a sus actividades biológicas, además de mejorar la fertilidad y productividad del suelo agrícola al cual son aplicados.

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2.2.1. Microorganismos benéficos para la agricultura

Según Mark et al. (2002) citado por Cruz (2013) asegura que los microorganismos benéficos constituyen una parte vital del medio ambiente. El hombre los ha utilizado durante mucho tiempo, aunque no siempre comprendiendo de qué manera actúan. Por ejemplo, uno de los principios fundamentales de la revolución agrícola ha sido el de la rotación de cultivos, que permite aprovechar las bacterias del suelo para convertir el nitrógeno atmosférico en nitrógeno asimilable para las plantas. La ciencia moderna permite comprender de qué manera ocurren procesos como éste y facilita el desarrollo tecnológico que hace posible la introducción de nuevos productos a la agricultura y a la biotecnología. En la era actual, en que se pone énfasis en el manejo responsable del suelo y en la sostenibilidad medioambiental, el uso de inoculantes constituye un aspecto verdaderamente promisorio

2.2.2. Microorganismos utilizados como biofertilizantes

Según Armenta – Bojórquez et al. (2010). “Los microorganismos que intervienen en la fijación biológica de nitrógeno atmosférico (FBNA) que es la reducción enzimática de nitrógeno (N2) a amonio (NH4), se clasifican en dos grupos:”

a) microorganismos (bacterias, hongos y algas) que fijan nitrógeno en forma no simbiótica o de vida libre y;

b) así mismo Richards (1987) citado por Armenta – Bojórquez et al. (2010) afirman que los microorganismos que fijan el nitrógeno en forma simbiótica con plantas leguminosas y no leguminosas (azolla, gramíneas y otras), las mayores cantidades de nitrógeno atmosférico fijado, es realizado por leguminosas en asociación simbiótica con bacterias del género Rhizobium. El mismo autor cita a Döbereiner et al., (1995) y afirman que entre las bacterias fijadoras de nitrógeno de vida libre se encuentran los géneros más estudiados que son Azospirillum, Azotobacter, Beijerinckia y Klebsiella, los cultivos en donde ha sido más estudiado este proceso de fijación de nitrógeno son: caña de azúcar, arroz, sorgo, trigo y pastos tropicales forrajeros, donde la fijación de N2 por bacterias asociativas y de vida libre es importante.

Según Santos et al. (2014) algunas tecnologías de conversión de la biomasa de las algas, especialmente la pirólisis, originan un residuo carbonoso que tiene aplicaciones potenciales en agricultura como biofertilizantes, aprovechando la capacidad de las cianobacterias para fijar el nitrógeno atmosférico y para controlar la erosión. Algunos de sus extractos se han revelado como buenos promotores de la germinación y la floración. Las futuras tendencias en el uso agrícola de las microalgas parecen apostar por su actividad preventiva frente al desarrollo de enfermedades que ciertos virus y bacterias generan en plantas.

2.2.3. Ventajas del uso de biofertilizantes

Según Acuña (2003), los biofertilizantes permiten una producción a bajo costo, debido a que están presentes en el ambiente, específicamente en el suelo y agua con un manejo adecuado se puede aislar y masificar a grandes escalas sin la inversión de mucho dinero. Ayudan a la protección del ambiente, no tienen efectos secundarios sobre los recursos que intervienen en el proceso de producción de alimentos (suelo, agua). Los microorganismos mantienen la conservación del suelo desde el punto de vista de la fertilidad y la biodiversidad, en cuestión del recurso agua la mantiene libre de metales pesados que están presentes por el uso indiscriminado de fertilizantes y materiales contaminantes. Los biofertilizantes son uno de los aliados para conseguir alimentos inocuos que no tengan efectos sobre la salud humana.

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Grageda et al. (2012) señala que los beneficios que presenta el uso de microorganismos en la agricultura son:

a) Fitoestimulantes, estimulan la germinación de las semillas y el enraizamiento por la producción de reguladores del crecimiento, vitaminas y otras sustancias.

b) Biofertilizantes, incrementan el suministro de los nutrimentos por su acción sobre los ciclos biogeoquímicos, tales como la fijación de N2, la solubilización de elementos minerales o la mineralización de compuestos orgánicos.

c) Mejoradores, mejoran la estructura del suelo por su contribución a la formación de agregados estables.

d) Agentes de control biológico de patógenos, desarrollan fenómenos de antagonismo microbio-microbio.

e) Biorremediadores, eliminan productos xenobióticos tales como pesticidas, herbicidas y fungicidas

f) Mejoradores ecofisiológicos, incrementan la resistencia al estrés tanto biótico como abiótico.

2.2.4. Características de los biofertilizantes

Acuña (2003) menciona algunas de las características que presentan los biofertilizantes y son las

siguientes:

Los biofertilizantes están compuestos por uno o varios microorganismos. Están involucrados en procesos que se desarrollan dentro de la planta Pueden ser sólidos o líquidos Poseen un tiempo de vida útil larga

2.2.5. Recomendación para el uso de los biofertilizantes

La Asociación Vida Sana (2011), expone las recomendaciones para el uso adecuado de los biofertilizantes que a continuación se enlistan:

No deben exponerse a altas temperaturas ni a la luz directa del sol. Si se aplican a la semilla, se deben sembrar inmediatamente o a más tardar dentro de las

próximas 24 horas. Si el producto se aplica al suelo hacerlo en las primeras horas de la mañana o en la tarde. Asegúrese de la buena preparación del producto antes de ser colocado en el equipo de

aspersión. Use la cantidad apropiada del producto. Lavar adecuadamente el equipo de aspersión antes de adicionar el producto. Utilizar el producto antes de su fecha de caducidad o vencimiento, Almacenar el producto a las temperaturas adecuadas hasta su nueva aplicación. No aplicar si la humedad del suelo es deficiente.

2.3. Microalgas

Santos et al. (2014) sostiene que la investigación con microalgas ha alcanzado una enorme importancia debido, fundamentalmente, a la combinación de usos que pueden tener. Se utilizan con fines energéticos, principalmente para la obtención de biodiésel, aunque también se pueden obtener otros biocombustibles como bioetanol, biometano, biohidrógeno y generar calor y electricidad. Otras

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aplicaciones comerciales de las microalgas buscan obtener productos de alto valor añadido con aplicaciones en la nutrición y salud humanas, acuicultura, cosméticos y biofertilizantes. Además, las microalgas ayudan, durante su crecimiento, a reducir las emisiones de CO2 por biomitigación biológica e intervenir en el tratamiento de aguas residuales. Las microalgas han despertado un enorme interés debido a que son microorganismos fotosintéticos que se caracterizan por su rápido crecimiento, las células se duplican en un periodo de 1 a 10 días, tienen un alto contenido lipídico (más del 50% en peso de materia seca en algunos casos) y utilizan menos superficie para su cultivo. Además, se obtiene una producción de aceite de 15 a 300 veces mayor que con otras especies para una misma área y son los microorganismos con mayor capacidad para fijar el CO2.

2.3.1. Características de las microalgas

Según Santos et al. (2014) las microalgas pueden utilizar cualquier tipo de agua, lo que minimiza enormemente su consumo de agua dulce. En cuanto a los nutrientes necesarios para su crecimiento, fundamentalmente nitrógeno y fósforo, se tienen que adicionar en los sistemas de cultivo o captarlos de aguas residuales, siendo éste uno de los métodos actuales más efectivos para el tratamiento de aguas residuales. En este apartado se revisa el estado en el que se encuentra la producción de biomasa de algas haciendo hincapié en los sistemas de cultivo y de separación de la biomasa.

La misma fuente acota que las algas necesitan, para transformar la energía solar en energía química, luz, CO2, nutrientes y agua. La luz la obtienen del sol por lo que su utilización está limitada por el ciclo de luz natural y la variación estacional y restringida su viabilidad comercial a áreas con alta radiación solar. Se puede utilizar también luz artificial, aunque esta conlleva un mayor consumo energético y mayores emisiones de CO2. El CO2 que necesitan lo pueden fijar de la atmósfera, de emisiones de gases industriales y de los carbonatos solubles, siendo lo más común la alimentación externa, bien por las emisiones industriales o por carbonatos solubles.

Milledge (2011) citado por Santos et al. (2014) acota que actualmente, la producción mundial de microalgas se destina principalmente a aplicaciones de elevado valor añadido, ya que la biomasa de algas, además de contener proteínas, lípidos esenciales, pigmentos, carbohidratos, minerales y vitaminas, posee excelentes cualidades para la obtención de productos naturales. La mayor parte de esta biomasa se comercializa como alimentos medicinales en forma de tabletas o polvo como aditivos. También se pueden extraer compuestos con valiosas aplicaciones como pigmentos, aditivos alimentarios, antioxidantes, cosméticos y biofertilizantes. (Santos et al. 2014)

Según García (2005) las microalgas y cianobacterias pueden actuar como:

Biofertilizantes de arrozales, por inoculación con helechos flotantes como Azolla conteniendo la cianobacteria Anabaena la cual proporciona una fijación simbiótica de nitrógeno.

Bioestimulantes obtenidos de extractos líquidos de Spirulina o de microalgas.

Estructurador de suelos, por aplicación de microalgas vivas.

Biofertilizante, por inoculación al suelo de cianobacterias fijadoras de nitrógeno de manera no simbiótica.

Así también, Cubero (2014) acota que las microalgas son capaces de generar metabolitos secundarios de importancia en biomedicina y agronomía para el desarrollo de compuestos como herbicidas, pesticidas, antibióticos, compuestos anticancerígenos y antivirales, con actividad antiinflamatoria, antitrombótica, antidiabética, cardio, neuro y hepatoprotectora, antianémica y antihistamínica. Las microalgas producen una variedad de compuestos con actividad biológica, que incluyen antibióticos, toxinas, compuestos farmacéuticos activos y reguladores de crecimiento vegetal (Metting, 1996).

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2.4. Mantenimiento de la solución con microalgas para elaboración de biofertilizantes

2.4.1. Condiciones de cultivo

Según el Centro Regional de Investigación Pesquera (CRIP) (2013), estas son las condiciones que se deben manejar en un cepario no tiene la finalidad de producción, pero su objetivo es el de garantizar la disponibilidad continua de cepas de alta calidad que ofrezcan todas las garantías de éxito al momento de iniciar un cultivo comercial. Por este motivo, es importante que el ambiente en el cual se mantienen estos cultivos esté en condiciones adecuadas para garantizar tal disponibilidad.

Iluminación

Para el mantenimiento de las cepas, es recomendable usar luz artificial, ya que es posible controlarla de acuerdo a las necesidades del cultivo. La intensidad luminosa que se utiliza puede variar con el volumen, concentración celular del cultivo y con la especie. Las lámparas que se utilizan con mayor frecuencia son del tipo “cool-white”de 40w.

Temperatura

Para el mantenimiento de las cepas es recomendable mantener temperaturas de 18ºC - 22ºC, aunque se pueden usar temperaturas menores para disminuir la frecuencia de las diluciones de mantenimiento. Para fines de reproducción, los cultivos se mantienen a la temperatura más conveniente para acelerar la tasa de crecimiento. La cual depende de los límites de tolerancia de cada especie. Es importante mencionar que el sistema de iluminación es también una fuente de calor, por lo cual las áreas que se utilizan para el mantenimiento de cepas deben considerar la necesidad de un sistema confiable de control térmico.

Aireación y agitación

En cultivos de pequeños volúmenes no es necesaria una aireación, basta con una agitación manual diariamente. En cultivos a mayor escala, la aireación debe ser leve durante la fase inicial de crecimiento (hasta 1-2 días después de la inoculación) que puede ser aumentada dependiendo de la sensibilidad de la especie. (Es recomendable evitar la formación de espuma, controlando la aireación). Cuando aumenta la concentración celular del cultivo, con la aireación se logra una dispersión efectiva de nutrientes, se mejora la disponibilidad de la luz para las células y se aporta CO2 ayudando a estabilizar el pH. Así mismo se mantienen en suspensión las microalgas, evitando la formación de estratos térmicos y el cultivo se vuelve más uniforme al momento de la cosecha.

pH

Patrick (1968) citado por el CRIP (2013) sostiene que el pH del medio de cultivo determina la solubilidad del CO2 y de los minerales, así como la distribución relativa de las formas inorgánicas de carbono, influyendo directa o indirectamente en el metabolismo de las microalgas. El pH tiene un efecto sobre la solubilidad de varios compuestos metálicos; un amento de pH puede ocasionar una deficiencia en algunos elementos traza. El crecimiento fotosintético de las microalgas provoca cambios en el pH del medio, si este aumenta hasta un pH de 9, el carbonato puede precipitar lo que implica que los nutrientes no se encuentren disponibles Abalde et al., (1995) citado por CRIP (2013).

Salinidad

El mismo organismo cita a Fábregas et al., (1986) y afirman que la concentración de sales minerales disueltas tanto en agua dulce como en agua de mar, puede afectar el crecimiento de las microalgas en función de su actividad osmótica. El efecto de la salinidad adquiere mayor influencia cuando se

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relaciona con otras variables, como temperatura, luz, fuente de nitrógeno y concentración de nutrientes. La membrana plasmática de células microalgales es permeable al agua, pero no a solutos. En un sistema de estrés salino, las células deben equilibrar su presión osmótica con el exterior aumentando la síntesis de solutos o la incorporación de éstos.

2.5. Chlorella sp.

Según la revista Ceibal (2002), Chlorella sp. es una microalga unicelular de color verde, de forma esférica, con un diámetro que está entre 100 y 1.000 veces menor a 1 mm. Pertenece a la división Chlorophyta y a la clase de las Chlorophyceae. El color verde lo obtiene de los cloroplastos, que son las estructuras encargadas de realizar la fotosíntesis. Esta característica le da nombre Chlorella al género, que significa “pequeña verde”. Habita en ríos, arroyos de agua dulce y suelos encharcados. Chlorella sp., es un alga verde de forma elipsoidal, la cual crece en forma de células simples.

2.5.1. Taxonomía

Reino: Protista (Primoplantae)

División: Chlorophyta

Clase: Trebouxiophyceae

Orden: Chlorellales

Familia: Chlorellaceae

Género: Chlorella

Fotografía 1

Chlorella sp.

Fuente: Biblioteca- Plac. Ceibal

2.5.2. Características Principales

La misma entidad sostiene que gracias a la fotosíntesis, que es el proceso por el que adquiere carbono de la atmósfera (como elemento vital para su crecimiento y desarrollo) forma parte de la base de la cadena alimenticia. Se reproduce muy rápidamente y de forma asexual. Para eso precisa el carbono que obtiene de la fotosíntesis, agua, luz y pequeñas cantidades de minerales.

Debido a su rápido crecimiento, se busca la posibilidad de que sea utilizada para producir biodiésel.

Contiene grandes cantidades de proteínas, vitamina C, betacaroteno y vitaminas B (B1, B2, B6 y B12).

Es utilizada para fabricar suplementos alimenticios, productos cosméticos contra el envejecimiento, para estimular el sistema inmune y para la desintoxicación de metales pesados.

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2.5.3. Usos de Chlorella sp.

Romero et al. (2001) afirma que el uso de cultivos algales masivos como tratamiento de aguas residuales ha sido aplicado en numerosos países, y se ha demostrado que es un método muy efectivo. Existe una vasta experiencia en el tratamiento de efluentes contaminados con aguas residuales de la industria pesquera, utilizando Chlorella sp. Esta microalga se ha adaptado satisfactoriamente a estos efluentes, utilizando los nutrientes presentes en el medio, el C02 disponible, etc.

Infante et al. (2011) cita a Garza et al., (2010) y afirma que este género Chorella ha sido aplicado al tratamiento biológico de aguas residuales, probando su efectividad en la remoción de nitrógeno, fósforo, demanda química de oxígeno y metales pesados. Su uso en aplicaciones de bio-remediación ha sido bastante amplio, en forma suspendida o inmovilizada, como cepa pura o en asociación con otros microorganismos no fotosintéticos.

2.6. Scenedesmus sp.

Ramos (2014) menciona que esta microalga pertenece a la división Chlorophyta, Clase Chlorophyceae, Orden Chlorococcales, familia Scenedesmaceae y puede encontrarse solitaria o en parejas formando cenobios. Scenedesmus tiene la capacidad de soportar elevadas concentraciones de nutrientes contenidos en las aguas residuales, poseer actividad metabólica elevada y capacidad de resistir variaciones ambientales lo que la hacen sobrevivir y ser un género común de aguas residuales.

Sedda (2011) acota que, Scenedesmus sp. ha mostrado características elevadas de velocidad de crecimiento, capacidad de remoción de nutrientes en tiempos cortos y buena tolerancia a altas concentraciones de amonio.

2.6.1. Usos de Scenedesmus sp.

Según Chacón et al. (2004) los géneros Chlorella y Scenedesmus, así como algunas especies del grupo de las cianobacterias, se han descrito en el tratamiento de diferentes tipos de aguas residuales, destacando las provenientes de plantas de tratamiento convencionales, de origen industrial, urbano y las derivadas de excretas animales.

Vidal et al. (2013) afirma que la microalga se utiliza como un complemento dietético tanto en humanos como animales, por su alto contenido proteínico, también se han aislado algunos compuestos de interés para la industria de perfumes. Un uso particular es un ungüento al 20 % en extracto de la microalga que sirve para tratar úlcera de la piel, quemaduras y heridas.

2.6.2. Taxonomía

Reino: Plantae

División: Chlorophyta

Clase: Chlorophyceae

Orden: Chlorococcales

Familia: Scenedesmaceae

Género: Scenedesmus

Meyen, 1829

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Fotografía 2

Scenedesmus sp.

Fuente: www.pinterest.com

2.7. El Fréjol en el Ecuador

Según Peralta et al. (2010) el fréjol, forma parte de las especies denominadas “leguminosas de grano comestible”, las que pertenecen a la familia Fabaceae (=Papilionaceae) y cuyo uso principal radica en el consumo directo del grano o semilla y de la legumbre (vaina). Estas leguminosas se caracterizan por su alto contenido de proteína (20 a 46% en grano seco), carbohidratos, minerales y fibra, lo que determina su valor e importancia en la alimentación humana. Cruz (2009) cita al MAG (2005) y afirma que según el III Censo Agropecuario, en el Ecuador para el 2016 se cosecharon 18.767 hectáreas en grano seco y 18.371 hectáreas en verde o tierno, las que proporcionaron 18.050 toneladas métricas y 8.448 toneladas métricas respectivamente, cuyo consumo se efectúo tanto en fresco (grano seco y verde), como para la industria de enlatados. El fréjol posee una gran adaptabilidad a todo tipo de suelo por lo cual ha trascendido en el planeta de tal forma que ocupa el octavo lugar entre las leguminosas sembradas en el planeta.

Cuadro 1. Superficie del territorio ecuatoriano destinada al cultivo de fréjol seco, en hectáreas por año.

Superficie sembrada de fréjol seco (ha)

Año Solo Asociado

2002 12801 52919

2003 12179 50696

2004 12281 45767

2005 15757 51953

2006 15129 41999

2007 11399 42517

2008 14984 41109

2009 11514 37763

2010 10351 44355

2011 10043 46838

2012 9744 28414

2013 11176 27682

2014 8498 21096

2015 10554 20557

2016 8516 14876

Fuente: Visualizador de Estadísticas Agropecuarias del Ecuador ESPAC, SINAGAP

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Cuadro 2. Superficie del territorio ecuatoriano destinada al cultivo de fréjol tierno, en hectáreas por año.

Superficie sembrada de fréjol tierno (ha)

Año Solo Asociado

2002 6677 12435

2003 5289 25748

2004 4990 27379

2005 6403 26800

2006 7079 17621

2007 6174 18003

2008 5673 16168

2009 5764 23143

2010 5347 25500

2011 5748 39218

2012 5484 28003

2013 4716 23605

2014 9497 9988

2015 6045 18336

2016 7443 12382

Fuente: Visualizador de Estadísticas Agropecuarias del Ecuador ESPAC, SINAGAP

2.8. Descripción botánica de la planta de fréjol

Escobar (2015) afirma que una planta de fréjol arbustivo puede alcanzar alturas de 50 hasta 70 cm, dependiendo de su genética y las condiciones ambientales, con una raíz principal pivotante y muchas raíces secundarias muy ramificadas; con tallos delgados, débiles y cuadrangulares; las hojas son alternas, pecioladas, compuestas por 3 foliolos ovalados o rómbicos, con el ápice agudo.

El mismo autor acota que el fréjol posee flores amariposadas con brácteas estriadas dispuestas sobre pedúnculos, ubicados en las axilas de las hojas; el cáliz se divide en 5 lóbulos, 2 de los cuales se encuentran parcialmente unidos; la corola rosa-púrpura a casi blanca, de 5 pétalos desiguales, el más externo es el más ancho y vistoso, llamado estandarte, en seguida se ubica un par de pétalos laterales similares entre sí, llamados alas y, por último los dos más internos, también similares entre sí y generalmente fusionados forman la quilla que presenta el ápice largo y torcido en espiral y que envuelve a los estambres y al ovario; estambres 10, los filamentos de 9 de ellos están soldados y 1 libre; ovario angosto, con 1 estilo largo y delgado, con pelos hacia el ápice, terminado en un estigma pequeño. Los frutos y semillas son legumbres lineares, de hasta 20 cm de largo, a veces cubiertos pubescencias; semillas globosas de formas y colores variables.

Escobar (2015) afirma que los sectores de producción del fréjol se encuentran en zonas que van desde 600 hasta casi 3000 metros sobre el nivel del mar, (las variedades arbustivas tienen un ciclo corto con un período de 80 – 100 días y las variedades volubles o de enredadera con un período vegetativo largo de 150 – 280 días) el fréjol arbustivo requiere una precipitación aproximada de 400 mm de lluvia bien distribuidos; el requerimiento hídrico desde la siembra a la floración es de 120 mm durante 30 días, durante la floración es de 60 mm por 15 días y de 220 mm por 30 días en el período de formación, llenado de vainas maduración.

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Según Peralta et al. (2010) acota que el fréjol tiene dos hábitos de crecimiento de tipo voluble y arbustivo, los cuales presentan características diferentes dependiendo de su zona de cultivo, condiciones edafoclimáticas y características a nivel de cada variedad. Arias et al. (2007) afirma que existen diferentes tipos de hábito de crecimiento y puede ser definido como el resultado de la interacción de varios caracteres de la planta que determinan su arquitectura final. Debido a que algunos de estos caracteres son influenciados por el ambiente, el hábito de crecimiento puede ser afectado por éste. Los principales caracteres morfoagronómicos que ayudan a determinar el hábito de crecimiento son:

El tipo de desarrollo de la parte terminal del tallo: determinado o indeterminado. El número de nudos. La longitud de los entrenudos y, en consecuencia, la altura de la planta. La aptitud para trepar. El grado y tipo de ramificación. Es necesario incluir el concepto de guía definida como la parte

del tallo o de las ramas que sobresale por encima del follaje del cultivo.

El mismo autor acota que los hábitos de crecimiento pueden ser agrupados en cuatro tipos principales como lo demuestra la figura 2:

Figura 2. Esquema de los cuatro tipos de hábitos de crecimiento.

Fuente: Arias et.al (2007). Manual: Buenas Prácticas Agrícolas, en la Producción de Fríjol Voluble

Simultáneamente con lo anterior, esta fuente menciona las características que poseen cada uno de los hábitos de crecimiento de la planta de fréjol y son las siguientes:

Tipo I: hábito de crecimiento determinado arbustivo, con las siguientes características:

El tallo y las ramas terminan en una inflorescencia desarrollada. En general, el tallo es fuerte, con un bajo número de entrenudos, de cinco a diez,

normalmente cortos.

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La altura puede variar entre 30 y 50 cm; sin embargo, hay casos de plantas enanas, más cortas.

La etapa de floración es corta y la madurez de todas las vainas ocurre casi al mismo tiempo.

Tipo II: hábito de crecimiento indeterminado arbustivo, con las siguientes características:

Tallo erecto sin aptitud para trepar, aunque termina en una guía corta. Las ramas no producen guías.

Pocas ramas, pero con un número superior al tipo I, y generalmente cortas con respecto al tallo.

El número de nudos del tallo es superior al de las plantas del tipo I, generalmente más de 12.

Como todas las plantas de hábito de crecimiento indeterminado, éstas continúan creciendo durante la etapa de floración, aunque a un ritmo menor.

Tipo III: hábito de crecimiento indeterminado postrado, cuyas plantas presentan las siguientes características:

Plantas postradas o semipostradas con ramificación bien desarrollada. La altura de las plantas es superior a la de las plantas del tipo I, generalmente mayor

a 80 cm. El número de nudos del tallo y de las ramas es superior al de los tipos I y II; así mismo

la longitud de los entrenudos, y tanto el tallo como las ramas terminan en guías. El desarrollo del tallo y el grado de ramificación originan variaciones en la

arquitectura de la planta.

Algunas plantas son postradas desde las primeras etapas de la fase vegetativa; otras son arbustivas hasta prefloración y luego son postradas. Pueden presentar aptitud trepadora.

Tipo IV: hábito de crecimiento indeterminado trepador. Se considera que las plantas de este tipo de hábito de crecimiento son las del típico hábito trepador. Poseen las siguientes características:

A partir de la primera hoja trifoliada, el tallo desarrolla la doble capacidad de torsión, lo que se traduce en su habilidad trepadora.

Las ramas muy poco desarrolladas a causa de su dominancia apical. El tallo, el cual puede tener de 20 a 30 nudos, puede alcanzar más de 2 m de altura

con un soporte adecuado. La etapa de floración es significativamente más larga que la de los otros hábitos, de

tal manera que en la planta se presentan, a un mismo tiempo, la etapa de floración, la formación de las vainas, el llenado de las vainas y la maduración.

Según Peralta et al. (2010) dentro de las variedades mejoradas de fréjol arbustivo presentes en Ecuador se las mencionan en el cuadro 3:

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Cuadro 3. Variedades mejoradas de Fréjol arbustivo

Nombre Hábito* Color de grano

INIAP 414 Yunguilla I rojo moteado

INIAP 418 Je.Ma. II rojo moteado

INIAP 420 Canario del Chota I Amarillo

INIAP 422 Blanco Belén I Blanco

INIAP 423 Canario I amarillo (canario)

INIAP 424 Concepción I morado moteado

INIAP 425 Blanco Fanesquero I blanco

INIAP 427 Libertador I rojo moteado

INIAP 428 Canario Guarandeño II amarillo

INIAP 429 Paragachi Andino II rojo moteado con crema

INIAP 430 Portilla I rojo moteado

INIAP 480 Rocha I amarillo (canario)

INIAP 481 Rojo del Valle II rojo moteado

INIAP 482 Afroandino II negro

* Hábito de crecimiento I= determinado arbustivo, florece de arriba hacia abajo. Hábito de crecimiento II=indeterminado arbustivo, con una guía pequeña, florece de abajo hacia arriba.

Fuente: Peralta et.al (2010). Manual Agrícola de Fréjol y otras Leguminosas. Cultivos, variedades y costos de producción. Publicación Miscelánea No. 135

2.8.1. Zonas de cultivo fréjol arbustivo

Valles El Chota, Mira y Salinas (Carchi, Imbabura), Guayllabamba y Tumbaco (Pichincha), Patate (Tungurahua), Gualaceo y Yunguilla (Azuay), Vilcabamba, Catamayo, Malacatos (Loja).

Estribaciones de cordillera Intag (Imbabura), Noroccidente de Pichincha, El Corazón (Cotopaxi), Chanchán y Huigra (Chimborazo), Pallatanga (Chimborazo y Bolívar) y Chillanes (Bolívar), Javin y Chontamarca (Cañar).

2.8.2. Características edafoclimáticas

Altitud

1200 a 2500 m (áreas de valle) 1000 a 2200 m (estribaciones)

Clima

Lluvia: 300 a 700 mm de precipitación en el ciclo.

Temperatura: 16 a 20 oC

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Suelos

Franco, arenosos, con buen drenaje. pH: 5.5 a 7 .5

2.8.3. Ciclo de cultivo

En tierno: 80 a 90 días en valles y estribaciones.

En seco: 110 a 115 días en valles y estribaciones.

150 a 165 días en Guaranda (Bolívar).

El mismo autor menciona las variedades mejoradas de fréjol voluble se cultivan en mayor proporción den el Ecuador son las siguientes:

Cuadro 4. Variedades mejoradas de Fréjol voluble

Nombre Hábito* Color de grano

INIAP 412 Toa Iva rojo moteado

INIAP 421 Bolívar Iva rojo

INIAP 426 Canario Siete Colinas Iva amarillo

*Hábito de crecimiento indeterminado, con la carga de vainas en los dos tercios inferiores de la planta, no vuelca al maíz.

Fuente: Peralta et.al (2010). Manual Agrícola de Fréjol y otras Leguminosas. Cultivos, variedades y costos de producción. Publicación Miscelánea No. 135

2.8.4. Zonas de cultivo fréjol voluble

Provincias: Carchi, Imbabura, Pichincha, Chimborazo y Bolívar (para variedades liberadas por el INIAP).

2.8.5. Características edafoclimáticas

Altitud:

2000 a 3000 m

Clima:

Lluvia: 500 a 900 mm de precipitación en el ciclo.

Temperatura: 12 a 18 °C.

Suelos:

Franco y franco arcilloso con buen drenaje.

pH 5.6 a 5.7

2.8.6. Ciclo del cultivo

INIAP 412 Toa: 160 (tierno) a 180 (seco) días. INIAP 421 Bolívar: 155 (tierno) a 185 (seco) días. INIAP 426 Canario: 100 (tierno) a 160 (seco) días.

17

2.9. Fréjol negro INIAP 482 Afroandino

a) Origen

Según Peralta et al. (2011) La nueva variedad de fréjol arbustivo INIAP 482 Afroandino se origina en la línea A55 del CIAT, proviene de la cruza INT244 x INT 272 que ingreso al programa nacional de leguminosas de la EESC del INIAP en 1998, en un vivero de padres donantes de genes (VIPADOGEN). En mayo de 2011 se realiza la liberación y entrega oficial de la variedad en el Valle del Chota.

Características importantes

Reacción a enfermedades importantes: foliar, resistente a antracnosis (Colletotrichum lindemuthianum); raíz, resistente a pudriciones de raíz (F. oxysporum, F. solani y R. solani)

La cantidad de vainas (17 a 23) por planta

Tipo erecto de hábito II, que no se postra

Maduración uniforme

El color y tamaño del grano: negro pequeño, sin brillo.

Tolera la falta de agua y suelos pobres.

Adaptabilidad al Valle del Chota y estribaciones de cordillera.

Alto rendimiento en grano seco: 1894 Kg/ha (41,7 qq/ha) en promedio.

Con un buen manejo agronómico, los rendimientos en grano seco van de buenos a muy buenos 1260 a 2520 kg/ha (28 a 55 qq/ha).

Demanda nacional para consumo directo en grano seco y tierno, enlatado y potencial mercado externo.

Fotografía 3

Fréjol INIAP 482 AFROANDINO.

Fuente: Peralta, E; et.al. 2011. Plegable divulgativo: 135. INIAP 482 AFROANDINO.

2.9.1. Características morfológicas

Cuadro 5. Características morfológicas Fréjol negro INIAP 482 Afroandino

Hábito de crecimiento Indeterminado tipo II

Altura de planta (cm) 45 a 50

Color de la flor Lila

Color del grano seco Negro

Forma del grano Ovalado

Días a la floración (dds) 50 a 60

Largo de vaina (cm) 11 a 13

Días a la cosecha en seco (dds) 120 a 125


18

2.9.2. Características agronómicas

Cuadro 6. Características agronómicas Fréjol negro INIAP 482 Afroandino

Número de vainas por planta 17 a 23

Número de granos por vaina 4 a 5

Peso de 100 granos secos (g) 18


2.9.3. Características nutricionales

Cuadro 7. Características nutricionales Fréjol negro INIAP 482 Afroandino

Proteína (%) 23,19

Carbohidratos (%) 67,05

Fibra (%) 4,22

Grasa (%) 1,36

Calcio (%) 0,07

Magnesio (%) 0,15

Zinc (ppm) 39

Hierro (ppm) 87


19

3. MATERIALES Y MÉTODOS

3.1. Ubicación del ensayo

Este trabajo se realizó en los invernaderos de la Facultad de Ciencias Agrícolas de la UCE donde se implementó el ensayo, las características del sitio experimental se detallan a continuación:

Provincia: Pichincha

Cantón: Quito

Parroquia: Santa Prisca

3.2. Ubicación geográfica

Altitud: 2.863 msnm

Latitud: 0° 11´ 56” S

Longitud: 78° 30´ 24” W

(Coordenadas obtenidas con GPS)

3.3. Material experimental

3.3.1. Semillas

La semilla de fréjol negro utilizada fue adquirida en el Instituto Nacional de Investigaciones Agropecuarias (INIAP - EESC).

3.3.2. Microalgas

Microalgas del género Chlorella y Scenedesmus en consorcio cultivadas a campo abierto.

3.4. Infraestructura

La infraestructura fue uno de los invernaderos de vidrio ubicado en las dependencias de la UCE – FCA, Quito.

3.5. Materiales de laboratorio

Caja de micro-pipetas

Fundas plásticas

Flexómetro

20 Frascos de vidrio

Esferográficos varios colores

Jeringas descartables

Lápices

Libreta de Campo

Microscopio

Cepillo para recolección de muestras

Vasos Erlenmeyer

Placas portaobjetos

Placas cubreobjetos

20

Cámara de Neubauer

Mangueras de silicona

Mandil

Guantes desechables

Cofias

Mascarillas

Cajas petri

Tanques de masificación

Estufa

Cámara de flujo laminar

Tubos de ensayo

Oxigenadores (Motores)

Biorreactor

Gasa

Algodón

Tubos de vidrio

Agitador de soluciones

Lámparas de luz

Fundas plásticas

2 Tanques

Bomba de recirculación

Frascos de vidrio capacidad 18 L

3.5.1. Materiales de campo

Fundas plásticas

Platos desechables

Frascos 250 cc de capacidad

Piola

Etiquetas adhesivas

Solución microalgal

3.5.2. Reactivos

Alcohol

Agua destilada

Nutriente Bayfolan

Agar

Solución de Penicilina 1 000 000

Solución de Fluconazol 150 mg

Urea

3.6. Características del área experimental

N° de Unidades Experimentales: 33

Distancia entre fundas* : 0.10 m

Área total del experimento : (1.80 m x 1.80 m) 3.24 m2

*fundas de dos Kg de capacidad, con 12 gramos de 10-30-10 como fertilizante base.

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Figura 3. Distribución de tratamientos y repeticiones en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. Quito, Pichincha.

Elaboración: El Autor

3.6.1. Factores en estudio

Dentro de esta investigación se trabajó con un solo factor en estudio el cual consiste en la aplicación de diferentes dosis de biofertilizante con base en microalgas en una sola variedad de fréjol, INIAP 482 Afroandino el mismo se detalla a continuación:

Fréjol + agua reposada Fréjol + 50 % de biofertilizante microalgal (2 millones de células microalgales por mL.) Fréjol + 100 % de biofertilizante microalgal (4 millones de células microalgales por mL.)

3.6.2. Tratamientos

Cuadro 8. Tratamientos para la evaluación en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.

N° Tratamiento Descripción

1 T0 Agua reposada

2 T1 50 % de agua con 50 % del biofertilizante

3 T2 100 % biofertilizante


3.7. Análisis estadístico

3.7.1. Diseño experimental

Se utilizó un Diseño Completamente al Azar (DCA), usando tres tratamientos con once observaciones cada uno.

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3.7.2. Esquema del análisis de la varianza

Cuadro 9. Esquema del Análisis de la varianza en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016.”


3.7.3. Análisis funcional

Se realizó pruebas Dunnett al 5 %, porque tiene mayor peso con las comparaciones.

3.8. Variables y métodos de evaluación

3.8.1. Altura de Planta

Se registró la altura de la planta cada 7 días a partir de la siembra. Se midió la altura de cada planta desde el cuello de la raíz hasta el ápice con la ayuda de un flexómetro. Se expresó en cm.

3.8.2. Número de flores

Se contó el total de flores por tratamientos.

3.8.3. Número de vainas

Se registró la cantidad de vainas por cada tratamiento. Se contaron todas las vainas.

3.8.4. Longitud de vaina

Al finalizar la cosecha se medió con un flexómetro cada una de las vainas cosechadas por tratamiento. El resultado fue expresado en cm.

3.8.5. Longitud de raíz

Finalizada la cosecha, de cada planta se extrajo las raíces mediante un lavado del sustrato y se midió el largo de la raíz. El resultado se expresó en cm.

3.8.6. Peso de materia seca de la raíz

Culminado el ensayo se sometió a un secado las raíces en una estufa y se tomó el peso de materia seca. El resultado se expresó en gramos.

Fuentes de Variabilidad Grados de Libertad

Total 32

Tratamientos 2

T1 ᴧ T2 vs T0 1

T1 vs T0 1

T2 vs T0 1

Error experimental 30

Promedio X

CV √

23

3.8.7. Peso de materia seca de la parte aérea de la planta

Al final del ensayo se tomó el peso de la materia seca de las plantas por tratamiento. Las muestras se sometieron a un secado en estufa y se tomó los pesos correspondientes de la materia seca. Los resultados se expresan en gramos.

3.8.8. Peso 100 semillas

De cada vaina se obtuvieron las semillas y de las mismas se pesaron 100.

3.8.9. Rendimiento

Finalizado el ciclo del cultivo se cosechó las vainas de cada tratamiento y se procedió a pesar los granos de cada una por tratamiento en una balanza analítica, el resultado se expresó en kg.

3.9. Metodología

El estudio se lo dividió en dos fases; la primera fase se la realizó en el laboratorio del Centro de Biología y la fase de campo en un invernadero de vidrio, las dos infraestructuras están ubicadas en la Universidad Central del Ecuador, Quito.

3.9.1. FASE LABORATORIO

Producción de biofertilizante

o Toma de muestra

Provincia: Pichincha

Cantón: Mejía

Localidad: La Unión del río Toachi, Km 72.5 - Otongachi

Altura: 850m.

Latitud: 0° 19’ 4.6’’ S

Longitud: 78° 57´ 14.13’’ W

(Coordenadas tomadas con GPS)

o Colecta de las microalgas

La colecta de las microalgas (Chlorella y Scenedesmus), se realizó en riachuelos, charcos, agua corriente y rocas. Las muestras de microalgas se colectó en frascos estériles, en los cuales se colocó el agua del sitio y se realizó un raspado de las rocas con un cepillo.

o Tratamiento de las muestras

Las muestras fueron llevadas al laboratorio donde se mantuvieron en reposo durante 72 horas a temperatura ambiente. Pasado este tiempo y con la ayuda de un microscopio óptico se verificó la presencia de las especies de microalgas de interés (Chlorella y Scenedesmus).

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Fotografía 4

Vista microscópica (40X) de las microalgas (Chlorella y Scenedesmus).

Fuente: El Autor

o Propagación

Pasada las 72 horas se procedió a propagarlas, lo cual consistió en dividir la muestra en proporciones 1:1 de agua destilada en matraces Erlenmeyer con capacidad de 500 mL, con aireación permanente y luz constante a una temperatura aproximadamente de 20 °C. Se adicionó 1 mL de una solución nutritiva a base de un fertilizante foliar completo 9-9-7 diluido al 3%, cada 3 días. Esta fase tuvo una duración de 30 días.

o Aislamiento

Una vez que se comprobó que en la muestra hubo presencia de las microalgas de interés (Chlorella y Scenedesmus), con ayuda de una pipeta Pasteur con punta reducida se tomó una gota de muestra de fitoplancton y se colocó en un portaobjeto y bajo el microscopio (40x), donde las células de interés se succionaron por capilaridad con la pipeta y se pasó a un portaobjetos limpio o a una lámina de pocillos con una gota de agua estéril. Este procedimiento se repitió, “lavando” la célula en agua estéril hasta cuando no se observaron contaminantes y la gota contuvo un solo tipo de células. La célula aislada se colocó en micro tubos de 2 mL completando con agua destilada y fue cerrado herméticamente para su conservación.

o Masificación

De los micro tubos se tomó una alícuota y se le añadió diariamente una gota de la solución nutritiva a base de un fertilizante foliar completo 9-9-7 diluido al 3% durante 7 días. Se mantuvo a temperatura ambiente y herméticamente cerrado. Posteriormente se transfirió a un tubo de ensayo, se le agregan 8 mL de agua destilada y se le añaden 3 gotas del fertilizante foliar completo 9-9-7 diluido al 3%, se dejó a temperatura ambiente y con exposición a luz blanca permanente, durante 15 días.

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Fotografía 5

Fase de masificación de las microalgas (Chlorella y Scenedesmus)

Fuente: El Autor

Para evaluar el crecimiento de las microalgas se realizaron tres conteos utilizando una cámara de Neubauer mejorada de 0,1 mm de profundidad con ayuda de un microscopio óptico con un intervalo no menor de 3 días.

o Escalamiento

Primera fase cuando las microalgas alcanzaron como mínimo 1,6 x 106 células mL-1, se procedió a realizar la primera fase del escalamiento, que consistió en transferir el cultivo microalgal de los tubos de ensayo a un matraz Erlenmeyer de capacidad 250 ml, aforando con agua destilada y se añadió 3 mL de fertilizante foliar completo 9-9-7 diluido al 10%, cada 3 días, implementando un sistema de aireación y luz blanca permanente. Esta etapa duró un mínimo de 21 días, durante los cuales se hicieron recuentos cada tres días para evaluar el crecimiento de las microalgas.

Fotografía 6

Fase del escalamiento de las microalgas (Chlorella y Scenedesmus)

Fuente: El Autor

26

Según los ensayos realizados una vez trascurridos los 21 días, el crecimiento de las microalgas debió alcanzar como mínimo 4 x 106 células mL-1.

La segunda fase del escalamiento se realizó mediante la trasferencia del cultivo microalgal del matraz Erlenmeyer a envases con una capacidad de 20 L, se aforó con agua destilada hasta completar las 2/3 partes, debido a que se necesitara espacio libre para el intercambio de gaseoso y se añadió 15 mL de fertilizante foliar completo 9-9-7 sin diluir, implementando un sistema de aireación y luz blanca permanente. Esta fase duró aproximadamente 7 días, al final se realizó un conteo para evaluar el crecimiento de las microalgas, hasta que obtuvo 16 x 106 células mL -1. Visualmente se observó una coloración verde oscura, lo cual fue indicativo del adecuado crecimiento microalgal.

La tercera fase consistió en filtrar en una malla el cultivo microalgal contenido en el envase de 20 L y se trasfirió a un tanque de 200 L, el cual contuvo agua potable a un 85% de su capacidad previamente reposada por un mínimo de dos días para disminuir la cantidad de cloro, se añadió 150 mL de fertilizante foliar completo 9-9-7 sin diluir, implementando un sistema de aireación y con exposición a la luz natural. Este tanque se tapó con un plástico transparente para evitar la contaminación de agentes externos.

Pasados 7 días se obtuvo el fertilizante orgánico listo que se usó en campo, esto permitió disponer con un insumo permanente de fertilizante orgánico.

Fotografía 7

Filtrado del cultivo microalgal (Chlorella y Scenedesmus)

Fuente: El Autor

o Características químicas del fertilizante orgánico

Los resultados del análisis químico del fertilizante orgánico se presentan en la Tabla 1; este presentó un pH ácido (6,32), el cual está dentro del rango que proporciona mejores condiciones de asimilabilidad (Ginés et al. 2002). Presenta valores altos de manganeso, hierro, boro y de cobre, los cuales están involucrados en importantes procesos metabólicos de las plantas.

El nutriente con más alto valor reportado fue el manganeso el cual interviene en la síntesis de clorofila, además que ayuda en la germinación y maduración de las plantas e incrementa la

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disponibilidad de P y Ca. El hierro se encarga de la formación de la clorofila y actúa como transportador del oxígeno. El cobre es importante en procesos tales como la fotosíntesis, respiración y desintoxicación de radicales y lignificación, en el metabolismo secundario es importante para incrementar la resistencia de la planta a enfermedades, debido a la producción de lignina interpone una barrera mecánica contra la entrada de organismos (Kirkby y Römheld 2007).

El Boro se encontró en menor concentración como micronutriente. Esté microelemento participa en tres procesos principales: preservación de la estructura de la pared celular, mantenimiento de las funciones de la membrana y como cofactor de las actividades metabólicas (Malave y Carrero 2007).

Cuadro 10. Características químicas del biofertilizante microalgal (Chlorella y Scenedesmus)

pH C.E g por 100 ml (%) Mg l-1 (ppm)

dS m-1 N Total P K Ca Mg S B Zn Cu Fe Mn

6,3 3,12 0,1 0,13 0,19 0,09 0,02 0,03 3,4 0,2 3,2 3,8 6,4

Fuente: Laboratorio del Instituto Nacional de Investigaciones Agropecuarias (INIAP)

3.9.2. Fase campo

Una vez obtenido el biofertilizante se inició con la fase de campo en el invernadero.

El sustrato que se utilizó en el ensayo se adquirió en Agrocalidad, el mismo fue esterilizado y posteriormente se lo envió a un análisis, los resultados se adjuntan.

Cuadro 11. Informe de resultados de análisis de sustrato utilizado en la investigación

No. Laborat.

Identificación pH dS/m R g/100ml (%) mg/l (ppm)

C.E C/N N-

NH4 P K Ca Mg S M.O B Zn Cu Fe Mn

104458 Muestra 1 5.94 0,16 12 1.85 14.16 11.07 4.05 18.89 0 0 0.08 35.1 0.12

Fuente: Laboratorio del Instituto Nacional de Investigaciones Agropecuarias (INIAP)

Se llenó fundas de 2 kg con el sustrato a la misma se añadió 12 gramos de 10-30-10 y se las ubicó en el sitio experimental dentro del invernadero.

Se procedió a etiquetar las bolsas de la siguiente manera: T0: etiquetas color amarillo; T1: etiquetas color verde; y T2 etiquetas color naranja, una vez etiquetadas se adicionaron 12 g de fertilizante 10-30-10 en cada bolsa y se sembró dos semillas por golpe de fréjol.

El 100 % de concentración tiene una población de 4 millones de células microalgales por mL, el 50 % de concentración una población microalgal de 2 millones de células por mL y el testigo agua reposada.

Para el conteo y determinación de las células microalgales dentro de la solución se procedió de la siguiente manera:

Cálculos de recuento celular

Para cerciorar que se aplicó el número de células microalgales para cada dosis, 2 millones de células microalgales por mL (T1 50% de concentración microalgal) y 4 millones de células microalgales por mL

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de solución (T2 100% de concentración microalgal) se trabajó con una metodología para el recuento celular.

Según la metodología del CRIP (2013), se contaron todas las células presentes en los 4 cuadros de 1mm2 marcados como A, B, C y D, la concentración celular se calcula de acuerdo a la fórmula:

C=(N) x (104) x (dilución)

En donde:

C=células/mililitro

N= Promedio de células presentes en 1mm2 (0.1μl)

Dil= Factor de dilución (cuando se consideró necesario diluir la muestra).

Es importante mencionar que, se usó 1 ml de muestra y 9 ml de agua destilada, el volumen total es de 10 mL y el factor de dilución es =10 (esta dilución se define como uno en diez.

104 = Factor de conversión de 0.1μl a 1ml.

Cámara de Neubauer

Fotografía 8

Rejilla cámara de Neubauer

Fuente: www.celeromics.com

Los materiales necesarios con que se realizó el recuento celular fueron los siguientes:

Muestra celular a medir

Cámara de Neubauer

Microscopio óptico

Cubre objetos

Pipeta / micropipeta con puntas

Con la ayuda de una micropipeta o pipeta se tomó una muestra de la solución previa a la aplicación de riego y se la colocó sobre la cámara de Neubauer, las áreas marcadas son las tomadas para el conteo, se tomó a consideración lo siguiente, no se cuentan las células que están fuera de los 16

29

cuadros de cada cuadrante, ni las que se sitúan en las líneas de las mismos, culminado el conteo se procedió de la siguiente manera.

Se suman las células microalgales de los cuatro cuadrantes, y se multiplicó por el factor de dilución que es 10000.

Cuando la concentración celular en el medio de cultivo presentó valores mayores a utilizar se procedió a diluir hasta obtener la concentración necesaria.

El riego se realizó todos los días y los tratamientos con sus respectivas concentraciones celulares se aplicaron según el siguiente cuadro:

Cuadro 12. Volúmenes aplicados durante la fase de campo en “Respuesta Agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.

Tratamientos Volumen aplicado de biofertilizante primer mes

T0 250 mL de agua reposada

T1 250 mL de biofertilizante, concentración 50 %


Volumen aplicado de biofertilizante segundo mes




Volumen aplicado de biofertilizante tercer y cuarto mes





La altura de las plantas se tomó con flexómetro cada semana a partir de la aparición de las hojas verdaderas.

Se cuantificó el número de flores cuando el 50 % de las plantas alcanzo la floración.

Cuando las plantas requirieron tutoreo se las guio con piola debido a que la variedad con la que se trabajó presenta un hábito de crecimiento II, lo cual significa que es arbustivo, pero presenta una pequeña guía y florece de abajo hacia arriba (Manual agrícola de fréjol y otras leguminosas, INIAP).

El ensayo finalizó cuando las vainas obtuvieron su madurez fisiológica y se procedió a cosecharlas y colocarlas en fundas de papel rotuladas respectivamente con cada tratamiento y repetición.

Cada vaina que se cosechó de los diferentes tratamientos y se las midió con un flexómetro.

Para el análisis de las demás variables se procedió de la siguiente manera:

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Para peso materia seca, parte aérea

Se cortó la parte aérea con tijeras de podar, se colocó en fundas de papel periódico etiquetadas previamente, se selló y se las envió al laboratorio para el secado en estufa durante 24 horas a una temperatura de 60 0 C y posteriormente se pesó en una balanza analítica.

Para longitud de raíz y peso seco de raíz

Se extrajo las raíces se limpió el sustrato y se midió con la ayuda de un flexómetro luego se colocó en fundas de papel periódico rotuladas previamente. Se selló y se las envió al laboratorio para el secado en estufa durante 24 horas a una temperatura de 60 0 C y posteriormente se pesó en una balanza analítica.

3.9.3. Costos de investigación

Cuadro 13. Costos en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.

Rubro Cantidad Unidad

Valor U.

Total Dólares

Insumos

Fréjol negro 1 Kilo $ 3,50 $ 3,50

Fertilizante Byfolan 6 Frasco $ 9,00 $ 54,00

Mangueras de silicona 20 Metro $ 0,40 $ 8,00

Papel Aluminio 2 Unidad $ 1,80 $3,60

Guantes 1 Caja $3,00 $3,00

Mascarillas 1 Caja $3,00 $3,00

Subtotal $ 75,10

Servicios

Análisis de biofertilizantes (antes de la aplicación)

2 Análisis $ 40,00 $ 80,00

Análisis sustrato 1 Análisis $ 40,00 $ 40,00

Análisis de materia seca 33 Análisis $ 7,00 $ 231,00

Subtotal $ 351,00

TOTAL $ 426,10

Imprevistos 1 % 5% $ 21,30

GRAN TOTAL $ 447,40


31

Cuadro 14. Costos en “Respuesta Agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.

Concepto Unidad Cantidad Valor U. Total

Dólares

Materiales

Jeringas Paquete 10 $ 0,80 $ 8,00

Cuaderno de

laboratorio Unidad 1 $ 1,50 $ 1,50

Carpetas Docena 1 $ 5,00 $ 5,00

Impresiones Unidad 200 $ 0,10 $ 20,00

Otros materiales Varios 2 $ 80,00 $ 40,00

Transporte Días 134 $ 1,50 $ 201,00

Comida Unidad 134 $ 3,00 $ 402,00

Sueldo Meses 6 $ 300,00 $ 1.800,00

TOTAL $ 2477,50


3.9.4. Financiamiento

Este proyecto fue financiado en un 30% por el investigador y el 70% por Prometeo.

Cuadro 15. Fuente de financiamiento para “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.

Fuente de Financiamiento Valor US$ Equivalencia (%)

Autofinanciamiento

Prometeo

495.50

1982

20

80

Total 100


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4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN

4.1. Altura de planta

Cuadro 16. Valores promedios de altura de plantas en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.

Letras distintas en la misma columna denotan diferencias significativas.

La variable altura cumple con el supuesto de normalidad para cada una de las semanas ya que según la prueba de Shapiro-Wilk P(W) > 0.01, para la Sem1 P(W)= 0.5940; Sem 2 P(W)= 0.2630; Sem 3 P(W)= 0.4043; Sem 4 P(W)= 0. 8367; Sem 5 P(W)= 0.6828; Sem 6 P(W)= 0.0547 y Sem 7 P(W)= 0.1618 respectivamente.

El Cuadro 16, muestra la altura de planta del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) durante el desarrollo vegetativo, a partir de los 21 días después de la siembra (Dds) las plantas muestran diferencias significativas para esta variable, siendo el tratamiento 2, en el cual se aplicó la mayor dosis de el biofertilizante las plantas muestran mayor altura con respecto al testigo y al tratamiento 1, donde se aplicó un 50% de biofertilizante.

Desde los 7 Dds se observaron diferencias estadísticamente significativas entre tratamientos manteniéndose así hasta el final. Los 42, 57 y 64 Dds se presentan diferencias significativas entre los tratamientos, presentando mayor altura el tratamiento 2, en el cual se aplicó la mayor dosis de biofertilizante (100%), el testigo y el tratamiento 1, en los cuales se aplicó un 50% del biofertilizante presentan alturas distintas desde el punto de vista estadístico, tendencia que se mantiene hasta el final del ensayo, quedando el testigo por debajo de T1 (50%) y del T2 (100%), con valores de 16.20, 33.25 y 72.12 cm respectivamente.

Dds Tratamientos Altura (cm)

-X ±DS

7 T0 7.22 ±0.41 b

T1 7.58 ±0.28 b

T2 9.58 ±0.47 a

14 T0 8.07 ±0.41 b

T1 8.76 ±0.26 b

T2 11.27 ±0.50 a

21 T0 9.14 ±0.47 b

T1 10.13 ±0.55 b

T2 14.61 ±0.99 a

28 T0 9.52 ±0.50 b

T1 10.87 ±0.43 b

T2 24.26 ±1.08 a

42 T0 11.00 ±0.90 c

T1 18.97 ±3.31 b

T2 55.49 ±3.07 a

57 T0 14.59 ±2.23 c

T1 32.69 ±9.59 b

T2 68.83 ±3.58 a

64 T0 16.20 ±2.24 b

T1 33.25 ±9.57 b

T2 72.12 ±4.43 a

33

Por lo tanto, las plantas donde no se aplicó fertilizante orgánico presentaron menor altura, resultado similar es el encontrado por Gómez et al. (2008), quienes determinaron que al incorporar abono orgánico al cultivo del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) se estimaron incrementos significativos en la altura de la planta del 23% con respecto al tratamiento sin abono orgánico.

Alturas diferentes encontró Moreno et al (2014) en un ensayo con Phaseolus vulgaris L. evaluando dos métodos de riego bajo condiciones de campo abierto, reportando una altura de 33 cm para el tratamiento de riego localizado.

Arteaga et al. (2011) reportan que el promedio de altura de la planta de P. vulgaris L. fue aumentado en el tiempo, comenzando en 10,56 cm a los nueve días y finalizando con 33,6 cm para todas las condiciones de tratamientos (humus de lombriz, tierra y humus) mostrando comportamiento lógico en función del crecimiento y desarrollo de la planta.

Negrín y Jiménez (2012) con la aplicación de un biosólido de residuales pecuarios al suelo, reportan una diferencia estadística para la altura de las plantas a partir de los 32 días de establecido el cultivo, alcanzando la mayor altura (0.65m) y el mayor índice de crecimiento en el último periodo, con la aplicación de la mayor dosis (9 t. en Phaseolus vulgaris L.

4.2. Número de flores

Cuadro 17. Análisis de la varianza para la variable número de flores totales en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.

Fuente de variación

G.L Suma C. C. Medio F P

Tratamientos 2 5407.00 2703.50 38.1 0.0000 Error 21 1491.63 71.03 Total 23 6898.63

CV 32.26

El análisis de esta variable muestra un efecto positivo (P < 0,05) del número total de flores a la aplicación del biofertilizante con base en microalgas, como se observa en el cuadro 18. Es decir, existen diferencias significativas al 5% entre al menos dos tratamientos en relación con el número de flores total. Además, los resultados se pueden considerar confiables ya que el coeficiente de variación es menor de 35% y adecuada precisión por haber 21 grados de libertad en el error experimental. Además de que la variable número de flores cumple con el supuesto de normalidad ya que según la prueba de Shapiro-Wilk P(W) > 0.01 el valor P(W) es de 0.0532.

34

Tratamientos

0 1 2

Nú

me

ro to

tal d

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res

10

20

30

40

50

a

b

a

Figura 4. Valores de número total de flores en plantas de fréjol en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. Letras distintas denotan diferencias significativas. La barra vertical indica el doble del Error Standard de la muestra.

La Figura 4 muestra los resultados de la prueba de medias de Dunnett, la media del tratamiento T2 (100%) es el único que se diferencia de la media del tratamiento testigo y del T1 (50%). Hay diferencia significativa entre los tres tratamientos donde el T2 presenta el mayor número de flores (46,87), seguido por el tratamiento T1 y T0 que presenta el menor número de flores, con 19.62 y 11.87 respectivamente.

Resultados similares obtiene Jácome V. et al (2013) quien reporta que el número de flores se duplicó aplicando un tratamiento con lombricompost (5 Mg ) con respecto al testigo.

4.3. Número de vainas

Cuadro 18. Análisis de la varianza para la variable número total de vainas en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.




CV 31,07

El análisis de esta variable muestra un efecto positivo (P < 0,05) del número total de vainas a la aplicación de un biofertilizante con base en microalgas, como muestra el cuadro 18. Por lo tanto, existen diferencias significativas al 5% entre al menos dos tratamientos en relación con el número de vainas totales. Además, los resultados se pueden considerar confiables ya que el coeficiente de

35

variación es menor de 35% y adecuada precisión por tener 21 grados de libertad en el error experimental. Además de que la variable número de vainas cumple con el supuesto de normalidad ya que según la prueba de Shapiro-Wilk P(W) > 0.01 el valor P(W) es de 0.8116.

Negrín et al. (2012), reportaron que la cantidad de vainas por planta en Phaseolus vulgaris L. presentan diferencias altamente significativas entre todos los tratamientos estudiados, destacándose la de mayor dosis de biosólidos de residuos pecuarios aplicada que presentó la mayor cantidad de vainas promedio (18,40) sobresaliendo a los demás tratamientos.

Por otra parte, Pupiales et al. (2012) demostraron la posibilidad de igualar el número de vainas por planta que se obtiene a través de una fertilización inorgánica con la aplicación combinada de distintos residuos orgánicos, esto como resultado de la influencia directa de las poblaciones microbiales sobre la disponibilidad de elementos tales como el nitrógeno, fosforo y el azufre.

Según los resultados de la prueba de medias de Dunnett, la media del T2 (75,250) es el único que se diferencia de la media del tratamiento testigo (15,125) la cual es similar a la longitud de la media (Figura 5).

García (2016) cita a Aguilar-Benítez et al (2011), y afirman que se encontraron que las interacciones significativas detectadas entre: el cultivar y el tiempo de producción y entre la concentración de vermicompost y el tiempo de producción de vainas, indican que la producción de vainas dependió del cultivar, duración de la etapa reproductiva y del contenido de vermicompost. Sin embargo, el número de vainas producidas durante el ciclo de cultivo incremento con el vermicompost.

Arciniega. et al (2014), encontraron que en el número de vainas por planta los valores más altos ocurrieron en los tratamientos con estiércol de 10 y 20 Mg y con fertilizante químico, y el menor valor en el testigo.

Tratamientos

0 1 2

Núm

ero

tota

l de

vain

as

10

20

30

40

50

60

70

80

a

b

a

Figura 5. Valores de número de vainas totales en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. Letras distintas denotan diferencias significativas. La barra vertical indica el doble del Error Standard de la muestra.

36

4.4. Longitud de raíz

Cuadro 19. Análisis de la varianza para la variable longitud de raíces en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.




CV 14.24

La variable longitud de raíz cumple con el supuesto de normalidad ya que según la prueba de Shapiro-Wilk P(W) > 0.01 el valor P(W) es de 0.0958.

La aplicación del biofertilizante con base en microalgas no tuvo efecto (P< 0,05) sobre la variable longitud de raíz, como muestra el Cuadro 19. Es decir, estadísticamente los tres tratamientos se comportan de manera similar.

La figura 6 muestra que el valor más alto (47,54 cm) de longitud de raíz pertenecen al T2 (100% de biofertilizante), y el más bajo (40,93 cm) se obtiene con el T1 (50% de biofertilizante), no encontrándose diferencia significativa entre ninguno de los tratamientos. Estos resultados son similares a los obtenidos por Hernández (2014), en un ensayo con plántulas de albahaca, en el que se evaluó un sustrato de macroalgas marinas en diferentes proporciones, no obteniendo diferencias en la longitud de raíz entre tratamientos

Esto difiere de lo obtenido por Rueda et al. (2010) quienes demostraron que el uso de fertilizantes orgánicos en el cultivo de chile piquín (Capsicum annuum L). var. Aviculare, tuvo un efecto positivo en la longitud de raíz en suelos salinos y no salinos.

Tratamiento

0 1 2

Longitu

d d

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(cm

)

10

20

30

40

50

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a

Figura 6. Valores de longitud de raíz en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. Letras distintas denotan diferencias significativas. La barra vertical indica el doble del Error Estándar de la muestra.

37

4.5. Peso seco raíz

Cuadro 20. Análisis de la varianza para la variable peso seco de raíz en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.




CV 29.29

El análisis de esta variable muestra un efecto positivo (P < 0,05) del peso seco de raíz a la aplicación de un biofertilizante con base en microalgas, como muestra el cuadro 20. Se debe acotar que la variable peso seco de raíz cumple con el supuesto de normalidad ya que según la prueba de Shapiro-Wilk P(W) > 0.01 el valor P(W) es de 0.0711.

Es decir, existen diferencias significativas al 5% entre al menos dos tratamientos en relación con el peso seco de raíz. Además, los resultados se pueden considerar confiables ya que el coeficiente de variación es menor de 35% y adecuada precisión por haber 21 grados de libertad en el error experimental. Esto es debido posiblemente a que las plantas donde se aplicó el fertilizante orgánico almacenaron mayor contenido de materia seca y el fósforo aportado por el fertilizante orgánico estimuló el crecimiento rizogénico (Mengel K, EA Kirkby 2001).

La figura 7 muestra el valor más alto (1,92 g) de peso seco de raíz del T2 (100% de biofertilizante), y el valor más bajo lo presenta el tratamiento testigo, no encontrándose diferencia significativa entre este T1 (50% de biofertilizante), con valores de 0,92 y 0,93 g respectivamente.

García-Orellana (2016), en un ensayo para evaluar el efecto de la fertilización orgánica sobre el crecimiento de la albahaca se encontraron diferencias significativas entre los tratamientos para la variable peso seco de raíz, obteniéndose el mayor peso de raíz el tratamiento donde se aplicó un 50% de fertilizante orgánico microalgal.

En los últimos años se han aportado gran cantidad de pruebas que demuestran que los microorganismos, incluyendo algas, levaduras, actinomicetos, hongos y bacterias son capaces de producir sustancias reguladoras del crecimiento tales como auxinas, giberelinas, citoquininas, etileno y ácido abscísico en cantidades apreciables que inducen el crecimiento de raíces adventicias (Arshad y Frankemberger 1993).

A diferencia de Arteaga et al. (1999) reportaron que los análisis de varianza para peso seco de las raíces de Phaseolus vulgaris L. en respuesta al compost, no encontraron diferencias significativas para ninguna condición de tratamientos, por lo tanto, la adición de nitrógeno inorgánico y humus de lombriz, no influyeron en cambios estadísticos para estas variables.

Nelson y Van Staden (1986) demostraron un aumento en el peso seco de la raíz con la aplicación de algas marinas, lo que indica que los componentes tenían un efecto en el desarrollo radicular.

Es de suponer, con base en otras investigaciones sobre el tema, que otros componentes del biofertilizante con base microalgas hayan contribuido a la mayor producción de raíces finas y gruesas del fréjol en esta investigación.

38

Tratamientos

0 1 2

Pe

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Figura 7. Valores de peso seco de raíz en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. Letras distintas denotan diferencias significativas. La barra vertical indica el doble del Error Standar de la muestra.

4.6. Peso seco parte aérea

Cuadro 21. Análisis de la varianza para la variable peso seco de la parte aérea en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.




CV 34.36

El análisis de esta variable muestra un efecto positivo (P < 0,05) del peso seco de la parte aérea a la aplicación a un biofertilizante con base en microalgas, como muestra el cuadro 21. Además, se debe acotar que la variable peso seco parte aérea cumple con el supuesto de normalidad ya que según la prueba de Shapiro-Wilk P(W) > 0.01 el valor P(W) es de 0.1757.

Es decir, existen diferencias significativas al 5% entre al menos dos tratamientos en relación con el número de vainas totales. Además, los resultados se pueden considerar confiables ya que el coeficiente de variación es menor de 35% y adecuada precisión por haber 21 grados de libertad en el error experimental.

La figura 8 muestra los resultados de la prueba de medias de Dunnett, encontrándose diferencias significativas de esta variable en todos los tratamientos, siendo el tratamiento T2 (100%) quien

39

presenta el mayor valor, seguido del T1(50%) y tratamiento testigo, con valores de 7.41, 2,69 y 1,29 g respectivamente.

Resultados similares reporta Ponce (2013), en un ensayo para evaluar el efecto de la fertilización orgánica sobre el crecimiento de la albahaca encontró mayor (P<0,05) peso de follaje cuando aplicó 50% de composta natural a base de residuo de cosecha y estiércol de animales.

Arteaga et al (1999), para el peso fresco del follaje de Phaseolus vulgaris L. encontró dos grupos diferentes estadísticamente, el tratamiento con humus de lombriz presento los valores más altos en peso fresco del follaje con 61,87g cuando es comparado con las otras dos condiciones. De igual manera, los valores más bajos en peso fresco del follaje se reportaron en la condición sin biotratamiento con 49,00 g. sin embargo, cuando se determinó el peso seco del follaje se encontró que estas diferencias desaparecieron, por lo tanto, la adición de nitrógeno y de humus de lombriz en la obtención del compost no afectaron el peso seco del follaje del cultivo.

Tratamiento

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c

Figura 8. Valores de peso seco de la parte aérea en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. Letras distintas denotan diferencias significativas. La barra vertical indica el doble del Error Standard de la muestra.

4.7. Longitud de vainas

Cuadro 22. Análisis de la varianza para la variable longitud de vaina en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.




CV 21.51

40

La variable longitud de vainas cumple con el supuesto de normalidad ya que según la prueba de Shapiro-Wilk P(W) > 0.01 el valor P(W) es de 0.6544.

La aplicación del biofertilizante con base en microalgas no tuvo efecto (P< 0,05) sobre la variable longitud de vainas, como muestra el cuadro 22. Es decir, estadísticamente los tres tratamientos se comportan de manera similar.

La figura 9 muestra que todos los tratamientos son estadísticamente similares, presentando el valor más alto (8,03 cm) de longitud de vainas pertenecen al T2 (100% de biofertilizante), y el más bajo (7,20 cm) se obtiene con el T1 (50% de biofertilizante).

Tratamientos

0 1 2

Longitu

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2

3

4

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9

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a

Figura 9. Valores de la longitud de las vainas en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. Letras distintas denotan diferencias significativas. La barra vertical indica el doble del Error Standard de la muestra.

4.8. Peso 100 semillas

Cuadro 23. Análisis de la varianza para la variable peso de 100 semillas en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.




CV 25.45

El análisis de esta variable indica que no hay efecto (P < 0,05) del peso seco de 100 semillas a la aplicación a un biofertilizante con base en microalgas, como muestra el cuadro 23. La variable peso 100 semillas cumple con el supuesto de normalidad ya que según la prueba de Shapiro-Wilk P(W) > 0.01 el valor P(W) es de 0.3738.

41

Es decir, no existen diferencias significativas al 5% entre los tres tratamientos en relación con el peso de 100 semillas. Los resultados se pueden considerar confiables ya que el coeficiente de variación es menor de 35% y adecuada precisión por haber 21 grados de libertad en el error experimental.

La figura 10 muestra los resultados de la prueba de medias de Dunnett, se observa que no existe efecto de la aplicación del biofertilizante con base en microalgas sobre el peso de 100 semillas, el valor más alto (24,32 g) muestra el T2 (100% de biofertilizante), y el más bajo (20,80 g) se obtiene con el T1 (50% de biofertilizante), no encontrándose diferencia significativa entre ninguno de los tratamientos.

Negrín y Jiménez, et al (2012) determinaron que el peso de 100 semillas se comportó de forma similar para todos los tratamientos en estudio con valores de 19, 20 y 21 g respectivamente.

Álvarez et al (2000) reporta que al incorporar abonos orgánicos al suelo se incrementó el rendimiento del fréjol, se ha mencionado que con los abonos orgánicos hay una mejoría en las propiedades físicas y químicas del suelo, favoreciendo que el consorcio de microorganismos fluya directamente de los incrementos de los rendimientos agrícolas y crecimiento de las plantas.

Benítez et al. (2012) encontraron un aumento en el rendimiento de 20 a 33% sobre el testigo al aplicar vermicomposta en el cultivo de fréjol. Además, se encontró que el número de vainas por planta, el número de granos y el rendimiento aumento en relación al testigo en los tratamientos con aplicación de residuos orgánicos en combinación con fertilizantes químicos Pupiales et al., (2012). Arciniega-Arellano et al (2014) demostraron que el peso de 100 semillas fueron indicadores para establecer diferencias entre tratamientos de abonos orgánicos.

Tratamientos

0 1 2

Peso

de 1

00 s

em

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(g)

5

10

15

20

25

30

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a

Figura 10. Valores del peso de cien semillas en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”. Letras distintas denotan diferencias significativas. La barra vertical indica el doble del Error Standard de la muestra.

Estos valores son superiores a los reportados por Najul y Anzalone, (2006), en un ensayo realizado con cobertura vegetal (paja picada, entera, repicada y compostada) encontraron que el peso de 100 semillas, para todos los tratamientos fue entre 20 y 22 gramos.

42

García et al. (2016) cita a Barrios y Rojas (1996), los cuales reportaron que los granos del cv Tacarigua son de tamaño pequeño, con un peso de 100 semillas de 16-18 g.

4.9. Rendimiento

Cuadro 24. Rendimiento de diferentes tratamientos aplicados en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.

Tratamiento N° plantas Rendimiento promedio (g) Rendimiento

(Kg/ha)

T0 6 23,37 4101,44

T1 6 17,33 3041,42

T2 10 24,31 4266,41

Según Lardizabal et al. (2013) afirma que “La población ideal del frijol es de 195,000 plantas/ha a germinación y con el óptimo a cosecha de 175,500 plantas/ha.”

“Recomiendan para el fréjol una población de 150000 a 200000 plantas/ha. El ajuste del espaciamiento de las hileras depende de la zona y experiencia del agricultor” Álvares y Buestán (1990) citados por Pozo et al. (2005).

Por lo antes expuesto se procede al cálculo del rendimiento en Kg por cada tratamiento tomando en cuenta que el número óptimo para la cosecha son 175500 plantas.

Peralta et al. (2011) afirma que “Con un buen manejo agronómico, los rendimientos en grano seco de fréjol negro van de buenos a muy buenos 1260 a 2520 kg/ha (28 a 55 qq/ha).”

4.10. Análisis económico

Cuadro 25. Costo de producción de 1000 litros de biofertilizante en “Respuesta agronómica del fréjol

(Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.

Insumo Costos TOTAL USD

Electricidad Costo Mensual 9,1 (2 meses) 18,20

Agua 1 m3 0,48

Envases 1.000 envases de 1 L 500,00

Etiquetas 1.000 15,00

Otros insumos Varios 75,10

Alquiler de Motor 2 Meses 83,34

Lámparas/2 2 Meses 25,00

Mano de Obra/MV 2 Meses 750,00

COSTO POR 1000 LITROS 1.467,12

COSTO UNITARIO 1,47

UTILIDAD 1,53

PRECIO DE VENTA 3,00

Según Mendoza et al. (2011) afirma que el cultivo a gran escala de microalgas es ya una actividad que ha propiciado la aparición de grandes y rentables explotaciones. Estas se han centrado en la producción del limitado, aunque muy rentable, número de especies cultivables en grandes tanques de cultivo a cielo abierto.

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Santos et al. (2014) afirma que las microalgas como una prometedora fuente de energía renovable, además de poder producir otros productos con aplicaciones en nutrición humana y animal. También poseen un gran potencial como biomitigadores de CO2 y para tratamiento de aguas residuales, aunque todavía es necesario superar algunos problemas para su producción comercial.

El mismo autor acota que actualmente, la mayor parte de la producción mundial de microalgas se destina a la obtención de productos de alto valor añadido como los utilizados en alimentación humana y animal, cosmética y biofertilización.

44

5. CONCLUSIONES

5.1. El tratamiento 2 en el cual se aplicó la mayor concentración de microalgas tiene el valor más alto

en cuanto a la altura con 71,89 cm, mientras que el tratamiento 1 presentó 15,60 cm y el testigo un valor de 14,06 cm respetivamente.

5.2. En el número de flores se reportó que el tratamiento 2 (concentración 100% de microalgas) presentó el mayor número de flores con 46,87 unidades, mientras que el menor número de flores lo obtuvo el testigo (agua) con un valor de 11,87 unidades.

5.3. Para el número de vainas, el tratamiento 2 (100% de concentración microalgal) presentó el mayor número de vainas con un valor de 75, 25 unidades, en tanto que el testigo presentó un valor de 15,12 unidades respectivamente.

5.4. En la variable peso seco de raíz, el tratamiento 2 (100% de concentración microalgal) presentó un promedio general de 1,92 gramos, mientras que el tratamiento 1 (50% de concentración microalgal) y el testigo presentaron un promedio general de 0,93 gramos y 0,92 gramos respectivamente.

5.5. El tratamiento 2 (100% de concentración) alcanzó la mayor cantidad de peso seco de la parte aérea con 7,41 gramos, mientras que el testigo (agua) alcanzó la menor cantidad de peso seco de la parte aérea con 1,29 gramos.

5.6. En la variable longitud de vainas entre los tratamientos no existieron diferencias significativas, el tratamiento 2 (100% de concentración) presentó un valor de 8,03 cm y el tratamiento 1 (50% de concentración) 7,20 cm en todos sus tratamientos.

5.7. En las variables longitud de raíz y peso de 100 semillas no se reportaron valores significativos es decir que no existe una diferencia significativa dentro de este factor estudiado.

5.8. La dosis adecuada aplicar es la del tratamiento 2, 100 % de concentración microalgal (4 millones de células microalgales) debido a que presentó una respuesta significativa en las variables altura de planta, follaje, número de flores, vainas y peso seco de raíces.

5.9. Se mostraron diferencias significativas en el T2 en cuanto a la variable de tipo productivo (número de vainas) y vegetativo (altura de planta, número de flores, peso seco de raíz, peso seco parte aérea).

5.10. La mejor alternativa de biofertilización en el desarrollo vegetativo del cultivo de fréjol fue el tratamiento 2, 100 % de concentración de biofertilizante microalgal (4 millones de células por mL).

5.11. El análisis económico mostró que el costo de cada litro de biofertilizante, utilizado en el ensayo, es de 1,47 USD/L; siendo el biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus

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6. RECOMENDACIONES

Se recomienda aplicar el T2, 100 % de concentración microalgal (4 millones de células por mL.) en horas de la mañana o de preferencia en horas de la tarde directamente al sustrato en donde se esté desarrollando la planta para obtener una mayor altura, follaje, número de flores, vainas y peso seco de raíces.

El biofertilizante con base en microalgas se puede considerar una fuente inagotable como insumo en la fertilización de los cultivos siempre y cuando se mantengan las condiciones adecuadas de luminosidad, pH, aireación y nutrición.

Evaluar a nivel de campo el biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus para valorar la efectividad del producto frente a las condiciones reales que presenta el cultivo, ya que el ensayo se realizó bajo condiciones controladas.

46

7. RESUMEN

La necesidad de los productores agrícolas de elevar al máximo su producción y de mejorar la calidad de su producto sumado al elevado costo de la fertilización, presentan a la inoculación o biofertilización, como una herramienta útil que puede complementar al sistema productivo. La gran variedad de especies bacterianas que pueden utilizarse para la elaboración de inoculantes es tan abundante como los beneficios que se pueden obtener con su utilización (Cruz, 2009).

Santos et al. (2014) sostiene que la investigación con microalgas ha alcanzado una enorme importancia debido, fundamentalmente, a la combinación de usos que pueden tener. Se utilizan con fines energéticos, principalmente para la obtención de biodiésel, aunque también se pueden obtener otros biocombustibles como bioetanol, biometano, biohidrógeno y generar calor y electricidad. Otras aplicaciones comerciales de las microalgas buscan obtener productos de alto valor añadido con aplicaciones en la nutrición y salud humanas, acuicultura, cosméticos y biofertilizantes. Además, las microalgas ayudan, durante su crecimiento, a reducir las emisiones de CO2 por biomitigación biológica e intervenir en el tratamiento de aguas residuales.

Según Peralta et al. (2010) El fréjol, forma parte de las especies denominadas “leguminosas de grano comestible”, las que pertenecen a la familia Fabaceae (=Papilionaceae) y cuyo uso principal radica en el consumo directo del grano o semilla y de la legumbre (vaina). Estas leguminosas se caracterizan por su alto contenido de proteína (20 a 46% en grano seco), carbohidratos, minerales y fibra, lo que determina su valor e importancia en la alimentación humana.

Se evaluó dos dosis de un fertilizante microalgal a base de Chlorella sp y Scenedesmus sp. en el cultivo de fréjol (Phaseolus vulgaris L.) variedad afroandino en la provincia de Pichincha, cantón Quito, Universidad Central del Ecuador, Facultad de Ciencias Agrícolas, para lo cual se utilizó un DCA distribuidos en tres tratamientos: T0 testigo agua, T1 dosis 50 % de concentración microalgal y T2 100% de concentración microalgal.

Las dosis del biofertilizante en base a microalgas fueron aplicados a la siembra de la semilla y durante el cultivo en las evaluaciones se tomó las variables: Altura de la planta, número de flores, número de vainas, peso de 100 semillas, peso seco parte aérea, peso seco de raíz, longitud de raíces, longitud de vainas. El análisis de la varianza se realizó con el programa SPSS y para las pruebas de significancia se utilizó la prueba de “Dunnett” al 0.05%.

Conforme a los resultados obtenidos de las variables propuestas en la investigación los mejores resultados se obtuvieron al utilizar fue el tratamiento T2 dosis 100% de concentración microalgal presentaron los siguientes resultados: Altura de la planta de 71,89 cm, número de flores de 46,87, peso seco de la parte aérea de 7,41g, peso seco de la raíz de 1,92g, número de vainas de 75,25, y en el rendimiento alcanzó 4,2 Tm ha-1.

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SUMMARY

The need of agricultural producers to maximize their production and to improve the quality of their product, together with the high cost of fertilization, present to inoculation or biofertilization, as a useful tool that can complement the productive system. The great variety of bacterial species that can be used for the preparation of inoculants is as abundant as the benefits that can be obtained with its use (Cruz, 2009).

Santos et al. (2014) argues that research with microalgae has reached an enormous importance due, fundamentally, to the combination of uses that may have. They are used for energy purposes, mainly for the production of biodiesel, although other biofuels such as bioethanol, bio-methane, biohydrogen and to generate heat and electricity can also be obtained. Other commercial applications of microalgae seek to obtain high added value products with applications in human nutrition and health, aquaculture, cosmetics and biofertilizers. In addition, microalgae help, during their growth, to reduce CO2 emissions through biological biomass and intervene in wastewater treatment.

According to Peralta et al. (2010) Beans belong to the species called "edible grain legumes", which belong to the family Fabaceae (= Papilionaceae) and whose main use is the direct consumption of grain or seed and legume (pod). These legumes are characterized by their high content of protein (20 to 46% in dry grain), carbohydrates, minerals and fiber, which determines their value and importance in human food.

Two doses of a microalgal fertilizer based on Chlorella sp. and Scenedesmus sp. in the cultivation of beans (Phaseolus vulgaris L.) in the province of Pichincha, Quito, Central University of Ecuador, Faculty of Agricultural Sciences, for which a DCA was distributed in three treatments: T0 control water, T1 dose 50% microalgal concentration and T2 100% microalgal concentration. The doses of the biofertilizer based on microalgae were applied to the seed sowing and during the crop in the evaluations were taken the variables: Plant height, number of flowers, number of pods, weight of 100 seeds, dry weight aerial part , root dry weight, root length, pod length. The analysis of the variance was performed with the SPSS program and for the tests of significance the "Dunnett" test was used at 0.05%.

According to the results obtained from the variables proposed in the research the best results were obtained when using the treatment T2 dose 100% microalgal concentration presented the following results: Plant height of 71.89 cm, number of flowers of 46,87, dry shoot weight of 7.41 g, dry root weight of 1.92 g, pod number of 75.25, and yield reached 4.2 Tm ha-1.

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8. REFERENCIAS

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9. ANEXOS

Fotografía 9

Distribución de los tratamientos en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.

Fotografía 10

Desarrollo vegetativo de plantas de fréjol en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.

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Fotografía 11

Comparación del desarrollo vegetativo entre tratamientos en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.

Fotografía 12

Desarrollo de vainas

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Fotografía 13

Maduración de vainas en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.

Fotografía 14

Medición de vainas en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.

56

Fotografía 15

Medición de raíces tratamiento 2 (100% concentración microalgal) en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.

Fotografía 16

Comparación de raíces entre tratamientos en “Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016”.

57

Fotografía 17

Medición de pH del biofertilizante microalgal

Fotografía 18

Aplicación de solución nutritiva al biofertilizante microalgal

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Pruebas de Normalidad Shapiro-Wilk y Chi2 para cada una de las variables estudiadas.

Número de vainas Chi2 DF P

Prueba de Bartlett - igualdad de varianzas 4.33 2 0.1146

Anexo 1. Prueba de normalidad Shapiro-Wilk y Bartlett para la variable número de vainas en "Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofertilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016"

Número de flores Chi2 DF P


Anexo 2. Prueba de normalidad Shapiro-Wilk y Bartlett para la variable número de flores en "Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofetilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016"

59

Longitud raíz Chi2 DF P


Anexo 3. Prueba de normalidad Shapiro-Wilk y Bartlett para la variable longitud de raíz en "Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofetilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016"

Peso seco raíz Chi2 DF P


Anexo 4. Prueba de normalidad Shapiro-Wilk y Bartlett para la variable peso seco de raíz en "Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofetilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016"

60

Peso seco parte aérea Chi2 DF P


Anexo 5. Prueba de normalidad Shapiro-Wilk y Bartlett para la variable peso seco parte aérea en "Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofetilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016"

Longitud de vainas Chi2 DF P


Anexo 6. Prueba de normalidad Shapiro-Wilk y Bartlett para la variable longitud de vainas en "Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofetilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016"

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Peso de 100 semillas Chi2 DF P


Anexo 7. Prueba de normalidad Shapiro-Wilk y Bartlett para la variable peso de 100 semillas en "Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofetilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016"

Pruebas de Normalidad Shapiro-Wilk y Chi2 para la variable Altura de planta para cada semana.

Altura de plantas: semana 1 Chi2 DF P


Anexo 8. Prueba de normalidad Shapiro-Wilk y Bartlett para la variable altura de planta, semana 1 en "Respuesta agronómica del fréjol (Phaseolus vulgaris L.) a un biofetilizante con base en microalgas Chlorella y Scenedesmus, 2016"

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Altura de planta: semana 4 Chi2 DF P






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