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MINISTÉRIO DA EDUCAÇÃO

Universidade Federal de Ouro Preto Programa de Pós-Graduação em Engenharia Ambiental –

PROAMB

AVALIAÇÃO DE FOTOBIORREATORES ILUMINADOS POR DIODOS

EMISSORES DE LUZ PARA O TRATAMENTO DE EFLUENTES

DOMÉSTICOS

LUDYMYLA MARCELLE LIMA SILVA

Ouro Preto, MG

Abril de 2016

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MINISTÉRIO DA EDUCAÇÃO

Universidade Federal de Ouro Preto Programa de Pós-Graduação em Engenharia Ambiental –

PROAMB

LUDYMYLA MARCELLE LIMA SILVA

AVALIAÇÃO DE FOTOBIORREATORES ILUMINADOS POR DIODOS

EMISSORES DE LUZ PARA O TRATAMENTO DE EFLUENTES

DOMÉSTICOS

Dissertação apresentada ao Programa de Pós-

Graduação em Engenharia Ambiental da

Universidade Federal de Ouro Preto, como parte dos

requisitos necessários para a obtenção do título de

Mestre em Engenharia Ambiental.

Área de Concentração: Tecnologias Ambientais

Orientador: Prof. Dr. Aníbal da Fonseca Santiago

Ouro Preto, MG

Abril de 2016

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AGRADECIMENTOS

À Deus.

À minha família, em especial aos meus pais Helena e Ernandes. Muito obrigado por terem me

auxiliado em todos os momentos sendo sempre o meu porto seguro. Amo vocês!

Ao meu professor orientador, Aníbal da Fonseca Santiago, pela oportunidade, pela confiança, pela

amizade e ensinamentos. Serei eternamente grata!

À professora Gilmare Antônia da Silva pela ajuda com as análises estatísticas e por ter aceitado o

convite de participar da banca de defesa.

À professora Silvana de Queiroz Silva pela ajuda com a parte de identificação das microalgas e por

ter aceitado o convite de participar da banca de defesa.

À professora Maria Lúcia Calijuri que aceitou participar da banca de defesa.

À professora Maria Celia da Silva Lanna pelos ensinamentos em microbiologia.

Aos colegas e amigos do laboratório de saneamento ambiental, em especial, Michelle Braga, Lívia

Bastos, Lucas Periard, Rafael Nascimento, na ajuda para a execução dos experimentos. Sem vocês

os dias no laboratório não seriam os mesmos.

Ao Fábio Vassoler, pela ajuda na execução dos experimentos e na montagem dos gráficos.

Agradeço também pela amizade, companheirismo e paciência.

À Mariana Moreira pela disponibilidade e ajuda.

À Mel Iza pela ajuda nos desenhos.

Ao Júnior pela ajuda nas dúvidas químicas e estatísticas.

A Maria Ana e a Fernanda pela amizade.

As Ex-alunas, moradoras da República Flor de Liz, vocês fizeram meus dias mais alegres.

À Universidade Federal de Ouro Preto e ao Programa de pós graduação em Engenharia Ambiental

pela oportunidade.

Enfim, agradeço a todos que fizeram parte dessa etapa da minha vida.

vi

RESUMO

O aumento da população resulta no aumento do volume de efluentes domésticos, que têm em sua

composição: água, matéria orgânica, nutrientes e patógenos. Entre os nutrientes encontrados nos

efluentes, o nitrogênio e fósforo são de importância fundamental, porque são essenciais para o

crescimento dos seres vivos. Mas o lançamento deles em corpos de água podem desencadear o

fenômeno da eutrofização. Diante disso, esses nutrientes devem ser removidos dos efluentes, assim

como a matéria orgânica, para evitar impactos ambientais negativos. As microalgas podem ser

utilizadas para remover e recuperar nitrogênio e fósforo a partir dos efluentes. Estes

microrganismos podem ser cultivados em sistemas abertos, tais como em lagoas de alta taxa ou em

fotobiorreatores, que têm a vantagem de uma maior produção de biomassa. A iluminação dos

fotobiorreatores poder ser com a luz do sol, ou com iluminação artificial. Esta última tem a

vantagem de poder selecionar um intervalo específico de comprimento de onda que promove o

melhor crescimento das microalgas, ou a remoção de um determinado poluente. O uso dos diodos

emissores de luz (LEDs) são uma alternativa para este tipo de iluminação, pois apresentam baixo

consumo de energia, baixa geração de calor e alta durabilidade. Além disso, eles são livres de

substâncias tóxicas, como o mercúrio. O uso de fotobiorreatores com microalgas e iluminados por

LEDs é apresentado como uma tecnologia que pode ser viável, uma vez que estes sistemas podem

ter baixos custos operacionais, operação simples e produzir biomassa de algas que pode ser

convertidos em novos produtos, como biofertilizantes e biocombustíveis. A partir disso, o objetivo

deste estudo foi avaliar a remoção de nitrogênio, fósforo, matéria orgânica e Escherichia coli de

efluentes domésticos em fotobiorreatores de microalgas iluminados por LEDs com diferentes

comprimentos de onda (cores) e fluxos luminosos. Foi utilizado o planejamento estatístico

multivariado, e a partir de um número reduzido de experimentos foi possível chegar a uma condição

ótima para a operação dos fotobiorreatores. Os fotobiorreatores com o LED na cor azul foram os

que promoveram melhores resultados para a remoção de nitrogênio (96,34%), fósforo (43,54%),

matéria orgânica (91%) e Escherichia coli (5,06 unidades logarítmicas). A LED na cor vermelha

foi o que produziu maior crescimento de biomassa.

Palavras - Chaves: Microalgas, LEDs, Fotobiorreatores, Efluentes, Matéria orgânica, Nitrogênio,

Fósforo, E. coli.

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ABSTRACT

The increase in population results in increased volume of domestic sewage, which have in their

composition: water, organic matter, nutrients and pathogens. Among the nutrients found in

wastewater, nitrogen and phosphorus are of fundamental importance because they are essential for

the growth of living things. But the launch them in water bodies can trigger eutrophication

phenomenon. Therefore, these nutrients should be removed from the effluent, as well as organic

matter to avoid negative environmental impacts. The microalgae can be used to remove and recover

nitrogen and phosphorus from wastewater. These microorganisms can be cultured in open systems,

such as in high rate ponds or photobioreactors, which have the advantage of an increased biomass

production. The lighting of photobioreactors can be with the sunlight, or artificial lighting. The

latter has the advantage of being able to select a specific range of wavelength which promotes

better growth of microalgae, or removal of a particular pollutant. The use of light emitting diodes

(LEDs) are an alternative to this type of lighting, since they have low power consumption, low heat

generation and high durability. Moreover, they are free of toxic substances such as mercury. The

use of photobioreactors with microalgae and illuminated by LEDs is presented as a technology that

can be viable, since these systems may have lower operating costs, simple operation and producing

algal biomass can be converted into new products such as biofertilizer and biofuels . From this, the

objective of this study was to evaluate the removal of nitrogen, phosphorus, organic matter and

Escherichia coli domestic effluents in microalgae photobioreactors illuminated by LEDs with

different wavelengths (colors) and luminous fluxes. The photobioreactors were effective for the

removal of pollutants analyzed. It was reduced 96.34% nitrogen; 43.54% phosphorus; 91% of

organic matter and 5.06 log units of E. coli.

Keywords: Microalgae, LEDs, Photobioreactors, Effluents, Organic matter, Nitrogen, Phosphorus,

E. coli.

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LISTA DE FIGURAS

Figura 1 - Regiões do Brasil e a porcentagem de efluentes tratados. ............................................... 1 Figura 2 - Estações de tratamento de efluente convencional; 1B - Nova concepção de estações de

tratamento de efluentes. .................................................................................................................... 2

Figura 3 - Ciclo do nitrogênio. ......................................................................................................... 6 Figura 4 - Ciclo simplificado do nitrogênio (Nitrificação, Desnitrificação e Anammox). .............. 9 Figura 5 - Ciclo do fósforo. ............................................................................................................ 12 Figura 6 - Ambientes eutrofizados (A. Qingdao- China; B. Lago Hume; C. Mediterrâneo; D.

Golfo do México; E- Lagoa da Pampulha). ................................................................................... 18

Figura 7 - Relação de simbiose entre microalgas e bactérias. ........................................................ 25 Figura 8 - Esquema de funcionamento de um LED. ...................................................................... 29

Figura 9 - Fluxograma das etapas realizadas no trabalho .............................................................. 39 Figura 10 - Placa luminosa, vista inferior. a: Lâmpada LED PAR 30/E27; b: Lâmpada LED PAR

650h03-D-65K; c: Fita de LED 3528 IP20 3m. As medidas estão em centímetros (cm). ............. 41 Figura 11 - Configuração dos experimentos nos testes preliminares. ............................................ 42

Figura 12 - Esquema do fotobiorreator utilizado no planejamento experimental. ......................... 43 Figura 13 - Experimentos realizados na etapa de triagem. ............................................................ 47

Figura 14 - Fotobiorreator otimizado iluminado por LEDs. .......................................................... 49 Figura 15 - Fotobiorreator iluminado por LED (esquerda) e Fotobiorreator iluminado pela luz

solar (direita). ................................................................................................................................. 49

Figura 16 - Reator UASB ETE Itabirito (A- Topo do reator; B- Caixa receptora do efluente após

a saída do UASB; Momento da coleta do efluente). ...................................................................... 50

Figura 17 - Tanque de criação de tilápias do Horto Botânico do ICEB. ........................................ 51

Figura 18 - Configurações fotobiorreatores inóculo. ..................................................................... 52

Figura 19 - Esquema da extração da frações de fósforo na biomassa ........................................... 57 Figura 20 - Experimento 1 (Efluente sintético): Clorofila a (a) e SSV (b). ................................... 60 Figura 21 - Experimento 2 (Efluente UASB): Clorofila a (a) e SSV (b). ...................................... 60

Figura 22 - Experimento 3 (Efluente UASB): Clorofila a (a) e SSV (b) ....................................... 61 Figura 23 - Comportamento do pH: a:Experimento 1 (Efluente sintético); b: Experimento 2

(Efluente UASB); c: Experimento 3 (Efluente UASB). ................................................................ 62 Figura 24 - Comportamento temperatura a: Experimento 1 (Efluente sintético); b: Experimento 2

(Efluente UASB); c: Experimento 3 (Efluente UASB). ................................................................ 62

Figura 25 - Comportamento OD a: Experimento 1 (Efluente sintético); b: Experimento 2

(Efluente UASB); c: Experimento 3 (Efluente UASB). ................................................................ 63

Figura 26 - Formas de nitrogênio no Experimento 1 (Efluente sintético); a: Fotobiorreator 1.1; b:

Fotobiorreator 1.2 ........................................................................................................................... 64

Figura 27 - Formas de nitrogênio no Experimento 2 (Efluente UASB). A: Fotobiorreator 2.1; b:

Fotobiorreator 2.2; c: Fotobiorreator 2.3. ....................................................................................... 65 Figura 28 - Formas de nitrogênio Experimento 3. a: Fotobiorreator 3.1; b: Fotobiorreator 3.2; c:

Fotobiorreator 3.3. .......................................................................................................................... 66 Figura 29 - Remoção de NTK a: Experimento 1 (Efluente sintético); b: Experimento 2 (Efluente

UASB); c:Experimento 3 (Efluente UASB). ................................................................................. 67 Figura 30 - Nitrogênio algal e bacteriano. ...................................................................................... 68 Figura 31 - Remoção de DQO. a: Experimento 1 (efluente sintético); b: Experimento 2 (efluente

UASB); c: Experimento 3 (efluente UASB). ................................................................................. 70

Figura 32 - Remoção de fósforo. a: Experimento 1 (Efluente sintético); b: Experimento 2

(Efluente UASB); c: Experimento 3 (Efluente UASB). ............................................................... 72

ix

Figura 33 - Remoção de E. coli nos diferentes fotobiorreatores do experimento 3 (Efluente

UASB). ........................................................................................................................................... 73 Figura 34 - Fotos microscópio dos fotobiorreatores. Aumento de 100× no microscópio .............. 74 Figura 35 - Comparação entre os 33 experimentos na etapa de triagem para a remoção de NTKf.

Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo (dias) de cada

fotobiorreator. ................................................................................................................................. 77 Figura 36 - Comparação entre os 33 experimentos na etapa de triagem para a remoção de fósforo.


fotobiorreator. ................................................................................................................................. 79 Figura 37 - Comparação entre os 33 experimentos na etapa de triagem para a remoção de matéria

orgânica. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo

(dias) de cada fotobiorreator. ......................................................................................................... 81

Figura 38 - Comparação entre os 33 experimentos na etapa de triagem para a remoção de E. coli.


fotobiorreator. ................................................................................................................................. 84 Figura 39 - Comparação entre os 33 experimentos na etapa de triagem em relação a concentração

de OD. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo (dias)

de cada fotobiorreator. .................................................................................................................... 84

Figura 40 - Comparação entre os 33 experimentos na etapa de triagem em relação ao pH. Os

valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo (dias) de cada

fotobiorreator. ................................................................................................................................. 85

Figura 41 - Comparação entre os 33 experimentos da triagem para a produção de biomassa. Os


fotobiorreator. ................................................................................................................................. 86

Figura 42 - Comparação entre os 18 experimentos na etapa de superfície de resposta para a

remoção de NTKf. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e

tempo (dias) de cada fotobiorreator. .............................................................................................. 91 Figura 43 - Valores observados versus estumados para a remoção de NTKf pelo planejamento

CCD. ............................................................................................................................................... 92 Figura 44 - Resíduos para a remoção de NTKf no planejamento CCD. ......................................... 93

Figura 45 - Comparação entre os fotobiorreatores que apresentaram melhor remoção de NTKf na

etapa de triagem e na superfície de resposta. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo

luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo (dias) de cada fotobiorreator. ........................................................ 93

Figura 46 - Comparação entre os 18 experimentos na etapa de superfície de resposta para a

remoção de fósforo. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e

tempo (dias) de cada fotobiorreator. .............................................................................................. 94 Figura 47 - Valores observados versus estimados para a remoção de fósforo pelo planejamento

CCD. ............................................................................................................................................... 96 Figura 48 - Resíduos para a remoção de fósforo no planejamento CCD. ...................................... 96 Figura 49 - Comparação entre os fotobiorreatores na etapa de triagem e superfície de resposta. Os


fotobiorreator. ................................................................................................................................. 97

Figura 50 - Comparação entre os 18 experimentos realizados com o planejamento CCD para a

remoção de matéria orgânica. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE

m-2 s-1 ) e tempo (dias) de cada fotobiorreator. ............................................................................... 98 Figura 51 - Resíduos para a remoção de matéria orgânica no planejamento CCD. ....................... 99

Figura 52 - Observados versus estimados para a remoção de matéria orgânica no planejamento

CCD. ............................................................................................................................................. 100

x

Figura 53 - Comparação entre os resultados da triagem e do planejamento CCD. Os valores entre

parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo (dias) de cada fotobiorreator.

...................................................................................................................................................... 100 Figura 54 - Comparação entre os 18 experimentos do planejamento CCD para a remoção de E.

coli. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo (dias) de

cada fotobiorreator. ...................................................................................................................... 101 Figura 55 - Resíduos para a remoção de E. coli no planejamento CCD. ..................................... 102 Figura 56 - Valores observados versus estimados para a remoção de E. coli pelo planejamento

CCD .............................................................................................................................................. 103 Figura 57 - Comparação entre fotobiorreatores da triagem e do planejamento CCD para a

remoção de E. coli. ....................................................................................................................... 103 Figura 58 - Comparação entre os 18 experimentos do planejamento CCD para o crescimento de

biomassa. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1 ) e tempo

(dias) de cada fotobiorreator. ....................................................................................................... 104 Figura 59 - Gráfico de valores observados versus valores estimados para o crescimento de

microalgas. ................................................................................................................................... 105

Figura 60 - Resíduos para o crescimento de biomassa no planejamento CCD. ........................... 106 Figura 61 - Comportamento do pH nos fotobiorreatores. ............................................................ 108

Figura 62 - Comportamento do OD nos fotobiorreatores. ........................................................... 109 Figura 63 - Comportamento da clorofila a nos fotobiorreatores. ................................................. 110 Figura 64 - Comportamento do SSV e clorofila -a. a: Fotobiorreator com LED; b: Fotobiorreator

controle. ........................................................................................................................................ 110 Figura 65 - Formas de nitrogênio. a: Fotobiorreator com LED; b: Fotobiorreator controle. ....... 111

Figura 66 - Comportamento do nitrogênio total Kjeldahl filtrado nos fotobiorreatores. ............. 112

Figura 67 - Nitrogênio algal e bacteriano. .................................................................................... 113

Figura 68 - Comportamento do fósforo solúvel nos fotobiorreatores. ......................................... 114 Figura 69 - Frações de fósforo encontrados na biomassa do fotobiorreator com LED ............... 116 Figura 70 - Frações de fósforo encontrados na biomassa do fotobiorreator controle .................. 116

Figura 71 - Comportamento da DQO filtrada nos fotobiorreatores ............................................. 117 Figura 72 - Decaimento de E. coli nos fotobiorreatores ............................................................. 119

Figura 73 - Porcentagem de remoção nas diferentes etapas do trabalho...................................... 121

xi

LISTA DE TABELAS

Tabela 1 - Concentrações permitidas de nitrogênio amoniacal em diferentes classes de corpos

d`água. ............................................................................................................................................ 19 Tabela 2 - Concentrações de fósforo permitido em diferentes classes de corpos d`água. ............. 19 Tabela 3- Recomendação da OMS para o uso de efluentes na agricultura. ................................... 20 Tabela 4 - Fotobiorreatores usados em diferentes trabalhos. ......................................................... 34

Tabela 5 - Matriz de um planejamento fatorial com ponto central 2². ........................................... 35 Tabela 6 - Características dos LEDs utilizados nos testes preliminares. ....................................... 40 Tabela 7 - Variáveis e níveis avaliados no planejamento de triagem. ........................................... 45 Tabela 8 - Ensaios do planejamento fatorial completo 22. B: fotobiorreatores com a luz branca; V:

fotobiorreatores com a luz vermelha; A: fotobiorreatores com a luz azul. .................................... 46

Tabela 9 - Ensaios do controle da etapa de triagem. ...................................................................... 46 Tabela 10 – Metodologias utilizadas para o monitoramento durante os experimentos. ................ 54

Tabela 11 - Características iniciais dos efluentes. .......................................................................... 59 Tabela 12 - Remoção de NTK. ....................................................................................................... 66 Tabela 13 - Remoção de DQO filtrado nos fotobiorreatores. ........................................................ 70 Tabela 14 - Remoção de fósforo nos fotobiorreatores. .................................................................. 71

Tabela 15 - Valores dos efeitos e do parâmetro p (α = 0,05) para cada variável estudada no

planejamento fatorial completo 22 com quadruplicata no ponto central para remoção de NTKf. 1=

fluxo luminoso; 2= tempo. ............................................................................................................. 78 Tabela 16 - Valores dos efeitos e do parâmetro p (α = 0,05) para cada variável estudada no

planejamento fatorial completo 22 com quadruplicata no ponto central para remoção de fósforo

1= fluxo luminoso; 2= tempo. ........................................................................................................ 80


planejamento fatorial completo 22 com quadruplicata no ponto central para remoção de matéria

orgânica. 1= fluxo luminoso; 2= tempo. ........................................................................................ 81


planejamento fatorial completo 22 com quadruplicada no ponto central para remoção de E. coli

1= fluxo luminoso; 2= tempo. ........................................................................................................ 82 Tabela 19 - Valores dos efeitos e do parâmetro p (α = 0,05) para cada variável estudada no

planejamento fatorial completo 22 com quadruplicada no ponto central para a produção de

biomassa. 1= fluxo luminoso; 2= tempo. ....................................................................................... 87 Tabela 20 - Potência de cada LED nos diferentes fluxos luminosos. ............................................ 88

Tabela 21 - Melhores resultados de remoção apresentados para cada resposta obtidos na etapa de

triagem para a cor azul. .................................................................................................................. 89 Tabela 22 - Variáveis e níveis avaliados no planejamento de superfície de resposta. ................... 89 Tabela 23 - Ensaios do planejamento composto central - modelo quadrático esférico. SR: indica

os fotobiorreatores da superfície de resposta. ................................................................................ 90 Tabela 24 - Ensaios controle da etapa de superfície de resposta. .................................................. 90 Tabela 25 - Valores do parâmetro p e efeitos (α = 0,05) para cada variável considerada no

planejamento CCD para a remoção de NTKf. Os valores em negrito são os que foram

significantes de acordo com o valor de p (p < 0,05). 1= fluxo luminoso; 2= tempo. .................... 92

Tabela 26 - ANOVA para o modelo matemático obtido pelo planejamento composto central para

remoção de NTKf. FV = Fonte de variação, SQ = soma quadrática, nGL = número de graus de

liberdade, Fcalc = valor do teste F calculado, SG = significativo. ................................................... 92

Tabela 27 - Condição experimental otimizada para a remoção de nitrogênio. .............................. 94

xii

Tabela 28 - Valores do parâmetro p e efeitos (α = 0,05) para cada variável considerada no

planejamento CCD para a remoção de fósforo. Os valores em negrito são os que foram

significantes de acordo com o valor de p (p < 0,05). 1= fluxo luminoso; 2= tempo. .................... 95 Tabela 29 - ANOVA para o modelo matemático obtido pelo planejamento composto central para

remoção de fósforo. FV = Fonte de variação, SQ = soma quadrática, nGL = número de graus de

liberdade, Fcalc = valor do teste F calculado, SG = significativo. ................................................... 95 Tabela 30 - ANOVA para o modelo matemático obtido pelo planejamento composto central para

remoção de DQO. FV = Fonte de variação, SQ = soma quadrática, nGL = número de graus de

liberdade, Fcalc = valor do teste F calculado, SG = significativo. ................................................... 98 Tabela 31 - ANOVA para o modelo matemático obtido pelo planejamento composto central para

remoção de matéria orgânica. FV = Fonte de variação, SQ = soma quadrática, nGL = número de

graus de liberdade, Fcalc = valor do teste F calculado, SG = significativo. .................................... 99


planejamento CCD para a remoção de E. coli. Os valores em negrito são os que foram

significantes de acordo com o valor de p (p < 0,05). ................................................................... 101 Tabela 33 - ANOVA para o modelo matemático obtido com o CCD para o crescimento de

remoção de E. coli. FV = Fonte de variação, SQ = soma quadrática, nGL = número de graus de

liberdade, Fcalc = valor do teste F calculado, SG = significativo. ................................................. 102


planejamento CCD para o crescimento de microalgas. Os valores em negrito são os que foram

significantes de acordo com o valor de p (p < 0,05). ................................................................... 104

Tabela 35 - ANOVA para o modelo matemático obtido com o CCD para o crescimento de

biomassa algal. FV= Fonte de variação, SQ = soma quadrática, nGL = número de graus de

liberdade, Fcalc = valor do teste F calculado, SG= significativo. .................................................. 105

Tabela 36 - Condição experimental ótima para o crescimento de microalgas obtida com o

planejamento CCD. ...................................................................................................................... 106 Tabela 37 - Parâmetros do efluente sintético e de um efluente doméstico típico. ....................... 107

xiii

SUMÁRIO

1. Introdução ..................................................................................................................................... 1

2. Objetivos ...................................................................................................................................... 4

3. Referencial teórico ....................................................................................................................... 5

3.1. Efluentes domésticos: composição e impactos ambientais negativos gerados ao meio

ambiente ....................................................................................................................................... 5

3.1.1. Nitrogênio ........................................................................................................................... 5

3.1.3. Patógenos ......................................................................................................................... 13

3.1.4. Matéria orgânica carbonácea ............................................................................................ 15

3.1.5. Impactos ambientais negativos relacionados ao lançamento de efluentes domésticos sem

tratamento prévio ........................................................................................................................ 16

3.2. Microalgas ........................................................................................................................... 21

3.3. Microalgas e o tratamento de efluentes ............................................................................... 24

3.5. Diodos emissores de luz ...................................................................................................... 28

3.6. Fotobiorreatores de microalgas e LEDs para tratamento de efluentes domésticos ............. 31

3.7. Planejamento experimental multivariado ............................................................................ 34

4. Materiais e métodos ................................................................................................................... 39

4.1. Avaliação do uso de luz artificial em fotobiorreatores (testes preliminares) ...................... 40

4.2. Avaliação de fotobiorreatores com diferentes comprimentos de onda (planejamento

experimental multivariado) ........................................................................................................ 42

4.2.1 Planejamento experimental ............................................................................................... 44

4.3. Análise do fotobiorreator otimizado ................................................................................... 47

4.4. Efluente utilizado na avaliação do uso de luz artificial em fotobiorreatores (testes

preliminares) ............................................................................................................................... 49

4.6. Inóculo de microalgas ......................................................................................................... 51

4.8. Balanço de massa do nitrogênio .......................................................................................... 54

4.9. Identificação das microalgas ............................................................................................... 55

4.10. Frações de fósforo na biomassa ........................................................................................ 56

5. Resultados e discussão ............................................................................................................... 58

5.1. Testes preliminares .............................................................................................................. 58

5.1.1. Avaliação geral do sistema ............................................................................................... 58

5.1.2. Clorofila a, SSV ............................................................................................................... 59

5.1.3. Comportamento do pH, OD e Temperatura ..................................................................... 61

5.1.4. Nitrogênio ......................................................................................................................... 63

5.1.5. Demanda química de oxigênio ......................................................................................... 69

5.1.6. Fósforo ............................................................................................................................. 71

xiv

5.1.7. Remoção de Escherichia coli ........................................................................................... 72

5.1.8. Identificação das microalgas ............................................................................................ 73

5.1.9. Síntese dos resultados dos testes preliminares ................................................................. 74

5.2. Planejamento experimental: Etapa de triagem .................................................................... 76

5.2.1. Resultados da triagem para a remoção de nitrogênio ....................................................... 76

5.2.2. Resultados da triagem para a remoção de fósforo............................................................ 78

5.2.3 Resultados da triagem para a remoção de matéria orgânica ............................................. 80

5.2.4. Resultados da triagem para a remoção de Escherichia coli ............................................. 82

5.2.5 Produção de biomassa algal .............................................................................................. 85

5.2.6. Planejamento experimental: etapa de superfície de resposta ........................................... 87

5.2.6.1 Consumo energético dos LEDs ...................................................................................... 87

5.2.6.2. Escolha dos níveis estudados na superfície de resposta ................................................ 88

5.2.6.3. Planejamento Composto Central - Modelo Quadrático (CDD) .................................... 89

5.2.6.4. Remoção de nitrogênio na superfície de resposta ......................................................... 90

5.2.6.5 Remoção de fósforo na superfície de resposta ............................................................... 94

5.2.6.6 Remoção de matéria orgânica na superfície de resposta ................................................ 97

5.2.6.7.Remoção de Escherichia coli na etapa de superfície de resposta ................................ 100

5.2.6.8. Produção de biomassa algal ........................................................................................ 103

5.2.7. Síntese dos resultados do planejamento experimental (triagem e superfície de resposta)

.................................................................................................................................................. 106

5.3. Experimento com o fotobiorreator otimizado ................................................................... 107

5.3.1. Identificação das espécies .............................................................................................. 107

5.3.2. Comportamento do pH e OD ......................................................................................... 108

5.3.3. Comportamento da clorofila a e SSV ............................................................................ 109

5.3.4. Comportamento do nitrogênio ....................................................................................... 111

5.3.5. Comportamento do fósforo ............................................................................................ 113

5.3.6. Comportamento da DQO ............................................................................................... 117

5.3.7. Remoção de Escherichia coli ......................................................................................... 118

5.3.8. Síntese dos resultados ..................................................................................................... 120

6. Considerações finais ................................................................................................................. 122

7. Sugestões para estudos futuros ................................................................................................. 123

Referências bibliográficas ............................................................................................................ 124

Introdução

1

1. Introdução

A cobertura de saneamento mundial aumentou de 49%, em 1990, para 64%, em 2012. Mas ainda

estima-se que no mundo 2,5 bilhões de pessoas (36% da população) vivem sem saneamento; isso

representa que um a cada três habitantes do planeta vive sem acesso a um sistema de saneamento.

(UNICEF, 2015).

No Brasil, somente 40% dos efluentes gerados recebem ao menos tratamento primário. Na região

Norte é que se encontra o pior índice, com somente 14,4% dos efluentes tratados, atendendo apenas

7,88% da população. A região com melhor índice é o Centro - Oeste, onde 46,4% dos efluentes

gerados recebem tratamento, Figura 1 (SNIS, 2014).

Figura 1 - Regiões do Brasil e a porcentagem de efluentes tratados.

Fonte: elaborado pelo autor (2016).

Em Minas Gerais, dos 853 municípios, 778 deles (cerca de 91,2%) contam com rede coletora de

esgotos, porém, somente 24,3% tratam o esgoto coletado, o que não significa que a totalidade do

esgoto coletado receba tratamento. Dos municípios que contam com tratamento, apenas 57,1%

apresentam tratamento secundário e 9,0% tratamento terciário (SEIS, 2011). Mesmo após o

tratamento secundário, o esgoto doméstico apresenta elevada carga de organismos patogênicos,

prejudiciais à saúde da população, e nutrientes, que podem causar eutrofização de corpos d’água e,

consequentemente, perda de qualidade do corpo receptor, resultando em impactos ambientais

negativos ao meio ambiente.

Introdução

2

Diante da realidade das condições de saneamento no mundo, as tecnologias de tratamento devem

caminhar em direção ao conceito de estações de tratamento sustentáveis, que tem por finalidade

gerar novos produtos com valor agregado ao final do processo de tratamento, minimizando os

impactos ambientais negativos (Figura 2).

Figura 2 - A- Estações de tratamento de efluente convencional; B - Nova concepção de estações de tratamento de

efluentes.

Fonte: adaptado de Wang et al. (2014).

O uso de microalgas vem de encontro com esse conceito, pois a biomassa gerada pode ser usada

para a fabricação de biocombustível ou ser utilizada como biofertilizante. Esses microrganismos

podem ser cultivados em lagoas de alta taxa ou em fotobiorreatores; estes últimos permitem um

melhor controle do sistema. Pode ser utilizada a luz solar como fonte de luz, porém esta varia com

o ciclo diário, em alguns dias pode causar danos ao fotossistema das microalgas devido ao excesso

de luminosidade ou pode inibir o crescimento devido à falta de luz (i.e. dias nublados). Para

contornar esses empecilhos, a luz artificial é uma alternativa, este tipo de iluminação apresenta

como vantagem a possibilidade de selecionar um comprimento de onda específico que melhore o

desempenho das microalgas para a remoção de algum poluente, ou para o seu crescimento.

Ao utilizar a iluminação artificial, essa deve ser econômica e não causar danos ao meio ambiente,

por isso os diodos emissores de luz (LED) são considerados como uma alternativa. Os LEDs são

livres de mercúrio e apresentam baixo consumo energético, o que torna o seu uso ainda mais

atrativo.

Existem estudos que utilizam LEDs e microalgas para avaliar a remoção de matéria orgânica,

nutrientes e o crescimento de biomassa algal. Estes estudos utilizam fotobiorreatores pequenos com

Introdução

3

volume de no máximo 3 L e utilizam uma cultura pura de microalgas, o que torna o uso da

tecnologia mais difícil, pois sabe-se que nos efluentes é difícil conseguir que somente uma espécie

cresça. Além disso, estes estudos não analisam se o sistema de microalgas com LEDs tem efeito

na remoção de Escherichia coli.

Objetivos

4

2. Objetivos

2.1. Objetivo Geral

Avaliar a remoção de nitrogênio, fósforo, matéria orgânica e Escherichia coli (E. coli) de efluentes

domésticos em fotobiorreatores para o cultivo de microalgas iluminados por LEDs com diferentes

comprimentos de onda (cores) e fluxos luminosos.

2.2. Objetivos específicos

Avaliar diferentes configurações de iluminação em fotobiorreatores;

Avaliar diferentes faixas de comprimento de onda (cores) e intensidade do fluxo luminoso

favorecem a remoção de nitrogênio, fósforo, matéria orgânica carbonácea e E. coli nos efluentes

domésticos;

Avaliar o comportamento do crescimento da biomassa em diferentes comprimentos de onda (cores)

e intensidade do fluxo luminoso;

Propor uma configuração de fotobiorreator em termos de comprimento de onda e fluxo luminoso

para a remoção de nitrogênio, fósforo, matéria orgânica e E. coli de efluentes domésticos.

Referencial teórico

5

3. Referencial teórico

3.1. Efluentes domésticos: composição e impactos ambientais negativos gerados ao meio

ambiente

Os efluentes domésticos contêm aproximadamente 99,9% de água. A fração restante inclui os

sólidos orgânicos e inorgânicos, suspensos e dissolvidos, bem como microrganismos, e é devido a

essa fração de 0,1% que os efluentes domésticos devem ser tratados (VON SPERLING, 2005).

Os efluentes domésticos contêm os resíduos das atividades humanas, como fezes, gordura,

alimentos, sucatas, detergentes e produtos farmacêuticos. Em termos químicos, 1 m³ de águas

residuais domésticas contém entre 300 e 600 g de matéria orgânica, 40 - 60 g de fósforo (na forma

de fosfato e compostos orgânicos), 10 - 20 g de enxofre (principalmente na forma de sulfato) e

traços de metais pesados, além dos microrganismos patogênicos (RITTMANN et al., 2015). Nos

próximos itens serão discutidos os principais parâmetros relativos aos efluentes abordados neste

trabalho.

3.1.1. Nitrogênio

O nitrogênio é um ametal do grupo 15 da tabela periódica, de símbolo químico N. Seu nome tem

origem grega e significa "formador de nitron", sendo nitron referente ao nitrato de potássio

(KNO3). Foi descoberto pelo químico e físico Daniel Rutherford em 1772, que removeu o oxigênio

e o dióxido de carbono (CO2) do ar e verificou que, no gás residual, não havia combustão ou vida.

Lavoisier chamou o nitrogênio de azoto, que significa sem vida, entretanto, esse elemento é o

quarto mais abundante nos organismos vivos, depois do carbono (C), oxigênio (O2) e hidrogênio

(H) (MOREIRA, 2006).

A principal fonte de nitrogênio (N) na biosfera é a atmosfera, sendo o nitrogênio molecular (N2) a

fonte primária deste nutriente para os diversos microrganismos. O N2 representa 78% da

composição da atmosfera terrestre, o que equivale a 3,9 × 1021 g de N, sendo o segundo maior

reservatório do elemento. Estima-se que a litosfera contenha 1 × 1023 g de N que estão distribuídos

nas rochas e sedimentos, o que representa 98% do total existente. Na biosfera encontram-se cerca

de 4,65 × 1021 g de N, sendo que 96% encontra-se na matéria orgânica morta e o restante nos

organismos vivos (MOREIRA, 2006).


6

O movimento do nitrogênio entre a biosfera, geosfera e atmosfera em diferentes estados de

oxidação, é conhecido como ciclo do nitrogênio (Figura 3). Este ciclo representa um dos mais

importantes ciclos de nutrientes nos ecossistemas aquáticos e terrestres, visto que desempenha um

papel importante na constituição dos organismos vivos. A fixação do nitrogênio atmosférico pode

ocorrer por processos biológicos ou químicos (ESTEVES,1998).

Figura 3 - Ciclo do nitrogênio.

Fonte: elaborado pela autora (2016).

A fixação química (natural) ocorre pelas descargas elétricas (relâmpagos), onde o N2 é oxidado

para a forma de pentóxido de dinitrogênio (N2O5). A reação deste com a água produz o ácido nítrico

(HNO3), que é carreado pela chuva para os solos e águas, onde é convertido para nitrato (NO3-)

(BRAGA et al., 2005).

A fixação biológica ocorre por meio de bactérias e cianobactérias especializadas em captar o N2 e

reduzi-lo para a forma de amônia (NH3). O processo de fixação do N2 ocorre em um complexo de

enzimas chamado nitrogenase, o qual é muito sensível ao oxigênio. Os organismos aeróbios

fixadores de nitrogênio dispõem de mecanismos para impedir o contato do oxigênio com o sistema

nitrogenase (NELSON e COX, 2006). Por exemplo, nas cianobactérias para que o oxigênio não


7

entre em contato com o complexo nitrogenase há dois mecanismos, que são: heterocistos com uma

camada de lipídeos que os tornam impermeáveis ao oxigênio; e a fixação de nitrogênio no período

escuro, quando o sistema fotossintético não produz inibidores a nitrogenase (LEE, 2008).

Vale ressaltar que o nitrogênio amoniacal, apesar de tóxico para as células, é a via metabólica

preferencial para assimilação dos microrganismos devido ao menor gasto energético. O nitrato

também pode ser assimilado, porém precisa ser convertido em nitrogênio amoniacal, o que

promove um maior gasto energético (NELSON e COX, 2006).

Após a assimilação pelos microrganismos do nitrogênio amoniacal, esse é incorporado nas células

dando origem às proteínas, ácidos nucléicos e outros compostos nitrogenados. Os organismos

superiores consomem estes produtores primários, extraindo o nitrogênio necessário ao seu

metabolismo, crescimento e reprodução (ESTEVES, 1998).

Como subproduto do metabolismo os organismos superiores geram compostos ricos em nitrogênio,

como a urina por exemplo. Ao fim da vida desses organismos, a decomposição da matéria orgânica

nitrogenada acarretará na liberação de nitrogênio amoniacal no ambiente (ASSUNÇÃO, 2009).

Em condições favoráveis, o nitrogênio amoniacal é oxidado a nitrito (NO2-) e posteriormente a

nitrato (NO3-) pelo processo denominado nitrificação. Este é um processo essencialmente biológico

aeróbio, mediado por bactérias quimiolitotróficas que oxidam o nitrogênio amoniacal a nitrato

(ESTEVES, 1998).

O processo de retorno do nitrogênio para a atmosfera é denominado desnitrificação, que também é

um processo biológico, porém ocorre em condições anóxicas. Devido à falta de oxigênio dissolvido

as bactérias heterotróficas facultativas passam a utilizar os nitratos como aceptores de elétrons

(NO3- em substituição ao oxigênio) no seu processo respiratório, convertendo-os a N2, que escapa

para a atmosfera, completando assim seu ciclo (WETZEL, 1981).

Nos efluentes o nitrogênio é encontrado sob a forma de nitrogênio orgânico, amônia, nitrito, nitrato,

ou gás nitrogênio. O nitrogênio orgânico está combinado sob a forma de proteínas, aminoácidos e

ureia. As bactérias oxidam o nitrogênio presente primeiro na amônia, depois em nitritos e depois

em nitratos. A concentração com que o nitrogênio aparece sob estas formas indica a idade do esgoto

(JORDÃO e PESSOA, 2009).


8

O nitrogênio deve ser removido dos efluentes a fim de evitar o seu lançamento nos corpos d’água,

pois pode causar impactos ambientais negativos ao meio ambiente. Os processos mais utilizados

para a remoção de nitrogênio são: air stripping, cloração, troca iônica e o tratamento biológico.

O air stripping remove a amônia por meio do arraste com ar, o gás amônia é removido do meio

por agitação na presença de ar atmosférico; para favorecer o processo de volatilização é adicionado

ao efluente um alcalinizante para elevar o pH. Nesse processo proporciona-se maior superfície de

contato do líquido com a atmosfera, sendo que tal mecanismo é conseguido através da passagem

do líquido por torres equipadas com sopradores de ar, permitindo maiores taxas de difusão do gás

dissolvido no líquido para atmosfera (METCALF e EDDY, 2003).

A cloração consiste na adição de cloro em uma dosagem específica, que promove a formação de

cloroaminas. O ácido hipocloroso é um agente oxidante extremamente ativo, ele reage rapidamente

com a amônia contida no meio líquido formando três tipos de cloraminas em reações sucessivas

(monocloroamina, dicloroamina e tricloreto de nitrogênio). A desvantagem desse processo é a

possibilidade da formação de subprodutos carcinogênicos, tais como os organoclorados (NUNES,

2008).

A troca iônica é uma operação que faz o uso de resinas sintéticas, essas contém em sua composição

radicais ácidos ou básicos capazes de propiciar a substituição dos cátions ou ânions fixados

previamente nesses radicais por outros presentes nos efluentes, promovendo assim a remoção

desejada. As resinas têm uma capacidade limitada de troca de cátions ou ânions, que quando é

atingida necessita-se da sua regeneração; esse processo é feito com um ácido ou base forte

(METCALF e EDDY, 2003).

O tratamento biológico para a remoção de nitrogênio é amplamente utilizado, tendo como destaque

o processo de lodos ativados e as lagoas de estabilização. Nas lagoas os principais processos de

remoção do nitrogênio são: volatilização, fixação biológica e sedimentação da matéria orgânica

(REED, 1985). De acordo com Assunção (2009) o processo de volatilização tem pouca

significância para a remoção de nitrogênio, cerca de 3%, sendo os outros processos mais

importantes.

Em lagoas destinadas ao tratamento de efluentes, assim como nos ambientes aquáticos, o nitrogênio

orgânico pode sofrer quebra por intermédio das bactérias heterotróficas, transformando-se em N


9

amoniacal, pelo processo de amonificação. Parte de N orgânico pode sedimentar nas lagoas. Caso

existam condições aeróbias e a presença de bactérias nitrificantes, o N amoniacal poderá ser

convertido a nitrato, pelo processo da nitrificação, que por sua vez, em condições anóxicas e na

presença de carbono orgânico será utilizado por bactérias desnitrificantes como aceptor de elétrons

no processo de desnitrificação, resultando na formação de N2 que escapa para atmosfera

(ESTEVES, 1998; WETZEL, 1981).

Além das lagoas e lodos ativados, a remoção biológica de nitrogênio pode ser realizada em

biorreatores. Nesses podem ser controlados os processos de nitrificação convencional,

desnitrificação convencional, nitrificação e desnitrificação simultâneas (NDS), anammox, sharon,

canon e oland (SANT’ ANNA, 2013).

Anammox é a oxidação anaeróbia da amônia e caracteriza-se pela presença de bactérias que oxidam

o nitrogênio amoniacal a N2, e o nitrito atua como aceptor de elétrons, sob condições anóxicas

(Figura 4). É uma das novas tecnologias para a remoção de nitrogênio, surgiu em 1990, pois remove

dois poluentes simultaneamente, amônio e nitrito, convertendo-os a nitrogênio gasoso. Entretanto,

a tecnologia precisa vencer alguns desafios, tais como: baixa taxa de crescimento das bactérias

anammox; elevada quantidade de biomassa requerida; e a dificuldade para o cultivo das bactérias,

em função da característica específica de substrato, ou seja, baixa concentração de carbono

biodegradável, além de concentrações de nitrito e nitrogênio amoniacal em uma proporção

aproximada de 1:1 (KUENEN, 2008).

Figura 4 - Ciclo simplificado do nitrogênio (Nitrificação, Desnitrificação e Anammox).

Fonte: Scheeren et al. (2011).

Além de apenas remover o nitrogênio dos efluentes, é necessária a busca de processos que visem

à recuperação. Esta traz benefícios ambientais e econômicos, visto que a fixação de nitrogênio

atmosférico (processo Haber-Bosch) tem um elevado consumo energético, as temperaturas são em


10

torno de 500 ⁰C e pressão próxima de 200 bar, e resulta em um gás com apenas 18% do volume

com amônia (DIAS, 2006). Pesquisas mostraram que aproximadamente 30% dos fertilizantes

acabam no esgoto doméstico (BLEKEN e BAKKEN, 1997; MULDER, 2003). Assim, estima-se

que a recuperação dos nutrientes presentes no esgoto doméstico seja capaz de suprir

aproximadamente 30% da demanda atual desse elemento na agricultura, reduzindo a produção de

fertilizante e minimizando seus impactos ambientais negativos.

Os fertilizantes, que são um produto de natureza mineral, natural ou sintética, obtidos por processo

físico, químico ou físico-químico, começaram a ser utilizados em todo o mundo para suprir as

necessidades das plantas. No Brasil o uso de fertilizantes a base de nitrogênio, fósforo e potássio

(NPK) aumentou expressivamente. Entre os anos de 1987 e 2007, um período de 20 anos, a

produção agrícola cresceu 59%, enquanto o consumo de fertilizantes 143%, para um aumento de

área colhida de apenas 13% (KULAIF, 2009). No acumulado de janeiro e fevereiro de 2016 foram

utilizados 4 mil toneladas de fertilizantes nitrogenados, um aumento de 10% em relação a 2015 no

mesmo período (ANDA, 2016).

O reaproveitamento de nitrogênio de efluentes domésticos, industriais e agropecuários para fins

agrícolas substitui o uso de fertilizantes sintéticos e reduziria os gastos com energia envolvidos na

produção e também diminuiria as alterações que o homem causa ao ciclo do nitrogênio. Dentro do

contexto desse trabalho

3.1.2. Fósforo

O fósforo é um elemento químico de símbolo P, não-metal, multivalente, pertencente à série

química do nitrogênio (grupo 15). A origem do seu nome está relacionada ao fenômeno da

fosforescência, que por ser muito reativo, oxida-se espontaneamente em contato com o oxigênio

atmosférico; pela sua etimologia, “fósforo” significa “luz brilhante”.

Foi descoberto em 1669, pelo alquimista alemão Henning Brand, na cidade de Hamburgo

(Alemanha), durante a tentativa de encontrar a pedra filosofal. Ao destilar uma mistura de urina e

areia, e vaporizar a ureia do destilado, obteve um material branco fosforescente, descobrindo – se

então o elemento químico. Porém, eram necessários 50 L de urina para a obtenção de 1 g de fósforo,

tornando o elemento de alto custo (MONTEIRO, 2010).


11

É um elemento sólido à temperatura ambiente e não é encontrado no estado nativo por ser muito

reativo, oxidando-se espontaneamente, sendo encontrado na forma de fosfato (PO4 3-), que contém

um átomo central de fósforo ligado a quatro átomos de oxigênio. Ao estabelecer ligações com

átomos de hidrogênio, pode formar o ácido fosfórico (H3PO4), o dihidrogenofosfato (H2PO4-) e o

hidrogenofosfato (HPO42-), sendo este último a forma predominante em pH neutro, e o primeiro,

em pH baixo ou acidificado (MONTEIRO, 2010; ESTEVES, 1998).

Há muito é conhecida a importância do fósforo nos sistemas biológicos. Esta se deve à participação

deste elemento em processos fundamentais do metabolismo dos seres vivos, tais como:

armazenamento de energia (forma uma fração essencial da molécula de adenosina trifosfato (ATP))

e estruturação da membrana celular (através dos fosfolipídios) (ESTEVES, 1998).

O movimento do fósforo entre a biosfera e geosfera, em diferentes estados, é conhecido como ciclo

do fósforo (Figura 5). É um ciclo lento, passando da litosfera para a hidrosfera por meio da erosão.

A principal reserva de fósforo é a litosfera, mais precisamente as rochas fosfatadas e alguns

depósitos formados ao longo das eras geológicas. Por meio de processos erosivos ocorre a liberação

do fósforo que será utilizado pelos produtores. Entretanto, parte do fósforo liberado é carreado para

os oceanos onde se deposita no fundo ou é consumida pelo fitoplâncton. Após a assimilação pelos

microrganismos, o fósforo é incorporado nas células dando origem ao ácido desoxirribonucleico

(DNA), ácido ribonucleico (RNA) e ATP. Os organismos superiores consomem estes produtores

primários, extraindo o fósforo necessário ao seu metabolismo, crescimento e reprodução. Ao fim

da vida desses organismos, a decomposição da matéria orgânica acarretará a liberação do fósforo

no ambiente (BRAGA et al., 2005; ESTEVES, 1998).

O fósforo é obtido de rochas fosfáticas, um recurso limitado tanto em termos de quantidade quanto

de qualidade. As reservas conhecidas ao redor do mundo possuem quantidades suficientes para

exploração nos próximos 100 a 1000 anos, dependendo da eficiência do uso do recurso durante a

produção e dependendo do uso de fertilizantes nas próximas décadas (SMIL, 2000; ZHANG,

2008). De forma a garantir a sustentabilidade da indústria e da agricultura, a reciclagem do fósforo

deveria ser amplamente encorajada em todo o mundo (DRIVER et al., 1999), e deve ser pontuada

na agenda de um país com forte produção agrícola como o Brasil.


12

Figura 5 - Ciclo do fósforo.


Vale ressaltar que a mineração do fosfato tem elevado impacto ambiental negativo. A extração de

1 kg de fósforo produz 2 kg de rejeitos, contaminados com metais pesados e elementos radioativos,

que normalmente não são dispostos de maneira ambientalmente segura (DRIVER et al., 1999;

WILSENACH et al., 2003). As fontes de poluição por uso de fósforo incluem a agricultura, por

meio da aplicação de fertilizantes, atividades industriais e dejetos de esgoto doméstico. Assim

como para o nitrogênio, o reaproveitamento de fósforo deve ser encorajado.

O fósforo nos efluentes é encontrado sob as formas de ortofosfato, polifosfato, e fósforo orgânico,

este último encontra se combinado à matéria orgânica, em proteínas e aminoácidos. A remoção do

fósforo nos efluentes pode ser feita por processo físico químico (coagulação e floculação) ou por

meio de tratamento biológico (sistema de lagoas).


13

3.1.2. Patógenos

As características físicas, químicas e biológicas das águas traduzem uma série de processos que

acontecem no corpo hídrico e na bacia hidrográfica. Essas características são utilizadas por órgãos

públicos e privados a fim de se definir condições, uso e restrições quanto ao emprego das águas.

As características biológicas das águas referem-se aos diversos microrganismos que habitam o

ambiente aquático. Estes microrganismos desempenham funções de importância, como a

transformação da matéria dentro dos ciclos biogeoquímicos.

Outro aspecto relevante é a possibilidade de transmitir doenças que pode ocorrer por ingestão direta

de água não tratada, ingestão direta de água tratada de má qualidade, ingestão de alimentos

contaminados, ou ainda pela infecção resultante do contato da pele com água ou solos

contaminados (GONÇALVES, 2003).

Ainda de acordo com Gonçalves (2003), em todos os casos citados, as excretas e, em especial, os

esgotos sanitários são as principais fontes de contaminação dos corpos d’água e do solo,

transmitindo bactérias, vírus, fungos, protozoários, helmintos, nematoides e platelmintos,

patogênicos aos seres humanos.

No Brasil, estima-se que 65% das internações hospitalares são devidas às doenças transmitidas pela

água, como por exemplo, disenteria, hepatite, meningite, ascaridíase, tracoma, esquistossomose e

outras (BRASIL, 2014). Segundo a Organização Mundial de Saúde (OMS, 2014), mais de cinco

milhões de pessoas morrem por ano no mundo (número equivalente a toda a população de um país

como a Finlândia) devido às doenças transmitidas pela água.

Uma forma de controle da qualidade da água, a fim de indicar a possibilidade de transmissão de

doenças, fundamenta-se no uso de microrganismos indicadores de contaminação fecal, já que os

agentes patogênicos têm, no trato intestinal humano, as condições ótimas para seu crescimento.

A melhoria dos métodos e evolução na detecção de microrganismos indicadores, além de mudanças

nos critérios de classificação dos microrganismos, ocasionaram discussões sobre qual indicador

adotar. Vários organismos são, historicamente, investigados e aceitos como bons indicadores de

contaminação fecal como os coliformes totais e coliformes termotolerantes, porém, estes grupos

incluem espécies de vida livre.


14

Um indicador de contaminação amplamente utilizado e aceito é a E. coli, pois está presente em

elevadas concentrações no esgoto, responde de forma similar à dos microrganismos patogênicos

aos métodos de desinfecção, é membro obrigatório da flora intestinal humana de indivíduos sadios

e tem método de análise rápido, fácil e econômico. A E. coli é uma indicadora de contaminação

fecal por animais de sangue quente e não foram identificadas subespécies de vida livre (Cohn et

al., 1999).

A E. coli pertence à família Enterobacteriaceae. As características morfológicas desta família

correspondem a bacilos gram negativos, cujas células apresentam membrana citoplasmática,

espaço periplásmico, peptideoglicano ou mureína e membrana externa. A maioria apresenta

filamento flagelar que nasce no citoplasma e muitas possuem cápsulas ou estrutura tipo capsular

conhecida como antígenos K. A membrana externa contém o lipopolissacarídeo, porinas e

diferentes tipos de fímbrias. O cromossomo é único e circular. Não produzem endósporos

(TRABULSI, 2015).

Os aspectos fisiológicos da família Enterobacteriaceae, como afirma Trabulsi (2015), são:

microrganismos anaeróbios facultativos, que reduzem nitrato a nitrito, fermentam a glicose e não

produzem a enzima citocromo oxidase C. São capazes de metabolizar uma ampla variedade de

substâncias como carboidratos, proteínas e aminoácidos, lipídeos e ácidos orgânicos. Produzem

catalase, utilizam glicose como fonte de carbono e amônia como fonte de nitrogênio.

Especificamente, a E. coli é um microrganismo classificado como mesófilo, ou seja, que cresce em

temperaturas moderadas. A faixa de pH ideal se encontra próxima a neutralidade, entre 6,5 e 7,5.

A pressão osmótica do meio é equivalente a 0,85% de salinidade. O tempo de geração é de 20

minutos em condições ótimas (TORTORA, 2012; MADIGAN, 2004).

Para a remoção de microrganismos patogênicos são conhecidas diversas formas de desinfecção,

tais como cloração, ozonização, lagoas de estabilização e radiação ultravioleta (UV). A cloração

pode levar a formação de subprodutos cancerígenos, como as cloroaminas. A radiação UV causa

danos no DNA, impedindo a replicação, transcrição e translação, entretanto, muitos

microrganismos podem reparar este dano causado no DNA através de sistemas de enzimas caso o

microrganismo não tenha recebido uma dose letal (OGUMA et al., 2001; WITKIN, 1976).


15

Em lagoas de estabilização a exposição à fonte de luz solar, é considerado o fator mais importante

de desinfecção natural de microrganismos, e fortemente influenciado pelos parâmetros de OD, pH

e fotosensibilizadores (COLLEY et al., 1999). Porém, de acordo com Mara e Horan (2003) valores

de pH acima de 9,4, promovem o decaimento da concentração de E. coli e Pearson et al. (1997)

indicam que pH acima de 8,4 já podem causar a inativação. Em relação ao OD, estudos sugerem

que valores acima da saturação, indicado pela presença de algas, está relacionado com o

decaimento de microrganismos indicadores (MARA e HORAN 2003; COOLEY et al. 1999;

BOLTON et al 2011). Muñoz et al. (2006) sugerem que a competição entre microalgas e bactérias,

leva ao decaimento destes últimos.

3.1.4. Matéria orgânica carbonácea

A matéria orgânica carbonácea nos esgotos é a principal causadora de poluição das águas. Devido

a degradação da matéria orgânica por bactérias aeróbias, pode ocorrer o consumo do oxigênio

dissolvido (OD) pelos microrganismos, que leva a depleção de oxigênio nos corpos d`água. De

acordo com Jordão e Pessoa (2009) as substâncias orgânicas presentes nos esgotos são constituídas

principalmente por: compostos de proteína, carboidratos, gorduras e óleos, uréia, surfactantes,

fenóis e outros em menor quantidade.

A matéria orgânica carbonácea pode ser classificada quanto a forma e tamanho (suspensão ou

dissolvida), e quanto a biodegradabilidade (inerte ou biodegradável). Devido às diferentes formas

que a matéria orgânica se apresenta, é usual que seja determinada por métodos indiretos, tais como:

demanda química de oxigênio (DQO), demanda bioquímica do oxigênio (DBO), e carbono

orgânico total (VON SPERLING, 2005).

Neste trabalho a quantificação da matéria orgânica foi realizada pela determinação da DQO, que

corresponde à quantidade de oxigênio necessária para oxidar a fração orgânica de uma amostra que

seja oxidável pelo permanganato ou dicromato de potássio em solução ácida. É comum se referir

a DQO filtrada, que corresponde a fração solúvel encontrada no efluente, e a DQO particulada

(JORDÃO e PESSOA, 2009).


16

3.1.5. Impactos ambientais negativos relacionados ao lançamento de efluentes domésticos

sem tratamento prévio

Nos ecossistemas aquáticos o nitrogênio e o fósforo são elementos indispensáveis ao crescimento

dos organismos vivos, porém seu acúmulo pode levar ao crescimento excessivo de algas, o que

causa o fenômeno conhecido como eutrofização.

O acúmulo de nitrogênio e fósforo em corpos d’água tem várias origens, algumas pontuais, como

despejo de efluentes domésticos e industriais, e outras difusas, devido ao excesso de fertilizantes

na agricultura, que são carreados para os rios, lagos e lençóis subterrâneos. Desta forma, a medida

que o nitrogênio e o fósforo são descarregados nos corpos d’água, as condições básicas para o

crescimento das algas é satisfeita. A partir daí, ocorre a proliferação desses organismos que se

desenvolvem próximo à superfície e aproveitam ao máximo a radiação solar disponível. Algumas

espécies de algas produzem substâncias tóxicas que podem afetar a saúde do homem e causar a

morte de animais (TUNDISI, 2003).

A densa população de algas que cobre a superfície dos corpos d`água decompõe-se e libera matéria

orgânica. Ao morrerem os organismos tendem a decantar, e sua decomposição utiliza o OD

presente na água, podendo levar à mortandade de organismos aquáticos que dependem do oxigênio

para sobreviver. Os principais efeitos na eutrofização são (TUNDISI, 2003):

Ausência de oxigênio na água, que provoca a mortalidade de peixes e leva à liberação

de gases com odor (metano e gás sulfídrico);

Deterioração dos valores recreacionais do corpo d`água;

Altas concentrações de matéria orgânica;

Diminuição do OD na água;

Diminuição da biodiversidade.

A eutrofização é um problema mundial e tem provocado impactos ecológicos, econômicos e na

saúde pública nos mais diversos países. Por exemplo, no Golfo do México uma área de

aproximadamente 12000 km² é conhecida como “zona morta” devido à ausência de vida marinha

(Figura 6D). A principal causa desse fenômeno encontra-se nas fazendas de milho e de suínos nos

estados de Illinois e Iowa nos Estados Unidos, pois o uso descontrolado de fertilizantes e o

lançamento de resíduos fizeram com que a eutrofização causasse danos principalmente no início


17

da primavera e no verão. A solução para o problema é a redução de 20% no uso de fertilizantes, o

tratamento de efluentes das criações de suínos, e a recomposição de áreas alagadas do rio Mississipi

(TUNDISI, 2003). Estimou-se em 2003 um investimento da ordem de 10 bilhões de dólares para a

recuperação e um prazo de 10 anos para que o ecossistema se recuperasse. Atualmente de acordo

com Smith e Hanna (2014) a zona morta tem aumentado a cada ano e estima-se um investimento

da ordem de 82 bilhões para recuperação da área.

No ano de 2008 em Qingdao na China ocorreu o maior crescimento de algas já registrado no país,

que foi causado pela aquicultura extensiva. Cerca de 400 km² ao longo da costa ficaram recobertos

por uma massa algal e foram retiradas mais de 150.000 toneladas de biomassa (Figura 6A) (LIU et

al., 2009). Na Austrália em 2009 houve um crescimento de algas azuis no lago Hume que se

estendeu por 600 km², cobrindo quase a totalidade do lago (Figura 6B) (LAUDER, 2009). Na

região do Mediterrâneo (Figura 6C), o acúmulo de nutrientes propicia o crescimento da posidonia

marinha (Posidonia oceânica); todos os anos essa biomassa é recolhida e levada para aterros

sanitários (COCOZZA et al., 2011). O material retirado desses ambientes causa aumento dos

resíduos nos aterros sanitários, custos com transporte e retirada. Entretanto, essa biomassa poderia

ser reutilizada na agricultura como fertilizante, ou para a produção de biocombustível.

No Brasil um caso de eutrofização ocorre na Lagoa da Pampulha, localizada em Belo

Horizonte/MG (Figura 6E). A ocupação inadequada e os escassos investimentos em saneamento

básico trouxeram sérias consequências ambientais para o local, que perdeu 50% do seu volume

original e de acordo com o Instituto Mineiro de Gestão das Águas (IGAM, 2014) apresenta-se no

grau hipereutrófico, que é o estágio o mais avançado de eutrofização. De acordo com Martins

(2014) as obras de revitalização da lagoa iniciaram em 2013, e estimou-se um gasto de 120 milhões

de reais.

Além da eutrofização, o nitrogênio pode causar outros impactos negativos aos ambientes aquáticos.

No processo de nitrificação há consumo de OD no corpo d’água, o que pode causar morte dos

organismos aeróbios. Estima-se que este processo demande um consumo de aproximadamente

quatro quilogramas de oxigênio para cada quilograma de amônia (VON SPERLING e MOTA,

2009). Quando os níveis de OD encontram-se na faixa de dois a quatro miligramas por litro ocorre

a morte dos peixes mais exigentes, e quando os valores de OD encontram-se inferiores a dois


18

miligramas por litro, dependendo do tempo de exposição, pode ser letal à maioria das espécies de

peixes (VON SPERLING, 2005).

Figura 6 - Ambientes eutrofizados (A. Qingdao- China; B. Lago Hume- Austrália; C. Mediterrâneo; D. Golfo do

México; E- Lagoa da Pampulha).

Fonte: Liu et al. (2009); B- Lauder, (2009); C- Cocozza et al. (2009); D- Smith e Hana, (2014); E- Martins, (2014).

O nitrogênio em seus diversos níveis de oxidação apresenta diferentes graus de toxicidade para os

organismos. Em geral os níveis letais são: nitrito > 0,5 mg L-1, nitrato > 5,0 mg L-1 e amônia entre

0,6 e 2,0 mg L-1 (VON SPERLING e MOTA, 2009).

O nitrogênio amoniacal é a forma mais encontrada nos efluentes, e de acordo com o valor de pH,

encontra-se na forma de íon amônio (NH4+) ou não ionizada (NH3). Para valores de pH menores

ou iguais a 7, a forma ionizada é predominante. O aumento do valor de pH favorece o descolamento

do equilíbrio para a prevalência da forma não ionizada (SANT’ ANNA, 2013).

Devido à toxicidade à vida, o lançamento de nitrogênio amoniacal total é regulado pelo Conselho

Nacional de Meio Ambiente (CONAMA) por meio da resolução 430/2011, que determina a

concentração máxima de lançamento em 20 mg L-1 e a CONAMA 357/2005 estipula diferentes

concentrações de nitrogênio amoniacal de acordo com a classe e valor de pH do corpo d`água

(Tabela 1).


19

Tabela 1 - Concentrações permitidas de nitrogênio amoniacal em diferentes classes de corpos d`água.

Classe (águas doces) Valores permitidos

Classe 1 e 2 3,7 mg L-1 N, para pH ≤ 7,5

2,0 mg L-1 N, para 7,5 < pH ≤ 8,0

1,0 mg L-1 N, para 8,0 < pH ≤ 8,5

0,5 mg L-1 N, para pH > 8,5

Classe 3 e 4 13,3 mg L-1 N, para pH ≤ 7,5

5,6 mg L-1 N, para 7,5 < pH ≤ 8,0

2,2 mg L-1 N, para 8,0 < pH ≤ 8,5

1,0 mg L-1 N, para pH > 8,5

Fonte: Brasil (2005).

Assim como o nitrogênio, o fósforo constitui um dos principais nutrientes para os processos

biológicos, ou seja, é um dos chamados macronutrientes, por ser exigido também em grandes

quantidades pelas células. Nos efluentes domésticos há quantidades substanciais de fósforo

(5 mg L-1 a 30 mg L-1), nas formas: orgânica; inorgânica complexa (polifosfatos), como aquelas

utilizadas em detergentes; e ortofosfato inorgânico solúvel. Diferentemente do nitrogênio, o fósforo

não é tóxico quando em excesso e nem causa doenças (VON SPERLING, 2005).

O lançamento de fósforo não é regulado pelo CONAMA 430/2011. Entretanto, a CONAMA

357/ 2005, estipula diferentes concentrações permitidas de acordo com a classe do corpo d’água e

se o ambiente é lótico, lêntico ou intermediário (Tabela 2).

A CONAMA 430/11 que dispõe sobre as condições e padrões de lançamento de efluentes, não

regulamenta o lançamento de microrganismos em efluentes. A CONAMA 357/05 estabelece que

para o uso de recreação de contato primário deverão ser obedecidos os padrões de qualidade de

balneabilidade, previstos na CONAMA 274/00. Para os demais usos a resolução estipula diferentes

concentrações permitidas de acordo com a classe do corpo d’água.

Tabela 2 - Concentrações de fósforo permitido em diferentes classes de corpos d`água.


20

Classe (águas doces) Valores permitidos

Classes 1 e 2 0,020 mg L-1 P para ambiente lênticos

0,025 mg L-1 P para ambiente intermediário

0,1 mg L-1 P para ambiente lótico

Classes 3 e 4 0,050 mg L-1 P para ambiente lênticos

0,075 mg L-1 P para ambiente intermediário

0,15 mg L-1 P para ambiente lótico

Fonte: Brasil, 2005.

Uma recomendação que não faz parte da legislação brasileira, mas merece destaque, é da

Organização Mundial da Saúde (OMS) de 1989. Essa recomendação refere-se ao uso, na irrigação,

de efluentes de estações de tratamento de esgoto e adota como indicadores de qualidade

microbiológica a concentração de coliformes fecais e ovos de helmintos. A Tabela 3 apresenta as

recomendações da OMS para o uso direto de efluentes tratados na agricultura.

Tabela 3 - Recomendação da OMS para o uso de efluentes na agricultura.

Categoria Condições de reúso Grupo exposto

Ovos de

helmintos/L

(média

aritmética)

Coliformes

fecais/100mL

(média

geométrica)

Tratamento

recomendado para

atingir a qualidade

microbiológica

A

Irrigação de culturas que são

ingeridas cruas, campos de

esporte e parques públicos

Trabalhadores,

consumidores,

público

≤1 ≤1000b

Lagoas de

estabilização em série

ou tratamento

equivalente.

B

Irrigação de culturas não

ingeridas cruas como cereais,

para a indústria, pastos,

forragens e árvores

Trabalhadores ≤1 Não se

recomenda

Retenção em lagoas de

estabilização por 8 a

10 dias ou remoção

equivalente de

helmintos e coliformes

fecais.

C

Irrigação de culturas da

categoria B se o público e os

trabalhadores não ficam

expostos

Nenhum Não se

aplica Não se aplica

Pré – tratamento

requerido pela técnica

de irrigação aplicada,

mas não menos do que

tratamento primário.

Fonte: OMS, 1989.


21

Além dos problemas causados pelos macronutrientes e microrganismos patogênicos, a matéria

orgânica presente nos efluentes gera o consumo do oxigênio dissolvido, que tem como

consequência a morte da macrofauna dos ambientes aquáticos. A CONAMA 430/11 estabelece

que a DBO5 dias, 20 °C deverá apresentar a concentração máxima de 120 mg L-1 para efluentes

sanitários, sendo que este limite somente poderá ser ultrapassado no caso de efluente de sistema de

tratamento com eficiência de remoção mínima de 60% de DBO, ou mediante estudo de

autodepuração do corpo hídrico que comprove atendimento às metas do enquadramento do corpo

receptor. Para a determinação da eficiência de remoção de carga poluidora em termos de matéria

orgânica, para sistemas de tratamento como lagoas de estabilização, a amostra do efluente deverá

ser filtrada. A importância dos tipos de DQO está relacionada com o tipo de sólidos encontrados

no efluente tratado, por exemplo, as lagoas facultativas apresentam algas no efluente tratado, logo

a DQO particulada do efluente final poderá ser maior do que a de entrada.

3.2. Microalgas

O termo microalgas não possui valor taxonômico, são organismos com tamanho variado, entre

5 - 50 µm, que possuem clorofila a e outros pigmentos fotossintéticos, envolve seres unicelulares

e multicelulares, planctônicos e bentônicos. Podem ser procariontes ou eucariontes. As células

procariotas não possuem organelas delimitadas por membrana (plastídios, mitocôndria, núcleo,

complexo de Golgi, flagelo), sendo representadas pelas cianobactérias. Já as células eucariotas

apresentam organelas envoltas por membrana, compreendendo o restante das microalgas (LEE,

2008; LOURENÇO, 2006).

A fonte de luz das microalgas pode ser natural (luz solar) ou artificial. A luz artificial apresenta

vantagens, como a regulação de um determinado comprimento de onda, e não afeta o desempenho

das algas por excesso de luz. Entretanto, a luz solar é um recurso gratuito enquanto que a luz

artificial gera um gasto com energia, porém esse empecilho pode ser contornado se forem utilizadas

fontes de luz com baixo consumo energético, como os LEDs.

As microalgas são de hábitos planctônicos em sua maioria, porém também há espécies bentônicas

e de zonas úmidas. Devido à fotossíntese, apresentam a função principal de produtores primários

da cadeia alimentar em vários ecossistemas. Seu cultivo é praticado há mais de um século, mas o

entendimento de seu potencial biotecnológico e suas aplicações estão sendo desenvolvidas nas


22

últimas décadas. Dentre as suas aplicações pode-se citar: fixação de carbono, produção de

biocombustíveis, alimentação animal, e tratamento de águas residuais.

Muitas são as características utilizadas para a classificação das algas, como a natureza das clorofilas

presentes, polímeros de reserva de carbono, a estrutura da parede celular e o tipo de mobilidade,

quando existente (MADIGAN, 2004). A partir das estruturas celulares, as algas são distribuídas

nas seguintes divisões (BICUDO e MENEZES, 2006): Cyanophyta, Rhodophyta, Chrysophyta,

Phaeophyta, Cryptophyta, Pyrrophyta, Euglenopyhta, eChlorophyta.

O crescimento de microalgas pode ser realizado por processo autotrófico, heterotrófico,

mixotrófico e fotoheterotrófico. Em cultura fotoautotrófica, as microalgas utilizam luz como fonte

de energia e carbono inorgânico (CO2, por exemplo) como fonte de carbono para formar energia

química através da fotossíntese. Diferente deste, o cultivo heterotrófico é realizado quando a

espécie de microalga utiliza carbono orgânico como fonte de energia e de carbono. O mixotrófico

ocorre quando a microalga, sob fotossíntese, utiliza como fonte de carbono para o seu crescimento

compostos orgânicos e CO2. Já o cultivo fotoheterotrófico ocorre quando a microalga requer luz

quando utiliza compostos orgânicos como fonte de carbono, sendo este cultivo diferente do

mixotrófico pelo fato de que naquele a luz é requerida como fonte de energia e neste são utilizados

compostos orgânicos para este propósito (BRENNAN e OWENDE 2010; CHEN et al., 2011).

Os nutrientes e o CO2 absorvidos pelas microalgas são utilizados para o seu crescimento, e a

composição química desses microrganismos é basicamente nitrogênio, lipídios e ácidos graxos.

Sabe-se, que a porcentagem de cada componente varia de acordo com a espécie e as condições

ambientais onde são cultivadas e o meio de cultivo (MIAU, 2006).

O crescimento das microalgas é afetado pela disponibilidade de nutrientes no meio de cultivo e de

luz, como dito anteriormente, mas além desses fatores a temperatura e o valor de pH influenciam.

De acordo com Lourenço (2006) a faixa ideal de temperatura em países de clima tropical é em

torno de 20 a 30 ºC, e o valor de pH deve permanecer próximo à neutralidade, porém o consumo

de CO2 pelas microalgas torna a concentração dos íons bicarbonato e carbonato baixas, e como

consequência há um aumento do pH, alterando o equilíbrio do meio para básico.

O aumento de pH pode ser benéfico por favorecer a inativação de patógenos em tratamentos

biológicos de esgoto, porém pode inibir o crescimento das microalgas. Uma forma para controlar


23

o pH é com a injeção de CO2 (KUMAR et al., 2010). Park e Craggs (2011) estudaram a influência

da adição de CO2 em lagoas de alta taxa (LAT), e concluíram que a biomassa algal tem maior taxa

de crescimento em LATs com o acréscimo desse gás.

O sucesso no crescimento de microalgas pode ser alcançado com uma quantidade suficiente de

CO2, e um meio de cultivo que contenha os macronutrientes (nitrogênio e fósforo). Entretanto,

pode ocorrer redução no crescimento da biomassa algal mesmo com estas condições no seu ponto

ótimo, um dos fatores que podem reduzir o crescimento é a luz em excesso. Quando há um estresse

nas microalgas devido ao excesso de luz, ocorre um fenômeno conhecido como fotoinibição

(CHEN et al., 2011).

O excesso de luz pode inibir a fotossíntese através de dois processos: fotoinibição dinâmica e

fotoinibição crônica. A fotoinibição envolve danos aos centros de reação, especialmente no

fotossistema II (FSII), quando eles são superexcitados. No fotossistema II, ocorre perda da proteína

(Dl) envolvida na transferência de elétrons entre P680 (Centro de reação do FSII) e PQ

(Plastoquinona); esta proteína pode ser recuperada posteriormente (processo reversível) (TAIZ e

ZIEGER, 2009).

A fotoinibição crônica é um processo irreversível e envolve diretamente os pigmentos receptores

de luz, os quais, ao absorverem muita luz, ficam muito tempo excitados e interagem com o

O2 produzindo radicais livres, como superóxido (O2-), podendo destruir os pigmentos. Há algumas

defesas bioquímicas utilizadas pelos organismos, como a enzima superóxido dismutase e o

ascorbato peroxidade que destroem os radicais livres. No entanto estas defesas são insuficientes se

a exposição a alta luminosidade é prolongada (TAIZ e ZIEGER, 2009).

As microalgas são capazes de sintetizar seus componentes orgânicos a partir de nutrientes

inorgânicos obtidos do ambiente. Esse processo é conhecido como assimilação de nutrientes, como

nitrogênio e fosforo, que envolve uma série de reações bioquímicas complexas (TAIZ e ZEIGER,

2009).

A assimilação do nitrogênio se inicia a partir do transporte do mesmo, que se apresenta de

diferentes formas, através da membrana plasmática, do meio externo para o meio da célula. Os

organismos assimilam principalmente as formas de nitrato e íon amônio, sendo a amônia o último

produto inorgânico nesse processo (LAVIN e LOURENÇO, 2005; ASSUNÇÃO, 2009).


24

O nitrato necessita ser reduzido à amônia para que esta seja incorporada em aminoácidos. Assim,

a energia gasta para a assimilação do nitrogênio amoniacal é menor do que para a assimilação do

nitrato, explicando a preferência das microalgas pelo primeiro (ASSUNÇÃO, 2009). A amônia é

incorporada em compostos orgânicos por duas principais vias metabólicas: glutamina sintetase e

glutamato sintase (LAVIN e LOURENÇO, 2005). Inicialmente, o glutamato e o NH4+ reagem para

formar glutamina pela ação da glutamina sintetase. É a principal via de conversão da amônia livre

em glutamina que, não sendo tóxica, pode ser transportada. Já o glutamato é produzido pela ação

da glutamato sintase, que catalisa a aminação redutiva do α-cetoglutarato usando glutamina como

doadora de nitrogênio (NELSON e COX, 2006).

As microalgas contêm aproximadamente cerca de 1% em peso seco de fósforo, mas em condições

onde este se encontra em excesso na água, elas são capazes de armazenar fósforo “extra” na forma

de polifosfato para o uso como recurso interno, referido como absorção de luxo. É um recurso

importante, pois este armazenamento permite o crescimento das microalgas mesmo quando a fonte

de fósforo está esgotada (POWELL, 2009; BROWN, 2014; ESTEVES, 1998).

O fósforo extra armazenado pelas microalgas é estocado sob a forma de polifosfato, e utilizado

quando a concentração de fósforo externa é limitante ou está se tornando escassa. Os polifostafos

são divididos em dois tipos: polifosfato ácido solúvel e polifosfato ácido insolúvel. O polifosfato

ácido solúvel apresenta cadeias mais curtas e são as moléculas envolvidas no metabolismo das

microalgas, enquanto que o polifosfato ácido insolúvel são de cadeias mais longas e são utilizados

para o armazenamento de fósforo. As demais formas de fósforo nas microalgas estão sob a forma

dos fosfolipídios, e o fósforo presente nas moléculas de DNA e RNA (POWELL, 2009).

3.3. Microalgas e o tratamento de efluentes

As microalgas podem ser usadas para diversos fins, como para a produção de vitaminas, ácidos, e

pigmentos usados nas indústrias alimentícia, de cosméticos e têxtil. Elas também têm potencial

para produção de biocombustíveis e biofertilizantes (ANDERSEN, 2005; CHISTI, 2007;

KATSUDA et al., 2004; VARFOLOMEEV; WASSERMAN, 2011).

Outro uso que pode ser dado às microalgas é no tratamento de efluentes. Esses microrganismos

podem promover a remoção de nutrientes, contaminantes orgânicos, metais pesados, e patógenos

de águas residuais domésticas e fornecer uma matéria-prima interessante para a produção de


25

bioprodutos (MUÑOZ et al., 2006). Atualmente, pesquisas mais avançadas são desenvolvidas por

países como Estados Unidos, Taiwan, México e Austrália, pois o tratamento de efluentes com

microalgas é altamente atraente pela capacidade de transformar energia solar em biomassa útil e

incorporar nutrientes como nitrogênio e fosforo que são os principais causadores da eutrofização

(ABDEL-RAOUF et al., 2012).

As microalgas necessitam de água e nutrientes para se desenvolverem, ambos presentes no esgoto.

Enquanto crescem, as microalgas removem os nutrientes do efluente e fornecem oxigênio para a

degradação aeróbia da matéria orgânica pelas bactérias. Essas por sua vez produzem o CO2 que é

um subproduto da respiração, e serve como fonte de carbono para as microalgas, Figura 7. Diversos

estudos afirmam que as microalgas podem apresentar taxa de crescimento elevada quando

cultivadas em esgoto (YUN et al., 1997; CHO et al., 2011; MUTANDA et al., 2011).

Figura 7 - Relação de simbiose entre microalgas e bactérias.

Fonte: adaptado de Cetesb (2013).

Além da remoção de nitrogênio e fosforo nos efluentes, as microalgas podem ser empregadas na

redução de matéria orgânica, redução de bactérias (incluindo organismos indicadores de

contaminação fecal) e também para e remoção de metais pesados.

As microalgas podem crescer em diferentes efluentes, como: efluentes domésticos, efluentes

agropecuários, efluentes de dejetos suínos, e efluentes industriais (PITTMAN et al., 2011). O uso

mais comum das microalgas são no tratamento com sistemas de lagoas de estabilização e LATs.

3.4. Fotobiorreatores

Várias técnicas podem ser usadas para o cultivo de microalgas, sendo mais empregados os sistemas

abertos, como em LATs. Existem também os fotobiorreatores, que podem ser fechados ou


26

parcialmente fechados, que apresentam como vantagem a maior produção de biomassa. Os

fotobiorreatores podem ser construídos com diferentes materiais: policloreto de vinila (PVC),

vidro, fibra de vidro, poliuretano, e tijolos (ANDERSEN, 2005; CHISTI, 2007; MATA el al.,

2010).

Além de ter como vantagem maior produção de biomassa, os fotobiorreatores apresentam menor

risco de contaminação da cultura de microalgas, possibilidade do controle da temperatura e pH, e

melhor homogeneização, o que permite melhor contato das microalgas com a luz. Entretanto, o

custo de produção é mais elevado do que quando comparado com os sistemas abertos. O custo

deve-se ao processo de mistura ou injeção de gás, além da iluminação artificial que pode ser

utilizada (ANDERSEN, 2005; BRENNAN; OWENDE, 2010; CHISTI, 2007).

Diferentes configurações de fotobiorreatores foram concebidas, tais como: tubulares, de placas,

tanques agitados, coluna de bolhas, e laminares (BRENNAN e OWENDE, 2010; CHISTI, 2007;

ANDERSEN, 2005; XU et al., 2009). Os tubulares consistem em tubos transparentes paralelos ou

em forma de espiral, e as microalgas são distribuídas através dos tubos por meio de bombas. Os

fotobiorreatores de placas apresentam como vantagem o volume reduzido, as placas são colocadas

na vertical ou horizontal, paralelas ou inclinadas. Os fotobiorreatores de coluna de bolhas são

colunas verticais que possuem injetores de ar com velocidade constante, são fáceis de operar e de

tamanho compacto (XU et al., 2009). Fotobiorreatores de tanques agitados são simples para se

construir e operar, e ideais para diferentes espécies de microalgas. Os tanques agitados podem

trabalhar em sistema contínuo ou em batelada, e podem ter diferentes capacidades e formações

(MUÑOZ et al., 2006).

Para que os fotobiorreatores funcionem com um desempenho favorável para o crescimento das

microalgas existem parâmetros que devem ser controlados, são eles: temperatura, fonte de

iluminação e mistura. A temperatura dos fotobiorreatores deve ser controlada de forma que não

iniba o crescimento das espécies de microalgas ali presentes. O método mais simples do controle

de temperatura é por meio da instalação de um sistema de arrefecimento ou refrigeração, que tem

a função de impedir que a temperatura do sistema varie além dos limites pré-estabelecidos

(ANDERSEN, 2005; GOUVEIA, 2011; LOURENÇO, 2006).


27

A homogeneização ou mistura é outro parâmetro que deve ser considerado porque homogeneíza

os microrganismos, distribui o calor e metabólitos, e facilita a transferência de gases. Além disso,

um certo grau de turbulência, especialmente em produção em grande escala, é desejável para

promover a circulação de microalgas do escuro para a zona de luz do fotobiorreator. Entretanto,

altas velocidades podem danificar as microalgas devido ao cisalhamento ou estresse. O nível ótimo

de mistura deve ser encontrado para cada espécie de alga, a fim de evitar a queda de produtividade

(ANDERSEN, 2005; BOROWITZKA, 1999; GOUVEIA, 2011).

A luz é um parâmetro fundamental nos fotobiorreatores, pois o crescimento das microalgas é

limitado se ocorrer falta ou excesso desta. A clorofila tem a capacidade de absorver a luz; a

intensidade da luz transmitida através de uma cultura cai rapidamente com a distância a partir da

fonte de luz. Quase toda a luz incidente em um fotobiorreator pode ser absorvida dentro uma

pequena camada de microalgas, e caso não haja a mistura as microalgas que estão fora da superfície

iluminada ficam praticamente na escuridão. Consequentemente, a mistura adequada "equilibra" a

intensidade da luz, permitindo que todos os microrganismos tenham um contato uniforme e, além

disso, assegura a troca de gás eficiente e melhor controle de temperatura (ANDERSEN, 2005;

MATA et al., 2010).

Os fotobiorreatores podem ser iluminados com luz artificial, luz solar ou a combinação de

diferentes fontes de luz. A luz solar é um recurso natural gratuito, mas varia com o ciclo diário (em

média, 10 h /dia, variando ainda o ângulo de ataque do fluxo luminoso sobre a superfície terrestre),

estação do ano (equinócio tem radiação média uniforme, solstício tem radiação média concentrada

em um hemisfério) e latitude (equador é, em geral, mais iluminado), fatores esses que limitam o

crescimento da biomassa algal. Além disso, o excesso de iluminação pode causar o fenômeno de

fotoinibição (CHEN et al., 2011; MATA et al., 2010).

Para contornar essas limitações com a luz natural, pode-se optar pela iluminação artificial. Esta

possibilita produção diária contínua, pois assume o papel da radiação solar. Entretanto, as

diferentes fontes de iluminação artificial apresentam vantagens e desvantagens entre si, com isso

diferentes projetos de fotobiorreator com estratégias de iluminação distintas foram desenvolvidos

com o objetivo de aumentar a taxa de produção de microalgas. As fontes de luz usadas nesse

processo podem ser lâmpadas fluorescentes, laser, fibra ótica, e LED (ANDERSEN, 2005; CHEN

et al., 2011).


28

Chen et al. (2013) estimaram que para um fotobiorreator de 40 L o consumo em kWh com o uso

de lâmpadas fluorescentes era de 40,32, enquanto que para o mesmo fotobiorreator com lâmpadas

de LED o consumo foi de 20,16. Ou seja, uma redução de 50% no consumo o que torna o uso de

LEDs atrativo.

3.5. Diodos emissores de luz

Os diodos emissores de luz (LEDs) são dispositivos semicondutores, que emitem luz por

eletroluminescência. O primeiro relato no meio científico da criação de um LED foi em 1907 por

Henry Joseph Round, a partir de um cristal de silício (Si) e carbono (C). A partir de 1950 surgiram

os LEDs fabricados com gálio (Ga), nitrito (Ni), índio (I), alumínio (Al), e fósforo (P), que são

usados até os dias de hoje. O primeiro LED para venda foi oferecido pela General Electric

Corporation no início de 1960, este emitia radiação visível na parte vermelha do espectro e a

quantidade fabricada era baixa, provavelmente devido ao elevado preço, que era de US$ 260 por

unidade (SCHUBERT, 2006).

No início os LEDs eram utilizados somente em iluminação indicativa, principalmente em

equipamentos eletroeletrônicos, serviam para apontar se determinadas funções estavam ativadas

ou não. Com o avanço das pesquisas, foram fabricados LEDs com fluxos luminosos maiores e a

descoberta da tecnologia para a emissão de luz branca possibilitou o uso em residências, indústrias,

lanternas, placas indicativas, entre outros (BULLOUGH, 2003).

Os LEDs são constituídos por duas camadas diferentes de semicondutores em estado sólido, que

convertem energia elétrica em luz monocromática, formando uma junção denominada P-N. O lado

P contém lacunas (falta de elétrons) enquanto o lado N contém cargas negativas em excesso

(excesso de elétrons). Quando polarizado diretamente, os elétrons e lacunas se movimentam em

direção ao mesmo ponto. A combinação entre esses elementos resulta na emissão de fótons. Vale

ressaltar que os LEDs convencionais (usados em iluminação) não emitem comprimento de onda

na faixa do ultra violeta (UV) (SCHUBERT, 2006; SCHULZE et al., 2014) (Figura 8).

A luz emitida pelo LED está relacionada ao material utilizado na composição dos semicondutores.

Os materiais alumínio, gálio, índio e fosfeto (AlGaInP) são responsáveis pela emissão de luz

vermelha, amarela e laranja. Os primeiros LEDs azuis e verdes foram obtidos pela combinação de

gálio e nitrito (GaN), entretanto tinham baixa eficiência luminosa e logo foram substituídos. A


29

combinação de semicondutores mais eficiente é formada pelos elementos gálio, índio e nitrito

(InGaN) (SCHUBERT, 2006).

Figura 8 - Esquema de funcionamento de um LED.

Fonte: adaptado de Schulze et al. (2014).

O LED branco pode ser obtido pela superposição das cores primárias (vermelho, verde e azul), que

geram um feixe de luz branca. Outro modo, que é o mais usual, é a utilização de uma camada de

fósforo na superfície de um LED azul. A camada de fósforo faz com que a luz azul torne-se

amarelada. O restante da luz azul combina-se ao amarelo dando origem à cor branca (BULLOUGH,

2003; SCHUBERT, 2006; SCHULZE et al., 2014).

A descoberta da geração da luz branca a partir de LEDs azuis rendeu a três cientistas japoneses o

Prêmio Nobel de Física em 2014. As cores verdes e vermelhas já existiam desde 1960, mas somente

no início dos anos 1990 os semicondutores desenvolvidos pelos cientistas permitiram a criação do

LED azul, que posteriormente possibilitou a criação da luz branca. A Real Academia Sueca de

Ciências vê até um contexto social na invenção: “a lâmpada de LED é uma grande promessa para

o aumento da qualidade de vida de mais de 1,5 bilhão de pessoas ao redor do mundo que não têm

acesso às redes de eletricidade graças ao baixo consumo, pode-se alimentá-la com energia solar

local” (GARCIA, 2014).

Com o avanço das tecnologias e os métodos de fabricação foi possível desenvolver LEDs que

emitem comprimento de onda na faixa do UV e que podem ser usados em processos de tratamento


30

de efluentes como desinfecção e processos oxidativos avançados (CHEVREMONT et al., 2012).

Os LEDs que emitem o comprimento de onda nessa faixa são produzidos com semicondutor nitrito,

e de acordo com o comprimento de onda desejado alteram-se alguns elementos da composição. O

princípio de funcionamento desses é similar aos LEDs convencionais, entretanto os

semicondutores são polarizados e passam a emitir um comprimento de onda na faixa da luz UV

(CHEVREMONT et al., 2012; SCHUBERT, 2006).

Os LEDs apresentam vantagens em comparação com as lâmpadas incandescentes e fluorescentes,

tais como (CHEVREMONT et al., 2012):

Longa durabilidade (pode chegar a 100.000 h);

Alta eficiência luminosa;

Baixo consumo energético;

Alta resistência a choques e vibrações;

Luz dirigida (unidirecional);

Baixa dissipação de calor, o calor produzido é emitido para a parte posterior do LED;

Livre de mercúrio, que é um contaminante ao meio ambiente.

Porém, apesar de todo o marketing em torno do benefício dos LEDs e que os mesmos são livres de

contaminantes para o meio ambiente, eles contêm substâncias, tais como gálio, índio, arsênio,

antimônio, que são usados para a fabricação dos semicondutores. Os dissipadores de calor, soldas

e fios contêm metais adicionais, como cobre, ouro, níquel e chumbo. Tais compostos podem ser

prejudiciais ao meio ambiente e à saúde humana, portanto devem ser criadas leis para regulamentar

a produção e o descarte dos semicondutores após o término de sua vida útil. Além disso, o processo

de fabricação ainda utiliza grandes quantidades de energia para a produção dos semicondutores,

fato que é parcialmente compensado pela alta quantidade de chips produzida em relação à energia

aplicada ao processo (LIM et al., 2011).

Diante das vantagens apresentadas e das potencialidades dos LEDs, esses estão gradativamente

substituindo as lâmpadas incandescentes em muitas aplicações. Na área ambiental, especificamente

para o tratamento de efluentes já é possível encontrar trabalhos que utilizam essa tecnologia.


31

3.6. Fotobiorreatores de microalgas e LEDs para tratamento de efluentes domésticos

A iluminação dos fotobiorreatores influencia diretamente o crescimento da biomassa algal e a

remoção dos poluentes. Para garantir um melhor aproveitamento energético pode-se selecionar um

intervalo específico de comprimento de onda que promova melhor crescimento das algas, ou

remoção de determinado nutriente.

Os comprimentos de onda azul (λ ≈ 420 - 470 nm) e vermelho (λ ≈ 600 nm) são preferencialmente

absorvidos pelas microalgas. Tal fato está relacionado com a história da evolução das microalgas,

e com os pigmentos presentes nos cloroplastos. Cada espécie de microalga possui um ponto ótimo

de absorção de luz e que poderá melhorar o seu crescimento (SCHULZE et al., 2014).

Wang et al. (2007) verificaram que os LEDs na cor vermelha, seguida da luz branca, com fluxo

luminoso na faixa de 1500 a 3000 µE m−2 s−1 (1 E = 1 mol de fótons) promovem melhores taxas

de crescimento de Spirulina platensis, cerca de 100 - 300 mg L-1 de peso seco.

Yan et al. (2013) avaliaram o tratamento de efluente sintético doméstico com o uso de microalgas

e LEDs em fotobiorreatores com 0,4 L de efluente e 0,2 L de solução de Chlorella vulgaris.

Concluíram que o LED na cor vermelha apresenta melhores taxas de crescimento da biomassa

(acima de 100%), remoção de nitrogênio (78%), remoção de fósforo (68%) e remoção de matéria

orgânica (76%). A eficiência de remoção decai na seguinte ordem de comprimentos de onda:

vermelho > branco > amarelo > violeta > azul > verde.

A intensidade do fluxo luminoso ideal varia de acordo com a densidade populacional de

microalgas, sendo indicado no período 0 - 48 h o fluxo luminoso de 1000 µE m-2 s-1, 48 - 96 h com

1500 µE m-2 s-1, 96 - 120 h com 2000 µE m-2 s-1 e na última fase, 120 - 144 h o fluxo de

2500 µE m- 2 s-1 (YAN et al., 2013). Nesse estudo não era realizado o revolvimento do líquido,

logo com o aumento da biomassa as camadas superiores dificultavam a penetração da luz, o que

desfavorecia o crescimento das microalgas que estavam abaixo da camada superficial, tendo em

vista o que já foi apresentado sobre a homogeneização.

Yan et al. (2012) usaram uma cultura de C. vulgaris para tratar um efluente resultante da

fermentação anaeróbia de esgotos com microalgas e LEDs, alcançaram eficiências semelhantes

para as cores vermelha e amarela na remoção de nitrogênio e matéria orgânica. Para esses autores


32

o efeito de remoção da cor azul foi inferior as demais, devido ao fato das bandas de absorção da

clorofila a não estarem presentes no comprimento de onda desta cor. A luz branca apresentou um

efeito de remoção intermediário entre o vermelho e amarelo. As melhores taxas de crescimento

também foram as do vermelho e amarelo.

Katsuda et al. (2004) propuseram que a iluminação com LED vermelho é adequada para o

crescimento de microalgas, enquanto a mudança para iluminação com LED azul pode melhorar a

produção de astaxantina, que é um corante utilizado para carnes, por Haematococcus pluvialis.

Além do potencial para tratar efluentes as microalgas e LEDs podem gerar produtos para as

indústrias alimentícia (corantes, suplementos protéicos), farmacêutica e cosmética.

Baseado nos dados de Yan et al. (2012) e Yan et al. (2013) o crescimento da biomassa algal é

influenciado pela intensidade luminosa, e a luz vermelha é a que promove maior crescimento algal

na faixa de 1000 a 2500 µE m-2 s-1. A cultura de C. vulgaris apresentou um crescimento exponencial

até a intensidade de 2300 µE m-2 s-1, após este valor houve um decréscimo, e na intensidade de

500 µE m-2 s-1 não apresentou crescimento. No estudo de Wang et al. (2007) a S. platensis não

apresentou decaimento até a faixa de 3000 µE m-2 s-1, e não cresceu na intensidade de

300 µE m- 2 s- 1, o que indica que cada espécie apresenta interações (respostas) diferentes ao fluxo

de luz.

Conforme dados de Xu et al. (2013) que utilizaram um fotobiorreator (com agitação três vezes ao

dia) de 0,6 L com efluente sintético e C. vulgaris o melhor tempo com relação à absorção de

nutrientes se dá no sexto dia (144 h), porém há uma variação de acordo com a intensidade luminosa.

Após esse tempo foi observado um decaimento na remoção dos nutrientes, tal fato de acordo com

os autores pode estar associado ao fenômeno de fotoinibição, que é causado pelo excesso de

luminosidade, que provoca danos aos receptores de luz nas microalgas.

Das et al. (2011) constataram que a Nannochloropisis sp. apresenta a melhor taxa de crescimento

com o uso de luz azul, seguida da branco, verde e, por fim, vermelho. Nesse estudo foram utilizados

fluxos luminosos de 300 a 1200 lux (não foi realizada a conversão da unidade de lux para

µE m- 2 s- 1, pois é necessário ter informações sobre as características do LED usado, e tais

informações não foram disponibilizadas no artigo). Ao contrário do que apontam os estudos de


33

Wang et al. (2007), Yan et al (2012), Yan et al. (2013 e Xu et al. (2013) as microalgas podem

crescer em baixos fluxos luminosos.

Atta et al. (2013) investigaram o crescimento de C. vulgaris com o LED azul em fluxos luminosos

de 100 a 300 µE m-2 s-1 e verificaram que com um fluxo de 300 µE m-2 s-1 as microalgas

apresentavam menor taxa de crescimento do que nos fluxos menores, e que possivelmente era

devido ao processo de fotoinibição. Entretanto, os estudos do Yan et al. (2013), Wang et al. (2007)

e Xu et al. (2013) apontam que o fenômeno de fotoinibição só ocorre em fluxos maiores.

Os fotobiorreatores utilizados nestes estudos citados possuem diferentes configurações de

iluminação, Tabela 4. Alguns apresentam iluminação pontual e outros um painel de LEDs, que

possibilita a distribuição uniforme da luz. Como os diferentes estudos com LEDs e microalgas

utilizam diferentes espécies de microalgas e diferentes volumes não é possível avaliar se a

distribuição da luz afeta a eficiência do sistema para a remoção de nutrientes e matéria orgânica.

Os estudos nessa área devem avançar para avaliar a eficiência do uso de LEDs em fotobiorreatores

para tratar efluentes em maior escala. Além disso, deve ser verificada a possibilidade de se trabalhar

com microalgas que crescem espontaneamente no meio, e não com um cultura pura, pois no esgoto

é difícil garantir que haja somente o crescimento de uma espécie e também para facilitar a aplicação

dessa tecnologia.


34

Tabela 4 - Fotobiorreatores usados em diferentes trabalhos.


3.7. Planejamento experimental multivariado

A otimização univariada requer uma quantidade grande de experimentos o que consome tempo e

insumos dos laboratórios, além disso, a influência entre as variáveis analisadas não são

consideradas. Os métodos de análise multivariada são uma alternativa que possibilitam uma

economia e efetividade da otimização simultânea de mais de uma variável (TEÓFILO, 2013).

O primeiro passo para o planejamento de experimentos é decidir quais são os fatores e as respostas

de interesse. Os fatores são as variáveis que o experimentador tem condições e está interessado em

Fonte Meio de

crescimento

Volume do

fotobiorreator

(L)

Número de

LEDs

utilizados

Espécie de

microalga Fluxo luminoso

Comprimento

de onda (cor)

Yan et al.

(2013)

Efluente

sintético

(OEDC,1996)

0,6 1 LED de

12 V C. vulgaris

O fluxo ótimo

para as

microalgas

depende da

densidade

populacional

variando de

1000 a 2000

µEm-2s-1

Vermelho

Wang et

al. (2007) Meio Zarrouk 0,2

1 LED de 5

V

Spirulina

platensis 3000 µEm-2s-1 Vermelho

Yan et al.

(2012)

Lodo de reator

anaeróbio 0,6

1 LED de

12 V C. vulgaris

1500 – 1800

µEm-2s-1 Vermelho

Koc et al.

(2012) Meio Zarrouk 3

Painel com

445 LEDs C. Kessleri 340 µEm-2s-1

Azul e

vermelho

Das et al.

(2011) Meio Zarrouk 0,1 10 LEDs

Nannochloropsis

sp.

O fluxo ótimo

depende da

densidade

populacional das

microalgas,

variando de 400

a 1000 lux

Azul

Atta et al.

(2013) Meio Basal 0,5 1 LED C. vulgaris 300 µEm-2s-1 Azul

Xu et al.

Efluente

sintético

(OEDC,1996)

0,6 1 LED C. vulgaris 1500 a 2000

µEm-2s-1 Vermelho


35

controlar. Esses fatores podem ser qualitativos ou quantitativos e devem ser determinados os níveis

em que eles serão estudados. As respostas são as variáveis de saída do sistema nas quais está-se

interessado e que serão, ou não, influenciadas pela variação dos fatores (BARROS et al., 2001).

Quando se trabalha com um sistema complexo em que muitas variáveis são capazes de influenciar,

porém não se sabe em qual magnitude, pode-se fazer uso de um planejamento de triagem. Este tipo

de planejamento auxilia na verificação, de maneira simultânea, do real efeito das diversas variáveis

sobre o sistema estudado, além da possível interação que ocorre entre elas. Deste modo, as variáveis

que influenciam o sistema são reconhecidas e devem ser estudadas mais profundamente em uma

etapa posterior (TEÓFILO e FERREIRA, 2006; BARROS et al., 2001).

Na etapa de triagem pode-se utilizar o planejamento fatorial composto com ponto central. Nesse

são investigadas as influências de todas as variáveis experimentais de interesse e os efeitos de

interação na resposta. Quando a combinação de K fatores é investigada em dois níveis, um

planejamento fatorial consistirá de 2k experimentos (FILHO, 2015).

São definidos níveis quantitativos dos fatores analisados, e essas são representados pelos sinais - 1

e + 1 para o nível inferior e superior. A combinação desses níveis gera a matriz de planejamento,

a Tabela 5 representa a matriz de um planejamento 22, que consiste de quatro experimentos; este é

o número mínimo para um planejamento desse tipo.

Tabela 5 - Matriz de um planejamento fatorial com ponto central 2².

Experimentos Variáveis

Média X1 X2

1 + -1 +1

2 + +1 +1

3 + -1 -1

4 + +1 -1

Fonte: Teófilo (2013).

Os efeitos (ef) para cada coluna da matriz de coeficientes de contraste são dados pelas Equações 1

e 2. A Equação 1 descreve o efeito para a média de todas as observações, enquanto a Equação 2

descreve o cálculo do efeito para as variáveis e interações usando a diferença entre as médias das


36

observações no nível mais (yi(+)) e as médias das observações no nível menos (yi (-)), sendo n o

número de amostras e i o número de respostas (TEÓFILO e FERREIRA, 2006).

𝑒𝑓𝑚é𝑑𝑖𝑜 = ∑ 𝑦𝑖𝑛

𝑖=1

𝑛 (Equação 1)

𝑒𝑓 = ∑ 𝑦𝑖

𝑛2𝑖=1

(+)− ∑ 𝑦𝑖

𝑛2𝑖=1

(−)

𝑛/2 (Equação 2)

Para estimar o erro experimental é necessário que se façam ensaios em replicatas, e nesse caso um

número maior de experimentos será exigido. Em muitos casos, a realização de repetições autênticas

de cada experimento pode ser algo inconveniente por diversas razoes. Para contornar este

infortúnio e obter uma boa estimativa dos erros com um menor número de experimentos,

normalmente se inclui um ponto experimental no centro do planejamento (nível zero: 0), em que o

valor médio dos níveis de todas as variáveis é empregado. Essa abordagem é conhecida como

planejamento fatorial com ponto central. Esse tipo de planejamento é recomendado pelas seguintes

razões: o risco de perder a relação não linear entre os intervalos é minimizado e é possível estimar

um modelo razoável e verificar se há falta de ajuste (TEÓFILO e FERREIRA, 2006).

Deste modo, é possível avaliar a significância dos efeitos ou coeficientes, tanto em planejamentos

de triagem (completos ou fracionários) como em metodologias de superfície de resposta com um

número de replicatas significativamente menor na maioria das vezes. Além desta vantagem,

recomenda-se este tipo de experimento pelas seguintes razões: o risco de perder a relação não linear

entre os intervalos é minimizado e é possível estimar um modelo razoável e verificar se há falta de

ajuste (TEÓFILO e FERREIRA, 2006; BARROS NETO, SCARMINIO, BRUNS, 2001).

A limitação da aplicação de um ponto no centro do planejamento está no fato de que não é possível

de ser aplicada quando se utilizam variáveis qualitativas, visto que não há como definir um ponto

médio nesta situação (TEÓFILO e FERREIRA, 2006; BARROS NETO, SCARMINIO, BRUNS,

2001).

O planejamento fatorial completo com ponto central pode estimar além de apenas efeitos principais

e interações, o grau de curvatura na resposta. Para descrever a função que rege o sistema estudado,

são utilizados os polinômios mais simples, ou seja, aqueles que contêm apenas termos lineares,

conforme exemplo da Equação 3 para duas variáveis X1 e X2 (TEÓFILO e FERREIRA, 2006).


37

𝑦 = 𝑏0 + 𝑏1𝑋1 + 𝑏2𝑋2 + 𝑏12𝑋1𝑋2 + 𝑒 (Equação 3)

Em que: b = coeficientes da regressão ou vetor de regressão (efeitos);

e = erro.

Através de cálculos matriciais é possível determinar o vetor de regressão, sendo que

especificamente para o planejamento fatorial completo esse cálculo é dado pela Equação 4.

𝑏 =1

√𝑛𝑋𝑡𝑦 (Equação 4)

Em que: Xt = a transposta da matriz de coeficientes de contraste X;

y = vetor de respostas obtido experimentalmente;

n = número de ensaios.

Desta maneira, o modelo empregado para descrever as respostas é elaborado em função dos efeitos

de cada uma das variáveis e da interação entre elas sobre o sistema.

Na literatura há diferentes métodos para se avaliar efeitos e coeficientes significativos; entre os

mais usados destaca-se a análise de variância (ANOVA), o gráfico de probabilidade normal

(distribuição normal) e a comparação de efeitos com uma medida independente da variabilidade

(TEÓFILO e FERREIRA, 2006).

Após a etapa de triagem, os fatores significativos são selecionados e uma metodologia de análise

de superfície de resposta pode ser executada para otimização do experimento. Otimizar significa

encontrar os valores das variáveis que irão produzir a melhor resposta desejada, isto é, encontrar a

região ótima na superfície definida pelos fatores. A metodologia de superfície de resposta baseia-

se na construção de modelos matemáticos empíricos que geralmente empregam funções

polinomiais lineares ou quadráticas para descrever o sistema estudado e, consequentemente, dão

condições de explorar (modelar e deslocar) o sistema até sua otimização (TEÓFILO e FERREIRA,

2006).

O processo de otimização multivariada pode ser realizado, pelo planejamento composto central

(CCD). Esse planejamento surgiu em 1951, como uma evolução dos planejamentos 33, que

necessitavam de muitos experimentos para um pequeno número de fatores, mesmo para

planejamentos fracionários (TEÓFILO, 2013).


38

Para construção de um planejamento CCD é necessário definir o número de variáveis a serem

estudadas (k), qual planejamento fatorial será empregado (completo 2k ou fracionário 2k - b) e

quantos experimentos serão realizados no ponto central (2k). O número de experimentos a ser

realizado é dado por 2k + 2k + 1 (TEÓFILO e FERREIRA, 2006).

Materiais e métodos

39

4. Materiais e métodos

O trabalho foi realizado em três etapas (Figura 9). A primeira etapa do trabalho visou responder as

perguntas sobre o funcionamento dos fotobiorreatores e do efluente que deveria ser utilizado para

realizar os experimentos. Foram realizados testes preliminares com o objetivo de avaliar diferentes

tipos de iluminação (fitas e lâmpadas de LED) para a remoção de nitrogênio, fósforo, matéria

orgânica, E. coli e o crescimento de biomassa, além de se avaliar o uso de efluente sintético em

comparação ao uso de efluente real. Foram usados fotobiorreatores de 24 L nesta etapa preliminar

e foi testada somente a luz branca.

Figura 9 - Fluxograma das etapas realizadas no trabalho


A segunda etapa do trabalho foi a realização de experimentos com diferentes comprimentos de

onda, com fluxos luminosos e tempos distintos, por meio do uso de planejamento estatístico,

utilizando técnicas de análise multivariada, para otimizar a remoção de nitrogênio, fósforo, matéria

orgânica, E. coli e o crescimento de biomassa. Nesta etapa foram utilizados fotobiorreatores de

2,8 L, e foram testadas as cores branco, azul e vermelho.

Com a melhor condição encontrada na etapa segunda etapa foi realizado um experimento em um

fotobiorreator de 24 L. Estes resultados foram comparados com os testes preliminares.


40

4.1. Avaliação do uso de luz artificial em fotobiorreatores (testes preliminares)

Os fotobiorreatores foram construídos em recipientes de polietileno preto, com uma configuração

geométrica retangular com 0,41 m de largura e 0,33 m de altura, e volume útil de 24 L. Foi instalado

um sistema de agitação lenta, com a utilização de bombas de aquário submersas (Sarlo Better SB

1000A), com o objetivo de uniformizar o contato da biomassa com a luz artificial disponibilizada

acima da superfície do líquido. Para que a iluminação ficasse sob o fotobiorreator, foi construída

uma estrutura de madeira com o objetivo de acoplar a luz artificial. Foram testados LEDs com

fluxos luminosos e características distintas, conforme pode ser observado na Tabela 6. A Figura 10

mostra a vista inferior das placas luminosas utilizadas com os LEDs e a vista em corte do

fotobiorreator.

Tabela 6 - Características dos LEDs utilizados nos testes preliminares.

Modelo

do LED

Fluxo

luminoso

medido abaixo

da lâmpada

(µE m-² s-1)*

Fluxo luminoso

distribuído na

superfície do

reator

(µE m-² s-1)

Potência de

consumo (W)

Temperatura

de cor (K)

Lâmpada LED PAR

30/E27 4500 390 34,0 3000

Lâmpada LED PAR

650h03-D-65K 1500 52 20,0 6500

Fita de LED 3528

IP20 3M 160 160 20,6 2700

Fonte: elaborado pela autora (2016). * 1 E = 1 mol de fótons

Foram realizados três experimentos em momentos distintos, com três configurações diferentes de

LEDs. Foram usados dois tipos de efluente, os quais serão descritos posteriormente. A Figura 11

mostra a configuração de cada fotobiorreator, assim como sua nomenclatura e o fluxo luminoso.

Vale ressaltar que os fotobiorreatores foram montados com 15% de inóculo e 85% de efluente, e

operaram em regime de batelada, durante 15 dias. Os fotobiorreatores tiveram iluminação constante

(24 h/dia) e estavam isolados de outras fontes de iluminação externa.


41

Figura 10 - Placa luminosa, vista inferior. a: Lâmpada LED PAR 30/E27; b: Lâmpada LED PAR 650h03-D-65K; c:

Fita de LED 3528 IP20 3m. As medidas estão em centímetros (cm).


a

b

c


42

Figura 11 - Configuração dos experimentos nos testes preliminares.


4.2. Avaliação de fotobiorreatores com diferentes comprimentos de onda (planejamento

experimental multivariado)

Os fotobiorreatores foram montados em frascos de vidro com volume útil de 2,8 L de geometria

cilíndrica com 0,25 m de altura e 0,15 m de diâmetro. Com o objetivo de manter a temperatura

constante em torno de 24 ⁰C foi instalado dentro dos fotobiorreatores um termostato (Roxin HT-

1900). Para impedir a entrada de luz pelas laterais dos fotobiorreatores, esses foram encapados


43

lateralmente, com tecido não tecido (TNT) preto, e isolados em baias revestidas com placas de

isopor encapadas, também, com TNT preto.

Para uniformizar o contato da biomassa com a luz disponibilizada foi instalada uma bomba de

aquário submersa da marca Salor Better (SB1000C). Devido ao calor dissipado pela bomba de

aquário no meio líquido, a bomba foi programada por meio de um temporizador (FOX LUX FX

TBD) para funcionar por três minutos e por 69 ficar desligada, repetindo este ciclo 20 vezes/dia,

durante toda a operação do fotobiorreator.

A ideia inicial nos experimentos era utilizar refletores holofote de LED RGB (IP65). Entretanto,

devido ao vidro o fluxo luminoso máximo necessário (2000 µE m-2 s-1) não foi alcançado. Para

obter um fluxo luminoso desejado os refletores foram desmontados e retirou-se os LEDs. Esses

foram fixados em placas metálicas com 6 × 6 cm. A placa foi fixada em um suporte universal de

laboratório e um cooler foi fixado no suporte para evitar o aquecimento do LED, o que poderia

levar ao mau funcionamento, Figura 12.

Foi instalada dentro dos fotobiorreatores uma régua para medir o nível do líquido e diariamente o

nível era completado com água destilada. Ao completar o tempo de funcionamento de cada

fotobiorreator, os mesmos eram desmontados e as análises realizadas. Os fotobiorreatores foram

completados com 10% de inóculo (0,28 L) e 90% de efluente (2,52 L). Vale ressaltar que os

fotobiorreatores operaram com iluminação constante (24 h/dia) e estavam isolados de outras fontes

de iluminação externa.

Figura 12 - Esquema do fotobiorreator utilizado no planejamento experimental multivariado.



44

4.2.1 Planejamento experimental

Sabe-se que muitos fatores são responsáveis pelo crescimento e composição da biomassa, tais

como: luz (comprimento de onda e intensidade), pH, temperatura, CO2, composição do meio de

cultivo e relação N:P. Entretanto, o fluxo luminoso e o comprimento de onda são essenciais para a

fotossíntese, que é o processo gerador de energia para as microalgas.

Portanto, nesse trabalho foi definido que seriam testados diferentes comprimentos de onda em

diferentes fluxos luminosos, que é a primeira variável. Optou-se pelos comprimentos de onda

representados pelas cores vermelho, azul e branco, pois de acordo com os trabalhos de

Yan et al. (2013), Yan et al. (2012), Wang et al. (2007), Choi e Lee (2015), Koi et al. (2012) e

Atta et al. (2013) estes foram os que apresentaram os melhores resultados para crescimento de

biomassa. A segunda variável estudada nesse trabalho foi o tempo, visto que em um fotobiorreator

é essencial conhecer o melhor tempo para a remoção dos poluentes e crescimento da biomassa.

A definição dos níveis nos quais as variáveis seriam estudadas na triagem se deu a partir dos testes

preliminares feitos em laboratório e da literatura. Para a variável fluxo luminoso partiu-se do

princípio que a luz é essencial para o crescimento das microalgas, mas em excesso pode causar

danos ao fotossistema. De acordo com estudos de Yan et al. (2013) e Yan et al. (2012), fluxos

luminosos superiores a 3000 µE m-2 s-1 podem levar ao fenômeno de fotoinibição.

Nos estudos de Yan et al. (2013), Yan et al. (2012) e Wang et al. (2007) foram testados fluxos

luminosos de 300 a 3000 µE m-2 s-1 e foi observado que nas intensidades inferiores o crescimento

da biomassa foi pequeno ou próximo a zero, e nos fluxos superiores o crescimento de biomassa

também foi menor do que nos fluxos intermediários. As melhores taxas de crescimento foram em

torno de 2000 µE m-2 s-1. Entretanto, os trabalhos de Choi e Lee (2015), Koi et al. (2012) e

Atta et al. (2013) testaram fluxos luminosos abaixo de 300 µE m- 2 s-1 e obtiveram resultados

satisfatórios em termos de crescimento de biomassa. Portanto, optou-se na etapa de triagem definir

os níveis de 500 e 2000 µE m-2 s-1 para que pudesse avaliar todo o intervalo que os estudos citados

investigaram e na etapa de superfície de resposta chegar ao ponto ótimo. Caso a etapa de triagem

indicasse que as melhores respostas estivessem na faixa de 500 µE m-2 s-1, por exemplo, seriam

avaliados na superfície de resposta, valores na faixa de 100 a 800 µE m-2 s-1.


45

A partir dos testes preliminares e da literatura constatou-se que o tempo também é uma variável

importante no sistema, pois as microalgas necessitam de tempo para assimilar os nutrientes

presentes dos efluentes. Nos testes preliminares foi definido o intervalo de tempo de 15 dias para

a execução do experimento, e partir dos resultados decidiu-se levar para a etapa de triagem um

tempo de 12 dias, como nível superior, e quatro dias como nível inferior, visto que nesse tempo

inferior já foi possível notar a eficiência do sistema para a remoção de alguns poluentes. Não foram

encontrados trabalhos que analisassem o tratamento de efluentes com o uso de microalgas e LEDs

a partir do processo de otimização multivariada.

Com a seleção das variáveis e dos níveis em que elas seriam estudadas, aplicou-se o planejamento

fatorial completo 22 com quadruplicata no ponto central, e foram usadas as planilhas eletrônicas de

Teófilo e Ferreira (2006) no software Microsoft Excel® 2013. A Tabela 7 apresenta as variáveis e

os níveis em que elas foram estudadas na triagem e a Tabela 8 mostra os ensaios gerados pela

planilha.

Cada fotobiorreator operou de acordo com o tempo e fluxo luminoso apresentado na coluna

“Tempo Valor decodificado” da Tabela 8. O fluxo luminoso foi medido com um Foto/Radiômetro

Delta OHM HD21012.

Além dos experimentos gerados pela planilha, foram montados três fotobiorreatores controle, que

eram iluminados pela luz solar, com o tempo definido a partir dos experimentos gerados pela

planilha citada anteriormente, Tabela 9. Os fotobiorreatores controle tinham como objetivo

comparar a eficiência da luz de LED com a luz solar.

Tabela 7 - Variáveis e níveis avaliados no planejamento de triagem.

Variáveis Níveis

-1 0 1

X1 Fluxo Luminoso (µE m-2 s-1) 500

1250 2000

X2 Tempo (dias) 04 08 12 Fonte: elaborado pela autora (2016).


46

Tabela 8 - Ensaios do planejamento fatorial completo 22. B: fotobiorreatores com a luz branca; V: fotobiorreatores

com a luz vermelha; A: fotobiorreatores com a luz azul.

Ensaios

(Fotobiorreatores)

Variáveis

Fluxo luminoso (X1) Tempo (X2)

Valor

codificado

Valor

decodificado

(µE m-2 s-1)

Valor

codificado

Valor

decodificado

(dias)

B1 V1 A1 -1 500 -1 4

B2 V2 A2 1 2000 -1 4

B3 V3 A3 0 1250 0 8

B4 V4 A4 0 1250 0 8

B5 V5 A5 0 1250 0 8

B6 V6 A6 0 1250 0 8

B7 V7 A7 -1 500 1 12

B8 V8 A8 1 2000 1 12 Fonte: elaborado pela autora (2016).

Tabela 9 - Ensaios do controle da etapa de triagem.

Ensaios

(Fotobiorreatores)

Variáveis

Fluxo luminoso Tempo (dias)

C1 C4 C7 Luz solar 4

C2 C5 C8 Luz solar 8

C3 C6 C9 Luz solar 12 Fonte: elaborado pela autora (2016). C: fotobiorreatores iluminados pela luz solar.

A etapa de triagem foi feita para três comprimentos de onda vermelho, branco e azul, Figura 13.

Após realizar todos os experimentos da triagem foram selecionadas as condições que geraram os

melhores resultados para a remoção de nitrogênio, fósforo, E. coli e matéria orgânica aliadas ao

menor consumo energético. Dessa forma, foi possível selecionar as variáveis significativas e os

níveis em que elas seriam estudadas na metodologia de superfície de resposta.

Na etapa da superfície de resposta foi aplicado o planejamento composto central – modelo

quadrático esférico de duas variáveis (CCD). Foram utilizadas as planilhas eletrônicas de Teófilo

e Ferreira (2006) no software Microsoft Excel® 2013.


47

Figura 13 - Experimentos realizados na etapa de triagem.


4.3. Análise do fotobiorreator otimizado

Foram montados dois fotobiorreatores em uma caixa de polietileno preta, com volume útil de 24 L

e geometria retangular com 0,41 m de largura e 0,34 m de altura. Para uniformizar o contato da

biomassa com a luz foi instalada uma bomba de aquário submersa Sarlobetter (SB 1000C). A

bomba funcionou de modo contínuo, para garantir uma melhor homogeneização e,

consequentemente, o contato da biomassa com a luz disponibilizada. Com o objetivo de manter a

temperatura constante, foi instalado dentro dos fotobiorreatores um termostato (Roxin HT- 1900).


48

O fotobiorreator iluminado por LED foi montado com oito LEDs RGB (IP65), com a cor azul em

um fluxo luminoso de 700 µE m-2 s-1; esta configuração foi resultante do melhor desempenho

alcançado na análise dos fotobiorreatores com diferentes comprimentos de onda e fluxo luminoso.

Foi montada uma placa luminosa, com dimensões de 0,41× 0,33 m, onde oito LEDs RGB (IP65)

foram instalados, distribuídos de modo uniforme, Figura 14. Para evitar o aquecimento da placa e

garantir o bom funcionamento dos LEDs foram instalados dois coolers na placa luminosa. Vale

ressaltar que o fotobiorreator iluminado com LED teve iluminação constante (24 h/dia) e estava

isolado de outras fontes de iluminação externas.

Outra variável que foi otimizada na etapa da análise multivariada foi o tempo, que foi de 15 dias,

entretanto, optou-se por prolongar o funcionamento do fotobiorreator para 18 dias para avaliar o

que ocorre após o período tido como ótimo.

O segundo fotobiorreator foi iluminado com a luz solar, para poder avaliar a eficiência do

tratamento com o uso de LED versus o sol. Esse foi montado no tempo, sofrendo com as possíveis

intempéries, Figura 15.

Dentro de cada fotobiorreator foi instalada uma régua para medir o nível do líquido. Todos os dias

pela manhã o nível do fotobiorreator era completado com água destilada. Retirou-se 0,5 mL de

amostra do fotobiorreator a cada três dias, e em cada retirada o novo nível era marcado, para não

ocorrer a diluição do meio. A frequência de monitoramento foi decidida em função do volume de

líquido no fotobiorreator, que não deveria variar mais do que 15% do volume inicial.

Os fotobiorreatores funcionaram em regime de batelada, e foram preenchidos com 10% de inóculo

(2,4 L) e 90% de efluente (21,4 L).


49

Figura 14 - Fotobiorreator otimizado iluminado por LEDs.


Figura 15 - Fotobiorreator iluminado por LED (esquerda) e fotobiorreator iluminado pela luz solar (direita).


4.4. Efluente utilizado na avaliação do uso de luz artificial em fotobiorreatores (testes

preliminares)

No primeiro experimento foi utilizado o efluente sintético doméstico elaborado segundo a

Organização para a Cooperação e Desenvolvimento Econômico (OEDC, 1996), com acréscimo na

quantidade de extrato de carne em pó (Himedia RM 003), para que a DQO apresentasse valores

similares a um efluente doméstico real, que se apresenta na faixa de 400 - 800 mg L-1 de acordo

com Von Sperling (2005).


50

No segundo e terceiro experimentos foi utilizado o efluente do Reator Anaeróbio de Manta de

Lodo (UASB) da Estação de Tratamento de Esgoto (ETE) da cidade de Itabirito em Minas Gerais

(Figura 16).

Figura 16 - Reator UASB ETE da cidade de Itabirito (A: Topo do reator; B: Caixa receptora do efluente após a saída

do UASB; C: Momento da coleta do efluente).


4.5. Efluente utilizado na avaliação de fotobiorreatores com diferentes comprimentos de onda

(planejamento experimental multivariado) e na análise do fotobiorreator otimizado

Foi utilizado o efluente sintético elaborado segundo a OEDC (1996), com acréscimo na quantidade

de extrato de carne em pó (KASVI) para que DQO apresentasse valores similares aos de um

efluente doméstico real. Além da modificação citada, foi acrescentado um caldo nutriente contendo

uma cultura de E. coli. Esse acréscimo foi realizado com o intuito de avaliar a remoção desses

microrganismos nos fotobiorreatores.

A cepa de E. coli usada neste estudo foi obtida no Laboratório de Biologia e Tecnologia de

Microrganismos da Universidade Federal de Ouro Preto (UFOP) com a professora Maria Célia da

Silva Lanna.

A metodologia utilizada para o isolamento da cultura foi realizada em duas etapas. A primeira etapa

consistiu no enriquecimento da amostra. Uma alíquota de 0,5 mL da amostra de água cultivada no

substrato enzimático Colilert positivas para E. coli foi semeada por esgotamento em Agar EMB. A

cultura seguiu incubada a 37 °C, por 24 h. De cada placa representativa de cada ponto foram

pescadas, no mínimo, três colônias com brilho metálico, que indica a presença de bactérias da

família Enterobacteriaceae. Cada uma delas foi inoculada no caldo Tryptic Soy Broth e incubada

a 37 °C, por 24 h, para produção das respectivas culturas puras.


51

Após o isolamento e cultivo foi feita a identificação das culturas isoladas. A identificação da

espécie E. coli em cada cultura pura foi confirmada por provas bioquímico fisiológicas, utilizando

meio de Rugai modificado por Pessoa: Silva produção de gás a partir da glicose, fermentação da

lactose, descarboxilação da lisina, produção de indol a partir do triptofano, não utilização do citrato,

não degradação da ureia e ausência de produção de sulfeto de hidrogênio a partir de aminoácidos

sulfurados (TORTORA, 2012).

O acondicionamento das culturas isoladas foi feito em um microtubo e guardado no refrigerador a

- 4 °C. Durante a realização de todos os experimentos foi utilizada a mesma cepa de E. coli.

Para o cultivo da cepa de E. coli foi utilizado o caldo nutriente Brain Heart Infusion Broth. O caldo

nutriente com os microrganismos ficou incubado durante 24 h na estufa a 37 °C, até atingir a fase

estacionária, com uma quantidade de bactérias na ordem de 109 unidades formadoras de colônia

(UFC) por 100 mL.

4.6. Inóculo de microalgas

O inóculo foi produzido a partir de três litros de amostra (que continha um consórcio de espécies

de microalgas) proveniente de um tanque de criação de tilápias, localizado no Horto Botânico do

Instituto de Ciências Exatas e Biológicas (ICEB) da UFOP (Figura 17). A escolha deste ambiente

para a amostra deu-se por ser um ambiente com acúmulo de nutrientes, o que favorece o

crescimento de microalgas.

Figura 17 - Tanque de criação de tilápias do Horto Botânico do ICEB.



52

Com o intuito de fornecer as condições necessárias para o crescimento das microalgas, a amostra

do tanque foi misturada com 20 L de efluente doméstico sintético elaborado do mesmo modo como

descrito no item 4.4. Vale, ressaltar que no efluente preparado para o inóculo não foi adicionado o

caldo nutriente com E. coli.

O fotobiorreator para o cultivo do inóculo foi do mesmo modo descrito no item 4.1. Na etapa de

avaliação do uso de luz artificial em fotobiorreatores (testes preliminares) no experimento 1 foi

utilizada como fonte de iluminação a fita de LED 3528 IP20 3M com 160 µE m-² s-1, e nos

experimentos 2 e 3 a lâmpada de LED com 52 µE m-² s-1 (Figura 18). Na etapa de avaliação de

fotobiorreatores com diferentes comprimentos de onda (planejamento experimental multivariado)

e na avaliação do fotobiorreator otimizado (etapa 3) foi utilizada a fita de LED com 160 µE m-² s- 1

como fonte de iluminação no fotobiorreator.

Os sólidos suspensos voláteis (SSV) é uma medida indireta utilizada para quantificar a presença de

biomassa. No fotobiorreator com o inóculo quando a concentração de SSV atingia um valor

aproximado de 300 mg L-1, os fotobiorreatores eram inoculados.

Figura 18 - Configurações dos fotobiorreatores utilizados para cultivar o inóculo.


4.7. Caracterização das condições ambientais e da biomassa dos testes preliminares e do

fotobiorreator otimizado

As análises de pH, OD e temperatura foram realizadas diariamente em todas as etapas, sendo

utilizado para as três primeiras o multiparâmetro HACH HQ40d, com as sondas de luminescência


53

ótica para oxigênio dissolvido (LDO101) e pH (pHC101). Para a temperatura padronizou-se o uso

do valor indicado pelo termômetro do eletrodo de pH.

Nas etapas dos testes preliminares e do reator otimizado (1a e 3a etapas) as análises de nitrogênio

total Kjeldahl (NTK), nitrogênio total Kjeldahl filtrado (NTKf), nitrogênio amoniacal, nitrito,

nitrato, fósforo filtrado, clorofila a, sólidos suspensos voláteis (SSV), sólidos suspensos totais

(SST) e E. coli foram feitas em duplicata a cada três dias, totalizando seis análises em cada batelada.

A frequência de monitoramento foi escolhida de modo que o volume do líquido do fotobiorreator

no final do experimento não fosse menor do que 15% do volume inicial. Na etapa do planejamento

experimental multivariado as análises foram realizadas no primeiro dia para a caracterização inicial

e no último dia de operação de cada fotobiorreator. A análise de DQO foi realizada diariamente

nas etapas dos testes preliminares e do fotobiorreator otimizado.

As metodologias utilizadas nas análises estão apresentadas na Tabela 10. Para as análises filtradas

as amostras foram submetidas ao processo de filtração a vácuo com membrana de nitrocelulose

com porosidade de 0,45 µm. A determinação de clorofila a foi realizada com a técnica de extração

com etanol, como descrito na norma holandesa (Nush, 1981). Nos testes preliminares nos dois

primeiros experimentos a membrana de fibra de vidro utilizada tinha porosidade de 1,2 μm, e no

terceiro seguiu-se corretamente a metodologia e a membrana com porosidade de 0,7 μm foi usada.

Nas etapas seguintes foi utilizada a membrana com porosidade de 0,7 μm.


54

Tabela 10 - Metodologias utilizadas para o monitoramento durante os experimentos.

Análise Metodologia

Clorofila a NUSH 1981

DQOf APHA (2012) 5220 D

NTK APHA (2012) 4500 D

NTKf APHA (2012) 4500 D

NH4-N APHA (2012) 4500 C

Nitrito HACH 8507

Nitrato HACH 8171

SSV APHA(2012) 2540 B

SST APHA (2012) 2540 A

OD HACH Sonda LDO 101

Alcalinidade APHA(2012) 2320 B

Fósforo APHA(2012) 4500 P D

pH HACH Sonda pHC 101

Temperatura HACH Sonda pHC 101

E. coli Colilert*-18/Quanti-Tray*/2000 Fonte: elaborado pela autora (2016).

4.8. Balanço de massa do nitrogênio

Para estimar a proporção de nitrogênio na biomassa algal e bacteriana dos fotobiorreatores foi

utilizado o modelo proposto por Park e Craggs (2011). A partir das Equações 5 e 6, estimou-se a

concentração de nitrogênio algal e bacteriano.

NTK=NH4-N+PON+DON (Equação 5)

𝑃ON = AON + BON (Equação 6)

Em que: NH4+ - N = nitrogênio amoniacal

PON= nitrogênio orgânico particulado

BON= nitrogênio orgânico bacteriano

DON = nitrogênio orgânico dissolvido

AON= nitrogênio orgânico algal

Nesse método, a análise de NTK que consiste na soma do nitrogênio amoniacal e do nitrogênio

orgânico, pode ser separada em duas frações – nitrogênio orgânico particulado (PON) e nitrogênio

orgânico dissolvido (DON). Considerando que nos fotobiorreatores existe um consórcio de


55

bactérias e microalgas, o PON representa o nitrogênio que estava contido nesses microrganismos,

logo o PON pode ser subdividido em nitrogênio orgânico algal (AON) e nitrogênio orgânico

bacteriano (BON). O DON representa o nitrogênio que estava no líquido e que podia ser assimilado

pelas microalgas; esse foi calculado pela diferença entre o NTKf e o N amoniacal.

De acordo com Tillet (1998 apud Park e Craggs, 2011) as microalgas que crescem em efluentes

domésticos não tem restrições de nutrientes, com isso pode-se assumir que a porcentagem de

nitrogênio nas células é de 9,2%, a partir dessa premissa foi calculado o AON (Equação 7).

AON(mg L-1) = biomassa algal (mg L-1)× 0,092 (Equação 7)

A biomassa algal foi estimada a partir premissa que as microalgas tem em sua composição 1,5%

de clorofila a em seu peso seco (Equação 8).

biomassa algal (mg L-1) = (clorofila a

1,5) ×100 (Equação 8)

De acordo com a Equação 8, a clorofila a representa 1,5% da biomassa algal (peso seco), sendo

essa proporção constante. Entretanto, sabe-se que tal relação não é constante e varia de acordo com

as espécies, densidade das células e disponibilidade da luz (PARCK e CRAGGS, 2011). Sob

limitação de luz, determinadas espécies de algas podem produzir mais pigmentos, como a clorofila

a (TUNDISI e MATSUMURA-TUNDISI, 2008), portanto, a concentração dessa não pode

representar em si o crescimento da biomassa algal. Apesar dessas limitações esse modelo proposto

por Parck e Craggs (2011) é uma forma de estimar a concentração de nitrogênio algal e bacteriano,

que pode ser útil para o entendimento da dinâmica do crescimento de biomassa em fotobiorreatores

como os experimentados nesta pesquisa.

4.9. Identificação das microalgas

A identificação das microalgas foi feita por taxonomia utilizando as chaves de identificação. Foi

utilizado um microscópio Olympus CX 31, gentilmente disponibilizado pela professora Eneida

Eskinazi Sant’Anna do laboratório de Limnologia localizado no ICEB, equipado com câmera

SC30, acoplado a um computador, e a partir do programa anlaySIS getIT versão 5.1 foram tiradas

fotos das amostras preservadas em formol (8%).


56

4.10. Frações de fósforo na biomassa

As frações de polifosfato presentes na biomassa foram determinadas a partir dos métodos propostos

por Aitchison e Butt (1973) e de Kanai et al. (1965).

As amostras foram centrifugadas por 15 min em uma rotação de 3700 rpm, e depois lavadas com

água destilada três vezes; o líquido era descartado. Em seguida as amostras foram secas a 45 ºC.

Depois de secas foram pesadas com o uso de uma balança analítica, 0,0500 g de biomassa.

A fração do polifosfato ácido insolúvel foi extraída com uma solução de ácido tricloroacético

(10% m/v). A amostra foi levada ao vortex por 1 min para promover uma mistura efetiva. Em

seguida foi deixada em repouso a 0 ºC por 5 min. Essa extração foi repetida, utilizando novamente

5 mL de ácido tricloroacético. Em seguida, a amostra foi centrifugada a 2000 g durante 3 min, o

sobrenadante foi retirado com cuidado e realizada a análise de fósforo total pelo método do cloreto

estanoso (APHA, 2012). A Figura 19 apresenta de forma resumida as extrações.

A fração de fosfolipídios foi extraída com uma solução de éter de petróleo: etanol (3:1) e com

etanol (99%). No pellet restante da etapa anterior foram adicionados 5 mL de etanol (99%); a

amostra foi levada ao vortex por 1 min para promover uma mistura efetiva. Em seguida foi deixado

em repouso a 60 ºC por 5 min. Em seguida foram adicionados 5 mL da solução de petróleo: etanol

(3:1), a amostra foi novamente levada ao vortex por 1 min. Por fim, a amostra foi centrifugada por

3 min 2000 g. O sobrenadante foi retirado com cuidado, e realizada a análise de fósforo total pelo

método do cloreto estanoso (APHA, 2012).

A extração do polifosfato ácido insolúvel foi realizada com uma solução de hidróxido de potássio

3 M. O pellet restante da etapa anterior foi levado a estufa e seco a 30 ºC. Com o material seco

foram adicionados 10 mL da solução de hidróxido de potássio, e a amostra foi levada ao vortex

para promover uma mistura. Foi deixada em repouso por 10 min, em seguida foi repetida extração,

porém com 2 mL da solução de hidróxido de potássio. O sobrenadante foi retirado com cuidado, e

realizada a análise de fósforo total pelo método do cloreto estanoso (APHA, 2012).

O pellet que restou no tubo foi denominado de resíduo, que junto com o fosfolipídio representa a

fração de outras formas de fósforo. Foram adicionados 10 mL de água destilada e realizada a análise

de fósforo total pelo método do cloreto estanoso (APHA, 2012).


57

Figura 19 - Esquema da extração da frações de fósforo da biomassa.


Após a realização da análise de fósforo total as frações de fósforo foram calculadas a partir da

Equação 9 (MATOS, 2012).

P (mg

mg) = C ×Vse×10

-6 (Equação 9)

Em que: C = concentração calculada em função na absorbância (valor apresentado no

espectrofotômetro) (mg L-1);

Vse = volume de solução extratora adicionada à biomassa em cada extração (mL); e

m = massa de biomassa utilizada (g).

Resultados e discussão

58

5. Resultados e discussão

5.1.Testes preliminares

Nos testes preliminares foram realizados três experimentos com diferentes LEDs na cor branca. O

experimento 1 foi realizado utilizando efluente sintético, e foram testados dois fluxos luminosos

(fotobiorreator 1.1 com 390 µE m-2 s-1, e fotobiorreator 1.2 com um fluxo luminoso de

160 µE m- 2 s- 1). Nos experimentos 2 e 3 foi utilizado o efluente do reator UASB da ETE da cidade

de Itabirito/ MG. Nestes dois experimentos foram testados três fluxos luminosos (fotobiorreator

2.1 e 3.1 com um fluxo luminoso de 390 µE m-2 s-1, 2.2 e 3.2 com um fluxo de 52 µE m-2 s-1, e 2.3

e 3.3 com um fluxo de 160 µE m-2 s-1).

5.1.1. Avaliação geral do sistema

A Tabela 1111 apresenta as características iniciais dos efluentes utilizados nos experimentos. No

experimento dois e três o efluente foi coletado na ETE da cidade de Itabirito/MG, entretanto as

características iniciais apresentaram diferenças principalmente quanto a matéria orgânica. A DQO

de entrada no experimento dois foi de 180 mg L-1, enquanto que no três foi de 990 mg L-1, que é

mais próximo à DQO do esgoto bruto, e não de um efluente que passou pelo tratamento de um

reator UASB.

Para que nas etapas futuras do estudo pudesse ser utilizado o planejamento estatístico de análise

multivariada, o efluente de entrada de todos os experimentos deveria ter a mesma composição.

Portanto, para evitar variações na composição definiu-se que os experimentos seriam realizados

utilizando o efluente o sintético (OEDC, 1996), visto a facilidade de ter condições iniciais

semelhantes. O efluente sintético apresenta como desvantagens a quantidade de nitrogênio que é

quatro vezes maior do que do efluente real. Tal valor ocorre devido ao acréscimo de extrato de

carne para elevar o valor da DQO. Além disso, o efluente sintético não reproduz a quantidade de

sólidos que o efluente real apresenta.


59

Tabela 11 - Características iniciais dos efluentes.

Parâmetros Experimento 1

Efluente Sintético

Experimento 2

Efluente saída

UASB

Experimento 3

Efluente saída

UASB

DQO (mg L-1)

818 179 991

pH

6,9 7,45 6,18

Nitrogênio

amoniacal

(mg L-1 de NH4+ -

N)

14 35 25

Nitrogênio

orgânico

(mg L-1 de Norg)

133 17 35

Nitrito

(mg L-1 de

NO2- N)

0,05 0,001 0,010

Nitrato

(mg L-1 de

NO3- - N)

0,8 0,5 1,7

SSV (mg L-1)

50 140 260

OD (mg L-1) 7,50 2,88 0,12 Fonte: elaborado pela autora (2016).

5.1.2. Clorofila a, SSV

No experimento 1 notou-se um aumento nos valores de clorofila a nos dois fotobiorreatores (1.1 e

1.2) durante o experimento (Figura 20). A maior concentração ocorreu no dia 15, com 2,53 e

2,73 mg L-1 para o 1.1 e 1.2 respectivamente. Nos sólidos entre início do experimento e o terceiro

dia notou-se um aumento nos dois fotobiorreatores, porém entre o terceiro e sexto dias houve um

declínio nos valores no 1.2; esse comportamento seguiu até o nono dia para o 1.1, e a partir desses

dias o aumento foi gradual.


60

Figura 20 - Experimento 1 (efluente sintético): Clorofila a (a) e SSV (b).


No experimento 2 o fotobiorreator 2.1 foi o que apresentou maior valor de clorofila a (3,90 mg L - 1)

no sexto dia (Figura 21). Após esse pico, o valor da clorofila a decresceu e no último dia do

experimento apresentou uma concentração de 2,45 mg L-1, e esse foi o ponto que apresentou a

maior concentração de sólidos com 520 mg L-1 de SSV. O aumento da biomassa algal está

relacionado com o aumento dos sólidos nos fotobiorreatores, entretanto, nos experimentos

realizados acredita-se que existem bactérias que contribuem na análise de sólidos.

Figura 21 - Experimento 2 (efluente UASB): Clorofila a (a) e SSV (b).


No experimento 3 os valores de clorofila a tiveram um crescimento acentuado a partir do sexto dia

(Figura 22). Porém foi notada uma queda nos valores para o fotobiorreator 3.3 entre o nono e

décimo segundo dias, e no 3.1 e 3.2 isso ocorre a partir do décimo segundo dia. O 3.2 apresentou


61

maior concentração de clorofila a, 2,59 mg L-1 no nono dia, entretanto o maior valor de SSV

(370 mg L-1) foi no sexto dia.

Figura 22 - Experimento 3 (efluente UASB): Clorofila a (a) e SSV (b).


Wang et al. (2007) obtiveram a maior concentração de biomassa para a luz branca com fluxo de

3000 µE m-2 s-1 em cinco dias, com uma concentração na faixa de 300 a 400 mg L-1 de peso seco.

Yan et al. (2012) obtiveram maior produção de biomassa (300 a 350 mg L-1) com um fluxo

luminoso de 2300 µE m-2 s-1 em sete dias com a luz branca. Pode - se observar que os experimentos

realizados nesse trabalho atingiram resultados similares com os estudos citados, em termos de

produção de biomassa, porém foram utilizados fluxos luminosos menores. O fotobiorreator 3.2

(52 µE m-2 s-1) com seis dias produziu 380 mg L-1 de SSV, em três dias o 1.2 (160 µE m-2 s-1)

produziu 320 mg L-1, e o 2.3 (160 µE m-2 s-1) 320 mg L-1 em 15 dias.

5.1.3. Comportamento do pH, OD e Temperatura

Pode-se observar que ocorreu um aumento do pH durante os experimentos (Figura 23), tornando

o meio mais básico. Isso se deve às baixas concentrações dos íons carbonato e bicarbonato, que

ocorreram devido ao consumo de CO2 pelas microalgas, que é a sua fonte de carbono.


62

Figura 23 - Comportamento do pH: a: Experimento 1 (efluente sintético); b: Experimento 2 (efluente UASB);

c: Experimento 3 (efluente UASB).


No experimento de Yan et al. (2012) o valor de pH do meio ficou na média de 7,42, durante os 10

dias. O valor de pH aumentou gradativamente em função do tempo, que foi o mesmo

comportamento notado nos experimentos realizados.

A temperatura nos fotobiorreatores ficou dentro da faixa considerada ótima para o crescimento de

microalgas que, de acordo com Lourenço (2006), é entre 20 - 30 ⁰C (Figura 24). Porém notou-se

uma diferença entre os fotobiorreatores em todos os três experimentos, fato que ocorreu

possivelmente devido ao uso de diferentes LEDs. Nota-se que no experimento três ocorreram

variações maiores na temperatura, do que nos demais experimentos; para evitar as oscilações

resolveu-se utilizar um termostato nas etapas seguintes do trabalho.

Figura 24 - Comportamento temperatura a: Experimento 1 (efluente sintético); b: Experimento 2 (efluente UASB); c:

Experimento 3 (efluente UASB).


Nos trabalhos de Yan et al. (2013), Yan et al. (2012), Katsuda et al. (2004) e Wang et al. (2007) as

temperaturas do experimento foram controladas em 25, 25, 20 e 30 ⁰C, respectivamente. Apesar


63

das variações observadas durante os três experimentos realizados nesse trabalho, os valores

utilizados estão na faixa de temperatura encontrada nos experimentos realizados.

Nos experimentos realizados com efluente do reator UASB o OD nos primeiros dias estava com

valores baixos, próximos a zero. A partir do segundo dia foi visto no experimento 2 um aumento

do OD, enquanto que no experimento 3 o acréscimo foi notado somente após o sétimo dia (Figura

25).

Figura 25 - Comportamento OD a: Experimento 1 (efluente sintético); b: Experimento 2 (efluente UASB); c:



No experimento 1 (efluente sintético) a concentração de OD iniciou-se com um valor maior do que

nos demais, fato que pode ser explicado pela utilização da água de torneira para a preparação do

efluente sintético. Entretanto, ocorreu uma queda abrupta a partir do segundo dia, que pode ter

ocorrido devido ao consumo da matéria orgânica pelas bactérias. No 1.1 o OD aumentou a partir

do segundo dia, e no 1.2 esse acréscimo só foi notado a partir do sétimo dia. O aumento do OD

pode indicar crescimento de biomassa algal, visto que a fotossíntese tem como subproduto o O2.

5.1.4. Nitrogênio

5.1.4.1. Formas de nitrogênio

Para o efluente sintético, usado no experimento 1, a forma predominante de nitrogênio era a

orgânica, e para que esta pudesse ser assimilado pelos microrganismos foi necessário que ocorresse

a transformação para a forma de nitrogênio amoniacal, pelo processo de amonificação, (Figura 26).

Sabe-se que a amônia é mais viável energicamente para as microalgas, visto que a outra forma de


64

assimilação é a de nitrato, porém este necessita se converter em amônia (NELSON e COX, 2006).

O processo de nitrificação neste experimento foi mínimo (Figura 26), o que pode indicar baixa

presença de bactérias nitrificantes, o que faz sentido por se tratar de um efluente sintético.

Figura 26 - Formas de nitrogênio no Experimento 1 (efluente sintético); a: Fotobiorreator 1.1; b: Fotobiorreator 1.2.


No experimento 2 o efluente da saída do reator UASB, apresentou características semelhantes às

encontradas na literatura (CHERNICHARO, 1997). Nos reatores UASB ocorre o processo de

amonificação, por isso o efluente apresentou maior concentração de nitrogênio amoniacal, que é a

forma preferencial para a assimilação pelas microalgas (Figura 27). Logo, houve um decaimento

acelerado do nitrogênio amoniacal e um acréscimo do nitrogênio orgânico (Figura 27), já nos

primeiros dias. Nos três fotobiorreatores a concentração de nitrogênio amoniacal no nono dia de

experimento estava próximo de 0 mg L-1. No experimento 1 somente o fotobiorreator 1.2 atingiu

valor semelhante.

As faixas de concentração de nitrito e nitrato foram maiores no experimento 2, o que pode ser

associado à presença de bactérias nitrificantes, que convertem o nitrogênio amoniacal em nitrito e

depois em nitrato (Figura 27).

No experimento 3 o efluente do UASB apresentou composição atípica, pois a concentração da

DQO estava na faixa de concentração usual para efluentes brutos (1000 mg L-1). Além disso, a

forma de nitrogênio predominante era a orgânica, o que não é usual para efluentes da saída de

UASB (Figura 28). As concentrações de nitrito e nitrato no experimento 3 foram menores do que

no 2, mesmo se tratando de um efluente real.


65

Figura 27 - Formas de nitrogênio no Experimento 2 (efluente UASB). a: Fotobiorreator 2.1; b: Fotobiorreator 2.2; c:

Fotobiorreator 2.3.

Fonte: elaborado pela autora(2016).

Todos os fotobiorreatores mostraram-se eficientes para a remoção de NTK (Figura 29), e isto pode

ser explicado pela ocorrência dos processos de volatilização, fixação biológica e sedimentação da

matéria orgânica (REED, 1985; GARCIA et al., 2006). O 1.2 apresentou uma eficiência de

remoção de 81%, enquanto que o 3.1 apresentou o menor desempenho (55%), Tabela 12.


66

Figura 28 - Formas de nitrogênio Experimento 3. a: Fotobiorreator 3.1; b: Fotobiorreator 3.2; c: Fotobiorreator 3.3.


Tabela 12 - Remoção de NTK.

Fotobiorreator % de remoção de NTK

1.1 66

1.2 81

2.1 61

2.2 60

2.3 71

3.1 55

3.2 62

3.3 71



67

Figura 29 - Remoção de NTK a: experimento 1 (efluente sintético); b: experimento 2 (efluente UASB); c:

experimento 3 (efluente UASB).

Fonte: elaborado pela autora (2016). Nota: as escalas estão diferentes para melhor visualização.

Devido ao sistema de agitação lenta do fotobiorreator, o processo de volatilização pode ter sido

favorecido, devido ao maior contato do efluente com o ar, semelhante ao que ocorre nas torres de

air stripping.

Houve crescimento de biomassa dispersa no meio e aderida nas paredes do fotobiorreator. Ao

realizar as análises de NTK a biomassa dispersa foi contabilizada no resultado, porém a aderida

não. Tal fato pode ter contribuído para a subestimação a concentração de NTK.

Estudos anteriores que utilizaram configuração semelhante de fotobiorreator obtiveram resultados

semelhantes em termos de remoção, porém utilizaram fluxos luminosos maiores. Yan et al. (2012)

obtiveram 75% de remoção de NT, com um fluxo luminoso de 2300 µE m-2 s-1 com a luz branca.

O estudo de Xu et al. (2013) apresentou 76% de remoção com a luz branca no fluxo de

2000 µE m-2 s-1. Neste trabalho o sistema que apresentou melhor resultado foi com o fotobiorreator


68

1.2 (160 µE m-2 s-1), que apresentou 81% de remoção, seguido do 2.3 (160 µE m-2 s-1) com 71% e

do 3.3 (160 µE m-2 s-1) com 71%. Esse resultado pode ter sido devido à distribuição homogênea

dos LEDs, visto que nos outros fotobiorreatores, com menor remoção, os LEDs estavam

concentrados em dois pontos.

O sistema de agitação lenta permitiu que toda a biomassa que cresceu dispersa no meio entrasse

em contato uniforme com a luz. Não havendo possibilidade de determinada espécie ficar na

superfície e impedir a passagem de luz para as camadas inferiores do fotobiorreator, isso pode ser

uma das causas de um fluxo luminoso menor do que os utilizados nos trabalhos de Yan et al. (2012),

Yan et al. (2013) e Wang et al. (2007), ter atingido resultados semelhantes ou melhores, com

menores fluxos luminosos. Além disso, neste trabalho estavam presentes diferentes espécies de

microalgas no fotobiorreator, o que pode ter colaborado para a remoção.

5.3.4.2. Estimativa do conteúdo de nitrogênio na biomassa

É possível relacionar as Figuras 20, 22, 25 e 30 quando notou-se um aumento na concentração do

AON; o OD e a concentração de clorofila a também aumentaram. Uma hipótese para o aumento

da concentração de OD é que as bactérias heterotróficas não degradam a matéria orgânica na

mesma velocidade que as microalgas produzem O2, com isso o processo de respiração que consome

o OD não supera a produção desse pelas microalgas, o que proporciona um acréscimo no meio.

Figura 30 - Nitrogênio algal e bacteriano.



69

No experimento 1 o BON tem maiores valores do que o AON no início do experimento, e esses

foram diminuindo até o nono dia. Após esse tempo ocorreu um aumento nos valores do BON,

porém estes ficam inferiores ao AON nos dois fotobiorreatores. No sexto dia foi observado nos

dois fotobiorreatores (1.1 e 1.2) os maiores valores de N amoniacal (Figura 26), que decresce até

o décimo-quinto dia, e neste mesmo período foi observado o maior acréscimo do AON.

No experimento 3 notou-se que a partir do sexto dia a concentração de AON aumentou. Neste

mesmo tempo o N amoniacal apresentou uma redução acentuada nos fotobiorreatores (17,47 mg L-1

no 3.1; 15,08 mg L-1 no 3.2 e 11,14 mg L-1 no 3.3), o que sugere que as microalgas assimilaram o

N amoniacal. Foi observado também que entre o sexto e nono dias ocorreu um aumento de N

orgânico, isso pode estar relacionado ao aumento de biomassa nos fotobiorreatores. Tal fato, é

corroborado pelo acréscimo de clorofila a notado no mesmo período (Figura 20).

No experimento 2 as amostras de NTKf foram perdidas, e com isso não foi realizada a estimativa

de nitrogênio algal e bacteriano.

5.1.5. Demanda química de oxigênio

A remoção de DQO ocorreu de modo efetivo em todos os reatores nos primeiros dias, após isso

observou-se oscilações nas concentrações. A Figura 31 apresenta as remoções de DQO nos três

experimentos, e a escala dos gráficos está diferente para possibilitar uma melhor visualização. O

experimento 2 apresentou menor eficiência de remoção comparado aos demais. Entretanto,

avaliando os três dias iniciais do experimento 2 (efluente UASB) a eficiência dos fotobiorreatores

foi de 58% no fotobiorreator 2.1, 54% no fotobiorreator 2.2 e 78% no fotobiorreator 2.3.

A luz branca usada neste trabalho era originada pelo método da camada de fósforo, logo havia na

luz branca uma parcela de azul. De acordo com Kim et al. (2013) a luz azul tem a capacidade de

aumentar a atividade enzimática das microalgas e fazer a quebra de moléculas de carbono orgânico.

Tal fato, pode ter contribuído para as oscilações de DQO (Figura 31).

No experimento de Yan et al. (2012) foi obtida uma eficiência na faixa de 90% com a luz branca

em um fluxo luminoso de 2300 µE m-2 s-1, em cinco dias. Yan et al. (2013) obtiveram uma

eficiência de 67% com a luz branca em um fluxo luminoso de 2000 µE m-2 s-1 em dez dias. Neste

trabalho foi possível obter resultados semelhantes de remoção no experimento 1 (efluente sintético)


70

e 3 (efluente UASB), porém com o uso de menores fluxos luminosos. O melhor resultado foi com

o fotobiorreator 3.3 (160 µE m-2 s-1) com 90,08 %, Tabela 13.

Tabela 13 - Remoção de DQO filtrado nos fotobiorreatores.

Fotobiorreator % de remoção de DQOf

1.1 78,34

1.2 83,93

2.1 34,43

2.2 24,41

2.3 44,86

3.1 89,36

3.2 88,92

3.3 90,08


Figura 31 - Remoção de DQO. a: Experimento 1 (efluente sintético); b: Experimento 2 (efluente UASB); c:




71

5.1.6. Fósforo

O comportamento do fósforo nos diferentes fotobiorreatores é apresentado na Figura 32 e Tabela

14. No experimento 1, no qual foi utilizado efluente sintético é possível observar uma remoção de

fósforo entre o início do experimento e terceiro dia (21,37%), depois nota-se um aumento nos

valores. O fotobiorreator que obteve melhor remoção de fósforo ao final do experimento foi o

fotobiorreator 2.2 (52 µE m-2 s-1) com 71,42%. Esse valor ficou próximo dos encontrados por Yan

et al. (2012) e Yan et al. (2013), que obtiveram 85% e 70% de remoção nas intensidades luminosas

de 1800 µE m -2 s-1 e 2000 µE m-2 s-1, respectivamente, com a luz branca. Xu et al. (2013) obtiveram

71% de remoção na intensidade 2000 µE m-2 s-1 ao utilizar C. vulgaris na luz branca.

Tabela 14 - Remoção de fósforo nos fotobiorreatores.

Fotobiorreator % de remoção de Fósforo

1.1 -11,21

1.2 -25,38

2.1 64,77

2.2 71,42

2.3 23,17

3.1 60,34

3.2 51,61

3.3 3,33

Fonte: elaborado pela autora (2016). Nota: os valores negativos indicam acréscimo de fósforo no fotobiorreator.

O fotobiorreator que obteve o pior resultado para a remoção de fósforo foi o 1.2 (160 µE m-2 s-1);

houve um acréscimo de fósforo no meio de aproximadamente 12%. A remoção de fósforo pode

ter sido baixa no experimento 1 (efluente sintético) devido à relação N: P, que de acordo com Yan

et al. (2013) e Choi e Lee (2015) afeta a remoção deste nutriente. No experimento 1 (efluente

sintético) a relação N: P era de 10:1, enquanto que nos experimentos 2 e 3 (efluente UASB) foi de

7:1.


72

Figura 32 - Remoção de fósforo. a: experimento 1 (efluente sintético); b: experimento 2 (efluente UASB); c:

experimento 3 (efluente UASB).


Nota-se que os piores valores em termos de remoção de fósforo ocorreram nos fotobiorreatores que

apresentavam o fluxo luminoso distribuído de forma homogênea (1.2; 2.3 e 3.3), o que pode estar

relacionado com algum tipo de estresse sofrido pelas microalgas nos fotobiorreatores com a luz

distribuída de forma pontual. Sabe-se que a remoção de fósforo pode ser afetada por estresse das

microalgas, porém são necessários mais experimentos para entender melhor o sistema, e poder

aferir a respeito.

5.1.7. Remoção de Escherichia coli

A análise de E. coli foi feita somente para o experimento 3 (efluente UASB), e os resultados estão

apresentados na Figura 33.

A luz solar é considerada por muitos autores como o fator predominante de desinfecção de lagoas

pela emissão de radiação ultravioleta, sendo totalmente dependente no comprimento de onda e

intensidade luminosa (CRAGGS et al., 2004). Nota-se, porém, ao analisar a Figura 33, que os

fotobiorreatores iluminados por LEDs apresentaram remoção, mesmo os LEDs não emitindo UV.


73

Figura 33 - Remoção de E. coli nos diferentes fotobiorreatores do experimento 3 (efluente UASB).


O fotobiorreator 3.1 que possuía intensidade luminosa de 390 µE m-2s-1 foi o que obteve maior

remoção de E. coli com remoção de quatro casas logarítmicas, seguido do fotobiorreator 3.2

(52 µE m-2 s-1), com remoção de três casas logarítmicas.

A remoção de E. coli com o uso de LEDs sem a emissão de UV pode ter ocorrido devido à

competição entre microalgas e bactérias, elevado pH (que é tóxico para a E. coli), e formação de

oxigênio reativo (BOLTON et al., 2011; COLLEY et al., 1999; SCHULZE et al., 2014).

Essas suposições têm como intenção evidenciar a complexidade da interação entre a luminosidade

e desinfecção de lagoas e a necessidade de mais estudos que relacionem o uso de LEDs sem UV e

microalgas para a desinfecção.

5.1.8. Identificação das microalgas

Após análises das fotos retiradas de amostras dos fotobiorreatores, chegou-se à conclusão que o

mesmo gênero estava presente em todos, sendo predominante (Figura 34), o gênero

Chlorella Beyerinck 1890 (Beijerinck).

Os indivíduos desse gênero são solitários e de vida livre. As células são em geral esféricas,

elipsoidais ou ovoides. A parede celular é bem distinta, porém delgada. O cloroplastídeo é único

na maioria das vezes. Pirenoide nem sempre presente. Os representantes desse gênero são

habitantes principalmente de plânctons de sistemas de águas paradas, como lagos e reservatórios.


74

Compreendem cerca de 14 ou 15 espécies conhecidas no mundo inteiro. Para o Brasil se conhece

4 espécies: C. homosphaera, C. minutíssima, C. oocystoides e C. vulgaris. (BICUDO e MENEZES,

2006).

Figura 34 - Fotos no microscópio dos fotobiorreatores com a lente de aumento de 100 x.


O inóculo para a realização desse trabalho foi retirado de um tanque para criação de tilápias no

Horto Botânico do ICEB, onde a água se encontrava parada, um ambiente propício ao

desenvolvimento desse gênero segundo Bicudo e Menezes (2006).

Yan et al. (2012), Yan et al. (2013) e Xu et al. (2013) utilizaram cepas de C. vulgaris para a

realização de seus trabalhos utilizando microalgas e LEDs. Choi e Lee (2015) testaram ótimas

condições de cultivo para Chlorella sp. usando LEDs. Esse gênero é bem utilizado para estudos

semelhantes a este trabalho.

Vale ressaltar que a identificação foi apenas de um gênero pelas fotos, podendo ser encontrados

outros gêneros em menor quantidade que provavelmente influenciaram em alguns resultados.

Portanto, são necessários estudos mais aprofundados relacionando o desempenho de

fotobiorreatores e as espécies de microalgas presentes.

5.1.9. Síntese dos resultados dos testes preliminares

O melhor resultado de remoção de nitrogênio obtido foi de 81% no fotobiorreator 1.2 (efluente

sintético, 160 µE m-2 s-1), seguido do 2.2 (efluente UASB, fluxo de160 µE m-2 s-1) e 3.3 (efluente

UASB, fluxo de160 µE m-2 s-1) com 71%. Todos os fotobiorreatores mostraram-se aptos para a

remoção de nitrogênio mesmo com baixas intensidades de fluxo luminosos (160, 52 e


75

390 µE m-2 s - 1). Entretanto, o fluxo distribuído de forma homogênea proporcionou melhores

resultados.

O fotobiorreator 2.1 (efluente UASB, fluxo de 390 µE m-2 s-1) apresentou maior crescimento de

biomassa (520 mg L-1 de SSV) no décimo quinto dia de experimento, o valor de clorofila a foi

maior também nesse fotobiorreator com 3,9 mg L-1, porém no sexto dia. O OD teve no décimo

segundo dia de experimento a maior concentração de 23 mg L-1 no 3.1 (efluente UASB,

390 µE m-2 s-1).

A remoção de fósforo não foi efetiva nos fotobiorreatores do experimento 1 (efluente sintético), e

tal fato pode ter ocorrido devido ao tipo de fósforo utilizado no efluente, e a relação de concentração

entre o nitrogênio e o fósforo. A melhor taxa de remoção foi de 71,42 %, no fotobiorreator 2.2

(efluente UASB, fluxo de 52 µE m-2 s-1). Este valor foi semelhante ao dos estudos de

Yan et al. (2013), Wang et al. (2007) e Xu et al. (2013), em termos de remoção, porém com um

fluxo luminoso menor.

A partir desse teste preliminar observou-se que o efluente sintético é a melhor opção para ser

utilizado nas próximas etapas do estudo, para evitar grandes variações na entrada dos

fotobiorreatores. É mais interessante utilizar uma iluminação homogênea, pois notou-se que a

melhor remoção de DQO e nitrogênio ocorreram com esta configuração de iluminação.

Os fotobiorreatores iluminados por LEDs mostraram-se eficientes para a remoção de E. coli, com

remoção de quatro casas logarítmicas. Devem ser feitos estudos futuros para relacionar o processo

de desinfecção em fotobiorreatores com microalgas e LEDs sem emissão de UV.


76

5.2. Planejamento experimental: Etapa de triagem

5.2.1. Resultados da triagem para a remoção de nitrogênio

Como descrito nos materiais e métodos foram realizados três planejamentos de triagem, cada um

com uma cor e LED diferente (branca, vermelha e azul). Em cada planejamento as variáveis

estudadas foram o fluxo luminoso e o tempo. Foram testados os fluxos de 500, 1250 e

2000 µE m- 2 s-1, e os tempos de quatro, oito e doze dias.

Foi analisado o nitrogênio nas seguintes formas: nitrogênio total Kjeldahl (NTK), nitrogênio total

Kjeldahl filtrado, nitrogênio amoniacal, nitrito e nitrato. Como os três primeiros indicam

praticamente a mesma resposta, optou-se por usar como resposta o nitrogênio total Kjeldahl filtrado

(NTKf) no modelo estatístico. Os resultados das análises de nitrogênio amoniacal, nitrito e nitrato

encontram-se no Apêndice B.

Após realizar três planejamentos para a triagem das variáveis em relação ao NTKf foi possível

observar que as maiores remoções foram encontradas nos fotobiorreatores controles (que eram

iluminados com a luz solar). O C3 (tempo de 12 dias) apresentou 90,13% de remoção, e o C9

(tempo de 12 dias) 86,08% de remoção, Figura 35. Porém, o C6 operou com o mesmo tempo e

apresentou uma remoção menor (72,79%). Isto mostra que a luz solar é efetiva para a remoção de

NTKf, porém as condições do tempo (clima), como precipitações e excesso ou falta de iluminação,

podem influenciar a eficiência do sistema. Quando foi realizado o experimento relativo à cor branca

(mês de outubro) não houve registros de precipitações, o que favoreceu o processo das microalgas.

No mês de novembro quando foram realizados os experimentos da cor azul, ocorreram

precipitações em vários dias o que proporcionou o extravasamento do volume excedente, e

consequentemente ocorreu a diluição do mesmo.

Nos fotobiorreatores iluminados por LEDs os melhores resultados foram obtidos nos

fotobiorreatores A7 (39,89 mg L-1) e A8 (31,99 mg L-1), que eram iluminados pela cor azul, no

fluxo luminoso de 500 e 2000 µE m-2 s-1, respectivamente, no tempo de 12 dias. Em termos de

porcentagem os fotobiorreatores A7 e A8 removeram 73,26% e 78,55% de NTKf, respectivamente.

Os resultados obtidos no trabalho, em termos de remoção, estão de acordo com outros estudos,

porém os melhores resultados nestes outros trabalhos ocorreram com a cor vermelha. Yan et al.


77

(2013) utilizaram uma cultura pura de C. vulgaris em fotobiorreatores com efluente sintético, e

obteve 78,56% de remoção de nitrogênio total (NT) com o LED vermelho e com o azul, 48,39%

no fluxo de 2000 µE m-2 s-1. Yan et al. (2012) obtiveram 85,54% de remoção de NT com o LED

vermelho no fluxo de 2300 µE m-2 s-1; o LED azul não apresentou remoção de NT, e o efluente

usado foi um lodo de um reator anaeróbio. Koi et al. (2013) usando Scenedesmus sp. para tratar

efluente doméstico obtiveram uma remoção de 22 mg L-1 de nitrogênio amoniacal com seis dias

de operação usando LEDs vermelho e azul de forma combinada. Xu et al. (2013) usando uma

cultura pura de C. vulgaris e efluente sintético, alcançaram 78% de remoção de NT com a luz

vermelha em 2000 µE m-2 s-1, e 62,65% com a luz azul, com um fluxo de 2000 µE m-2 s-1.

Figura 35 - Comparação entre os 33 experimentos na etapa de triagem para a remoção de NTKf. Os valores entre

parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1) e tempo (dias) de cada fotobiorreator.


Os resultados da triagem mostraram que as duas variáveis estudadas e a interação entre elas tem

efeito significativo sobre a remoção de NTKf para os três comprimentos de onda testados. A Tabela

15 mostra os valores dos efeitos e do parâmetro p (α = 0,05) para cada variável estudada no

planejamento fatorial completo 22 com quadruplicata no ponto central. Os valores em negrito são

os que se mostraram significativos de acordo com o valor de p (p < 0,05). Os erros associados a

cada efeito foram avaliados pelo teste t (α = 0,05).


78

Tabela 15 - Valores dos efeitos e do parâmetro p (α = 0,05) para cada variável estudada no planejamento fatorial

completo 22 com quadruplicata no ponto central para remoção de NTKf. 1= fluxo luminoso; 2= tempo.

Comprimento de

onda

Variável Efeitos p

Média 91,2814 0,0001

1 -18,7950 0,0163

Branco 2 -55,3350 0,0019

1 × 2 12,0850 0,0382

Média 58,4042 0,0002

Vermelho

1 13,3850 0,0258

2 -45,1550 0,0023

1 × 2 -14,6050 0,0218

Média 55,3385 0,0002

Azul

1 -3,4800 0,0066

2 -49,6000 0,0003

1 × 2 -4,4200 0,0041


5.2.2. Resultados da triagem para a remoção de fósforo

Após realizar os três planejamentos para a triagem das variáveis em relação ao fósforo, foi possível

observar que a maior remoção de fósforo foi no C8 (15 mg L-1) com 45,15% de remoção. Porém,

os fotobiorreatores C2 e C5 que operaram com o mesmo tempo (8 dias) apresentaram resultados

distintos, -2,58% (houve um acréscimo de fósforo) e 23,77%, respectivamente. Esse resultado pode

estar associado as condições do tempo, que devem ter influenciado na eficiência do sistema.

Entre os fotobiorreatores iluminados por LED o melhor resultado foi no A1 (18,5 mg L-1) com 34%

de remoção; este apresentava um fluxo luminoso de 500 µE m-2 s-1 e 4 dias de operação, Figura 36.

Este resultado ficou abaixo dos valores encontrados em outros estudos. Xu et al. (2013) em 10 dias

obtiveram 55% de remoção de fósforo com a luz azul em um fluxo de 2000 µE m-2 s-1, e 73,93%

com a luz vermelha no mesmo fluxo luminoso. Yan et al. (2013) em 10 dias alcançaram 41% de

remoção com a luz azul no fluxo de 2000 µE m-2 s-1, e 73,93% com a cor vermelha com a mesma


79

intensidade. Koc et al. (2013) removeram 9 mg de fósforo com o uso de LEDs vermelhos e azuis

em conjunto em seis dias.

Além da baixa eficiência de remoção dos fotobiorreatores, notou-se que no B7 (fluxo de

500 µE m- 2 s-1 e 4 dias de operação) ocorreu um acréscimo de fósforo no meio, o que também foi

observado nos testes preliminares com a cor branca, ou seja, são necessários mais estudos para

compreender o comportamento do fósforo neste sistema.

Figura 36 - Comparação entre os 33 experimentos na etapa de triagem para a remoção de fósforo. Os valores entre



As diferenças entre os resultados obtidos nos estudos podem estar relacionadas com a relação entre

o nitrogênio e o fósforo que de acordo com Yan et al. (2013), a relação ótima para a remoção de

fósforo é 5:1. Porém Choi e Lee (2015) afirmam que essa relação varia de acordo com as espécies.

Sabe-se que nos fotobiorreatores continham diferentes gêneros (Chlorella, Pseudanabaena,

Euglenophyta, Bacillaciophytas), logo a relação entre o nitrogênio e fósforo, apesar de ter sido 5: 1

no início dos experimentos, pode não ter favorecido a remoção por essas espécies.

Os resultados da triagem mostraram que na cor branca somente a interação entre o tempo e o fluxo

luminoso foi significativa. Nas cores vermelho e azul o tempo foi significativo. A diferença entre

a significância das variáveis pode estar relacionada com a ação de que cada comprimento de onda

tem sobre as microalgas (SCHULZE et al., 2014).

A Tabela 16 mostra os valores dos efeitos e do parâmetro p (α = 0,05) para cada variável estudada

no planejamento fatorial completo 22 com quadruplicata no ponto central. Os valores em negrito


80

são os que se mostraram significativos de acordo com o valor de p (p < 0,05). Os erros associados

a cada efeito foram avaliados pelo teste t (α = 0,05).


completo 22 com quadruplicata no ponto central para remoção de fósforo 1= fluxo luminoso; 2= tempo.

Comprimento de

onda Variável Efeitos p

Média 25,6430 0,0001

1 -6,7500 0,0125

Branco 2 -0,7500 0,4296

1 × 2 -5,2500 0,0205

Média 24,4690 0,0000

Vermelho 1 -0,3750 0,4715

2 -4,8750 0,0017

1 × 2 1,3750 0,0571

Média 20,9290 0,0002

Azul 1 1,7500 0,1490

2 2,2500 0,0489

1 × 2 -0,2500 0,7745


5.2.3. Resultados da triagem para a remoção de matéria orgânica

A Figura 37 mostra que o experimento A7 obteve o melhor resultado para a remoção de matéria

orgânica (110 mg L-1) 88,88%. Nos trabalhos de Yan et al. (2013), Xu et al. (2013) e Yan et al.

(2012) os melhores resultados foram obtidos com a luz vermelha. Yan et al. (2013) obtiveram em

10 dias uma remoção de 42,23% com a luz azul (2000 μE m-2 s-1), e 76,46% com a luz vermelha

no mesmo fluxo luminoso. Xu et al. (2013) em 10 dias alcançaram uma remoção de 78,66% com

a luz vermelha e 57,48% com a azul, ambas no fluxo de 2000 μE m-2 s-1.


81

Figura 37 - Comparação entre os 33 experimentos na etapa de triagem para a remoção de matéria orgânica. Os

valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1) e tempo (dias) de cada fotobiorreator.



no planejamento fatorial completo 22 com quadruplicata no ponto central.


completo 22 com quadruplicata no ponto central para remoção de matéria orgânica. 1= fluxo luminoso; 2= tempo.

Variável Efeitos p

Média 429,0428 0,0027

1 -107,6600 0,2144

Branco 2 -515,0200 0,0132

1 × 2 137,9800 0,1328

Média 294,2871 0,0010

Vermelho 1 -137,2500 0,0308

2 -430,7100 0,0032

1 × 2 119,7500 0,0399

Média 266,0971 0,0016

Azul 1 -33,4300 0,3641

2 -310,7000 0,0084

1 × 2 53,4300 0,2036



82

Os valores em negrito são os que se mostraram significativos de acordo com o valor de p (p < 0,05).

Os erros associados a cada efeito foram avaliados pelo teste t (α = 0,05) para os três comprimentos

de onda. Para as cores branca e azul somente o tempo mostrou-se significativo. Na cor vermelha o

fluxo luminoso e o tempo foram significativos. Tais diferenças podem ter ocorrido devido à

interação que cada comprimento de onda tem no metabolismo das microalgas (SCHULZE et al.,

2014).

5.2.4. Resultados da triagem para a remoção de Escherichia coli

Após realizar os três planejamentos para a triagem das variáveis em relação à remoção de E. coli

percebeu-se que apenas a variável tempo foi significativa, para as três cores testadas. A Tabela 18

mostra os valores dos efeitos e do parâmetro p (α = 0,05) para cada variável estudada no

planejamento fatorial completo 22 com quadruplicata no ponto central. Os valores em negrito são

os que se mostraram significativos de acordo com o valor de p (p < 0,05). Os erros associados a

cada efeito foram avaliados pelo teste t (α = 0,05).


completo 22 com quadruplicada no ponto central para remoção de E. coli 1= fluxo luminoso; 2= tempo.

Variável Efeitos p

Média 9,2100 0,0000

1 -0,5100 0,1306

Branco 2 -1,5100 0,0087

1 × 2 -0,5300 0,1209

Média 9,2943 0,0000

Vermelho 1 -0,4250 0,1535

2 -1,505 0,0154

1 × 2 -0,705 0,0649

Média 9,3086 0,0001

Azul 1 -0,6850 0,1769

2 -2,0450 0,0256

1 × 2 -0,595 0,2169



83

A melhor remoção foi observada no fotobiorreator C3 (luz solar e 12 dias de operação) com 2,65

casas logarítmicas. Durante o período que foi realizado o experimento com a luz branca não foram

registradas precipitações, o que favoreceu a ação da luz solar como agente desinfetante. Porém, os

fotobiorreatores C6 e C9 que operaram com o mesmo tempo apresentaram resultados diferentes,

0,19 casas logarítmicas de remoção e acréscimo de 0,2 casas logarítmicas, respectivamente. No

período de operação do C6 e C9 ocorreram registros de precipitação, logo supõe-se que a luz solar

é efetiva para a remoção de E. coli, porém sofre influência com as condições do tempo. O aumento

da quantidade de E. coli no fotobiorreator pode ser devido às fezes de animais (pássaros, roedores,

etc.) que podem entrar em contato com o fotobiorreator exposto ao ambiente. Outro fator plausível

é que a E. coli pode se reproduzir no ambiente devido a condições favoráveis (disponibilidade de

nutrientes, temperatura, etc.), e este crescimento ser maior que a taxa de inativação.

O fotobiorreator iluminado com LED que obteve a melhor taxa de remoção foi o A8 com 2,04

casas logarítmicas, Figura 38, que estava iluminado com a luz azul com fluxo luminoso de

2000 µE m-2 s-1, no tempo de 12 dias. Dentre os fotobiorreatores iluminados por LEDs também se

observou o aumento da quantidade de E. coli. Este comportamento foi notado nos fotobiorreatores

que operaram com o menor tempo (quatro dias), e tal fato pode estar relacionado com a

disponibilidade de matéria orgânica no início do experimento que criou condições favoráveis para

a E. coli.

Nota-se pela Figura 39, que os maiores valores de OD, foram encontrados nos fotobiorreatores que

tiveram melhores remoções em casas logarítmicas de E. coli (C3, V8, A8, B8). Os valores de pH,

conforme pode ser observado na Figura 40, não variaram muito entre os fotobiorreatores, porém

os maiores valores foram os dos fotobiorreatores V8, B8, A8, entre os iluminados por LEDs. Vale

ressaltar que os LEDs usados no experimento não emitem luz UV, o que corrobora com a hipótese

de Bolton et al. (2011) e Cooley et al. (1999), que afirmam que ondas longas de luz podem interagir

com o OD, pH e fotossensibilizadores endógenos para o processo de fotoinativação de

microrganismos patogênicos.


84

Figura 38 - Comparação entre os 33 experimentos na etapa de triagem para a remoção de E. coli. Os valores entre



Figura 39 - Comparação entre os 33 experimentos na etapa de triagem em relação à concentração de OD. Os valores

entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1) e tempo (dias) de cada fotobiorreator.



85

Figura 40 - Comparação entre os 33 experimentos na etapa de triagem em relação ao pH. Os valores entre parênteses

correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1) e tempo (dias) de cada fotobiorreator.


5.2.5 Produção de biomassa algal

A maior produção de biomassa algal foi observada no fotobiorreator C3 (944 mg L-1) e entre os

iluminados por LEDs foi o V8 com 647 mg L-1, Figura 41. O fotobiorreator V8 era iluminado com

2000 μE m-2 s-1 durante 12 dias, e estes resultados confirmam os resultados relatados por outros

autores que afirmam que o comprimento de onda vermelha é o ideal para um maior crescimento da

biomassa.

Este fenômeno pode ser explicado pela teoria de que para microalgas o comprimento de onda na

faixa do vermelho é melhor para absorção pela clorofila a (WANG et al., 2007). Yan et al. (2013)

obtiveram o valor máximo de 325 mg L-1 com 2500 μE m-2 s-1 no comprimento de onda vermelho

durante sete dias; Wang et al. (2007) obtiveram 400 mg L-1 com 3000 μE m-2 s-1 no comprimento

de onda vermelho durante cinco dias; Atta et al. (2013) obtiveram 275 mg L-1 com 200 μE m-2 s-1

no comprimento de onda azul. Em comparação com esses estudos, pode-se afirmar que o

experimento V8 produziu uma quantidade maior de biomassa, mas demandou um tempo de

operação maior.


86

Figura 41 - Comparação entre os 33 experimentos da triagem para a produção de biomassa. Os valores entre




no planejamento fatorial completo 22 com quadruplicata no ponto central. Os valores em negrito

são os que se mostraram significativos de acordo com o valor de p (p < 0,05). Os erros associados

a cada efeito foram avaliados pelo teste t (α = 0,05).

É possível perceber que para cada comprimento de onda os efeitos significativos foram diferentes.

Para o comprimento de onda branco o fluxo luminoso foi significativo. Para o vermelho tempo e a

interação entre o fluxo e tempo mostraram-se significativos, e para o azul somente o tempo.

Conforme dito anteriormente cada comprimento de onda tem um efeito diferente sob as microalgas,

e isso pode explicar as diferenças entre os efeitos significativos nos diferentes comprimentos de

onda.


87


completo 22 com quadruplicada no ponto central para a produção de biomassa. 1= fluxo luminoso; 2= tempo.

Variável Efeitos p

Média 325,7142 0,0023

1 210,0000 0,0371

Branco 2 -70,0000 0,2347

1 × 2 30,0000 0,5460

Média 436,9162 0,0000

Vermelho 1 42,9150 0,2749

2 339,5850 0,0018

1 × 2 164,5850 0,0145

Média 482,4362 0,0001

Azul 1 -34,7550 0,5941

2 -91,9050 0,0141

1 × 2 81,9050 0,2558


5.2.6. Planejamento experimental: etapa de superfície de resposta

5.2.6.1. Consumo energético dos LEDs

A Tabela 20 apresenta o consumo (W) de cada LED, e percebe-se que não existe uma relação linear

entre o fluxo luminoso e o consumo energético. Os LEDs nas cores azul e branco consomem

aproximadamente a mesma energia no fluxo de 1250 e de 2000 μE m-2 s-1. O LED vermelho é o

mais econômico comparado com os demais no mesmo fluxo luminoso.


88

Tabela 20 - Potência de cada LED nos diferentes fluxos luminosos.

Comprimento de onda

Potência consumida (W)

500 (μE m-2 s-1) 1250 (μE m-2 s-1) 2000 (μE m-2 s-1)

Vermelho 3,11 7,18 10,41

Azul 5,3 11,41 11,51

Branco 4,86 11,29 11,41


5.2.6.2. Escolha dos níveis estudados na superfície de resposta

A partir dos resultados da triagem foi possível observar que para a remoção de nitrogênio, fósforo,

matéria orgânica e E. coli o LED na cor azul apresentou os melhores resultados. A Tabela 21 mostra

que as melhores respostas variaram entre os fotobiorreatores A1, A7 e A8. Observa-se também que

as diferenças entre a melhor remoção de cada resposta e o A7 foram inferiores a 17%.

Para as quatro respostas (remoção de nitrogênio, fósforo, matéria orgânica e E. coli) o LED na cor

azul mostrou-se significativo em relação ao tempo. Para a variável fluxo luminoso somente a

remoção de nitrogênio foi significativa. A partir disso e do consumo energético do LED azul no

fluxo de 500 μE m-2 s-1, que é 50% menor do que no fluxo de 2000 μE m-2 s-1, optou-se a levar para

a metodologia de superfície de resposta os níveis de fluxo luminoso e tempo na faixa do

fotobiorreator A7 (fluxo de 500 μE m-2 s-1 e 12 dias).


89

Tabela 21 - Melhores resultados de remoção apresentados para cada resposta obtidos na etapa de triagem para a cor

azul.

Fotobiorreator % de remoção

NTKf A7 73,26

A8 78,55

P

A1 34,00

A7 25,66

A8 20,35

DQO A7 88,88

A8 86,80

E. coli

A7 82,38%

(0,75 casa logarítmicas)

A8 99,09

(2,04 casas logarítmicas)


5.2.6.3. Planejamento Composto Central - Modelo Quadrático (CDD)

A partir dos resultados obtidos do planejamento de triagem foram selecionadas as variáveis

significativas para o sistema e definiram-se os níveis em que elas seriam estudadas de forma

minuciosa com a aplicação da metodologia de superfície de resposta. Aplicou-se o planejamento

composto central - modelo quadrático esférico e foram utilizadas as planilhas eletrônicas de Teófilo

e Ferreira (2006) no software Microsoft Excel® 2013. As variáveis e os níveis estudados nessa

etapa estão apresentados nas Tabelas 22 e 23.

Tabela 22 - Variáveis e níveis avaliados no planejamento de superfície de resposta.

Variáveis Níveis

-1,41 -1 0 1 1,41

X1 Fluxo

Luminoso

(µE m-2 s-1)

96,45 200 450 700 803,55

X2 Tempo (dias) 7,75 9 12 15 16,24 Fonte: elaborado pela autora (2016).


90

Tabela 23 - Ensaios do planejamento composto central - modelo quadrático esférico. SR: indica os fotobiorreatores

da superfície de resposta.

Ensaios

(Fotobiorreatores)

Variáveis

Fluxo luminoso (X1) Tempo (X2)

Valor

codificado

Valor

descodificado

(µE m-2 s-1)

Valor

codificado

Valor

descodificado

(dias)

SR1 -1 200 -1 9

SR2 1 700 -1 9

SR3 -1 200 1 15

SR4 1 700 1 15

SR5 -1,41 96,45 0 12

SR6 1,41 803,55 0 12

SR7 0 450 -1,41 7,76

SR8 0 450 1,41 16,24

SR9 0 450 0 12

SR10 0 450 0 12

SR11 0 450 0 12

SR12 0 450 0 12

SR13 0 450 0 12 Fonte: elaborado pela autora (2016).

Os fotobiorreatores foram montados da mesma maneira que na etapa de triagem. Os

fotobiorreatores controle também foram montados, Tabela 24.

Tabela 24 - Ensaios controle da etapa de superfície de resposta.

Ensaios

(Fotobiorreatores)

Variáveis

Fluxo luminoso Tempo (dias)

C10 Luz solar 7,76

C11 Luz solar 9

C12 Luz solar 12

C13 Luz solar 15

C14 Luz solar 16,24 Fonte: elaborado pela autora (2016).

5.2.6.4. Remoção de nitrogênio na superfície de resposta

O melhor resultado no CCD foi com o fotobiorreator SR4, Figura 42, que apresentou uma

concentração de 22,49 mg L-1 de NTKf. O SR4 operou com um fluxo luminoso de 700 μE m-2 s-1 e

tempo de 15 dias.


91

Figura 42 - Comparação entre os 18 experimentos na etapa de superfície de resposta para a remoção de NTKf. Os



Os fotobiorreatores controles não apresentaram resultados melhores do que os iluminados por

LEDs. Tal fato, deve-se às precipitações que ocorreram durante a realização dos experimentos.

Observa-se que os fotobiorreatores iluminados com luz solar são efetivos para a remoção de

nitrogênio, porém o tempo pode interferir na eficiência.

Os resultados da superfície de resposta para a remoção de NTKf mostraram que o fluxo luminoso

e o tempo são significativos para o sistema, ou seja, os dois interferem na remoção. Os erros

associados a cada efeito foram calculados pelo teste t (α = 0,05). A Tabela 25 apresenta os efeitos

para cada variável.

Através da análise dos resultados da remoção de NTKf foi possível obter um modelo de regressão

linear múltipla. Observa-se pela ANOVA (Tabela 26) que o modelamento matemático proposto

pelo planejamento composto central foi uma regressão significativa, ao nível de significância de

0,05, e que não houve falta de ajuste. O gráfico de valores observados versus valores estimados

(Figura 43) apresentou-se linear com y = 0,9219x + 3,8466 e R² = 0,9219.


92

Tabela 25 - Valores do parâmetro p e efeitos (α = 0,05) para cada variável considerada no planejamento CCD para a

remoção de NTKf. Os valores em negrito são os que foram significantes de acordo com o valor de p (p < 0,05). 1=

fluxo luminoso; 2= tempo.

Variável Efeitos p

Média 47,2 0,0000

1 -8,133 0,0082

2 -14,13 0,0010

1 × 1 -1,46 0,4615

2 × 2 4,5704 0,0571

1 × 2 -0,157 0,9501


Tabela 26 - ANOVA para o modelo matemático obtido pelo planejamento composto central para remoção de NTKf.

FV = Fonte de variação, SQ = soma quadrática, nGL = número de graus de liberdade, Fcalc = valor do teste F calculado,

SG = significativo.

FV SQ nGL MQ Fcalc p

Regressão 2315,0584 5 463,0117 16,5160 SG 0,0009

Resíduos 196,2382 7 28,0340

Falta de ajuste 106,6686 3 35,5562 1,5878 0,3248

Erro puro 89,5696 4 22,3924

Total 2511,2966 12

% Variação explicada 92,186

% Máximo de variação explicada 96,433


Figura 43 - Valores observados versus estimados para a remoção de NTKf pelo planejamento CCD.


0

20

40

60

80

100

0 20 40 60 80 100

Val

ore

s es

tim

ado

s

(mg L

-1d

e N

TK

f)

Valores observados (mg L-1de NTKf)


93

A Figura 44 (gráfico de resíduos) mostra que os resíduos (diferença entre os valores observados e

os valores estimados) estão aleatoriamente distribuídos, confirmando que a falta de ajuste não é

significativa para o modelo, pois, como esperado, a maior parte dos desvios está relacionada ao

erro puro, que é o erro experimental.

Figura 44 - Resíduos para a remoção de NTKf no planejamento CCD.


A abordagem de otimização multivariada utilizada proporcionou uma maior remoção (84,68%) do

que na etapa de triagem, Figura 45. Com isso, obteve-se como ótimo de remoção de NTKf as

condições do fotobiorreator SR4 do planejamento CCD esférico (Tabela 27).

Figura 45 - Comparação entre os fotobiorreatores que apresentaram melhor remoção de NTKf na etapa de triagem e

na superfície de resposta. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1) e tempo (dias) de

cada fotobiorreator.


-8

-6

-4

-2

0

2

4

6

8

0 20 40 60 80 100

Res

íduo

s

Observados

0

10

20

30

40

50

60

70

80

NT

Kf(m

g L

-1)

Fotobiorreatores


94

Tabela 27 - Condição experimental otimizada para a remoção de nitrogênio.

Comprimento de onda Fluxo luminoso Tempo

Azul 700 μE m-2 s-1 15 dias


5.2.6.5. Remoção de fósforo na superfície de resposta

O melhor resultado do CCD para a remoção de fósforo foi com o fotobiorreator SR8, Figura 46,

que apresentou uma concentração de 21,5 mg L-1. O SR8 operou com um fluxo luminoso de

450 μE m-2 s-1 e tempo de 16,24 dias.

Os resultados da superfície de resposta para a remoção de fósforo mostraram que o tempo é

significativo para o sistema, ou seja, a remoção está relacionada com o tempo de operação do

fotobiorreator. Os erros associados a cada efeito foram calculados pelo teste t (α = 0,05). A Tabela

28 apresenta os efeitos para cada variável.

Figura 46 - Comparação entre os 18 experimentos na etapa de superfície de resposta para a remoção de fósforo. Os



0

5

10

15

20

25

30

SR

1(2

00

/9)

SR

27

00

/9)

SR

3(2

00

/15

)

SR

4(7

00

/15

)

SR

5(9

6,4

5/1

2)

SR

6(8

03

,55/1

2)

SR

7(4

50

/7,7

6)

SR

8(4

50

/16

,24)

SR

9(4

50

/12

)

SR

10

(45

0/1

2)

SR

11

(45

0/1

2)

SR

12

(45

0/1

2)

SR

13

(45

0/1

2)

C1

0(l

uz

sola

r/7,7

6)

C1

1(l

uz

sola

r/9)

C1

2(l

uz

sola

r/12

)

C1

3(l

uz

sola

r/15

)

C1

4(l

uz

sola

r/16

,24

)

Ps

(mg

L-1

)

Fotobiorreatores


95


remoção de fósforo. Os valores em negrito são os que foram significantes de acordo com o valor de p (p < 0,05).

1= fluxo luminoso; 2= tempo.

Variável Efeitos p

Média 22,4999 0,0000

1 -0,6865 0,0415

2 -0,3696 0,2133

1 × 1 0,8594 0,0327

2 × 2 -0,1406 0,6276

1 × 2 0,6875 0,1237


Através da análise dos resultados da remoção de fósforo foi possível obter um modelo de regressão

linear múltipla. A Tabela 29 apresenta a análise de variância para o modelo obtido.

Tabela 29 - ANOVA para o modelo matemático obtido pelo planejamento composto central para remoção de fósforo.


SG = significativo.


Regressão 12,344 5 2,4688 4,5481 SG 0,0362

Resíduos 3,7999 7 0,5428

Falta de ajuste 1,7999 3 0,5999 1,1999 0,4166

Erro puro 2,0000 4 0,5000

Total 16,1442 12




Observa-se pela ANOVA (Tabela 29) que o modelamento matemático proposto pelo planejamento

composto central foi uma regressão significativa, ao nível de significância de 0,05, e que não houve

falta de ajuste. A regressão obtida pelos valores previstos versus valores estimados apresentou um

valor de R2 de 0,76 (Figura 47), e o gráfico dos resíduos (Figura 48) mostrou que os mesmos não

se distribuíram de forma completamente aleatória. Logo, apesar do modelo ter se ajustado, os erros


96

podem não estar associados ao erro puro. Portanto, são necessários mais experimentos para que o

modelo represente melhor o sistema.

Figura 47 - Valores observados versus estimados para a remoção de fósforo pelo planejamento CCD.


Figura 48 - Resíduos para a remoção de fósforo no planejamento CCD.


A abordagem de otimização multivariada utilizada proporcionou uma remoção de 30,64%, visto

que a concentração inicial de fósforo era de 31,00 mg L-1 e diminuiu para 21,50 mg L-1. Com isso,

obteve-se como ótimo de remoção de fósforo as condições do fotobiorreator SR8 no planejamento

CCD esférico.

Entretanto, essa resposta não foi a melhor obtida nos experimentos, pois como visto na etapa de

triagem (Figura 49) a melhor remoção foi no fotobiorreator A1, que operou com um fluxo de

500 μE m-2 s-1 e quatro dias. Nos testes preliminares também notou-se que os fotobiorreatores

tiveram uma redução na concentração de fósforo no início do experimento, porém com o passar do

y = 0,7646x + 5,3999

R² = 0,7646

2021222324252627282930

20 22 24 26 28

Val

ore

s es

tim

ado

s

(mg L

-1 d

e P

s)

Valores observados (mg L-1de Ps)

-2

-1

0

1

2

20 22 24 26

Res

íduo

s

Observados


97

tempo ocorre um acréscimo de fósforo no meio. São necessários mais estudos para compreender a

dinâmica do fósforo nos fotobiorreatores e para se otimizar os resultados de remoção, sugere-se

que sejam estudados os níveis do fotobiorreator A1 na superfície de resposta.

Figura 49 - Comparação entre os fotobiorreatores na etapa de triagem e superfície de resposta. Os valores entre



5.2.6.6. Remoção de matéria orgânica na superfície de resposta

O melhor resultado do CCD para a remoção de matéria orgânica foi com o fotobiorreator SR4

(Figura 50), que apresentou uma concentração de 100 mg L-1. O SR4 operou com um fluxo

luminoso de 700 μE m-2 s-1 e tempo de 15 dias.

Os resultados da superfície de resposta para a remoção de matéria orgânica mostraram que o tempo,

o fluxo luminoso, e a interação do tempo com ele mesmo são significativos para o sistema. Os erros

associados a cada efeito foram calculados pelo teste t (α = 0,05). A Tabela 30 apresenta os efeitos

para cada variável.

A ANOVA mostrou que para a remoção de matéria orgânica não foi possível proceder o

modelamento dos dados obtidos pelo planejamento CCD, pois a falta de ajuste do modelo foi

significativa (Tabela 31), ou seja, exatamente o oposto que se espera quando se pretende obter um

modelo de regressão. Além disso, o gráfico de resíduos não possui distribuição completamente

aleatória (Figura 51). O gráfico dos valores previstos versus valores medidos apresentou R2 de 0,88

(Figura 52).

10

12

14

16

18

20

22

24

Ps

(mg L

-1)

Fotobiorreatores


98

Figura 50 - Comparação entre os 18 experimentos realizados com o planejamento CCD para a remoção de matéria

orgânica. Os valores entre parênteses correspondem ao fluxo luminoso (µE m-2 s-1) e tempo (dias) de cada

fotobiorreator.


Tabela 30 - ANOVA para o modelo matemático obtido pelo planejamento composto central para remoção de DQO.


SG = significativo.

Variável Efeitos p

Média 150,9181 0,0002

1 -48,3858 0,0060

2 -130,2963 0,0001

1 × 1 23,3636 0,0719

2 × 2 135,9241 0,0001

1 × 2 -22,1512 0,1611


0

100

200

300

400

500

600

700

800

SR

1(2

00

/9)

SR

27

00

/9)

SR

3(2

00

/15

)

SR

4(7

00

/15

)

SR

5(9

6,4

5/1

2)

SR

6(8

03

,55/1

2)

SR

7(4

50

/7,7

6)

SR

8(4

50

/16

,24)

SR

9(4

50

/12

)

SR

10

(45

0/1

2)

SR

11

(45

0/1

2)

SR

12

(45

0/1

2)

SR

13

(45

0/1

2)

C1

0(l

uz

sola

r/7,7

6)

C1

1(l

uz

sola

r/9)

C1

2(l

uz

sola

r/12

)

C1

3(l

uz

sola

r/15

)

C1

4(l

uz

sola

r/16

,24

)

DQ

O (

mg L

-1)

Fotobiorreatores


99

Tabela 31 - ANOVA para o modelo matemático obtido pelo planejamento composto central para remoção de matéria

orgânica. FV = Fonte de variação, SQ = soma quadrática, nGL = número de graus de liberdade, Fcalc = valor do teste

F calculado, SG = significativo.


Regressão 285257,0878 5 57051,4175 10,422 SG 0,0038

Resíduos 38319,5114 7 5474,0734 19,369 SG 0,0076

Falta de ajuste 35851,6687 3 11950,2229

Erro puro 2467,8456 4 616,9614

Total 323575,6023 12




Apesar do modelo matemático não ter se ajustado, a abordagem de otimização multivariada

utilizada proporcionou uma maior remoção de matéria orgânica do que na etapa de triagem (Figura

53). O SR4 obteve uma remoção de 89,97%, visto que a concentração inicial de matéria orgânica

era de 980,00 mg L-1 e diminuiu a 100,00 mg L-1. Com isso, obteve-se como ótimo de remoção de

matéria orgânica as condições do fotobiorreator SR4 no planejamento CCD esférico.

Figura 51 - Resíduos para a remoção de matéria orgânica no planejamento CCD.


-150

-100

-50

0

50

100

150

80 280 480 680

Res

íduo

s

Observados


100

Figura 52 - Observados versus estimados para a remoção de matéria orgânica no planejamento CCD.


Figura 53 - Comparação entre os resultados da triagem e do planejamento CCD para a remoção de DQO. Os valores



5.2.6.7.Remoção de Escherichia coli na etapa de superfície de resposta

Os resultados do planejamento CCD mostraram que a melhor resposta para a remoção de E. coli

foi obtida com o fotobiorreator SR4, que operou com 15 dias e fluxo luminoso de 700 μE m-2 s-1,

Figura 54.

100

200

300

400

500

600

700

100 300 500 700 900

Val

ore

est

imad

os

(mg L

-1d

e D

QO

)

Valores observados (mg L-1 de DQO)

0

50

100

150

200

250

300

DQ

O (

mg L

-1)

Fotobiorreatores


101

Figura 54 - Comparação entre os 18 experimentos do planejamento CCD para a remoção de E. coli. Os valores entre



Os resultados da superfície de resposta para a remoção de E. coli mostraram que o fluxo luminoso,

o tempo e a interação entre o fluxo e o tempo são significativos para o sistema. Os erros associados

a cada efeito foram calculados pelo teste t (α = 0,05). A Tabela 32 apresenta os efeitos e o parâmetro

p para cada variável.

O fato do fluxo luminoso não ser significativo na etapa de triagem e superfície de resposta

apresentar efeito significativo para a remoção de E. coli, pode estar associado aos níveis estudados.

Na triagem os níveis do fluxo luminoso foram diferentes e mais amplos que na etapa de superfície

de resposta, onde o efeito do parâmetro apresentou significância. Cabe ressaltar que o tempo foi

significativo nas duas etapas.


remoção de E. coli. Os valores em negrito são os que foram significantes de acordo com o valor de p (p < 0,05).

Variável Efeitos p

Média 9,2225 0,0000

1 -0,5017 0,0072

2 -0,4741 0,0085

1 × 1 0,0199 0,8308

2 × 2 0,0949 0,3494

1 × 2 -0,4800 0,0215


6

7

8

9

10

11

SR

1(2

00/9

)

SR

270

0/9

)

SR

3(2

00/1

5)

SR

4(7

00/1

5)

SR

5(9

6,4

5/1

2)

SR

6(8

03,5

5/1

2)

SR

7(4

50/7

,76)

SR

8(4

50/1

6,2

4)

SR

9(4

50/1

2)

SR

10(4

50

/12

)

SR

11(4

50

/12

)

SR

12(4

50

/12

)

SR

13(4

50

/12

)

C10

(lu

z so

lar/

7,7

6)

C11

(lu

z so

lar/

9)

C12

(lu

z so

lar/

12

)

C13

(lu

z so

lar/

15

)

C14

(lu

z…

E.

coli

(lo

g (

NP

M/1

00

mL

))

Fotobiorreatores


102

Através da análise dos resultados foi possível obter um modelo de regressão linear múltipla.

ANOVA (Tabela 33) mostrou que o modelamento matemático proposto pelo planejamento

composto central foi uma regressão significativa, ao nível de significância de 0,05, e que não houve

falta de ajuste. O gráfico de resíduos apresentou distribuição aleatória (Figura 55). O gráfico dos

valores previstos versus valores medidos apresentou R2 de 0,82 (Figura 56).

Figura 55 - Resíduos para a remoção de E. coli no planejamento CCD.


Tabela 33 - ANOVA para o modelo matemático obtido com o CCD para o crescimento de remoção de E. coli. FV =

Fonte de variação, SQ = soma quadrática, nGL = número de graus de liberdade, Fcalc = valor do teste F calculado, SG

= significativo.


Regressão 4,7917 5 0,9583 5,65865 SG 0,0284

Resíduos 1,0162 6 0,1693

Falta de ajuste 0,8745 3 0,2914 6,172456 0,0845

Erro puro 0,1417 3 0,0472

Total 5,8079 11





103

Figura 56 - Valores observados versus estimados para a remoção de E. coli pelo planejamento CCD


A abordagem de otimização multivariada utilizada proporcionou uma maior remoção de E. coli do

que na etapa de triagem (Figura 57) que apresentou uma remoção de 2,38 casas logarítmicas.

Figura 57 - Comparação entre fotobiorreatores da triagem e do planejamento CCD para a remoção de E. coli.


5.2.6.8. Produção de biomassa algal

Os resultados para o crescimento de biomassa nos experimentos do planejamento CCD mostraram

que o melhor fotobiorreator foi o SR4 (485,71 mg L-1 de SSV), que era iluminado com

700 μE m- 2 s-1 e 15 dias de operação, Figura 58. Neste período choveu o que colaborou para que a

biomassa nos fotobiorreatores controles não tenha crescido tanto quanto na etapa de triagem.

7

8

9

10

11

7 8 9 10 11

Val

ore

s es

tim

ado

s

E.

coli

(lo

g(

NM

P/1

00

mL

)

Valores observados


104

Os resultados da superfície de resposta para o crescimento de microalgas mostraram que o fluxo

luminoso e o tempo são significativos para o sistema, ou seja, os dois interferem no crescimento

das microalgas. Os erros associados a cada efeito foram calculados pelo teste t (α = 0,05). A Tabela

34 apresenta os efeitos e o parâmetro p para cada variável.

Figura 58 - Comparação entre os 18 experimentos do planejamento CCD para o crescimento de biomassa. Os valores



Através da análise dos resultados foi possível obter um modelo de regressão linear múltipla. A

Tabela 35 apresenta a análise de variância para o modelo obtido.

Tabela 34 - Valores do parâmetro p e efeitos (α = 0,05) para cada variável considerada no planejamento CCD para o

crescimento de microalgas. Os valores em negrito são os que foram significantes de acordo com o valor de p (p < 0,05).

Variável Efeitos p

Média 350,5324 0,0003

1 52,7607 0,0287

2 51,3916 0,0307

1 × 1 -2,2531 0,8893

2 × 2 15,4544 0,3756

1 × 2 -11,9050 0,5722


0

100

200

300

400

500

600

SR

1(2

00

/9)

SR

27

00

/9)

SR

3(2

00

/15

)

SR

4(7

00

/15

)

SR

5(9

6,4

5/1

2)

SR

6(8

03

,55/1

2)

SR

7(4

50

/7,7

6)

SR

8(4

50

/16

,24)

SR

9(4

50

/12

)

SR

10

(45

0/1

2)

SR

11

(45

0/1

2)

SR

12

(45

0/1

2)

SR

13

(45

0/1

2)

C1

0(l

uz

sola

r/7,7

6)

C1

1(l

uz

sola

r/9)

C1

2(l

uz

sola

r/12

)

C1

3(l

uz

sola

r/15

)

C1

4(l

uz

sola

r/16

,24

)

SS

V (

mg L

-1)

Fotobiorreatores


105

Tabela 35 - ANOVA para o modelo matemático obtido com o CCD para o crescimento de biomassa algal. FV= Fonte

de variação, SQ = soma quadrática, nGL = número de graus de liberdade, Fcalc = valor do teste F calculado, SG=

significativo.


Regressão 45684,1786 5 9136,8360 7,5534 SG 0,0143

Resíduos 7257,7403 6 1209,6231

Falta de ajuste 2999,8540 3 999,9514 0,7045 0,6097

Erro puro 4257,8862 3 1419,2950

Total 52941,9190 11




A ANOVA (Tabela 35) mostrou que o modelamento matemático proposto pelo planejamento

composto central teve uma regressão significativa, ao nível de significância de 0,05, e que não

houve falta de ajuste. O gráfico de valores observados versus valores estimados (Figura 59)

apresentou-se linear com y = 0,8353x + 59,946 e R² = 0,8353. O gráfico de resíduos apresentou

distribuição aleatória (Figura 60).

Figura 59 - Gráfico de valores observados versus valores estimados para o crescimento de microalgas.


100

150

200

250

300

350

400

450

500

200 300 400 500

Val

ore

s es

tim

ado

s

SS

V (

mg L

-1)

Valores observados


106

Figura 60 - Resíduos para o crescimento de biomassa no planejamento CCD.


Com isso, obteve-se o ótimo para o crescimento de microalgas com as condições do experimento

4 do planejamento CCD esférico (Tabela 36). Esta condição propiciou 457,71 mg L-1 de SSV.

Tabela 36 - Condição experimental ótima para o crescimento de microalgas obtida com o planejamento CCD.

Comprimento de onda Fluxo luminoso Tempo

Azul 700 μE m-2 s-1 15 dias


5.2.7. Síntese dos resultados do planejamento experimental (triagem e superfície de

resposta)

A etapa de triagem indicou que o melhor comprimento de onda para a remoção de nitrogênio,

fósforo, matéria orgânica e E. coli é o do LED na cor azul. A melhor produção de biomassa ocorreu

com o uso do LED vermelho.

A etapa de superfície de resposta apontou que a melhor configuração em termos de tempo e fluxo

luminoso para a remoção de nitrogênio, fósforo, matéria orgânica e E. coli é de 700 μE m-2 s-1 com

15 dias de operação. Com essa configuração foi possível remover 86,5% do NTKf, 30,64% de

fósforo, 89,97% de matéria orgânica, 2,38 casas logarítmicas de E. coli e produção de

457,71 mg L- 1 de biomassa.

Foi possível observar que os fotobiorreatores controles são efetivos para a remoção de nutrientes e

matéria orgânica, entretanto a eficiência é afetada pelas condições climáticas. Em períodos sem

registros de precipitações foi possível observar uma produção de biomassa algal de 914 mg L-1 e

-50

-30

-10

10

30

50

200 300 400 500

Res

íduo

s

Observados


107

uma remoção de nitrogênio de 90,8%, superior aos melhores resultados encontrados nos

fotobiorreatores com LED.

5.3. Experimento com o fotobiorreator otimizado

A Tabela 37 apresenta as características do efluente sintético utilizado, assim como, a título de

comparação, as características de um efluente doméstico bruto, de acordo com Von Sperling

(2005). Notou-se que a concentração de nitrogênio está aproximadamente cinco vezes maior no

efluente sintético, isto ocorre devido ao uso de extrato de carne, que foi usado para elevar o valor

de pH. Devido ao acréscimo do caldo nutriente com a cela de E. coli o valor de fósforo também

ficou acima da média nos efluentes reais.

Tabela 37 - Parâmetros do efluente sintético e de um efluente doméstico típico.

Parâmetro

Efluente

sintético

utilizado

Efluente

doméstico

bruto

Nitrogênio orgânico (mg L-1 de Norg) 150 15-30

Nitrogênio amoniacal (mg L-1 de NH4+ - N) 5,7 20-40

Fósforo (mg L-1 de P) 30 5-25

DQO (mg L-1) 850 400-800

pH 6,9 6,7-7,5

OD (mg L-1) 7,2 ≈ 0

Alcalinidade (mg L-1 de CaCO3) 100 (*)

E. coli (NMP/ 100 mL) 3,8 × 109 108-109

Nitrito (mg L-1 de NO2- -N) 0,03 ≈ 0

Nitrato (mg L-1 de NO3- -N) 0,1 0-2

SSV (mg L-1) 30 135-350

Fonte: elaborado pela autora (2016). (*) Dado não fornecido

5.3.1. Identificação das espécies

A Chlorella foi o gênero mais abundante nos fotobiorreatores, e em menor quantidade foi possível

identificar Pseudanabaena e Bacillaciophytas. No anexo encontram-se as fotos das amostras vistas

ao microscópio com a lente de aumento de 100 ×.


108

5.3.2. Comportamento do pH e OD

O pH monitorado no experimento é apresentado na Figura 61. Como não foi realizado seu controle,

observou-se o seu aumento, tornando o meio mais básico. Esse foi o mesmo comportamento

observado nos testes preliminares e na otimização multivariada.

Nos experimentos realizados por Yan et al. (2012) e Xu et al. (2013) o pH também aumentou

gradativamente em função do tempo durante os dez dias de experimentação, chegando em torno

de 8,5, e 7,35 respectivamente. No estudo de Koc et al. (2012) notou-se o mesmo comportamento

do pH, que alcançou valores de 8,0 com cinco dias. Neste trabalho, o pH chegou 10,67, porém o

experimento durou 18 dias.

Figura 61 - Comportamento do pH nos fotobiorreatores com LED e controle.


Como o efluente utilizado nos fotobiorreatores foi o sintético o OD no início do experimento foi

elevado (7,03 mg L-1), porém notou-se que após 24 h do início do experimento o OD foi reduzido

para valores próximos a zero, Figura 62. A queda no OD possivelmente ocorreu devido à

degradação da matéria orgânica por bactérias aeróbias. Notou-se que a partir do segundo dia no

fotobiorreator com LED o OD voltou a subir; o aumento da concentração de OD possivelmente

resultou do crescimento das microalgas pelo processo da fotossíntese, que tem como subproduto o

O2. O mesmo comportamento de redução do OD foi observado nos testes preliminares

(experimento 1), porém no fotobiorreator 1.2 (160 μE m-2 s-1) os valores do OD só começaram a

aumentar no sexto dia.


109

Figura 62 - Comportamento do OD nos fotobiorreatores com LED e controle.


5.3.3. Comportamento da clorofila a e SSV

Os resultados das análises de clorofila a podem ser observados na Figura 63. Nota-se que nos dois

fotobiorreatores a clorofila a apresentou um crescimento acentuado entre o início do experimento

e o terceiro dia. No fotobiorreator com LED a partir do sexto dia a clorofila a permaneceu com um

valor aproximadamente constante. Ressalta-se que o fotobiorreator controle apresentou maior

concentração de clorofila a durante o experimento, chegando a 8,5 mg L-1.

Analisando esses dados, conclui-se que o fotobiorreator com LED apresentou o ciclo de

crescimento típico de microrganismos, com a fase lag, exponencial, estacionária. Entretanto, não

foi possível acompanhar a fase de declínio com 18 dias de experimento. No fotobiorreator controle

não foi possível verificar esse comportamento na clorofila a; tal fato pode ter ocorrido devido às

influências do tempo.

Analisando a Figura 64, observa-se que mesmo os SSV e a clorofila a sendo variáveis para estimar

a biomassa, seus resultados não são similares. Os SSV estão associados também à biomassa

microbiana e não apenas a organismos fotossintetizantes como a clorofila a. Assim, notou-se que

mesmo em alguns momentos onde ocorre a queda de clorofila a, os SSV continuam aumentando,

o que indica a presença de outros microrganismos.


110

Figura 63 - Comportamento da clorofila a nos fotobiorreatores com LED e controle.


Figura 64 - Comportamento do SSV e clorofila a. a: Fotobiorreator com LED; b: Fotobiorreator controle.


Notou-se que a maior concentração de SSV foi obtida no terceiro dia no fotobiorreator com LED

(300 mg L-1). É possível verificar que neste mesmo intervalo o fósforo e a DQO apresentaram a

maior redução no fotobiorreator. O NTKf apresentou uma remoção acentuada até o sexto dia de

experimento.

A produção de biomassa nos testes preliminales também alcançou 300 mg L-1, ou seja, apesar da

otimização não houve uma melhora na resposta. Portanto, para a produção de biomassa em maiores

concentrações deve-se estudar na superfície de resposta a cor vermelha.

0

1

2

3

4

5

6

7

8

9

10

0 3 6 9 12 15 18

eya

(m

g L

-1)

Tempo (dias)

Fotobiorreator com LED Fotobiorreator controle


111

5.3.4. Comportamento do nitrogênio

A Figura 65 apresenta as formas de nitrogênio no fotobiorreator. O nitrogênio orgânico no início

do experimento apresentava uma concentração elevada (150 mg L-1), que foi convertido em

nitrogênio amoniacal (que é a forma preferencial para assimilação pelas microalgas). Nota- se que

a concentração de nitrogênio amoniacal aumenta entre o tempo zero o terceiro dia do experimento

nos dois fotobiorreatores, depois esse valor decresce até chegar a zero.

No fotobiorreator com LED no nono dia não é mais detectada a presença de nitrogênio amoniacal,

no fotobiorreator controle esse valor é alcançado somente no décimo quinto dia. O valor obtido de

nitrogênio amoniacal no fotobiorreator SR4 (fluxo de 700 µE m-2 s-1 e 15 dias tempo de operação)

foi de 16,03 mg L-1 e no experimento 1 dos testes preliminares o fotobiorreator 1.2 apresentou

valores próximos a um (1,15 mg L-1) somente no décimo quinto dia. Ou seja, com a otimização foi

possível uma melhora nos resultados.

O fotobiorreator com LED apresentou uma remoção de 96,34% do NTKf, e é possível notar que a

partir do nono dia o NTKf apresenta concentração praticamente constante, com valores abaixo de

10 mg L-1, Figura 66. A remoção deste fotobiorreator com LED foi melhor do que o apresentado

no fotobiorreator SR4 (85,60%) da etapa de superfície de resposta, e do que os obtidos nos testes

preliminares com o fotobiorreator 1.2 (83,93%). O fotobiorreator controle apresentou 72% de

remoção. Com o uso da otimização foi possível obter uma melhora na resposta, comparado aos

testes preliminares.

Figura 65 - Formas de nitrogênio. a: Fotobiorreator com LED; b: Fotobiorreator controle.



112

Figura 66 - Comportamento do nitrogênio total Kjeldahl filtrado nos fotobiorreatores.


A remoção de NTK foi de 84,50% no fotobiorreator com LED e no fotobiorreator controle foi de

73,82%. Os dois fotobiorreatores mostraram-se eficientes na remoção de nitrogênio que pode ser

explicado pelo processo de volatilização, assimilação biológica e sedimentação da matéria orgânica

(REED, 1985). Nos testes preliminares o melhor resultado obtido com o efluente sintético foi de

81% no fotobiorreator 1.2 (160 µE m -2 s-1).

Os valores de remoção foram semelhantes ao do estudo realizado por Yan et al. (2013) que

utilizaram C. vulgaris, porém obtiveram os melhores resultados em intensidade luminosa de

2000 µE m-2 s-1 com LED na cor vermelha (78,56%). Choi e Lee (2015) alcançaram 83% de

remoção do nitrogênio total com o uso de LEDs que emitiam luz na faixa de 430 a 670 nm (faixa

do azul ao vermelho), utilizando C. vulgaris.

Os melhores resultados em comparação com os estudos de Yan et al. (2013), Yan et al. (2012) e

Xu et al. (2013) com um fluxo luminoso menor podem ter ocorrido ao sistema de agitação lenta.

Esse não permitiu a formação de uma camada de microalgas na superfície que impedisse a

passagem de luz para as camadas mais profundas dos fotobiorreatores. O fato da cor azul ter sido

melhor do que a vermelha pode estar relacionado com as espécies presentes, pois sabe-se que cada

comprimento de onda interfere de um modo em cada espécie.


113

5.3.3.1 Estimativa do conteúdo de nitrogênio na biomassa

Nos dois fotobiorreatores o nitrogênio bacteriano (BON) foi maior do que o nitrogênio algal (AON)

nos primeiros dias, Figura 67. Após o terceiro dia o BON teve uma queda abrupta; tal fato pode

estar relacionado com a falta de matéria orgânica, pois nesse mesmo intervalo é notada uma

redução acentuada na DQO.

Notou-se que no terceiro dia de experimento o nitrogênio amoniacal apresentou sua maior

concentração e decresce de modo acentuado até o nono dia, e neste mesmo intervalo observou-se

que o AON apresentou um aumento, e permanece praticamente constante até o décimo oitavo dia,

que foi o mesmo comportamento notado no NTKf. O AON no fotobiorreator controle alcançou o

maior valor (54,28 mg L-1) no décimo segundo dia de experimento.

No experimento 1 dos testes preliminares foi observado um comportamento semelhante, o BON

começou com valores altos, que descaíram enquanto o AON aumentou de valor, e neste mesmo

intervalo observou-se uma redução na disponibilidade de matéria orgânica. E quando o

N amoniacal apresentou maior redução o AON apresentou um acréscimo.

Figura 67 - Nitrogênio algal e bacteriano.


5.3.5. Comportamento do fósforo

O fósforo solúvel no fotobiorreator com LED apresentou uma redução de 43,54% entre o início do

experimento e o terceiro dia, e permaneceu praticamente constante até o nono dia, Figura 68.


114

Depois ocorreu um acréscimo de fósforo no meio, e ao final do experimento o fotobiorreator

apresentou uma concentração de 20 mg L-1, que representa 35% de remoção. Esse comportamento

de acréscimo da concentração de fósforo no decorrer do funcionamento nos fotobiorreatores foi

observado na etapa dos testes preliminares e no planejamento estatístico multivariado. Neste estudo

foi possível encontrar uma condição ótima para a remoção de nitrogênio, matéria orgânica e E.

coli, porém são necessários mais estudos para conseguir o mesmo para o fósforo.

No fotobiorreator controle ocorreu uma redução também durante os três primeiros dias de

experimento, e depois ocorreram oscilações da concentração, ao final do experimento apresentou

68,55% de remoção. A maior remoção do fósforo solúvel no fotobiorreator controle pode ter

ocorrido devido às precipitações que fizeram com que o fotobiorreator transbordasse e seu volume

diluísse.

Apesar da remoção de fósforo ter sido menor do que a de nitrogênio, houve uma melhora no

resultado do fotobiorreator com LED, comparado ao resultado da superfície de resposta (SR4) que

apresentou 30,64% e dos testes preliminares (com efluente sintético), que apresentaram um

acréscimo de fósforo.

Figura 68 - Comportamento do fósforo solúvel nos fotobiorreatores.


A baixa remoção de fósforo no fotobiorreator com LED pode ter ocorrido devido à proporção entre

a concentração de N:P. Conforme citado anteriormente, Choi e Lee (2015) reportam que cada

0

5

10

15

20

25

30

35

0 3 6 9 12 15 18

Ps

(mg L

-1)

Tempo (dias)

Fotobiorreator com LED

Fotobiorreator controle


115

espécie apresenta uma relação ótima entre esses nutrientes, e que a remoção é afetada diretamente

por ela.

5.3.4.1. Frações de fósforo na biomassa

As frações de fósforo na biomassa encontrada nos fotobiorreatores foram determinadas pela

extração do fósforo como descrito no item 4.12, que quantifica as frações do polifosfato ácido

solúvel, polifosfato ácido insolúvel e outras formas de fósforo.

No terceiro dia de experimento a concentração de fósforo no fotobiorreator iluminado por LED

chegou em seu menor nível (17,5 mg L-1). Sugere-se que o fósforo tenha sido assimilado por todos

os microrganismos presentes no fotobiorreator, como bactérias e microalgas; visto que neste

mesmo intervalo é notada uma redução acentuada da DQO.

Devido a esta redução na concentração de fósforo, este pode ter se tornado um fator limitante o que

levou as microalgas a realizarem o processo de absorção de luxo, estocando o fósforo sob a forma

de polifosfato ácido insolúvel, Figura 69. Esta forma de acordo com Powell (2009) é a armazenada

pelas microalgas quando o fósforo no meio está ficando limitante.

Nota-se, Figura 69, que fósforo na biomassa diminuiu entre o sexto e o décimo quinto dia, e a

fração polifosfato ácido insolúvel também diminuiu. Sabe-se que o polifostafo ácido solúvel é

convertido em polifosfato ácido solúvel, e este é usado para a síntese dos compostos celulares, que

implica em crescimento das microalgas (POWELL, 2009). Diante disso e do fato que clorofila a e

o AON aumentaram neste mesmo intervalo, o que indica crescimento de biomassa algal, supõe-se

que as microalgas utilizaram o fósforo que estava acumulado para realizar os processos

metabólicos e, consequentemente, ocasionando o crescimento da biomassa.

O aumento na concentração de fósforo no fotobiorreator entre o nono e o décimo segundo dia pode

ter ocorrido devido a morte de alguns microrganismos (ocasionada pela limitação de nutrientes,

competição e metabólitos), que liberou fósforo novamente no fotobiorreator, aumentando a sua

concentração no efluente. Sugere-se que as microalgas haviam armazenado uma quantidade de

fósforo suficiente para o seu metabolismo, logo este não foi assimilado, o que pode explicar o

aumento da concentração de P no fotobiorreator.


116

No tempo de quinze dias a concentração de P na biomassa chegou ao seu valor mínimo, e sugere-

se que as microalgas voltem a assimilar o P do fotobiorreator, o que resulta na diminuição de P no

meio. Tal fato, pode explicar de no décimo oitavo dia a concentração de P na biomassa ter

aumentado, e a concentração de P no efluente ter diminuído.

Como o fotobiorreator controle ficou exposto às intempéries não foi possível fazer a possível

correlação entre o decaimento de fósforo no fotobiorreator e a sua concentração na biomassa. No

fotobiorreator controle foi possível observar que a maior concentração de fósforo na biomassa

ocorreu no décimo oitavo dia de experimento, que corresponde à menor concentração de fósforo

solúvel no fotobiorreator, que pode ter sido causada pela alta temperatura. Nos dois últimos dias

de experimento foram registradas temperaturas de 35 ⁰C e de acordo com Powell (2009) elevadas

temperaturas são um dos fatores que interferem na absorção de luxo.

Figura 69 - Frações de fósforo encontradas na biomassa do fotobiorreator com LED.


Figura 70 - Frações de fósforo encontradas na biomassa do fotobiorreator controle.



117

Os valores encontrados de fósforo na biomassa estão similares aos achados por Powell (2009).

Entretanto, nesse estudo foi utilizada uma cultura pura de Scenedesmus sp. e a maior fração de

fósforo encontrada foi a referente às outras formas, que correspondem ao fósforo da DNA, RNA,

camada fosfolipídica.

O uso do LED pode ter favorecido a absorção de luxo, visto que foi notado que a concentração de

fósforo na biomassa apresentou valores superiores a 1% do peso seco durante os dias 3, 6, 9 e 18.

No fotobiorreator controle somente no décimo-oitavo dia foi notado um valor de fósforo superior

a 1%.

5.3.6. Comportamento da DQO

A remoção de DQO filtrada mostrou-se eficiente para os dois fotobiorreatores como pode ser

observado na Figura 71. O melhor resultado foi apresentado pelo fotobiorreator com LED, 91% de

remoção; o fotobiorreator controle apresentou 89% de remoção.

Figura 71 - Comportamento da DQO filtrada nos fotobiorreatores

Fonte: elaborado pela autora (2016);

O fotobiorreator com LED obteve melhores resultados do que os da etapa da triagem e da superfície

de resposta. Na triagem o fotobiorreator com melhor resultado (A7- fluxo de 500 μE m-2 s-1, e 12

dias) removeu 88,88%. Na superfície de resposta o SR4 (fluxo de 700 μE m-2 s-1 e 15 dias) obteve

89,97%.

Os resultados obtidos foram similares aos encontrados em outros experimentos, mesmo com a

diferença do comprimento de onda. Yan et al. (2013) obtiveram uma remoção de 42,23% com o

0

200

400

600

800

1000

0 3 6 9 12 15 18

DQ

O (

mg L

-1)

Tempo (dias)

Fotobiorreator com LED Fotobiorreator controle


118

uso de LEDs azuis (2000 μE m-2 s-1, 10 dias); o melhor resultado foi com o LED vermelho

(2000 μE m 2 s - 1, 10 dias), 76,46%.

Apesar das remoções terem sido semelhantes, o tempo gasto para a remoção de DQO neste estudo

foi menor do que os apresentados nos trabalhos de Yan et al. (2012) e Xu et al. (2013). Isto, pode

estar relacionado com o fato de nos estudos citados o efluente sintético utilizado era preparado de

modo estéril. Outra possibilidade é que o inóculo utilizado neste trabalho continha um consórcio

de microalgas e também outros microrganismos, e nos estudos de Yan et al. (2013) e Xu et al.

(2013) era uma cultura pura.

A remoção de DQO foi semelhante nos dois fotobiorreatores e está relacionada à simbiose entre

microalgas e bactérias. O sucesso no crescimento das microalgas pode ser alcançado com uma

quantidade suficiente de CO2 e um meio de cultivo que contenha os macronutrientes (nitrogênio e

fósforo), ambos presentes no efluente utilizado. Enquanto crescem, as microalgas removem os

nutrientes do efluente e fornecem oxigênio para a degradação aeróbia da matéria orgânica pelas

bactérias. Essas por sua vez produzem o gás carbônico que é um produto da respiração, que serve

como fonte de carbono para as microalgas. Como a matéria orgânica teve um decaimento

acentuado nos três primeiros dias, o CO2 pode ter sido um fator limitante para o crescimento das

microalgas.

A remoção de DQO pode também ser associada às microalgas mixotróficas. Bhatnagar et al. (2010)

citam que a mixotrofia é encontrada em várias algas, como em C. minutissima, C. vulgaris e C.

pyrenoidosa, espécies representantes do gênero encontrado neste trabalho, sendo as duas primeiras

encontradas no Brasil.

5.3.7. Remoção de Escherichia coli

O comportamento do decaimento de E. coli no fotobiorreator com LED mostrou uma tendência

decrescente a partir do primeiro dia de experimento, Figura 72. A remoção, ao final do

experimento, foi de 5,06 casas logarítmicas, que equivale a 99,999%. Esse resultado está similar

ao encontrado por Pinto e Onoyama (1991) que utilizaram uma LAT, que obteve 99,95% de

remoção. De acordo com Gonçalves (2003), as lagoas de maturação atingem valores de remoção

entre 99,9 e 99,999% de eficiência.


119

No fotobiorreator controle, notou-se um pequeno aumento entre o início do experimento e o

terceiro dia. Tal fato ocorreu, pois o fotobiorreator continha todos os nutrientes básicos para que

as E. coli pudessem crescer. Apesar de ser uma bactéria exclusivamente do trato intestinal de

animais de sangue quente, caso sejam criadas condições adequadas elas tem a capacidade de se

multiplicarem em ambientes fora do original. A partir do terceiro dia de experimento notou-se que

a quantidade de E. coli assume um comportamento decrescente. Vale ressaltar que durante a

execução dos experimentos (janeiro de 2016) ocorreram muitos registros de precipitação que

levaram ao extravasamento do fotobiorreator controle. A remoção, após o intervalo de tempo

analisado, atingiu 4,62 casas logarítmicas. A diferença entre os dois fotobiorreatores foi pequena,

entretanto o fotobiorreator com LED teve melhor desempenho, pois não teve seu volume afetado

pelas precipitações.

Figura 72 - Decaimento de E. coli nos fotobiorreatores com LED e controle.


São conhecidos os fatores de remoção de lagoas de estabilização, e talvez este seja o mecanismo

que mais se assemelhe ao processo de inativação de microrganismos em fotobiorreatores

iluminados por LEDs.

Em lagoas de estabilização justifica-se a remoção de patógenos por fatores como OD elevado, pH

elevado e radiação solar. Entretanto a radiação solar, que além de comprimento de onda visível

emite UV - A e UV - B, não se aplica ao fotobiorreator com LED, pois este é iluminado por fonte

de luz artificial de comprimento de onda específico de 460-470 nm, que não emite UV.

0

2

4

6

8

10

12

0 3 6 9 12 15 18

E. co

li l

og (

NP

M/1

00

mL

)

Tempo (dias)Fotobiorreator controle Fotobiorreator com LED


120

De acordo com Duncan e Horan (2003) valores de pH acima de 9,4, promovem o decaimento da

concentração de E. coli. Pearson et al. (1997) indicam que valores de pH acima de 8,4 já podem

causar a inativação das E. coli, o que pode justificar o decaimento no fotobiorreator com LED,

onde o pH atingiu 10,67 no décimo oitavo dia de experimento e manteve-se superior a 8,5 durante

todas as medidas a partir do quarto dia.

Em relação ao OD, valores acima da saturação, indicados pela presença de algas, estão relacionados

com o decaimento de microrganismos indicadores (DUNCAN e HORAN, 2003; COOLEY et

al.,1999; BOLTON et al., 2001), o que também pode explicar o decaimento nos fotobiorreatores,

visto que o OD nos dois fotobiorreatores apresentou concentrações de OD acima da saturação.

As microalgas quando expostas a uma intensidade de luz acima da requerida pelo processo de

fotossíntese criam um mecanismo de proteção conhecido como nonphotosynthesis quenching

(NPQ), que gera espécies reativas de oxigênio (ROS) como peróxido de hidrogênio (H2O2),

superperóxidos (O2-) e radicais hidroxilas (OH-) e pode levar à morte das E. coli (SCHULZE et al.,

2014). Este pode ser outro fator que pode explicar o decaimento de E. coli no fotobiorreator com

LED, onde não era emitido UV.

O decaimento pode estar associado também à limitação de nutrientes. Durante a operação do

fotobiorreator os nutrientes do efluente sintético são consumidos, o que pode estar relacionado ao

decaimento. Como pode ser visto na Figura 71 a DQO tem uma queda abrupta entre o primeiro e

terceiro dia de experimento, após esse tempo a quantidade de matéria orgânica disponível é

reduzida. Outro fator é a produção de toxinas pela própria população de E. coli ou pelas

microalgas, que pode estar, também, associado ao decaimento (MUNÕZ et al, 2006).

5.3.8. Síntese dos resultados

Com o fotobiorreator otimizado foi possível obter melhores resultados de remoção de NTKf

(96,34%), DQO filtrada (91%) e E. coli (5,06 casas logarítmicas). A Figura 73 apresenta a

porcentagem de remoção de cada resposta obtida em cada etapa realizada neste trabalho. O fósforo

no teste preliminar com o efluente sintético não apresentou remoção, por isso não aparece na

imagem, e a análise de E. coli não foi realizada. A melhor porcentagem de remoção para o fósforo

foi na etapa de triagem com 40,32% de remoção.


121

Figura 73 - Porcentagem de remoção nas diferentes etapas do trabalho


Considerações finais

122

6. Considerações finais

A configuração de iluminação (pontual ou homogênea) promoveu diferentes resultados na remoção

dos poluentes. A distribuição homogênea da luz pode ter favorecido a remoção de nitrogênio.

Para a remoção de nitrogênio total Kjeldahl o LED na cor azul foi o que apresentou a melhor

resposta, com um fluxo de 700 µE m-2 s-1 e tempo de operação de 15 dias. Com o fotobiorreator

otimizado foi possível remover 96,34% de nitrogênio filtrado.

A remoção de fósforo apresentou melhor resultado na etapa de triagem (40,32%) com um fluxo de

500 µE m-2 s-1 e tempo de quatro dias com o LED cor azul. No fotobiorreator otimizado foi possível

remover 35% do fósforo. São necessários mais estudos para obter uma melhor remoção de fósforo.

Para o crescimento de biomassa o LED na cor vermelha mostrou-se mais eficiente (647,5 mg L-1

de SSV), entretanto o uso do LED azul no fluxo de 500 µE m-2 s-1 e tempo de quatro dias mostrou-

se mais favorável economicamente.

A DQO filtrada obteve melhor resposta com o uso do LED na cor azul, fluxo de 700 µE m-2 s-1 e

tempo de operação de 15 dias. No fotobiorreator otimizado foi possível remover 91% da matéria

orgânica.

Os fotobiorreatores mostraram-se eficientes para a remoção de E. coli, o melhor resultado obtido

na otimização foi com o uso do LED azul sem emissão de UV com fluxo de 700 µE m-2 s-1 e tempo

de operação de 15 dias. Após a otimização, no fotobiorreator otimizado foi possível remover 5,06

casas logarítmicas.

Concluiu-se com esse trabalho que para a remoção de nitrogênio, DQO, E. coli a configuração

ideal de fotobiorreator em termos de luz e tempo é com o uso de LEDs azuis com um fluxo

luminoso de 700 µE m-2 s-1 e 15 dias de operação. São necessários mais estudos para a remoção de

fósforo.

Sugestões para estudos futuros

123

7. Sugestões para estudos futuros

Será que o uso da luz solar e dos LEDs de modo integrado pode melhorar o desempenho do sistema

para a remoção de E. coli, nitrogênio, DQO e fósforo?

Será que a iluminação no período noturno com LEDs afetará o sistema de forma positiva?

Sabe-se que as microalgas necessitam de carbono para realizar seus processos metabólicos, e de

acordo com Parck e Cragss (2011), a adição de CO2 e o controle de pH na faixa de 8,5 aumenta a

produção de biomassa em lagoas de alta taxa. Notou-se com os experimentos que o pH nos

fotobiorreatores atinge valores próximos a 11. Será que a adição de CO2 poderia melhorar a

produção de biomassa? Será que a adição de CO2 pode afetar o sistema de outras formas e melhorar

o seu desempenho?

A remoção de fósforo nesse estudo foi em média de 30%, um valor abaixo dos obtidos em outros

trabalhos como os de Yan et al. (2013) e Yan et al. (2012). De acordo com esses mesmos trabalhos

a relação C:N afeta a remoção de fósforo, e que cada espécie tem uma proporção ideal. Será que

para o consórcio de microalgas utilizado nesse estudo é possível melhorar a remoção de fósforo

modificando a relação de N:P?

De acordo com Koc et al. (2012) a luz vermelha produz uma quantidade maior de biomassa, pois

as células se multiplicam mais rápido; a luz azul tem o potencial para recuperar as células e fazer

com elas apresentem tamanho maior. Será que o uso simultâneo de luz azul e vermelha pode

aumentar a produção de biomassa nos fotobiorreatores com a configuração deste trabalho?

Sabe-se que enquanto crescem, as microalgas removem os nutrientes do efluente pelo processo de

assimilação e produzem oxigênio, que é um produto da fotossíntese. Será que esse oxigênio dos

fotobiorreatores pode ser utilizado em outros processos? Seria possível aliar o uso de

fotobiorreatores e lodos ativados de forma a diminuir os gastos energéticos com aeradores?

O trabalho não avaliou o potencial da biomassa gerada nos fotobiorreatores para acumular lipídeos.

De acordo com Atta et al. (2013) o uso de LED azul proporciona um maior acúmulo de lipídeos

nas microalgas do que os outros comprimentos de onda. Será que a biomassa gerada acumulou

lipídio em uma porcentagem na qual o seu uso seja viável?

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Apêndice

133

Apêndice A – Registro fotográfico

Amostra do fotobiorreator A1, sob lente de aumento de 100×.



Apêndice

134

Amostra do fotobiorreator B1, sob lente de aumento de 100×.



Apêndice

135

Amostra do fotobiorreator V1, sob lente de aumento de 100×.



Apêndice

136

Amostra do inóculo da superfície de resposta, sob lente de aumento de 100×.

Amostra do fotobiorreator SR8, sob lente de aumento de 100×.

.

Amostra do fotobiorreator SR4, sob lente de aumento de 100×.

Apêndice

137

Amostra do inóculo do fotobiorreator otimizado, sob lente de aumento de 100×.

Amostra do fotobiorreator otimizado LED no 3º dia, sob lente de aumento de 100×.


Apêndice

138




Apêndice

139


.

Amostra do fotobiorreator otimizado luz solar no 3º dia, sob lente de aumento de 100×.


Apêndice

140



.


Apêndice

141


Apêndice

142

APÊNDICE B

Valores da alcalinidade da etapa de triagem.

Valores da clorofila a da etapa de triagem.

Apêndice

143

Valores do nitrogênio amoniacal da etapa de triagem.

Valores de nitrito da etapa de triagem

Apêndice

144

Valores de nitrato da etapa de triagem

Valores de sólidos suspensos totais da etapa de triagem

Apêndice

145

Valores de clorofila a da etapa de superfície de resposta.

Valores de nitrogênio amoniacal da etapa de superfície de resposta.

Apêndice

146

Valores de nitrito da etapa de superfície de resposta.

Valores de nitrato da etapa de superfície de resposta.

Apêndice

147

Valores de sólidos suspensos totais da etapa de superfície de resposta.

Apêndice

148

Comportamento da alcalinidade no fotobiorreator otimizado com LED

Comportamento da clorofila a no fotobiorreator otimizado com LED

Comportamento do nitrogênio amoniacal no fotobiorreator otimizado com LED

Apêndice

149

Comportamento do nitrito no fotobiorreator otimizado com LED.

Comportamento do nitrato no fotobiorreator otimizado com LED

Comportamento dos sólidos suspensos totais no fotobiorreator otimizado com LED

Apêndice

150

Comportamento da alcalinidade no fotobiorreator controle.

Comportamento da clorofila a no fotobiorreator controle.

Comportamento do nitrogênio amoniacal no fotobiorreator controle.

Apêndice

151

Comportamento do nitrito no fotobiorreator controle.

Comportamento do nitrato no fotobiorreator controle.

Comportamento dos sólidos suspensos totais no fotobiorreator controle.

Apêndice

152

Tabela 1 - Resultados do fotobiorreator 1.1 (experimento 1 dos testes preliminares).

Parâmetros 1° dia 2°dia 3° dia 4°dia 5°dia 6°dia 7°dia 8°dia 9°dia 10° dia 11° dia 12° dia 13° dia 14°dia 15°dia 16°dia

pH 6,92 7,4 7,92 7,91 7,99 7,94 7,9 8,08 8,12 8,22 8,12 8,33 8,3 8,36 8,48 8,3

OD (mg L-1) 6,47 0,12 0,14 0,14 0,12 0,13 0,18 2,23 4,47 4,76 4,33 6,56 5,85 7,77 7,22 5,85

Temperatura (°C) 26,5 27,4 27,4 26,2 26,9 26,9 27,7 27,7 28,4 28 28,3 28,2 29 27,1 29,8 27,1

DQO (mg L-1) 751 737 521 280 210,3 332,6 177,1 278 137 92,34 137,22 254,64 83,43 130,33 109,6 162,655

Norg (mg L-1) 113,7 58,8 46,13 5,2836 20,5134 32,7219

Namoniacal (mg L-1) 13,97 69,7 76,76 68,39 42,91 10,5213

Nitrito (mg L-1) 0,069 0,04 0,005 0,032 0,004 0,012

Nitrato (mg L-1) 0,55 0,5 0,85 0,7 4,85 1,5

NTKf (mg L-1) 80 101 90,69 64,47 49,7728 15,4246

Fósforo (mg L-1) 13,1 10,3 11,3 13,6 15,3 14,7

Clorofila a (mg L-1) 0,323 0,32 0,724 1,0613 1,85584 2,53937

SSV (mg L-1) 140 210 190 140 240 280

Apêndice

153


Parâmetros 1° dia 2° dia 3° dia 4° dia 5° dia 6° dia 7° dia 8° dia 9° dia 10° dia 11° dia 12° dia 13° dia 14° dia 15° dia 16° dia

pH 6,94 7,06 7,37 8,17 8,38 8,39 8,39 8,58 8,66 8,73 8,66 8,88 8,99 9,16 9,3 8,99

OD (mg L-1) 6,55 0,12 0,13 4,2 5,78 5,59 6,03 6,38 7,29 7,45 7,53 7,77 7,99 6,37 6,37 7,99

Temperatura (°C) 26,9 26,1 28,8 27,2 27,2 28 28,8 29,5 28,3 28,6 29,5 29,4 29,7 28,4 29,3 28,4

DQO (mg L-1) 700,72 519,78 316,48 128,76 33,395 109,88 62,81 281,305 172,81 183,92 172,81 218,545 84,415 123,64 248,9 112,58

Norg (mg L-1) 118,703 73,99 28,42 37,52 25,235 25,2

Namoniacal (mg L-1) 13,965 57,3 74,9 43,26 24,045 0

Nitrito (mg L-1) 0,0125 0,018 0,0055 0,0035 0,0135 0,0245

Nitrato (mg L-1) 0,55 0,45 1,35 1,6 1,65 1,15

NTKf (mg L-1) 89,3 86,7 80,08 55,44 15,5725 2,7843

Fósforo (mg L-1) 0 0 53,725 27,745 7,90944 0

Clorofila a (mg L-1) 13 10,9 13 15,9 16,6 16,3

SSV (mg L-1) 0,30379 0,23368 0,56474 1,5151 2,02721 2,7322

Apêndice

154



pH 7,59 8,11 8,7 8,92 9,11 9,33 9,44 9,54 9,73 9,9 10,08 10,12 9,97 10,12 10,11 9,96

OD (mg L-1) 0,13 3,68 10,19 11,79 11,88 12,15 13,1 11,37 11,8 11,48 15,18 14,72 14,52 14,89 15,63 14,89

Temperatura (°C) 23,7 24,6 24,6 25 26,1 24,4 24,7 25,5 25,2 24,7 23,9 23,2 23,5 24,3 24,4 23,7

DQO (mg L-1) 115,23 102 48,31 81,74 75,41 136,6 88,26 106,1 78,2 33,51 115,5 41,08 45 39 70 75,55

Norg (mg L-1) 27,415 11,698 17,77 17,19 19,21 24,504 Namoniacal (mg L-

1) 35,565 36,646 15,58 2,523 0 0

Nitrito (mg L-1) 0,0135 0,001 0,127 4,044 3,544 0,814

Nitrato (mg L-1) 0,45 1,15 0,8 18,9 16,95 12,15

Fósforo (mg L-1) 8,8 6,7 7 6 3,6 3,1

Clorofila a (mg L-1) 0,3544 0,4615 3,901 2,053 1,806 2,4594

SSV (mg L-1) 80 110 150 110 240 520

Apêndice

155


Parâmetros 1° dia 2° dia 3° dia 4° dia 5° dia 6° dia 7° dia 8° dia 9° dia 10° dia 11° dia 12° dia

13°

dia 14° dia 15° dia 16° dia

pH 7,75 8,22 8,57 8,8 9,01 9,14 9,04 9,54 9,89 9,95 10 10,2 10,2 10,2 10,16 10,1

OD (mg L-1) 0,11 2,71 5,57 7,73 8,55 8,13 6,8 9,78 9,91 9,34 9,15 8,58 7,99 8,39 8,5 9,18

Temperatura (°C) 25,7 28,6 29,2 29,1 28,6 28,2 28,4 28,3 28,6 28 27,6 27,9 27,5 28 28,1 27,6

DQO (mg L-1) 121,62 84,8 55,45 75,385 88,48 93,52 68,16 96,39 67,7 45,15 118,2 56,79 58 60 67,84 91,94

Norg (mg L-1) 31,351 17,63 7,678 19,71 20,86 19,74

Namoniacal (mg L-1) 36,48 32,543 6,015 0 0 0

Nitrito (mg L-1) 0 0,0105 0,538 16,34 11,04 5,394

Nitrato (mg L-1) 0,65 0,7 9,5 47,9 29,15 21,4

Fósforo (mg L-1) 8,4 7,3 7,8 6,6 3,1 2,4

Clorofila a(mg L-1) 0,5745 2,0993 0,259 2,596 2,027 2,7322

SSV (mg L-1) 110 150 100 150 150 140

Apêndice

156



pH 8,1 8,26 8,64 8,91 9,02 8,31 9,58 9,62 9,28 9,11 8,95 9,15 9,38 9,56 9,56 9,52

OD (mg L-1) 0,15 3,06 7,49 9,84 8,5 8,31 7,5 7,24 6,74 6,72 6,41 6,91 7,19 7,24 7,25 7,36

Temperatura (°C) 24,5 26,4 27 27,5 27,1 26,3 27,3 28 28,5 27,8 28,7 27,3 27,5 27,9 27,7 26,8

DQO (mg L-1) 163,155 97,5 35,885 83,435 98,46 162,9 111,3 105,1 99,3 34,94 114,4 71,58 69 68 65,79 89,955

Norg (mg L-1) 28,607 14,747 13,64 14,33 24,56 24,283

Namoniacal (mg L-1) 33,458 31,545 0 0 0 0

Nitrito (mg L-1) 0 0,137 0,566 10,59 19,09 21,394

Nitrato (mg L-1) 0,8 1 54,15 34,9 49,15 44,9

Fósforo (mg L-1) 8,2 7,1 8,5 4,7 8 6,3

Clorofila a (mg L-1) 0,41089 0,6738 1,905 1,54 0,341 0,1402

SSV (mg L-1) 120 130 240 130 120 360

Apêndice

157



pH 6,18 7,26 7,43 7,54 7,81 7,96 7,98 8,08 8,1 7,74 8,17 9,01 9,49 9,74 10,18 10,42

OD (mg L-1) 0,12 0,15 0,11 0,13 0,12 0,32 0,13 0,12 0,12 0,13 0,4 15,33 23 10,87 10,39 10,53

Temperatura (°C) 28,2 30,3 29,5 28,9 29,1 30,7 28,8 30,5 26,5 21,3 24,9 26 24,2 26,8 26 25,4

DQO (mg L-1) 770,4 678 549,3 328 230,9 269,1 196 309,2 180 33,51 97,53 96,71 33,505 81,68 79,26 81,96

Norg (mg L-1) 19,6 31,11 39,1 29,22 18,278 18,063

Namoniacal (mg L-1) 22,67 13,37 5,24 10,62 4,3008 0,5645

Nitrito (mg L-1) 0,008 0 0,13 0 0 0

Nitrato (mg L-1) 1,05 0,55 0,8 1,05 0,9 0,6

NTKf (mg L-1) 5,34 3,66 3,35 4,18 5,13 5,3

Fósforo (mg L-1) 5,8 3,8 4,3 5 4,1 2,3

Clorofila a (mg L-1) 0,352 0,125 0,29 2,053 1,98 0,7912

SSV (mg L-1) 320 300 340 180 210 240

Alcalinidade 267,1 317,2 451 162,4 375,21 394,8

Apêndice

158



pH 6,3 7,11 7,14 7,41 7,61 7,65 7,89 8,35 8,3 8,16 8,65 8,91 9,08 9,46 9,88 9,97

OD (mg L-1) 0,09 0,2 0,08 0,09 0,1 0,11 0,13 3,05 4,04 0,09 6,33 6,94 7,79 7,71 7,57 7,63

Temperatura (°C) 26,1 27,3 19,4 25,7 27 27,2 26,9 30 30,1 24,1 28,8 29,8 27,1 29,3 27,1 27,2

DQO (mg L-1) 750,6 600 447,8 329,2 346,4 262,8 329 243,8 164 45,15 80,58 96,4 44,985 82,64 83,09 68,155

Norg (mg L-1) 29 17,43 38,2 26,63 13,469 16,1

Namoniacal (mg L-1) 22,2 17,06 7,6 11,98 7,5953 0

Nitrito (mg L-1) 0,012 0 0,54 0,006 0,174 0,1495

Nitrato (mg L-1) 1,95 2,2 0,75 2,6 1,25 0,75

NTKf (mg L-1) 3,52 0,924 4,19 1,86 5,7 2,94

Fósforo (mg L-1) 6,2 4,1 2,9 4 5,7 3

Clorofila a (mg L-1) 0,314 0,086 0,44 2,596 2,3875 0,0721

SSV (mg L-1) 280 160 380 140 120 150

Alcalinidade 270,4 333,8 450 132,8 316,77 328,83

Apêndice

159



pH 6,06 7,07 7,11 7,18 7,37 7,44 7,73 7,91 7,93 8,29 7,95 8,2 8,39 8,55 8,85 9,01

OD (mg L-1) 0,13 0,1 0,09 0,1 0,1 0,15 0,17 0,12 2,38 3,55 2,66 4,16 5,85 6,47 8,7 9,37

Temperatura (°C) 25 26 17,5 24,1 25,2 26,2 27,3 29,6 30,2 26,4 28,7 30,1 27 26,6 26,1 26

DQO (mg L-1) 747 698 472,6 421,3 322,8 313,1 111 162,8 162 34,94 27,67 97,69 42,72 81,47 82,98 74,035

Norg (mg L-1) 28,11 25,32 25,3 18,35 5,9674 7,9834

Namoniacal (mg L-1) 22,98 18,33 11,5 10,73 11,881 2,8224

Nitrito (mg L-1) 0,566 0,017 0,57 0 0 0,3615

Nitrato (mg L-1) 1,05 2,1 0,45 0,8 0,45 3,8

NTKf (mg L-1) 6,985 3,788 0,94 0,36 6,34 4,46

Fósforo (mg L-1) 6 5,5 3,1 5 5 5,8

Clorofila a (mg L-1) 0,212 0,047 0,21 1,355 0,0506 0,5433

SSV (mg L-1) 250 210 250 130 40 60

Alcalinidade 271 341 468 196 460,13 410,63

Apêndice

160

Tabela 9 - Resultados dos fotobiorreatores da etapa de triagem.

Fotobiorreatores

NTKf

(mg L-1)

Fósforo

(mg L-1)

DQO

(mg L-1)

E. coli

log (NPM/

100 mL) pH

OD

(mg L-1)

Nitrito

(mg L-1)

Nitrato

(mg L-1)

Clorofila

a

(mg L-1)

N amoniacal

(mg L-1)

NTK

(mg L-1)

B1 (500/4) 134,55288 29 875,79 9,79755 7,56 0,20 0,007 3,6 3,388871 114,6992 161,6425

B2 (2000/4) 103,6728 27,5 630,15 9,815831 8,43 0,19 0,004 3,6 1,496186 84,56364944 155,232

B3 (1250/8) 88,95348 22,25 395,86 9,589303 8,4 0,13 0,003 3,6 7,085305 92,05957895 143,8814

B4 (1250/8) 90,67212 23 348,805 9,542134 8,6 0,10 0,006 3,6 6,335716 86,21125333 138,8464

B5 (1250/8) 93,72132 22,75 294,89 9,349003 8,49 0,09 0,005 3,4 6,092629 92,01347176 138,3165

B6 (1250/8) 71,04636 24,5 276,795 9,045197 8,27 0,09 0,005 3,6 8,375845 69,13904516 163,6374

B7 (500/12) 67,13784 33,5 222,495 8,808401 8,36 1,88 0,125 3,3 2,205883 82,90980923 114,9513

B8 (2000/12) 60,4296 21,5 253,115 7,771299 8,9 10,24 0,066 3,5 8,173914 56,43657328 111,8362

V1 (500/4) 70,88004 28,5 688,46 9,74 7,46 0,17 0,008 3,4 3,372427 90,61668 144,5321

V2 (2000/4) 98,87724 26,75 431,46 10,02 8,04 0,08 0,011 3,3 3,947051 79,50096 136,022

V3 (1250/8) 52,9914 23,5 182,6 9,45 8,3 0,15 0,007 3,1 3,50464 46,36212 111,8177

V4 (1250/8) 63,71988 23,25 248,14 9,73 8,17 0,10 0,007 3,4 6,62744 50,89784 113,6918

V5 (1250/8) 51,14256 24 233,45 8,80 8,08 0,16 0,005 4 9,06352 44,48808 110,3256

V6 (1250/8) 55,51728 24,25 198,73 9,37 8,31 0,09 0,006 3,6 9,18192 55,78664 114,5066

V7 (500/12) 40,3326 22,25 138 8,94 8,02 4,61 0,005 3,1 6,3048 35,79688 78,80796

V8 (2000/12) 39,11236 22,25 120,5 7,81 9,05 16,75 0,019 4 3,56976 35,90552 93,49956

A1 (500/4) 85,07268 18,5 474,13 10,06 8,08 0,12 0,002 3,4 6,175547 70,88004 143,5064

A2 (2000/4) 86,01516 20,5 387,27 9,97 7,85 0,07 0,003 3,4 6,31368 70,02072 132,8065

A3 (1250/8) 42,15876 20,5 245,64 9,36 7,98 0,15 0,001 3,5 5,18592 34,38456 101,7957

A4 (1250/8) 48,12192 21,5 285,53 8,61 8,1 0,34 0,005 3,5 7,4 38,024 93,023

A5 (1250/8) 47,86152 22 227,9 10,01 8,07 0,50 0,065 3,7 7,49472 38,89312 105,336

A6 (1250/8) 48,4344 22 261,8 9,82 8,06 0,08 0,149 3,4 7,7552 38,73016 105,8425

A7 (500/12) 39,89804 21 110 8,61 7,76 0,18 0,003 3,5 11,79264 28,49084 80,85924

A8 (2000/12) 31,99812 22,5 130 7,63 8,4 8,41 0,039 3,6 11,6032 27,37728 69,68808

Apêndice

161

Tabela 10 - Resultados dos fotobiorreatores controle da etapa de triagem.

Fotobiorreatores

NTKf Fósforo DQO E. coli

pH

OD Nitrito Nitrato Clorofila

a N amoniacal NTK

(mg L-1) (mg L-1) (mg L-1)

log

(NPM/

100 mL)

(mg L-1) (mg L-1) (mg L-1) (mg L-1) (mg L-1) (mg L-1)

C2 (luz solar/8) 53,69364 29,75 190 10,75687 8,73 1,37 0,009 4 6,538311 38,024 165,2672

C3 (luz solar/12) 13,83228 34,25 98,55 6,679872 8,42 12,10 0,009 5,3 20,49899 8,71024 160,1908

C4 (luz solar/4) 73,12032 22,5 473,21 10,02 8,29 0,09 0,005 2,9 3,016171 58,0734 142,1288

C5 (luz solar/8) 47,75736 23,25 255,25 9,55 8,12 0,09 0,015 3,6 7,49472 36,3944 102,0401

C6 (luz solar/12) 38,69544 22,5 130,8 9,19 8,97 8,76 0,014 4,1 4,74488 15,15528 88,39908

C7 (luz solar/4) 58,12128 16 149,28 10,19 8,7 2,27 0,007 3,3 8,290467 45,54396 115,1396

C8 (luz solar/8) 40,6224 15,5 197,59 9,62 8,98 0,10 0,005 3,5 3,00144 34,00432 128,5483

C9 (luz solar/12) 20,76228 16 171,03 9,60 8,76 3,91 0,007 3,4 7,05072 13,11828 65,11428

Apêndice

162

Tabela 11 - Resultados dos fotobiorreatores da etapa de superfície de resposta.

Fotobiorreatores NTKf

(mg L-1)

Fósforo

(mg L-1)

DQO

(mg L-1)

E. coli

log

(NPM/

100 mL)

pH OD

(mg L-1)

Nitrito

(mg L-1)

Nitrato

(mg L-1)

Clorofila a

(mg L-1)

SR1 (200/9) 73,0422 25 395,5 9,92 7,67 0,1 102,53628 60,45732 5,732533333

SR2 (700/9) 56,16072 23 307 9,75 7,89 0,13 102,59172 50,61672 6,0088

SR3 (200/15) 39,99744 22,5 287,105 9,45 7,79 0,14 78,38376 31,70132 8,6432

SR4 (700/15) 22,49856 23,25 100 7,36 8,34 9,36 64,55932 16,03056 12,33333333

SR5 (96,45/12) 57,70464 25,5 275,905 10,11 7,78 0,1 93,25008 48,40024 12,4912

SR6 (803,55/12) 36,01332 22,5 190,04 8,86 7,94 0,41 83,87008 29,34092 12,92533333

SR7 (450/7,76) 75,66776 22,25 718,635 9,96 7,87 0,12 113,81832 61,7036 14,31456

SR8 (450/16,24) 42,89404 21,5 197,515 9,30 7,87 0,11 85,59936 34,71188 11,28352

SR9 (450/12) 37,52364 23,25 119,27 8,00 8,1 0,2 77,33964 31,24044 9,1612

SR10 (450/12) 44,73672 22 146,4 9,47 8,12 0,18 87,69964 35,69132 3,157333333

SR11 (450/12) 54,02628 22,25 188,92 9,47 7,89 0,15 85,3776 37,4458 7,03296

SR12 (450/12) 41,2356 23,25 157,455 9,04 7,84 0,11 68,08032 26,50648 3,016171163

SR13 (450/12) 48,01104 21,75 138,3 9,86 8,22 0,1 92,41848 34,54892 5,49472

C10 (luz solar/7,76) 57,49128 15 307,01 9,65 8,01 0,15 102,04012 36,3944 4,74488

C11 (luz solar/9) 55,05192 18,25 180,475 10,22 1,72 8,03 88,39908 15,15528 8,290466667

C12 (luz solar/12) 37,2834 16,75 171,035 9,62 7,78 0,61 115,13964 45,00396 3,00144

C13 (luz solar/15) 61,59384 19,25 135,9 9,60 7,9 4,3 128,54828 34,00432 3,016171163

C14 (luz solar/16,24) 59,15448 19,75 145 9,60 8,05 5,3 65,11428 13,11828 8,49472