Enfermedades Limitantes Produccion Heliconias

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Boletín de Sanidad Vegetal 37Boletín de Sanidad Vegetal 37

Enfermedades limitantes

de la producción de heliconias

en los departamentos de Caldas,

Risaralda y Quindío

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de la producción de heliconias

en los departamentos de Caldas,

Risaralda y Quindío

Quejas, reclamos y sugerencias: línea gratuita 018000914517E-mail: [email protected]

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Enfermedades limitantes de la producción de heliconias en los departamentos de

Caldas, Risaralda y Quindío

1 IA. Contratista ICA Seccional Caldas2 IA. MSc. Coordinador Diagnóstico Vegetal. ICA. Manizales3 IA. MSc Fitopatología y MA en Protección de cultivos, Coordinador de Grupo Control y Erradicación de

Riesgos Fitosanitarios

Nelly Patricia Villegas Urbano 1

John Jairo Alarcón Restrepo 2

José Roberto Galindo 3

ISBN: 958-8214-45-9

© Publicación del Instituto Colombiano Agropecuario, ICA Tipo de publicación: Boletín TécnicoCódigo: 07.02.36.06Edición: Grupo Transferencia de TecnologíaTiraje: 1.000 ejemplares

PRODUCCIÓN EDITORIAL

Diagramación, impresión y encuadernación

www.produmedios.comTel.: 288 5338 - Bogotá, DC

El contenido de esta publicación es propiedad intelectual del Instituto Colombiano Agropecuario, ICA. Prohibida su reproducción con fines comerciales.

Impreso en ColombiaPrinted in Colombia

DEPARTAMENTOS DE CALDAS, RISARALDA Y QUINDÍO

3

Contenido

Pág.

Introducción ...................................................................5

Materiales y métodos ....................................................6

Resultados y discusión ...................................................8 Identificación de Nematodos ................................... 17 Virus .................................................................... 18

Conclusiones .................................................................21

Referencias ...................................................................22


5

Introducción

En el orden Zingiberales existen aproximadamente 90 géneros y 2000 especies agrupadas en ocho familias, la mayoría de las cuales se cultivan como plantas ornamentales; dentro de ellas las de mayor

importancia en este orden están: la familia Zingiberaceae, que cuenta con más de 45 géneros y cerca de 1000 especies, cultivadas en especial en el viejo mundo; y la familia Heliconiaceae, con unas 200 a 225 especies que se distribuyen en forma natural en las regiones tropicales del mundo, en especial Colombia, siendo el país con más especies, aproximadamente un centenar, que se distribuyen por toda la geografía nacional, con notable preferencia por la región Andina, en donde están presentes cerca del 75%.

La mayoría de las especies de Heliconias se encuentran en ambientes húmedos y lluviosos, pero algunas pocas se pueden hallar en zonas secas. Muchas de ellas habitan sitios abiertos, o con crecimiento secundario a lo largo de carreteras, o influenciados por la dinámica de ríos o aberturas dentro de los bosques. Se ha estimado que las Heliconias son más abundantes en elevaciones inferiores a los 500 m, pero hay una mayor diversidad de especies entre 500 y 1.400 m, son muy pocas las especies que crecen por encima de los 2.000 m de altitud (15).

A medida que aumentan las superficies sembradas de heliconias con fines comerciales, se ha incrementado la presencia de enfermedades producidas por diversos microorganismos, con pérdidas hasta de un 30% en el material cultivado (10). Las investigaciones se han enfocado en temas diversos como inventarios, taxonomía, ecología, distribución y clasificación de heliconias que habitan en el país; careciendo de información e investigación precisa sobre los microorganismos patogénicos que afectan las especies de este género, estas limitaciones ocasionan pérdidas económicas, incremento en los costos de producción y cierre de mercados internacionales.

ENFERMEDADES LIMITANTES DE LA PRODUCCIÓN DE Heliconias

6

Materiales y métodos

El trabajo de reconocimiento de enfermedades en el orden Zingiberales en algunas especies de las familias Musáceae, Strelitziaceae, Zingiberaceae y Heliconiaceae, se realizó en los departamentos

de Caldas, Risaralda y Quindío, en explotaciones comerciales de la zona. Se analizó un total de 350 muestras en el laboratorio de fitopatología del Instituto Colombiano Agropecuario ICA, en Manizales. La toma de muestras se llevó a cabo mediante la recolección de material vegetal de hojas, raíces, inflorescencias, seudotallos, rizomas y muestras de raíz y suelo; para la evaluación de nematodos y las pruebas de virus se realizó un muestreo basado en síntomas externos, con comprobación a través de la técnica de Elisa.

El reconocimiento de enfermedades se realizó en las siguientes especies

del orden Zingiberales: H. wagneriana cv Cream, H. wagneriana cv Red, H. wagneriana cv Peterson, H. rostrata, H. bihai cv Red, H. bihai cv Lobster Claw, H. orthotricha cv Red, H. orthotricha cv She, H. orthotricha cv Colombia, H. stricta cv Lone lover, H. caribaea cv Jacquinni, H. stricta cv Las Cruces, H. stricta cv Dwart Jamaican, H. stricta cv Fire Bird, H. caribaea cv Purpúrea, H. caribaea cv Vulcano, H. caribaea cv Barbados, H. griggsiana, H. chartacaea cv Sexy Pink, H. chartacaea cv Sexy Scarlet, Calathea crotalifera, Musa coccinea, Alpinia purpurata, Strelitzia reginae y Alpinia pink.

Para la identificación de hongos se utilizó la metodología de Castaño- Zapata y Del Río, (7); una vez observado el crecimiento de estructuras y micelio se procedió a realizar la identificación de los hongos comparando las características de las estructuras observadas con las descritas por Barnett y Hunter (3).

Para el diagnóstico de bacterias, se tomó material vegetal enfermo, se montó en un portaobjetos y se observó el flujo bacterial en el microscopio, luego se procedió a la tinción de Gram y el material restante se sometió a cámara húmeda. Las bacterias obtenidas de los medios de cultivo se sometieron a diferentes pruebas bioquímicas utilizando la metodología de Shaad (23), además para ratificar la presencia de Moko (Ralstonia solanacearum) se utilizó el kit de Agdia y pruebas de patogenicidad en diferentes variedades.


7

Para la evaluación de nematodos se utilizó la metodología de Araya y Chávez (2), tomando muestras de suelo y raíces a una profundidad de 20 cm y a una distancia entre 20 cm del seudotallo; la extracción de nematodos se realizó mediante la metodología de Castaño – Zapata y Del Río (7). Para la cuantificación poblacional de nematodos se utilizó la metodología de Figueroa (13).

Para el diagnóstico de virus en la familia Heliconiaceae y algunas especies de las familias Musaceas, Strelitzias y Zingiberáceas, se empleó la prueba serológica (DAS-ELISA) “Ezyme linked inmunoasorbent”, adaptada de banano y plátano (Musa AAA y Musa AAB) con los kit de Elisa, realizando el análisis por medio de espectrofotometría a 405 nm, en la cual se toman como positivas aquellas muestras que registran el doble de la media de A 405 de los controles negativos. Teniendo como referencia tres controles negativos por placa, se evaluó la presencia de tres virus así: virus del rayado del banano (BSV), virus del mosaico del pepino (CMV) y virus de las brácteas del banano (BBrMV).


8

Resultados y discusión

Los microorganismos identificados en las muestras analizadas se encuentran en el Tabla 1. Los hongos con mayor incidencia en el muestreo fueron: Fusarium sp., Pestalotia sp., Helminthosporium sp.

y Colletotrichum sp., mientras que Hendersonia sp. sólo se identificó en una inflorescencia de H. wagneriana cv Red.

Tabla 1. Microorganismos patógenos encontrados en material vegetal de especies de Heliconias, Musáceas, Zingiberáceas y Strelitzias.

Especie Rizoma Pseudotallo Inflorescencia Hojas

H. bihai cv Red Fusarium sp. Curvularia sp.H. bihai Aurea Virus BSV

H. bihai cv Lobster Claw Erwinia sp. Erwinia sp.

Fusarium sp.Pestalotia sp.Colletotrichum sp.Rhizoctonia sp.Botrytis sp.

Cordana sp.

H. caribaea cv Jacquinni

Rhizoctonia sp.Curvularia sp.Colletotrichum sp.

Helminthosporium sp.

H. wagneriana cv Red

Fusarium sp.Pseudomona sp.

Fusarium sp.Pseudomona sp.

Fusarium sp.Rhizoctonia sp.Hendersonia sp.

Colletotrichum sp.Rhizoctonia sp.Phomosis sp.Diplodia sp.Drechslera sp.Curvularia sp.

H. wagneriana cv Peterson

Fusarium sp.Rhizoctonia sp.

Fusarium sp.Dreslera sp.Nigrospora sp. Pestalotia sp.

Helminthosporium sp.Diplodia sp.

continúa...


9


H. wagneriana cv Cream

Ralstonia solanacearum

Fusarium sp.Erwinia sp.

Fusarium sp.Pestalotia sp. Drechslera sp. Nigrospora sp.Colletotrichum sp.

Alternaria sp.Curvularia sp.Bipolaris sp.Septoria sp.Helminthosporium sp.Rhizoctonia sp.

H. stricta cv Lone Lover

Colletotrichum sp.Nigrospora sp.Rhizoctonia sp.

Colletotrichum sp.Giberella sp. Glomerella sp.Fusarium sp.

H. stricta cv Las Cruces

Rhizoctonia sp. Nigrospora sp. Pestalotia sp.

H. stricta cv Dwart Jamaican

Fusarium sp. Nigrospora sp. Aspergillus sp.Diplodia sp.Pestalotia sp.

Xanthomona sp.

H. stricta cv Tagami Virus BSV

H. orthotricha cv She

Pseudomona sp. Erwinia sp.

Nigrospora sp. Rhizoctonia sp.Chaetomium sp.Fusarium sp.

Cordana sp.

H. orthotricha cv Red

Ralstonia solanacearum Pseudomona sp.

Colletotrichum sp.Nigrospora sp.Fusicladium sp.

Giberella sp.Helminthosporium sp.

H. orthotricha cv Colombia

Fusarium sp.Fusicladium sp.

H. rostrataRhizoctonia spRalstonia solanacearum

Fusarium sp.

Rhizoctonia sp.Colletotrichum sp.Glomerella sp.Cladosporium sp.Fusarium sp.

Diplodia sp. Rhizoctonia sp.Glomerella sp.Chaetomium sp.Bipolaris sp.Helminthosporium sp.Colletotrichum sp.Cercospora sp.Virus BSV

H. caribaea cv Purpurea

Ralstonia solanacearum Erwinia sp. Rhizopus sp.

Fusarium sp.

Mycosphaerella musicolaVirus CMV

H. caribaea cv Vulcano

Ralstonia solanacearum Erwinia sp. Fusarium sp.

continúa...

...sigue


10


H. chartaceaePestalotia sp. Colletotrichum sp. Coniotyrium sp.

H. burleana Colletotrichum sp.Pestalotia sp.

H. psittacorum cv Golden Torch Virus BSV

H. griggsiana Ralstonia solanacearum

Colletotrichum sp.Pestalotia sp.Rhizoctonia sp.Mycosphaerella musicolaBSV

Alpinia purpurata

Fusarium sp.Alternaria sp.Curvularia sp.Cercospora sp.

Alpinia pink Colletotrichum sp. Cordana sp.

Strelitzia reginae Fusarium sp. Erwinia sp. Botrytis sp. Pestalotia sp.Capnodium sp.Alternaria sp.

Calathea crotalifera Fusarium sp. Fusarium sp. Alternaria alternataEtlinger elatior Fusarium sp.

Musa coccinea Ralstonia solanacearum

Colletotrichum sp. Fusarium sp y CMV

...sigue

Teniendo en cuenta los resultados obtenidos se puede considerar a Heliconia wagneriana cv Cream, H. wagneriana cv Red y Heliconia rostrata las más susceptibles al ataque de hongos, tanto en follaje como en inflorescencias.

El hongo Helminthosporium sp. según Maza, (19) causa la mancha de ojo (Eyespot), se encontró afectando principalmente a H. wagneriana cv Peterson, H. rostrata y H. orthotricha cv Red, destruye la superficie de la hoja y parte del pseudotallo, lo que produce pérdidas considerables en la producción. La sinto-matología producida por el patógeno consistió en manchas irregulares de color café oscuro y con un halo clorótico de aproximadamente un milímetro de diá-metro, que se amplían al coalescer, observándose lesiones con centro necrótico con un borde grueso café oscuro y con halo clorótico (Figura 1) Stover (26).

Hongos como Pestalotia sp. y Colletotrichum sp., se encontraron asociados ocasionando daños en el follaje y en las inflorescencias de Heliconia burleana


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y Heliconia griggsiana. Los mayores daños en inflorescencias en Heliconia stricta cv Lone Lover y Heliconia orthotricha cv Red fueron asociados con el hongo Colletotrichum sp., produciendo manchas irregulares y deprimidas de color negro, con halo de apariencia húmeda y con distribución en las brácteas de la inflorescencia (Figura 2), igualmente el hongo afecta a las hojas produ-ciendo manchas de color marrón, primordialmente en la nervadura principal de la hoja. Colletotrichum sp. ha sido reportado afectando en mayor propor-ción a Heliconia wagneriana y H. orthotricha cv Fucsias, sobre todo cuando están a libre exposición solar y con deficiente nutrición.

El Mal de Panamá causado por el hongo Fusarium oxysporum f. sp cubense Smith, se encontró afectando rizomas de Alpinia purpurata y Etlinger elatior

Figura 1. Lesiones en hojas de Heliconia wagneriana cv Peterson causadas por el hongo Helminthosporium sp.

Figura 2. Daño en infl orescencias de Heliconia latispata y H. wagneriana cv Cream, afectadas por el hongo Colletotrichum sp.Figura 2. Daño en infl orescencias de wagneriana


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(bastón del emperador). Se reconocen cuatro razas de este hongo, siendo la raza 3, la que afecta especies del género Heliconia (21). Este hongo penetra a través de las raicillas y rizomas dañados, propagándose de los haces vasculares a otros sitios del rizoma y luego traslocándose a partes aéreas de la planta (6). La diseminación del patógeno ocurre a través de la siembra de rizomas infectados, movimiento de suelo, hojas contaminadas, raíces que crecen alrededor de plantas enfermas, siendo el agua de escorrentía y riego el principal diseminador entre áreas cercanas. El hongo sobrevive en su fase saprofítica en el suelo, siendo favorecidos por alta humedad y lluvias frecuentes, situación que permite al hongo sobrevivir indefinidamente en el suelo. Los órganos internos presentan coloraciones amarillas, rojizas o púrpuras en los haces vasculares, apareciendo los primeros síntomas en la vaina más externa del pseudotallo, la cual se extiende hacia la vaina más interna (Figura 3). Los daños se van acentuando progresivamente, siendo las hojas internas o nuevas, las últimas que lo manifiestan (20). Es muy común observar el daño en inflorescencias por Fusarium luego de presentarse un daño mecánico o una herida en brácteas, siendo un factor predisponente para la colonización del hongo (Figura 4).

Figura 3. A. Rizoma de Heliconia bihai cv Lobster. B. y C. Rizomas de Etlinger elatior afectados por Fusarium sp.Figura 3. A. Rizoma de Rizomas de

Alternaria sp. se encontró afectando a Heliconia wagneriana, presentándose numerosas manchas de color blanco en los bordes de las hojas, que a medida que avanzó la enfermedad se tornaron redondas o concéntricas, con márgenes irregulares de color café oscuro de diferentes tamaños, rodeadas de un halo clo-rótico, las cuales al final coalescen, tomando un aspecto de quemazón (Figura 5A). Este hongo se observó solo en hojas con deficiencias de magnesio.

Botrytis sp. es un hongo parásito facultativo, con numerosos hospedantes incluyendo malezas, es quizás uno de los hongos que causa más dificultades en ornamentales, especialmente en poscosecha y está ampliamente distribuido en diversos cultivos. El ataque del hongo es favorecido por temperaturas


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bajas, humedad relativa alta y duración del agua sobre la superficie de los tejidos. Las conidias se desarrollan en la noche y se diseminan por el viento y el agua en la mañana, cuando las temperaturas suben y la humedad baja. Las esporas que han germinado rara vez penetran directamente los tejidos, pero lo hacen a través de heridas (Elad, 1996).

Las inflorescencias de las heliconias afectadas por este hongo, presentan manchas de diferentes tamaños, con bordes indefinidos y de color café oscuro a negro, con necrosis en el centro de la lesión, distribuidos por toda el área de la inflorescencia (Figura 5B).

Figura 5. A. Manchas producidas por Alternaria sp. en hojas de Heliconia wagneriana cv Cream. B. Botrytis sp. en H. bihai cv Lobster Claw

Figura 5. A. Manchas producidas por Heliconia wagnerianaLobster Claw

Figura 4. Infl orescencia de Heliconia wagneriana cv Cream, con manchas ocasionadas por Fusarium sp.Figura 4. Infl orescencia de con manchas ocasionadas por


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Mycosphaerella musicola o sigatoka amarilla se presentó en hojas de Heliconia caribaea y H. platystachys, resultado que coincide con los de Madriz y colabo-radores (17). El hongo produce manchas en forma oval con borde definido, cen-tro de color marrón a negro, con un halo amarillo. Los síntomas varían según el hospedante, edad de la planta y estadio de desarrollo de la enfermedad (Figura 6). La duración del ciclo de vida del agente causal de la Sigatoka amarilla varía en función del hospedante y de las condiciones climáticas. Los factores climá-ticos que más inciden en la germinación de los conidios son: la presencia de películas de agua, mientras que las ascosporas lo pueden hacer en humedades relativas superiores al 95%. La germinación ocurre en 1-6 horas, dependiendo de la temperatura, siendo la óptima 28 ºC, y a medida que aumenta la precipi-tación, aumenta el grado de infección en las hojas (4).

Figura 6. Hojas de H. platystachys y H. caribaea cv Purpurea, afectadas por Mycosphaerella musicolaFigura 6. Hojas de afectadas por

Cordana sp., se encontró afectando los follajes de Heliconia bihai Lobster, H. orthotricha She y Alpinia pink. La presencia del patógeno es favorecida por la alta humedad relativa, deficiente nutrición y altas temperaturas, siendo el viento y el agua los principales diseminadores de las conidias. La sintomatología observada en el follaje consistió en manchas de forma oval, las cuales inicialmente tienen una coloración castaño claro con zonas concéntricas y borde marrón, que con el tiempo aumentan de tamaño hasta unirse unas con otras y ocasionar el secamiento parcial o total del limbo (Figura 7).

La bacteriosis producida por Erwinia paradisiaca (11), se encontró afectando pseudotallos y rizomas de Heliconia caribaea. En daños iniciales se observa


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una quemazón en el borde de las hojas más viejas, similar a la ocasionada por deficiencia de potasio o fósforo que avanza a toda la lámina foliar y produce un amarillamiento general de la hoja (Figura 8A). La sintomatología inicial en los pseudotallos consistió en manchas acuosas, translúcidas, de color amarillo y finalmente rojizo a castaño oscuro, que afectan la parte basal de la planta y producen volcamiento de algunas partes del sitio o todas según la diseminación de la enfermedad (Figura 8B), con el tiempo la lesión produce un olor fétido característico que atrae insectos, en especial picudos que distribuyen la enfermedad en el cultivo (Figura 8C). Según Salazar (22), Aranzazu y colaboradores (1), la principal causa de la enfermedad en plátano y banano es un desequilibrio nutricional, especialmente la carencia de potasio y boro, y entre los factores que aumentan la severidad de la enfermedad están los largos períodos de sequía alternados con fuertes lluvias (11).

Figura 7. Hojas de H. bihai con lesiones por el hongo Cordana sp.Figura 7. Hojas deCordana

Figura 8. Síntomas típicos de Erwinia en Heliconia caribaea cv Vulcano: A. Clorosis de hojas. B. Volcamiento de seudotallo. C. Pudrición basal

Figura 8. Síntomas típicos de cv C. Pudrición basal


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La bacteria Ralstonia solanacearum E. F. Smith raza 2 se presentó en seudotallos y rizomas de H. caribaea Vulcano, H. caribaea Purpurea, H. griggsiana, H. orthotricha, H. rostrata, H. wagneriana Cream y Musa coccinea, observándose en las variedades a lo largo del seudotallo líneas de color marrón producto del taponamiento de los haces vasculares, síntomas similares a los producidos en plátano y banano (Figura 9A); que en la medida que avanza pudre o seca la hoja bandera (Figura 9B); en cuanto al daño en el rizoma se produce un necrosamiento interno, algunas veces con producción de exudado espeso y sin olor (Figura 9C).

Figura 9. Síntomas de moko Ralstonia solanacearum E. F. Smith. en H. caribaea: A. Líneas de color marrón a lo largo del seudotallo. B. Pudrición interna de la hoja bandera. C. Daño interno en rizoma con necrosamiento

Figura 9. Síntomas de mokoSmith. en seudotallo. B. Pudrición interna de la hoja bandera. C. Daño interno en rizoma con necrosamiento

La bacteria puede permanecer viable en el suelo hasta 18 meses, de acuerdo con las condiciones ecológicas y flora prevalente en cada área. Su diseminación puede ocurrir por nematodos, insectos como picudos, Apis, Trigona y Polystes, de igual manera, por el uso de herramienta sin desinfestar provenientes de lotes afectados a plantas sanas, sin embargo, los principales medios de transmisión de la enfermedad han sido las semillas provenientes de plantas afectadas y las corrientes de agua. Entre los hospedantes asintomáticos se tiene a Emilia sonchifolia (Diente león rojo), Solanum nigrum (Hierba mora), Bidens pilosa (Amor seco), Browalia americana (Teresita azul), Commelina sp. (Siempre viva) y Phyllantus corcovadensis (Viernes santo) (20).


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Identificación de Nematodos

En Colombia hay pocos estudios de reconocimiento y poblaciones que realizan daño económico en Heliconias, sin embargo, se toman de referencia las especies y poblaciones identificados en plátano y banano por pertenecer al orden zingiberales.

Los nemátodos que se identificaron en las muestras de suelo y raíces fueron: Meloidogyne sp., Helicotylenchus sp., Rotylenchus sp. y Tylenchus sp., presentándose las mayores poblaciones de Meloidogyne sp. en Heliconia bihai con 6000 nem/100 g de raíz y Helicotylenchus sp. en H. psittacorum Golden torch con 4000 nem/100 g de raíz reportados por Speijer y De. Waele, (25), como nematodos dañinos en cultivos de Musaceas (Tabla 2). En ninguno de los muestreos se encontró Radopholus sp., considerado el nematodo que ocasiona los daños más severos en cultivos de plátano y banano. Es de resaltar que se presentaron poblaciones muy altas de nematodos saprofitos debido a las altas aplicaciones de materia orgánica en las explotaciones evaluadas.

ESPECIESUELO RAÍZ

20 cm 40 cm 20 cm 40 cmH. wagneriana 8000 saprofitos Negativo 2000 saprofitos *H. bihai 6000 saprofitos Negativo Negativo *H. bihai 6000 Meloidogyne Negativo Negativo *H. wagneriana Negativo Negativo Negativo *

H. stricta 6000 Rotylenchus 2000 saprofitos Negativo Negativo *

H. wagneriana Cream 8000 saprofitos Negativo 8000 saprofitos *H. psittacorum Golden torch 4000 Helicotylenchus 2000 saprofitos - *

H. caribaea Amarilla2000 Helicotylenchus2000 Tylenchus2000 saprofitos

2000 Tylenchus Negativo *

H. orthotricha 2000 Helicotylenchus * 2000 saprofitos *Alpinia purpurata (Ginger) 6000 saprofitos * * *Etlinger elatior (Bastón del emperador) 2000 Rotylenchus sp. * *

H. caribaea Gold 4000 Helicotylenchus * 6000 saprofitos *

H. chartacea Sexy pink 6000 Tylenchus * *H. caribaea Llimon 2000 Helicotylenchus * *

* ausencia


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Según Davide (9), los parámetros de umbral económico para Meloidogyne sp., están en 5000 nematodos en 100 g de raíz, y las poblaciones de la zona fueron de 4400 a 7400 nemátodos en 100 g de raíz. Es necesario implementar estrategias de manejo al cultivo, ya que el ataque de este nematodo puede ocasionar deformaciones y pérdida en producción, una de las medidas de control es el arreglo que se realiza en las raíces de los cormos antes de la siembra (12).

Sikora y Schlosser (24) reportan en plátano para el género Helicotylenchus daño con poblaciones superiores a 50.000. En el muestreo evaluado las poblaciones fueron de 4.000 nematodos/100 g de raíz. El riesgo es que adicionalmente al daño directo causado por el nematodo y el debilitamiento del sistema radicular, crea un ambiente propicio para que ocurra el ataque de hongos como Fusarium sp., y bacterias como Erwinia sp., Ralstonia sp., las cuales tienen la capacidad de afectar la región vascular de la raíz y ocasionar la muerte de las plantas (25) (19).

Virus

Los resultados fueron los siguientes: se encontraron ocho muestras positivas de 50 analizadas para BSV en Heliconia shumaniana, H. griggsiana, H. rostrata, H. stricta Tagami, H. bihai cv Aurea, H. psittacorum cv Golden Torch y H. stricta Quito Gold. Los rangos de diferencia respecto a la lectura de los controles negativos se presentan en la siguiente tabla:

Muestra Lectura de absorbancia a 405 nm

Diferencia respecto a los controles negativos 0.461–X

H. shumaniana 0.748 0.287

H. griggsiana 0.665 0.204

H. stricta cv Tagami 0.579 0.118

H. stricta Quito Gold 0.663 0.202

H. rostrata 1.893 0.914

H. latispatha 1.728 0.773

H. psittacorum cv Golden Torch 1.309 0.222

H. bihai cv Aurea 1.809 0.857

La diferencia más alta se encontró en Heliconia rostrata, quien superó a los controles negativos en 0.914 nm.


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Dos virus son actualmente reconocidos como problemas significativos en plátano y banano en la región: virus del rayado del banano (Banana streak virus, BSV y el virus del mosaico del pepino (Cucumber mosaic virus, CMV). Existen reportes de otros virus, pero estos aún no han sido caracterizados (14). De los virus encontrados en el orden de las zingiberales están: el BSV (Banan Streak Virus) que es transmitido entre plantas por el insecto Planococcus citri, conocido como “cochinilla” o “chinche harinosa” de los cítricos. En las plantas infectadas se observó un rayado clorótico, el cual inicialmente forma rayas pequeñas y aisladas que adquieren distintas tonalidades desde amarillo pálido hasta anaranjado y luego produce necrosis en las hojas; los síntomas varían fuertemente durante el transcurso del año. Una o dos hojas pueden emerger con síntomas pronunciados, seguido por una sucesión de hojas con síntomas inconspicuos o sin ellos, las cuales contienen niveles detectables de partículas virales. Esta periodicidad en la expresión de síntomas está relacionada con las fluctuaciones de la temperatura y los síntomas son más fáciles de observar en plantaciones localizadas en áreas con marcados periodos de variación de temperatura, que en áreas donde este factor climático permanece constante a través de todo el periodo de desarrollo del cultivo (18) (Figura, 10). Este virus solo se transmite a través de la semilla y mediante propagación vegetativa (5). La presencia del virus BSV en Heliconias es el primer reporte a nivel regional.

Para el análisis de CMV resultó positiva la muestra de Musa coccinea, la cual presentó una diferencia promedio de 0.404, muy alta con respecto a los otros valores, lo que indica elevada concentración de partículas virales. La infección ocasionada por este virus produce la pérdida de color de la hoja por parches, mosaico foliar, amarillamiento, pudrición del seudotallo y necrosis de la última hoja. A medida que la enfermedad progresa, las hojas emergen deformadas, tanto que las márgenes foliares en lugar de ser curvadas,

Figura 10. A. Heliconia shumaniana. B. H. caribaea. C. Heliconia caribaea chartreuse afectadas por el virus BSVFigura 10. A. caribaea


20

presentan una ondulación irregular a menudo con parches de tejido necrótico, son de carácter sistémico y originan clorosis intervenal más visible a trasluz (Figura 11). Para BBrMV y BBTV no se encontró ninguna muestra positiva en muestras visuales ni en laboratorio.

Figura 11. Mosaico característico de CMV que se presenta en Musa coccineaFigura 11. Mosaico característico de CMV que se presenta en Musa coccinea

El problema de plantas infectadas con virus radica en que algunos de los materiales producidos son utilizados como semilla en otras regiones, lo que incrementa la dispersión del patógeno en el campo; la semilla usada por el agricultor no es seleccionada y puede transmitir el BSV a través del cormo, como lo indican Danniels y colaboradores (8) y Belalcázar y colaboradores (5).


21

Conclusiones

• Falta incentivar a los agricultores de la zona para que usen material certifica-do y establecer medidas legislativas para distribuir el material de siembra.

• Las pruebas serológicas DAS ELISA y visuales confirmaron la presencia de CMV, BSV.

• Los fitonematodos son una amenaza y representan un potencial destructivo considerable para los cultivares comerciales, su efecto debe ser observado, evaluado y analizado con detalle en los sistemas productivos; se debe desplegar mayor uso de análisis nematológico para el manejo de poblaciones de campo.

• Las altas poblaciones de nematodos saprofitos encontrados se deben a la materia orgánica aplicada en los cultivos.

• H. wagneriana y H. caribaea son las más susceptibles al ataque de nematodos, H. wagneriana Amarilla y H. orthotricha cv Fucsias son más susceptibles al ataque de Collettrichum sp. Alpinia purpurata (Ginger) y Etlinger elatior (bastón del emperador) son propensas al mal de Panamá. Para la zona se encontró ataque de Moko en especies de la familia Zingiberaceae como Musa coccinea, H. caribaea, H. orthotricha y H. griggsiana. Cercospora sp. se encontró afectando a H. rostrata y Alpinia purpurata. La Heliconia caribaea Vulcano es la más susceptible al ataque de bacteriosis producida por Erwinia sp. Botrytis sp. afecta especialmente en poscosecha.

• De acuerdo con las incidencias y las poblaciones de nematodos encontrados en la zona, se estima la importancia relativa de los géneros Helicotylenchus, Meloidogyne sp. y Pratylenchus sp.

• Se deben seguir realizando estudios regionales en nematodos para poder conocer las poblaciones que causan nivel de daño económico y así aplicar medidas de manejo integrado en el cultivo.


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Referencias

1. Aranzazu, H. et al. 2002. El cultivo del plátano. Manual técnico. Manizales.114 p.

2. Araya, M. 1997. Contribución al conocimiento de los nematodos que afectan a los cultivos de plátano (Musa AA) de la zona Atlántica de Costa Rica. En: Revista CORBANA. Vol 22(47). pp. 24-28..

3. Barnett, H. L. y Hunter, B.B. 1.972. Illustrated genera of imperfect fungi. Third Edition. Burgess Publishing Company. Minnesota, USA.

4. Belalcázar, S et al. 1991. Plagas y enfermedades del plátano. Boletín sanidad vegetal 4. 106p.

5. Belalcázar, S.; Cayón, G y Arcila, M. 1998. Manejo de plantaciones . En: Memorias Seminario Internacional sobre producción de plátano. Armenia, Colombia. pp. 123-136.

6. Castaño, J.; y Del Río, M. L. 1.994. Guía para el diagnóstico y control de enfermedades en cultivos de importancia económica.

7. Castaño, J.; y Del Río, M. L. 1.997. Manual para el diagnóstico de hongos, bacterias, virus y nematodos fitopatógenos. Zamorano Academic Press, Honduras. 290 p.

8. Danniels, J.; Thomas, J. & Smith, M. 1995. Virus del rayado: confirmada su transmisión a través de las semillas. INFOMUSA 7(2): 20-21p.

9. Davide, G. R. 1985. Studies on the population dynamics of nematodes in relation to yield loss of banana and evaluation of banana variation for nematode resistance. Research Bulletin (Filipinas) 40 (1): 1-26 p.

10. Escalona, F, Maciel, N, & Renaud, J. 1992. Un manchado de las inflorescencias de Heliconias. Fitopatología Venezolana. 5 (2): 30-32.


23

11. Fernández, B y López, D. 1970. Pudrición acuosa del pseudotallo del plátano (Musa paradisiaca L.) causada por Erwinia paradisiaca n. sp. Revista Cenicafé 21(1): 50.

12. Figueroa, M. 1985. Sistema de pronóstico y Advertencia en el control de nematodos en el banano. ASBANA 9 (23): 10-13.

13. Figueroa, A. 1990. Dinámicas poblacionales de cuatro géneros de nematodos parásitos en plátano (Musa AAB, subgrupo plátano cv currare).ASBANA 14 (33): 5-17

14. Kiranmai, G. et al. 1996. Comparison of three different test for detection of cucumber mosaic cucumovirus in banana (Musa paradisiaca). Current Science. 71 (10): 746-767.

15. Kress, W, Betancur, J, Roesel, C & Echeverry, B. 1993. Lista preliminar de las Heliconias de Colombia y cinco especies nuevas. En: Caldasia 17(82): 183-197.

16. Madriz, R, Noguera, R y Smits, G. 1989. Patógenos foliares en Heliconia psittacorum L. Fitopatología Venezolana. 2: 61. (Resumen).

17. Madriz, R.; Smits G, y Noguera, R. 1991. Principales hongos patógenos que afectan algunas especies del genero Heliconia. En: Agronomía tropical. 41(5-6): 265-274.

18. Lockhart, B,; Ndowora, T,; Olszewski, N & Dahal, G. 1998. Viral leaf streak: Investigating a novel virus-host interaction. En: Seminario Internacional Sobre Producción de Plátano. Armenia, Quindío, Colombia. p. 158-162.

19. Maza, V. 2004. Cultivo, Cosecha y Poscosecha de Heliconias y Flores Tropicales. Primera edición. Jardín Botánico.193 pp.

20. Merchán, V. 1998. Manejo de problemas fitosanitarios del cultivo del plátano en la zona central cafetera. En: Seminario Internacional Sobre Producción de Plátano, Armenia, Quindío, Colombia. Pp. 177-192.

21. Ploetz, R. 1994. Fusarium wilt (panama disease). En: Compendium of Tropical Diseases. APS. p. 10-11.

22. Salazar, P. 1984. Enfermedades del plátano y banano. Facultad de agronomía, Universidad de Caldas. pp. 114-116.


24

23. Schaad, R. 1988. Laboratory guide for identification of plant pathogenic bacteria. “ ed. Minnesota, APS. 164 p.

24. Sikora, R. A; & Schlosser, E. 1.977. Nematodes and fungi associated with roots systems of bananas in a state of decline in Lebanon. Plant Disease Reporter. Beltsville, Maryland 57 (7): 615-618.

25. Speijer, P & De Waele, D. 1997. Screening of Musa germoplasm for resistanse and tolerance to nematodes. Francia. INIBAP. 47 p.

26. Stover, R. 1962. Intercontinental spread of banana spot (Mycosphaerella musicola L.) Tropical agriculture. London. 39 (4): 327-338 p.

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