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TRABAJO UNIVERSITARIO
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Universidad Nacional del Altiplano
FACULTAD DE ENFERMERÍA
ESCUELA PROFESIONAL DE ENFERMERÍA
TRABAJO ENCARGADO
CURSO: PARASITOLOGÍA
DOCENTE: URIEL MARCA QUISPE
PRESENTADO POR: MOLLOCONDO CHOQUE DAYSI
SEMESTRE: I - B
PUNO – PERÚ
2014
INTRODUCCIÓN
La Parasitología es la disciplina que se encarga de estudiar el parasitismo producido por
protozoarios, helmintos, y artrópodos. El parasitismo se da entre un organismo llamado
parásito y otro denominado hospedero. El primero vive en y a expensas del segundo y le
causa daño.
Las enfermedades parasitarias representan una de las principales causas de enfermedad,
se presentan en todas las edades, aunque con mayor frecuencia en niños, e influyen las
condiciones sociales y económicas; de hecho la pobreza conlleva casi siempre a la
parasitosis. Los individuos inmunocomprometidos presentan enfermedades parasitarias
oportunistas. Las enfermedades parasitarias clínicamente son muy variadas y van desde
asintomáticas hasta fatales.
El diagnóstico de los parásitos se fundamenta en la observación y el reconocimiento de
sus características morfológicas, macroscópicas y microscópicas, obtenidas de muestras
biológicas que faciliten la identificación del agente infeccioso mediante la utilización de
exámenes directos.
La capacidad para confirmar la sospecha de una enfermedad, está directamente
relacionada con la calidad de las muestras remitidas, para el diagnóstico. El profesional
de campo tiene la responsabilidad de seleccionar, recolectar, preservar y enviar
adecuadamente las muestras convenientes, para el diagnóstico. Para la recolección de
cualquier tipo de muestra, se debe utilizar material limpio y seco. Los envases utilizados
para el envío de muestras deben ser en lo posible irrompibles, herméticos y de
dimensiones adecuadas. Las precauciones a considerar, varían con la clase de muestra,
temperatura ambiente y transporte.
OBJETIVOS
Actualizar los conceptos, con relación a la toma, transporte y conservación de las
muestras para un estudio parasitológico.
Identificación de las técnicas más comunes de recolección, conservación y envió
de muestras al laboratorio.
Reconocer los medios de conservación más adecuados para la conservación de
muestras para diagnóstico de parasitosis.
Manejar los criterios adecuados para que las muestras reúnan las condiciones y
características necesarias para ser utilizadas en el diagnóstico parasitológico.
I.BIOSEGURIDAD EN EL LABORATORIO
El trabajo en el laboratorio implica el peligro d potencial de accidentes, debido a la
naturaleza de las sustancias y elementos que se utilizan. Además existe la posibilidad de
errores humanos al realizar la experimentación. Entre los accidentes más comunes
podemos mencionar: incendios, explosiones, cortes, quemaduras, intoxicaciones, etc.
Existen ciertas reglas que deben tenerse en cuenta al realizar trabajos en el laboratorio;
su cumplimiento disminuye los riesgos, y muchas veces, logran evitar accidentes.
La primera regla que todo aquel que trabaja en el laboratorio debe cumplir es la
siguiente: EL LUGAR DE TRABAJO DEBE ESTAR EN PERFECTO ORDEN. El
orden es fundamental para evitar accidentes. Mantenga el área de trabajo ordenada, sin
libros, abrigos, bolsas y cosas innecesarias o inútiles. Mantenga las mesas y vitrinas
extractoras siempre limpias. Se tienen que limpiar inmediatamente todos los productos
químicos derramados. Limpie siempre perfectamente el material y equipo después de su
uso.
Otras normas básicas son las siguientes:
Siga todas las indicaciones que el instructor o responsable del laboratorio le
indique.
Este siempre equipado con guardapolvo y anteojos de protección. No utilice
lentes de contacto, ya que estos no pueden quitarse con la rapidez necesaria si
ocurrieran proyecciones de líquidos al ojo. Por otro lado, las lentes blandas
pueden absorber los vapores orgánicos.
Nunca debe comer, fumar o beber en el laboratorio; tampoco apoye comida
sobre la mesada.
En caso de accidente, por pequeño que parezca, comuníquelo inmediatamente al
instructor o ayudante de laboratorio.
Trabaje con la mayor ventilación posible.
Si tiene el pelo largo, debe recogérselo.
Utilice calzado cerrado.
En el armado de equipos, asegúrese de usar soportes que tengan un buen apoyo,
y controle el funcionamiento de los mismos.
Nunca caliente un sistema cerrado.
Si calienta un tubo de ensayo, no mire hacia el interior del mismo; tampoco
apunte la boca del tubo hacia un compañero.
Manipule las sustancias corrosivas con máximo cuidado.
No fuerce los tapones o uniones de látex en los tubos de vidrio o cualquier
material quebradizo. Utilice detergente o glicerina que facilitan la tarea de
quitarlos.
No use nunca equipo de vidrio agrietado o roto. Deposite el material de vidrio
roto en un contenedor para vidrio, no en una papelera.
En el laboratorio nunca debe trabajar solo, para poder recibir ayuda en caso de
accidentes.
Trabaje sin prisa, pensando cada momento en lo que está haciendo. Nunca corra
en el laboratorio.
Dada la gran toxicidad de muchas sustancias con las que se trabaja en el laboratorio
debe tener en cuenta las siguientes precauciones:
EVITE INGERIR, INHALAR O TOCAR COMPUESTOS ORGÁNICOS (muchos
de estos son rápidamente absorbidos por la piel y resultan tan tóxicos como si fueran
inhalados). Por esto se recomienda:
No arroje residuos sólidos insolubles en la pileta.
No mezcle sustancias orgánicas que puedan generar compuestos tóxicos.
No mueva los reactivos del área designada para su manejo y medida. Debe
transportar las botellas o frascos de reactivos tomándolos por el fondo, nunca de
la tapa.
No pruebe ninguna sustancia (sólida o en solución) a menos que sea
específicamente indicado por el instructor.
Si debe oler una sustancia hágalo a una distancia de 12 a 20 cm de la nariz,
mueva lentamente la mano hacia la nariz y aspire con precaución. Si no detecta
ningún olor, mueva un poco el recipiente que lo contiene, y huela más
fuertemente. Nunca inhale.
Evite derramar productos químicos sobre la mesada. Si sucediera esto, vise al
instructor o ayudante de laboratorio; pero sobre todo, trabaje con precaución
para evitar ese accidente.
EVITE CONTAMINAR EL AIRE:
Coloque las tapas en los frascos inmediatamente después de usarlos. No sólo
reducirá la evaporación, sino que también evitará la contaminación de los
reactivos.
No traslade las sustancias químicas del área designada para su manejo y medida.
Use baño de hielo cuando destile líquidos con punto de ebullición inferiores a
40ºC.
Evite una condensación incompleta. Lo conseguirá asegurándose que el agua
fluya por el refrigerante cuando destile o caliente a reflujo.
PRECAUCIONES PARA EL USO DE ÁCIDOS Y BASES FUERTES:
Use las cantidades especificadas en la técnica correspondiente.
Para preparar mezclas de ácido con agua o alcohol, agregue el ácido al agua o
alcohol lentamente, agitando y enfriando. Si se trata de una mezcla de dos
ácidos, añada en porciones, y con sumo cuidado, el más concentrado sobre el
menos concentrado, agitando y enfriando. Recuerde: “No hay que darle de beber
al ácido”.
Proteja los ojos cuando trabaje con sustancias corrosivas.
Lave con grandes cantidades de agua la piel si la misma hubiera tomado
contacto con sustancias corrosivas. Luego, siga el tratamiento correspondiente
para cada caso.
PELIGROS DEL FUEGO:
No acerque nunca recipientes que contengan líquidos volátiles a una llama.
No encienda ninguna llama en el laboratorio si detecta olor a gas.
No vuelque sodio en las piletas. la reacción es violenta y pude provocar un
incendio.
Si arden pequeñas cantidades de disolvente, cubra con arena. Para grandes
cantidades, use extinguidores.
PRIMEROS AUXILIOS
QUEMADURAS:
Trate las quemaduras como se indica a continuación y luego llame por atención
especializada.
Con álcalis: En la piel: después de lavar la zona afectada con agua, trate con
solución de ácido acético al 5%. En los ojos: después de lavar repetidas veces
con agua, trate con solución de ácido bórico al 1%.
Con ácido: En la piel: después de lavar con agua, trate con solución de
bicarbonato de sodio al 5%. En los ojos: después de lavar con agua, trate con
solución de bórax al 5%.
Con bromo: Trate inmediatamente con glicerina.
Con fuego, agua hervida o superficies metálicas calientes. Trate inmediatamente
con hielo durante 30 minutos.
ENVENENAMIENTO POR INGESTIÓN:
Ácidos: suministre 100 a 200 g de magnesia diluida en leche o huevo batido con
agua (vomitivos).
Álcalis: trate con limonada, vinagre en leche (vomitivos).
Cianuros: inmediatamente suministre 1 g de tiosulfato de sodio por vía venosa.
Inhale oxígeno (antídoto).
ETIQUETAS DE SOLVENTES Y REACTIVOS:
No debe utilizar un reactivo sin haber leído previamente toda la información contenida
en su etiqueta; preste especial atención a los símbolos de peligrosidad y a las
recomendaciones para su correcto manejo.
II. MUESTREO, CONSERVACIÓN Y ENVIO DE
MUESTRAS A LABORATORIO
MUESTRAS FECALES (DIAGNÓSTICO DE LOS PARÁSITOS INTESTINALES
DEL HOMBRE)
Las muestras fecales se examinan para detectar la presencia de protozoos y larvas o
huevos de helmintos.
En las heces, los protozoos suelen encontrarse en la fase de trofozoíto y de quiste. Los
helmintos aparecen habitualmente en forma de huevos y de larvas, aunque a veces
también pueden observarse gusanos adultos enteros o en segmentos. Por lo general, las
tenias adultas y sus segmentos resultan visibles a simple vista, pero los huevos, las
larvas, los trofozoítos y los quistes solo pueden verse al microscopio. La observación de
esas estructuras exige la preparación y el examen correcto del material.
CONDICIONES GENERALES
Los parásitos intestinales del hombre son protozoarios y/o helmintos, llamados
comúnmente gusanos intestinales (Anexo A). Estos helmintos o gusanos pueden ser
cilíndricos (nemátodes), anillados o segmentados (céstodes).
Para observar los trofozoítos, quistes u ooquistes de los protozoarios, así como las
larvas y huevos de helmintos, se debe usar un microscopio; en cambio, la mayor
parte de los gusanos o helmintos adultos son macroscópicos y su morfología puede
estudiarse directamente, con ayuda de un estereoscopio o una lupa.
Los protozoarios intestinales eliminan con las heces sus formas evolutivas
(trofozoíto, quiste, ooquiste y espora), según la especie involucrada.
Los helmintos intestinales adultos (proglótidos de Taenia sp., Enterobius
vermicularis y Ascaris lumbricoides) pueden salir al exterior espontáneamente o
después del tratamiento.
Los gusanos intestinales se eliminan con las heces.
Los métodos de diagnóstico de los parásitos intestinales pueden ser: directo o por
concentración de los elementos parasitarios que se eliminan en las heces.
En las heces podemos encontrar formas adultas y microscópicas (huevos, larvas,
trofozoitos, quistes, ooquistes y esporas) de los parásitos intestinales; por ello, es
importante obtener una buena muestra fecal, así como la conservación óptima del
espécimen.
La muestra debe ser obtenida (entre 3 y 6 gramos) lo más fresca posible (máximo 90
minutos, si se busca Entamoeba histolytica), y depositada en un frasco de boca
ancha con tapa rosca y rotulada correctamente con los datos de identificación.
La muestra debe obtenerse antes del uso de medicamentos antiparasitarios, o hasta 2
a 5 días después de su administración.
Las heces depositadas en el suelo no son las recomendadas para el diagnóstico,
debido a que pueden contaminarse con formas biológicas, como por ejemplo: larvas
similares a los enteroparásitos del hombre, larvas de nemátodes, huevos de ácaros o
insectos, etc.
Si el paciente no es regular en la evacuación de sus deposiciones y ha evacuado en
la noche anterior al examen, se recomienda guardar la muestra en una refrigeradora
o en un lugar fresco no expuesto a la luz solar, para que no se alteren las formas
parasitarias. Cuando la muestra va a demorar en llegar al laboratorio varias horas o
días, se recomienda adicionarle líquido fijador y/o conservador (PAF, PVA,
formalina 10%, SAF, acetato de sodio, etc.).
En algunos parasitismos relacionados al parasitismo intestinal, es necesario el
examen de bilis, esputo, secreción, biopsia, tejido de necropsia o frotis perianal.
MUESTRA PARA EXAMEN PARASITOLÓGICO
Comprende las siguientes muestras: heces, bilis o jugo duodenal, esputo, secreción,
biopsia o preparaciones histológicas, siendo heces, la más frecuente.
Heces
Características de la muestra
Recipiente o contenedor: boca ancha, con tapa rosca.
Cantidad : 3 - 6 g
Condiciones óptimas: No estar mezclado con orina, que no exista el antecedente de
haber ingerido bario u otros productos de contraste, y llevar la muestra al laboratorio
en corto tiempo (de 2 - 4 horas de su obtención).
Registro de datos
Se debe consignar la siguiente información: Nombre, edad, sexo, ocupación, síntomas y
signos, fecha de inicio de síntomas y diagnóstico presuntivo.
Procesamiento de la muestra
Debe realizarse lo antes posible y en un lugar apropiado (que no le llegue la luz directa).
Las muestras diarreicas y las que contienen sangre, deben examinarse en forma
macroscópica y microscópica apenas lleguen al laboratorio.
ENVIO Y TRANSPORTE DE LA MUESTRA
Condiciones específicas
Las muestras deben mantenerse en un ambiente fresco y lejos de la luz solar, se deben
evitar las temperaturas extremas o el desecamiento, deben contener cantidades óptimas
y estar en frascos o contenedores rotulados y con soluciones conservadoras (Tabla Nº1).
Tabla Nº 1. Condiciones del envío de la muestra según el tipo y tiempo de demora en
llegar al laboratorio para el diagnóstico parasitológico.
Procedimiento
Colocar la muestra elegida en un envase apropiado, rotulado correctamente y en un
recipiente secundario (podría ser de plástico u otro material resistente a roturas)
(Figura Nº 1).
Enviar la muestra al laboratorio lo antes posible; en caso fuera fresca, dentro de las 2
a 4 horas de obtenida.
Si el envío de la muestra va a demorar más de un día en llegar al laboratorio, debe
guardarse en un fijador conservador, aplicando las medidas de bioseguridad
correspondientes (Tabla Nº 1).
Si se enviara la muestra a otro laboratorio, el personal responsable del envío debe
elegir la forma apropiada para la óptima conservación de ésta.
Cuando la muestra no reúne las condiciones o cantidades óptimas para los análisis,
así como los datos, se recomienda establecer contacto con la persona responsable
para efectuar las correcciones respectivas.
Rechazo de una muestra
Es importante controlar cada hoja de pedido y verificar si tiene toda la información
(etiquetado). De no cumplirse ello, se debe establecer contacto con la persona
responsable para efectuar las correcciones necesarias.
Los criterios para rechazar una muestra son los siguientes:
No indicar el tipo de muestra o procedencia.
No indicar el examen requerido.
Demora en el envío al laboratorio.
Muestra sin rotular o mal rotulada.
Muestra que presente evidencia de haber sido derramada.
Recipiente o contenedor inapropiado.
Muestra con contaminación.
Muestra escasa o seca en el hisopo o contenedor.
Presencia de una sola muestra, a pesar de la presencia de varias órdenes.
Volumen o cantidad inadecuada.
En casos de rechazar una muestra, el personal de laboratorio debe explicar al
solicitante las observaciones y motivos en la ficha de solicitud de diagnóstico. Si no
fuera posible la obtención de otra muestra, revisar nuevamente los exámenes
realizados.
Tener en cuenta el examen parasitológico por macroscopía.
CONSERVACION DE LAS MUESTRAS
Rotúlense dos viales de 20 ml con el nombre o el numero del paciente, escriba una F
en el ángulo superior derecho de la etiqueta de un vial, escríbase PVA en el ángulo
superior derecho de la etiqueta de un vial del otro vial.
Rellénese el vial F hasta la mitad con conformidad al 10%. Rellénese el vial PVA
hasta aproximadamente la mitad con fijador del PVA.
Con un palillo aplicador, tomar una pequeña parte del excremento que tenga partes
del interior y exterior de la muestra y mezcla r con la formalina al 10%. Es
importante mezclar muy bien; deshacer los granos. Utilice una cantidad suficiente,
aunque no exagerada, del excremento de modo que la mezcla ocupe entre dos
tercios y tres cuartos del vial.
Con un palillo aplicador, tomar una porción de la parte mas blanda del excremento y
mezclar con el fijador PVA como en el caso de la formalina. La cantidad total de
mezcla del excremento y PVA no debe ocupar más de tres cuartas partes del vial. Es
preciso cerciorarse de que el excremento queda completamente mezclado con el
fijador. Deshacer los fragmentos aplastándolos las paredes del vial.
Enroscar fuertemente las tapas de los viales. Sellar con un trozo de cinta adhesiva
para evitar que se derrame el contenido.
Embalar cuidadosamente los viales en una caja o recipiente y enviar al laboratorio
de referencia. Hay cerciorarse de que los viales están rodeados de material
absorbente (por ejemplo, algodón o papel de periódico) y se han envasado de modo
que no puedan romperse.
Es imprescindible incluir la información necesaria; nombre o número del paciente,
fecha de envío, microorganismos encontrados.
III. RECONOCIMIENTO DE MATERIALES Y
REACTIVOS DE LABORATORIO DE
PARASITOLOGÍA
Los elementos de uso común en un laboratorio de parasitología se clasifican según el
material del que estén constituidos y del uso. Así se tiene de: metal, vidrio, plástico,
porcelana, madera y otros.
MATERIAL DE LABORATORIO (VIDRIO). Descripción de materiales de acuerdo
a la figura 1.
Caja Petri: En forma de plato plano con bordes elevados que consta de una base
y una tapa. En el área de parasitología nos sirve de apoyo para el depósito de
parásitos, cultivo de larvas y como depósito de heces para la identificación de
huevecillos de elevado peso específico.
Cubreobjetos: Placa de vidrio delgada, de forma cuadrada o rectangular que
sirve para colocarlo sobre frotis húmedos o fijos.
Embudo: Instrumento empleado para trasvasar principalmente líquidos y otros
materiales sólidos granulares a recipientes con bocas estrechas.
Matraz Erlen Meyer: Tiene forma acampanada con el fondo plano, graduado,
sirve para preparar medios de cultivo, reactivos, colorantes, soluciones o para
mantener en medio líquido una gran cantidad de microorganismos.
Pipeta: Tubo de vidrio o plástico de punta larga o corta, que es utilizada para
separar muestras líquidas y además, permite depositar sustancias de volumen
variable.
Figura 1. Material de vidrio
Portaobjetos: Placa de vidrio rectangular indispensable en la realización de
frotis.
Probeta graduada: Son cilindros de diámetro variable. La base de la probeta es
amplia y plana y en el extremo superior generalmente tiene doblado el borde en
forma de pico. Su capacidad es variable ya que las hay desde 10 ml hasta 2000
ml o más. Son utilizados para medir volúmenes variables.
Termómetro: El termómetro es un instrumento que se usa para medir la
temperatura. Su presentación más común es de vidrio, el cual contiene un tubo
interior con mercurio, que se expande o dilata debido a los cambios de
temperatura. Para determinar la temperatura, el termómetro cuenta con una
escala debidamente graduada, que la relaciona con el volumen que ocupa el
mercurio en el tubo.
Tubos de ensayo: Tubo de cristal con base convexa, y en el otro extremo una
abertura que puede ser lisa o con rosca, hay en diversos tamaños, sirven para
contener sustancias líquidas, sólidas o semisólidas.
Varilla de vidrio: Instrumento que consiste en un fino cilindro macizo de vidrio
(puede ser de punta roma), que sirve para agitar soluciones.
Vaso de precipitado: Tiene forma cilíndrica con base plana, y en su borde
superior una ranura triangular, que sirve para verter líquidos, son graduados y
los hay de diferentes capacidades.
Luna de reloj: Permite contener sustancias, se utiliza principalmente para cubrir
recipientes, pesar y transferir sólidos.
SOLUCIONES:
Descripción de soluciones de acuerdo a la Figura 2.
Agua destilada: Es aquella que como todo tipo de agua, su composición se basa
en la unidad de moléculas H2O, solo que se le han eliminado los iones e
impurezas mediante la destilación.
Alcohol: El alcohol etílico, es un producto que se obtiene a partir de la melaza,
uno de los subproductos de la caña de azúcar, actualmente tiene diferentes usos
y aplicaciones.
Formol (al 5 y 10%): Es el aldehído fórmico, obtenido por oxidación catalítica
del alcohol metílico. El formol es un líquido incoloro, con olor sofocante,
miscible en agua, acetona, benceno, cloroformo, alcohol y éter etílico.
Solución glucosada: Solución isotónica (entre 275 y 300 miliosmoles/L) de
glucosa. Para su elaboración se requiere de 1280 g. de azúcar, 1000 ml de agua
caliente y 20 g de fenol.
Solución saturada de sal (S. S. NaCl): Es aquella en la que se ha disuelto la
máxima cantidad de soluto que pueda disolverse, a una temperatura determinada
(25˚C). Está compuesta de la siguiente manera: NaCl = 331 g, H2O = 1000 ml.
Sulfato de zinc (ZnSO4). Compuesto químico, cristalino, incoloro y soluble en
agua, aunque siempre va acompañado de un determinado número de moléculas
de agua.
Figura 2. Soluciones de uso en parasitología
Aceite de inmersión
COLORANTES:
Descripción de colorantes de acuerdo a la Figura 3.
Azul de metileno: Colorante cargado positivamente.
Giemsa: Es un colorante compuesto ya que es una mezcla de colorante Giemsa,
azul de metileno fosfatado y buffer fosfatado gota gruesa “Giemsa”.
Lugol: Es una disolución de yodo molecular y yoduro potásico en agua
destilada.
Violeta de genciana (Cloruro de metilrosanilina): Colorante de anilina, utilizada
para teñir núcleos. También tiene propiedades bactericidas, bacteriostáticas y
actividad fungicida.
EQUIPO DE LABORATORIO:
Descripción del equipo de uso en
laboratorio, de acuerdo a la Figura
5.
Figura 3. Colorantes de uso en parasitología
Figura 4. Equipos
Balanza de precisión: Es un tipo de balanza, utilizada para determinar o pesar la
masa de objetos. Suelen tener capacidades de 2 ó 2,5 kg y medir con una
precisión de hasta 0,1 ó 0,01 g.
Centrífuga: Aparato que pone en rotación, una muestra para separar por fuerza
centrífuga sus componentes o fases (generalmente una sólida y una líquida), en
función de su densidad.
Equipo Mc Master (cámara y tubo): Consiste en una cámara de conteo, que
posibilita el examen microscópico de un volumen conocido de suspensión de
materia fecal (2 x 0.15 ml). También se integra un tubo que permite la correcta
homogenización, y equilibrio de la muestra fecal, con la solución glucosada.
Microscopio Estereoscópico: Instrumento que hace posible la visión
tridimensional de los objetos.
Microscopio Compuesto (Óptico): Se trata de un instrumento óptico, que
contiene una o varias lentes u objetivos, que permiten obtener una imagen
aumentada del objeto y que funciona por refracción.
Pinza Möhr: Es un instrumento metálico, que se utiliza para obstruir el paso de
un líquido o gas, a través del tubo látex.
Soporte universal: Es un utensilio de hierro que permite sostener varios
recipientes. Pieza básica en el montaje de los sistemas y aparatos como pinzas y
anillos de metal.
IV. EXÁMEN O EVALUACION PARASITOLÓGICA
PROCEDIMIENTOS DE LABORATORIO PARA EL DIAGNÓSTICO
PARASITOLÓGICO – HECES
EXAMEN DIRECTO MACROSCÓPICO
Fundamento
Permite observar directamente las características morfológicas de los parásitos adultos,
enteros o fraccionados, así como los cambios en las características organolépticas de las
heces eliminadas, (color, presencia de sangre y/o moco, consistencia, etc.).
Materiales
Suero fisiológico.
Aplicador (baja lengua).
Pinza de metal.
Coladera de plástico o malla metálica.
Procedimiento.
Agregar suero fisiológico en cantidad suficiente para homogeneizar la muestra.
En caso de presencia de parásitos adultos, tamizar o colar la muestra.
Observación.
Observar las características organolépticas de las heces, útiles para la ayuda diagnóstica
(consistencia, color, presencia de moco, sangre, alimento sin digerir), así como la
presencia de gusanos cilíndricos, anillados o aplanados (enteros o parte de ellos) como
se muestra en la figura.
Ascaris lumbricoides macho adulto (der.) y proglótido grávido de Taenia solium (4X)
(izq.), coloración: Tionina
Resultado.
En caso que la muestra no sea normal, es decir, contenga información útil para el
diagnóstico (ejemplo: presencia de glóbulos rojos, fibras musculares no digeridas,
mucus, etc.), se debe adicionar al informe del examen parasitológico las características
macroscópicas de las heces.
EXAMEN DIRECTO MICROSCÓPICO
Fundamento.
Buscar, principalmente en muestras frescas, la presencia de formas evolutivas móviles
de parásitos de tamaño microscópico (trofozoítos, quistes de protozoos: Entamoeba
histolytica, Giardia lamblia, Balantidium coli, etc.; así como larvas o huevos de
helmintos: Strongyloides stercoralis, Ancylostoma duodenale, Necator americanus,
Trichostrongylus sp., Paragonimus, Fasciola, etc.).
Materiales
Láminas portaobjetos.
Laminillas cubreobjetos.
Aplicador de vidrio o madera.
Microscopio óptico.
Marcador de vidrio.
Suero fisiológico.
Solución de lugol.
Verde brillante.
Rojo neutro.
Procedimiento.
Colocar en un extremo de la lámina portaobjeto una gota de suero fisiológico y,
con ayuda de un aplicador, agregar 1 a 2 mg de materia fecal, emulsionarla y
cubrirla con una laminilla cubreobjeto.
Colocar en el otro extremo de la lámina portaobjeto, una gota de lugol y
proceder a la aplicación de la muestra fecal como en el párrafo anterior.
Con el suero fisiológico, los trofozoítos y quistes de los protozoarios se observan
en forma natural, y con lugol, las estructuras internas, núcleos y vacuolas.
En algunos casos, se recomienda el uso de colorantes vitales, debido a que no
alteran la actividad del trofozoíto. Los más usados son verde brillante 0,2% y
rojo neutro 0,01%.
Observación
Observar al microscopio a 10X ó 40X. No es aconsejable usar objetivo de
inmersión (100X), pues se puede ensuciar el microscopio.
Recorrer la lámina siguiendo un sentido direccional, ejemplo: de derecha a
izquierda, o de arriba a abajo.
Trofozoito de Giardia lamblia con solución lugol (200X)
Resultado
En un formato y en el cuaderno de registro correspondiente, se anotará el nombre de la
especie del parásito y su estadío evolutivo, indicando la densidad (número de formas
parasitarias por campo microscópico) expresado en cruces.
EXAMEN INDIRECTO - MÉTODOS DE CONCENTRACIÓN
Los trofozoítos, quistes, ooquistes, larvas y huevos, pueden concentrarse por diversos
procedimientos, lo cual permite corroborar el hallazgo del método directo y conocer la
intensidad del enteroparasitismo. Estos procedimientos de concentración pueden ser:
flotación, sedimentación, o por combinación de ambos métodos. La elección de cada
procedimiento dependerá de las facilidades del laboratorio, el adiestramiento del
personal, la procedencia de la muestra (zona geográfica), el conocimiento de la
prevalencia de los parásitos (zona costeña, andina y selvática o área rural o urbana), y la
especie del parásito que se desea investigar.
MÉTODOS DE CONCENTRACIÓN POR SEDIMENTACIÓN.
Técnica de la sedimentación espontánea en tubo (Técnica de concentración por
sedimentación, sin centrifugación):
Fundamento.
Se basa en la gravidez que presentan todas las formas parasitarias para sedimentar
espontáneamente en un medio menos denso y adecuado como la solución fisiológica.
En este método es posible la detección de quistes, trofozoítos de protozoarios, huevos y
larvas de helmintos.
Materiales.
Tubos de vidrio o plástico de 13 x 100, 16 x 150, o tubos de 50 mL de capacidad
que terminen en forma cónica.
Láminas portaobjetos.
Laminillas de celofán recortadas adecuadamente (22 x 22 mm ó 22 x 30 mm.).
Solución fisiológica.
Pipetas de vidrio o plástico.
Agua destilada, hervida o de lluvia.
Gasa recortada en piezas de 9 x 9 cm.
Procedimiento.
Tomar una porción de heces (1 - 2 g) y homogeneizar con suero fisiológico en
un tubo limpio o en el mismo recipiente en que se encuentra la muestra.
Colocar una gasa, hundiéndola en la abertura del tubo y sujetándola con una liga
alrededor de ella.
Filtrar el homogeneizado a través de la gasa, llenando el tubo hasta la cuarta
parte de su contenido.
Agregar suero fisiológico hasta 1 cm por debajo del borde del tubo.
Ocluir la abertura del tubo con una tapa, parafilm o celofán.
Agitar enérgicamente el tubo por 15 segundos aproximadamente.
Dejar en reposo de 30 a 45 minutos. En caso que el sobrenadante esté muy
turbio, eliminarlo y repetir la misma operación con solución fisiológica o agua
filtrada.
Aspirar la parte media del tubo con una pipeta y colocar 1 ó 2 gotas en una
lámina portaobjeto.
Aspirar el fondo del sedimento con una pipeta y depositar 1 ó 2 gotas del
aspirado en los extremos de la otra lámina portaobjeto.
Agregar 1 ó 2 gotas de solución lugol a una de las preparaciones.
Cubrir ambas preparaciones con las laminillas de celofán y observar al
microscopio.
Observación.
Examinar primero la preparación con solución fisiológica para observar formas móviles
y de menor peso específico (trofozoítos, quistes y larvas) y luego la preparación con
lugol para observar sus estructuras internas, de estos y de otros parásitos de mayor peso
específico (huevos, larvas).
Resultado.
Informar la presencia de las formas evolutivas de los parásitos.
MÉTODOS DE CONCENTRACIÓN POR FLOTACIÓN
Sheather Sugar: Método de concentración por flotación con centrifugación en una
solución de azúcar:
Fundamento.
Se basa en la flotación de quistes, ooquistes y huevos de parásitos en una solución de
azúcar que posee mayor densidad que ellos. Esta técnica es útil para la concentración de
quistes y ooquistes de protozoos y huevos de helmintos y se usa como método
preferencial en el diagnóstico de los coccidios: Cryptosporidium, Cyclospora, Isospora,
etc.
Materiales.
Tubos de ensayo 13 x 100.
Láminas portaobjetos.
Laminilla cubreobjetos.
Aplicador.
Solución saturada de azúcar.
Asa de platino.
Gradilla para tubos de ensayo.
Suero fisiológico.
Embudo de vidrio.
Gasa.
Procedimiento.
Homogeneizar 1 a 2 g de materia fecal en suero fisiológico.
Colocar un embudo de vidrio con una gasa doblada en la abertura del tubo de
ensayo y filtrar el material homogeneizado.
Centrifugar el tubo con el material homogeneizado a 1 500 r.p.m. durante 2 a 5
minutos.
Eliminar el sobrenadante, y agregar la solución de azúcar hasta 1 cm del borde
del tubo, agitar hasta disolver el sedimento, centrifugar como en el paso anterior,
completar con la solución de azúcar hasta el borde y esperar de 2 a 5 minutos la
formación de un menisco.
Con la ayuda del asa de platino, tomar una muestra de la superficie del menisco
y colocarla en una lámina portaobjeto, agregar lugol, cubrir con una laminilla y
observar al microscopio. En el caso de observar coccidios, de la superficie del
preparado, tomar con la asa de platino o con una pinza curva, una muestra para
preparar un frotis para teñir por el método de Ziehl-Neelsen modificado.
Observación.
Esta técnica es apropiada para la observación y registro de ooquistes de Isospora,
Cryptosporidium, Cyclospora y Sarcocystis.
Resultado.
Informar la presencia de las formas evolutivas de los parásitos encontrados y su
cantidad, expresado en cruces.
BIBLIOGRAFÍA
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DIAGNÓSTICO DE LOS PARÁSITOS INTESTINALES DEL HOMBRE.
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ANEXOS
