REMOCION DE VAPORES DE FENOL EN UN FILTRO BIOLOGICO

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REMOCION DE VAPORES DE FENOL EN UN FILTRO BIOLOGICO

ANA MARÍA BENAVIDES OBREGÓN

UNIVERSIDAD DE LOS ANDES FACULTAD DE INGENIERÍA

DEPARTAMENTO DE INGENIERÍA QUÍMICA BOGOTA

2004

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REMOCION DE VAPORES DE FENOL EN UN FILTRO BIOLOGICO

ANA MARÍA BENAVIDES OBREGÓN

Tesis de Pregrado de Ingeniería Química

Asesora: Ingeniera Química Astrid Altamar Consuegra

Coasesora: Jenny Dussán

UNIVERSIDAD DE LOS ANDES FACULTAD DE INGENIERÍA

DEPARTAMENTO DE INGENIERÍA QUÍMICA BOGOTA

2004

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AGRADECIMIENTOS

Quisiera expresar mis más profundos agradecimientos a: Todos los profesores del Departamento de Ingeniería Química que de alguna forma estuvieron involucrados en este proyecto. Jenny Dussán por el tiempo, esfuerzo y dirección en el desarrollo del proyecto. Todo el personal del CIMIC (Centro de Investigaciones Microbiológicas) por su valiosa colaboración, asistencia y confianza. Rigoberto Gómez por su cooperación y orientación. José María Robles por su contribución al desarrollo del proyecto.

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TABLA DE CONTENIDO

1. INTRODUCCIÓN ........................................................................................................8 2. OBJETIVOS .................................................................................................................9

2.1 Objetivo general ....................................................................................................9 2.2 Objetivos específicos ..............................................................................................9

3. MARCO TEÓRICO....................................................................................................10 3.1. Fenol.....................................................................................................................10

3.1.1 Identificación ................................................................................................... 10

3.1.2 Fuentes y Usos ................................................................................................. 11

3.1.3 Niveles ambientales y exposición ................................................................... 13

3.1.4 Efectos en el hombre........................................................................................ 15

3.1.5 Valores de exposición y Regulación................................................................ 16

3.2 Ozono ....................................................................................................................17 3.2.1 Identificación ................................................................................................... 17

3.2.2 Efectos en la salud humana.............................................................................. 18

3.2.2.1 El ozono y la salud ..................................................................................19 3.2.2.2 Efectos a largo plazo ...............................................................................19

3.2.3 Efectos ambientales.......................................................................................... 20

3.3 Biofiltración ..........................................................................................................21 3.4 Pseudomona Aeruginosa.......................................................................................21

4 MATERIALES Y MÉTODOS ...................................................................................23 4.1 Materiales y equipos .............................................................................................23 4.2 Montaje del Experimento......................................................................................25 4.3 Diseño del Experimento........................................................................................27 4.4 Montaje .................................................................................................................28 4.5 Toma de Muestras .................................................................................................29

4.5.1 Crecimiento de los Microorganismos .............................................................. 29

4.5.2 Concentración de Fenol ................................................................................... 29

4.5.3 Contenido de Humedad.................................................................................... 31

4.5.4 pH y temperatura.............................................................................................. 31

5 EXPERIMENTACIÓN................................................................................................32 5.1 Pruebas Preliminares...........................................................................................32 5.2 Control Abiótico ...................................................................................................34 5.3 Control sin flujo de contaminante .......................................................................35

5.3.1 Crecimiento de los microorganismos............................................................ 36

5.3.2 Humedad ....................................................................................................... 37

5.3.3 pH y Temperatura ......................................................................................... 38

5.4 Pruebas a 500 mg / m3..........................................................................................40

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5.4.1 Concentración de Fenol ................................................................................... 40


5.4.3 Humedad .......................................................................................................... 42

5.4.4 pH y Temperatura ......................................................................................... 43

5.5 Pruebas a 600 mg / m3...........................................................................................44 5.5.1 Concentración de Fenol ................................................................................... 44

5.5.2 Crecimiento de los Microorganismos. ............................................................. 45

5.5.3 Humedad .......................................................................................................... 47

5.5.4 pH y Temperatura ............................................................................................ 47

5.6 Pruebas a 700 mg / m3...........................................................................................48 5.6.1 Concentración de Fenol ................................................................................... 49


5.6.3 Humedad .......................................................................................................... 51

5.6.4 pH y Temperatura ............................................................................................ 52

6. ANALISIS DE RESULTADOS .................................................................................53 6.1 Concentración de Fenol.........................................................................................53 6.2 Crecimiento de los microorganismos...................................................................59 6.3 Humedad en el Biofiltro.......................................................................................60 6.4 Efecto del pH y Temperatura en el Biofiltro........................................................61

7 CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES...........................................................65 8 BIBLIOGRAFÍA ........................................................................................................66

LISTA DE FIGURAS Figura 1 Recipiente Burbujeador ....................................................................................23 Figura 2 Biofiltro comercial...........................................................................................24 Figura 3 Biofiltro modificado .........................................................................................24 Figura 4 Esquema del montaje........................................................................................27 Figura 5 Montaje Terminado ..........................................................................................28 Figura 6 Burbujeador para la Toma de muestras gaseosas .............................................30 Figura 7 Cultivo 29 Marzo Pruebas preliminares ...........................................................33 Figura 8 Cultivo 31 de Marzo pruebas preliminares.......................................................33 Figura 9 Cultivo 2 Abril Pruebas preliminares ...............................................................33 Figura 10 Cultivo 19 Abril Control sin Flujo de Contaminante .....................................36 Figura 11Cultivo 21 Abril sin Flujo de Contaminante ...................................................37 Figura 12 Cultivo 23 Abril sin flujo de Contaminante ...................................................37 Figura 13Cultivo 3 Mayo 500 mg/m3 .............................................................................41 Figura 14Cultivo 5 Mayo 500 mg/m3 ............................................................................42 Figura 15Cultivo 7 Mayo 500 mg/m3 .............................................................................42 Figura 16 Cultivo 10 Mayo 600 mg/m3 ..........................................................................46

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Figura 17 Cultivo 12 Mayo 600 mg/m3 ..........................................................................46 Figura 18 Cultivo 14 Mayo 600 mg/m3 ..........................................................................46 Figura 19 Cultivo 17 mayo 700mg/m3............................................................................50 Figura 20 Cultivo 19 Mayo 700mg/m3 ...........................................................................50 Figura 21 Cultivo 21 Mayo 700mg/m3 ...........................................................................51

LISTA DE TABLAS

Tabla 1 Propiedades Físico-químicas del Fenol..............................................................11 Tabla 2 Máximas concentraciones permitidas de diferentes sustancias .........................15 Tabla 3Porcentaje de la población que se puede ver afectado según la exposición al

Ozono ......................................................................................................................20 Tabla 4 Propiedades Físicas de las sustancias................................................................26 Tabla 5 Valores de las corrientes ....................................................................................26 Tabla 6 Parámetros del diseño de experimento ..............................................................28 Tabla 7Valores de las corrientes 600mg/m3....................................................................44 Tabla 8Valores de las corrientes 700mg/m3....................................................................48 Tabla 9 Unidades Formadoras de Colonia ......................................................................59 Tabla 10 Crecimiento de la población de Microorganismos ..........................................59 Tabla 11 Porcentaje Crecimiento de los Microorganismos. ...........................................60 Tabla 12 Valores del Polinomio característico y la derivada para cada una de las

concentraciones .......................................................................................................63 Tabla 13 Orden de la cinética de Remoción de Fenol ....................................................63

LISTA DE GRÁFICAS

Gráfica 1 Producción de derivados de Fenol en estados Unidos y Europa.....................12 Gráfica 2 Curva de Calibración de las bombas utilizadas...............................................25 Gráfica 3Curva de calibración concentración de Fenol ..................................................31 Gráfica 4 Recuento Pseudomonas pruebas Preliminares................................................32 Gráfica 5 Concentración de Fenol Control Abiótico ......................................................35 Gráfica 6 Recuento de Pseudomonas para el control sin Fenol......................................36 Gráfica 7 Porcentaje de humedad Control sin Flujo de Contaminante...........................38 Gráfica 8 pH en el Biofiltro Control sin Flujo de Contaminante....................................39 Gráfica 9 Temperatura en la cámara control sin Flujo de contaminante ........................39 Gráfica 10 Concentración de Fenol 500mg/m3...............................................................40 Gráfica 11 Recuento Pseudomonas 500 mg/m3..............................................................41 Gráfica 12 Porcentaje de Humedad a 500 mg/m3 ..........................................................43 Gráfica 13 pH en el Biofiltro a 500 mg/m3 .....................................................................43 Gráfica 14Temperatura en la Cámara a 500 mg/m3........................................................44 Gráfica 15 Concentración de Fenol 600mg/m3...............................................................45 Gráfica 16 Recuento Pseudomonas 600 mg/m3..............................................................45 Gráfica 17 Porcentaje de Humedad 600 mg/m3..............................................................47 Gráfica 18 pH en el Biofiltro 600 mg/m3........................................................................48 Gráfica 19 Temperatura en la cámara 600 mg/m3 ..........................................................48 Gráfica 20 Concentración de Fenol 700 mg/m3..............................................................49 Gráfica 21 Recuento Pseudomonas 700mg/m3..............................................................50 Gráfica 22 Porcentaje de Humedad 700 mg/m3..............................................................51

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Gráfica 23 pH en el Biofiltro 700 mg/m3........................................................................52 Gráfica 24 Temperatura en la cámara 700 mg/m3 ..........................................................52 Gráfica 25 Porcentaje de Remoción con microorganismos y sin microorganismos.......53 Gráfica 26 Eficiencia de Remoción 500 mg/m3..............................................................54 Gráfica 27 Eficiencia de Remoción 600 mg/m3..............................................................55 Gráfica 28 Eficiencia de Remoción 700 mg/m3..............................................................55 Gráfica 29Eficiencia en el Biofiltro ................................................................................56 Gráfica 30 Eficiencia real del Biofiltro...........................................................................56 Gráfica 31 CE vs. Carga..................................................................................................57 Gráfica 32 Eficiencia vs concentración de entrada de Fenol ..........................................57 Gráfica 33Tiempo de Residencia ....................................................................................58 Gráfica 34 Porcentaje de Humedad en el Biofiltro .........................................................60 Gráfica 35 pH en el Biofiltro .........................................................................................61 Gráfica 36 Temperatura en la cámara .............................................................................62 Gráfica 37 concentración de Fenol vs tiempo.................................................................62 Gráfica 38 Cinética de Remoción de Fenol ....................................................................63

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RESUMEN Este proyecto busca contribuir con la investigación que lleva a cabo en el estudio de una vía eficiente para la remoción de vapores de fenol por medios biológicos que constituye una rama de gran importancia en las nuevas tecnologías en pro de la mejora de la calidad del aire a nivel global. El objetivo de este trabajo es investigar la viabilidad de la remoción de fenol de una corriente de aire contaminada por medio de un Biofiltro utilizando una cepa de Pseudomonas Aeruginosa suministrada por el CIMIC(Centro de Investigaciones Microbiológicas) de la Universidad de los Andes. El estudio se llevará a cabo poniendo en contacto las células inmovilizadas con el gas contaminado, simulado en laboratorio, y realizando un análisis cuantitativo de las concentraciones a la salida del Biofiltro colorimétricamente por medio del método analítico de la 4 –aminoantipirina.

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1. INTRODUCCIÓN Durante las últimas décadas ha crecido el interés mundial por la problemática ambiental alrededor de la contaminación del aire y la degradación de los compuestos causantes de efectos nocivos cobra cada día más importancia. El ozono es un constituyente importante de la atmósfera, aunque su papel varía fundamentalmente con la altura, la emisión al aire de compuestos orgánicos volátiles (VOC’s), constituyen una de las principales fuentes de contaminantes atmosféricos y dan lugar a la formación del Ozono Troposférico, conocido por sus efectos adversos en el hombre, la fauna, la flora y en algunos materiales no biológicos como, fibras textiles, colorantes y en algunos casos pinturas. El fenol es actualmente muy utilizado en el mundo y constituye la materia prima de numerosos materiales de notable importancia comercial como resinas sintéticas, colorantes, medicamentos, plaguicidas, curtientes sintéticos, sustancias aromáticas, aceites lubricantes y solventes, y por lo anteriormente mencionado constituye un riesgo importante para el medio ambiente ya que se considera un precursor del Ozono Troposférico. Esto sin contar con los efectos en la salud humana ya que hace parte de una lista de 189 compuestos denominados Contaminantes Atmosféricos Peligrosos (HAP), de los que se sabe o se sospecha son agentes cancerígenos. A pesar que en los últimos años se han venido controlando las emisiones de compuestos como el fenol, continúa existiendo una preocupación sobre el impacto de éstos a largo plazo, por lo cual se ha desarrollado la necesidad de fomentar el uso de una tecnología que permita su remoción, entre las diferentes alternativas disponibles una de las más prometedoras son las tecnologías de degradación biológica, que permiten convertir el contaminante en un compuesto simple y menos tóxico por medio de microorganismos capaces de utilizar el fenol como fuente de carbono y energía. En este trabajo se estudiará la remoción de vapores de fenol en un Biofiltro tipo compost, utilizando para ello una cepa de Pseudomona aeruginosa.

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2. OBJETIVOS

2.1 Objetivo general Evaluar la remoción de vapores de fenol en un Biofiltro tipo compost, utilizando una cepa de Pseudomona aeruginosa, previamente activada.

2.2 Objetivos específicos

• Definir las corrientes y las composiciones a las que se va a operar el Biofiltro. • Realizar el montaje experimental y generar la corriente contaminada de Fenol. • Poner en contacto la corriente gaseosa con el lecho filtrante en el cual se

encuentran las células inmovilizadas. • Evaluar la degradación de Fenol en el Biofiltro mediante un análisis

colorimétrico. • Determinar la eficiencia de remoción del Biofiltro a las concentraciones

seleccionadas.

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3. MARCO TEÓRICO

3.1. Fenol El fenol ha sido clasificado como un VOC (Compuesto Orgánico Volátil)1, gases y vapores orgánicos que se diluyen fácilmente en el aire razón por la cual conduce a la formación de ozono Troposférico y del Smog.

3.1.1 Identificación El fenol es un sólido cristalino cuyo punto de fusión es de 43°C y al contacto con el agua experimenta licuefacción, es soluble en la mayoría de solventes orgánicos (hidrocarburos aromáticos, alcoholes, cetonas, éteres, ácidos, hidrocarburos halogenados) y su solubilidad en agua es limitada a temperatura ambiente; sin embargo al alcanzar una temperatura de 68°C es totalmente hidrosoluble. En cuanto a su volatilidad es moderadamente volátil a temperatura ambiente.

En al Tabla 1se presentan algunas propiedades físico-químicas del Fenol. Fórmula empírica: C6H6O Masa molecular relativa: 94,11 g Densidad: 1,07 g/cm3 a 20° C Densidad relativa del gas: 3,24 Punto de ebullición: 181,75°C Punto de fusión: 40,8°C Presión de vapor: 0,2 hPa a 20°C 3,5 hPa a 50°C 54 hPa a 100°C Punto de inflamación: 82°C Temperatura de ignición: 595°C Límites de explosividad: 1,3-9,5% V Umbral de olor: 0,18 mg/m3 = 0,046 ppm

1 Tomado de la página de Internet. http://www.ene.gov.on.ca/envision/monitoring/VOC_List.pdf, recuperado en Enero 20 de 2004

OH

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Solvólisis: En agua: 82 g/l; Se disuelve fácilmente en alcohol, éter,

cloroformo, grasas y aceites esenciales. Factores de conversión: 1 ppm = 3,91 mg/m3 1 mg/m3 = 0,26 ppm CAS Registry Number: 108-95-2

Tabla 12 Propiedades Físico-químicas del Fenol

3.1.2 Fuentes y Usos El fenol es un componente del alquitrán, su formación ocurre durante la descomposición natural del material orgánico, y se pueden obtener niveles elevados como resultado de los incendios forestales. Por otro lado se ha detectado fenol como un componente volátil del estiércol líquido en concentraciones que varían desde 7 a 55 µg/kg de peso seco.3 Además de las fuentes naturales mencionadas, la mayor parte de las emisiones de Fenol, proviene de fuentes antropogénicas. El método más común para producir fenol es a partir del Cumeno, aunque puede ser producido a partir de Clorobenceno y Tolueno. Aproximadamente el 98% del fenol se produce a partir de Cumeno, el factor de emisión a la atmósfera durante su producción es de 0.16g de fenol emitidos por kilogramo de fenol producido.4 Adicionalmente, el fenol constituye la materia prima de un importante número de productos comerciales, por lo cual las industrias que lo procesan constituyen fuentes importantes de emisión al medio ambiente. Entre estas industrias se encuentran la síntesis y producción de resinas fenólicas termoestables, policarbonato, polisulfona, y la síntesis del caprolactam para ser utilizado en fibras de Nylon, plásticos y películas. Se utiliza también como resina ligante en la industria maderera, como resina en la manufactura de moldes para objetos como aplicaciones eléctricas, partes automotrices, moldes para fundición; igualmente se utiliza en la manufactura de abrasivos y materiales aislantes. Se emplea como agente bloqueante para monómeros bloqueados de isocianato, en la síntesis de estabilizadores y preservativos para colorantes, perfumes y fungicidas.

2 Tomado de la página de Internet. Datos Físico-químicos Básicos http://ces.iisc.ernet.in/energy/HC270799/HDL/ENV/envsp/Vol326.htm#Fenol recuperado en Noviembre 20 de 2003 3 Tomado de la página de Internet . http://www.inchem.org/documents/ehc/ehc/ehc161.htm#SectionNumber:1.4 recuperado el 25 de Febrero de 2004 4 ibid

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Otro uso del fenol se presenta en los procesos de síntesis de bisfenol-a, ácido adípico, alquifenoles, químicos agrícolas y sus intermediarios; en síntesis de intermediarios en la producción de poliéster, poliéster resistente a la corrosión, y polioles; igualmente se emplea en los procesos de síntesis de productos farmacéuticos, cauchos, plásticos, antioxidantes, agentes de curado, agentes desinfectantes, surfactivos, intermediarios para detergentes, explosivos, y cresoles sintéticos. Se utiliza durante la refinación de aceites lubricantes y ceras, en la síntesis de aditivos para la gasolina y lubricantes, para la producción y manufactura de fertilizantes, coque, asbestos y removedores de barnices y pinturas, fijadores, tintas, pigmentos, lociones bronceadoras y algunos colorantes. En medicina se emplea como agente preservativo para la vacuna del penumococo, como agente calmante para las picaduras, desinfectante para heridas, como agente cauterizador, y para el tratamiento de discapacidades severas como espasmos musculares o parálisis producidas por esclerosis múltiple; y en veterinaria se usa como anestésico gástrico La producción de resinas sintéticas constituye mayor uso de fenol, seguido por la producción de Caprolactam, compuesto intermediario en la producción del nylon, a continuación se presenta una figura que esquematiza los usos más representativos del fenol y su porcentaje sobre el total de Fenol utilizado en Estados Unidos y Europa Occidental para el año de 1981.

Usos del Fenol en 1981 (% consumo total)

0

10

20

30

40

50

60

Resinas Fenolicas Bisfenol A(2,2-bis-1-hidroxifenilpropano)

Caprolactam Otros productos

Producción de

%

Est ados Unidos

Europa Occident al

Gráfica 1 Producción de derivados de Fenol en estados Unidos y Europa

Así mismo se ha detectado fenol en los gases de escape vehiculares y en el humo del cigarrillo, aunque en concentraciones despreciables. En la actualidad se presenta un creciente aumento de la producción anual de fenol ya que la demanda para el año 2000 fue de 4.87 billones de libras y se ha calculado que

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para el 2005 será de 5.07 billones de libras5, lo que representa un aumento de las emisiones al medio ambiente.

3.1.3 Niveles ambientales y exposición En general no es posible encontrar información sobre niveles de fenol en el aire en lugares apartados de sus fuentes de emisión, ya que se espera que estos sean menores a 1 ng Fenol/m3.6 Sin embargo en las áreas urbanas los niveles de fenol en el aire resultan superiores debido a las emisiones vehiculares, en general se presume que estas sean del orden de algunos µg Fenol/m3. Los niveles ambientales de fenol han sido monitoreados intensivamente en las áreas industrializadas, resultando mas elevados en los lugares con mayor concentración de industrias; a pesar de que los valores reportados varían según el tipo de industria se estima que los valores para un área urbana se aproximan a 0.12 µg/m3, mientras que para localidades cercanas a las fuentes de emisión los valores estimados pueden llegar a valores cercanos a los 200µg/m3, aunque no se posee suficiente información al respecto. Por otro lado es importante notar que se han reportado niveles considerables de fenol en sedimentos y aguas subterráneas producidas por polución industrial. La exposición ocupacional representa un riesgo importante, esta puede presentarse durante la producción del fenol o su manipulación, durante la aplicación de resinas fenólicas y otras actividades industriales. A continuación se presenta una tabla con las máximas concentraciones permitidas de Fenol y otros compuestos en el aire.

Máximas Concentraciones Permitidas De Algunas Sustancias Peligrosas En El Aire (mg/m3)

Nº Substances Chemical Formula

Average over 24hrs

Maximum One Occasion

1 Acrylonitrile CH2=CHCN 0,2 - 2 Ammonia NH3 0,2 0,2 3 Aniline C6H5NH2 0,03 0,05 4 Anhydrious

vanadium V2O5 0,002 0,05

5 Arsenic (inorganic As 0,003 -

5 Tomado de la página de Internet http://www.the-innovation-group.com/ChemProfiles/Phenol.htm recuperado el 28 de Febrero de 2004 6Tomado de la página de Internet INTERNATIONAL PROGRAMME ON CHEMICAL SAFETY. http://www.inchem.org/documents/ehc/ehc/ehc161.htm#SectionNumber:1.4 recuperado en Febrero 8 de 2004

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compound, as As) 6 Hydrogen arsenic AsH3 0,002 - 7 Acetic acid CH3COOH 0,06 0,2 8 Hydrochloric acid HCl 0,06 - 9 Nitric acid HNO3 0,15 0,4 10 Sulfuric acid H2SO4 0,1 0,3 11 Benzene C6H6 0,1 1,5

Particles containing SiO2

- dianas 85-90% SiO2

0,05 0,15

- diatomic brick 50% SiO2

0,1 0,3

- cement 10% SiO2 0,1 0,3

12

- dolomite 8% SiO2 0,15 0,5 13 Particles containing

asbestos none none

14 Cadmium (metal and oxide) as Cd Cd 0,001 0,003

15 Carbon disulfide CS2 0,005 0,03 16 Carbon

tetrachloride CCl4 2 4

17 Chloroform CHCl3 0,02 - 18 Tetraethyl lead Pb(C2H5)4 none 0,005 19 Chlorine Cl2 0,03 0,1 20 Benzidine NH2C6H4C6H4N

H2 none none

21 Chromium-metal and compound Cr 0,0015 0,0015

22 1,2 -Dichlorethane C2H4Cl2 1 3 23 DDT C8H11Cl4 0,5 - 24 Hydrogen fluoride HF 0,005 0,02 25 Formaldehyde HCHO 0,012 0,012 26 Hydrogen sulfide H2S 0,008 0,008 27 Hydrogen cyanide HCN 0,01 0,01 28 Manganese and

compound (as MnO2)

Mn/MnO2 0,01 -

29 Nickel (metal and compound) Ni 0,001 -

30 Naphthalene 4 - 31 Phenol C6H5OH 0,01 0,01

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32 Styrene C6H5CH=CH2 0,003 0,003 33 Toluene C6H5CH3 0,6 0,6 34 Trichloroethylene ClCH=CCl2 1 4 35 Mercury (metal and

compound) Hg 0,0003 --

36 Vinylchloride ClCH=CH2 - 13 37 Gasoline 1,5 5,0 38 Tetrachloroethylene C2Cl4 0,1 -

Tabla 27 Máximas concentraciones permitidas de diferentes sustancias

3.1.4 Efectos en el hombre Se conoce un amplio rango de efectos adversos para la salud humana debidos a exposición al fenol ya sea por ruta dérmica, oral o inhalación, los efectos locales incluyen irritación de la piel, membranas mucosas y ojos, así como hinchazón de las membranas conjuntivas, y en algunos casos la pérdida de la visión.8 Por ingestión de fenol se pueden presentar irritaciones del tracto gastrointestinal; los efectos locales producto de una exposición dérmica varían desde un blanqueamiento sin dolor del tejido, hasta una profunda necrosis del mismo. Una dosis oral de 1 gramo de Fenol puede ser letal para el hombre, sin embargo existen casos documentados de pacientes que han sobrevivido a la ingestión de cantidades superiores. Por absorción sistémica sus efectos incluyen daños al sistema nervioso central, arritmias cardíacas, shock cardiovascular acidosis metabólica, hiperventilación, dificultad al respirar, daño del hígado, al bazo, falla renal aguda, daño renal, efectos neurológicos como convulsiones, coma y muerte; la dosis más baja reportada en un caso de muerte por ingestión es de 4.8 gramos, la muerte ocurrió dentro de los diez minutos subsiguientes a la ingestión.9 La capacidad de envenenamiento a través de inhalación de vapores de Fenol es bien conocida, sin embargo no se conocen casos de muerte por esta vía de exposición; los

7 Tomado de la página de Internet Tomado de la página de Internet: AIR QUIALITY MAXIMUM ALLOWABLE CONCENTRATRION OF HAZARDOUS SUBSTANCES IN AMBIENT AIR TCVN 5938-1995. http://law.nus.edu.sg/apcel/dbase/vietnam/regs/viraah.html recuperado en Marzo 3 de 2004 8 Tomado de la página de Internet OCCUPATIONAL SAFETY AND HEALTH GUIDELINE FOR PHENOL http://www.osha.gov/SLTC/healthguidelines/phenol/recognition.html recuperado en Febrero 12 de 2004 9 Tomado de la página de Internet INTERNATIONAL PROGRAMME ON CHEMICAL SAFETY. http://www.inchem.org/documents/ehc/ehc/ehc161.htm#SectionNumber:1.7 recuperado en Febrero 8 de 2004

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síntomas asociados con ésta incluyen, mareos, dolores musculares, escalofríos, anorexia, fuertes dolores de cabeza, vértigo, cambios en el color de la orina y drásticos descensos en la temperatura corporal; el umbral humano para exposición a vapores de Fenol se encuentra en un rango desde 0.021 a 20 mg/m3 en aire.10 En la actualidad se estudian los efectos y el potencial carcinogénico de esta sustancia.

3.1.5 Valores de exposición y Regulación11 1. IDLH (Immediately Dangerous to Life or Health): 250 ppm (NIOSH, 1997) Es el valor que se considera inmediatamente peligroso para la vida o la salud establecido por The National Institute for Occupational Safety and Health (NIOSH). 2. TLV TWA: 5 ppm For Pure Phenol. Skin (ACGIH, 1999) Es el valor límite del umbral de exposición al Fenol establecido por la American Conference of Governmental Industrial Hygenists (ACGIH), que define la concentración promedio de una sustancia a la que puede ser expuesto un trabajador en un periodo determinado de tiempo, típicamente de ocho horas. La reglamentación incluye la notación [skin] que significa que la ruta cutánea de exposición, incluyendo membranas mucosas y ojos, contribuye a la exposición total. 3. TLV STEL: 10 ppm For Pure Phenol. Skin (ACGIH, 1999) es un valor límite del umbral para una exposición al Fenol de corto plazo (STEL), para periodos de exposición no mayores de 15 minutos, determinado por la American Conference of Governmental Industrial Hygenists (ACGIH), la reglamentación incluye la notación [skin] que significa que la ruta cutánea de exposición, incluyendo membranas mucosas y ojos, contribuye a la exposición total. 4. OSHA PEL: TWA 5 ppm (19 mg/m3)[skin] Es el límite permisible de exposición (PEL)de la Occupational Safety and Health Administration (OSHA), expresado en TWA, que corresponde a una concentración promedio de 8 horas , que se cree es la concentración a la cual la mayoría de los trabajadores pueden estar expuestos durante un día de ocho horas de trabajo. Esta regulación incluye una notación [skin] que significa que la ruta cutánea de exposición, incluyendo membranas mucosas y ojos, contribuye a la exposición total. 5. NIOSH REL: TWA 5 ppm (19 mg/m3) C 15.6 ppm (60 mg/m3) [15-minute] [skin] Es el límite recomendado de exposición (REL), establecido por The National Institute for Occupational Safety and Health (NIOSH), corresponde a un límite expresado en TWA, que corresponde a una concentración promedio de 8 horas , que se cree es la concentración a la cual la mayoría de los trabajadores pueden estar expuestos en un día de más de diez horas de trabajo y una semana de cuarenta horas de trabajo.

10 ibid. 11 Tomado de la página de Internet Phenol Chemical Backgrounder http://www.nsc.org/library/chemical/Phenol.htm recuperado en marzo 1 de 2004

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Así mismo establece un límite de exposición a corto plazo (STEL) de 15.6 ppm (60mg/m3) para periodos de exposición que no excedan los 15 minutos. Esta regulación incluye la notación [skin] que significa que la ruta cutánea de exposición, incluyendo membranas mucosas y ojos, contribuye a la exposición total. 6.ERPG-1: 10 ppm (AIHA, 1999) Es la máxima concentración en el aire por debajo de la cual se considera que la mayoría de los individuos pueden estar expuestos por más de una hora sin experimentar nada más que moderados y pasajeros efectos en la salud, o percibir un olor molesto establecida por la American Industrial Hygiene Association(AIHA)y hace parte de la Guía del plan de Emergencia de Respuesta (Emergency Response Planning Guideline) de la misma asociación.12 7.ERPG-2: 50 ppm (AIHA, 1999) Corresponde a la máxima concentración en el aire por de bajo de la cual se considera que todos los individuos pueden estar expuestos por más de una hora sin experimentar o desarrollar efectos irreversibles o serios en la salud o síntomas que impidan la habilidad del individuo de tomar acciones protectoras estipulada por la American Industrial Hygiene Association(AIHA) y hace parte de la Guía del plan de Emergencia de Respuesta (Emergency Response Planning Guideline) de la misma asociación.

8. ERPG-3: 200 ppm (AIHA, 1999) Se refiere a máxima concentración en el aire por debajo de la cual se considera que todos los individuos pueden estar expuestos por más de una hora sin experimentar o desarrollar efectos que amenacen la vida señalada por la American Industrial Hygiene Association(AIHA) y hace parte de la Guía del plan de Emergencia de Respuesta (Emergency Response Planning Guideline) de la misma asociación.

3.2 Ozono

3.2.1 Identificación El ozono es una molécula compuesta de tres átomos de oxígeno, los enlaces atómicos entre estos son bastante débiles, razón por la cual la molécula reacciona fácilmente con otras especies químicas. El ozono es un constituyente importante de la atmósfera, aunque su papel varía fundamentalmente con la altura. Aproximadamente el 90% del ozono atmosférico constituye la capa de ozono o estratósfera, mientras el 10 % restante se encuentra en la

12 Tomado de la página de Internet THE FIRST RESPONDER http://www.imakenews.com/aristatek/e_article000102475.cfm recuperado en mazo 2 de 2004

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baja atmósfera o tropósfera donde se considera el principal componente del smog por ser un oxidante fotoquímico. El ozono se forma a por efecto de la radiación solar a partir de óxidos de nitrógeno (NOx, NO2 y NO, cuyas fuentes de emisión provienen en aproximadamente un 85% por fuentes vehiculares, y en un 15% por la industria) y de COV compuestos orgánicos volátiles como el Fenol que se consideran precursores del Ozono.

ONONO +⇒2 Ecuación 1

32 OOO ⇒+ Ecuación 2

223 ONOONO +⇒+ Ecuación 3

2NOCOVNO ⇒+ Ecuación 4

Las primeras tres reacciones presentadas existen en la naturaleza y se encuentran en equilibrio entre sí, por lo cual la concentración de Ozono permanecería constante; sin embargo en al actualidad se encuentran presentes en el aire los COV, que a través de la oxidación transforman el óxido de nitrógeno (NO) en dióxido de nitrógeno (NO2); éstos toman el puesto del ozono en la tercera reacción (ver Ecuación 4). De esta forma se produce NO2 sin que se consuma Ozono, por lo cual su concentración en el aire aumenta. En general la concentración del Ozono en la tropósfera depende de los dos precursores, sin embargo según estudios realizados en áreas rurales demuestran que allí la formación de Ozono se encuentra determinada por los NOx; lo cual significa que en estas áreas se podrían obtener una mayor reducción en los niveles de Ozono a través de la reducción de las emisiones de NOx y no a través de la reducción de las emisiones de COV. Por el contrario en las áreas industriales las emisiones de COV´s juegan un papel fundamental en el origen de las elevadas concentraciones de Ozono, por lo cual su reducción es materia de estudio.

3.2.2 Efectos en la salud humana La característica que hace que el Ozono sea particularmente agresivo es su potencial oxidante, ya que el tercer átomo de Oxígeno le proporciona una alta reactividad a la molécula, la cual le permite atacar rápidamente los tejidos biológicos y las moléculas bioquímicas. Por otro lado su baja solubilidad en agua, al entrar en las vías respiratorias no reacciona con el moco protector y penetra hasta las regiones más sensibles del epitelio respiratorio, cerca del 91 % del Ozono aspirado se asimila por las vías respiratorias y

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por los pulmones. Al penetrar las membranas celulares destruye su estructura y abre paso a una serie de reacciones del tejido. El tejido puede reaccionar produciendo sensación de quemazón en los ojos y en la garganta, sensación de opresión en el tórax, y dolor en el pecho al inhalar profundamente, inflamación en el tracto respiratorio hasta los pulmones, reducción del rendimiento físico y la capacidad pulmonar (según la OMS puede ser del 5al 10 % en presencia de 200 mg/m3 de Ozono).13 Es importante resaltar que la sensibilidad varía según el individuo, adicionalmente depende de la concentración del contaminante, el tiempo de exposición y el esfuerzo físico que realiza la persona ya que a mayor esfuerzo, más fuerte se sentirá la reacción.14

3.2.2.1 El ozono y la salud En general se considera que las personas que sufren de asma reaccionan en una forma más intensa al Ozono que las personas sanas. Lo anterior se debe a que la inflamación de las vías respiratorias causada por el Ozono es bastante más grave en los pacientes asmáticos, ya que la presencia del Ozono puede incrementar el efecto de otros agentes irritantes, lo cual puede dar lugar a nuevos problemas de salud en el individuo. Por otro lado debido a que el Ozono disminuye el intercambio gaseoso en los pulmones puede indirectamente empeorar la condición de individuos con insuficiencia cardiaca, enfermedades coronarias y anemia.

3.2.2.2 Efectos a largo plazo Existen indicios que prueban que la exposición permanente al Ozono puede llevar a un deterioro permanente de la función pulmonar y causar daños crónicos en la mucosa nasal en localidades que presentan niveles elevados de Ozono como es el caso de Cuidad de México y el estado de California en Estados Unidos. A continuación se presenta una tabla que sintetiza el porcentaje de la población que se puede ver afectado según la concentración de Ozono a la que se encuentra expuesta.

13 Tomado de la página de Internet L´ÓZONOhttp://www.greenpeaceticino.ch/immaginiAriaPulita/ozono.html recuperado en marzo 15 de 2004. 14 Tomado de Medici per l’ambiente, Documentazione sull’ozono, 1999.

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0 ninguna ninguna ninguna100 ninguna ninguna ninguna200 personas sensibles 10% 15%300 hasta 30% 15% 30%400 50% 25% más de 50%

Limitacion de la función pulmonar (10 % más sensible de la

población)

Irritación de las mucosas (total de la

población)Ozono µg/m3

Limitación de la función pulmonar

(total de la población)

Tabla 315Porcentaje de la población que se puede ver afectado según la exposición al Ozono

3.2.3 Efectos ambientales Durante las épocas más cálidas del año, los elevados niveles de Ozono repercuten en los cultivos ya que una elevada concentración de este tipo de contaminante puede dañar visiblemente las hojas y tallos de diferentes especies vegetales; este deterioro se acentúa en áreas rurales en proximidad a zonas urbanas industrializadas. El efecto de la contaminación a largo plazo repercute en una disminución en el crecimiento de los cultivos, y por lo tanto de la productividad, en especial de especies como el trigo y otros cereales. Con la carga de Ozono actual se estima que las pérdidas en las cosechas puede variar entre un 5 y un 15%, según la región y el tipo de cultivo.16 En general en los árboles y especies vegetales el Ozono penetra los estomas de las hojas y agrede las membranas celulares causando mutaciones en las proteínas, las cuales pierden su integridad física y su capacidad de transporte, y producen antioxidantes (metabolitos y enzimas) como mecanismo de defensa. Las hojas pierden eficiencia fotosintética debido al cierre de numerosos estomas y de la lenta asimilación de carbono debida a la menor actividad de las enzimas involucradas en la fotosíntesis. A corto plazo los daños pueden no ser evidentes, sin embargo largo plazo estos pueden manifestarse con repercusiones en el crecimiento de las especies vegetales, provocando en un caso extremo una disminución de la biodiversidad de algunos ecosistemas.

15 Tomado de la página de Internet Organización Mundial de la Salud http://www.wpro.who.int/whd/2003/WHD2003_Brochure_Spanish.pdfrecuperado en Marzo 18 de 2004. 16 Tomado de “Aria di casa Mia - La protezione dell'aria in Svizzera, 1996”

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3.3 Biofiltración La Biofiltración es una técnica por medio de la cual un contaminante en fase gaseosa se convierte en productos de oxidación cono dióxido de carbono, agua y sales inorgánicas. Esta técnica ha sido empleada desde los años sesenta, sin embargo durante la última década su uso ha incrementado en algunos países industrializados en el tratamiento de grandes volúmenes de corrientes de aire con bajas concentraciones de contaminante. En un proceso típico de Biofiltración se hace pasar la corriente de gas contaminado a un pre-acondicionador de la corriente donde se remueven las partículas y se humidifica el gas en caso de ser necesario. La corriente acondicionada se hace pasar de forma ascendente a través de un Biofiltro activo que consiste en un reactor de lecho empacado con un material orgánico o inerte, el cual proporciona a los microorganismos una superficie para su inmovilización y crecimiento. A medida que la corriente gaseosa atraviesa el lecho, el contaminante se difunde de la fase gaseosa a la fase líquida o sólida que se encuentra en el lecho, y posteriormente se transfiere a los microorganismos donde es biodegradado. La selección del medio puede afectar el desempeño del Biofiltro, ya que éste determina las condiciones ambientales para los microorganismos, sin embargo éstos constituyen el componente más relevante en Biofiltro ya que llevan a cabo la transformación o destrucción del contaminante. En general en la naturaleza se encuentran diferentes tipos de microorganismos adecuados para el tratamiento de una amplia gama de contaminantes, sin embargo en algunos casos se requiere que sean especializados por lo cual se deben aclimatar para tratar un contaminante específico y son pocos los casos en los que se utilizan cepas genéticamente modificadas. El uso de este tipo de tecnología constituye una alternativa interesante frente a las tecnologías convencionales de purificación de gases ya que a través de la Biofiltración se pueden alcanzar eficiencias cercanas al 90%17 en la remoción de los contaminantes del aire más comunes; adicionalmente los costos de inversión y operación resultan bajos para corrientes de aire donde la concentración de contaminante no supera las 1000 ppmv, y los requerimientos energéticos son mínimos.18 Sin embargo el uso de esta técnica no permite alcanzar eficiencias de remoción mayores al 98% ni mantener una estabilidad en el proceso como lo hacen las tecnologías que no dependen de la actividad biológica.

3.4 Pseudomona Aeruginosa La Pseudomona Aeruguinosa es un bacilo perteneciente a la familia de Pseudomona gaseae, tiene forma de bastón, con un diámetro promedio de 0,4 – 0,5 µm y una

17 Referencia[12] 18 ibid

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longitud en promedio 2 - 3 µm19. Se encuentra en suelos, agua, plantas y animales incluido el hombre, siendo nociva para los tres últimos. Los requerimientos nutricionales son mínimos, gracias a la capacidad de las Pseudomonas de crecer en agua destilada y soportar una amplia gama de condiciones físicas. La Pseudomona Aeruguinosa tiene favoritismo por un medio ambiente húmedo, como suelos, aguas y plantas, así como en el hombre, la infección ocurre en sitios húmedos como la parte inferior de la pelvis, axilas y oído, es un patógeno frecuente y destructor en el ojo humano, producir enfermedades en la piel y en las mucosas e infectar con facilidad los huesos en especial de pacientes con sistema inmunológico debilitado, y.20 La cepa utilizada en el desarrollo del proyecto fue suministrada por el CIMIC (Centro de Investigaciones Microbiológicas) de la Universidad de los Andes. Esta fue obtenida tras realizar tres aislamientos de Pseudomona aeruginosa de la región del municipio de Tame en Arauca, de una subregión conocida como Capachos, en la cual se realizó bioremediación por landafming de lodos aceitosos con una concentración de 240.000 partes por millón, logrando una degradación a valores entre 8.000 y 10.000 partes por millón. Posteriormente se dio inicio a la realización de estudios fisiológicos y moleculares de los tres aislamientos; en primera instancia se percibió la cepa como una bacteria prometedora para la remediación de Fenol en aguas. Lo anterior fue constatado experimentalmente por el estudiante de Ingeniería Química Leonel Chitiva21, utilizando las técnicas de inmovilización de células en Alginato de Calcio y en espumas de Poliuretano, obteniendo una degradación de 200 partes por millón entre siete y catorce días. Posteriormente la estudiante de Maestría en Ingeniería Ambiental Johana Galindo22 llevó a cabo un estudio para la degradación de Fenol en un cultivo continuo obteniendo una degradación del 80%. Las células utilizadas fueron previamente activadas con Fenol a una concentración superior a 100 partes por millón, por lo cual la fase de aclimatación se llevó a cabo antes de dar inicio a las pruebas de Biofiltración.

19 Tomado de la página de Internet http://fai.unne.edu.ar/biologia/bacterias/micro1.htm recuperado en Junio 20 de 2004. 20 Tomado de la página de Internet http://www.telenocheinvestiga.com/notas/28-06-00/laboratorio/r03.htm recuperado en Mayo 5 de 2004 21 Referencia [19] 22 Referencia [18]

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4 MATERIALES Y MÉTODOS

4.1 Materiales y equipos Por condiciones de seguridad y con el fin de evitar la exposición a los vapores de Fenol durante la experimentación se trabajó bajo una campana de extracción ubicada en el CIMIC de la Universidad de los Andes Para la generación de la corriente de gas contaminado se utilizaron dos recipientes burbujeadores de Vidrio con capacidad para 250 mililitros, uno para agua y uno para fenol, cada uno de ellos cuenta con un capilar de vidrio que termina en un dispersor, el cual se encuentra inmerso en el líquido contenido en el burbujeador. En la Figura 1 se presenta una fotografía de uno de los recipientes utilizados en el montaje.

Figura 1 Recipiente Burbujeador

Cada recipiente fue conectado a una bomba marca Shiruba SP- 109E que le suministra un flujo de aire que se introduce al burbujeador por medio de una manguera acoplada al capilar de vidrio, como se puede apreciar en la Figura 1, posteriormente el aire suministrado por la bomba entra en contacto con el líquido a través del dispersor y deja el recipiente burbujeador a través de la salida del mismo, la cual se conecta posteriormente a una manguera de látex. Las mangueras de látex correspondientes a cada uno de los burbujeadores se acoplan en una T de vidrio de 17 milímetros de diámetro externo para producir la corriente de gas contaminado y llevarla al filtro.

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El Biofiltro consiste en una columna de 14 centímetros de altura y 3,95 centímetros de diámetro, sellada herméticamente en cada uno de sus extremos. El Biofiltro es de flujo ascendente, en su extremo superior el flujo de aire es regulado por medio de una llave que impide o facilita el flujo a través de la manguera, un septum disponible para la toma de muestras gaseosas, una derivación Facultativa para ser utilizada en el transporte de fluidos desde y hacia el Biofiltro sin hacer uso de las mangueras de entrada y salida.

Figura 2 Biofiltro comercial

El extremo inferior cuenta con los mismos elementos que el superior, adicionalmente se acopló una micromalla de cobre del diámetro de la columna para sostener el lecho filtrante así como facilitar la distribución homogénea del gas y evitar taponamientos en la salida del líquido. En la Figura 3 se presenta el Biofiltro utilizado en la experimentación.

Figura 3 Biofiltro modificado

El compost utilizado para el montaje fue adquirido en un establecimiento comercial, en presentación de un kilogramo de la empresa Forza.

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Para mantener la temperatura del inóculo dentro del filtro se emplea un bombillo de 40 vatios, el cual se coloca a un costado del filtro y se conecta en la parte exterior de la campana extractora.

4.2 Montaje del Experimento Las bombas utilizadas en el montaje son comúnmente empleadas para suministrar aire a acuarios y peceras. La calibración de las mismas se llevó a cabo cronometrando el tiempo que el aire tardaba en desplazar un volumen conocido de agua, en la Gráfica 2 se presenta la curva de calibración de las bombas con su correspondiente regresión lineal.

Caudal bombas de aire

y = 16,961x + 27,738R2 = 0,94990

20

40

60

80

100

120

140

0 1 2 3 4 5 6

Posición bomba

Cau

dal L

/h Calibraciónbombas

Lineal(Calibraciónbombas)

Gráfica 2 Curva de Calibración de las bombas utilizadas

A partir de lo anterior se consideró un flujo promedio de entrada de 100 L/h ya que cada una de las bombas se encontraba en capacidad de suministrar mínimo 49 L/h de aire al sistema. Una vez determinado el caudal de aire proporcionado por cada una de las bombas se procedió a determinar cada una de las corrientes del sistema. Inicialmente se calculó la fracción de fenol por medio de su presión de vapor a la temperatura de operación Por medio de la siguiente ecuación se determinó la fraccion de Fenol en la corriente Q2, que se puede observar en la Figura 4.

PatmPsatyFenol = Ecuación 5

A partir de ese dato se calculó la fracción de aire en Q2

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FenolAire yy −=1 Ecuación 6

Para conocer la masa de cada componente en la corriente se multiplicó el peso total por la fracción y para obtener el volumen por componente se dividió la masa encontrada sobre la respectiva densidad. Una vez conocido el valor de Q2 se utilizaron el balance Global y el balance por componentes realizado en todo el sistema, con el fin de obtener el valor de Q1, y utilizando las siguientes ecuaciones. Balance de Fenol [ ] [ ] 23 *2*3 QFenolQQFenolQ = Ecuación 7

Balance Global 123 QQQ += Ecuación 8 A continuación se presentan las tablas que resumen los datos utilizados y los valores obtenidos para cada una de las corrientes.

Componente Densidad gr/cm P̂vapor KpaFenol 1,07 0,074998Aire 0,001204 -Agua 1 2,337 Tabla 4 Propiedades Físicas de las sustancias

Q1 Q2 Q3

43,9491773 56,0508227 100

0 0,00083369 0,0004672922,3779862 0 9,83494082977,622014 999,999166 990,164592Aire

Volumen (L)Componentes (cm3/L)

FenolAgua

Tabla 5 Valores de las corrientes

A continuación se presenta un esquema del montaje que se llevó a cabo, en el cual se especifican los números que identifican cada una de las corrientes especificadas en la Tabla número 5.

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Figura 4 Esquema del montaje

Es importante notar que para la toma de muestras gaseosas a la entrada y salida del filtro se prepararon las conexiones necesarias para realizarlas cuando fuera necesario, los fragmentos de manguera destinados para tal propósito se encuentran obstruidos por medio de pinzas sujetadoras metálicas que interrumpen el paso de gas.

4.3 Diseño del Experimento Con el fin de obtener una planeación efectiva de la toma de muestras se llevó a cabo un diseño de experimentos, para así realizar una selección adecuada de las variables de respuesta de modo que a través de su monitoreo sea posible obtener información suficiente y relevante sobre el experimento realizado. El diseño del experimento se realizó bajo el diseño factorial de hk; donde k describe los factores independientes que influyen sobre el experimento tales como la concentración de contaminante a la entrada del filtro, el crecimiento de los microorganismos pH, temperatura y porcentaje de humedad, para este caso sólo se tuvo en cuenta la primera variable en el diseño de experimento. El parámetro h corresponde a los niveles a los que se van a tomar las medidas es decir a una concentración baja, media y alta de contaminante. Según la técnica de diseño de fracción factorial, se obtiene un sistema experimentalmente eficiente. Para esta caso serán k= 1 y h= 3 entonces dará 31 y como resultado tres corridas para la fase de experimentación. El desarrollo de la fase experimental se llevó a cabo según el diseño presentado en la Tabla 6.

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40-50%

-

Porcentaje de HumedadControl

MonitoreoCrecimiento de los microorganismos

RangoParámetro

pHTemperarura

5-924-30 °C

Concentración de Fenol en la corriente de entradaVariación 500, 600 y 700 mg/m3

Tabla 6 Parámetros del diseño de experimento

4.4 Montaje El primer paso a seguir fue mantener un porcentaje de humedad en el suelo que garantizara un microentorno adecuado para el crecimiento de los microorganismos alrededor del 50 %, para lo cual se añadieron 50ml de agua a 115 gr de compost. Teniendo en cuenta lo anterior para la realización del inóculo se realizó el cultivo en 5 mililitros de un medio de cultivo compuesto de una solución de peptona, extracto de carne y agua, que posteriormente fue adicionado a 45 ml de agua y así completar los 50 ml requeridos para el inóculo. Una vez homogeneizado el compost, se procedió a introducirlo en el Biofiltro, el cual se acopló posteriormente al sistema, por medio de un soporte universal y una abrazadera que lo sostiene a la altura deseada. En una probeta graduada de 100 mililitros se midieron 100 mililitros de Agua y 100 de Fenol que fueron introducidos dentro de los recipientes burbujeadores respectivamente, estos fueron conectados a las bombas de aire y acoplados al montaje experimental. En la Figura 5 se presenta una fotografía del montaje terminado.

Figura 5 Montaje Terminado

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4.5 Toma de Muestras

4.5.1 Crecimiento de los Microorganismos Para evaluar el crecimiento de los microorganismos se tomaron muestras cada 48 para tener datos del primer, tercer y quinto día de experimentación. Se tomaron muestras de suelo del Biofiltro, que consisten en 10 gramos de compost, cada una de éstas fue diluida en 10 ml de agua, y agitadas en un Shaker durante 15 minutos para homogeneizarlas. Posteriormente se deja sedimentar la muestra, se toma un mililitro del sobrenadante y se diluye en 9 mililitros de Agua destilada estéril para obtener una dilución de 10-1, a partir de la cual se realizan las siguientes diluciones según la concentración que se desea sembrar. En cajas de Petri estériles con un medio de Cetrimida se coloca el inóculo y por medio de un rastrillo estéril se esparce en el medio y se lleva a la incubadora por 48 horas. Una vez finalizadas las 48 horas de incubación se observan las colonias desarrolladas en el medio, éstas presentan una coloración verde- fluorescente, y se procede a contarlas. La toma de muestras se realizó con la protección adecuada para evitar el contacto con las células y la contaminación por fenol.

4.5.2 Concentración de Fenol La concentración de Fenol de entrada y salida del biofiltro se monitoreó con una frecuencia diaria, tomando dos muestras al día con un intervalo de tiempo de tres horas entre éstas. Para la toma de muestras se burbujeó un volumen conocido de aire a una velocidad entre 75 y 105 L/h en 100 mililitros de una solución de NaOH a pH ± 10.23 El gas se burbujea en un recipiente de vidrio con capacidad de un litro, el cual se acopla por medio de mangueras de látex para la toma de muestras gaseosas de la corriente de entrada o salida del Biofiltro, según lo que se desee registrar; la muestra se toma del líquido almacenado en el recipiente y posteriormente es analizada. En la Figura 6 se presenta una fotografía que esquematiza el recipiente utilizado para la toma de muestras acoplado al montaje.

23 Referencia [5] y [11]

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Figura 6 Burbujeador para la Toma de muestras gaseosas

La concentración de Fenol en cada una de las muestras se evaluó por medio del método de la 4-aminoantipirina24. En este método se realiza una dilución de la muestra según la concentración que se espera encontrar; 1:100 ó 1:5 para concentraciones superiores a 10ppm, y 1:10 para concentraciones inferiores a 10 ppm. A cada muestra se le agregan 0.5 ml de Hidróxido de Amonio (NH4OH) 2N para ajustar el pH, 0.25 ml de 4-aminoantipirina al 2% para concentrar el fenol, y se oxida 0.25ml de K3Fe(CN)6 al 8 para producir un compuesto coloreado, se agita y se deja reposar 15 minutos. Luego se lee la trasmitancia de cada muestra en el espectrofotómetro a 510 nm, se realiza la conversión a Absorbancia por medio de la siguiente ecuación.

]log[2 TAbs −= Ecuación 9 Finalmente se determina la concentración en ppm sobre una curva de calibración previamente realizada y se multiplica por el factor de dilución empleado. En la Gráfica 3 se presenta a curva de calibración realizada con la regresión lineal utilizada para el análisis de las muestras.

24 Referencia [14]

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Curva de calibración (absorbancia)

y = 0,1442x + 0,0605R2 = 0,9767

00,1

0,20,30,4

0,50,60,7

0,80,9

0 1 2 3 4 5 6

Concentración ppm

Abso

rban

cia

Concentracion-Absorbancia

Lineal(Concentracion-Absorbancia)

Gráfica 3Curva de calibración concentración de Fenol

4.5.3 Contenido de Humedad El contenido de humedad del lecho fue determinado por medio de la técnica del peso Seco; la toma de muestras se realizó directamente del Biofiltro, con la misma frecuencia que se tomaron para la realización del control microbiológico. Cada muestra fue pesada en un Erlenmeyer seco de 50 ml y llevada al horno durante 24 horas a 105°C, una vez enfriadas se pesan nuevamente y se procede a determinar la cantidad de agua presente en la muestra.

4.5.4 pH y temperatura Las variables de pH y temperatura fueron monitoreados diariamente durante la fase de experimentación con el fin de llevar un control adecuado de las variables que podían afectar el montaje. El pH del filtro se midió por medio de papel indicador de pH tanto en el interior del Biofiltro como en las muestras líquidas utilizadas para el control microbiológico. La temperatura se midió diariamente con un termómetro de mercurio dentro de la campana de extracción.

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5 EXPERIMENTACIÓN

5.1 Pruebas Preliminares Se llevaron a cabo una serie de pruebas preliminares con el fin de establecer si debían realizarse modificaciones en el montaje experimental. Inicialmente se probó el montaje con agua en los dos burbujeadores para comprobar la salida de gas después del Biofiltro, y para evaluar si la malla soportaba por completo el peso del medio filtrante. Una vez comprobado esto, se llevó a cabo una semana de ensayos a una concentración de 500mg/m3 de Fenol. Se comprobó la salida de gas después del Biofiltro, se observó una disminución en el nivel en el burbujeador de Agua, mientras que no se observó una disminución apreciable de nivel en el burbujeador de Fenol. Durante estos ensayos, se llevó a cabo un control del crecimiento de los microorganismos, realizando un cultivo el primer, tercer y quinto día de experimentación, en la Gráfica 4 se presentan los datos obtenidos.

RecuentoPseudomonas

0,00E+001,00E+052,00E+053,00E+054,00E+055,00E+056,00E+057,00E+058,00E+059,00E+051,00E+061,10E+06

1 3 5

Tiempo (días)

Unid

ades

For

mad

oras

de

Col

onia

RecuentoPseudomonas

Gráfica 4 Recuento Pseudomonas pruebas Preliminares

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Figura 7 Cultivo 29 Marzo Pruebas preliminares

Figura 8 Cultivo 31 de Marzo pruebas preliminares

Figura 9 Cultivo 2 Abril Pruebas preliminares

86*103

Cultivo 29 Marzo

16*104

Cultivo 31 Marzo

11*105

Cultivo 2 Abril

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Como se puede apreciar en la Gráfica 4 y en las Figuras 7, 8 y 9, correspondientes a cada uno de los cultivos realizados, se observa un crecimiento de la cepa del primer al tercer día de 74.000 unidades y del tercero al quinto día 940.000 unidades; lo cual indica que la cepa efectivamente encuentra una fuente de carbono en el Biofiltro. Igualmente se realizaron medidas de pH en el Biofiltro y temperatura en la cámara obteniendo un comportamiento predominantemente constante. los valores de pH se encontraron entre 6 y 8, mientras que los valores registrados de temperatura oscilaron entre 24 y 28 °C. Adicionalmente se observó el comportamiento de la humedad en el Biofiltro, notando que el lecho se secaba notablemente, por lo anterior se procedió a adicionar 2 mililitros de agua al día para reducir el impacto de tal fenómeno.

5.2 Control Abiótico El propósito de realizar un control abiótico es verificar que la disminución de la concentración de Fenol en la corriente de gas se debe a la efectiva acción de los microorganismos y no a fugas en el sistema o en las conexiones, ni a fenómenos de absorción del gas en el lecho filtrante. Para la realización del control Abiótico se dispuso el montaje en las mismas condiciones en que se realizó con los microorganismos, y se hizo pasar a través del Biofiltro la corriente contaminada a una concentración de Fenol de 500mg/m3 a un flujo de 100 L/h. Igualmente era importante evaluar las pérdidas del montaje para tenerlas en cuenta al momento de determinar la capacidad y eficiencia de remoción del Biofiltro y así mismo evitar errores al establecer las condiciones de operación del mismo. Para cuantificar la concentración de Fenol en la corriente de entrada y salida del Biofiltro se tomaron nueve muestras en el curso de la semana, los resultados obtenidos se presentan en la Gráfica 5.

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Concentración de Fenol

100

105

110

115

120

125

130

135140

145

150

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

Muestra

Con

cent

raci

ón p

pm

Concentracion entradaConcentracion Salida

Gráfica 5 Concentración de Fenol Control Abiótico

Se puede observar que la diferencia entre la concentración alimentada y la concentración efectiva en la salida del Biofiltro corresponde a un promedio de 6,3 ppm sin necesidad de la acción de los microorganismos, debido probablemente a pérdidas por mangueras y conexiones o a fenómenos físicos como absorción, sin embargo debido a que la diferencia entre la concentración alimentada y la concentración de salida es mínima, dichas pérdidas no se consideran significativas. En el momento de analizar la remoción efectiva del Biofiltro se tendrá en cuenta la disminución en la concentración de Fenol en la corriente de alimentación. Es importante resaltar que el flujo promedio alimentado al Biofiltro es de aproximadamente 100 L/h, y el flujo a la salida de éste corresponde a aproximadamente 75 L/h. La disminución de un 25% en el flujo de alimentación es debida a la porosidad de la columna de lecho filtrante.

5.3 Control sin flujo de contaminante Adicionalmente se realizó un control con un flujo de aire equivalente a 100 L/h al igual que en las pruebas anteriores, no obstante se utilizó únicamente agua en los dos burbujeadores, con el fin de evaluar si la cepa utilizada empleaba efectivamente el Fenol como fuente de carbono para su crecimiento, o si por el contrario utilizaba nutrientes contenidos en el compost o alguna fuente diferente al Fenol de la corriente de gas contaminado. Para este control se evaluó el crecimiento de los microorganismos, así como se realizaron pruebas de humedad, pH y temperatura.

IQ-2004-I-05

36

5.3.1 Crecimiento de los microorganismos El crecimiento de los microorganismos se monitoreó realizando un cultivo el primer, tercer y quinto día, los resultados obtenidos se presentan en la Gráfica 6.

Recuento Pseudomonas Control sin Fenol

0,00E+00

2,00E+05

4,00E+05

6,00E+05

8,00E+05

1,00E+06

1,20E+06

1 3 5

Tiempo (días)

Unid

ades

For

mad

oras

de

colo

nia

Recuento pseudomonas

Gráfica 6 Recuento de Pseudomonas para el control sin Fenol

Figura 10 Cultivo 19 Abril Control sin Flujo de Contaminante

112*104

Cultivo 19 Abril

IQ-2004-I-05

37

Figura 11Cultivo 21 Abril sin Flujo de Contaminante

Figura 12 Cultivo 23 Abril sin flujo de Contaminante

Como se puede apreciar en la Gráfica 6, así como en las Figuras 10, 11 y 12, el cultivo realizado el primer día dio como resultado un total de 112*104 unidades, posteriormente en el cultivo realizado en el tercer día se observa un decrecimiento considerable en el número de microorganismos hasta 2*105 en el quinto día, lo anterior se explica debido a la ausencia de sustrato necesario para el metabolismo de la cepa.

5.3.2 Humedad En cuanto a las pruebas de humedad que se le realizaron al lecho, se puede decir que el porcentaje de humedad se mantiene aproximadamente constante pues su variación no es

3*105

Cultivo 21 Abril

2*105

Cultivo 23 Abril

IQ-2004-I-05

38

mayor al 10 %, igualmente, gracias a los datos obtenidos por medio de este control se corroboró lo encontrado en los primeros ensayos preliminares con relación a la adición de 2 mililitros diarios de agua al montaje para mantener la humedad en el lecho en un valor aproximadamente constante. En la Gráfica 7 se presentan los datos obtenidos para el porcentaje de humedad.

% Humedad Control sin Fenol

0

10

20

30

40

50

60

1 3 5

Tiempo (días)

% H

umed

ad

%Humedad

Gráfica 7 Porcentaje de humedad Control sin Flujo de Contaminante

Se puede notar que el contenido de humedad oscila entre el 40 y 50 % en el Biofiltro, en este rango es posible tener un lecho lo suficientemente húmedo para el inóculo de los microorganismos, así evitar un flujo de líquido en la parte inferior del Biofiltro.

5.3.3 pH y Temperatura Con respecto a los valores de pH y temperatura registrados, se puede observar un comportamiento predominantemente constante, a continuación se presentan los valores obtenidos, vale la pena notar que estos datos fueron tomados con frecuencia diaria durante toda una semana. En la Gráfica 8 se presentan los resultados obtenidos.

IQ-2004-I-05

39

pH control sin Fenol

012345678

1 2 3 4 5

Tiempo (días)

pH

pH control sin Fenol

Gráfica 8 pH en el Biofiltro Control sin Flujo de Contaminante

Como se puede notar el valor de pH permanece aproximadamente constante, lo cual indica que las variaciones son mínimas, esto favorece la adecuada evolución de la actividad celular ya que la cepa utilizada se desempeña adecuadamente en un rango de pH de 5 a 9; por lo cual no resulta necesario neutralizar el lecho filtrante.

Temperatura control sin Fenol

0

5

10

15

20

25

30

1 2 3 4 5Tiempo (días)

Tem

pera

tura

°C

Temperatura control sinFenol

Gráfica 9 Temperatura en la cámara control sin Flujo de contaminante

Los valores registrados para la temperatura dentro de la cámara de extracción se mantienen alrededor de los 25°C como se puede observar en la Gráfica 9, lo cual permite asegurar que la temperatura para el crecimiento de la cepa utilizada resulta adecuada, ya que ésta se desarrolla mejor en un rango entre 25 y 30°C, la temperatura registrada corresponde a un valor menor al que efectivamente se puede registrar en el interior del Biofiltro, debido al carácter exotérmico de la reacción de oxidación del Fenol.

IQ-2004-I-05

40

5.4 Pruebas a 500 mg / m3

Como se mencionó anteriormente, se seleccionaron tres concentraciones diferentes para la realización de las pruebas, la menor concentración a la que se llevó a cabo la experimentación fue de 500mg/m3, lo cual corresponde a una concentración de 130 partes por millón en la corriente de gas de entrada al Biofiltro, con un flujo de aire equivalente a 100 L/h. Se evaluó el crecimiento de los microorganismos, la concentración de Fenol a la entrada y salida de Biofiltro, pH y temperatura.

5.4.1 Concentración de Fenol Las muestras para analizar la concentración de Fenol tanto en la corriente de entrada del Biofiltro como a la salida, se tomaron en la misma forma que aquellas del control abiótico. Los resultados obtenidos se presentan en la Gráfica 10.

Concentración de Fenol500 mg/m3

050

100150200250300350400450500550

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Muestra

Con

cent

raci

ón m

g/m

3

Concentracion EntradaConcentracion Salida

Gráfica 10 Concentración de Fenol 500mg/m3

Se puede observar una tendencia predominantemente constante en la concentración de entrada al Biofiltro, los cambios en esta se pueden deber a ligeras variaciones en la temperatura. En cuanto a la concentración de salida se puede notar que en las primeras cuatro muestras es ligeramente mayor que en las restantes. Se pueden observar valores entre 80 y 90 mg/m3en las dos primeras muestras, es decir las muestras correspondientes al primer día de experimentación, una disminución para las dos siguientes muestras, correspondientes al segundo día y a partir de la quinta, es decir el tercer día, se puede notar una tendencia constante, inferior a los 20 mg/m3.

IQ-2004-I-05

41

5.4.2 Crecimiento de los Microorganismos El crecimiento de la cepa, se evaluó de la misma forma en que se evaluó en las pruebas anteriores. En la Gráfica 11 se presentan los datos obtenidos.

Recuento Pseudomonas 500 mg/m3

0,00E+00

1,00E+05

2,00E+05

3,00E+05

4,00E+05

5,00E+05

1 3 5

Tiempo (días)

Uni

dade

s F

orm

ador

as

de C

olon

ia

Recuento Pseudomonas

Gráfica 11 Recuento Pseudomonas 500 mg/m3

Figura 13Cultivo 3 Mayo 500 mg/m3

4*104

Cultivo 3 Mayo

IQ-2004-I-05

42



Como se puede apreciar en la Gráfica 11 así como en las figuras 13,14 y 15, se obtuvo una población inicial de 40.000 unidades, luego se presenta un crecimiento de 160.000 unidades del primer al tercer día, y por último un crecimiento de 200.000 unidades entre el tercero y el quinto día, lo cual indica un efectivo crecimiento de las Pseudomonas gracias al uso del Fenol como fuente de carbono.

5.4.3 Humedad Se realizaron pruebas de humedad al lecho, continuando con la adición de 2 mililitros de agua al día buscando adicionarlos por medio de una jeringa en la parte inferior del Biofiltro por ser la que más humedad pierde. En la Gráfica 12 se presentan los datos obtenidos para las pruebas de porcentaje de humedad en el lecho.

2*105

Cultivo 5 Mayo

4*105

Cultivo 7 Mayo

IQ-2004-I-05

43

%Humedad 500 mg/m3

0

10

20

30

40

50

60

1 3 5

Tiempo (días)

% H

umed

ad

%Humedad

Gráfica 12 Porcentaje de Humedad a 500 mg/m3

Como se puede apreciar en la Gráfica 12, se presentó una variación cercana al 7 % en 100 horas ( 5 días), por lo cual el porcentaje de humedad se encuentra entre el 40 y 50%, al igual que en las pruebas anteriores. Por lo anterior se considera que el lecho contiene la humedad suficiente para albergar la cepa, y para evitar el flujo de líquido en la parte inferior del Biofiltro.

5.4.4 pH y Temperatura En cuanto a los valores de pH y temperatura se mantuvo un comportamiento aproximadamente constante, los datos se tomaron con frecuencia diaria, así como en los anteriores ensayos.

pH 500mg/m3

012345678

1 2 3 4 5

Tiempo (días)

pH

pH 500mg/m3

Gráfica 13 pH en el Biofiltro a 500 mg/m3

Como se aprecia en la Gráfica 13, los datos obtenidos para el pH en el Biofiltro presentan una variación mínima, alrededor del valor de neutralidad.

IQ-2004-I-05

44

Temperatura 500mg/m 3

0

5

10

15

20

25

30

1 2 3 4 5Tiempo (días)

Tem

pera

tura

°CTemperatura 500mg/m3

Gráfica 14Temperatura en la Cámara a 500 mg/m3

Como se puede apreciar en la Gráfica 14,los valores de la temperatura oscilan alrededor de los 25°C, sin presentar variaciones abruptas.


La siguiente concentración seleccionada fue 600mg/m3, ésta corresponde a una concentración de 156 ppm en la corriente de gas de entrada al Biofiltro, con un flujo de aire equivalente a 120 L/h y los siguientes valores en cada una de las corrientes.

Q1 Q2 Q3

39,2868153 80,7131847 120

0 0,00083369 0,0005607522,3779862 0 7,32633175977,622014 999,999166 992,673108Aire


FenolAgua

Tabla 7Valores de las corrientes 600mg/m3

Así como en las pruebas realizadas a la concentración anterior se evaluó el crecimiento de los microorganismos, la concentración de Fenol a la entrada y salida de Biofiltro, pH y temperatura.

5.5.1 Concentración de Fenol Se llevó a cabo el mismo esquema de toma de muestras que en los ensayos anteriores, esta vez con un flujo de salida de aproximadamente 90 L/h, obteniendo los siguientes resultados.

IQ-2004-I-05

45

Concentración de Fenol600 mg/m3

050

100150200250300350400450500550600650

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Muestra

Con

cent

raci

ón m

g/m

3

Concentracion Entrada

Concentracion Salida

Gráfica 15 Concentración de Fenol 600mg/m3

En la Gráfica 15 se puede notar una tendencia constante en los valores correspondientes a la concentración de entrada al Biofiltro, así como en el caso anterior estas variaciones pueden deberse a ligeros cambios en la temperatura de la cámara o fluctuaciones del caudal. Con respecto a la concentración de Fenol a la salida del Biofiltro se puede observar que las primeras tres muestras presentan un valor superior a los 90 mg/m3, en la cuarta se observa una disminución y a partir de la quinta disminuye hasta un valor cercano a los 30 mg/m3, lo anterior denota que nuevamente la concentración de salida se estabiliza alrededor del tercer día.

5.5.2 Crecimiento de los Microorganismos. Los datos fueron tomados en la misma forma que para las pruebas anteriores, en la Gráfica 16 se presentan los datos obtenidos.


0,00E+00

5,00E+05

1,00E+06

1,50E+06

2,00E+06

2,50E+06

3,00E+06

3,50E+06

4,00E+06

4,50E+06

5,00E+06

1 3 5Tiempo (días)

Unid

ades

For

mad

oras

de

Colo

nia

Recuento Pseudomonas

Gráfica 16 Recuento Pseudomonas 600 mg/m3

IQ-2004-I-05

46

Figura 16 Cultivo 10 Mayo 600 mg/m3



10*104

Cultivo 10 Mayo

10*105

Cultivo 12 Mayo

45*105

Cultivo 14 Mayo

IQ-2004-I-05

47

Se puede apreciar en la Gráfica 16, al igual que en las figuras 16,17 y 18,una población inicial de 100.000 unidades, luego se observa un crecimiento de 900.000 unidades del primer al tercer día, y por último un crecimiento de 3´500.000 unidades entre el tercero y el quinto día, lo cual indica un eficaz crecimiento de la cepa, a partir del uso del Fenol de la corriente de gas suministrada.

5.5.3 Humedad Las pruebas de humedad del lecho se realizaron bajo el mismo esquema seguido en los ensayos anteriores, en la Gráfica 17 se presentan los datos obtenidos para las pruebas de porcentaje de humedad en el lecho.

%Humedad 600mg/m3

0

10

20

30

40

50

60

1 3 5Tiempo (días)

% H

umed

ad

%Humedad

Gráfica 17 Porcentaje de Humedad 600 mg/m3

Como se puede observar en la Gráfica 17, se presentó una disminución del porcentaje de humedad cercana al 6 % en 100 horas ( 5 días), en este caso, al igual que en el anterior, el porcentaje de humedad se mantiene entre 40 y 50%, lo cual evidencia un comportamiento similar al obtenido en los ensayos anteriores.

5.5.4 pH y Temperatura Se llevó a cabo el mismo esquema de toma de datos, obteniendo los siguientes resultados.

IQ-2004-I-05

48

pH 600mg/m3

012345678

1 2 3 4 5

Tiempo (días)pH

pH 600mg/m3

Gráfica 18 pH en el Biofiltro 600 mg/m3

Se puede observar en la Gráfica 18 que los valores de pH en el Biofiltro presentan una variación mínima, en un rango de 7,5 a 6,5, es decir bastante cercanos a la neutralidad.

Temperatura 600mg/m3

0

5

10

15

20

25

30

1 2 3 4 5

Tiempo (días)

Tem

pera

tura

°C

Temperatura600mg/m3

Gráfica 19 Temperatura en la cámara 600 mg/m3

Se observa en la Gráfica 19que la temperatura permanece en un rango entre los 24 y 27 °C, sin presentar picos o variaciones significativas.


La siguiente y ultima concentración utilizada fue 700mg/m3, ésta corresponde a una concentración de 182 ppm de Fenol en la corriente de entrada al Biofiltro, un flujo de aire correspondiente de 140 L/h y los siguientes valores en cada una de las corrientes.

Q1 Q2 Q330,1403875 109,859612 140

0 0,00083369 0,0006542122,3779862 0 4,81772268977,622014 999,999166 995,181623Aire


FenolAgua

Tabla 8Valores de las corrientes 700mg/m3

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49

Se evaluaron las mismas variables que para las dos concentraciones anteriores.

5.6.1 Concentración de Fenol Llevando la misma secuencia de toma de datos, teniendo con un flujo de salida de aproximadamente 105 L/h, los resultados obtenidos se presentan en la Gráfica 20.

Concentracion de Fenol700 mg/m3

050

100150200250300350400450500550600650700750

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Muestra

Con

cent

raci

ón m

g/m

3

Concentracion Entrada

Concentracion Salida

Gráfica 20 Concentración de Fenol 700 mg/m3

En la gráfica 20 se puede apreciar la tendencia constante de los datos correspondientes a la concentración de entrada al Biofiltro, al igual que en para las dos concentraciones anteriores. Con relación a la concentración a la salida del Biofiltro se puede observar que las primeras dos muestras, que corresponden al primer día, presentan valores superiores a los 100 mg/m3, la tercera presenta un valor superior a los 97 mg/m3, y la cuarta se encuentra por encima de los 70 mg/m3. A partir de la quinta muestra, correspondiente al tercer día, se aprecia una disminución de la concentración alrededor de los 50 mg/m3, al igual que en los dos casos anteriores, la concentración de salida alcanza un valor estable en torno al tercer día.

5.6.2 Crecimiento de los Microorganismos A continuación se presentan los datos obtenidos, recogidos con la misma metodología que en los ensayos anteriores.

IQ-2004-I-05

50


0,00E+00

2,00E+07

4,00E+07

6,00E+07

8,00E+07

1,00E+08

1,20E+08

1,40E+08

1,60E+08

1 3 5

Tiempo (días)

Unid

ades

form

ador

as d

e C

olon

ia

RecuentoPseudomonas

Gráfica 21 Recuento Pseudomonas 700mg/m3

Figura 19 Cultivo 17 mayo 700mg/m3

Figura 20 Cultivo 19 Mayo 700mg/m3

215*104

Cultivo 17 Mayo

4*106

Cultivo 19 Mayo

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51

Figura 21 Cultivo 21 Mayo 700mg/m3

Como se puede apreciar en la Gráfica 21, así como en las figuras 19, 20 y 21, se obtuvo una población inicial de 2´150.000unidades, posteriormente se presenta un crecimiento de 1´850.000 unidades entre el primer y tercer día, y por último un crecimiento de 1,56*108 unidades de tercer al quinto día, lo cual indica que efectivamente hay un crecimiento de la cepa.

5.6.3 Humedad Se realizaron las pruebas de la misma forma que para los casos anteriores obteniendo los resultados presentados en la Gráfica 22.

% Humedad 700mg/m3

0

10

20

30

40

50

60

1 3 5Tiempo (días)

% H

umed

ad

%Humedad

Gráfica 22 Porcentaje de Humedad 700 mg/m3

Como se puede observar se presentó un porcentaje de humedad inicial del 52,25 %, y una disminución a partir de éste aproximadamente del 5 % en 100 horas ( 5 días); al igual que en los casos anteriores, el porcentaje de humedad permanece entre 40 y 50%.

16*107

Cultivo 21 Mayo

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52

5.6.4 pH y Temperatura A partir del mismo sistema de toma de datos de las anteriores pruebas de obtuvieron los siguientes resultados.

pH 700mg/m3

012345678

1 2 3 4 5

Tiempo (días)

pH

pH 700mg/m3

Gráfica 23 pH en el Biofiltro 700 mg/m3

Como se puede notar en la Gráfica 23, los valores de pH en el Biofiltro no muestran una variación significativa, ya que se encuentran en un rango de 6,3 a 7.

Temperatura 700mg/m 3

0

5

10

15

20

25

30

1 2 3 4 5

Tiempo (días)

Tem

pera

tura

°C

Temperatura700mg/m3

Gráfica 24 Temperatura en la cámara 700 mg/m3

En la Gráfica 24 se puede observar que los valores de temperatura no presentan alteraciones significativas ya que se encuentran entre 25 y 27 °C.

IQ-2004-I-05

53

6. ANALISIS DE RESULTADOS

6.1 Concentración de Fenol Con respecto a la concentración de fenol es importante resaltar varios aspectos. Lo primero a tener en cuenta es que la disminución en la concentración de salida del Biofiltro no corresponde totalmente a la acción de los microorganismos pues como se pudo observar en el control realizado sin la cepa, la concentración de fenol disminuye debido a algunas pérdidas en el sistema y fenómenos de absorción del contaminante en el medio. En la Gráfica 25 se puede apreciar el porcentaje de remoción sin microorganismos y con microorganismos a las tres diferentes concentraciones.

Remoción de Fenol

0

10

20

30

40

50

60

70

80

90

100

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Muestra

% R

emoc

ión

Sin Microorganismos500 mg/m3600 mg/m3700 mg/m3

Gráfica 25 Porcentaje de Remoción con microorganismos y sin microorganismos.

Como se puede apreciar las barras blancas corresponden al porcentaje de remoción durante el control abiótico que se acerca a un valor del 5%, lo que indica que el porcentaje de remoción calculado directamente a partir de la concentración de salida del Biofiltro no corresponde a la remoción real ya que la concentración de Fenol en la corriente de entrada disminuye en promedio 6.3 partes por millón sin necesidad de la acción de los microorganismos. Por lo anterior se decidió tomar la concentración de salida del Biofiltro para cada una de las concentraciones utilizadas y adicionarle este valor para obtener un nuevo valor correspondiente a la verdadera concentración de Fenol en el gas de salida del Biofiltro. Los resultados del control sin microorganismos presentan una inclinación hacia el 5%, con valores superiores e inferiores, sin mostrar una tendencia a estabilizarse hacia el

IQ-2004-I-05

54

tercer día como si lo presentan los ensayos realizados con microorganismos, esto se debe a que la disminución en la concentración en el primer caso se produce por pérdidas y efectos aleatorios, mientras que en los otros casos la tendencia al equilibrio se debe a la presencia de los microorganismos y al tiempo necesario para que éstos alcancen un estado estable. A continuación se presentarán las gráficas correspondientes al porcentaje de remoción aparente y real para cada una de las concentraciones utilizadas.

Eficiencia de Remoción 500 mg/m3

75

80

85

90

95

100

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Muestra

Efic

ienc

ia %

Eficiencia RemociónEficiencia Real

Gráfica 26 Eficiencia de Remoción 500 mg/m3

Como se puede notar en la Gráfica 26, el valor de la eficiencia de remoción una vez se estabiliza alcanza valores cercanos al 96%, correspondientes a los presentados en la gráfica 6.1, sin embargo al tener en cuenta las pérdidas del sistema y la disminución en la concentración de Fenol sin microorganismos, se obtiene la eficiencia de remoción real, cuyos valores comienzan en un 77,66 %, aumentan y a partir de tercer día se tornan constantes alrededor del 91,8%, que es el valor de la eficiencia de remoción real a 500 mg/m3.

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55

Eficiencia de Remoción600 mg/m3

75

80

85

90

95

100

1 2 3 4 5 6 7 8 9

Muestra

Efic

ienc

ia %

Eficiencia RemociónEficiencia Real


Con la siguiente concentración sucede algo similar, la eficiencia de remoción aparente se estabiliza en un valor de 94,5%, como se observa en la Gráfica 27. A diferencia del caso anterior, en éste los valores iniciales resultan algo mayores, ya que inicia con una eficiencia real del 79,5%, esto podría deberse a que la población inicial de microorganismos es de 10*104, mayor a la población inicial utilizada con la concentración anterior 4* 104. Posteriormente se observa un aumento en el segundo día y una estabilización a partir del tercero alrededor del 90,5%,que se puede considerar como el valor de eficiencia del Biofiltro a 600 mg/m3.

Eficiencia de Remoción700 mg/m3

75

80

85

90

95

100

1 2 3 4 5 6 7 8 9Muestra

Efic

ienc

ia %

Eficiencia Remoción

Eficiencia Real


Con respecto a las pruebas realizadas a 700 mg/m3, se puede observar en la Gráfica 27 que la remoción aparente se estabiliza en un valor bastante inferior al de las dos concentraciones anteriores 92,8%.

IQ-2004-I-05

56

En este caso la eficiencia de remoción inicia en un valor superior al de las dos concentraciones anteriores, cercano al 81,35%, lo cual podría deberse a que la población inicial en este caso es bastante superior a la de los dos casos anteriores, 215*104, a pesar de este valor inicial, la eficiencia de remoción se mantiene en las tres primeras muestras, en la segunda muestra del segundo día se presenta un aumento hasta el 86,1% y a partir del tercer día se estabiliza alrededor del 89,4%. Como se observa en los datos presentados anteriormente, existe una disminución en el porcentaje de remoción del Biofiltro directamente proporcional con el aumento de la concentración de entrada de fenol, se pudo notar una disminución en la eficiencia en un rango de 1 a 1,5% por un aumento de 100 mg/m3 en la concentración de Fenol en la corriente de alimentación al Biofiltro. Lo anterior se puede apreciar en las Gráficas 29 y 30.

Eficiencia

80828486889092949698

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

Muestra

% E

ficie

ncia

500600700

Gráfica 29Eficiencia en el Biofiltro

Eficiencia real

7476788082848688909294

0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10

Muestra

% E

ficie

ncia

500600700

Gráfica 30 Eficiencia real del Biofiltro

Las Gráficas 29 y 30, evidencian lo mencionado anteriormente, en la primera se puede notar que las eficiencias se encuentran en un rango del 92 al 97%, mientras que la eficiencia real no supera el 92%, adicionalmente las gráficas indican que el Biofiltro presenta mayor eficiencia a concentraciones bajas de contaminante. Se realizó una gráfica de Capacidad de eliminación vs Carga para cada una de las concentraciones utilizadas una vez se llega al estado estable, ya que la capacidad de eliminación es el parámetro a utilizar en el escalamiento de un Biofiltro. Para esto se utilizaron las siguientes ecuaciones.

VfQCgiCE **η

= Ecuación 10

VfQCgiaC *arg = Ecuación 11

IQ-2004-I-05

57

CE vs. Carga

0

100000

200000

300000

400000

500000

600000

700000

800000

0 200000 400000 600000 800000

Carga(mg/m3*h)

CE (m

g/m

3 *h)

Datos Laboratorio100%

Gráfica 31 CE vs. Carga

La Gráfica 31, muestra una recta a 45°, que corresponde al caso ideal de una remoción total del contaminante, y muestra los valores correspondientes a los datos obtenidos durante la experimentación, se puede notar que a medida que se aumenta la concentración del contaminante en la corriente de entrada la pendiente de la recta disminuye, por lo cual el valor de la eficiencia disminuye. Esto corrobora lo mencionado anteriormente, ya que la mayor eficiencia se tiene a una concentración de 500 mg/m3, y en la Gráfica 31, es precisamente ése el punto más cercano a la recta de pendiente 1, por consiguiente a medida que la concentración aumente, la eficiencia disminuye. Sin embargo al no haber alcanzado la máxima capacidad de eliminación durante la fase de experimentación se confirma la necesidad de adelantar pruebas en un rango más amplio de concentraciones para evaluar los valores que permiten obtener un mejor desempeño del Biofiltro.

Eficiencia vs concentracion de entrada

80828486889092949698

100

300 400 500 600 700 800

Concentración mg/m3

% E

ficie

ncia

Gráfica 32 Eficiencia vs concentración de entrada de Fenol

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Se realizó una gráfica de Eficiencia vs. Concentración de fenol, Gráfica 32, donde se observa que existe una disminución aproximadamente lineal en el porcentaje de remoción del Biofiltro, proporcional al aumento de la concentración de fenol en la corriente de entrada. Debido a ese fenómeno, a mayores concentraciones de contaminante se esperarían eficiencias menores para el Biofiltro ya que es sabido que los sistemas de remediación biológica presentan un mejor desempeño a bajas concentraciones de contaminante.25 Se pudo apreciar una disminución en la eficiencia en un rango de 1 a 1,5% por un aumento de 100 mg/m3 en la concentración de Fenol en la corriente de alimentación, aunque a concentraciones más altas de contaminante la eficiencia podría disminuir en mayor proporción; ésto puede ratificarse por medio de los valores de eficiencia de remoción de Fenol encontrados en la literatura en el estudio realizado por Zilli et al.(1996)26,en el cual para concentraciones superiores a los 750 mg/m3, se alcanzaron eficiencias entre el 86 y 90%. Adicionalmente se calculó el tiempo de residencia en el Biofiltro, obteniendo un valor de 5,4 segundo para la primera concentración utilizada, 4,9 segundos para la segunda y 4,5 segundos para la tercera, como se puede apreciar en la Gráfica 33. Los valores obtenidos se compararon con aquellos reportados en la literatura para la remoción de Tolueno en un Biofiltro realizado por Zilli et. al27, ya que Biodegradabilidad del Tolueno es igual que la del Fenol. Para la biodegradación del Tolueno el tiempo de residencia se encuentra en un rango de 1,2 segundos a 4 minutos28, por lo cual el tiempo de residencia obtenido para la biodegradación de Fenol se ubica dentro del rango tolerable.

Tiempo de residencia

4,44,54,64,74,84,9

55,15,25,35,45,5

500 600 700Concentracion (mg/m3)

Tiem

po (

segu

ndos

)

Gráfica 33Tiempo de Residencia

25 Referencia [12] 26 Referencia[5] 27 Referencia [7] 28 Referencia [7]

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Es importante resaltar que el tiempo de residencia en un Biofiltro inoculado con microorganismos se reduce en comparación con uno sin inóculo ya que la acción de los microorganismos acelera el proceso de degradación del contaminante.

6.2 Crecimiento de los microorganismos Con respecto al crecimiento de los microorganismos, resulta complicado hacer una comparación entre las diferentes pruebas realizadas, puesto que la concentración inicial de microorganismos para cada semana fue diferente. Sin embargo fue posible establecer la concentración de microorganismos al primer, tercer y quinto día para cada concentración utilizada, y así mismo determinar el número de unidades en que aumentó la población. La Tabla 9 presenta el número de unidades de microorganismos presentes cada día a las diferentes concentraciones utilizadas.

Inicial 48 Horas 96 Horas500 mg/m3 4,00E+04 2,00E+05 4,00E+05600 mg/m3 1,00E+05 1,00E+06 4,50E+06700 mg/m3 2,15E+06 4,00E+06 1,60E+08

Tabla 9 Unidades Formadoras de Colonia

A partir de esas concentraciones se puedo estimar el crecimiento de la población entre el primer y tercer día, así como entre el tercer y quinto día obteniendo los valores presentados en la Tabla 10.

Inicial 48 Horas 96 Horas Total500 mg/m3 4,00E+04 1,60E+05 2,00E+05 3,60E+05600 mg/m3 1,00E+05 9,00E+05 3,50E+06 4,40E+06700 mg/m3 2,15E+06 1,85E+06 1,56E+08 1,58E+08

Tabla 10 Crecimiento de la población de Microorganismos

Con base en lo anterior se puede observar que para los tres casos el crecimiento entre el tercer y el quinto día es superior al que se observa entre el primer y el tercer día, esto se le puede atribuir a que durante los dos primeros días se presenta una fase de aclimatación de la Pseudomona al medio y al contaminante, esto se puede notar en las gráficas 29 y 30 donde se observa que durante los primeros días no hay una buena asimilación del contaminante ya que la cepa no ha alcanzado su estado estable y en promedio aprovecha solo un 80% del Fenol suministrado en la corriente de alimentación. A partir del tercer día se observa una remoción más alta del contaminante, la cual se mantiene constante hasta el quinto, y es cercana al 90%, lo que indica que la mayor parte del Fenol alimentado al Biofiltro está siendo consumida por las Pseudomonas, lo cual se refleja en el crecimiento del tercer al quinto día para los tres casos. Así mismo se puede notar que en general, al ser mayor la concentración de Fenol en la corriente de alimentación al Biofiltro el crecimiento de los microorganismos es mayor, a continuación se presenta el porcentaje de crecimiento para los tres casos.

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% 1er a 3 er día % 3er a 5o día

500 mg/m3 400 100600 mg/m3 900 350700 mg/m3 86,04651163 3900 Tabla 11 Porcentaje Crecimiento de los Microorganismos.

En la Tabla 11 se puede apreciar que para la primera concentración utilizada el porcentaje de crecimiento es menor que para la siguiente concentración, sin embargo para 700 mg/m3, el crecimiento entre el tercer y quinto día presenta un valor inferior a los dos casos anteriores del 86%, eso puede deberse a que la concentración inicial para este caso ya era lo suficientemente alta, 215*104, puesto que el aumento de la población del tercer al quinto día presenta un aumento bastante considerable. En general en cuanto al crecimiento de los microorganismos se puede observar que hay una efectiva asimilación del Fenol alimentado al Biofiltro. Lo anterior se pudo corroborar gracias al control realizado sin flujo de contaminante en el que al no suministrar Fenol a la cepa inoculada, se presentó una significativa disminución en la población de microorganismos, lo cual consolida la hipótesis de que los microorganismos utilizan el Fenol como única fuente de carbono para su metabolismo y no utilizan los nutrientes del compost para tales funciones.

6.3 Humedad en el Biofiltro Con respecto a las variaciones del porcentaje de humedad den el Biofiltro se pudo observar que no se presentó una variación significativa que permita establecer relaciones entre el contenido de humedad y otras variables significativas.

% Humedad

20

25

30

35

40

45

50

55

60

0 1 2 3 4 5

Tiempo (días)

% H

umed

ad

500

600

700

Gráfica 34 Porcentaje de Humedad en el Biofiltro

Como se observa en la Gráfica 34, el porcentaje de humedad se mantuvo para los tres casos en un rango entre el 40 y 50%, lo cual no permite establecer una relación entre la

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variación en el contenido de humedad y el flujo de entrada al Biofiltro o la concentración de Fenol, sin embargo es importante resaltar que a pesar de la adición de 2 mililitros de agua al día en el lecho, se presentó una disminución en promedio del 6% en el contenido de humedad. A pesar de la diminución presentada, el porcentaje de humedad reportado fue suficiente para albergar la cepa y evitar el flujo de líquido en la parte inferior del Biofiltro, ya que de no haber logrado esos propósitos se habría dado lugar a diferentes complicaciones en la experimentación. En general se puede decir que la disminución del contenido de humedad se presenta por dos factores, el primero es el carácter exotérmico de la reacción de oxidación del Fenol y la disminución de la humedad relativa del aire.

6.4 Efecto del pH y Temperatura en el Biofiltro Con relación a los efectos producidos por variaciones de pH y temperatura no es posible establecer relaciones entre estas variables y otras relevantes en el proceso, sin embargo en las Gráficas 35 y 36 se puede apreciar que en ninguno de los dos casos se presentaron variaciones significativas.

pH

012

3456

78

0 1 2 3 4 5

Tiempo (días)

pH

500600700

Gráfica 35 pH en el Biofiltro

Como se puede apreciar en la Gráfica 35 el valor del pH para los tres casos se encuentra en un valor de 7 ± 1, razón por la cual no fue necesario utilizar ninguna clase de solución para neutralizar el medio puesto que la cepa utilizada se desempeña correctamente en una rango de pH de 5 a 9.

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Temperatura

20

22

24

26

28

30

0 1 2 3 4 5

Tiempo (días)

Tem

pera

tura

°C

500600700

Gráfica 36 Temperatura en la cámara

A pesar que en la Gráfica 36 no se observan variaciones abruptas en la temperatura de la cámara, resulta importante notar que en los tres casos se mantuvo en un rango entre 24 y 27°C, en este rango de temperaturas es posible asegurar un crecimiento de la cepa utilizada, sin embargo resultaría más preciso tener un control de la temperatura interna del Biofiltro así como en la cámara para obtener un registro más adecuado de esta variable. 6.5 Aproximación a la cinética de remoción de Fenol Se realizó una breve evaluación de los parámetros cinéticos de la remoción de Fenol para tener una aproximación al orden de la cinética.

Concentración vs Tiempo

0

10

20

30

40

50

60

70

80

0 20 40 60 80 100

Tiempo (horas)

Con

cent

raci

ón (p

pm)

500mg/m3600mg/m3700 mg/m3

Gráfica 37 concentración de Fenol vs tiempo

Para lo anterior se realizó una Gráfica de concentración de fenol vs tiempo, Gráfica 37, a partir de la cual se halló el polinomio característico para cada una de las curvas.

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Posteriormente se procedió a derivar el polinomio y evaluarlo en el tiempo. En la Tabla 12 se puede apreciar el polinomio característico para cada uno de los casos, su respectiva derivada y el valor de R2 para cada polinomio.

R2

500 mg/m3 0,9697600 mg/m3 0,9235700 mg/m3 0,9207

dy/dx=0,0076x-0,5406dy/dx=0,005x-0,4374dy/dx=0,005x-0,411

Derivaday=0,0038x2-0,5406x+29,229y=0,0025x2-0,4374x+32,294y=0,0025x2-0,411x+35,614

Polinomio

Tabla 12 Valores del Polinomio característico y la derivada para cada una de las

concentraciones

Por último se realizó una gráfica en la cual el eje de las abscisas corresponde al logaritmo de la concentración de Fenol, y el de las ordenadas corresponde al logaritmo de la derivada evaluada en el tiempo, como se presenta en la Gráfica 38.

Cinética de Remocion de Fenol

-2

-1,5

-1

-0,5

0

0,5

0 1 2 3 4

ln Concentracion de Fenol

ln d

c/dt

500mg/m3

600mg/m3

700mg/m3

Lineal (500mg/m3)

Lineal (600mg/m3)

Lineal (700mg/m3)

Gráfica 38 Cinética de Remoción de Fenol

El orden de la cinética corresponde a la pendiente de cada una de las rectas trazadas, en la Tabla 13 se presenta el valor de la pendiente obtenida para cada una de las rectas trazadas, así como el valor de R2.

R2

500 mg/m3 0,983600 mg/m3 0,929700 mg/m3 0,945

0,9631,2891

Pendiente1,2408

Tabla 13 Orden de la cinética de Remoción de Fenol

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Se obtuvo una cinética aproximadamente de primer orden para los tres casos aunque para realizar una correcta estimación de los parámetros cinéticos habría sido necesario realizar un seguimiento más profundo de diferentes variables que no se tuvieron en cuenta para este proyecto como los perfiles de concentración a lo largo del Biofiltro, la porosidad del lecho, o los efectos de la difusión del gas a través del lecho. Sin embargo al comparar lo obtenido con los datos reportados en la literatura en el artículo realizado por Zilli et al.29, se podría decir que se tiene una buena aproximación ya que para el estudio citado se obtuvo una cinética de pseudo-primer orden, a pesar de no utilizar la misma cepa para la degradación.

29 Referencia [5]

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7 CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES • A partir de los resultados obtenidos en esta investigación se pudo confirmar que la

Biofiltración puede ser utilizada de manera eficiente para remover Fenol de una corriente gaseosa, a un costo menos elevado que las alternativas convencionales como la incineración, la adsorción en carbón activado o en resinas y la oxidación química entre otros.

• Se logró obtener una eficiencia de remoción del Biofiltro en un rango entre 91,8% y 89,4 % para el intervalo de concentraciones seleccionado, pesar de no haber logrado obtener en todos los casos una concentración de salida del Biofiltro por debajo del valor límite del umbral de exposición a vapores de Fenol en aire, (0,021 a 20 mg/m3)30.

• Al no haber tenido la misma concentración inicial de microorganismos para cada una de las corridas realizadas la eficiencia de remoción del contaminante pudo haberse afectado, adicionalmente esto no permitió realizar una comparación adecuada entre los tres casos evaluados, por lo cual para experimentaciones sucesivas resultaría necesario tener un mayor control en este aspecto.

• Se observó una buena capacidad de adaptación de la cepa a las variaciones en las condiciones de operación del Biofiltro.

• No se observó un deterioro de la capacidad de degradación de la cepa pese a que se utilizaron células provenientes de los cultivos realizados durante las diferentes etapas de la fase experimental para los inóculos de las fases siguientes.

• El Biofiltro no contó con un suministro continuo de aire impregnado de Fenol, a pesar de ello no se observó una disminución en la eficiencia de remoción del contaminante, lo cual constituye una ventaja para la aplicación de este tipo de tecnologías a procesos industriales, ya que una detención en el flujo de contaminante no representa un riesgo trascendental en el desempeño del Biofiltro

• El hecho de no haber alcanzado una capacidad máxima de eliminación durante la fase de experimentación confirma la necesidad de adelantar pruebas en un rango más amplio de concentraciones para evaluar los valores que permiten obtener un mejor desempeño del Biofiltro, al igual que determinar el comportamiento de la capacidad de eliminación y su dependencia con respecto a la carga.

• Finalmente se recomienda la realización de estudios adicionales para estimar los efectos de otros parámetros como los coeficientes de transferencia de masa, la porosidad del lecho filtrante, el comportamiento del filtro a diferentes concentraciones de contaminante, el perfil de éstas a lo largo del reactor y un estudio cinético detallado que permita determinar el orden de la reacción y si existe alguna inhibición por sustrato al alcanzar una determinada concentración, entre otros, con el fin de optimizar el proceso de Biofiltración para ser utilizado en aplicaciones industriales.

30 Tomado de la página de Internet INTERNATIONAL PROGRAMME ON CHEMICAL SAFETY. http://www.inchem.org/documents/ehc/ehc/ehc161.htm#SectionNumber:1.7 recuperado en Febrero 8 de 2004

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REMOCION DE VAPORES DE FENOL EN UN FILTRO BIOLOGICO