Dra. Zulamita Medina de Aguilar

Conjunto de procedimientos y reglas a que son sometidos los tejidos para poder ser

estudiados microscópicamente.

Métodos de Examen HistológicoInmediato (En vivo)Sin reactivos Modificadores ( al estado

fresco). Coloración Vital (Intravital y Supravital)

Uso: Animales pequeños transparentes,

membranas transparentes, órganos opacos

Mediato (post morten) Uso de fijadores que detienen los procesos de putrefacción y conservan la estructura histológica que presentaban en vida.

Líquidos Indiferentes

Constituyen un medio adecuado para conservar la vida de ciertos elementos de los tejidos, durante un periodo

determinado de tiempo.

Naturales:PlasmaSuero SanguíneoLíquido Amniótico, líquido Ascítico y Humor

Acuoso

Artificiales:RingerLockerTyrodeLíquidos que contienen Cloruro de Sodio,

Potasio y Calcio

Procedimientos para la Obtención de la Muestra

CadáveresOrganismos Vivos (Biopsias)Animales Pequeños:

Sangría en BlancoTraumatismo Craneal

Fijación

Método histológico de preservación destinado a obtener preparados duraderos que conservan la estructura morfológica y química que presentan las células y tejidos

al estado vivo y que permite realizar posteriormente el resto de procedimientos

histológicos.

Características de un buen fijado

Actuar con RapidezAlto poder de Penetración para evitar la

autolisis.Conservar detalles estructurales que poseía

en vivoPermitir el uso de resto de Técnicas

HistológicasNo extraer SustanciaNo crear ArtificiosNo retraer excesivamente los tejidos

Teorías de la Fijación

Coagulando las proteínas sin combinarse con ellos (Alcohol, Acido Pícrico y Yodo)

Formando combinaciones químicas con las sustancias orgánicas forma nuevas sustancias estables

Reducción y formación de precipitados.

Oxidación de los tejidos.

Fijadores Químicos

Simples (1 sola sustancia)Formol al 10% (fijador universal)Alcohol Etílico Absoluto al 95%

(usado en estudios histoquímicos)Alcohol Metílico (usados para

frotis)Acido Osmico ( M.E.)Bicloruro de MercurioBicromato de Potasio al 3 a 5%

Fijadores QuímicosCompuestos:Líquido de Flemming

(Cromo-Osmio.Ac. Acético)Líquido de Zenker

(Bicromato sublimado- Ac. Acético).

Líquido de Helly( Zenker-formol).

Líquido de Bouin (Formol-Ac. Acético).

Líquido de Dubosca- Brasil

Fijadores FísicosDesecación (extendidos o frotis).Calor seco (Bacteriología en

frotis desecado)Calor húmedoFríoCongelación y Desecación

Estudios histoquímicos).

Elección de un Buen FijadorEstudios Citológicos: Acido Osmico, Liquido de Flemming (Fijación

Nuclear), Flemming sin Acido Acético, Zenker -Formol (Para fijar citoplasma)

Estudios Histoquímicos: Alcohol absoluto a 96º, Agentes Físicos, Calor,

Frió y Desecación, Incineración (Cenizas)Estudios Generales o Topográficos:Líquido de Zenker, de Helly , formol al 10%.

Relación entre el Tamaño de la Muestra y el Volumen del Fijador

Tamaño de la Muestra: conviene fijar piezas pequeñas que no excedan de 0,5-1 cm de espesor, al fijar con acido osmico el espesor debe ser de 1-3mm.

Relación entre el Tamaño de la Muestra y el Volumen del Fijador

Tiempo de Fijación: varia en relación al poder de penetración del fijador, del volumen de la pieza y de la temperatura de fijación, de 6-24 horas para el Flemming, de 12-24 horas para el Zenker y el Helly, Duboscq –Brasil y el formol al 10% de 3-4 horas.

Relación entre el Tamaño de la Muestra y el Volumen del Fijador

Volumen de Fijador: la cantidad de fijador a usar debe ser 40 a 50 veces mayor que el de la pieza o muestra a fijar. Estas no deben apoyarse sobre el fondo del frasco que la contiene.

Relación entre el Tamaño de la Muestra y el Volumen del Fijador

Lavado y Conservación de la Muestra: cumplido el tiempo de fijación se procede al lavado de las

mismas para eliminar los restos del fijador. Las piezas fijadas con líquidos a base de acido osmico y de bicarbonato(Flemming,Zenker y Helly) deberán

ser avadas con agua corriente, así como también las fijadas con formol al 10%; en cambio las fijadas con

Bouin, Duboscq-Brasil, no deben ser sometidas a lavado alguno.

Técnicas Histológicas

Deshidratación: Extracción del agua de los espacios intercelulares de la muestra.

Proceso:

Alcoholes 30º, 50º, 70º, 80º, 90º y dos baños 100º

Pureza del alcohol (xilol no blanquecino).Porque se realiza la Deshidratación ( La

inclusión se realiza con sustancias no miscibles con el agua que traen los tejidos).

Aclaración

Proceso mediante el cual se sumerge la muestra deshidratada en dos baños de xilol, benzol o toluol (impregnación por un disolvente de parafina)

Inclusión: La pieza deshidratada y aclarada, se sumerge en 2 baños de parafina (1 a 3 horas) en una estufa a no más de 56°C.

Parafina: Blandas Duras

Formación del Bloque

Cajas MetálicasBarras de LeuckatSimples Cajas de Papel

MicrotomosTubo Cilíndrico Hueco, con Pinza en su

InteriorMicrotomo de DeslizamientoMicrotomo de MinotMicrotomo de CongelaciónUltramicrotomo

Colorante: Sustancia que puede transferir su color a otra.

Coloración

ClasificaciónNaturales Animales (Carmín) Vegetales (Hematoxilina, Azafrán)Artificiales

Ácidos (Eosina o Eosinato Sódico)Básico (Azul de Metileno)Neutros (Eosinato de Azul de Mitileno)Indiferentes (Rojo Escarlata)

Teorías de la ColoraciónQuímica

Física

Teoría Físico-Química

Coloración OrtocromáticaColoración MetacromáticaSustancia CromotropaColoración DirectaColoración IndirectaColoración ProgresivaColoración Regresiva

Coloración PanópticaSustancia MordienteColoración PancrómicaColoración en MasaHematoxilina: Nuclear, Indirecta y

ProgresivaEosina: Citoplasmática, Directa y

Regresiva

Desparafinación antes de la ColoraciónProceso: Pasar el corte por dos baños de xilol.Porque se realizaExtensión y Adhesión del corte al Porta

ObjetoHidratación del corteAlcoholes de 100º, 90º, 80º, 70ºPorque se realizaDeshidratación del corte durante el proceso

de coloraciónAlcoholes, 70º, 80º, 90º, , 100º Porque se realiza

AclaraciónMontaje

VirajeDiferenciación