VI. KESIMPULAN

Berdasarkan tujuan, perhitungan dan pembahasan yang telah diuraikan sebelumnya, maka dapat ditarik beberapa kesimpulan berikut :Ada dua cara analisis menggunakan senyawa iodium yaitu titrasi iodimetri atau dengan iodometri dimana iodium terlebih dahulu dioksidasi oleh oksidator misalnya KI.Kadar tembaga dalam garam CuSO4.5H2O dapat ditentukan dengan cara iodometri.Indikator yang dipakai adalah amilum karena amilum sangat peka terhadap iodium dan terbentuk kompleks amilum berwarna biru cerah, saat ekivalen amilum terlepas kembali.Massa tembaga pada larutan diketahui sebesar 0,4321 gram dan kadar tembaga dalam larutan sebesar 43,21 %.LAPORAN PRAKTIKUM

KIMIA ANALITIK II

PERCOBAAN II

IODOMETRI DAN IODIMETRI

NAMA : ANNISA SYABATINI

NIM : J1B107032

KELOMPOK : 1

ASISTEN : SENIWATY

PROGRAM STUDI KIMIA

FAKULTAS MATEMATIKA DAN ILMU PENGETAHUAN ALAM

UNIVERSITAS LAMBUNG MANGKURAT

BANJARBARU

2009

PERCOBAAN II

IODOMETRI DAN IODIMETRI

I. TUJUAN PERCOBAAN

Tujuan percobaan praktikum ini adalah untuk menentukan kadar tembaga dalam kristal CuSO4.5 H2O.

II. TINJAUAN PUSTAKA

Istilah oksidasi mengacu pada setiap perubahan kimia dimana terjadi kenaikan bilangan oksidasi, sedangkan reduksi digunakan untuk setiap penurunan bilangan oksidasi.Berarti proses oksidasi disertai hilangnya elektron sedangkan reduksi memperoleh elektron. Oksidator adalah senyawa di mana atom yang terkandung mengalami penurunan bilangan oksidasi. Sebaliknya pada reduktor, atom yang terkandung mengalami kenaikan bilangan oksidasi. Oksidasi-reduksi harus selalu berlangsung bersama dan saling menkompensasi satu sama lain. Istilah oksidator reduktor mengacu kepada suatu senyawa, tidak kepada atomnya saja (Khopkar, 2003).

Oksidator lebih jarang ditentukan dibandingkan reduktor. Namin demikian, oksidator dapat ditentukan dengan reduktor. Reduktor yang lazim dipakai untuk penentuan oksidator adalah kalium iodida, ion titanium(III), ion besi(II), dan ion vanadium(II). Cara titrasi redoks yang menggunakan larutan iodium sebagai pentiter disebut iodimetri, sedangkan yang menggunakan larutan iodida sebagai pentiter disebut iodometri (Rivai, 1995).

Dalam proses analitik, iodium digunakan sebagai pereaksi oksidasi (iodimetri) dan ion iodida digunakan sebagai pereaksi reduksi (iodometri). Relatif beberapa zat merupakan pereaksi reduksi yang cukup kuat untuk dititrasi secara langsung dengan iodium. Maka jumlah penentuan iodimetrik adalah sedikit. Akan tetapi banyak pereaksi oksidasi cukup kuat untuk bereaksi sempurna dengan ion iodida, dan ada banyak penggunaan proses iodometrik. Suatu kelebihan ion iodida ditambahkan kepada pereaksi oksidasi yang ditentukan, dengan pembebasan iodium, yang kemudian dititrasi dengan larutan natrium tiosulfat. Reaksi antara iodium dan tiosulfat berlangsung secara sempurna (Underwood, 1986).

Iodium hanya sedikit larut dalam air (0,00134 mol per liter pada 25 0C), tetapi agak larut dalam larutan yang mengandung ion iodida. Larutan iodium standar dapat dibuat dengan menimbang langsung iodium murni dan pengenceran dalam botol volumetrik. Iodium, dimurnikan dengan sublimasi dan ditambahkan pada suatu larutan KI pekat, yang ditimbang dengan teliti sebelum dan sesudah penembahan iodium. Akan tetapi biasanya larutan distandarisasikan terhadap suatu standar primer, As2O3 yang paling biasa digunakan. (Underwood, 1986).

Larutan standar yang dipergunakan dalam kebanyakan proses iodometrik adalah natrium tiosulfat. Garam ini biasanya tersedia sebagai pentahidrat Na2S2O3.5H2O. Larutan tidak boleh distandarisasi dengan penimbangan secara langsung, tetapi harus distandarisasi terhadap standar primer. Larutan natrium tiosulfat tidak stabil untuk waktu yang lama. Sejumlah zat padat digunakan sebagai standar primer untuk larutan natrium tiosulfat. Iodium murni merupakan standar yang paling nyata, tetapi jarang digunakan karena kesukaran dalam penanganan dan penimbangan. Lebih sering digunakan pereaksi yang kuat yang membebaskan iodium dari iodida, suatu proses iodometrik (Underwood, 1986).

Metode titrasi iodometri langsung (kadang-kadang dinamakan iodimetri) mengacu kepada titrasi dengan suatu larutan iod standar. Metode titrasi iodometri tak langsung (kadang-kadang dinamakan iodometri), adlaah berkenaan dengan titrasi dari iod yang dibebaskan dalam reaksi kimia. Potensial reduksi normal dari sistem reversibel:

I2(solid) 2e 2I-

adalah 0,5345 volt. Persamaan di atas mengacu kepada suatu larutan air yang jenuh dengan adanya iod padat; reaksi sel setengah ini akan terjadi, misalnya, menjelang akhir titrasi iodida dengan suatu zat pengoksid seperti kalium permanganat, ketika konsentrasi ion iodida menjadi relatif rendah. Dekat permulaan, atau dalam kebanyakan titrasi iodometri, bila ion iodida terdapat dengan berlebih, terbentuklah ion tri-iodida:

I2(aq) + I- I3-

Karena iod mudah larut dalam larutan iodida. Reaksi sel setengah itu lebih baik ditulis sebagai:

I3- + 2e 3I-

Dan potensial reduksi standarnya adalah 0,5355 volt. Maka, iod atau ion tri-iodida merupakan zat pengoksid yang jauh lebih lemah ketimbang kalium permanganat, kalium dikromat, dan serium(IV) sulfat (Bassett, J. dkk., 1994).

Dalam kebanyakan titrasi langsung dengan iod (iodimetri), digunakan suatu larutan iod dalam kalium iodida, dan karena itu spesi reaktifnya adalh ion tri-iodida, I3-. Untuk tepatnya, semua persamaan yang melibatkan reaksi-reaksi iod seharusnya ditulis dengan I3- dan bukan dengan I2, misalnya:

I3- + 2S2O32- = 3I- + S4O62-

akan lebih akurat daripada:

I2 + 2S2O32- = 2I- + S4O62-

(Bassett, J. dkk., 1994).

Warna larutan 0,1 N iodium adalah cukup kuat sehingga iodium dapat bekerja sebagai indikatornya sendiri. Iodium juga memberi warna ungu atau merah lembayung yang kuat kepada pelarut-pelarut sebagai karbon tetraklorida atau kloroform dan kadang-kadang hal ini digunakan untuk mengetahui titik akhir titrasi. Akan tetapi lebih umum digunakan suatu larutan (dispersi koloidal) kanji, karena warna biru tua dari kompleks kanji-iodium dipakai untuk suatu uji sangat peka terhadap iodium. Kepekaan lebih besar dalam larutan yang sedikit asam daripada larutan netral dan lebih besar dengan adanya ion iodida (Underwood, 1986).

III. ALAT DAN BAHANA. Alat

Alat-alat yang digunakan dalam percobaan ini adalah neraca analitik, pipet volum, labu ukur 100 mL, erlenmeyer 250 mL, buret, dan beaker gelas., pipet tetes, dan botol semprot.B. Bahan

Bahan-bahan yang digunakan dalam percobaan ini adalah KIO3, H2SO4 2 N, larutan KI 10%, larutan Na2S2O3, larutan amilum 1%, garam (pembuatan larutan sampel), larutan KCNS atau NH4CNS 10% dan akuades.IV. PROSEDUR KERJA A. Pembakuan larutan Na2S2O3 dengan larutan baku KIO3Dengan teliti ditimbang 0,35 gram KIO3 dilarutkan dalam akuades kemudian memasukan secara kuantitatif ke dalam labu ukur 100 mlSampai batas diencerkan, dipipet 25 ml larutan baku KIO3 dan dimasukan dalam Erlenmeyer2 ml H2SO4 2 N dan 10 ml KI 10 %, ditambahkan kemudian dikocok. Larutan ini dititrasi dengan larutan baku Na2S2O3 sampai larutan berwarna kuning muda. Dengan akuades 25 ml diencerkan dan ditambahkan dengan 4 ml larutan amilum 10 %, titrasi dilanjutkan sampai warna biru hilang.

B. Penentuan Kadar Cu dengan Larutan Baku Na2S2O3Dengan teliti ditimbang 1,0 gram garam CuSO4, dilarutkan dalam akuades, dimasukkan secara kuantitatif ke dalam labu ukur 100 mL,Sampai tanda batas diencerkan, dan mengocok secara sempurna. Diambil 5 mL larutan ke dalam labu ukur 100 mL, mengencerkan dengan akuades sampai tanda batas, dan dikocok sempurna.10 mL larutan sampel dipipet, dimasukkan ke dalam erlenmeyer 250 mL, menambahkan 2 mL KI 10%, kemudian dikocok.I2 yang dihasilkan dititrasi dengan larutan baku thio sampai larutan berwarna kuning muda, kemudian menambahkan 2 mL larutan amilum 1% dan dilanjutkan titrasi sampai warna biru hampir hilang. 2 mL larutan KCNS 10%, ditambahkan warna biru akan timbul lagi, cepat-cepat dilanjutkan titrasi sampai warna biru tepat hilang. Dilakukan duplo

V. DATA HASIL PENGAMATANA. Hasil dan Perhitungan 1. HasilNoLangkah percobaanHasil pengamatan1.Pembakuan larutan Na2S2O3 dengan KIO3

-Menimbang 0,35 gr KIO3 + akuades dalam 100 ml labu ukur, Mengencerkan

- 25 ml KIO3 + 3 ml H2SO4 2N+ KI 10%,

mentitrasi dengan Na2S2O3 sampai warna kuning muda

+ 2 tetes amilum 1% menitrasi sampai warna biru tepat hilangLarutan kuning

V titrasi 1 = 0,3 ml

V titrasi 2 = 0,1 ml

V total = 0,4 ml2.Penentuan Kadar Cu dengan Na2S2O3

a. Menimbang 1 gr garam

- Melarutkan dalam akuades dan mengencerkan

- 10 ml larutan sampel + 2 ml KI 10% dan mengocok

- Menitrasi sampai warna kuning muda

- + 2 ml amilum 1% dan titrasi

- + 2 tetes KCNS 10%

b. Menimbang 1 gr garam

- Melarutkan dalam akuades dan mengencerkan

- 10 ml larutan sampel + 2 ml KI 10% dan mengocok

- Menitrasi sampai warna kuning muda

- + 2 ml amilum 1% dan titrasi

- + 2 tetes KCNS 10%kuning tua menjadi kuning muda

V = 0-3,6 ml

V = 3,6 7,7 ml

V = 7,7 8,2 ml

Tidak timbul warna biru lagi

V = 0-3,2 ml

V = 3,2 7,3 ml

V = 7,3 7,9 ml

V total titrasi 1 dan titrasi 2 = 1,1 ml

V rata-rata = 0,55 ml

2. Perhitungan

- Pembuatan Larutan Baku KIO3 0,1N

Massa KIO3 = 0,36 gr

BM KIO3 = 214,0064 gr/mol

V pengenceran = 0,1 L

N KIO3 = ..?

N KIO3 =

=

= 0,1009 N

- Pembakuan Larutan Baku Na2S2O3 dengan Larutan Baku KIO3 0,1N

N KIO3 = 0,1009 N

V KIO3 = 25 mL

V Na2S2O3 = 0,4 mL

N Na2S2O3 = ..?

N Na2S2O3 =

=

= 6,25N

- Penentuan Kadar Cu2+ dalam CuSO4.5H2O

V Na2S2O3 = 0,55 mL

N Na2S2O3 = 6,25 N

Massa sampel = 1 gr

% Cu2+ dalam sampel = ?

2 S2O32- + I2 S4O62- + 2I-

2 mgrek S2O32- = mgrek I2

2 (V x N) S2O32- = mol I2 x e I2

mol I2 = 2

= 2

= 0,0034375 mol

Reaksi :

2 Cu2+ + 4 I- 2 CuI- + I2

mol Cu2+ = 2 mol I2

= 2 x 3,4375 x 10-3 mol

= 6,8 x 10-3 mol

massa Cu2+ = mol Cu2+ x BA Cu2+

= 6,8 x 10-3 mol x 63,546 mol

= 0,4321 gr

% Cu dalam sampel =

=

= 43,21 %

B. Pembahasan

Garam KIO3 mampu mengoksidasi iodida menjadi iod secara kuantitatif dalam larutan asam. Oleh karena itu digunakan sebagai larutan standar dalam proses titrasi Iodometri ini. Selain itu juga karena sifat Iod itu sendiri yang mudah teroksidasi oleh oksigen dalam lingkungan sehingga iodida mudah terlepas. Reaksi ini sangat kuat dan hanya membutuhkan sedikit sekali kelebihan ion hidrogen untuk melengkapi reaksinya. Namun kekurangan utama dari garam ini sebagai standar primer adalah bahwa bobot ekivalennya yang rendah. Larutan standar ini sangat stabil dan menghasilkan iod bila diolah dengan asam :

IO3- + 5I- + 6H+ 3 I2 + 3H2O

Larutan KIO3 memiliki dua kegunaan penting, pertama, adalah sebagai sumber dari sejumlah iod yang diketahui dalam titrasi, ia harus ditambahkan kepada larutan yang mengandung asam kuat, ia tak dapat digunakan dalam medium yang netral atau memiliki keasaman rendah. Yang kedua, dalam penetapan kandungan asam dari larutan secara iodometri, atau dalam standarisasi larutan asam keras. Larutan baku KIO3 0,1 N dibuat dengan melarutkan beberapa gram massa kristal KIO3 yang berwarna putih dengan menggunakan aquades dan mengencerkannya.1. Pembakuan Larutan Na2S2O3 dengan Larutan Baku KIO3

Percobaan ini menggunakan metode titrasi iodometri yaitu titrasi tidak langsung dimana mula-mula iodium direaksikan dengan iodida berlebih, kemudian iodium yang terjadi dititrasi dengan natrium thiosulfat. Larutan baku yang digunakan untuk standarisasi thiosulfat sendiri adalah KIO3 dan terjadi reaksi:

Oksidator + KI I2

I2 + 2Na2S2O3 2NaI + Na2S4O6

Natrium tiosulfat dapat dengan mudah diperoleh dalam keadaan kemurnian yang tinggi, namun selalu ada saja sedikit ketidakpastian dari kandungan air yang tepat, karena sifat flouresen atau melapuk-lekang dari garam itu dan karena alasan-alasan lainnya. Karena itu, zat ini tidak memenuhi syarat untuk dijadikan sebagai larutan baku standar primer. Natrium tiosulfat merupakan suatu zat pereduksi, dengan persamaan reaksi sebagai berikut :

2S2O32- S4O62- + 2e-

Pembakuan larutan natrium tiosulfat dapat dapat dilakukan dengan menggunakan kalium iodat, kalium kromat, tembaga dan iod sebagai larutan standar primer, atau dengan kalium permanganat atau serium (IV) sulfat sebagai larutan standar sekundernya. Namun pada percobaan ini senyawa yang digunakan dalam proses pembakuan natrium tiosulfat adalah kalium iodat standar.

Larutan thiosulfat sebelum digunakan sebagai larutan standar dalam proses iodometri ini harus distandarkan terlebih dahulu oleh kalium iodat yang merupakan standar primer. Larutan kalium iodat ini ditambahkan dengan asam sulfat pekat, warna larutan menjadi bening. Dan setelah ditambahkan dengan kalium iodida, larutan berubah menjadi coklat kehitaman. Fungsi penambahan asam sulfat pekat dalam larutan tersebut adalah memberikan suasana asam, sebab larutan yang terdiri dari kalium iodat dan klium iodida berada dalam kondisi netral atau memiliki keasaman rendah. Reaksinya adalah sebagai berikut :

IO3- + 5I- + 6H+ 3I2 + 3H2O

Indikator yang digunakan dalam proses standarisasi ini adalah indikator amilum 1%. Penambahan amilum yang dilakukan saat mendekati titik akhir titrasi dimaksudkan agar amilum tidak membungkus iod karena akan menyebabkan amilum sukar dititrasi untuk kembali ke senyawa semula. Proses titrasi harus dilakukan sesegera mungkin, hal ini disebabkan sifat I2 yang mudah menuap. Pada titik akhir titrasi iod yang terikat juga hilang bereaksi dengan titran sehingga warna biru mendadak hilang dan perubahannya sangat jelas. Penggunaan indikator ini untuk memperjelas perubahan warna larutan yang terjadi pada saat titik akhir titrasi. Sensitivitas warnanya tergantung pada pelarut yang digunakan. Kompleks iodium-amilum memiliki kelarutan yang kecil dalam air, sehingga umumnya ditambahkan pada titik akhir titrasi. Jika larutan iodium dalam KI pada suasana netral dititrasi dengan natrium thiosulfat, maka :

I3- + 2S2O32- 3I- + S4O62-

S2O32- + I3- S2O3I- + 2I-

2S2O3I- + I- S4O62- + I3-

S2O3I- + S2O32- S4O62- + I-

Dari hasil perhitungan diketahui besarnya konsentrasi natrium thiosulfat yang digunakan sebagai larutan baku standar sebesar 6,25 N.2. Penentuan Kadar Cu2+ dengan Larutan Baku Na2S2O3

Pada penentuan kadar Cu dengan larutan baku Na2S2O3 akan terjadi beberapa perubahan warna larutan sebelum titik akhir titrasi. Tembaga murni dapat digunakan sebagai standar primer untuk natrium thiosulfat dan direkomendasikan jika thiosulfat harus digunakan untuk menetapkan tembaga. Potensial standar pasangan Cu(II) Cu(I) adalah +0,15 V dan karena itu iod merupakan pengoksidasi yang lebih baik dari pada ion Cu(II). Tetapi bila ion iodida ditambahkan ke dalam larutan Cu(II) akan terbentuk endapan Cu(I).

2Cu2+ + 4I- 2CuI(s) + I2

Penentuan kadar Cu2+ dalam larutan dengan bantuan larutan natrium tiosulfat yang dilakukan mengencerkan 5 mL sampel garam hingga 100 mL dan mengambil 10 mL hasil pengenceran tersebut untuk ditambahkan dengan larutan KI 10% dan menitrasi dengan larutan baku natrium tiosulfat hingga larutan yang semula berwarna coklat tua menjadi larutan yang berwarna kuning muda. Kemudian larutan tersebut ditambahkan dengan 4 mL larutan amilum 1 % menghasilkan larutan yang semula berwarna kuning muda menjadi biru tua, Penambahan indikator amilum 1% ini dimaksudkan agar memperjelas perubahan warna yang terjadi pada larutan tersebut. kemudian larutan tersebut dititrasi kembali dengan larutan natrium tiosulfat hingga warna biru pada larutan tepat hilang. Untuk lebih memperjelas terjadinya reaksi tersebut, ke dalam larutan ditambahkan amilum. Bertemunya I2 dengan amilum ini akan menyebabakan larutan berwarna biru kehitaman. Selanjutnya titrasi dilanjutkan kembali hingga warna biru hilang dan menjadi putih keruh.

I2 + amilum I2-amilum

I2-amilum + 2S2O32- 2I- + amilum + S4O6-

Hal yang perlu diperhatikan setelah penambahan amilum adalah adanya sifat adsorpsi pada permukaan endapan tembaga(I) iodida. Sifat ini menyebabkan terjadinya penyerapan iodium dan apabila iodium ini dihilangkan dengan cara titrasi, maka titik akhir titrasi akan tercapai terlalu cepat. Oleh karena itu, sebelum titik akhir titrasi tercapai, yaitu pada saat warna larutan yang dititrasi dengan Na2S2O3 akan berubah dari biru menjadi bening, dilakukan penambahan kalium tiosianat KCNS.

Penambahan KCNS menyebabkan larutan kembali berwarna biru. Reaksi yang terjadi adalah sebagai berikut:

2Cu2+ + 2I- + 2SCN- 2CuSCN + I2

Endapan tembaga(I) tiosianat yang terbentuk mempunyai kelarutan yang lebih rendah daripada tembaga(I) iodida sehingga dapat memaksa reaksi berjalan sempurna. Selain itu, tembaga(I) tiosianat mungkin terbentuk pada permukaan tembaga(I) iodida yang telah mengendap. Reaksinya sebagai berikut:

CuI + SCN- CuSCN + I-

Penambahan larutan KCNS ini bertujuan sebagai larutan yang mengembalikan reaksi penambahan indikator amilum dalam larutan sehingga larutan menjadi kembali biru. Reaksi yang berlangsung adalah

2Cu2+ + 4 I- 2CuI + I2

2S2O32- + I2 S4O62-+ 2I-

dari hasil pengamatan dan perhitungan, didapatkan jumlah volume titrasi larutan natrium tiosulfat yang dibutuhkan untuk merubah larutan dari warna coklat tua menjadi kuning muda setelah penambahan amilum maka larutan menjadi bening dan setelah penambahan KCNS maka larutan menjadi jernih kembali. Dari hasil perhitungan diperoleh massa tembaga pada larutan sampel sebesar 0,4321 gram dan kadar tembaga (%Cu2+) dalam larutan sample tersebut adalah sebesar 43,21 %.

VI. KESIMPULAN

Berdasarkan tujuan, perhitungan dan pembahasan yang telah diuraikan sebelumnya, maka dapat ditarik beberapa kesimpulan berikut :Ada dua cara analisis menggunakan senyawa iodium yaitu titrasi iodimetri atau dengan iodometri dimana iodium terlebih dahulu dioksidasi oleh oksidator misalnya KI.Kadar tembaga dalam garam CuSO4.5H2O dapat ditentukan dengan cara iodometri.Indikator yang dipakai adalah amilum karena amilum sangat peka terhadap iodium dan terbentuk kompleks amilum berwarna biru cerah, saat ekivalen amilum terlepas kembali.Massa tembaga pada larutan diketahui sebesar 0,4321 gram dan kadar tembaga dalam larutan sebesar 43,21 %.

Pencarian:

Dunia Ilmu KitaAbout Laporan Karbohidrat

Posted on Mei 3, 2009. Filed under: Uncategorized |

UJI KULAITATIF UNTUK IDENTIFIKASI KARBOHIDRAT I DAN II

I.PENDAHULUANKarbohidrat sangat akrab dengan kehidupan manusia. Karena ia adalah sumber energi utama manusia. Contoh makanan sehari-hari yang mengandung karbohidrat adalah pada tepung, gandum, jagung, beras, kentang, sayur-sayuran dan lain sebagainya.Karbohidrat adalah polihidroksildehida dan keton polihidroksil atau turunannya. selian itu, ia juga disusn oleh dua sampai delapan monosakarida yang dirujuk sebagai oligosakarida. Karbohidrat mempunyai rumus umum Cn(H2O)n. Rumus itu membuat para ahli kimia zaman dahulu menganggap karbohidrat adalah hidrat dari karbon.Penting bagi kita untuk lebih banyak mengetahui tentang karbohidrat beserta reaksi-reaksinya, karena ia sangat penting bagi kehidupan manusia dan mahluk hidup lainnya.Oleh karena itu, tujuan dari praktikum ini adalah mengetahui cara identifikasi karbohidrat secara kualitatif, membuktikan adanya poliusakarida dalam suatu bahan, membuktikan adanya gula pereduksi atau gula inversi, membedakan antara monosakaridan dan poliskarida, membuktikan adanya pentosa, membuktikan adanya gula ketosa (fruktosa), membedakan karbohidrat berdasarkan bentuk kristalnya, mengidetifikasi hasil hirolisis pati atau amilum, dan mengidentifikasi hasil hidrolisis sukrosa.

II.TINJAUAN PUSTAKATeori yang mendasari percobaan ini adalah penmabahan asam organik pekat, misalanya H2SO4 menyebabakan karbohidrat terhidrolisis menjadi monosakarida. Selanjutnya monosakarida jenis pentosa akan mengalami dehidrasi dengan asam tersebut menjadi furfural, semantara golongan heksisosa menjadi hidroksi-multifurfural. Pereaksi molisch yang terdiri dari a-naftol dalam alkohol akan bereaksi dengan furfural tersebut membentuk senyawa kompleks berwarna ungu. Uji ini bukan uji spesifik untuk karbohidrat, walalupun hasil reaksi yang negatif menunjukkan bahwa larutan yang diperiksa tidak mengandung karbohidrat. Warna ungu kemrah-merahan menyatakan reaksi positif, sedangka warna hijau adalah negatif.Untuk kegaitan praktikum kedua, yang mendasari perconaan uji iodium adalah penmabahan iodium pada suatu polisakarida akan menyababkan terbentuknya kompleks adsorpsi berwarna spesifik. Amilum atau pati dengan iodium mengahailkan warna biru, dekstrin menghasilkan warna merah anggur, glikogen dan sebagian pati yang terhidrolisis bereaksi dengn iodium membantuk warna erah coklat.Pada uji benedict, teori yang mendarsarinya adalah gula yang mengandung gugus aldehida atau keton bebas akan mereduksi ion Cu2+ dalam suasana alkalis, menjadi Cu+, yang mengendap sebagai Cu2O (kupro oksida) berwarna merah bata.Ion Cu2+ dari pereaksi Barfoed dalam suasana asam akan direduksi lebih cepat oleh gula reduksi monosakarida dari pada disakarida dan menghasilkan Cu2O (kupro oksida) berwarna merah bata. Hal inilah yang mndasari uji Barfoed.Pada uji bial, dasar dari percobaannya adalah dehidrasi pentosa oleh HCl pekat menghasilkan furfural dengan penambahan orsinol (3.5-dihidroksi toluena) akan berkondesasi membentuk senyawa kompleks berwarna biru.Sedangkan dehidrasi fruktosa oleh HCL pekat menghasilkan hidroksimetilfurfural dengan penambahan resorsinol akan megalami kondensasi membentuk senyawa kompleks berwarna merah jingga menjadi dasar dari uji Seliwanoff.Pada uji Osazon, yang mendasarinya adalah pemanasan karbohidrat yang memiliki gugus aldehida atao keton bersama fenilhidrazin berlebihan akan membentuk hidrazon atao osazon. Osazon yang terbentuk mempunyai bentuk kristal dan titik lebur yang spesifik.Osazon dari disakarida larut dalam air mendidih dan terbentuk kembali bila didinginkan, namun sukrosa tidak membentuk osazon karena gugus aldehida dan keton yang terikat pada monomernya sudah tidak bebas., sebaliknya osazon monosakarida tidak larut dalam air mendidih.Sedangkan teori yang mendasari hidrolisis pati dan sukrosa adalah, pati (starch) tau amilum merupakan polisakarida yang terdapat pada sebagian besar tanaman, terbagi menjadi dua fraksi yaitu amilosa dan amilopektin. Amilosa (+- 20 %) memilki strusktur linier dan dengan iodium memberikan warna biru serta larut dalam air. Fraksi yang tidak larut disebut amilopektin (+- 80 %) dengan struktur bercabang. Dengan penambahan iodium fraksi memberikan warna ungu sampai merah. Patai dalam suasana asam bila dipanaskan akan terhidrolisis menjdi senyawa-senyawa yang lebih sedrhana. Hasil hidrolisis dapat dengan iodium dan menghaislkan warna biru samapi tidak berwarna. Hasil akhir hidrolisis dapat ditegaskan dengan uji Benedict.Sukrosa oleh HCl dalam keadaan panas akan terhirolisis, lalu menghasilkan glukosan dan fruktosa. Hal ini menyebabkan uji Benedict dan uji Seliwanoff yang sebelum hidrolisis memberikan hasil negatif menjadi positif. Uji Barfoed menjadi positif pula dan menunjukkan bahwa hidrolisis sukrosa menghasilakn monosakarida.

+HClSukrosa Glukosa + Fruktosa

III.METODOLOGIMetodologi yang digunakan pada percobaan ini adalah dengan menggunakan alat-alat, bahan-bahan dan prosedur sebagai berikut :Alat1.Tabung reaksi Pyrex2.Rak tabung reaksi3.Pipet tetes4.Lempeng tetes poselin5.Penjepit tabung reaksi6.Penangas air7.Alat pemanas8.Pipet ukur9.Mikroskop

Bahan1.Amilum, glokogen, dekstrin, sukrosa, laktosa, maltosa, galaktosa, fruktosa, glukosa dan arabinosa masing-masing dalam larutan 1 %.2.Pereaksi Molisch3.H2SO4 pekat4.Larutan Iodium5.Pereaksi Benedict6.Pereaksi Barfoed7.Perekasi Bial8.HCl pekat (37 %)9.Perekasi Seliwanoff10.Fenilhidrazin-hidroklorida11.Natrium asetat12.HNO3 pekat13.HCl 2 N14.NaOH %15.Kertas lakmus

ProsedurA.Uji Molisch1.Masukkan 15 tetes larutan uji kedalam tabung rekasi yang masih kering dan bersih2.Tamabahkan 3 tetes pereaksi Molisch. Campurkan dengan baik.3.Miringkan tabung rekasi, lalu alirkan dengan hati-hati 1 mL H2SO4 pekat melalui dinding tabung supaya tidak bercampur.4.Perhatikan terbentuknya cincin berwarna ungu pada batas antara kedua lapisan yang menandakan reaksi positif karbohidrat.5.Catat hadil dan buatalah kesimpulannya.

B.Uji Iodium1.Masukkan tiga tetes larutan uji kedalam tabung reaksi atau lempeng tetes porselin.2.Tambahkan dua tetes larutan Iodium3.Amati warna sepesifik yang terbentuk, cata dan buatlah kesimpulannya.C.Uji Benedict1.Masukkan lia tetes larutan uji dan 15 tetes pereaksi Benedict ke dalam tabung reaksi. Campurkan dengan baik.2.Didihkan di atas api kecil selama dua menit atau masukkan ke dalam penangas air mendidih selama 5 menit.3.Dinginkan perlahan-lahan. Perhatikan warna dan endapan yang terbentuk.

D.Uji Barfoed1.Masukkan 10 tetes larutan uji dan 10 tetes pereaksi Barfoed ke dalam tabung reaksi. Campurkan dengan baik.2.Didihkan di atas api kecil selama satu menit atau masukkan ke dalam penangas air mendidih selama 5 menit.3.Dinginkan perlahan-lahan. Perhatikan warna atau endapan yang terbentuk. Reaksi positif ditandai dengan terbentuknya endapan merah bata.

E.Uji Bial1.Masukkan 5 mL larutan uji dan tambahkan 10 tetes pereaksi Bial dan 3 mL HCl pekat ke dalam tabung reaksi. Campurlah dengan baik.2.Panaskan di atas api kecil sampai timbul gelembung-gelembung gas ke permukaan larutan3.Perhatikan warna atau endapan yang terbentuk. Terbentuknya warna biru menunjukkan adanya pentosa.

F.Uji Seliwanoff1.Masukkan 5 tetes larutan uji dan tambahkan 15 tetes perekasi selliwanof ke dalam tabung reaksi2.Didihkan di atas api kecl selama 30 detik atai dalam penangas air selama 1 menit3.Hasil positif ditandai dengan terbentuknya larutan berwarna merah jingga

G.Uji Osazon1.Masukkan 2 mL larutan ke dalam tabungt reaksi2.Tambahkan seujung spatel fenilhidrazin-hidroklorida an kristal natrium asetat.3.Panaskan ke dalam penangas air mendidih selama beberapa menit (+- 30 menit)4.Dinginkan perlaha-lahan di bawah air kran5.Perhatikan kristal yang terbentuk dan identifikasi di bawah mikroskop.

H.Hidrolisis Pati1.Masukkan ke dalam tabung rekasi Pyrex 5 mL larutan amilum 1 % kemudian tambahkan 2,5 mL HCl 2 N.2.Campurtlah dengan baik, lalau masukkan ke dalam penangas air mendidih.3.Setetlah tiga menit, ujilah dengan larutan iodium dengan cara mengambil 2 tetes larutan, lalu ditambah 2 tetes iodium dalam lempeng tetes porselin tetes. Catat perubahan warna yang terjadi.4.Lakukan uji iodium setiap tiga menit samapi hasilnya berwarna kuning pucat.5.Lakuakan hidrolisis selama 5 menit lagi6.Setelah didinginkan, ambil 2 mL larutan hasil hidrolisis, lalu netrelakan dengan NaOH 2 %. Uji dengan kertas lakmus7.Kemudaian lakuakan uji Benedict8.Simpulakan apa yang dihasilakan dari hidrolisis pati

I.Hidrolisis Sukrosa1.Masukkan ke dalamtabung reaksi Pyrex 5 mL larutan sukrosa 1 % kemudian tambahkan 5 tetes HCl pekat.2.Campurlah dengan baik, lalu panaskan dalam penangas air medidih selama 30 menit.3.Setelah didiginkan, netralkan larutan dengan NaOH 2 % dan uji dengan kertas lakmus.4.Selanjutnya lakukan uji Benedict, Seliwanoff, dan Barfoed.5.Simpulkan apa yang dihasilkan dari hidrolisis sukrosa.

IV.HASIL DAN PEMBAHASAN

Dari Praktikum 1, diperoleh hasil sebagaimana tertera di tabel. 1Tabel. 2No.Zat UjiHasil Uji MolischKarbohidrat (+/-)1.Amilum 1 %Terbentuk cincin berwarna ungu+2.Glikogen 1 %Terbentuk cincin berwarna ungu+3.Dekstrin 1 %Terbentuk cincin berwarna ungu+4.Sukrosa 1 %Terbentuk cincin berwarna ungu+5.Laktosa 1 %Terbentuk cincin berwarna ungu+6.Maltosa 1 %Terbentuk cincin berwarna ungu+7.Galaktosa 1 %Terbentuk cincin berwarna ungu+8.Fruktosa 1 %Terbentuk cincin berwarna ungu+9.Glukosa 1%Terbentuk cincin berwarna ungu+10.Arabinosa 1 %Terbentuk cincin berwarna ungu+Pada uji Molisch, semua zat uji adalah termasuk karbohidrat. hal tersebut dapat dilihat pada terbentuknya cincin berwarna ungu. Reaksi yang berlangsung adalah sebagai berikut :H O CH2OHHCOHHCOHHCOHC=O + H2SO4 CH +OHPentosa Furfural -naftol

HCH2OHHCOHHCOHHCOHHCOHC=O + H2SO4HeksosaO H2C CH + OH OH5-hidroksimetil furfural -naftol

Rumus dari cincin ungu yang terbentuk adalah sebagai berikut:O

__SO3HH2C C OH

Cincin ungu senyawa kompleks

Pada uji Iodium, pada masing-masing zat uji memiliki indikasi yang berbeda-beda. dari sepuluh zat uji, Amilum, Glikogen, dan Dekstrin positif polisakarida.Untuk uji Iodium, didapat hasil sebagaimana tertera di tabel 2.Tabel . 2No.Zat UjiHasil Uji IodiumPolisakarida (+/-)1.Amilum 1 %Terbentuk warna Biru Tua+2.Glikogen 1 %Terbentuk warna Merah Coklat+3.Dekstrin 1 %Terbentuk warna Merah Anggur+4.Sukrosa 1 %Terbentuk warna Kuning-5.Laktosa 1 %Terbentuk warna Kuning-6.Maltosa 1 %Terbentuk warna Kuning-7.Galaktosa 1 %Terbentuk warna Kuning-8.Fruktosa 1 %Terbentuk warna Kuning-9.Glukosa 1%Terbentuk warna Kuning-10.ArabinosaTerbentuk warna Kuning-

Pada uji Benedict, indikator terkandungnya Gula Reduksi adalah dengan terbentuknya endapan berwarna merah bata. hal teresebut dikarenakan terbentuknya hasil reaksi berupa Cu2O.Hasil uji pada uji Benedict adalah sebagaimana tertera di tabel. 3Tabel 3No.Zat UjiHasil Uji BenedictGula Reduksi (+/-)1.Amilum 1 %Terbentuk warna hijau dan tidak terbentuk endapan-2.Glikogen 1 %Terbentuk warna biru dan tidak terbentuk endapan-3.Dekstrin 1 %Terbentuk warna biru dan endapan kuning-4.Sukrosa 1 %Terbentuk warna biru dan tidak terbentuk endapan-5.Laktosa 1 %Terbentuk endapan merah bata+6.Maltosa 1 %Terbentuk endapan merah bata+7.Galaktosa 1 %Terbentuk endapan merah bata+8.Fruktosa 1 %Terbentuk endapan merah bata+9.Glukosa 1%Terbentuk endapan merah bata+10.ArabinosaTerbentuk endapan merah bata+Berikut reaksi yang berlangsung:O O RCH + Cu2+ 2OH- RCOH + Cu2OGula Pereduksi Endapan Merah Bata

Pada uji Barfoed, yang terdeteksi monosakarida membentuk endapan merah bata karena terbentuk hasil Cu2O. berukut reaksinya :O O Cu2+ asetat RCH + RCOH + Cu2O+ CH3COOHn-glukosa E.merahmonosakarida bata

Hasil uji pada uji Barfoed adalah sebagaimana tertera di tabel. 4Tabel. 4No.Zat UjiHasil Uji BarfoedMonosakarida (+/-)1.Sukrosa 1 %tidak terbentuk endapan-2.Laktosa 1 %tidak terbentuk endapan-3.Maltosa 1 %Tidak terbentuk endapan-4.Galaktosa 1 %Terbentuk endapan merah bata+5.Fruktosa1 %Terbentuk endapan merah bata+6.Glukosa1 %Terbentuk endapan merah bata+7.Arabinosa 1 %Terbentuk endapan merah bata+

Pada uji Bial, terkandungnya pentosa dideteksi dengan indikasi terbentuknya warna biru pada zat uji, dan hal itu terbukti pada zat uji Arabinosa 1 %.Hasil uji pada uji Bial adalah sebagaimana tertera di tabel. 5Tabel. 5No.Zat UjiHasil Uji BialPentosa (+/-)1.Maltosa 1 %Bening-2.Galaktosa 1 %Bening-3.Fruktosa 1 %Berwarna Kuning-4.Glukosa 1 %Bening-5.Arabinosa1 %Berwarna Biru+

Berikut, reaksinya :

H O CH3 -3 H2O CH2OHHCOHHCOHHCOHC=O + HCl CH + OH OHPentosa Furfural orsinol(kompleksberwarna biru)

Pada uji Seliwanof, ketosa terdeteksi pada zat uji Fruktosa dengan terbentuknya warna jingga; yaitu karena terbentuknya resorsinol.Hasil uji pada uji Seliwanoff adalah sebagaimana tertera di tabel. 6Tabel. 6No.Zat UjiHasil Uji SeliwanofKetosa (+/-)1.Sukrosa 1 %Kuning Jingga-2.Galaktosa 1 %Bening-3.Fruktosa 1 %Merah Jingga+4.Glukosa 1 %Bening-5.Arabinosa1 %Bening-Berikut reaksinya :CH2OH OH O OH OH+HCl H CH2OH H2C CH + kompleks berwarnaOH H OH merah jingga5-hidroksimetil furfural resorsinol

Pada uji Osazon, diperoleh hasil yang berbeda-beda. Masing-masing zat uji mempunyai bentuk yang khas. Hal tersebut dapat digunakan untuk membedakan antara setu karbohidrat dengan karbohidrat yang lain.Hasil Uji Osazon adalah sebagaimana tertera di tabel 7Tabel. 7No.Zat UjiHasil Uji OsazonBentuk Kristal1.Sukrosa 1 %Terbentuk Kristal

2.Maltosa 1 %Terbentuk Kristal

3.Galaktosa 1 %Terbentuk Kristal

4.Glukosa 1 %Terbentuk Kristal

Berikut reaksinya :H H OH H H CH2OHCCCCC=O+H2NNHC6H5 (D-glukosa + fenilhidrazin) OH OH H OH

H H OH H H CH2OHCCCCC=O+NNHC6H5 + H2 (D-glukosafenilhidrazon) OH OH H OH

2 C6H5 NHNH2

H H OH H CH2OHCCCCC=O+NNHC6H5 (D-glokosazon / Ozsazon kuning) OH OH H NNH C6H5

Pada uji hidrolisis pati, hidrolisis sempurna apabila menjadi senyawa yang lebih sederhana yang terdeteksi pada perubahan warna. Hal ini terlihat padas perubahan warna setiap tiga menit disertai perbedaan hasil hidrolisis pula. Larutan hasil hidrolisis sebelum dilakukan uji Benedict untuk menentukan hasil akhir harus dinetralkan terlebih dahulu, karena semula masih dalam suasana asam. Berikut hasil uji Hidrolisis Pati adalah sebagimana tertera di Tabel. 8Tabel. 8PerlakuanHidrolisis (menit)Hasil Uji IodiumHasil Hidrolisis5 mL amilum 1 % ditambah 2,5 mL HCl 2 N kemudia dipanskan di penangas air mendidih3BiruAmilopekstin

6UnguAmilosa

9VioletAmilosa

12Merah TuaErtitrodekstrin

15Kuning CokletAkrodekstrin

18Kuning PucatMaltosa

21PekatGlukosa

Hasil Akhir dengan uji Benedict yaitu terbentuknya endapan merah bata

Pada uji Hidrolisis Pati ini dilakukan uji Benedict, Seliwanoff, dan Barfoed supaya dapat mengidentifikasi monosakarida-monosakarida yang terbentuk (glukosa dan fruktosa.Sementara itu, yang dimaksud dengan gula inverse adalah gula yang dapat memutar bidang polarisasi, karena memiliki gugus aldehida dan keton bebas. Berikut hasil uji Hidrolisis Pati adalah sebagimana tertera di Tabel. 9Tabel. 9PerlakuanUjiHasil Uji5 mL sukrosa 1 % ditambah 5 tetes HCl pekat kemudian dipanaskan di penagas air mendidihBenedictTerbentuk Endapan Merah Bata

SeliwanoffTerbentuk Merah Jingga

BarfoedTerbentuk Endapan Merah Bata

V.KESIMPULAN

1.Amilum, glokogen, dekstrin, sukrosa, laktosa, maltosa, galaktosa, fruktosa, glukosa dan arabinosa masing-masing dalam larutan 1 %. Terbukti positif karbohidrat2.Pada Amilum, Glikogen, dan Dekstrin adalah polisakarida3.Pada laktosa, Maltosa, Galaktosa, Fruktosa, Glukosa, dan Arabinosa terdapat gula inversi yaitu dengan terbentuknya endapan merah bata.4.Pada Sukrosa, Laktosa, dan Maltosa adalah monosakarida. Sedangkan, Galaktosa, Fruktosa, Glukosa, dan Arabinosa adalah disakarida5.Pada zat Uji Arabinosa, terdpaat pentosa dari uji Barfoed6.Pada Uji Seliwanof, Ketosa terdapat pada fruktosa7.Bentuk kristal karbohidrat pada hasil uji Osazon berbeda-beda sesuai dengan zat ujinya.8.Hasil hidrolisis pati dan amilum adalah amilopektin, amilosa, eritrodekstrin, akrodekstrin, maltosa, dan glukosa9.hasil hidrolisis sukrosa adalah monosakarida-monsakarida (glukosa dan freuktosa) yang terdeteksi pada uji Benedict, Seliwanoff, dan Barfoed

VI.DAFTAR PUSTAKAFeseenden dan Fessenden. 1997. Dasar-Dasar Kimia Organik. Binarupa Aksara. JakartaJalip, IS. 2008. Praktikum Kimia Organik, Edisi kesatu. Laboratorium Kimia Universitas Nasional. Jakarta

Make a CommentSukaBe the first to like this post.Tinggalkan Balasan

Your email address will not be published. Required fields are marked *

Nama *

Email *

Situs web

Komentar

Beritahu saya mengenai komentar-komentar selanjutnya melalui surel.

Beritahu saya tulisan-tulisan baru melalui surel.Perihal

Just another WordPress.com weblogRSS Complete Feed KomentarSubscribe Via RSS

MetaDaftarArsipMei 2009Pencarian: Tulisan TerkiniLaporan KarbohidratBlog Stats1,587 hitsTulisan TeratasLaporan KarbohidratMetaDaftarMasuk logRSS EntriRSS KomentarWordPress.com

Liked it here?Why not try sites on the blogroll...BlogrollBlog pada WordPress.com. Blog pada WordPress.com.

Blog pada WordPress.com. Theme: Fadtastic by Andrew Faulkner.

Ilmu Kimia

Gudangnya Pengetahuan Kimia Welcome To Eko Cahyono Blog..:[Close][Klik 2x]:. Rabu, 16 Juni 2010LAPORAN LIPID LAPORAN LIPID A.JUDUL PERCOBAAN : LIPID

B.DASAR TEORILipid adalah nama suatu golongan senyawa organik yang meliputi sejumlah senyawa yang terdapat di alam yang semuanya dapat larut dalam pelarut-pelarut organik tetapi sukar larut atau tidak larut dalam air. Pelarut organik yang dimaksud adalah pelarut organik nonpolar, seperti benzen, pentana,dietil eter,dan karbon tetraklorida.Dengan pelarut-pelarut tersebut lipid dapat diekstraksi dari sel dan jaringan tumbuhan ataupun hewan.Lipid di kelompokkan menjadi dua kelompok, yaitu kelompok lipid sederhana (simple lipids) dan kelompok lipid kompleks (complex lipid). Lipid sederhana mencakup senyawa-senyawa yang tidak mudah terhidrolisis oleh larutan asam atau basa dalam air dan terdiri dari subkelompok-kelompok: steroid,prostaglandin dan terpena.

Lipid kompleks meliputi subkelompok-kelompok yang mudah terhidrolisis menjadi zat-zat penyusun yang lebih sederhana, yaitu lilin (waxes) dan gliserida.Komponen-komponen campuran lipid dapat difraksionasi lebih lanjut dengan menggunakan perbedaan kelarutannya didalam berbagai pelarut organik. Sebagai contoh; fosfolipid dapat dipisahkan dari sterol dan lemak netral atas dasar ketidaklarutannya di dalam aseton.Suatu reaksi yang sangat berguna untuk fraksionasi lipid, adalah reaksi penyabunan. Alkali menghidrolisa lipid kompleks dan menghasilkan sabun dari komponen-komponen yang mengandung asam-asam lemak yang dapat diesterkan.

A.ALAT DAN BAHANa. Reaksi uji lipid1).Uji AkroleinAlat-alat - Mortir - Spatula - Tabung reaksi - Pipet tetes- Penjepit tabung - Neraca analitik- Pembakar bunsen

Bahan-bahan- Gliserol - KHSO4- Lemak - Aquades

2). Uji PenyabunanAlat-alat- Tabung reaksi - Penangas air- Pipet tetes - Gelas kimia- Gelas ukur Bahan-bahan- KOH alkoholis 10 %- Lemak- Aquades

3). Uji PeroksidaAlat-alat- Gelas ukur- Pipet tetes- Tabung reaksi

Bahan-bahan- Minyak olive - laritan KI 10 %- Kloroform - Asam asetat glasial

b. Sifat-sifat kimia lipid1). Penentuan Angka IodAlt-alat- Neraca analitik - Statif dan buret- Erlemeyer - Pipet tetes- Gelas ukurBahan-bahan- Lipid- Kloroform- Larutan iodin hanus- Larutan KI 15 %- Na2S2O3 0,1 N- Larutan kanji 1 %A.HASIL PENGAMATAN

PERLAKUANHASIL PENGAMATAN1). Uji Akrolein- 0,5 gr lemak + 0,5 gr KHSO4, dipanaskan- 0,5 gr gliserol + 0,5 gr KHSO4, dipanaskan

2). Uji Penyabunan- 10 ml larutan KOH alkoholis 10 % + minyak,dikocok

- Dipanaskan di atas penangas air

- + 10 ml air- Dipanaskan sampai semua alkohol menguap

3). Uji Peroksida- 1 ml minyak olive + 1 ml kloroform

- + 1 ml asam asetat glasial,dikocok

- + 1 tetes larutan KI 10 %

- didiamkan selama 5 menit

- Bau lemak (tengik)- Berbau

- Larutan berwarna kuning muda tidak saling bercampur

- Minyak larut dalam KOH alkoholis dan larutan berwarna kuning muda

- KOH alkoholis bercampur dengan lemak dan larutan berwarna kuning muda.

- minyak larut dalam kloroform

- terbentuk 2 lapisan,lapisan atas minyak yg berwarna kuning dan lapisan bawah berwarna putih.

- larutan berwarna kuning

- terbentuk 2 lapisan,lap.atas berwarna putih dan lap. Bawah kuning

4). Penentuan Angka Iod- 0,25 gr lipid padat + 10 ml kloroform

- + 30 ml larutan iodin hanus

- didiamkan selama 30 menit

- + 10 ml larutan KI 15 %

- + 100 ml aquades

- dititrasi dengan Na2S2O3 0,1 N

- + 2 ml indikator kanji

- dititrasi kembali dengan Na2S2O3 sampai larutan berwarna biru

- lipid tidak larut dalam kloroform

- Larutan berwarna cokelat tua

-larutan berwarna cokelat muda

- larutan berwarna kuning

- larutan berwarna putih

- tidak terjadi perubahan warna larutan

B.PEMBAHASAN

Lipid merupakan senyawa yang banyakterjadi di alam. Senyawa ini dapat diperoleh dengan jalan mengekstraksi bahan-bahan alam baik tumbuhan maupun hewan dengan pelarut tidak polar sperti petroleum eter, benzena, kloroform, dan lain-lain. Dilihat dari strukturnya senyawa lipida tersusun oleh rantai hidrokarbon yang panjang, sehingga lipida ini tidak larut dalam air. Senyawa lipida diberi nama berdasarkan sifat fisikanya (kelarutan) dari pada secara struktur kimianya. Secara umum lipid dibagi menjadi dua golongan besar yaitu lipid sederhana dan lipid kompleks. Lipid yang termasuk dalam golongan sederhana adalah senyawa-senyawa yang tidak mempunyai gugus ester dan tidak dapat dihidrolisis. Golongan ini merupakan steroid. Golongan lipida kompleks tersusun oleh senyawa-senyawa yang mempunyai gugus ester dan dapat dihidrolisis, yang melipti minyak lemak dan lilin.

Yang dimaksud dengan lemak disini adalah suatu ester asam lemak dengan gliserol. Gliserol ialah suatu trihidroksi alkohol yang terdiri atas tiga atom karbon.Jadi tiap atom karbon mempunyai gugus OH.Satu molekul gliserol dapat mengikat satu,dua atau tiga molekul asam lemak dalam bentuk ester,yang disebut monogliserida,digliserida atau trigliserida. Pada lemak,satu molekul gliserol mengikat tiga molekul asam lemak,oleh karena itu lemak adalah Suatu trigliserida, R1-COOH, R2-COOH, dan R3-COOH ialah molekul asam lemak yang terikat pada gliserol. Ketiga molekul asam lemak itu boleh sama,boleh berbeda. Pada percobaan ini dilakukan 3 reaksi uji lipid, yaitu uji akrolein, uji penyabunan, dan uji peroksida. Selain itu dilakukan percobaan penentuan angka iod untuk sifat larutan kmia lipid.

1.Uji akrolein Uji akrolein untuk gliserol tergantung pada dehidrasi dan oksidasi gliserol menjadi akrolein. Dalam uji ini ada dua percobaan yaitu percobaan pertama 0,5 gram lemak cair + 0,5 gram KHSO4 yang sudah digerus, kemudian dimasukkan dalam tabung reaksi kering, selanjutnya dipanaskan dengan pembakar Bunsen, mula-mula dengan api kecil kemudian dilanjutkan dengan api dengan nyala besar. Pada saat dan KHSO4 medidih menghasilkan bau lemak (tengik). Pada percobaan yang kedua untuk uji akrolein, 2 ml gliserol ditambahkan dengan 0,5 gr KHSO4 kemudian dipanaskan. Dari hasil yang diperoleh, campuran tersebut menghasilkan bau. Reaksi yang terjadi adalah:

Apabila gliserol dicampur dengan KHSO4 dan dipanaskan hati-hati,akan timbul bau yang tajam khas seperti bau lemak yang terbakar yang disebabkan oleh terbentuknya akrilaldehida atau akrolein. Oleh karena timbulnya bau yang tajam itu,akrolein mudah diketahui dan reaksi ini telah dijadikan reaksi untuk menentukan adanya gliserol atau senyawa yang mengandung gliserol seperti lemak dan minyak.

Bila lemak dan minyak dicampur dengan KHSO4 dan dipanaskan hati-hati juga akan terjadi akrolein. Glierol digunakan dalam industri kosmetika sebagai bahan dalam pembuatan preparat yang dihasilkan. Disamping itu gliserol berguna bagi kita untuk sintesis lemak didalam tubuh

2.Uji PenyabunanUji penyabunan untuk asam-asam lemak dilakukan dengan menambahkan 10 ml KOH alkoholis 10% kedalam minyak yang hendak diuji, kemudian dikocok. Pencampuran ini menghasilkan larutan berwarna kuning muda yang tidak saling campur. Setelah itu minyak dan KOH alkoholisis 10% dipanaskan diatas penangas air. Pada proses pemanasan ini minyak dapat larut dalam KOH alkoholisis dan larutan berwarna kuning muda. Adapun reaksi kimia yang terjadi adalah:

Reaksi di atas dikenal dengan reaksi penyabunan (saponifikasi). Reaksi ini bertujuan untuk pengambilan asam-asam lemak dari minyak, sehingga dihasilkan campuran sabun dan gliserol yang mudah larut dalam air dan alkohol. Pada pengambilan asam lemak ini, minyak dihidrolisis dengan larutan alkali yaitu KOH (Kalium hidrosida).

Proses hidrolisis yang menggunakan basa disebut proses penyabunan. Jumlah mol basa yang digunakan dalam proses penyabunan ini tergantung pada jumlah mol asam lemak.Untuk lemak dengan berat tertentu,jumlah mol asam lemak tergantung pada panjang rantai karbon pada asam lemak tersebut. Apabila rantai karbon itu pendek,maka jumlah mol asam lemak besar,sebaliknya apabila rantai karbon itu panjang,jumlah mol asam lemak kecil. Jumlah miligram KOH yang diperlukan untuk menyabunkan 1gram lemak disebut bilangan penyabunan. Jadi besar atau kecilnya bilangan penyabunan ini tergantung pada panjang atau pendeknya rantai karbon asam lemak atau dapat dikatakan juga bahwa besarnya bilangan penyabunan tergantung pada berat molekul lemak tersebut. Makin kecil berat molekul lemak,makain besar bilangan penyabunannya.

3.Uji PeroksidaMinyak atau lemak yang mengandung asam-asam lemak tidak jenuh dapat teroksi dari oksigen yang menghasilkan suatu senyawa peroksida. Apabila minyak mengalami oksidasi maka senyawa peroksida yang dihasilkan akan meningkat.

Pada percobaan ini 1 ml minyak olive ditambahkan dengan 1 ml kloroform. Pada proses penambahan ini minyak larut dalam kloroform, karena kloroform merupakan pelarut nonpolar.

Campuran minyak olive dan kloroform kemudian ditambahkan 1 ml asam asetat glasial, kemudian dikocok. Peranan asam asetat glasial dalam pemisahan asam lemak yaitu sebagai katalis, artinya asam asetat dapat mempercepat reaksi yang sedasng berlangsung sehingga reaksinya lebih cepat membentuk asam lemak. Minyak olive yang ditambahkan 1 ml kloroform dan 1 ml CH3COOH glasial kemudian dikocok, menyebabkan terbentuknya 2 lapisan, yaitu pada lapisan atas minyak berwarna kuning dan pda bagian bawah berwarna putih. Campuran tersebut kemudian ditambahkan dengan 1 tetes larutan KI 10% sehingga larutan berwarna kuning. Langkah selanjutnya didiamkan selama 5 menit. Dari proses ini kembali terbentuk 2 lapisan. Lapisan atas berwarna putih dan bawah berwarna kuning.

4.Penentuan Angka Iod

Lipid mengandung bermacam-macam asam lemak tak jenuh yang bereaksi dengan ion. Jumlah iod yang diabsorpsi menetukan jumlah ketidak jenuhan dalam lipid. Jadi angka iod didefinisikan sebagai berikut: banyaknya gram iod diabsorpsi oleh 100 gr lipid. Dua metode yang umumnya dipakai yaitu: metode Hanus yang memakai iodin bromida sebagai carrier dan metode Wijs yang memakai iodin klorida. Namun metode yang digunakan pada percobaan ini adalah metode iodin Hanus. Sebanyak 0,25 gr lipid padat ditambahkan 10 ml kloroform. Lipid padat ini tidak larut dalam kloroform karena lipid yang digunakan adalah lipid padat, bukan lipid yang sudah dicairkan dengan proses pemanasan.

Selanjutnya ditambahkan 30 ml larutan iodin Hanus kemudian didiamkan selama 30 menit dengan sesekali dikocok. Hasil yang diperoleh, larutan menjadi cokelat tua.

Setelah 30 menit larutan ini ditambahkan dengan 10 ml larutan KI 15%. Larutan berubah warna menjadi cokelat muda. Selanjutnya ditambahkan 100 ml aquadest kemudian dititrasi dengan Na2S2O3 0,1 N, larutan menjadi kuning, setelah itu ditambahkan dengan 2 ml indikator kanji sampai larutan berwarna putih dan dititrasi lagi dengan Na2S2O3. Pada titrasi kedua ini larutan tidak berubah atau tidak terjadi perubahan warna larutan.Lemak hewan pada umumnya berupa zat padat pada suhu ruangan,sedangkan lemak yang barasal dari tumbuhan berupa zat cair.Lemak yang mempunyai titik lebur tinggi mengandung asam lemak jenuh,sedangkan lemak cair atau yng basa disebut minyak mengandung asam lemak tidak jenuh. Lemak hewan dan tumbuhan mempunyai susunan asam lemak yang berbeda-beda. Untuk menentukan derajat ketidakjenuhan asam lemak yang terkandung didalamnya diukur dengan bilangan iodium. Iodium dapat bereaksi dengan ikatan rangkap dalam asam lemak. Tiap molekul iodium mengadakan reaksi adisi pada suatu ikatan rangkap. Oleh karenanya makin banyak ikatan rangkap,makin banyak pula iodium yang dapat bereaksi.

Bilangan lodium ialah banyaknya gram iodium yang dapat bereaksi dengan 100 gram lemak. Jadi makin banyak ikatan rangkap makin besar bilangan iodium

KEISMPULAN1.Uji akrolein untuk gliserol tergantung pada dehidrasi dan oksidasi gliserol menjadi akrolein.2.Reaksi pembentukan sabun dari minyak dilarutkan dengan cara mereaksikan alkali dengan minyak sehingga didapatkan suatu sabun.3.Pada reaksi safonifikasi dihasilkan campuran gliserol dan sabun4.Minyak atau lemak mengandung asam-asam lemak tidak jenuh dapat teroksidasi oleh oksigen yang menghasilkan suatu senyawa peroksida.5.Pada percobaan angka iod tidak dihasilkan seperti yang diharapkan, mungkin karena kesalahan pada prosedur kerja.

KEMUNGKINAN KESALAHANAdapun kemungkinan keslahan pada saat percobaan adalah:1.Saat mereaksikan larutan.2.Pemanasan larutan.3.Pengukuran larutan.4.Pengamatan warna.

DAFTAR PUSTAKA

Anwar Chairil. 1994. Pengantar Praktikum Kimia Organik. Yogyakarta: Depdikbud Dirjen Pendidikan Tinggi.

Kristian. 2003. Kimia Organik I JICA. Malang: Universitas Negeri Malang

Teaching Team. 2007. Penuntun Praktikum Biokimia. Gorontalo: Jurusan Pendidikan Kimia FMIPA UNG.Diposkan oleh Ilmu Kimia di 21.02 Kirimkan Ini lewat EmailBlogThis!Berbagi ke TwitterBerbagi ke FacebookBerbagi ke Google Buzz Label: Biokimia 0 komentar:

Poskan Komentar

Link ke posting ini

Posting Lebih Baru Posting Lama Beranda Langgan: Poskan Komentar (Atom) Bisnis Tambahan

Ads Powered by:KumpulBlogger.com

Judul TerlarisSistem Periodik Unsur TITRASI KOMPLEKSOMETRI Sifat-sifat Periodik Unsur LAPORAN LIPID PERKEMBANGAN TERMOKIMIA ASIDI-ALKALIMETRI kloroform PERUBAHAN MATERI Daftar Blog Pentingblog akuntansichemistryonlinedokter komputerfakta ilmiahguru mudailmu komputerklik belajarsitus kimia indonesiaDaftar Pengunjung

Walmart Coupon Codes about meeko cahyonoBerusahalah menjadi manusia ideal yang bisa menyatukan lima komponen yaitu kemampuan Bahasa Inggris, IT, Interpreneur, Skill dan Leadership.Lihat profil lengkapku Pengikut

Rahasia Sukses

Google Translate

by : Eko Cahyono KategoriArtikel Kimia (90) Artikel Mahasiswa (29) Artikel Penelitian (55) Biokimia (5) Biologi (6) Bisnisn Online (3) Chemistry (20) DOWNLOAD FILE (56) Download Makromedia Flash Kimia (11) Dunia Ekonomi (2) ICT (66) Info Daerah (10) Kab.Banggai (3) Kebijakan Pemerintah (4) Kesehatan (8) Kewirausahaan (7) Kimia Analitik (11) Kimia Bahan Alam (9) Kimia Fisik (6) Kimia Organik (3) Kimia Organik Fisik (15) Kimia SMA kelas X (36) Koloid (9) Kromatografi (30) Laporan DDKA (10) Laporan Kimia Anorganik (9) Laporan Kimia Organik (19) Lingkungan Hidup (4) Lowongan CPNS 2010 (8) Manajemen Karyawan (20) Metoda Fitokimia (13) Pembelajaran (29) Pendidikan (18) Perkembangan Peserta Didik (25) Rahasia Air (30) Ramadhan dan Lebaran (6) Reiligi (3) RPP KIMIA (11) Sejarah (6) Tips dan Trik Windows 7 (3) Rank Dunia 123453.6 / 5 - 7 vote(s).

Gambar template oleh Terraxplorer. Didukung oleh Blogger.

Matsrial.MD

Kedokteran UNTAD is very good for me and for u.Mengenai SayaMatsrial Putra RPalu, Sulawesi Tengah, IndonesiaI'm in Tadulako University, Central Sulawesi nowLihat profil lengkapku Arsip Blog 2009 (4) September (1) Februari (3) PEWARNAAN GRAMFebruary 4th, 2008Laporan ProteinSelasa, 03 Februari 2009Laporan Protein

BAB I

PENDAHULUAN

Protein (protos yang berarti paling utama") adalah senyawa organik kompleks yang mempuyai bobot molekul tinggi yang merupakan polimer dari monomer-monomer asam amino yang dihubungkan satu sama lain dengan ikatan peptida. Peptida dan protein merupakan polimer kondensasi asam amino dengan penghilangan unsur air dari gugus amino dan gugus karboksil. Jika bobot molekul senyawa lebih kecil dari 6.000, biasanya digolongkan sebagai polipeptida.

Proetin banyak terkandung di dalam makanan yang sering dikonsumsi oleh manusia. Seperti pada tempe, tahu, ikan dan lain sebagainya. Secara umum, sumber dari protein adalah dari sumber nabati dan hewani. Protein sangat penting bagi kehidupan organisme pada umumnya, karena ia berfungsi untuk memperbaiki sel-sel tubuh yang rusak dan suplai nutrisi yang dibutuhkan tubuh. Maka, penting bagi kita untuk mengetahui tentang protein dan hal-hal yang berkaitan dengannya.

Oleh karena itu, kegiatan praktikum ini bertujuan untuk mengetahui adanya ikatan peptida dari suatu protein, membuktikan adanya asam amino bebas dalam suatu protein, membuktikan adanya asam amino yang berinti benzena, mengetahui kelarutan protein terhadap suatu pelarut tertentu, dan mengetahui titik isoelektrik dari suatu protein secara kualitatif.

BAB II

TINJAUAN PUSTAKA

Buiret adalah senyawa dengan dua ikatan peptida yang terbentuk pada pemanasan dua mulekul urea. Ion Cu2+ dari preaksi Biuret dalam suasana basa akan berekasi dengan polipeptida atau ikatan-ikatn peptida yang menyusun protein membentuk senyawa kompleks berwarna ungu atau violet. Reaksi ini positif terhadap dua buah ikatan peptida atau lebih, tetapi negatif untuk asam amino bebas atau dipeptida.

Semua asam amino, atau peptida yang mengandung asam- amino bebas akan bereaksi dengan ninhidrin membentuk senyawa kompleks berwarna biru-ungu. Namun, prolin dan hidroksiprolin menghasilkan senyawa berwarna kuning.

Protein mengandung asam amino berinti benzen, jika ditambahkan asam nitrat pekat akan mengendap dengan endapan berwarna putih yang dapat berubah menjadi kuning sewaktu dipanaskan. Senyawa nitro yang terbentuk dalam suasana basa akan terionisasi dan warnanya akan berubah menjadi lebih tua atau jingga. Rekasi ini didasarkan pada uji nitrasi inti benzena yang terdapat pada mulekul protein menjadi senyawa intro yang berwarna kuning

Protein bersifat amfoter, yaitu dapat bereaksi dengan larutan asam dan basa. Daya larut protein berbeda di dalam air, asam, dan basa; ada yang mudah larut dan ada yang sukar larut. Namun, semua protein tidak larut dalam pelarut lemak seperti eter dan kloroform. Apabila protein dipanaskan atau ditambah etanol absolut, maka protein akan menggumpal (terkoagulasi). Hal ini disebabkan etanol menarik mantel air yang melingkupi molekul-molkeul protein.

Kelarutan protein di dalam suatu cairan, sesungguhnya sangat dipengaruhi oleh beberapa faktor antara lain, pH, suhu, kekuatan ionik dan konstanta dielektrik pelarutnya.

Protein seperti asam amino bebas memiliki titik isoelektrik yang berbeda-beda. Titik Isoelektrik (TI) adalah daerah pH tertentu dimana protein tidak mempunyai selisih muatan atau jumlah muatan positif dan negatifnya sama, sehingga tidak bergerak ketika diletakkan dalam medan listrik. Pada pH isoelektrik (pI), suatu protein sangat mudah diendapkan karena pada saat itu muatan listriknya nol.

BAB III

METODOLOGI

Metode yang digunakan pada kegiatan praktikum ini adalah menggunakan alat-alat, bahan-bahan, dan prosedur-prosedur sebagai berikut :Alat

Pipet tetesTabung reaksi Rak tabung reaksiPenjepit tabung reaksiPenangas airAlat permanasPengatur waktuPipet ukur

Bahan

Albumin 2 %Gelatin 2 %Kasein 0,5 %Pepton 0,5 %Glisin 2 % Pereaksi Ninhidrin 0.1 %Triptofan 2 %Larutan HNO3 Pekat Larutan NaOH 10 %Larutan CuSO4 0.2 %Fenilanalina 2 %Larutan Kasein NetralBuffer asetat pH : 3,8; 4,7; 5,0; 5,3; 5,9AkuadestilataLarutan HCl 10 %Larutan NaOH 40 %Alkohol 96 %Kloroform

Prosedur

1. Uji Biuret

Sediakan 4 tabung reaksi yang bersih dan kering, lalu masing-masing diisi dengan larutan Albumin, Kasein, Gelatin dan Glisin sebanyak 2 mL.

Tambahkan pada setiap tabung 1 mL NaOH 10 % dan CuSO4 0.2 % sebanya 3 tetes.

Campur dengan baik.

Amati dan catat perubahan warna yang terjadi

2. Uji Ninhidrin

Sediakan 4 tabung reaksi yang bersih dan kering, lalu masing-masing diisi dengan larutan Albumin, Kasein, Gelatin dan Glisin sebanyak 2 mL.

Tambahkan pada setiap tabung 5 tetes pereaksi Ninhidrin

Campur dengan baik, dan panaskan di penangas air hingga mendidih selama 5 menit.

Amati dan catat perubahan warna yang terjadi

3. Uji Xantoprotein

Sediakan 4 tabung reaksi yang bersih dan kering, lalu masing-masing diisi dengan larutan Albumin, Kasein, Gelatin dan Triptofan sebanyak 2 mL.

Tambahkan pada setiap tabung 1 mL HNO3 pekat. Perhatikan adanya endpan putih yang terbentuk

Panaskan 1 menit sampai endapan larut kembali dan larutan berubah menjadi berwarna kuning.

Amati dan catat perubahan warna yang terjadi

Reaksi adalah positif, jika pada bidang perbatasan (interface) antara protein dan NaOH tebentuk warna jingga.

4. Uji Kelarutan Protein

Sediakan 5 tabung reaksi yang bersih dan kering. Lalu masing-masing diisi dengan akudestilata, HCl 10 %, NaOH 40 %, alkohol 96 %, dan kloroform sebanyak 1 mL

Tambahkan pada setiap tabung 2 mL albumin telur

Kocoklah dengan kuat, kemudian amati sifat kelarutannya.

Ulangi percobaan menggunakan gelatin

5. Uji Penentuan Titik Isoelektrik Protein

Sediakan 5 tabung reaksi yang berisih dan kering, lalau masing-masing diisi sengan larutan kasein netral sebanyak 1 mL.

Tambahkan pada setiap tabung 1 mL buffer asetat masing-masing dari pH 3.8; 4.7; 5.0; 5.3; dan 5.9

Kocoklah campuran dengan baik, lalau catat derajat kekeruahnya setelah 0, 10, dan 30 menit.

Perhatikan hasilnya, yaitu pada tabung beberapa bentuk endapan maksimal

Selanjutnya panaskan semua tabung di dalam penangas air.

Amati hasilnya. Pembentukan endapan kekeruhan, palng cepat atau paling banyak merupakan titik isoelektriknya.

BAB IV

HASIL DAN PEMBAHASAN

A. Uji BiuretNo.Zat UjiHasil Uji BiuretPolipetida (+/-)

1Albumin 2 %Berwarna Ungu+

2Gelatin 2%Berwarna Violet+

3Kasein 0.5%Berwarna Ungu+

4Glisin 2%Berwarna Biru-

Polipeptida mempuyai perbedaan dengan protein. Polipeptida mempunyai residu asam amino 100 dan dan bobot mulekul 6.000. Sedangkan, pada protein residu asam amnionya 100 dan bobot mulekulnya 6.000. Pada praktikum ini, zat uji Glisin menunjukkan hasil negatif dengan indikasi terbentuknya warna biru adalah karena tidak adanya ikatan peptida. Glisin adalah salah satu asam amino esenial dengan rumus bangun NH2CH2CO2H. Sedangkan pada Albumin, Gelatin dan Kasein rumus bangunya lebih kompleks dan mengikat dua atau lebih asam amino esensial , sehingga terbentuk ikatan peptida.

Berikut gambaran proses pembantukan ikatan peptida :

Ikatan peptida

Jadi, ikatan peptida hanya terbentuk apabila ada dua atau lebih asam amino esensial yang bereaksi.

B. Uji Ninhidrin

No.Zat UjiHasil Uji NinhidrinAsam amino bebas (+/-)

1Albumin 2 %Berwarna Ungu+

2Gelatin 2%Berwarna Ungu+

3Kasein 0.5%Bening-

4Pepton 2%Berwarna Merah Muda-

5Fenilanalina Berwarna Ungu+

Asam amino bebas adalah asam amino dimana gugus aminonya tidak terikat. Pada praktikum di atas, albumin, gelatin, dan fenilanalina membentuk warna ungu kaena dapat bereaksi dengan Ninhidrin. Hal ini menandakan ketiga zat uji tersebut mempunyai gugus asam amino bebas.

Sebaliknya, pada kasein dan pepton tidak diperoleh indikasi terbentuk atau adanya asam amino bebas, karena reaksi dengan ninhidrin tidak berwarna sampai membentuk warna merah muda. Semakin banyak ninhidrin pada zat uji yang dapat bereaksi, semakin pekat warnanya. Hal ini juga mendasari bahwa uji Ninhidrin dapat digunakan untuk menentukan asam amino secara kuantitatif.

C. Uji Xantoprotein

No.Zat UjiHasil Uji XantoproteinAsam amino berinti benzena (+/-)

1Albumin 2 %Lapisan Jingga+

2Gelatin 2%Bening-

3Kasein 0.5%Lapisan Merah-

4Triptofan 2%Lapisan Kuning Jingga+

Ada sebagian peptida dan protein yang mempunyai gugus asam amino berinti benzena. Seperti fenilanalina, tirosin, albumin, riptofan dan lain sebagainya. Pada praktikum di atas, hasil positif pada zat uji albumin dan triptofan mengindikasikan keduanya terdapat inti benzena, yaitu dengan indikasi terbentuknya lapisan jingga atau kuning jingga.

Sedangkan, pada kasein dan gelatin menghasilkan lapisan merah dan bening mengindikasikan negatif. Berikut contoh struktur bangun protein yang berinti benzena :

CH2CHCO2OH

NH2

Feinilanalina

D. Uji Kelarutan ProteinNo.Zat UjiAkuadestilataHCl 10 %NaOH 40 %Alkohol 96 %Kloroform

1AlbuminLarutLarutTidak LarutLarutTidak Larut

2GelatinLarutLarutTidak LarutLarutTidak Larut

Protein mempunyai kemampuan untuk larut pada beberapa zat pelarut, karena pada dasarnya ia bersifat amfoter. Pada praktikum di atas, protein (albumin dan gelatin) tidak larut hanya pada NaOH 40 % dan kloroform. Karena, keduanya adalah pelarut lemak.

E. UJI Penentuan Titik Isoelektrik Protein

No. TabungpHPengamatan Endapan, sedikit atau banyak

13.80; Endapan Banyak10; Endapan Banyak30; Endapan Banyak

24.70; Endapan Sedikit10; Endapan Sedikit30; Endapan Sedikit

35.00; Tidak Ada10; Tidak Ada30; Tidak Ada

45.30; Tidak Ada10; Tidak Ada30; Tidak Ada

55.90; Tidak Ada10; Tidak Ada30; Tidak Ada

Setelah dipanaskanm, hasilnya sama dengan hasil semula.

Pada praktikum di atas, semaikn kecil pH buffer asetatnya, semakin banyak endapannya. Karena pH yang kecil dan benyak membantuk endapan berarti selisih muatan listriknya antara yang positif dan negatif sama. Sehingga, tidak dapat bergerak dan membantuk endapan atau warna keruh. Jadi, pada pH 3,8 dan 4,7 sebagai dua pH terkecil dapat membentuk endapan, karena terbentuk muatan negatif dan positif yang sama.

BAB V

KESIMPULAN

Albumin, Gelatin, Kasein positif Polipetida. Sedangkan, Glisin negatif.Pada Albumin, Geltain, Fenilanalin, terdapat asam amino bebas. Sedangkan Kasein dan Pepton tidak.Pada Albumin dan Triptofan inti asam aminonya berupa benzena. Sedangkan Gelatin dan Kasein tidak.Protein (Albumin dan Gelatin) larut pada akuadestilata, HCl 10 %, dan alkohol 96 %. Dan tidak larut pada NaOH 40 % dan kloroform.Semakin kecil pH Buffer asetat pada uji Isoelektrik, semakin banyak endapan yang terbentuk.

BAB VI

DAFTAR PUSTAKA

Jalip, I.S. 2008. Penuntun Praktikum Kimia Organik. Laboratorium Kimia Fakultas Biologi Universitas Nasional. Jakarta.

Robinson, Trevor. 1995. Kandungan Organik Tumbuhan Tinggi. Penerbit ITB. BandungDiposkan oleh Matsrial Putra R di 18.06 Reaksi:

0 komentar:

Poskan Komentar

kritiklah apa yang bisa anda kritik...... sebelum kritik itu dilarang.

Posting Lebih Baru Beranda Langgan: Poskan Komentar (Atom) Lencana FacebookMatsrial Putra | Buat Lencana Anda Lencana FacebookProfil

Buat Lencana Anda Pengikut

I.2 Tujuan Percobaan1.Menentukan protein dari golongan asam asam amino fenolik seperti tirosin.2.Uji protein kali ini merupakan uji kualitatif, oleh sebab itu percobaan ini bertujuan untuk mengetahui ada tidaknya kandungan protein dalam sampel yang diamati.3.Untuk mengetahui adanya asam amino bebas dari pembentukan senyawa aldehid disertai dengan pembebasan CO2 + NH34.Untuk menentukan dua atau lebih ikatan peptide pada protein