UNIVERSIDAD ESTATAL PENINSULA DE SANTA

ELENA

FACULTAD DE CIENCIAS DEL MARESCUELA DE BIOLOGIA MARINA

TEMA:

COMPARACIÓN DEL NIVEL PROTEICO DEL HÍGADO EN 4 ESPECIES DE PECES COMERCIALES DE LA

PROVINCIA DE SANTA ELENA DURANTE NOVIEMBRE 2011-FEBRERO 2012

INFORME FINAL

ASIGNATURA:

BIOQUÍMICA

DOCENTE:

Q.F. MERY RAMÍREZ

INTEGRANTES

SAÁ GÓMEZ JOSÉ DANIELSUÁREZ LAINEZ ALEXIS HERNÁN

VITERI SANTANA ERMEL ROLANDO

Santa Elena 2012

Índice.1. INTRODUCCIÓN:........................................................................................................1

1.1.1. Proteínas............................................................................................................1

1.1.2. Composición......................................................................................................1

1.1.3. Estructura...........................................................................................................1

1.1.4. Propiedades químicas.......................................................................................2

1.1.5. Clasificación.......................................................................................................2

1.1.6. Función de las proteínas...................................................................................3

1.2. El valor nutritivo de Pescados y Mariscos............................................................3

1.3. Principales características generales de las especies estudiadas..........................5

1.3.1. HOJITA:.............................................................................................................5

1.3.2. SARDINA:..........................................................................................................6

1.3.3. PÁMPANO:........................................................................................................6

1.3.4. CARITA:.............................................................................................................8

2. OBJETIVOS:.............................................................................................................10

2.1. Objetivo General.................................................................................................11

2.2. Objetivos específicos:.........................................................................................11

2.3. Hipótesis:............................................................................................................11

3. METODOLOGÍA........................................................................................................11

3.1 Área de estudio:...................................................................................................11

3.2. Tratamiento y análisis de muestras:...................................................................12

3.3. Materiales:..........................................................................................................12

3.4. Métodos:.............................................................................................................13

3.4.1 Procedimiento...............................................................................................13

3.4.2 Determinación de la concentración...............................................................13

4. RESULTADOS:.........................................................................................................14

5. CONCLUSIÓN:..........................................................................................................17

6. RECOMENDACIONES:............................................................................................18

7. ANEXOS

8. BIBLIOGRAFÍAS

1. INTRODUCCIÓN:

1.1.1. Proteínas

Las proteínas están consideradas como el constituyente más importante de

cualquier célula viviente y representan el grupo químico más abundante en el

cuerpo de los animales, con excepción del agua; en promedio, las proteínas

son componentes esenciales tanto del núcleo celular como del protoplasma

celular y por lo tanto constituyen el grueso del tejido muscular, órganos

internos, cerebro, nervios y piel.

1.1.2. Composición

Las proteínas son compuestos orgánicos muy complejos con un alto peso

molecular. En común con los carbohidratos y lípidos, sus elementos

constitutivos son carbono (C), hidrógeno (H) y oxígeno (O) y además contienen

alrededor de un 16% de nitrógeno (N: rango 12–19%), y en ocasiones fósforo

(P) y azufre (S).

1.1.3. Estructura

Las proteínas difieren de otras macromoléculas biológicamente importantes,

tales como los carbohidratos y lípidos en su estructura básica. Así por ejemplo;

en contraste con la estructura de dichos grupos químicos, que a menudo están

formados por la repetición de unidades idénticas o muy similares (p. ej. la

glucosa es la unidad que se repite como elemento constitutivo del almidón,

glicógeno y celulosa), las proteínas por el contrario, pueden estar formadas

hasta por 100 unidades básicas diferentes (aminoácidos). Por lo que

consecuentemente es posible tener una gran variabilidad y rango de

compuestos, no sólo en relación a la composición, sino también en cuanto a la

forma de la proteína.

1

1.1.4. Propiedades químicas

Las proteínas son compuestos coloidales por naturaleza, con diferente grado

de solubilidad al agua, pasando desde la queratina que es insoluble, hasta las

albúminas que son altamente solubles. Todas las proteínas pueden ser

“desnaturalizadas” por el calor, ácidos fuertes, álcali, alcohol, acetona, úrea y

por sales de metales pesados. Cuando las proteínas son desnaturalizadas

pierden su estructura única, y consecuentemente poseen diferentes

propiedades químicas, físicas y biológicas (p. ej. inactivación de enzimas por el

calor).

1.1.5. Clasificación

Las proteínas pueden ser clasificadas en tres grupos principales de acuerdo a

su forma, solubilidad y composición química:

a. Proteínas fibrosas: son aquellas proteínas animales insolubles, que

generalmente son muy resistentes al desdoblamiento enzimático

digestivo. Las proteínas fibrosas existen como cadenas filamentosas

alargadas. Ejemplos de proteínas fibrosas incluyen el colágeno (principal

proteína del tejido conectivo), la elastina (presente en los tejidos

elásticos, tales como arterias y tendones), y la queratina (presente en el

pelo, uñas, lana y pezuñas de mamíferos).

b. Proteínas globulares: incluyen todas las enzimas, antígenos y proteínas

hormonales. Las proteínas globulares, a su vez se subdividen en

albúminas (proteínas solubles al agua coagulables con calor, se les

encuentra en el huevo, leche, sangre y en muchos vegetales); las

globulinas (insolubles o escasamente solubles en agua, están presentes

en el huevo, leche, sangre y sirven como principal reserva proteínica en

las semillas de vegetales); e histonas (proteínas básicas, de bajo peso

molecular, solubles al agua, se les encuentra en el núcleo celular,

asociadas con el ácido desoxirribonucleico-ADN).

c. Proteínas conjugadas: son proteínas que al ser hidrolizadas, dan lugar a

grupos no proteínicos y aminoácidos. Algunos ejemplos, incluyen las

2

fosfoproteínas (la caseína de la leche, fosvitina de la yema del huevo),

glicoproteínas (secreciones mucosas), lipoproteínas (membranas

celulares), cromoproteínas (hemoglobina, hemocianina, citocromo,

flavoproteínas), y nucleoproteínas (combinación de proteínas con ácidos

nucleícos, presentes en el núcleo celular).

1.1.6. Función de las proteínas

La función de las proteínas puede ser resumida como sigue:

Reparación del tejido dañado y desgastado (mantenimiento de tejido) y

formación de tejido nuevo (síntesis de nuevas proteínas durante el

crecimiento).

La proteína suministrada en la dieta, puede ser catabolizada y actuar

como fuente de energía o puede servir como substrato para la formación

de lípidos y carbohidratos en el tejido.

La proteína suministrada en la dieta, es requerida dentro del cuerpo del

animal para la formación de hormonas, enzimas y una variedad muy

amplia de otras substancias biológicamente importantes, tales como los

anticuerpos y hemoglobina.

1.2. El valor nutritivo de Pescados y Mariscos

Desde el punto de vista nutritivo, el pescado es un alimento con una

composición parecida a la de la carne, aunque también con marcadas

diferencias.

Su composición nutritiva y el valor energético difieren según la especie. Incluso

dentro de la misma varía en función de diversos factores, como la estación del

año y la época en que se captura, la edad de la pieza, las condiciones del

medio en el que vive y el tipo de alimentación.

3

El agua, las proteínas y las grasas son los nutrientes más abundantes y los que

determinan aspectos tan importantes como su valor calórico natural, sus

propiedades organolépticas (las que se aprecian por los sentidos: olor, color,

sabor), su textura y su capacidad de conservación.

El contenido medio de proteínas de pescados y mariscos es de 18 gramos por

cada 100 gramos de alimento comestible, si bien los pescados azules y los

crustáceos pueden superar los 20 gramos de proteínas por 100 gramos de

producto. Es decir, 100 gramos de casi cualquier pescado aportan alrededor de

una tercera parte de la cantidad diaria recomendada de proteínas. La proteína

de pescados y mariscos es de elevado valor biológico, al igual que la que

contienen otros alimentos de origen animal, con un perfil de aminoácidos

esenciales muy parecidos entre ellos y este patrón apenas se altera tras los

procesos de congelación y secado a los que son sometidos algunos pescados.

El tipo de proteínas del pescado es lo que determina su textura o consistencia,

su digestibilidad, su conservación, así como los cambios de sabor y color que

experimenta el pescado durante su trayectoria comercial hasta llegar al

consumidor. En concreto, el pescado posee una proporción de colágeno

inferior a la carne. El colágeno es una proteína del tejido conjuntivo que

confiere mayor firmeza y dureza, motivo por el cual el pescado es más tierno y

es más fácil de digerir que la carne y el marisco.

4

1.3. PRINCIPALES CARACTERÍSTICAS GENERALES DE LAS ESPECIES

ESTUDIADAS

1.3.1. HOJITA: Nombre científico: Chloroscombrus orqueta

Nombre común: hojita

Clasificación científica

Reino: Animalia

Filo: Chordata

Clase: Actinopterygii

Subclase: Neopterygii

Infraclase: Teleostei

Superorden: Acanthopterygii

Orden: Perciformes

Familia: Carangidae

Género: Chloroscombrus

Especie: C. orqueta

Distribución geográfica

Se encuentra desde el sur de California (Estados Unidos) hasta el Perú, incluyendo el Golfo de California.

Orqueta, Bonito ojón, Casabe, Jurel pardo, Jurel citarita, Horqueta del Pacífico

Se distingue por su forma ovalada, muy comprimido, con el perfil ventral más convexo que el perfil dorsal; radios dorsales VIII + I, 25-28; radios anales II + I, 25-28; sin aletillas detrás de la aleta dorsal y anal; línea lateral con un arco anterior pronunciado y corto; 6-12 escudetes muy débiles en la base de la cola; cuerpo escamado.

Cuerpo y cabeza color azul oscuro metálico arriba, plateado en los costados y el vientre; una mancha oscura en el borde superior del opérculo; también tiene una mancha negra en forma de montura en la parte superior de la base de la cola; aleta caudal amarilla.

Tamaño: hasta 31 cm.

Hábitat: pelágico, forma cardúmenes en ambientes costeros de poca profundidad, también entra en esteros.

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1.3.2. SARDINA:

Nombre Científico: Sardinops sagax sagax

Nombre Común: Sardina

Nombre en Inglés: Sardine

Nombre FAO: Sardina peruana.

Característica de la especie

La sardina es una especie pelágica, con cuerpo alargado y grueso que se

adelgaza hacia el vientre. Cabeza aguda, aplanada por arriba y en los lados

moderadamente comprimido; sus tamaños pueden alcanzar hasta los 36 cm de

longitud total. Presenta color azulino en el lomo y plateado en los lados; con

manchas oscuras a los costados. Viven en ambientes relativamente cálidos,

con rangos de temperatura del agua que oscilan entre 17° y 25°C. La salinidad

puede variar entre 34,8 y 35,3 UPS.

La sardina tiene hábitos gregarios formando cardúmenes.

Patrones de distribución y abundancia

La distribución de esta especie es amplia en el Pacífico Sur oriental, desde

Ecuador hasta Chile (01°39'– 37°00'S), incluyendo los alrededores de las Islas

Galápagos.

La distribución longitudinal alcanza las 200 millas náuticas e incluso sobrepasa

esta distancia. Verticalmente llegan hasta los 100 m de profundidad.

6

1.3.3. PÁMPANO:

NOMBRE CIENTÍFICO: PEPRILUS MEDIUS

FAMILIA: STROMATEIDAE

ORDEN: PERCIFORMES

CLASE: ACTINOPTERYGII

Distribución Geográfica:

Su distribución va desde 32° 437 N hasta 18° 20' S en el Océano Pacifico Oriental.

Es una especie bentopelágica costera de aguas cálidas y de fondos blandos,

forma cardúmenes y se distribuye desde el Golfo de California (México) hasta

Pisco (Perú) (CHIRICHIGNO & CORNEJO 2001). Se ubica a profundidades de

entre 10 y 40 m, y en varias zonas climáticas: Subtropical Norteño, Tropical

Norteño, Ecuatorial y Templado Sureño (DISCOVER LIFE 2009)

Composición química

Análisis proximal (%)

Humedad: 74.1 Grasa: 8.0 Proteína: 17.3

Talla mínima de captura

Mediante la R. M. Nº 371-2007-PRODUCE se estableció la talla mínima de

captura (TMC) de esta especie en 23 cm LT, con una tolerancia máxima de

ejemplares juveniles de 20 %, norma sustentada por el informe técnico de

IMARPE titulado “Aspectos biológico-pesqueros y talla mínima de captura de

“chiri” Peprilus medius (Peters) en el norte del mar peruano”.

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1.3.4. CARITA:

Nombre científico: Selene peruviana (Guichenot, 1866)

Nombre común: Espejo, jorobadito, pampanito

Nombre en inglés : Peruvian moonfish

Nombre FAO : [En] Pacific moonfish

Orden: Perciformes

Familia: Carangidae

Selene peruviana, tiene el cuerpo algo rectangular y muy comprimido, la

cabeza moderadamente alta con la nuca redondeada, el perfil del hocico-frente

es empinado y un poco cóncavo, los lóbulos de las aletas dorsal y anal son

cortos en los adultos, las aletas pélvicas son diminutas, los juveniles poseen las

espinas dorsales anteriores alargadas, las espinas de las aletas dorsal y anal

se hunden conforme crece el individuo, las aletas pectorales y la caudal son

amarillentas. Su color es plateado, aunque los juveniles presentan una mancha

negra en el costado.

Es una especie de hábitos carnívoros, que se alimenta de peces óseos y

crustáceos móviles bentónicos (camarones y cangrejos) BLASKOVIC’ et al

(2008), afirman que se alimenta preferentemente de crustáceos (eufáusidos) y

poliquetos (espiónidos). Los carángidos presentan desove pelágico y eliminan

un gran número de huevos pequeños que flotan .La época de máximo desove

ocurre entre los meses de marzo y mayo (VERA 2007).

Comercialmente, sus tallas varían entre 11 y 35 cm LT, y se encuentra

asociado principalmente al “chiri” Peprilus medius y al “pámpano” Trachinotus

paitensis (VERA 2007).

Se ubica en toda la columna de agua, a profundidades de entre 1 y 50 m, y en

varias zonas climáticas (Templado Norte, Subtropical Norteño, Tropical

Norteño, Ecuatorial y Templado Sureño). Es una especie endémica del Pacífico

Oriental Tropical (POT) y del Pacífico.

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Distribución

Es una especie costera que vive en toda la columna de agua, sobre fondos

arenosos, formando cardúmenes. Se distribuye desde Redondo Beach

(EE.UU.), el Golfo de California (México) hasta Bahía Chilca (Perú), aunque

ocasionalmente se desplaza hasta Callao y norte de Chile (CHIRICHIGNO &

CORNEJO 2001). Algunas veces, los juveniles se encuentran en esteros

salobres o en agua dulce.

Según Ma. Isabel Abdo de la Parra (2010) realizo un estudio en estudio en el

pargo lunarejo Lutjanus guttatus es una especie con un alto valor comercial en

el mercado mexicano y con potencial para su cultivo. Por esto, es necesario

determinar sus requerimientos nutricionales para desarrollar dietas específicas

y adecuadas para el desarrollo de esta especie, actualmente inexistentes en el

mercado mexicano. En el presente estudio, se evaluó el efecto de diferentes

niveles de proteína y lípidos totales en la dieta sobre el crecimiento y

supervivencia de juveniles de pargo lunarejos producidos en laboratorio. Se

formularon nueve dietas semipuras con tres niveles de proteína (40, 45 y 50%)

y tres niveles de lípidos (9, 12 y 15%), con las cuales se alimentaron durante 8

semanas a los juveniles de pargo luranejo (peso promedio = 2,2 ± 0,1 g)

producidos en criadero. Una vez finalizado el experimento, se determinó el

incremento en peso, tasa específica de crecimiento, factor de condición,

consumo de alimento, tasa de conversión alimenticia y porcentaje de

supervivencia de los organismos. Los peces alimentados con las dietas de 45 y

50% de proteína y sus tres niveles de lípidos obtuvieron mayor incremento en

peso corporal y mejores tasa de conversión alimenticia que los organismos

alimentados con las dietas de 40% de proteína y sus tres niveles de lípidos. La

supervivencia, consumo de alimento y factor de condición no fueron afectados

por los diferentes tratamientos. Estos resultados indican que los juveniles de

pargo lunarejo requieren por lo menos 45% de proteína y 9% de lípidos totales

en la dieta, para su mayor crecimiento y supervivencia.

Según Risco Orbe (2005) realizó un proyecto que tuvo como la finalidad de

determinar el efecto del alimento extruido con tres niveles de proteína (35, 40 y

9

45%) en el crecimiento de alevinos de paiche en las instalaciones del Instituto

de Investigaciones de la Amazonía Peruana IIAP – Quistococha. El estudio se

realizó durante los meses de Agosto del 2005 a Enero del 2006 con una

duración de 104 días, utilizándose 45 alevinos de paiche (86.84 ± 15.73 g). Se

utilizaron tres dietas extrusadas (tratamientos) por triplicado con diferente nivel

de proteína. Los peces fueron alimentados diariamente con una tasa

equivalente al 3% de la biomasa corporal, registrándose el crecimiento en peso

y longitud en muestreos quincenales. Los resultados nos revelan que hubieron

diferencias significativas (p<0,05) entre los tratamientos, siendo que los peces

sometidos al T1 presentaron los niveles más bajos de rendimiento que aquellos

sometidos a los tratamientos T2 y T3, no existiendo diferencias significativas

entre los dos últimos, sin embargo los mejores resultados fueron obtenidos en

los peces alimentados con el T2 (Peso final de 581,1 g y TCAA de 1,27).

10

2. OBJETIVOS:

2.1. Objetivo General

Comparar el nivel proteico existente en el hígado de 4 especies de peces

comerciales, mediante método de Bradford por espectrofotometría obteniendo

la información estadística necesaria del órgano estudiado de cada especie.

2.2. Objetivos específicos:

Determinar la concentración proteica del tejido hepático de cada una de

las especies mediante el método de Bradford por Espectrofotometría.

Aplicar las fórmulas estadísticas relacionándolas con la biometría,

concentración de proteínas de cada de las especies analizadas.

2.3. Hipótesis:

Ho: Cada una de las especies estudiadas posee en su hígado la misma concentración de proteínas.

Ha: Las especies estudiadas difieren en la concentración proteica de su tejido hepático.

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3. METODOLOGÍA

3.1 Área de estudio:

Los especímenes fueron comprados en el mercado Central de la Libertad

ubicado en la provincia de Santa Elena.

3.2. Tratamiento y análisis de muestras:

Las muestras fueron analizadas en el laboratorio de ciencias químicas y

biológicas de la Universidad Estatal Península de Santa Elena

3.3. Materiales:

3 Matraz volumétrico de 1000

ml

6 matraces volumétricos de

100 ml

4 Cápsula de porcelana

4 Pipeta de 5 y 10 ml.

Pipeta Pasteur

6 Vasos precipitación de 50

ml

2 Peras de succión

3 Micropipetas

1 Balanza analítica

1 pHmetro

1 Centrífuga

1 Espectrofotómetro

5 cubetas

24 Puntas desechables

1 Caja de papel aluminio

1 Hielera

1 Calentador

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3.4. Métodos:

Extracción de proteínas:

Solución Stock: buffer de extracción alcalina pH 7.5

TRIZ BASE 50 mM

EDTA 10 Mm

ACIDO ASCÓRBICO 0.2%

CLORURO DE SODIO 150 Mm

MERCAPTO ETANOL 140 ul por cada 100 ml de buffer ( * )

PMSF 50 ul por cada ml de buffer ( * )

TTRITON AL 1.5%

( * ) El Mercapto etanol y el PMSF se adiciona en el momento de realizar la

extracción.

3.4.1 Procedimiento.

1. Maceramos las muestras

2. Adicionamos buffer de extracción alcalina, según la relación 1:3

3. Incubamos por un día en hielo.

4. Centrifugamos a 13000 rpm por 10 minutos.

5. Recolectamos el sobrenadante

3.4.2 Determinación de la concentración

Espectrofotometría a 595nm

Método de Bradford.

1. Preparamos el Bradford; relación 1:4 (para 5ml),

Donde: 1 = 1 ml Bradford concentrado.

4 =4 ml de agua destilada.

2. Preparamos lo suficiente para el número total de muestras.

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Preparación de la muestra:

1. Pipeteamos 10 ul de muestra más 500 ml de Bradford diluido

2. Mezclamos e incubamos por 20 minutos en la oscuridad

Preparación de solución de tinción Coomassie para la curva estándar:

AZUL DE COOMASSIE BLUE R-250 5mg

ETANOL 2.3 ml

ACIDO FOSFÓRICO 5 ml

AGUA DESTILADA

4. RESULTADOS:

Análisis efectuado en las 4 especies de pescado

Tabla 1.

Gráfico 1.

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CONTENIDO DE PROTEINAS EN EL HIGADO DE PESCADO EN mg/g

Especímenes Diciembre Enero Febrero PromedioCarita 0,2483752 0,171445 0,181183 0,2003344

Hojita 0,24448 0,182806 0,189298 0,192003

Pámpano 0,215266 0,190921 0,169822 0,2042837

Sardina 0,2602231 0,189298 0,16333 0,205528

Gráfico 2.

Gráfico 3.

15

CARITA PAMPANO SARDINA HOJITA0

0.05

0.1

0.15

0.2

0.25

0.3

CONTENIDO PROTEICO EN EL HIGADO DE PESCADO EN mg/g

DiciembreEneroFebrero

Canti

dade

s en

mg

Selen

e peru

viana

Chlorosco

mbrus o

rqueta

Peprilu

s med

ius

Sard

inops sag

ax

0.185

0.19

0.195

0.2

0.205

0.21

Promedio de proteinas por especies en mg/g

Nivel proteico

1 2 30

5

10

15

20

25

30

Relación de talla de cada una de las especies

CARITAHOJITAPAMPANOSARDINA

talla

s en

cm

Gráfico 4.

1 2 30

50

100

150

200

250

300

Relación de masa de cada una de las especies

CARITAPAMPANOSARDINAHOJITA

mas

a en

g

Gráfico 4. Curva de calibración de la solución de Bradford

16

0 0.2 0.4 0.6 0.8 1 1.2 1.4 1.60

0.05

0.1

0.15

0.2

0.25

0.3

0.35

0.4

f(x) = 0.162297005496209 x + 0.147103545683972R² = 0.998335339222808

Curva de calibración

Diluciones

Abso

rvan

cia d

e la

mue

stra

5. CONCLUSIÓN:

Fue de vital importancia comprobar la presencia de proteínas en el hígado de

los peces estudiados antes del análisis, tanto cualitativa como

cuantitativamente, mediante la adición del reactivo Ninhidrina específico y

muy determinante el cual nos dio positivo.

En base a los resultados obtenidos determinamos que las cuatro especies

difieren en su contenido proteico, a lo cual nosotros relacionamos con su

disminución de peso y talla durante los análisis. Analizando la hipótesis que

menciona: Ho: Cada una de las especies estudiadas posee en su hígado la

misma concentración de proteínas y la Ha: Las especies estudiadas difieren

en la concentración proteica de su tejido hepático; en la cual se acepta la

hipótesis alternativa porque si existen diferencias, la especie con mayor

contenido proteico fue la sardina con un 20.6%, seguido por el pámpano con

20,4% y con unas décimas de diferencia la hojita y la carita con 19% y 20%

respectivamente.

6. RECOMENDACIONES:

Al ser el hígado uno de los órganos menos estudiado de los peces, se

recomienda analizar otros factores tales como lípidos, carbohidratos

totales un estudio microbiológico entre otros con el fin de crear una

información de contenido nutricional.

Se recomienda realizar una técnica específica para obtener

proteínas totalmente puras, esto disminuirá el margen de error al leer las

muestras.

Realizar estudios comparativos con otros órganos internos de los peces

estudiados para determinar el contenido proteico.

17

Analizar el contenido de proteínas de otras especies comerciales para

comparar los resultados actuales determinando cual es más rico

nutricionalmente.

18

7. ANEXOS:

Preparación de reactivos:

Chloroscombrus orqueta

Peprilus mediusSelene peruviana

Sardinops sagax

Buffer de extracción:

Reactivo de Bradford:

Primera etapa:

Extracción del hígado en los peces capturados.

Cortamos la piel del pescado y extraemos el hígado

Pesamos el hígado

Segunda etapa:

Extracción y conservación de las proteínas:

Colocamos la muestra de Adicionamos 3ml de buffer de extracción

Obtuvimos cada una de las muestras del análisis respectivo

Tercera etapa

Análisis de la

concentración de proteínas

Centrifugamos durante 10 minutos 13000 rpm

Recolectamos el sobrenadante

Incubamos en hielo durante 24 horas

Maceramos hasta obtener una mezcla homogénea

Colocamos en un tubo eppendor

Análisis cualitativo de proteínas en una muestra utilizando el reactivo de la Ninhidrina

Extraimos 20ul y colocamos en una cubeta

Adicionamos 3ml del Bradford diluido

8. BIBLIOGRAFÍAS:

Revista de Biología Marina y Oceanografía Efecto de diferentes niveles de proteína y lípidos totales en la dieta sobre el crecimiento y supervivencia de juveniles de pargo lunarejo Lutjanus guttatus Vol. 45, Nº3: 433-439, diciembre de 2010.

Cervera Pilar, Claper Jaime, Rigolfas Rita. Alimentación y dietoterapia. Segunda Edición. Mc Graw Hill. España 1993.

Revista Bioanálisis. Diagnostico bioquímico. Numero 1. Editorial Khunz. Enero 2005.

CRESCENCIO, R. 2001. Treinamento alimentar de alevinos de pirarucú, Arapaima gigas (Cuvier, 1829), utilizando atrativos alimentares. Disertação de Maestrado. Instituto Nacional de Pesquisas da Amazônia. Manaus-Brasil.

Cho C.Y. 1987. La energía en la nutrición de peces. pp 197-243. En: Nutrición en Acuicultura.Vol II. J. Espinosa de Los Monteros y U. Labarta Editores. FEUGA-CAICYT, Madrid, España. 318 pp.

Gracia-López V, T García-Galano, G Gaxiola-Cortés & J Pacheco-Campos. 2003. Efecto del nivel de proteína en la dieta y alimentos comerciales sobre el crecimiento y la alimentación en juveniles del robalo blanco, Centropomus undecimalis (Bloch, 1792) Ciencias Marinas 29(4B): 585-594.

Morales-Nin B. 1991. Determinación del crecimiento de peces óseos en base a la microestructura de los otolitos. FAO Documento Técnico de Pesca 322: 1-58.

Tacon JA. 1989. Nutrición y alimentación de peces y camarones cultivados. Manual de capacitación. GCP/RLA/102/ITA Proyecto Aquila II. FAO Documento de Campo 4: 1-572.